Biosíntesis de carotenoides: consideraciones generales

167 9. biosÍntesis de carotenoides: consideraciones generales M. Águila Ruiz-Sola y Manuel Rodríguez-Concepción biosíntesis de Carotenoides: ConsideraCiones generales introducción Los carotenoides son sintetizados por todos los organismos fotosintéticos (incluidas las plantas) y algunas bacterias y hongos no fotosintéticos. Con algunas pocas excepciones (Moran y Jarvik, 2010), los animales no pueden sintetizarlos sino que los obtienen a través de la dieta. Los carotenoides desempeñan numerosas y diversas funciones en el mundo vegetal dentro del metabolismo primario y secundario de las plantas. La síntesis de carotenoides en las plantas es ubicua y ocurre en todos los tipos de plastos. Entre sus funciones, los carotenoides son pigmentos que proporcionan color entre el amarillo y el rojo a flores, frutos y semillas de numerosas especies vegetales, y actúan como señales visibles para los animales que contribuyen a la polinización o la dispersión de las semillas. En estos órganos, los carotenoides se acumulan en plastos especializados en su almacenamiento elevado que se denominan cromoplastos Capítulo 9 168 9. Biosíntesis de carotenoides: consideraciones generales (Deruère et al., 1994; Simkin et al., 2007). En los cloroplastos de los tejidos verdes (fotosintéticos), la biosíntesis de carotenoides también es elevada pero, a diferencia de los anteriores, el perfil de carotenoides no varía entre distintas especies vegetales sino que se mantiene constante (45% de luteína, 25-30% de b-caroteno y 10-15% de las b,b-xantofilas violaxantina y neoxantina) (Britton, 1993), con escasas excepciones. En los cloroplastos, los carotenoides se asocian con las clorofilas y las proteínas que forman los complejos fotosintéticos en las membranas tilacoidales, donde colaboran en la captación de luz y desempeñan un papel fundamental en la fotoprotección contra el exceso lumínico (DemmigAdams, Gilmore y Adams, 1996). Como consecuencia de la gran acumulación de clorofilas en las hojas, los colores de los carotenoides sólo se hacen visibles cuando éstas se degradan y resultan en los colores otoñales característicos de muchos bosques de las áreas templadas del planeta. Aunque en niveles mucho más reducidos, los carotenoides también se producen en los etioplastos de las plántulas germinadas y crecidas en la oscuridad, donde facilitan la transición al desarrollo fotosintético una vez que emergen a la luz (Park et al., 2002; Rodríguez-Villalón, Gas y Rodríguez-Concepción, 2009). La síntesis de carotenoides también tiene lugar en leucoplastos, como los que se encuentran en las raíces. En la mayoría de las especies vegetales, la presencia de carotenoides es tan baja que las raíces permanecen incoloras al ojo humano (Howitt y Pogson, 2006). Sin embargo, algunas especies vegetales, como la zanahoria y la yuca, presentan variedades que acumulan grandes cantidades de carotenoides en cromoplastos que se diferencian en estos órganos. En todos los tipos de plastos, los carotenoides son precursores de importantes hormonas, como el ácido abscísico (ABA) y las estrigolactonas (SL), responsables de la regulación de numerosos aspectos del desarrollo vegetal y de la interacción de las plantas con su medio (Nambara y Marion-Poll, 2005; Ruyter-Spira et al., 2013). biosÍntesis Los carotenoides son isoprenoides plastídicos derivados del geranilgeranil difosfato (GGPP). En los plastos vegetales, el GGPP se produce fundamentalmente en la ruta del metileritritol 4-fosfato o vía del MEP (Ruiz-Sola y Rodríguez-Concepción, 2012). En este capítulo nos centramos en detallar las etapas biosintéticas de la ruta general de carotenoides en sí, es decir, a partir del GGPP. Algunas variantes y ramificaciones de esta vía troncal se tratarán en otros capítulos de este volumen. Del GGPP al fitoeno: fitoeno sintasa. El primer paso en la biosíntesis de carotenoides es la producción de la molécula de 40C fitoeno a partir de la condensación de dos moléculas de GGPP, reacción catalizada por la enzima fitoeno sintasa (PSY) (figura 1). PSY es la enzima probablemente más estudiada de toda la ruta. Cataliza una reacción de dos pasos: la condensación cabeza-cabeza de dos moléculas de GGPP para formar el intermediario de reacción pre-fitoeno difosfato, seguida de la eliminación del grupo fosfato mediante un reordenamiento complejo vía la neutralización de un carbocatión para formar el fitoeno (7,8,11,12,7’,8’,11’,12’-octahidro-Y,Y-caroteno) (Dogbo et al., 1988). Las enzimas PSY de plantas utilizan normalmente transGGPP como sustrato para generar 15-cis-fitoeno. En numerosas especies la actividad PSY está codificada por pequeñas familias génicas, como es el caso del tomate, el maíz, el arroz y la zanahoria entre otras (Giorio, Stigliani y 169 9. Biosíntesis de carotenoides: consideraciones generales D’Ambrosio, 2008; Fantini et al., 2013; Welsch et al., 2008; Li et al., 2008a, Li, Vallabhaneni y Wurtzel, 2008; Rodriguez-Concepcion y Stange, 2013). Por el contrario, la planta modelo Arabidopsis thaliana sólo presenta un único gen codificante para PSY (Ruiz-Sola y Rodríguez-Concepción, 2012). En los casos donde existen varias isoformas, se ha observado una especialización funcional entre ellas. Algunas están involucradas en la producción de carotenoides en tejido fotosintético rico en cloroplastos mientras que otras participan en la síntesis de estos compuestos en tejidos no fotosintéticos del fruto (PSY1 de tomate), el endospermo de la semilla (PSY1 de maíz) o la raíz (PSY3 de tomate, maíz y arroz). Además de esta expresión diferencial, fenómenos de splicing alternativo, así como variaciones alélicas sobre algunas isoformas de PSY en trigo, cebada, maíz y yuca constituyen mecanismos responsables de la síntesis de carotenoides, característica acentuada de algunas variedades de estas especies (Howitt et al., 2009; Rodríguez-Suárez, Atienza y Pistón, 2011; Shumskaya et al., 2012; figura 1. Biosíntesis de carotenoides en Arabidopsis. Los nombres de enzimas e intermediarios de la rama β,ε están señalados en verde y los de la rama β,β en azul. GGPP, geranilgeranil difosfato; PSY, fitoeno sintasa; PDS, fitoeno desaturasa; Z-ISO, 15-cis-δ-caroteno isomerasa; ZDS, ζ-caroteno desaturasa; CRTISO, carotenoide isomerasa; LCYB, licopeno β-ciclasa; LCYE, licopeno ε-ciclasa; BCH1/2, β-caroteno hidroxilasa 1/2; VDE, violaxantina deepoxidasa; ZEP, zeaxantina epoxidasa; NSY, neoxantina sintasa. 170 9. Biosíntesis de carotenoides: consideraciones generales Del fitoeno al licopeno: desaturasas e isomerasas En los siguientes pasos de la ruta biosintética el isómero 15-cisfitoeno se transforma en trans-licopeno mediante una serie de cuatro desaturaciones y dos isomerizaciones. Estas reacciones van aumentando el número de dobles enlaces conjugados de la cadena hidrocarbonada que se traduce en un cambio de la absorción de luz hacia longitudes de onda mayores y, por lo tanto, en la aparición del color rojo característico del licopeno. Para la desaturación del fitoeno se han descrito dos tipos de enzimas desaturasas totalmente diferentes. En bacterias (excepto cianobacterias) y hongos, una sola enzima CrtI cataliza el proceso completo de desaturación (Sandmann, 2009). Sin embargo, en plantas y cianobacterias, las cuatro desaturaciones se realizan en dos pasos catalizados por dos enzimas filogenéticamente relacionadas: la fitoeno desaturasa (PDS) que reduce el fitoeno a z-caroteno pasando por el intermediario fitoflueno y la enzima z-caroteno desaturasa (ZDS) que produce cis-licopeno vía neurosporeno (figura 1). Cada una de estas desaturasas están codificadas por un único gen en Arabidopsis y en la mayoría de plantas (Dong et al., 2007; Qin et al., 2007; Chaudhary et al., 2010); al igual que PSY, son activas en asociación con membranas. En Arabidopsis se han identificado en la membrana externa del cloroplasto, si bien PDS se ha detectado también en fracciones tilacoides y ZDS en el estroma (Joyard et al., 2009; Mann et al., 2000; Ruiz-Sola y Rodríguez-Concepción, 2012). Formas inactivas de PDS también se han encontrado asociadas con chaperonas moleculares en fracciones solubles de diferentes tipos de plastos (Al-Babili et al., 1996; Bonk et al., 1997), lo que sugiere que la formación de estos complejos es necesaria para anclarla a las membranas plastídicas y por lo tanto para su actividad. La PDS se ha encontrado asociada con un gran Welsch et al., 2010). En Arabidopsis, el único gen que codifica para PSY presenta una expresión ubicua incluyendo tejido fotosintético y no fotosintético (Welsch et al., 2003; Ruiz-Sola et al., 2014) y se coexpresa con la mayoría de los genes de la ruta carotenogénica y de la vía del MEP y el metabolismo fotosintético (Meier et al., 2011). La actividad PSY se encuentra asociada con membranas en todos los tipos de plastos, como por ejemplo en amiloplastos de maíz (Li et al., 2008b). En un estudio detallado sobre Sinapis alba, se estimaron los niveles de proteína y actividad PSY en distintas fracciones plastídicas (membrana externa, estroma y pellet membranoso que incluía los tilacoides) de plántulas en desetiolación, donde la producción de carotenoides está activada (Welsch et al., 2000). En este estudio se detectó la proteína PSY en estroma y pellet membranoso mientras que la actividad PSY sólo se detectó en esta última fracción, siendo mucho más alta en cloroplastos que en etioplastos, lo que confirma que la asociación con membranas es esencial para la actividad de esta enzima (Welsch et al., 2000). Shumskaya et al. (2012) han demostrado recientemente que las proteínas de Arabidopsis, arroz y maíz (excepto la isoforma PSY1 de maíz) se localizan en plastoglóbulos, estructuras lipoproteicas que se asocian con los tilacoides y que participan en la biosíntesis y el almacenaje de isoprenoides, entre ellos los carotenoides y otros lípidos (Bréhélin, Kessler y Van Wijk, 2007; Austin et al., 2006). En otros trabajos se ha demostrado que PSY se encuentra integrada en un complejo multiproteico de unos 200 KDa que alberga otras enzimas para la síntesis de GGPP en el cromoplasto de pimiento y tomate (Camara, 1993; Fraser, Schuch y Bramley, 2000). La función de este complejo asociado con membrana podría ser la de canalizar los precursores isoprenoides producidos por la vía del MEP en el estroma hacia la biosíntesis de carotenoides en las membranas plastídicas. 171 9. Biosíntesis de carotenoides: consideraciones generales conversión se denomina 15-cis-δ-caroteno isomerasa (Z-ISO), una proteína de membrana cuya actividad se requiere incluso en presencia de luz (Chen, Li y Wurtzel, 2010). Por otro lado, la enzima responsable de la isomerización del producto de ZDS (7,9,7’,9’-tetra-cis-z-licopeno o pro-licopeno) al trans-licopeno se denomina carotenoide isomerasa (CRTISO) (Isaacson et al., 2002; Park et al., 2002). Esta actividad también necesita la presencia de membranas y, de hecho, se ha identificado en la membrana externa del cloroplasto en Arabidopsis (Joyard et al., 2009). También requiere un cofactor de flavina adenina (FAD) aunque la reacción no parece implicar cambios redox (Yu et al., 2011). Del licopeno a los carotenoides cíclicos: ciclasas El primer punto de ramificación de la ruta de biosíntesis de carotenoides consiste en la ciclación de uno o ambos extremos de la cadena de C40 del todo-trans-licopeno. Una rama da lugar a carotenoides con dos anillos b (b-caroteno y sus xantofilas derivadas zeaxantina, violaxantina y neoxantina) mientras que en la otra se producen carotenoides con un anillo b y otro ε (a-caroteno y la xantofila luteína) (figura 42). La producción de carotenoides con dos anillos ε no es común en plantas con la excepción de la lactucaxantina, una ε,εxantofila que se acumula en la lechuga (Phillip y Young, 1995). Los anillos b y ε se diferencian únicamente en la posición del doble enlace. En el anillo b el doble enlace está conjugado con la cadena de polieno lo que resulta en una estructura rígida y una sola conformación posible. En el anillo ε por el contrario, el doble enlace no está conjugado y permite cierta rotación del anillo (figura 2). Mientras que los anillos b se encuentran en todos los organismos capaces de sintetizar carotenoides, la distribución de los anillos ε está mucho más restringida complejo molecular de unos 350 KDa, lo que es consistente con la existencia de un hipotético complejo multienzimático asociado con membrana que contiene las enzimas PDS, ZDS y otras necesarias para la formación de carotenoides cíclicos a partir de fitoeno (López et al., 2008). Además de la asociación con membranas, estas desaturasas necesitan diferentes cofactores para ejercer su actividad en el plasto. Entre ellos, las plastoquinonas se han descrito como las moléculas responsables de aceptar los electrones generados durante las reacciones de oxidación catalizadas por las enzimas PDS y ZDS (Norris, Barrette y DellaPenna, 1995). La reoxidación de estas quinonas está controlada por la enzima oxidasa plastídica terminal PTOX, que utiliza el oxígeno como aceptor final de electrones con la consecuente formación de agua (Carol y Kuntz, 2001). La falta de función PTOX en el mutante de tomate ghost genera defectos en la acumulación de carotenoides en hojas (cloroplastos) y frutos (cromoplastos), lo que indica la importancia de PTOX en la desaturación del fitoeno en tejidos fotosintéticos y no fotosintéticos. Sin embargo, estudios más recientes demuestran que la actividad PTOX no es indispensable en tejido verde y por lo tanto deben existir otros mecanismos independientes de PTOX responsables de la reoxidación del plastoquinol (Shahbazi et al., 2007). Entre ellos, el complejo NADH deshidrogenasa también puede catalizar esta oxidación (Endo et al., 2008; Nashilevitz et al., 2010). Si bien la enzima bacteriana CrtI es capaz de catalizar la conversión de 15-cis-fitoeno en trans-licopeno, en las plantas son necesarias dos actividades isomerasas extra para conseguir el mismo resultado. Como se observa en la figura 1, la actividad PDS produce el isómero 9,15,9’-tri-cis-zcaroteno pero el sustrato de la ZDS presenta una configuración del doble enlace 15-trans. La enzima responsable de esta 172 9. Biosíntesis de carotenoides: consideraciones generales que la proporción de b,b-carotenoides y b,ε-carotenoides depende de la cantidad relativa y la actividad de las enzimas LCYB y LCYE (Ronen et al., 1999; Bai et al., 2009). Se ha postulado la existencia de complejos con LCYB sola o con ambas actividades LCYB y LCYE para justificar la ausencia de ε,ε-carotenoides en la mayoría de las plantas (Cunningham y Gantt, 1998; Bai et al., 2009). Aunque aún no hay evidencias experimentales de la existencia de estos complejos, en Arabidopsis, la proteína LCYB se ha encontrado en la membrana externa del cloroplasto donde también se localizan las enzimas anteriores y posteriores en la ruta (Joyard et al., 2009). De los carotenos a las xantofilas: hidroxilasas, epoxidasas y más Los carotenos cíclicos pueden modificarse posteriormente mediante reacciones de hidroxilación para generar las xantofilas, el nombre genérico que reciben los derivados oxigenados de los carotenos. La hidroxilación en las posiciones C-3 y C-3’ de cada anillo de las moléculas de a-caroteno y b-caroteno da origen a las xantofilas luteína y zeaxantina respectivamente. Consecutivas epoxidaciones en las posiciones C-5,6 y C-5’6’ de los anillos 3-hidroxi b de la zeaxantina producen la violaxantina vía el intermediario monoepoxidado anteraxantina. La violaxantina puede ser deepoxidada para volver a la zeaxantina, lo que se conoce como el ciclo de las xantofilas, o por el contrario sufrir una abertura de uno de los epóxidos cíclicos y formar neoxantina (figura 3). Las enzimas encargadas de los primeros pasos oxidativos reciben el nombre de hidroxilasas. Se han encontrado dos tipos diferentes en plantas: las enzimas no-hemo di-hierro (BCH) que catalizan la hidroxilación de los anillos b y las enzimas a plantas, algas y cianobacterias, lo que sugiere que su formación ha evolucionado de forma independiente en estos organismos (Kim y DellaPenna, 2006). Las plantas presentan dos enzimas licopeno ciclasa diferentes que catalizan la producción de los anillos terminales b y ε, la b ciclasa (LCYB/CRTL-B) (Pecker et al., 1996) y la ε-ciclasa (LCYE/CRTL-E) (Cunningham y Gantt, 2001) respectivamente. Al igual que CRTISO, estas enzimas necesitan un cofactor de flavina adenina (FAD) aunque la reacción no parece requerir cambios redox (Mialoundama et al., 2010; Chen, Li y Wurtzel, 2010). En la mayoría de las plantas, la actividad LCYE viene codificada normalmente por un solo gen mientras que LCYB se codifica por un solo gen en algunas plantas, incluidas Arabidopsis, arroz y maíz o por pequeñas familias génicas en otras (Cunningham et al., 1996). Por ejemplo, en tomate se distinguen dos isoformas LCYB, mientras que la isoforma LCYB1 es activa en tejido verde, LCYB2 sólo funciona en tejido rico en cromoplastos como el fruto (Ronen et al., 2000). En Arabidopsis, la actividad LCYB cataliza una reacción en dos pasos que introduce un anillo b en cada extremo de la molécula de licopeno (Y,Y-caroteno) para producir b-caroteno (b,b-caroteno) vía g-caroteno (Y,b-caroteno). En la otra rama de la ruta, LCYE añade sólo un anillo ε en un extremo de la molécula de licopeno formando δ-caroteno (Y,ε-caroteno) y a continuación δ-caroteno se transforma en a-caroteno (b,εcaroteno) mediante la actividad LCYB (figura 3). A diferencia de la proteína de Arabidopsis, la actividad LCYE de lechuga es capaz de crear dos anillos ε dando lugar al ε-caroteno (ε,ε-caroteno), el precursor de la lactucaxantina (figura 4). De la misma manera, cuando no hay actividad LCYB, la enzima de maíz LCYE es capaz de catalizar la síntesis de ε-caroteno a partir de licopeno (Bai et al., 2009). En las plantas parece 173 9. Biosíntesis de carotenoides: consideraciones generales AL bajar en la ruta, en el ciclo de las xantofilas están involucradas las enzimas zeaxantina epoxidasa (ZEP) que controla una reacción en dos pasos para producir violaxantina y la violaxantina de-epoxidasa (VDE) que la convierte de vuelta en zeaxantina (figura 3) (Demmig-Adams, Gilmore y Adams, 1996; Cunningham y Gantt, 1998). Según se han descrito, en Arabidopsis estas dos actividades funcionan separadas por la membrana tilacoidal. En concordancia, la enzima ZEP se ha identificado en las membranas tilacoidales y externas del cloroplasto mientras que la enzima VDE sólo se ha encontrado en los tilacoides (Joyard et al., 2009). Por último, la violaxantina se convierte en neoxantina mediante la acción de la neoxantina sintasa (NSY) (figura 3) (North et al., 2007) que al igual que las anteriores se ha identificado en las membranas externas del cloroplasto (Joyard et al., 2009). En un trabajo reciente se ha identificado otro gen que es absolutamente necesario para la síntesis de neoxantina en Arabidopsis y tomate, aunque su función específica no está aún determinada (Neuman et al., 2014). Apocarotenoides y otros derivados formados por rotura oxidativa Mediante rotura oxidativa de carotenoides pueden obtenerse apocarotenoides (que también son carotenoides, aunque con menos de 40 átomos de carbono, como ya se ha indicado en el capítulo 1) y otros derivados. Estos compuestos pueden actuar como hormonas, pigmentos, aromas y sabores, compuestos de defensa y moléculas señalizadoras. Su síntesis está principalmente controlada por una familia de enzimas oxidativas que cortan específicamente dobles enlaces y tienen en común el requerimiento de un cofactor de hierro no hemo (Kloer y Schulz, 2006). En las plantas estas enzimas actúan como dioxigenasas y por lo tanto reciben el nombre en inglés de carotenoid cleavage dioxygenases (CCD). citocromo P450 (CYP97) que catalizan fundamentalmente la hidroxilación de ambos anillos b y ε. La especificidad y grado de solapamiento funcional de estas enzimas se ha estudiado ampliamente en Arabidopsis. Al menos existen cuatro genes codificantes para estas actividades en esta planta modelo: BCH1/CHYB1/CHY1 (Sun, Gantt y Cunningham, 1996), BCH2/ CHYB2/CHY2 (Tian y DellaPenna, 2001), CYP97A3/LUT5 (Kim y DellaPenna, 2006) y CYP97C1/CHYE/LUT1 (Tian et al., 2004). Las enzimas BCH son más activas hacia la hidroxilación de los anillos b del b-caroteno (aunque también pueden actuar sobre el del a-caroteno) y presentan una actividad muy reducida hacia los anillos ε. Las CYP97, por el contrario, prefieren el a-caroteno como sustrato. CYP97A3 es más activa hacia los anillos b que hacia los ε del a-caroteno mientras que CYP97C1 puede hidroxilar de manera eficiente ambos tipos de anillos (Kim et al., 2009; 2010). Además de esta especialización funcional, las enzimas BCH están codificadas por pequeñas familias génicas en la mayoría de las especies vegetales. Las isoformas BCH muestran normalmente patrones de expresión específicos y en plantas ricas en xantofilas al menos un parálogo se expresa con preferencia en los tejidos cromoplastídicos donde estos compuestos se acumulan (Bouvier et al., 1998; Du et al., 2010). En Arabidopsis, todas las enzimas CYP97 involucradas en la hidroxilación de carotenoides se han identificado en las membranas externas del cloroplasto (Joyard et al., 2009); sin embargo, no se conoce la localización de las proteínas BCH aunque la presencia de cuatro hélices transmembrana en su secuencia proteica sugiere que podrían encontrarse en las membranas externas o tilacoidales (Cunningham y Gantt, 1998). Recientemente se ha descrito la interacción entre las enzimas CYP97A y CYP97C en maíz, para convertir de forma sinérgica a-caroteno en luteína (Quinlan et al., 2012). 174 9. Biosíntesis de carotenoides: consideraciones generales b-caroteno, es capaz de inducir cambios en la expresión de genes nucleares bajo situaciones de estrés oxidativo (Ramel et al., 2012). Otros derivados de carotenoides aún por identificar se han descrito como esenciales para la formación de raíces laterales en Arabidopsis (Van Norman et al., 2014). La síntesis de otros derivados de carotenoides, como el pigmento amarillo microrradicina y la blumenina, con propiedades antifúngicas que secretan las raíces de numerosas plantas, el aroma b-ionona que favorece la atracción de animales polinizadores y los apocarotenoides colorantes bixina y crocina de las especias annatto y azafrán también está controlada por enzimas de la familia CCD y ampliamente revisada en (Walter y Strack, 2011). regulación de la biosÍntesis de los carotenoides En las plantas existen múltiples niveles de regulación de la síntesis de carotenoides, desde el control de la expresión de los genes que codifican enzimas biosintéticas hasta la regulación de la actividad de dichas enzimas, la capacidad de los plastos para almacenar carotenoides, o la presencia de procesos de degradación de estos metabolitos. En esta sección revisaremos brevemente algunos ejemplos ilustrativos de estos distintos niveles de regulación. Control de la expresión génica La expresión de los genes codificantes para enzimas implicadas en la biosíntesis de carotenoides responde en gran medida al estado de desarrollo de las plantas, que a su vez establece un estrecho vínculo con las condiciones Las hormonas ácido abcísico ABA y SL son quizá los derivados resultantes de la rotura oxidativa de carotenoides vegetales más estudiados. El ABA se produce a partir de las xantofilas violaxantina y neoxantina. Las enzimas encargadas de esta reacción se denominan cis-epoxicarotenoide dioxigenasas (NCED), las cuales son capaces de romper los isómeros cis de la violaxantina y la neoxantina. Hasta el momento, se desconocen las enzimas encargadas de la isomerización de estas xantofilas para generar los sustratos con configuración cis de las enzimas NCED. Los genomas vegetales contienen familias génicas codificantes para estas proteínas. En Arabidopsis, se ha descrito una familia de nueve miembros de los cuales cinco (NCED2, 3, 5, 6 y 9) parecen estar relacionados con la biosíntesis de ABA (Schwartz, Qin y Zeevaart, 2003; Iuchi et al., 2001). Entre ellas, NCED3 juega un papel esencial en la biosíntesis de la hormona bajo condiciones de estrés abiótico (Jia, 2002; Nambara y Marion-Poll, 2005). La síntesis de las SL ocurre a partir del isómero 9-cis-b-caroteno por la acción de las dioxigenasas CCD7 y CCD8 y otros pasos de isomerización, oxidación y reordenamiento todavía por determinar (Alder et al., 2012; Ruyter-Spira et al., 2013). Recientemente, la investigación en Arabidopsis está permitiendo descubrir otras moléculas derivadas de la rotura oxidativa de los carotenoides con funciones de señalización muy importantes. Se ha demostrado que la falta de función del gen BYPASS1 genera una señal en la raíz que se transmite al tejido aéreo provocando graves defectos en el desarrollo de la raíz y la parte aérea (Van Norman, Frederick y Sieburth, 2004). Aunque la identidad de esta señal no se ha determinado, se ha demostrado que tiene origen carotenoide y que su producción requiere la síntesis de b-caroteno y sus derivados, pero no está relacionada con las hormonas ABA ni SL (Van Norman y Sieburth, 2007). El b-ciclocitral, un derivado también del 175 9. Biosíntesis de carotenoides: consideraciones generales factores de transcripción MADS-box es capaz de regular la carotenogénesis mediante la unión directa del promotor de PSY1 y otros genes de la ruta en el fruto. Además, RIN también controla la expresión de genes involucrados en otros procesos asociados con la maduración, como la producción de etileno y la degradación de clorofilas (Fujisawa et al., 2013; Martel et al., 2011). En otro trabajo se ha demostrado la interacción entre RIN y otro factor de la familia, MADS1, que también tiene un papel importante en la maduración del fruto como modulador represivo (Dong et al., 2013). La regulación transcripcional de la carotenogénesis a lo largo de la maduración del fruto también se ha observado en otras especies como el pimiento y el naranjo (Hugueney et al., 1996; Kato et al., 2004; Rodrigo, Marcos y Zacarías, 2004). En Arabidopsis, el conocimiento de la importancia de las señales de desarrollo en el control de la carotenogénesis es muy limitado. Sin embargo, a partir de información publicada en bases de datos de expresión génica se ha establecido una correlación entre los niveles de expresión de los genes biosintéticos con el perfil de carotenoides observados en diversos órganos y estadios de desarrollo de esta planta (RuizSola y Rodríguez-Concepción, 2012). Señales ambientales La biosíntesis de carotenoides está controlada por factores ambientales, entre los cuales la luz constituye uno de los más importantes. Tanto en tejidos fotosintéticos como no fotosintéticos la luz es esencial en el ajuste del reloj circadiano de las plantas, un mecanismo que permite anticipar los cambios asociados con los periodos de luz y oscuridad (Millar, 2004). En Arabidopsis, muchos de los genes de la síntesis de carotenoides y de la vía del MEP muestran una oscilación diurna y una posible regulación circadiana, lo que sugiere que ambientales a las que se ven sometidas. Uno de los mejores ejemplos de este tipo de regulación y de la dificultad de separar los distintos factores que regulan la carotenogénesis es la maduración del fruto de tomate. Durante la maduración del fruto, la acumulación de carotenoides está determinada por un programa de desarrollo que controla la expresión de los genes responsables de la síntesis de estos compuestos, pero también de la diferenciación plastídica (y, por lo tanto, la actividad de las enzimas y la capacidad de almacenamiento). Además, este programa se puede alterar en función de estímulos ambientales como la luz y la temperatura (Alba, CordonnierPratt y Pratt, 2000; Neta-Sharir et al., 2005). En este apartado nos centraremos en revisar el control transcripcional de la carotenogénesis en tomate y en otros sistemas en respuesta a señales de desarrollo y estímulos ambientales. Señales de desarrollo La maduración del fruto de tomate implica la degradación de las clorofilas en el fruto verde a la vez que una acumulación masiva de carotenoides (sobre todo licopeno) que lo tornan de color rojo. Este proceso está asociado con la diferenciación de cloroplastos a cromoplastos (Giovannoni, 2001). El aumento desmesurado de carotenoides está precedido por una acumulación de transcitos codificantes para la isoforma de fruto PSY1 (Lois et al., 2000; Fraser et al., 1994). A esta inducción le sigue inmediatamente después un aumento de la expresión de los genes que codifican las enzimas desaturasas e isomerasas y una fuerte represión de la expresión de las ciclasas, lo que en conjunto resulta en una acumulación de licopeno en el fruto maduro (Ronen et al., 1999). Los mecanismos que controlan esta compleja regulación génica son objeto de una activa investigación. Recientemente se ha descubierto que el factor de transcripción RIN (inhibidor de la maduración, del inglés Ripening INhibitor) de la familia de 182 9. Biosíntesis de carotenoides: consideraciones generales Covington, M.F., Maloof, J.N., Straume, M., Kay, S.A., Harmer, S.L. 2008. Genome Biol. 9: R130. Cunningham, F.X. Gantt, E. 1998. Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 49: 557-583. Cunningham, F.X. Gantt, E. 2001. Proc. 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