Formulación y caracterización de adhesivos para tableros de madera empleando taninos de la cáscara de castaña y de la corteza de eucalipto

UNIVERSIDADE DE SANTIAGO DE COMPOSTELA Departamento de Enxeñería Química FORMULACIÓN Y CARACTERIZACIÓN DE ADHESIVOS PARA TABLEROS DE MADERA EMPLEANDO TANINOS DE LA CÁSCARA DE CASTAÑA Y DE LA CORTEZA DE EUCALIPTO Tesis Doctoral Jorge Santos Ucha Santiago de Compostela, 2013 DEPARTAMENTO DE INGENIERÍA QUÍMICA Escuela Técnica Superior de Ingeniería Rúa Lope Gomez de Marzoa,s/n 15782 Santiago de Compostela Tel. 881816758 · Fax: 981 528050 GERVASIO ANTORRENA ÁLVAREZ, Catedrático de Universidad, JULIA GONZÁLEZ ÁLVAREZ, Profesora Titular de Universidad y M. SONIA FREIRE LEIRA, Profesora Contratada-Doctora, del Departamento de Ingeniería Química de la Universidade de Santiago de Compostela, INFORMAN: Que la memoria titulada “Formulación y caracterización de adhesivos para tableros de madera empleando taninos de la cáscara de castaña y de la corteza de eucalipto” que presenta JORGE SANTOS UCHA para optar al Grado de Doctor dentro del Programa de Doctorado Ingeniería Química y Ambiental, se realizó bajo nuestra dirección en la Escuela Técnica Superior de Ingeniería de la Universidade de Santiago de Compostela. Considerando que constituye trabajo de Tesis, autorizan su presentación ante la Comisión de Doctorado de la Universidade de Santiago de Compostela. Para que así conste a los efectos oportunos, expiden el presente informe en Santiago de Compostela a 22 de Abril de 2013. Los Directores de la Tesis, El doctorando, G. Antorrena Álvarez J. González Álvarez M.S. Freire Leira J. Santos Ucha Agradecimientos Quisiera agradecer de forma especial a mis padres, mis abuelos y mis hermanos, que son los que me han apoyado durante todos estos años. También a los compañeros y amigos que he tenido a lo largo de estos años de altibajos vocacionales: Adela, Cristina, Olga, Eloy, Rubén, Marcos, Rosalia. Ha sido un placer y un honor compartir el día a día con vosotros y espero que aunque pasen los años y nuestros recuerdos de laboratorio se diluyan detrás de la barra de un bar o ahogados en el paro, sigamos quedando para cenar y recordar cuando soñábamos con ayudar a cambiar el mundo con una cascara de castaña. Mención especial para el Doctor Antonio Pizzi, que tan hospitalariamente me acogió en la estancia realizada en el ENSTIB, y cuya contribución, amplia visión, e increíble conocimiento de la materia han hecho que esta tesis resultase lo que es. Sin ninguna duda ha sido un gran honor conocerle, y la gran inspiración que me ha conducido a concluir mi trabajo. A mis compañeros en el ENSTIB, Rami, Emanuel, Cesar, Gisele, Jerome… que me hicieron sentir como en casa aunque estuviese a 1800 Km. y los cuales han conseguido que sienta morriña de esa pequeña y tranquila villa llamada Epinal, y en especial a Paola Navarrete, por su infinita ayuda, apoyo e incansable trabajo. A mis compañeros en el INGACAL, Javier, Luis, Alfonso, Juan Carlos, Ana, Isabel, Susana, y a Alfonso por su excelente acogida, y todo lo que me han enseñado. También debo agradecérselo a esos contados amigos Ángel, Araceli, Adriana, Mingos, María, Juan, Javi, Fredi, Helbert, Flor, Quela, Paula, Fran, Carmen, David… que siguen soportando al pesado de turno que le encanta hablar durante horas sobre la cáscara de castaña y sus maravillosas propiedades. Por último le agradezco al Ministerio de Ciencia e Innovación la beca concedida (BES-2006-13886) y al Ministerio de Educación y Ciencia (AGL2005-00273/FOR), a la Xunta de Galicia (PGIDIT06PXIC265046PN) y al Ministerio de Ciencia e Innovación (CTQ2009-07539) la financiación concedida al grupo de investigación en el que se ha realizado esta tesis y a los directores de esta tesis Gervasio Antorrena Álvarez, Julia González Alvarez y Mª Sonia Freire Leira. Muchas gracias a todos. A mi Abuelo “Em cada esquina um amigo Em cada rosto igualdade…” I.-ÍNDICE I I-Índice Índice de Tablas .................................................................................................................... V Índice de Figuras ................................................................................................................. IX Resumen/Abstract .................................................................................................................. 1 1. Introducción ..................................................................................................................... 19 1.1 La Industria Forestal de galicia ................................................................................. 21 1.2 LA CORTEZA DEL Eucalipto (EUCALYPTUS GLOBULUS) Y LA CÁSCARA DE LA CASTAÑA (CASTANEA SATIVA) .................................................................... 22 1.3 LOS TANINOS: DEFINICIÓN, CLASIFICACIÓN Y PROPIEDADES ............... 24 1.3.1 Definición de taninos ...................................................................................... 25 1.3.2 Localización y funciones dentro de la planta ................................................. 26 1.3.3 Propiedades de los taninos .............................................................................. 26 1.3.4 Propiedades estructurales y clasificación de los taninos ................................ 26 1.3.5 Principales Aplicaciones de los taninos .......................................................... 33 1.4 REACCIONES DE LOS TANINOS PARA SU EMPLEO EN LA PREPARACIÓN DE ADHESIVOS ........................................................................................................... 36 1.4.1 Reactividad y orientación de sustituciones electrófilas de flavonoides .......... 37 1.4.2 Reacciones de los taninos con formaldehído .................................................. 38 1.4.3 Hidrólisis y autocondensación ácida .............................................................. 39 1.4.4 Sulfitación ....................................................................................................... 39 1.4.5 Tratamiento alcalino ....................................................................................... 40 1.5 TENDENCIAS ACTUALES EN EL CAMPO DE LOS ADHESIVOS DE MADERA. ELIMINACIÓN DEL FORMALDEHÍDO EN LAS FORMULACIONES ........................................................................................................................................ 41 1.5.1 Adhesivos con taninos .................................................................................... 42 1.5.2 Adhesivos con lignina ..................................................................................... 46 1.5.3. Adhesivos con proteínas ................................................................................ 47 1.5.4 Adhesivos con carbohidratos .......................................................................... 47 1.5.5. Adhesivos con aceites insaturados ................................................................. 48 1.5.6 Tableros de madera sin adhesivos .................................................................. 48 2. Objetivos .......................................................................................................................... 49 II.-ÍNDICE DE TABLAS VIII corteza de eucalipto EXCE empleando TRIS como endurecedor a velocidades de calentamiento de 5, 10 y 20ºC ............................................................................... 150 • Tabla 4.4.4 Asignación de las bandas del espectro del extracto EXCC1 curado en ausencia de endurecedor ....................................................................................... 165 • Tabla 4.4.5 Asignación de las bandas del espectro del extracto EXCC1 curado con PAR a pH=6 .......................................................................................................... 167 • Tabla 4.4.6 Asignación de las bandas del espectro del extracto EXCC1 curado con HEX a pH=8 .......................................................................................................... 169 • Tabla 4.4.7 Asignación de las bandas del espectro del extracto EXCC1 curado con TRIS ....................................................................................................................... 171 • Tabla 4.4.8 Asignación de las bandas del espectro del extracto EXCC1 curado con GLI ......................................................................................................................... 172 • Tabla 4.4.9 Asignación de las bandas del espectro de la mezcla de 60% EXCC1+40% EXCE curada con 10% de TRIS a pH= 8 ...................................... 175 • Tabla 4.5.1 Caracterización de los tableros de partículas preparados ................ 180 • Tabla 4.5.2 Emisión de formaldehído de los tableros de partículas medida utilizando el método bocal (EN 717-3) ................................................................. 181 • Tabla 4.5.3 Características de los tableros preparados con adhesivos formulados con mezclas de extractos de cáscara de castaña y corteza de eucalipto .............. 183 • Tabla 4.5.4 Características de los tableros preparados con adhesivos formulados con mezclas de extractos de cáscara y erizo de castaña…...…………….….…..183 III.-ÍNDICE DE FIGURAS IX III.-Índice de figuras • Figura 1.3.1 Estructuras de los componentes principales de las dos familias de taninos hidrolizales ................................................................................................. 26 • Figura 1.3.2 Estructura de la molécula de β -1,2,3,4,6-pentagaloil- O-D-glucosa 27 • Figura 1.3.3 Galotanino con uniones depsídicas ................................................... 28 • Figura 1.3.4 Ésteres de ácido hexahidroxidifénico (A) Ácido hexahidroxidifénico (B); Ácido elágico (C) ............................................................................................ 28 • Figura 1.3.5 Estructura de diferentes tipos de elagitaninos frecuentes en la naturaleza (G=galoilo) .......................................................................................... 29 • Figura 1.3.6 Vistas tridimensionales de un dímero de flavan-3-ol ......................... 29 • Figura 1.3.7 Estructuras de los cuatro principales dímeros de procianidinas ....... 30 • Figura 1.3.8 Estructuras con uniones alternativas a la predominante C-C (4→8 y 4→6) ....................................................................................................................... 31 • Figura 1.3.9 Características estructurales de los principales tipos de flavonoides 31 • Figura 1.3.10 Ejemplos de estructuras de florotaninos ......................................... 32  • Figura 1.4.1 Secuencia de reactividad para la serie floroglucinol ........................ 29 • Figura 1.4.2 Secuencia de reactividad para la serie resorcinol ............................. 29 • Figura 1.4.3 a) Taninos de mimosa (flavonoides 4-6) ............................................ 30 • Figura 1.4.4 Reacciones de sulfitación de los taninos condensados ...................... 40 • Figura 1.4.5 Reacción de reordenamiento alcalino de la (+)-catequina ............... 40 • Figura 1.4.6 Estructura general de los ácidos fenólicos (R=H o una cadena del mismo tipo de estructura) ........................................................................................ 34 • Figura 1.5.1 Representación esquemática de la descomposición de hexamina ..... 44 • Figura 3.4.1 Recta de calibrado para la determinación del contenido en fenoles totales ...................................................................................................................... 65 • Figura 3.4.2 Recta de calibrado para la determinación del contenido en proantocianidinas .................................................................................................... 66 • Figura 3.7.1 Curva de calibrado de la absorción de formaldehído ....................... 77 • Figura 4.1.1 Relación entre el número de Stiasny y el contenido de fenoles totales de los extractos de cáscara de castaña y de corteza de eucalipto obtenidos en el estudio preliminar de las condiciones de extracción .............................................. 84 III.-ÍNDICE DE FIGURAS X • Figura 4.1.2 Distribución de pesos moleculares de extractos de cascara de castaña y de corteza de eucalipto obtenidos con a) agua (a 90ºC) y b) Na2SO3 2,5% (a 90ºC). ................................................................................................................... 86 • Figura 4.1.3 Espectro UV-Vis de extractos de cáscara de castaña y de corteza de eucalipto. ................................................................................................................. 87 • Figura 4.1.4 Valores calculados frente a experimentales para el rendimiento de extracción y número de Stiasny de los extractos de cáscara de castaña y corteza de eucalipto. ................................................................................................................. 93 • Figura 4.1.5 Valores calculados frente a experimentales para los pesos moleculares en número (Mn) y en peso (Mw) de los extractos de cáscara de castaña y corteza de eucalipto. ............................................................................... 93 • Figura 4.1.6 Superficies de respuesta para el rendimiento de extracción (Y1) de la cáscara de castaña en función de los porcentajes de sulfito sódico e hidróxido sódico para temperaturas de a) 100ºC y b) 90ºC. ................................................. 95 • Figura 4.1.7 Superficies de respuesta para el número de Stiasny de los extractos (Y2) de la cáscara de castaña en función de los porcentajes de sulfito sódico e hidróxido sódico para temperaturas de a) 100ºC y b) 90ºC ................................. 95 • Figura 4.1.8 Superficies de respuesta para el peso molecular medio en número (Y5) de los extractos de la cáscara de castaña en función de los porcentajes de sulfito sódico e hidróxido sódico para temperaturas de a) 100ºC y b) 90ºC ................... 96 • Figura 4.1.9 Superficies de respuesta para el peso molecular medio en peso (Y6) de los extractos de la cáscara de castaña en función de los porcentajes de sulfito sódico e hidróxido sódico para temperaturas de a) 100ºC y b) 90ºC ................... 96 • Figura 4.1.10 Superficie de respuesta para a)el rendimiento de extracción (Y1) y b) el número de Stiasny (Y2) de los extractos de corteza de eucalipto en función de los porcentajes de sulfito sódico e hidróxido sódico..................................................... 98 • Figura 4.1.11 Superficies de respuesta para el contenido en fenoles totales (Y3) de los extractos de la corteza de eucalipto en función de los porcentajes de sulfito sódico e hidróxido sódico para temperaturas de a) 100ºC y b) 90ºC .................... 98 • Figura 4.1.12 Superficies de respuesta para el peso molecular medio en número (Y5) de los extractos de la corteza de eucalipto en función de los porcentajes de sulfito sódico e hidróxido sódico para temperaturas de a) 100ºC y b) 90ºC ......... 99 III.-ÍNDICE DE FIGURAS XI • Figura 4.1.13 Superficies de respuesta para el peso molecular medio en peso (Y6 de los extractos de la corteza de eucalipto en función de los porcentajes de sulfito sódico e hidróxido sódico para temperaturas de a) 100ºC y b) 90ºC .................... 99 • Figura 4.1.14 Superficie de respuesta para el índice de consistencia (Y8 de los extractos de la corteza de eucalipto en función de los porcentajes de sulfito sódico e hidróxido sódico ................................................................................................... 99 • Figura 4.1.15 Relación entre el número de Stiasny y el contenido en fenoles totales de los extractos de cáscara de castaña y corteza de eucalipto ............................. 100 • Figura 4.2.1 Espectros FTIR de la corteza de eucalipto y de la cáscara de castaña ............................................................................................................................... 104 • Figura 4.2.2 Espectros FTIR de los extractos en agua de la corteza de eucalipto y de la cáscara de castaña ....................................................................................... 103 • Figura 4.2.3 Espectro de masas MALDI-TOF del extracto acuoso de corteza de eucalipto obtenido a 90ºC ..................................................................................... 104 • Figura 4.2.4 Detalles del rango 400-1100 Da del espectro de masas MALDI-TOF del extracto acuoso de corteza de eucalipto obtenido a 90ºC ............................... 105 • Figura 4.2.5 Unidad monomérica característica de taninos poligálicos ............. 105 • Figura 4.2.6 Identificación de la unidad monomérica repetitiva y determinación de la distribución de pesos moleculares del extracto acuoso de la corteza de eucalipto ............................................................................................................................... 106 • Figura 4.2.7 Estructura molecular del ácido tánico ............................................. 108 • Figura 4.2.8 Espectro de masas MALDI-TOF del extracto acuoso de cáscara de castaña obtenido a 100ºC ...................................................................................... 109 • Figura 4.2.9 Principales estructuras de los flavonoides ....................................... 111 • Figura 4.2.10 Estructura de fisetinidina y estructuras D y E ............................... 112 • Figura 4.2.11 Cromatogama HPLC-ESI-TOF del extracto acuoso de corteza de eucalipto ................................................................................................................ 112 • Figura 4.2.12 Cromatograma HPLC-ESI-TOF del extracto acuoso de la cáscara de castaña .............................................................................................................. 112 • Figura 4.2.13 Espectro CP MAS RMN-13C del extracto acuoso de cáscara de castaña ................................................................................................................... 115 III.-ÍNDICE DE FIGURAS XII • Figura 4.2.14 CP MAS RMN-13C espectro del extracto acuoso de corteza de eucalipto ................................................................................................................ 117 • Figura 4.2.15 Estructuras típicas de galotaninos y elagitaninos (Romer et al., 2011) ...................................................................................................................... 118 • Figura 4.2.16 Espectro de masas MALDI-TOF del extracto de cáscara de castaña obtenido con 1,5% de Na2SO3 a 90ºC ................................................................... 120 • Figura 4.2.17 Espectro de masas MALDI-TOF del extracto de cáscara de castaña obtenido con 1,5% de Na2SO3 y 0,75% de NaOH a 90ºC ..................................... 121 • Figura 4.2.18 Espectro de masas MALDI-TOF del extracto de cáscara de castaña obtenido con 2,5% de NaOH a 90ºC ..................................................................... 122 • Figura 4.2.19 Espectro de masas MALDI-TOF del extracto de cáscara de castaña obtenido con 2,5% de Na2SO3 y 2,5% de NaOH a 90ºC ....................................... 123 • Figura 4.3.1 Variación del tiempo de gel con la concentración de PAR para el extracto EXCC1 a su pH natural (6) ..................................................................... 125 • Figura 4.3.2 Variación del tiempo de gel con la concentración de HEX para el extracto EXCC1 a su pH natural (6) ..................................................................... 126 • Figura 4.3.3 Variación del tiempo de gel con la concentración de GLI para el extracto EXCC1 a su pH natural (6) ..................................................................... 126 • Figura 4.3.4 Variación del tiempo de gel con la concentración de TRIS para el extracto EXCC1 a su pH natural (6) ..................................................................... 126 • Figura 4.3.5 Variación del tiempo de gel en función del pH para el extracto EXCC1 empleando un 10% de endurecedor ......................................................... 128 • Figura 4.3.6 Variación del tiempo de gel con el pH para el extracto EXCC1 empleando un 10% de TRIS .................................................................................. 128 • Figura 4.3.7 Variación del índice de comportamiento de flujo, n, con el tiempo para los adhesivos preparados con el extracto de cáscara de castaña EXCC1 y PAR, HEX, TRIS y GLI como endurecedores ........................................................ 136 • Figura 4.3.8 Variación de la viscosidad aparente a 3 rpm con el tiempo para los adhesivos preparados con el extracto de cáscara de castaña EXCC1 y PAR, HEX, TRIS y GLI como endurecedores ........................................................................... 136 • Figura 4.4.1 Termogramas experimentales a 10ºC/min de los adhesivos preparados con el extracto EXCC1 y 10% de PAR a pH 6 y 8 ................................................ 139 III.-ÍNDICE DE FIGURAS XIII • Figura 4.4.2 Termogramas experimentales a 10ºC/min de los adhesivos preparados con el extracto EXCC1 y 5% HEX a pH 6 y 8 ....................................................... 140 • Figura 4.4.3 Termogramas experimentales a 10ºC/min de los adhesivos preparados con el extracto EXCC1 y 10%TRIS a pH 6 y 8 ..................................................... 140 • Figura 4.4.4 Termogramas experimentales a 10ºC/min de los adhesivos preparados con el extracto EXCC1 y 10% GLI a pH 6 y 8 ...................................................... 140 • Figura 4.4.5 Termogramas experimentales a 10ºC/min de los adhesivos preparados con el extracto EXCC2 y 10% PAR a pH 6 y 8 ..................................................... 141 • Figura 4.4.6 Termogramas experimentales a 10ºC/min de los adhesivos preparados con el extracto EXCC2 y 10% HEX a pH 6 y 8 ..................................................... 141 • Figura 4.4.7 Termogramas experimentales a 10ºC/min de los adhesivos preparados con el extracto EXCC2 y 10% TRIS a pH 6 y 8 .................................................... 141 • Figura 4.4.8 Termogramas experimentales a 10ºC/min de los adhesivos preparados con el extracto EXCC2 y 10% GLI a pH=6 y 8 .................................................... 142 • Figura 4.4.9 Conversión frente al tiempo para los adhesivos de taninos de cáscara de castaña EXCC1 empleando PAR, TRIS, GLI y HEX como endurecedores a pH=6 ú 8 y a 120ºC (a) o 140ºC (b) ...................................................................... 147 • Figura 4.4.10 Conversión frente al tiempo para los adhesivos de taninos de cáscara de castaña EXCC2 empleando PAR, TRIS, GLI y HEX como endurecedores a pH=6 ú 8 y a 120ºC (a) o 140ºC (b) .......................................... 147 • Figura 4.4.11 Tiempo necesario para alcanzar el 50% de conversión para los extractos EXCC1 y EXCC2 con los cuatro endurecedores a 120 y 140ºC ........... 148 • Figura 4.4.12 Conversión vs. tiempo para los adhesivos preparados con extracto de cáscara de castaña EXCC1 y con la mezcla de extracto de cáscara de castaña EXCC1 (60%) y extracto de corteza de eucalipto EXCE (40%), empleando un 10% TRIS como endurecedor a pH = 8 .......................................................................... 150 • Figura 4.4.13 Módulo de Young en función de la temperatura a una velocidad de calentamiento de 10ºC/min para los adhesivos preparados con los extractos EXCC1 y EXCC2 empleando un 10% de PAR como endurecedor a pH natural . 151 • Figura 4.4.14 Módulo de Young en función de la temperatura a una velocidad de calentamiento de 10ºC/min para el adhesivo preparado con los extractos (a) EXCC1 y (b) EXCC2 empleando un 5% de HEX como endurecedor ................... 151 III.-ÍNDICE DE FIGURAS XIV • Figura 4.4.15 Módulo de Young en función de la temperatura a una velocidad de calentamiento de 10ºC/min para el adhesivo preparado con los extractos (a) EXCC1 y (b) EXCC2 empleando un 10% de HEX como endurecedor ................. 151 • Figura 4.4.16 Módulo de Young en función de la temperatura a una velocidad de calentamiento de 10ºC/min para el adhesivo preparado con los extractos (a) EXCC1 y (b) EXCC2 empleando un 10% de TRIS como endurecedor ................. 152 • Figura 4.4.17 Módulo de Young en función de la temperatura a una velocidad de calentamiento de 10ºC/min para el adhesivo preparado con los extractos (a) EXCC1 y (b) EXCC2 empleando un 10% de GLI como endurecedor .................. 152 • Figura 4.4.18 Valores máximos del módulo de Young (MOE) para los adhesivos preparados con los extractos EXCC1 y EXCC2 y los cuatro endurecedores ensayados .............................................................................................................. 153 • Figura 4.4.19 Variación del módulo de Young desde el inicio hasta que se alcanza el valor máximo para los adhesivos preparados con los extractos EXCC1 y EXCC2 y los cuatro endurecedores ensayados .................................................................. 155 • Figura 4.4.20 Temperatura a la que se alcanza el valor máximo del módulo de Young (MOE) para los adhesivos preparados con los extractos EXCC1 y EXCC2 y los cuatro endurecedores ensayados ..................................................................... 156 • Figura 4.4.21 Variación del módulo de almacenamiento(M’) con el tiempo a 80ºC para los adhesivos preparados con los extractos EXCC1 (a) o EXCC2 (b) y 10% de HEX, TRIS y GLI como endurecedores a pH = 8 .................................................. 157 • Figura 4.4.22 Variación del módulo de almacenamiento hasta alcanzar el valor máximo para los adhesivos preparados con los extractos EXCC1 o EXCC2 y HEX, TRIS y GLI como endurecedores a pH= 8 y 80°C ................................................. 158 • Figura 4.4.23 Grado de curado mecánico frente al tiempo para los adhesivos preparados con los extractos EXCC1 (a) o EXCC2 (b) y TRIS), HEX y GLI como endurecedores a pH = 8 y 80°C ............................................................................. 159 • Figura 4.4.24 Variación del módulo de almacenamiento (M’) con el tiempo a 80ºC para los adhesivos preparados con extractos de cáscara de castaña (EXCC1) y corteza de eucalipto (EXCE): 100% EXCC1, 60% EXCC1+40%EXCE y 40% EXCC1+60% EXCE, y 10% de TRIS como endurecedor ..................................... 160 • Figura 4.4.25 Grado de curado mecánico frente al tiempo para los adhesivos preparados con extractos de cáscara de castaña (EXCC1) y corteza de eucalipto III.-ÍNDICE DE FIGURAS XV (EXCE): 100% EXCC1, 60% EXCC1+40%EXCE y 40% EXCC1+60% EXCE, y 10% de TRIS como endurecedor a pH=8 y 80ºC .................................................. 160 • Figura 4.4.26 Espectros FTIR del extracto de cáscara de castaña (EXCC1) curado sin endurecedor y de los adhesivos obtenidos del curado de una mezcla de EXCC1 con GLI 10% (pH=6), HEX 5% (pH=8), TRIS 10% (pH=8) y PAR 10% (pH=6) ..... ............................................................................................................................... 161 • Figura 4.4.27 Contribución del endurecedor en el proceso de polimerización del tanino ..................................................................................................................... 162 • Figura 4.4.28 Espectro RMN- 13C del extracto EXCC1 curado sin adición de endurecedor ........................................................................................................... 164 • Figura 4.4.29 Espectro RMN-13C del extracto EXCC1 curado con 10% de PAR a pH=6 ...................................................................................................................... 166 • Figura 4.4.30 Espectro RMN-13C del extracto EXCC1 curado con 5% de HEX a pH=8 ...................................................................................................................... 168 • Figura 4.4.31 Espectro RMN-13C del extracto EXCC1 curado con 10% de TRIS a pH=8 ...................................................................................................................... 170 • Figura 4.4.32 Espectro RMN-13C del extracto EXCC1 curado con 10% de GLI a pH=6 ...................................................................................................................... 172 • Figura 4.4.33 Grado de polimerización del extracto de cáscara de castaña EXCC1 curado solo y en presencia de los distintos endurecedores................................... 173 • Figura 4.4.34 Intensidad relativa de las bandas más relevantes estandarizada en base a la banda en torno a 144 ppm ..................................................................... 174 • Figura 4.4.35 Espectro RMN-13C de la mezcla de extractos 60%EXCC1+40% EXCE curada con 10% de TRIS a pH = 8 ............................................................ 174 • Figura 4.5.1 Perfil de densidad de una muestra del tablero preparado con el adhesivo formulado con el extracto EXCC1 y 12% de GLI como endurecedor a pH=8 ...................................................................................................................... 178 • Figura 4.5.2 Tableros preparados con los extractos EXCC1 (a) y EXCC2 (b) .... 179 RESUMEN/ABSTRACT RESUMEN 8 la temperatura a la que se alcanza el máximo del pico exotérmico, lo que se refleja también en la velocidad de la reacción de curado. Por otra parte, al modificar la relación de extractos de cáscara de castaña y de corteza de eucalipto, se observó mediante DMA que cuando están en la relación 60/40 (p/p), los resultados son análogos a los obtenidos para un 100% de extractos de cáscara de castaña. Sin embargo, cuando la relación se reduce a 40/60 hay un descenso significativo en el valor máximo que alcanza el módulo de almacenamiento y en la velocidad de curado mecánico. Mediante las técnicas espectroscópicas FTIR y RMN-13C se estudiaron las características estructurales de los adhesivos preparados con el extracto de cáscara de castaña EXCC1 y paraformaldehído, glioxal, hexametilentetramina y tris(hidroximetil)- nitrometano como endurecedores. De los análisis realizados se concluyó, tomando como base la formación de puentes metileno, que el grado de polimerización de los adhesivos depende del endurecedor utilizado disminuyendo en el orden tris(hidroximetil)-nitrometano >paraformaldehído>glioxal>hexametilentetramina. Para la hexametilentetramina se encontró que durante el proceso de polimerización no se forman únicamente puentes metileno sino también una cantidad significativa de puentes de bencilamina (siendo los tribencilamina los mayoritarios), los cuales también se detectaron aunque en menor medida cuando se usó tris(hidroximetil)-nitrometano como endurecedor. Por último se analizó el espectro de RMN-13C de la mezcla de extracto de cáscara de castaña y corteza de eucalipto curado con 10% de tris(hidroximetil)-nitrometano, observándose que las bandas debidas a los enlaces interflavonoides aumentan su intensidad relativa respecto a las obtenidas para el extracto de cáscara de castaña y la intensidad de las bandas debidas a los carbonos C6 y C4 libres se incrementan considerablemente. Finalmente, las bandas correspondientes a los puentes por bencilamina también aumentan, lo que sugiere que se produce un aumento de este tipo de enlaces. Con los adhesivos preparados con los extractos de cáscara de castaña EXCC1 y EXCC2 en las condiciones de % de endurecedor y pH seleccionadas en los análisis previos, se prepararon tableros de partículas. RESUMEN 9 Comparando los valores de la resistencia mecánica en seco de los tableros, medida por su índice de adhesión interna (AI), se ha encontrado una influencia significativa tanto del tipo de extracto como del endurecedor. Los mejores resultados correspondieron a los tableros preparados con los adhesivos formulados con el extracto EXCC1 y dos de los endurecedores seleccionados como alternativos al paraformaldehído, tris(hidroximetil)-nitrometano y hexametilentetramina por este orden. No obstante, hay que tener en cuenta que todos los tableros cumplieron con la norma EN 312 para tableros de tipo P2 de uso interior en medio seco. Por ello, puede resultar de interés desde el punto de vista de la economía del proceso la aplicación de los adhesivos formulados con el extracto EXCC2 puesto que el rendimiento de extracción fue significativamente mayor. Al analizar las características de resistencia al agua de los tableros, se observó que aquellos preparados con los adhesivos formulados con el extracto EXCC2, presentaron una resistencia al agua mucho menor con en general, porcentajes de hinchamiento en espesor y absorción significativamente mayores que los formulados con el EXCC1. Esto se justifica debido a la acción del sulfito sódico que aumenta la solubilidad en agua de los taninos. Los mejores resultados de AI tras 24 h de inmersión en agua se obtuvieron para los tableros preparados con los adhesivos formulados con el extracto EXCC1 con paraformaldehído y tris(hidroximetil)-nitrometano como endurecedores, y que también presentaron los valores más bajos de los % de hinchamiento en espesor y absorción. Los endurecedores que se han ensayado como sustitutos del PAR, han conducido a tableros con la misma resistencia mecánica en el caso del tris(hidroximetil)-nitrometano con el extracto EXCC2, e incluso se han obtenido valores mayores de la adhesión interna del tablero cuando se empleó el extracto EXCC1 con tris(hidroximetil)- nitrometano y hexametilentetramina. Asimismo, los tres endurecedores empleados han conducido a una gran reducción de la emisión de formaldehído por parte del tablero con respecto al obtenido para el paraformaldehído, siendo la hexametilentetramina el endurecedor que ha conducido a tableros con una menor emisión. En una segunda etapa, se prepararon tableros de partículas con adhesivos formulados con mezclas de extractos de cáscara de castaña (EXCC1) y extractos de corteza de eucalipto (EXCE) o de erizo de castaña (EXEC), empleando en todos los casos un 10% de tris(hidroximetil)-nitrometano como endurecedor a pH = 8. RESUMEN 10 Para los adhesivos formulados añadiendo extractos de corteza de eucalipto, hasta un porcentaje de adición del 40%, los tableros son aptos para uso interior de tipo P2, sin embargo, cuando el porcentaje añadido alcanza el 60% el índice de adhesión desciende significativamente y no superan la norma. Con respecto a los resultados obtenidos para la resistencia al agua ninguno de los tableros superó la norma EN 312. En el caso de los adhesivos formulados añadiendo extractos de erizo de castaña, todos los tableros preparados superan la norma EN-312 para tableros tipo P2 de uso interior, aunque la AI decrece al aumentar el % de EXEC del 0 al 40%. Sin embargo, tampoco en este caso ninguno de los tableros supera la norma para uso exterior. Finalmente, se prepararon tableros con un adhesivo formulado con extractos de cáscara de castaña utilizando cáscara obtenida por pelado manual de castañas en lugar del residuo industrial, obtenidos en las mismas condiciones de extracción que los anteriores. Los valores de adhesión interna de estos tableros mejoran considerablemente los obtenidos para el tablero preparado con el adhesivo formulado con el extracto EXCC1, lo que puede atribuirse a la mayor pureza de la materia prima, y de los extractos ya que el residuo industrial fue sometido a un lavado con agua caliente en el proceso de pelado de las castañas. Por lo que respecta al valor del % de hinchamiento en espesor, se encuentra una reducción importante de los valores de hinchamiento y de absorción respecto al obtenido con el extracto EXCC1, y sobre todo un gran aumento en el valor de AI del tablero tras 24 h de inmersión en agua. De todo el trabajo realizado podemos concluir que la extracción de cáscara de castaña con disoluciones acuosas de NaOH y Na2SO3 en condiciones optimizadas de temperatura y concentración de álcali permite obtener taninos de tipo condensado aplicables a la formulación de adhesivos para tableros de madera que pueden sustituir a los adhesivos comerciales basados en fenol y formaldehído para aplicaciones de uso interior. Por otra parte, los taninos de cascara de castaña pueden ser combinados con bajas proporciones de taninos de tipo hidrolizable de erizo de castaña o corteza de eucalipto sin reducirse significativamente la calidad de los tableros. Los adhesivos preparados, formulados con endurecedores alternativos al paraformaldehído, tales como glioxal, tris(hidroximetil)-nitrometano y hexametilentetramina, presentan la ventaja adicional de eliminar completamente el formaldehído de las formulaciones lo que significa un importante avance para alcanzar las restricciones medioambientales cada vez más severas de la industria del tablero. ABSTRACT 11 Nowadays most industrial wood products are manufactured with thermosetting synthetic resins being the most used those based on formaldehyde. However, environmental and health considerations are leading to more severe standards according to the maximum permissible formaldehyde emissions from wood-based boards. This joined with the increasing costs of petroleum-based synthetic resins has intensified the search for alternative resins based on natural and environmentally friendly materials for wood adhesives preparation. Therefore, there are proposals of different types of formaldehyde-free resins, based on condensed tannins, lignin, vegetable oils, proteins and soy flour. Tannins extracted from lignocellulosic materials have been employed in the formulation of adhesives in combination with synthetic resins based on formaldehyde or using formaldehyde as hardener, with satisfactory results in the preparation of wood boards. However, the possible presence of free formaldehyde in the finished boards, limits its commercial attractive. In this work the formulation of totally formaldehydefree adhesives based on tannins obtained from some lignocellulosic forest and/or industrial wastes was considered. This can be achieved by using alternative hardener compounds such as glyoxal, hexamethylenetetramine and tris(hydroxymethyl)- nitromethane. Chestnut (Castanea sativa) shell and bur and eucalyptus (Eucalyptus globulus) bark are lignocellulosic wastes produced in significant quantities by food and forest (pulp and wood boards) Galician industries, respectively. Its availability, its renewable character and chemical nature have been the reasons for proposing a new application oriented to the development of high added-value products as an alternative to their actual use for energy production in the industries that generate them. The study was performed in various stages: study of extraction conditions and characterization of the tannin extracts obtained, adhesives formulation and their physicochemical characterization and particle board manufacture with selected adhesives and their quality analysis. The extraction conditions study began with a preliminary study applied to chestnut shell and eucalyptus bark in which it was concluded that chestnut shell extracts showed better properties for wood board adhesives formulation than eucalyptus bark due to higher Stiasny number values and total phenol content, together with substantially ABSTRACT 12 higher extraction yields. Additionally, the extraction agents and the concentration ranges to be tested in a second optimization stage were selected. Using a 23 factorial design the influence of NaOH concentration (0-1,5-3% based on dry material), Na2SO3 concentration (1,5-3-4,5% based on dry material) and temperature (90-95-100° C) on the extraction yield and the following extract properties: Stiasny number, phenols total content, proanthocyanidins content, molecular average weights in number and in weight, and parameters of the power law (flow behaviour index and consistency index) of these aqueous solutions, was analyzed. For chestnut shell and eucalyptus bark extractions, in general, NaOH concentration proved to be the most significant independent variable and temperature the less significant, especially for the eucalyptus bark extraction. Analyzing together the results obtained for all dependent variables considered in the experimental design, the following conditions: 1.5% Na2SO3, 0.75% NaOH, extraction time 1 h, solid/liquid ratio 1/10 (weight/weight) and temperature 90°C (EXCC1 extract) were selected as optimal for chestnut shell extraction. Additionally, a second chestnut shell extract was selected, one obtained under more severe operating conditions of alkali concentration and temperature (4.5% Na2SO3, 3% NaOH and 100°C) in order to analyze the influence of extract properties on the adhesive prepared and on the quality of the boards manufactured with it (EXCC2 extract). For eucalyptus bark, the extracts did not reach in any case the minimum Stiasny number required for their use in adhesives. However, in order to analyze the effect of the combination of hydrolysable tannins (the eucalyptus bark and chestnut bur ones) and condensed tannins (the chestnut shell ones) on the final adhesive properties, both eucalyptus bark and chestnut bur were extracted under the conditions selected as optimal for chestnut shell (EXCE and EXEC extracts, respectively). Then, the structural analysis of selected chestnut shell and eucalyptus bark extracts was carried out by using FTIR spectroscopy, MALDI-TOF spectrometry, 13C-NMR spectroscopy and HPLC-ESI-TOF mass spectrometry. HPLC-ESI-TOF technique showed that aqueous chestnut shell extract consisted mainly of catechin/epicatechin, gallocatechin/epigallocatechin, dicatechin units and of D dimer structure and that the aqueous eucalyptus bark extract consisted in mixtures of ABSTRACT 13 poligalloylglucose (gallotannins) and some other phenolic compounds, mono-galloyl glucose, catechin, epicatechin, ellagic acid, quercetin-3-o-rhamnoside and isorhamnetin. 13C-NMR and MALDI-TOF techniques showed that the aqueous chestnut shell extract is composed mainly of procyanidins and prodelphinidins, although the presence of prorobinetidins was not discarded, while aqueous eucalyptus bark extract is a mixture of gallotannins and ellagitannins with a small percentage of condensed tannins. MALDI-TOF technique was also used to compare the chestnut shell extracts obtained under different extraction conditions. Changes were observed in the flavonoids predominant structures (catechin/epicatechin, epigallocatechin and epigallocatechin gallate), in other minor structures (fisetinidin and E and D structures) and in the amount of sugars attached to them. The extraction conditions selected previously as optimum (EXCC1) led to extracts with the lowest polymerization degree and concentration of sugars attached to the flavonoid structure, making them the most suitable for adhesive preparation. Using the EXCC1 chestnut shell extract, the effect of the hardener type and concentration (paraformaldehyde, hexamethylenetetramine, glyoxal and tris(hydroxymethyl)-nitromethane) and pH, on the gel time of extract aqueous solutions was studied. The objective was to select the values of the variables tested that lead to adhesives with acceptable gel times for the production of wood boards. This implies that gel time should be neither too short (in which the curing process occurs before pressing is effective) nor too long (that requires an excessive press time). For glyoxal and tris(hydroxymethyl)-nitromethane hardeners a concentration of 10% led to acceptable gel times for wood board adhesive formulation, therefore, it was selected to continue the experiments. For hexamethylenetetramine and paraformaldehyde, gel times were too short at all concentrations tested, and although the value commonly used for other adhesives based on tannin is around 5%, in the next series of experiments a concentration of 10%was used in order to compare the results with those of the other two hardeners. With regard to pH, the values selected were, the natural pH (pH = 6) for GLI and paraformaldehyde, around 6-7 for tris(hydroxymethyl)-nitromethane and around 8 for hexamethylenetetramine. In the next stage, the variation of the rheological behaviour of aqueous solutions of the EXCC1 extract with time and pH was studied, in order to know pot-life of the prepared adhesives. The conclusion was that at pH higher than 8 adhesive pot-life is ABSTRACT 14 reduced significantly. The operating conditions which led to satisfactory pot-life for the different hardeners tested were: 10% paraformaldehyde and pH=6; 5% hexamethylenetetramine and pH=8, 10% tris(hydroxymethyl)-nitromethane and pH=8; 10% glyoxal and pH=6. On the other hand, all adhesives prepared showed in greater or lesser extent a pseudoplastic behaviour, which was more pronounced with the reaction progress at room temperature. The pot-life of the adhesives prepared using EXCC2 chestnut shell extract with the four hardeners was also analyzed, showing that not only the aqueous extract solution but also the adhesives prepared with it showed a significantly more pronounced pseudoplastic character than adhesives prepared with EXCC1 extract. It was also observed that, for both extracts tris(hydroxymethyl)- nitromethane is the hardener that leads to adhesives with higher pot-lifes, while paraformaldehyde shows the opposite effect which limits its industrial applicability. Using different thermal analysis techniques, the curing process of the adhesives prepared with EXCC1 and EXCC2 chestnut shell extracts and the four hardeners paraformaldehyde, hexamethylenetetramine, tris(hydroxymethyl)-nitromethane and glyoxal was studied. Chemical curing was analyzed by DSC (differential scanning calorimetry) and mechanical curing by TMA (thermomechanical analysis) and DMA (dynamic mechanical analysis). In addition, the curing of adhesive systems prepared with mixtures of chestnut shell and eucalyptus bark extracts using tris(hydroxymethyl)- nitromethane as hardener was also analyzed comparatively by DSC and DMA. For EXCC1 extract, the highest cure enthalpy corresponded to adhesives prepared with tris(hydroxymethyl)-nitromethane followed by those prepared with hexamethylenetetramine and finally with glyoxal and paraformaldehyde, in this order, with significantly lower values. In relation with EXCC2 extract, the adhesives prepared with hexamethylenetetramine, had the highest cure enthalpy followed by those prepared with tris(hydroxymethyl)-nitromethane, glyoxal and paraformaldehyde. Regarding the influence of pH in curing enthalpy, it was only significant for the adhesives prepared with hexamethylenetetramine for both extracts and for those prepared with tris(hydroxymethyl)-nitromethane only for the EXCC1 extract. In thermal analysis it was observed that for adhesives prepared with EXCC2 extract, the higher mechanical cure rate was achieved for the adhesive prepared with tris(hydroxymethyl)-nitromethane that showed the lowest chemical cure rate. This behavior can be explained considering that for the tris(hydroxymethyl)-nitromethane ABSTRACT 15 adhesive there is a quick increase of mechanical properties for low chemical curing levels. For the adhesives prepared with EXCC1 extract, glyoxal showed the highest mechanical and chemical cure rates, followed by tris(hydroxymethyl)-nitromethane in relation with the mechanical cure but with the lowest chemical cure rate, and by hexamethylenetetramine, the hardener that together with glyoxal had the highest chemical cure rate. For a given adhesive, mechanical cure rate was higher than chemical conversion rate. Finally, to evaluate the influence of hydrolysable tannins addition on the curing reaction, the curing of an adhesive prepared with EXCC1 chestnut shell extract (60%) and EXCE eucalyptus bark extract (40%) using 10% of tris(hydroxymethyl)- nitromethane as hardener at pH=8 was studied by DSC. A significant difference was not observed between the curing enthalpies of the adhesive prepared by mixing of EXCC1 and EXCE extracts and that prepared only with EXCC1 extract, which demonstrates the participation of the eucalyptus bark tannins in the curing reaction. Nevertheless, the addition of eucalyptus bark tannins caused an important reduction in the temperature necessary to reach the maximum exothermic peak that is also reflected in the curing reaction rate. By modifying the relative proportion of chestnut shell and eucalyptus bark extracts, it was observed using DMA that when the ratio is 60/40 (w/w), the results are similar to those obtained for 100% of chestnut shell extracts. Nevertheless, when the ratio is reduced to 40/60 there is a significant decrease in the maximum value reached by the storage modulus and in the mechanical cure rate. The structural characteristics of the adhesives prepared with EXCC1 chestnut shell extract and paraformaldehyde, glyoxal, hexamethylenetetramine and tris(hydroxymethyl)-nitromethane as hardeners were studied by using FTIR and 13C- NMR spectroscopic techniques. From the analysis performed, it was concluded, based on methylene bridge formation, that the adhesive polymerization degree depends on the hardener used, decreasing in the order tris(hydroxymethyl)-nitromethane>paraformaldehyde>glyoxal >hexamethylenetetramine. For hexamethylenetetramine, it was found that during the polymerization process not only methylene bridges are formed but also a significant amount of benzylamine bridges (being the majority tribenzylamine ones), which were ABSTRACT 16 also detected when tris(hydroxymethyl)-nitromethane was used as hardener, but in a lesser extent. Finally, the 13C-NMR spectrum of the mixture of chestnut shell and eucalyptus bark extracts cured with 10% of tris(hydroxymethyl)-nitromethane was analyzed, showing that the relative intensities of the bands due to the interflavonoid bonds increase compared to those obtained for the chestnut shell extract alone, and that the intensity of the bands due to the free C4 and C6 carbons also increased considerably. The bands corresponding to benzylamine bridges also grow, suggesting that there is an increase of that type of bonds. Particle boards were prepared using the adhesives formulated with EXCC1 and EXCC2 chestnut shell extracts in the conditions selected in the previous analysis of % hardener and pH. By comparing the dry mechanical resistance of the boards, measured by the internal bond index (IB), it was found that there is a significant influence of the extract and hardener used. The best results were for the boards prepared with the adhesives formulated with EXCC1 extract and two of the hardeners selected as alternative to paraformaldehyde, tris(hydroxymethyl)-nitromethane and hexamethylenetetramine in this order. However, it must be taken into account that all boards complied with the EN 312 standard for P2 type boards for indoor use in dry conditions. For that reason, it might be of interest from the point of view of process economy, the application of the adhesives formulated with the EXCC2 extract as extraction yield was significantly higher. When analyzing boards water resistance characteristics, it was observed that those prepared with adhesives formulated with EXCC2 extract, showed a much lower water resistance with in general, percentages of swelling and water absorption significantly higher than those formulated with the EXCC1 extract. This is justified by the sodium sulfite action, which increases the tannin solubility in water. The best IB results after 24 h of water immersion were obtained for the boards prepared with the adhesives formulated with EXCC1 extract and paraformaldehyde and tris(hydroxymethyl)- nitromethane as hardeners, and which also showed the lowest percentages of swelling and water absorption. ABSTRACT 17 The hardeners tested as paraformaldehyde substitutes, have led to boards with the same mechanical resistance in the case of tris(hydroxymethyl)-nitromethane with the EXCC2 extract, and even higher IB values have been obtained when the EXCC1 extract was used with tris(hydroxymethyl)-nitromethane and hexamethylenetetramine. In addition, the three hardeners employed have led to a great reduction in the board formaldehyde emission with respect to paraformaldehyde, being hexamethylenetetramine the hardener that led to the boards with a lower emission. In a second phase, particleboards were prepared using adhesives formulated with mixtures of chestnut shell (EXCC1) extracts and eucalyptus bark (EXCE) or chestnut bur (EXEC) extracts, using in all cases 10% tris(hydroxymethyl)-nitromethane as hardener at pH=8. For the adhesives formulated adding eucalyptus bark extracts, up to a 40% addition, the boards are P2 type suitable for interior use, however, when the percentage added reaches the 60% the IB decreases significantly and the boards do not meet the standard. In relation with the board water resistance in any case the EN 312 standard was met. With respect to of the adhesives formulated adding chestnut bur extracts, all boards prepared met the EN-312 standard for P2 type boards for indoor use, although the IB diminished as the EXEC percentage increased from 0 to 40%. Nevertheless, also in this case none of the boards met the standard for outdoor use. Finally, particleboards were prepared with an adhesive formulated with chestnut shell extracts obtained from manually peeled chestnuts instead of the industrial waste under the optimized extraction conditions. The board internal bond values improved considerably with respect to the board prepared with the adhesive formulated with EXCC1 extract. This can be due to the higher raw material and extracts purity, as the industrial waste was subjected to a hot water washing process used forchestnut peeling. In relation with the water resistance, there is a significant reduction in swelling and water absorption values compared with those obtained with the EXCC1 extract, especially a large increase in the IB board value after 24 hours in water. From all the work done we can conclude that chestnut shell extraction with aqueous solutions of NaOH and Na2SO3 in optimized conditions of temperature and alkali concentration allows obtaining condensed type tannins applicable to the formulation of adhesives for wood boards, which can replace the commercial adhesives 1.-INTRODUCCIÓN 24 Tabla 1.2.1 Composición química de la cáscara de castaña (Castanea sativa) y de la corteza de eucalipto (Eucalyptus globulus) Cáscara de castaña (% sobre base seca) Corteza de Eucalipto (% sobre base seca) Cenizas 0,83 4,74 Extractos: Agua fría 3,85 2,59 Agua caliente 26,87 5,31 1% NaOH 71,32 26,58 Material libre de extractos 65,48 80,80 Lignina insoluble en ácido 29,15 16,73 Lignina soluble en ácido 2,83 2,48 Celulosa 19,20 41,63 Azúcares totales 33,82 62,47 Monosacáridos: 32,70 60,98 Glucosa 19,23 42,91 Galactosa 2,98 2,21 Xilosa 6,45 12,72 Arabinosa 2,52 2,26 Manosa 1,52 0,88 1.3. LOS TANINOS: DEFINICIÓN, CLASIFICACIÓN Y PROPIEDADES 1.3.1 Definición de taninos La importancia de esta familia de compuestos de origen vegetal ha sido ampliamente demostrada científicamente, pero debido a la gran diversidad de orígenes, y de subfamilias que recoge, siempre ha sido complicado encontrar la definición adecuada del término tanino. Actualmente la definición más aceptada por la comunidad científica es la de Bate-Smith y Swain (1962): “Compuestos fenólicos solubles en agua, con peso moleculares entre 500 y 3.000, que además de dar las reacciones usuales del fenol, tienen propiedades especiales tales como la capacidad de precipitar alcaloides, gelatinas y otras proteínas”. 1.-INTRODUCCIÓN 25 1.3.2 Localización y funciones dentro de la planta Los taninos son un grupo heterogéneo de derivados fenólicos muy frecuentes en el cuerpo vegetal. Aparecen bien en las vacuolas, como gránulos finos o gruesos o cuerpos de formas variadas, de color amarillo, rojo o marrón, o bien impregnando las paredes de las mismas. Abundan en hojas, tejidos vasculares, peridermis, frutos inmaduros, cubiertas seminales y tejidos patológicos e impiden el crecimiento de hongos y microorganismos cuando ocurren lesiones en el duramen y el ritidoma. También pueden estar en células especiales, idioblastos tánicos o en las células epidérmicas. A pesar de tener un origen común, la especificidad de las plantas le da a los taninos diferencias en color, calidad y concentración. 1.3.3 Propiedades de los taninos Los taninos tienen la propiedad de formar complejos con macromoléculas, particularmente con las proteínas. Así forman enlaces colocándose entre las fibras de colágeno de la piel de los animales, por lo que se usan para "curtir la piel", dándole flexibilidad y resistencia. Esta propiedad explica también su astringencia (propiedad de vital importancia en la industria vinícola), al precipitar las glicoproteínas contenidas en la saliva haciendo que ésta pierda su poder lubricante. Los taninos son compuestos que se oxidan al contacto con el aire. Son inodoros y de sabor agrio, solubles en agua, alcohol y acetona. Reaccionan con el cloruro férrico y otras sales. Son compuestos combustibles con un punto de inflamación de 199ºC, poseen una temperatura de autoignición de 528,5ºC y resultan poco tóxicos por ingestión o inhalación. Se encuentran ampliamente distribuidos en el reino vegetal y se presentan en especies de familias vegetales de todo el mundo. Así, se han identificado aproximadamente 500 especies de plantas que contienen varias cantidades de taninos entre las principales familias botánicas. Entre las más destacadas se pueden citar a las Leguminosae, Rosaceae, Polygonaceae, Fgaceae, Rhyzophoraceae, Myrtaceae y Melastomataceae. Existen además otros géneros, como las acacias (Acacia spp.), las encinas (Quercus spp.) y algunos pinos (Pinus spp.) que resultan importantes en la producción de estos productos (www.taninos.tripod.com). 1.-INTRODUCCIÓN 26 1.3.4 Propiedades estructurales y clasificación de los taninos Los taninos han sido investigados durante más de 100 años por lo que existen diferentes clasificaciones de acuerdo con el nivel del conocimiento que de ellos se tenía en cada momento. La clasificación de Freudenberg (Isaza, 2007), que sigue siendo empleada en la actualidad, tiene su fundamento en el tipo de estructura base del tanino. Dicha clasificación los agrupa en dos grandes clases: taninos hidrolizables y taninos condensados. -Taninos hidrolizables o pirogálicos. Este grupo ha tenido un espectacular avance en química y bioquímica desde 1989, gracias a los trabajos de Haslam, (1989), Porter, (1989); Hagerman y Butler (1989), Okuda et al., (1990). Hoy en día se han descubierto ya más de 750 estructuras de nuevos taninos hidrolizables. Todos ellos son ésteres de ácidos fenólicos (Figura 1.3.1) con un azúcar (generalmente, glucosa) o un polialcohol (Okuda et al., 1995), clasificándose en galotaninos y elagitaninos. Figura 1.3.1 Estructuras de los componentes principales de las dos familias de taninos hidrolizables a) Galotaninos: Son ésteres del ácido gálico y del ácido digálico unidos entre sí por funciones ésteres entre el grupo –COOH de uno de ellos y el -OH del otro y a su vez unidos a monosacáridos como la glucosa. La estructura típica de esta familia es la de la pentagaloil glucosa (β- 1,2,3,4,6-pentagaloil-O-D-glucosa o PGG) (Figura 1.3.2) , la cual tiene cinco enlace 1.-INTRODUCCIÓN 27 éster idénticos que envuelven a los grupos hidroxilo alifáticos del anillo del azúcar. La forma enantiomérica alpha no se encuentra habitualmente en la naturaleza. Figura 1.3.2 Estructura de la molécula de β -1,2,3,4,6-pentagaloil- O-D-glucosa En estructuras más complejas, otros grupos galoilo adicionales pueden estar esterificando en meta a los hidroxilos de alguno de los grupos galoilo de la unidad básica (uniones depsídicas), hasta llegar a una media de 6 a 9 grupos galoilo por molécula (Figura. 1.3.3). Precisamente el ácido tánico, disponible comercialmente, es una mezcla de galotaninos. Figura 1.3.3 Galotanino con uniones depsídicas b) Elagitaninos: En los elagitaninos más comunes, los grupos galoilo que esterifican hidroxilos adyacentes del poliol se unen, a su vez, oxidativamente entre sí mediante enlaces C-C para formar ésteres de ácido hexahidroxidifénico (A) que por hidrólisis forma ácido 1.-INTRODUCCIÓN 28 hexahidroxidifénico (B), el cual, espontáneamente, se convierte en la forma lactona o ácido elágico (C) (Figura 1.3.4). H 2 O A B C Figura 1.3.4 Ésteres de ácido hexahidroxidifénico (A) Ácido hexahidroxidifénico (B); Ácido elágico (C) En los elagitaninos de este tipo, los hidroxilos glucosídicos, esterificados por los grupos galoilo son, con frecuencia, los de las posiciones C-2/C-3 y/o C-4/C-6, como se puede observar en el caso de la pedunculagina (Figura 1.3.5), aunque también pueden estar esterificados los de otras posiciones. Se han descrito, por otra parte, elagitaninos en los que la glucosa se presenta en forma conformacional axial, en vez de ecuatorial, y así se pueden producir acoplamientos oxidativos entre grupos galoilo de posiciones alternas en el anillo glucosídico. La mayoría de los taninos hidrolizables son elagitaninos de los tipos hasta aquí descritos. Sin embargo, existen también otros tipos como los dihidroelagitaninos y los taninos C-glicosídicos. Los dihidroelagitaninos presentan el grupo dihidrohexahidroxidifenoilo (DHHDP) en su molécula. Como ejemplo, se puede considerar la geraniina (Figura 1.3.5) que, como se desprende de su estructura molecular, es tanto un dihidroelagitanino como un elagitanino. En cuanto a los elagitaninos C-glucosídicos, se forman por la apertura del anillo de la glucosa y posterior C-glucosilación. La casuaniina, la casuarinina y otros ampliamente distribuidos en Fagáceas, Mirtáceas, Rosáceas y otras familias de dicotiledóneas, son posiblemente biosintetizados a partir de pedunculagina (Figura 1.3.5) (Isaza, 2007). Otro grupo importante es el de los taninos complejos, elagitaninos basados en glucosa de cadena abierta, enlazados con catequina u otro flavan-3-ol a través de enlace 1.-INTRODUCCIÓN 29 C-C, como en el dímero cowaniin, aislado de hojas y tallos de Cowania mexicana (Rosaceae ) (Ito et al., 2007). Existen también ésteres de ácido caféico con ácido quínico, llamados ácidos clorogénicos, que son tratados como taninos hidrolizables y algunos los llaman cafetaninos. Pedunculagina Geraniina Casuanina Casuarinina Figura 1.3.5 Estructura de diferentes tipos de elagitaninos frecuentes en la naturaleza (G=galoilo) -Proantocianidinas o taninos condensados. Fueron denominadas inicialmente como leucoantocianinas. Existen como oligómeros solubles, de 2 a 6 núcleos fenólicos flavan-3-ol (catequina, epicatequina, epigalocatequina o epigalocatequina 3-O-galato) (Figura 1.3.6), o como polímeros insolubles. Figura 1.3.6 Vistas tridimensionales de un dímero de flavan-3-ol 1.-INTRODUCCIÓN 30 Las unidades flavan-3-ol se polimerizan por enlaces carbono-carbono entre las posiciones 4→8 ó 4→6, vía sustitución aromática electrofílica de carbocationes flavan- 4-il (o sus equivalentes), derivados de flavan-4-oles y/o flavan-3,4-dioles, y los centros nucleofílicos de los anillos A m-oxigenados de nucleófilos flavan-3-oles (Ferreira et al., 2005). Los progresos importantes en el campo de la química de las proantocianidinas comenzaron en los años 60, siguiendo los trabajos pioneros de Weinges (1964) y sus colaboradores, que fueron los primeros en aislar y caracterizar tanto las cuatro procianidinas dímeras principales (B-1, B-2, B-3 y B-4) (Figura 1.3.7) como sus peracetatos. Figura 1.3.7 Estructuras de los cuatro principales dímeros de procianidinas También se han aislado trímeros y moléculas con grados mayores de polimerización, hasta nueve como en el caso de Arabidopsis thaliana (Routaboul et al., 2006). A pesar del predominio de las uniones C-C (4→8 y 4→6), se ha demostrado también una diversidad de uniones con la participación de centros nucleófilos alternativos, que han conducido a dímeros con uniones dioxano, como las leucofisetinidinas epímeras (3→4β:4β→3) y (3→4β:4α→3) aisladas de Acacia mearnsii, a enlaces C-4→C-2` como en los prorobinetinidinas α- y βaislados de Robinia pseudacacia L., o a unidades de estilbeno terminales o intermedias como en el caso de las proguibourtinidinas dímeras y trímeras aislada de Guibourtia coleosperma (Ferreira et al., 2005), como se observa en la Figura 1.3.8. 1.-INTRODUCCIÓN 31 Figura 1.3.8 Estructuras con uniones alternativas a la predominante C-C (4→8 y 4→6) En función de sus características estructurales las procianidinas se pueden clasificar en: 1. Flavanos, como la catequina, con un grupo -OH en posición 3 del anillo C 2. Flavonoles, representados por la quercitina, que posee un grupo carbonilo en posición 4 y un grupo-OH en posición 3 del anillo C 3. Flavonas, como la diosmetina, que poseen un grupo carbonilo en posición 4 del anillo C y carecen del grupo hidroxilo en posición C3 4. Antocianidinas, que tienen unido el grupo -OH en posición 3 pero además poseen un doble enlace entre los carbonos 3 y 4 del anillo C Siendo tres de esas características importantes para su aplicación: a) La presencia en el anillo B de la estructura catecol u O-dihidroxilo b) La presencia de un doble enlace en posición 2 c) La presencia de grupos hidroxilo en posición 3 y 5 Así, la quercitina presenta las tres características, mientras que la catequina presenta la primera y la tercera y la diosmetina sólo presenta la segunda, como se puede observar en la Figura 1.3.9. Figura 1.3.9 Características estructurales de los principales tipos de flavonoides 1.-INTRODUCCIÓN 32 A los flavonoles y las flavonas se les unen azúcares, preferentemente en la posición C3 y con menor frecuencia en la C7 del anillo A, de forma que se encuentran comúnmente como O-glicósidos, siendo la D-glucosa el residuo de azúcar más frecuente. Otros residuos de azúcares son la D-galactosa, la L-ramnosa, la L-arabinosa, la D-xilosa, así como el ácido D-glucurónico. La parte sin azúcares de la molécula flavonoide se llama aglicona. Los glicósidos son más solubles en agua y menos reactivos frente a radicales libres que su aglicona o flavonoide respectivo. Las propiedades ácido-base muestran que los radicales flavonoides son neutros en un medio ácido (por debajo de pH 3) y con una carga negativa a pH 7. Las repercusiones de la carga negativa son sumamente importantes en la evaluación del potencial antioxidante de los flavonoides, debido a que: -El radical cargado negativamente no es probable que pase a través de la membrana celular con carga negativa. -La reacción de los radicales flavonoides con la vitamina E, que es termodinámicamente factible para algunos radicales flavonoides, tiene un obstáculo adicional a causa de la repulsión electrostática entre el anión del radical flavonoide y la membrana fosfolipídica cargada negativamente, donde la vitamina E se incrusta. -La oxidación de un solo electrón de los flavonoides por cualquier oxidante tendrá una barrera entrópica, porque por lo menos dos protones se intercambian en la reacción. Los protones pueden intercambiarse entre los reactantes o con el disolvente en el estado de transición, en este caso, la interfase del enlace con hidrógeno debe tenerse en cuenta (Neta et al., 1989). Recientemente también se han descubierto nuevos polifenoles aislados de varias especies de algas pardas de los géneros Ecklonia y Eisenia (Shin et al., 2006), Palmaria, Laminaria, Macrocystis, Nereocystis (Yuan y Walsh, 2006), Sargassum (Nakai et al., 2006), Fucus (Koivikko et al., 2005), Cystophork (Glombitza y Hauperich, 1997), Carpophyllum (Glombitza y Li, 1991), cuyas estructuras están constituidas por unidades floroglucinol ligadas por enlaces carbono-carbono y carbonooxígeno. A este grupo de compuestos se les conoce como florotaninos (Figura 1.3.10) y están caracterizados por el esqueleto dibenzo-1,4-dioxina (Shin et al., 2006). Ejemplos de ellos son el fucofurecktol, obtenido de Eisenia arborea (Haslam, 1998), eckol, 8,8’-bieckol, 8,4”’-dieckol y florofucofuroeckol A (Figura 1.4.11), aislados de Ecklonia 1.-INTRODUCCIÓN 33 cava (Ahn et al., 2004). Figura 1.3.10 Ejemplos de estructuras de florotaninos 1.3.5 Principales Aplicaciones de los taninos Las principales fuentes de taninos explotadas actualmente a nivel industrial son la madera del quebracho (Schinopsis balansae), procedente de Sudamérica, la corteza de mangle (Rhizophora mangle) de la isla de Borneo, la corteza de acacia (Acacia arabica) procedente de Sudáfrica, el fruto de mirabolano (Terminalia sp.) de la India, la vaina de tara (Caesalpinea spinosa) de Perú, la madera de castaño (Castanea sativa), la corteza del roble (Querecus penduculata) y el tanino de mimosa (Acacia mollisima). Las principales aplicaciones industriales de los taninos se encuentran en la industria textil en el curtido de pieles y en la fabricación de tintes; en la industria transformadora de la madera como adhesivos para la fabricación de tableros de madera, en la industria cosmética, farmacéutica, y alimentaria por sus propiedades antioxidantes; y en la industria enológica como regulador del contenido de taninos presentes en los vinos. El curtido de las pieles animales puede hacerse empleando agentes curtientes 1.-INTRODUCCIÓN 40 O OH OH OH HO OH O OH OH OH HO OH O OH OH OH HO OH O OH OH OH HO OH SO3- HSO3- HSO3- OH OH SO3- OH OHHO OH Figura 1.4.4 Reacciones de sulfitación de los taninos condensados 1.4.5 Tratamiento alcalino Laks y Hemingway, (1987) estudiaron las reacciones de los taninos con álcali usando floroglucinol y fenilmetanotiol como nucleófilo. Se mostró claramente la apertura del anillo pirano, la formación de un centro activo en la posición 2, rotura de enlaces interflavonoides y formación de grupos carbonilo en el anillo A (Figura 1.4.5). Puesto que la formación del ácido catequínico destruye la aromaticidad del anillo A, es importante conocer el efecto de la exposición al álcali sobre el número de posiciones Ar-H disponibles en el floroglucinol para la reacción. Esto es de interés no sólo para las extracciones alcalinas sino también para la formulación de adhesivos a elevados pH. Figura 1.4.5 Reacción de reordenamiento alcalino de la (+)-catequina O OH OH HO OH OH O OHO OH HO OH OH- 1.-INTRODUCCIÓN 41 En anteriores trabajos realizados por este grupo de investigación (Vázquez et al., 1989) se observó que los polifenoles de la corteza de Pinus pinaster se recomponen hacia formas en las que el anillo A pierde su aromaticidad por la presencia de oxígeno en el medio alcalino y, especialmente, a elevadas temperaturas (Figura 1.4.6). Figura 1.4.6 Estructura general de los ácidos fenólicos (R=H o una cadena del mismo tipo de estructura) 1.5 TENDENCIAS ACTUALES EN EL CAMPO DE LOS ADHESIVOS DE MADERA. ELIMINACIÓN DEL FORMALDEHÍDO EN LAS FORMULACIONES Actualmente las resinas más utilizadas en la fabricación de tableros de madera (resinas urea-formaldehído (UF), melamina-formaldehído (MF), melamina-urea-formaldehído (MUF), fenol-formaldehído (PF), resorcinol-formaldehído (RF)) son productos obtenidos de materias primas (fenol, urea, formaldehído, etc.) procedentes del gas natural y del petróleo. Las resinas fenol-formaldehído son un tipo de polímero sintético termoestable con una amplia variedad de aplicaciones. Su mercado más importante se centra en polvos de moldeo, materiales de aislamiento térmico y adhesivos en la fabricación de tableros aglomerados y contrachapados. Según el Instituto Nacional de Seguridad e Higiene en el trabajo el fenol se puede absorber rápidamente por inhalación del vapor a través de la piel y por ingestión siendo corrosivo para los ojos, la piel y el tracto respiratorio pudiendo originar edema pulmonar por inhalación del vapor y afectar al sistema nervioso central, al corazón, al hígado y al riñón. Está clasificado en la Unión Europea como mutagénico categoría 3 siendo el valor límite ambiental establecido de 2 ppm. O OH OH OH R OH O HO OH OH HO OH HO O R OH O OH 1.-INTRODUCCIÓN 42 El formaldehído provoca a bajas concentraciones irritación ocular, del tracto respiratorio y de la piel y también actúa como sensibilizante de la piel. La inhalación de formaldehído a altas concentraciones provoca severa irritación del tracto respiratorio, pudiendo llegar a provocar la muerte. El valor límite ambiental para exposiciones cortas del Instituto Nacional de Seguridad e Higiene en el Trabajo (NTP 873) para el formaldehído es de 0,3 ppm (0,37 mg/m3) y ha sido reclasificado recientemente, por la Internacional Agency for Research on Cancer de grupo 2 (probablemente carcinogénico en humanos) a grupo 1 (carcinogénico en humanos) El peligro inherente de ambas sustancias tanto para la salud de los trabajadores de las plantas transformadoras de los productos de madera, y de los usuarios finales de los productos elaborados a partir de ellas, como para el medio ambiente en general, ha generado que principalmente en el caso del formaldehído, los límites de emisión de formaldehído del tablero elaborado sean cada vez más restrictivos, lo que hace necesario la búsqueda de nuevos bioadhesivos o adhesivos de fuentes renovables, naturales, no derivados del petróleo, los cuales proceden de materiales obtenidos a partir de fuentes naturales, no minerales, que pueden ser utilizados directamente, o tras pequeñas modificaciones, como sustitutos de las resinas sintéticas. Este limitado grupo de materiales lo conforman los taninos, ligninas, carbohidratos, aceites insaturados, madera licuada, y madera colada por auto adhesión. El uso de los bioadhesivos se basa en tecnologías, métodos y formulaciones que conducen a adhesivos con propiedades similares a los actualmente utilizados. El interés en el uso de taninos y lignina para adhesivos surge del conocimiento de su estructura, la cual sugiere su uso como substitutos de las resinas fenolformaldehído (PF). En este caso se continúan utilizando tanto formaldehído, como otros posibles aditivos o endurecedores para favorecer el proceso de curado del adhesivo. Se debe diferenciar entre los bioadhesivos en los que se continúan utilizando pequeñas cantidades de aditivos sintéticos, y en los que se elimina totalmente el uso de materiales de origen sintético. 1.5.1 Adhesivos con taninos Debido a la falta de estructura macromolecular en su estado natural, al bajo nivel de substitución de fenol que permiten y a su baja nucleofília los taninos hidrolizables no 1.-INTRODUCCIÓN 43 interesan para la formulación de adhesivos. Por el contrario, los taninos condensados, que constituyen más del 90% de la producción mundial de taninos comerciales (200.000 t/año) son los que poseen un mayor interés químico y comercial para su uso en la preparación de adhesivos y resinas. En este campo las tecnologías más innovadoras se basan en la formulación de adhesivos sin adición de formaldehído o en el uso de endurecedores que no lo emitan, es decir, que no sean tóxicos. Así existen dos líneas de investigación principales basadas en: I. El uso de endurecedores que no lo emitan, bien porque no existe la presencia del formaldehído o bien porque queda secuestrado dentro del sistema. II. La autocondensacion de taninos. I.- Utilización de endurecedores alternativos al formaldehído a.- Adhesivos con tris(hidroximetil)nitrometano Dentro de las nitroparafinas metiladas, el tris(hidroximetil) nitrometano, es uno de los más simples y baratos. Utilizado en adhesivos para tableros de partículas, tableros de fibras de densidad media y tableros contrachapados se obtienen productos de uso exterior/marítimo, además de proporcionar un aumento en la vida útil del adhesivo. Su empleo también permite una clara reducción en la emisión de formaldehído en el tablero, llegando a los niveles de emisión propios de la madera. Además el tris(hidroximetil)nitrometano se puede mezclar en cualquier proporción con los endurecedores tradicionalmente usados en adhesivos de taninos basados en formaldehído, lo cual produce el consiguiente descenso en la emisión del formaldehído sin afectar a las propiedades de resistencia al agua de los tableros. Así, experimentos industriales realizados con tableros de fibra de densidad media (MDF) confirman todas estas propiedades (Trosa, 1999, Trosa y Pizzi, 2001). b.- Adhesivos con hexametilentetramina (hexamina) La hexamina es un endurecedor más económico que el anterior, aunque igualmente efectivo y que ha sido utilizado desde hace mucho tiempo (MacLean y Gardner, 1952). Cuando reacciona con especies de reactividad rápida como son los compuestos 1.-INTRODUCCIÓN 44 polifenólicos no produce una unión formaldehído ya que la velocidad de reacción que tiene lugar mediante compuestos intermedios es mayor que la de la reacción de descomposición de la hexamina en amoniaco y formaldehído, lo que deriva en emisiones de formaldehído realmente bajas (Pizzi y Tekely, 1995, Pichelin et al., 1999). Estudios realizados mediante RMN-13C (Pichelin et al., 1999; Kamoun y Pizzi, 2000 a y Kamoun et al., 2003) han confirmado que la descomposición de la hexamina se produce mediante gran variedad de compuestos intermedios, que derivan en la formación de iminas reactivas y bases iminoaminometileno (Fig. 1.5.1). Estos estudios también han confirmado que en presencia de especies con grupos nucleofílicos muy reactivos como la melamina, el resorcinol y los taninos condensados, la hexamina no se descompone en formaldehído y amoniaco sino que los fragmentos intermedios generados, que son muy reactivos e inestables, reaccionan con el tanino, melamina, etc..., para formar puentes aminometileno. Estos son estables durante 1 a 5 horas hasta temperaturas de 120 ºC. Figura 1.5.1 Representación esquemática de la descomposición de hexamina ( Pichelin et. al., 1999 ) 1.-INTRODUCCIÓN 45 Este tipo de unión explica las bajas emisiones de formaldehído obtenidas para los tableros formulados con hexamina. En el caso de que no existan estas especies con elevada carga negativa (taninos, melanina, etc.) la hexamina se descompondría en formaldehído rápidamente (Walker, 1964). Basándose en esto, el uso de la hexamina como endurecedor para taninos, supone un gran avance medioambiental debido sobre todo a la baja emisión de formaldehído, y a que los tableros obtenidos pueden satisfacer las especificaciones requeridas para su uso tanto interior como exterior (Pizzi et al., 1995a, 1996 y 1998). c.- Adhesivos con glioxal El glioxal es un aldehído no tóxico (NIOSH 2000) y no volátil, aunque menos reactivo que el formaldehído. En cuanto a su empleo en la formulación de bioadhesivos se ha utilizado en la glioxilación de la lignina (Stephanou y Pizzi, 1993; Batubenga et al., 1995; Mansouri N.-E. et al., 2007) y se han realizado estudios que demuestran su aplicabilidad mezclados con taninos comerciales de pino ( Pinus Radiata) ( Ballerini et al., 2005). II. Autocondensación de los taninos Las reacciones de autocondensación características de los taninos poliflavonoides, se han utilizado recientemente para preparar adhesivos policondensados buscando la unión en ausencia de aldehídos (Meikleham et al., 1994). Esta reacción está basada en la apertura en condiciones ácidas o alcalinas del enlace O1-C2 de la unidad repetitiva del flavonoide y la posterior condensación de este centro reactivo en C2 con los carbonos libres C6 o C8 de la unidad flavonoide de otra cadena de taninos (Meikleham et al., 1994; Pizzi y Stephanou., 1993a; Pizzi y Meikleham, 1995, Pizzi et al., 1995b, 1995c). Aunque esta reacción puede conducir a un aumento considerable de la viscosidad, el proceso de gelificación no suele ocurrir por lo que, normalmente, se hace necesaria el contacto con una superficie lignocelulósica o la adición de algún catalizador como sílice en disolución acuosa. La energía de interacción de los taninos con la celulosa confirma el efecto catalítico de la superficie inducido por la celulosa en el proceso de curado de estos adhesivos (Pizzi y Stephanou, 1993b). En el caso de los taninos proantocianidínicos y prodelfinidínicos, como los de pino, la catálisis con celulosa es más que suficiente para 1.-INTRODUCCIÓN 46 la producción de tableros de uso interior. En el caso de los taninos menos reactivos como los de mimosa y quebracho, la presencia de sílice disuelta o de silicatos como catalizadores es el mejor sistema para obtener tableros que superen los estándares (Pizzi, 1994). En general, la reacción de autocondensación de los taninos ha demostrado su utilidad para preparar tableros de uso interior pero no para uso exterior. Por eso, la combinación de la autocondensación de distintos taninos con la adición de aldehídos en pequeñas concentraciones parece el mejor camino para reducir el porcentaje de aldehídos utilizados en el curado, disminuyendo la emisión de formaldehído para la preparación de tableros de uso exterior (Pizzi y Stephanou, 1993b; García y Pizzi, 1998). 1.5.2 Adhesivos con lignina La lignina se define como un compuesto de estructura amorfo, polifenólico que resulta de la copolimerización de tres monómeros fenilpropánicos como son los alcoholes coniferilo, sinapilico y p-cumaril. Este compuesto es después de la celulosa, el polímero orgánico más abundante en las plantas y se puede obtener como un subproducto de la industria papelera. La heterogeneidad de la lignina depende de las especies de las plantas de la cual proviene, del proceso de deslignificación usado para su separación de la celulosa y de los medios por los cuales es recuperada del licor de cocción. El interés del uso de la lignina, para la sustitución parcial del fenol en las resinas fenólicas es debido a su gran disponibilidad, su bajo coste y a la presencia de grupos funcionales potencialmente reactivos. El uso de la lignina como sustituto parcial del fenol en producción de resinas fenólicas tiene diferentes aplicaciones, tales como, la fabricación de tableros aglomerados, de pastas de frenos, o de laminados de madera contrachapada, entre otras (Vázquez et al., 1997). La idea de utilizarla como sustituto parcial del fenol en resinas fenólicas no es nueva, actualmente se desarrollan múltiples investigaciones dirigidas a la optimización de variables de manufactura, tales como relación molar fenolformaldehído, catalizador-fenol y porcentaje óptimo de sustitución de fenol por lignina (Khan et al., 2004). 1.-INTRODUCCIÓN 47 Sin embargo, la baja reactividad de la lignina ha hecho que su uso se reduzca a ser un sustituto parcial del fenol en estas resinas sintéticas. De hecho, ningún sistema basado en resinas de lignina puras ha tenido éxito a nivel comercial debido sobre todo a los problemas que provocan como tiempos de prensado muy largos, elevada corrosividad, etc (Pizzi, 2006). Parece que la sustitución total de los adhesivos sintéticos por parte de la lignina viene acompañado de un proceso previo, bien con peróxido de hidrogeno (Pizzi, 1994; Pizzi, 2003; Nimz y Hitze, 1980, Nimz, 1983), mediante la adición de enzimas (Kharazipour et al., 1991 y 1998), isocianatos (PMDI) o bien mediante una etapa de glioxilación previa (Mansouri et al., 2007). Esto supone que aún es necesario continuar investigando para optimizar este potencial recurso renovable y poder introducirlo dentro del mundo industrial de los adhesivos para tableros. 1.5.3. Adhesivos con proteínas La mayoría de los estudios realizados han sido en el campo del aprovechamiento de la proteína de la soja. Las materias primas obtenidas de la soja que resultan adecuadas para la formulación de adhesivos son la harina, el concentrado proteico (CPS) y el aislado proteico (APS). La mayor diferencia entre estos 3 subproductos es el contenido de proteína que es de alrededor de 48, 64 y 92% respectivamente. Los adhesivos de proteína de soja se han preparado con éxito tanto en ausencia de endurecedores (Ruseckaite y Stefani, 2007), como mezclados con metilen difenil diisocianato (MDI) (Wang y Sun, 2002). La adición de estos adhesivos de proteína de soja a los tradicionales adhesivos sintéticos, así como su uso después de una hidrólisis parcial y determinadas modificaciones han derivado en resultados aceptables (Zhong et al., 2003; Liu y Li, 2002), a pesar de que aún no se conoce su uso industrial en la actualidad. 1.5.4 Adhesivos con carbohidratos Los carbohidratos en forma de polisacáridos, gomas, oligómeros y azúcares monoméricos han sido empleados en la formulación de adhesivos desde hace bastantes años. Se pueden usar como adhesivos para tableros de madera de tres formas: (i) como aditivos de las resinas PF y UF existentes (ii) mediante degradación de sus componentes, obteniéndose resinas furánicas, furfural... y (iii) directamente como adhesivos para madera (Pizzi, 2006). 1.-INTRODUCCIÓN 48 1.5.5. Adhesivos con aceites insaturados Todos los estudios realizados hasta ahora se han centrado en aceites que contenían por lo menos un doble enlace, es decir aceites insaturados. Estos aceites son predominantemente una mezcla de triglicéridos con una pequeña cantidad de ácidos grasos libres. La reactividad de estas moléculas vendrá condicionada por el número de instauraciones, lo que aumentará el número de lugares reactivos dentro de las mismas. Como ejemplo de la aplicación de estos adhesivos está el empleo de aceite de linaza que ha sido utilizado para preparar una resina que se puede usar como adhesivo o como capa protectora superficial (Miller y Shonfeld, 2002; Tomkinson, 2002). Además, la energía de “cross-linking” puede variar mediante la adición de catalizadores específicos, obteniéndose tableros con gran resistencia al agua (Miller y Shonfeld, 2002). 1.5.6 Tableros de madera sin adhesivos Las técnicas de soldadura como el uso de ultrasonidos, la fricción mecánica y otras que se usan habitualmente en las industrias plásticas y de automoción, han sido recientemente aplicadas también en la industria de la madera en presencia de adhesivos termoplásticos. Estas mismas técnicas se pueden usar también para la unión de madera sin necesidad de usar adhesivos (Gfeller et al., 2003; Leban et al., 2004 Capítulo 2 Objetivos 3.-MATERIALES Y MÉTODOS 57 3.1 PREPARACIÓN DE LA CORTEZA DE EUCALIPTO DE LA CÁSCARA Y DEL ERIZO DE CASTAÑA La corteza de eucalipto (Eucalyptus globulus) utilizada en este trabajo ha sido suministrada por el Grupo Empresarial ENCE (Pontevedra), la cáscara de castaña (Castanea sativa) procede de la empresa Marrón Glacé S.L. (Ourense), y el erizo de castaña procede de una plantación de castaños (Castanea Sativa) de ecotipo local en la zona de Vila de Cruces (Galicia). ENCE utiliza mayoritariamente madera de eucalipto para la producción de pasta de papel, lo que requiere la separación previa de la corteza, que se está tratando como un residuo industrial cuyo único aprovechamiento en este momento es su uso como combustible. La cáscara de castaña (mezcla de la cáscara externa y la piel interna) es también un residuo que se produce en el procesado industrial de la castaña para la producción de marrón glasé, puré de castaña, etc. y que también se está destinando únicamente para la producción de energía en la propia planta. En este caso, además del residuo industrial, se ha utilizado en la etapa final del trabajo cáscara de castaña pelada manualmente tras ser secada a estufa a 60ºC durante 2 horas. No se han tenido en cuenta en el estudio realizado factores que pueden tener influencia en la composición de ambos materiales como son: localización geográfica del árbol, edad, época de recolección o de corte, etc. Tanto la corteza como la cáscara como el erizo se secaron al aire hasta alcanzar la humedad de equilibrio (11-12% sobre base húmeda (b.h.) para la corteza de eucalipto y el erizo de castaña y 19-20% b.h. para la cáscara de castaña), posteriormente se molieron en un molino de martillos y se tamizaron mediante una tamizadora electromagnética digital Filtra (FTL-0200), seleccionándose la fracción retenida entre los tamices de luz de malla de 0,1 y 2 mm. El material resultante se almacenó en bolsas de polietileno para preservarlo de la luz. El contenido en humedad de los materiales se determinó en una balanza de humedades Moisture Analyzer MA30 de Sartorius, basada en el método termogravimétrico; las muestras se sometieron a un proceso de secado a 105ºC durante 99 minutos. Todas las medidas de la humedad se hicieron por triplicado y se calculó el valor medio. 3.-MATERIALES Y MÉTODOS 58 3.2 EXPERIMENTOS DE EXTRACCIÓN Los experimentos de extracción se llevaron a cabo en un reactor de vidrio Pyrex de 4 L, con agitación mecánica y control de temperatura. La cáscara, el erizo de castaña o la corteza de eucalipto se mezclaron a temperatura ambiente con la cantidad de agua correspondiente a una relación sólido/líquido de 1/10 (peso/peso (p/p)) para la cáscara de castaña y de 1/15 (p/p) para la corteza de eucalipto. La suspensión resultante se calentó hasta alcanzar la temperatura seleccionada (70 ó 90ºC en los experimentos preliminares (sección 3.2.1), y 90, 95 ó 100ºC en los correspondientes al diseño de experimentos (sección 3.2.2)) momento en el cual se añadió el álcali cuando fue necesario (NaOH, Na2SO3 y Na2CO3 o mezclas de ellos en los experimentos preliminares (sección 3.2.1) y NaOH, Na2SO3 y mezclas de ambos en los correspondientes al diseño de experimentos (sección 3.2.2)) y se empezó a contabilizar el tiempo de extracción. Tras una hora, la suspensión final se filtró a vacío en un embudo Büchner y el sólido se lavó con agua hasta que las aguas de lavado fueron de color claro. El extracto, junto con las primeras aguas de lavado, se concentraron mediante secado por pulverización (“spray-drying”) en un secadero Mini Spray Dryer B-191 de Büchi, tras lo cual se determinó la humedad del producto extraído que se almacenó hasta su utilización. El residuo sólido se secó a temperatura ambiente y el rendimiento de extracción se determinó de acuerdo con la ec. 3.2.1 como el porcentaje de peso perdido por el sólido respecto al peso del material inicial en base seca (b.s.). Peso material inicial(g,b.s.) Peso residuo(g,b.s.) Rendimiento extraccion(%) 100 Peso material inicial(g,b.s.) − =× (3.2.1) 3.2.1 Estudio preliminar de las condiciones de extracción Se planificó una primera serie de experimentos de extracción para analizar la influencia de la temperatura (70 o 90ºC), del agente extractor (agua o disoluciones alcalinas de hidróxido sódico, sulfito sódico, mezclas de ambos o mezclas de sulfito sódico y carbonato sódico) y de la concentración de álcali sobre el rendimiento de extracción y sobre ciertas propiedades de los extractos que permiten evaluar su calidad para ser aplicados en la formulación de adhesivos: número de Stiasny y contenido en fenoles totales (evaluados mediante el método de Folin-Ciocalteu). Las condiciones experimentales ensayadas se recogen en la Tabla 3.2.1 Los resultados obtenidos han sido la base para seleccionar las variables e intervalos de operación de las mismas a analizar en una segunda serie de experimentos planificada de acuerdo con un diseño de experimental (sección 3.2.2). 3.-MATERIALES Y MÉTODOS 59 Tabla 3.2.1 Condiciones de extracción de los experimentos preliminares Agente extractor T(ºC) Agua 70 Agua 90 2,5% NaOH 70 2,5% NaOH 90 10% NaOH 70 2,5% Na2SO3 70 2,5% Na2SO3 90 10% Na2SO3 70 2,5% NaOH 2,5% Na2SO3 70 2,5% NaOH 2,5% Na2SO3 90 5% NaOH 5% Na2SO3 70 2,5% Na2CO3 2,5% Na2SO3 70 5% Na2CO3 5% Na2SO3 70 3.2.2 Análisis de la influencia de las condiciones de extracción mediante un diseño de experimentos La segunda serie de experimentos de extracción se planificó de acuerdo con un diseño factorial completo 23 con tres experimentos en el punto central (ver Tabla 3.2.2). El objetivo fue analizar la influencia de la temperatura (x1, 90-95-100ºC), la concentración de Na2SO3 (x2, 1,5-3-4,5%, basado en material seco) y la concentración de NaOH (x3 ,0-1,5-3%, basado en material seco) sobre diversas variables dependientes de interés en el proceso. Las variables dependientes (Yj) seleccionadas incluyeron además del rendimiento de extracción diversas variables relacionadas con la composición y propiedades de los extractos, que reflejan su potencial para su aplicación en la preparación de adhesivos:  Rendimiento de extracción (Y1, % sobre material seco)  Número de Stiasny de los extractos (Y2)  Contenido en fenoles totales de los extractos (Y3, g equivalentes de ácido gálico (EAG)/100 g extracto b.s.)  Contenido en proantocianidinas de los extractos (Y4, g/100 g extracto b.s.) 3.-MATERIALES Y MÉTODOS 60  Pesos moleculares medios de los extractos: en número, Mn (Y5, Da), y en peso, Mw (Y6, Da)  Parámetros de la ley de la potencia: índice de comportamiento de flujo, n (Y7) e índice de consistencia, k (Y8, Pa*sn) Los resultados experimentales se analizaron por regresión lineal empleando el método “hacia atrás” mediante el software SPSS 15.0 para ajustarlos a polinomios de la forma: Yj=a0j + a1jx1* + a2jx2* + a3jx3* + a12j x1*x2* + a13j x1*x3*+ a23j x2*x3*+ a123j x1*x2*x3* (3.2.2) donde x1*, x2* y x3* son las variables independientes codificadas mediante la ecuación 3.2.3 con valores entre -1 (límite inferior) y +1 (límite superior), siendo 0 el punto central del intervalo: 32,1,x Δx xx xi i pci * i= − = (3.2.3) donde xi es el valor real de la variable independiente, xpc es el valor de la variable independiente en el punto central y Δxi es el intervalo de variación de la variable independiente. Tabla 3.2.2 Diseño factorial 23 Experimento Variables independientes x1*x2*x3* 1 -1 -1 -1 2 1 -1 -1 3 -1 1 -1 4 1 1 -1 5 -1 -1 1 6 1 -1 1 7 -1 1 1 8 1 1 1 9.1 0 0 0 9.2 0 0 0 9.3 0 0 0 x1, Temperatura; x2, concentración de Na2SO3; x3 concentración de NaOH El análisis estadístico de los modelos se llevó a cabo mediante un análisis de varianza (ANOVA), que incluye el test F de Fisher, que establece la significación global del modelo, la significación asociada (se ha fijado un nivel de significación del 90%) y los coeficientes de correlación R2 y R2 ajustado. Además, también se han comparado los valores experimentales y calculados (de acuerdo con el modelo seleccionado) de cada variable dependiente Yj. La 3.-MATERIALES Y MÉTODOS 61 significación de los coeficientes se estableció de acuerdo con el test t de Student fijando un nivel de confianza del 90%. 3.2.3 Obtención de los extractos empleados en la formulación de adhesivos En las condiciones de extracción seleccionadas como óptimas en el diseño experimental realizado (1,5% Na2SO3, 0,75% NaOH y temperatura de 90ºC) se obtuvieron los extractos de cáscara de castaña, que denominaremos EXCC1, con los que se realizó el estudio de la formulación de adhesivos (Apartado 3.5) y la preparación de tableros de partículas (Apartado 3.6). En paralelo, también se utilizó en el estudio anterior un segundo extracto, que denominaremos EXCC2, correspondiente al experimento 8 del diseño experimental (4,5% Na2SO3, 3% NaOH y temperatura de 100ºC), con el fin de analizar la influencia de una elevada concentración de álcali en las propiedades adhesivo resultante. Finalmente, también se preparó un tercer extracto de cáscara de castaña reduciendo la concentración de sulfito sódico con respecto a la empleada en EXCC1 con el fin de conseguir aumentar la resistencia al agua del adhesivo. Este extracto, que denominaremos EXCC3 no se preparó a partir del residuo industrial de cáscara de castaña sino de la cáscara obtenida por pelado manual de castañas en el laboratorio. También se prepararon extractos de corteza de eucalipto y erizo de castaña en condiciones de extracción análogas a las empleadas para el extracto EXCC1, que denominaremos EXCE y EXEC, respectivamente. Estos extractos se emplearon en adhesivos combinados con los extractos de cáscara de castaña EXCC1. 3.3 CARACTERIZACIÓN ESTRUCTURAL DE LOS EXTRACTOS Los extractos de corteza de eucalipto y de cáscara de castaña se han caracterizado estructuralmente empleando diferentes técnicas: espectroscopía Ultravioleta-visible (UV-VIS), espectroscopía infrarroja por transformada de Fourier (FTIR), espectrometría de masas de desorción láser asistida por matriz con analizador de tiempo de vuelo (MALDI-TOF), espectrometría de masas con ionización por electrospray y analizador de tiempo de vuelo acoplada con cromatografía líquida de alta resolución en fase reversa (RP-HPLC-ESI-TOF), espectroscopía de Resonancia Magnética Nuclear de 13C (RMN-C13) y cromatografía de permeación de gel (GPC). La aplicación de la técnicas señaladas ha permitido realizar un estudio comparativo de los extractos acuosos de los dos materiales empleados, corteza de eucalipto y cáscara de 3.-MATERIALES Y MÉTODOS 62 castaña, así como analizar la influencia de las condiciones de extracción (agente extractor y su concentración o temperatura) sobre las características de los extractos obtenidos. 3.3.1 Análisis por espectroscopía UV-VIS Los espectros UV-VIS de los extractos fueron realizados utilizando un espectrofotómetro Milton Roy Spectronic 1201. Los extractos se redisolvieron en agua destilada, que se utilizó además como blanco. 3.3.2 Análisis por espectroscopía FTIR Los espectros FTIR de los extractos se determinaron en un espectrómetro Bruker IFS-66v con una resolución de 4 cm-1 y se acumularon 32 escaneos antes de realizar la transformada de Fourier. Las muestras se prepararon usando la técnica de la pastilla de KBr con una concentración de muestra del 2,5 % (mg extracto/100 mg pastilla). Los análisis se realizaron por triplicado. 3.3.3 Análisis por espectrometría MALDI-TOF En la ionización MALDI (“Matrix-Assisted Laser Desorption/Ionization”) los analitos cocristalizados con una matriz apropiada son convertidos en iones mediante la acción de un láser. Esta fuente de ionización suele asociarse a un analizador de tiempo de vuelo TOF, (“Time-Of-Flight”) en el que los iones se separan en función de su relación masa-carga tras ser acelerados en un campo eléctrico. Los espectros MALDI-TOF de los extractos se realizaron con un equipo AUTOFLEX (Bruker), utilizando como fuente de irradiación un láser de pulsos de nitrógeno con una longitud de onda de 337 nm. Cada pulso del láser corresponde a 3 ns. Las medidas se realizaron usando las siguientes condiciones: polaridad positiva, ruta de vuelo lineal, masa alta (voltaje de aceleración 20 kV), 100-150 pulsos por espectro. Se utilizó la técnica de extracción con retraso, aplicando tiempos de retraso de 200-800 ns. Para el análisis de los extractos de cáscara de castaña y corteza de eucalipto se siguió el método propuesto por Pasch et al. (2001). Las muestras se disolvieron en acetona (4 mg/mL) y posteriormente se mezclaron con la misma cantidad de una disolución de la matriz que, en este caso, fue DHB (ácido 2,5-dihidroxibenzoico o ácido gentísico) en acetona (10 mg/mL). Para facilitar la formación del ión se añadió NaCl a la matriz. Se tomaron 0,5-1 μL de la 3.-MATERIALES Y MÉTODOS 63 disolución resultante que se colocaron sobre la tarjeta portamuestras. Después de la evaporación del disolvente, la tarjeta se introdujo en el espectrómetro. Para facilitar la formación del ión se añadió NaCl a la matriz. 3.3.4 Análisis por RP-HPLC-ESI-TOF Los extractos acuosos de cáscara de castaña y de corteza de eucalipto se analizaron por RP-HPLC-ESI-TOF usando un Espectrómetro ESI-TOF Microtof de Bruker acoplado a un HPLC 1100 de Agilent Technologies. Los compuestos fenólicos presentes en las muestras se separaron usando una columna Zorbax Eclipse XDB-C18, 5µm, 4,6 x 150 mm de Agilent Technologies con precolumna, y un gradiente binario de 2% de ácido acético para la fase móvil A y de 0,5% de ácido acético en agua/acetonitrilo (1:1 volumen/volumen (v/v)) para la fase móvil B a un caudal de entrada de 0,5 mL/min. El gradiente lineal de fase móvil fue de 10 al 55% B entre 0 y 50 minutos de 55 a 100% B entre 50 y 60 minutos y del 100 al 10% B entre 60 y 65 minutos. El análisis de espectrometría de masas se realizó en modo negativo bajo las siguientes condiciones: analizador: TOF (Tiempo de vuelo), fuente de ionización: ESI (Electrospray), voltaje capilar: +4,5 kV, presión del gas nebulizador: 32 psi, flujo de gas seco: 12 L/min, volumen de inyección: 10 µL. Para elucidar la composición estructural de los taninos presentes en los extractos acuosos de la cáscara de castaña y en la corteza de eucalipto se realizó el análisis RP-HPLC-ESI-TOF de los siguientes patrones en las mismas condiciones usadas con los extractos: (+)-catequina hidrato, galocatequina, (-)-epicatequina, procianidina B2, quercetina-3-β-D glucósido, quercetina-3-o-rhamnósido, ácido elágico, (-)-ácido gálico, isorhamnetina, kaempferol y ácido tánico. Las muestras y los patrones se disolvieron en agua para uso cromatográfico en concentraciones iniciales de 100-200 ppm. 3.3.5 Análisis por RMN-13C Los espectros RMN-13C en estado sólido 1D CP-TOSS (Cross Polarization Total Suppresion of Spinning Sidebands) de los extractos acuosos de cáscara de castaña y de corteza de eucalipto se obtuvieron a temperatura ambiente con un espectrómetro Varian Inova de 17.61 T. La velocidad de rotación MAS fue de 9 kHz y se usó una rampa lineal para la 3.-MATERIALES Y MÉTODOS 64 polarización cruzada con un tiempo de contacto de 5 ms y un desacoplamiento heteronuclear TPPM usado con una fuerza de campo de 74 kHz. El número de barridos fue de 5000 y el tiempo de relajación entre barrido (d1) fue de 2,5 s. Los espectros se realizaron a una disolución acuosa de tanino al 40% tras su secado a estufa a 105ºC durante 24 h y molienda en un molino de bolas. 3.3.6 Análisis de la distribución de pesos moleculares por GPC Los extractos se acetilaron previo a su análisis por GPC de acuerdo con el método propuesto por Williams et al., (1983): 25 mg de extractos (b.s.) se acetilaron con 5 mL de una mezcla de piridina-anhídrido acético 1:1 (v/v) manteniéndose la mezcla con agitación durante 12 h a temperatura ambiente. La disolución se vertió sobre 50 mL de agua destilada y el precipitado obtenido se recuperó mediante filtración a vacío sobre un filtro de nylon de 20 μm de tamaño de poro. Por último, los extractos acetilados se redisolvieron en tetrahidrofurano (THF) (2-5 mg/mL) y se analizaron por GPC en un cromatógrafo 1100 de Agilent Technologies con detector DAD. Se utilizó una columna HP-PL gel 5μm Mixed-D y una precolumna de PL gel 5μm, ambas de Agilent Technologies. Como eluyente se usó THF y las condiciones en las que se realizaron los análisis fueron: caudal, 1 mL/min; temperatura de la columna, 30ºC; volumen de inyección, 20 μL. Las medidas se hicieron a una longitud de onda de 270 nm con un ancho de banda de 15 nm. Se realizó un calibrado universal usando patrones de poliestireno con pesos moleculares comprendidos entre 162-696.500, 580- 1.950.000 y 1.270-5.000.000 g/mol. Los análisis se realizaron por triplicado y los resultados fueron promediados. 3.4 ANÁLISIS DE LAS PROPIEDADES DE LOS EXTRACTOS 3.4.1 Determinación del contenido en fenoles totales El contenido en fenoles totales se determinó mediante el método de Folin-Ciocalteu (Singleton y Rossi, 1965): 2,5 mL de reactivo de Folin-Ciocalteu diluido previamente con agua (1:10 v/v) y 2 mL de disolución acuosa de carbonato sódico (75 g/L) se añadieron a 0,5 mL de una disolución acuosa de extracto. La mezcla se mantuvo 5 minutos a 50ºC en un bloque térmico (Selecta) y tras enfriarse a temperatura ambiente en un baño de agua, se midió su absorbancia a 760 nm en un espectrofotómetro Milton Roy Spectronic 1201. El contenido en fenoles totales se determinó a partir de la curva de calibrado obtenida empleando como 3.-MATERIALES Y MÉTODOS 65 estándar ácido gálico (2-40 μg/mL) (Figura 3.4.1) y los resultados se expresaron como g equivalentes de ácido gálico (EAG)/100 g extracto (b.s.). Los análisis se realizaron por triplicado y se calculó el valor medio. Figura 3.4.1 Recta de calibrado para la determinación del contenido en fenoles totales 3.4.2 Determinación del número de Stiasny El número de Stiasny es una medida de la cantidad de material capaz de copolimerizar con formaldehído en medio ácido y por tanto es un parámetro de interés a la hora de evaluar la capacidad de los extractos para su empleo en la formulación de adhesivos. La determinación del número de Stiasny se realizó de acuerdo con el método propuesto por Yazaki y Hillis (1980): se tomaron 0,25 g de extracto y se disolvieron en agua hasta un volumen final de 25 mL. A continuación se añadieron 2,5 mL de HCl 10 M y 5 mL de disolución de formaldehído al 37% y la mezcla se mantuvo a reflujo durante 30 minutos, después de los cuales el precipitado obtenido se separó por filtración a vacío sobre una placa filtrante (Nº3), previamente a peso constante y pesada. El precipitado se lavó con agua destilada, hasta eliminación completa del formaldehído y se secó a estufa a 105ºC hasta peso constante. El número de Stiasny se calculó como el porcentaje de precipitado obtenido a partir del extracto inicial: Peso del precipitado (g) NumerodeStiasny(%) 100 Peso del extracto inicialb.s. (g) =× (3.4.1) 0 5 10 15 20 25 30 35 40 0 0,05 0,1 0,15 0,2 0,25 0,3 0,35 0,4 0,45 Absorbancia a 760nm Conc. ácido gálico (μg/mL) 3.-MATERIALES Y MÉTODOS 72 3.7 PREPARACIÓN DE TABLEROS DE PARTÍCULAS Y ANÁLISIS DE SU CALIDAD 3.7.1 Preparación de tableros de partículas Los tableros realizados en este trabajaron se fabricaron usando dos métodos distintos según el equipamiento disponible en cada momento. La primera serie de tableros se preparó en el ENSTIB (L’Ecole Nationale Supérieure des Technologies et Industries du Bois, Epinal, Francia). Se fabricaron tableros de partículas de una sola capa interna de dimensiones 230 mm× 230 mm × 14 mm con mezcla de partículas de maderas de haya (Fagus sylvatica) y de abeto noruego (Picea abies). Los tableros se prensaron en una prensa SMI de platos calefactados de 100 toneladas, a una temperatura de 195ºC y realizando el siguiente ciclo de presiones: 25 bar los primeros 120 s, 24 bar los 150 s siguientes y 13 bar los últimos 13 s. El adhesivo se preparó como ya se ha explicado anteriormente, mezclando el extracto de cáscara de castaña (EXCC1 o EXCC2) con la cantidad de agua necesaria para obtener un porcentaje de sólidos en el adhesivo final de un 30% (en peso), teniendo en cuenta tanto la cantidad de extracto (b.s.) como de endurecedor añadido. La cantidad de adhesivo empleado fue para todos los tableros preparados de un 10% sobre madera (b.s.). El mezclado de las partículas con el adhesivo se realizó en un mixer de paletas de laboratorio, fijando el tiempo de mezcla en 1 minuto para todos los tableros realizados. Los tableros obtenidos se dejaron enfriar a temperatura ambiente, y se almacenaron durante una semana para garantizar el postcurado del tablero, en condiciones de temperatura y humedad ambientales. Posteriormente se cortaron para obtener probetas de 50 cm × 50 cm. A todas las probetas obtenidas se les midió la densidad y el perfil de densidades usando un analizador del perfil de densidades de laboratorio DAX 5000 de GreCon. Asimismo, las probetas preparadas se fijaron entre dos placas metálicas de 5 cm ×7 cm y 0,3 cm de espesor empleando un adhesivo termoplástico y se dejaron enfriar un mínimo de 2 h antes de realizar el ensayo de cohesión interna (IB) mediante el método de tracción en una máquina INSTRON. La segunda serie de tableros se preparó en los laboratorios del Departamento de Ingeniería Química de la USC. Las variaciones con respecto a los ensayos anteriores están en: los sistemas adhesivos utilizados (se utilizaron adhesivos preparados con los extractos 3.-MATERIALES Y MÉTODOS 73 EXCC1, EXCE, EXCEC y EXCC3), tipo de partículas de madera, sistema de mezcla adhesivo-partículas, condiciones de prensa del tablero y condiciones de postcurado del tablero. Se prepararon tableros de partículas de una sola capa interna y de dimensiones 210 mm × 210 mm × 14 mm con partículas de madera de pino (secadas previamente en estufa hasta un 3% de humedad). Las partículas se mezclaron con la cola en un reactor cilíndrico de laboratorio con agitación mecánica adaptado para esta operación. Los tableros se prensaron en una prensa de Laboratorio Gumix a una temperatura de 195ºC y una presión constante en torno a 40 bar. El tiempo de prensado fue de 7,5 minutos. El postcurado de los tableros se realizó en una cámara climática WTC de Binder durante 10 días a 65% de humedad relativa y 21ºC, con el objetivo de conseguir una humedad en torno al 12%. Las probetas para los análisis de calidad de los tableros se prepararon de la forma ya descrita en la primera serie de tableros. 3.7.2 Análisis de calidad de los tableros Los tableros de partículas fueron evaluados mediante ensayos físicos y mecánicos de acuerdo a las Normas Europeas: Densidad (EN 323); Humedad (EN 322); Hinchamiento en espesor (EN 317); Absorción (EN 317); Adhesión Interna (EN 319), para lo que se cortaron los tableros realizados para obtener 12 probetas cuadradas de 50±1 mm de arista, por tablero ensayado. Ensayo de densidad (EN 323) La determinación de la densidad basada en la norma mencionada especifica que las probetas deben ser de sección cuadrada, de arista 50 ± 1 mm. Se determinó el espesor en el punto de intersección de las diagonales y la masa final, además de dos medidas paralelas a los bordes. La densidad fue determinada según la ecuación 3.7.1. 6 21 10 bb × ×× =t m ρ (3.7.1) donde: ρ = densidad del tablero (kg/m3) m = masa de la probeta (g) b1 y b2 = medidas ortogonales de los lados (mm) t = espesor de la probeta (mm) 3.-MATERIALES Y MÉTODOS 74 Ensayo para determinación del contenido de humedad (EN 322) En este ensayo el objetivo es determinar el contenido en humedad del tablero que se determina a partir de la ecuación 3.7.2. La eliminación del agua se realiza por secado en estufa a una temperatura de alrededor de 100ºC hasta alcanzar masa constante. Las probetas han de ser cuadradas con 50 ± 1 mm de arista. 100 m0 0× − =mm HH (3.7.2) donde: H = contenido de humedad del tablero (%) mH = masa inicial de la probeta (g) m0 = masa final de la probeta [seca] (g) Ensayo de hinchamiento en espesor (EN 317) El ensayo de hinchamiento en espesor fue realizado por inmersión de las probetas en agua durante 24 h. Las probetas han de ser cuadradas con 50 ± 1 mm de arista. Se mide el espesor de las probetas en la intersección de las diagonales antes y después de su inmersión en agua y el hinchamiento se calcula mediante la ecuación 3.7.3. 100 t1 12 x tt Gt − = (3.7.3) donde: Gt = hinchamiento (%) t1 = espesor inicial (mm) t2 = espesor final (mm) Este análisis se realizó a las 2 horas de inmersión en agua y a las 24 horas, con el objeto de analizar la evolución del hinchamiento con el tiempo. Las probetas empleadas han sido las mismas para ambos ensayos. 3.-MATERIALES Y MÉTODOS 75 Ensayo de Absorción En el ensayo de absorción las probetas se sumergen en agua por un período de 24 h. Las probetas han de ser cuadradas con 50 ± 1 mm de arista. Se mide la masa de las probetas antes y después de la inmersión en agua y la absorción se determina a partir de la ecuación 3.7.4. 100 m1 12 x mm Am − = (3.7.4) donde: Am= absorción (%) m1 = masa inicial (g) m2 = masa final (g) Este análisis se realizó a las 2 horas de inmersión en agua y a las 24 horas, con el objeto de analizar la evolución de la absorción de agua con el tiempo. Las probetas empleadas han sido las mismas para ambos ensayos. Ensayo de adhesión interna (EN 319) Este ensayo tiene como objetivo medir la adhesión interna de la probeta. Según la norma europea, las probetas han de ser cuadradas con 50 ± 1 mm de arista. La probeta se fija entre dos soportes metálicos, que por tracción son posicionados en direcciones opuestas, de modo que la probeta de tablero se rompa. La adhesión interna se calculó mediante la ecuación 3.7.5. b a× =MAX I F A (3.7.5) donde: AI = adhesión interna (MPa) FMAX = carga máxima (kgf) a = ancho de la probeta (m) b = largo de la probeta (m) Este ensayo fue realizado tanto a los tableros originales, como a las probetas de los mismos que fueron empleadas para los análisis de resistencia al agua de absorción e 3.-MATERIALES Y MÉTODOS 76 hinchamiento. Para lo cual dichas probetas fueron secadas durante 24 horas en estufa y 1 hora en desecador, y lijadas. Este ensayo se realizó para comprobar la variación de la adhesión interna tras el tratamiento con agua. Evaluación de los tableros (EN 312). Esta es la norma que clasifica los tableros de acuerdo a los resultados de cohesión interna en seco y en agua hirviendo durante 2 horas, y de hinchamiento transcurridas 24 horas en agua. Tipo: a) P1 son aquellos tableros de uso general en medio seco. AI mínima de 0,24 (N/mm2) en seco. b) P2 son de uso interior (ejemplo: muebles) y también usados en medio seco. AI mínima de 0,35 (N/mm2) en seco. c) P3, tienen cierta resistencia a la humedad y condiciones de hinchamiento. AI mínima de 0,45 (N/mm2) en seco, e hinchamiento después de 24 horas en agua máximo de 14%. AI mínima en agua hirviendo de 0,08 (N/mm2). d) P4, deben cumplir con condiciones de trabajo especificas en medio seco. AI mínima de 0,35 (N/mm2) en seco, e hinchamiento después de 24 horas en agua máximo de 15%. e) P5, deben cumplir con condiciones de trabajo especificas en medio húmedo: AI mínima de 0,45 (N/mm2) en seco, e hinchamiento después de 24 horas en agua máximo de 10%. AI mínimo en agua hirviendo de 0,14 (N/mm2) f) P6, deben cumplir con condiciones de trabajo elevadas en medio seco. AI mínima de 0,5 (N/mm2) en seco, e hinchamiento después de 24 horas máximo de 14%. g) P7, deben cumplir con condiciones elevadas de trabajo en medio húmedo. AI mínima de 0,7 (N/mm2) en seco, e hinchamiento después de 24 horas máximo de 8%. AI mínimo en agua hirviendo de 0,23 (N/mm2). 3.-MATERIALES Y MÉTODOS 77 Emisión de formaldehído mediante el método Bocal (EN 717-3). Se preparó una disolución de formaldehído de concentración conocida mediante valoración con tiosulfato sódico. Para realizar la curva de calibrado, se hicieron las siguientes diluciones: 0 ml/50 ml; 2,5 ml/50 ml; 5 ml/50 ml; 10 ml/50 ml; 25 ml/50 ml; 50 ml/50 ml. De cada disolución se tomaron 10 ml y se le añadieron 10 ml de acetil acetona y 10 ml de acetato de amonio. Esta disolución se mantuvo 15 minutos a 40ºC y luego se dejó enfriar 1 hora protegida de la luz. Por último se midió la absorbancia a una longitud de onda de 412 nm en un espectrofotometro de UV/VIS, y se representó la absorbancia de cada patrón, frente a la concentración, obteniéndose la curva de calibrado que se representa en la Figura 3.7.1 y = 11,825x - 0,2512 R² = 0,9992 0 2 4 6 8 10 12 14 16 0 0,2 0,4 0,6 0,8 1 1,2 1,4 Concentración mg/ml (10 -3 ) Absorbancia Figura 3.7.1 Curva de calibrado de la absorción de formaldehído. Para realizar el análisis de la emisión de formaldehído de los tableros, se cortaron en las dos horas siguientes a su fabricación en probetas de 25×25×1,4 cm, las cuales se embolsaron realizando el ensayo de emisión de formaldehído, en las 24 h siguientes a la fabricación del tablero. Para hacer el ensayo se emplearon: • 12 probetas para el análisis de la humedad. • 15 probetas para el análisis de emisión de formaldehído (el número necesario para tener en torno a 100 gramos de muestra). Se tomaron las probetas de tres en tres, se pesaron, se anudaron con una goma y se introdujeron en un bote de cristal cerrado según la norma, en el cual se añadieron previamente 50 ml de agua destilada. 3.-MATERIALES Y MÉTODOS 78 En 5 botes se colocaron las 15 probetas de tablero y en 2 botes solo se añadió agua destilada, para usarlos como blanco. Todos los botes se metieron en una estufa a 40ºC durante 3 horas. Tras las 3 horas retiramos las muestras y dejamos que se enfriasen con los botes cerrados a temperatura ambiente. Una vez que se alcanzó la temperatura ambiente, se repitió el proceso que hicimos para analizar el contenido de formaldehído en los patrones con el agua que tenemos en los botes. La emisión de formaldehído en mg de formaldehído/kg de tablero se calcula a partir de la ecuación 3.7.6. m HfAbAs Fv )100(500)( + × × × − = (3.7.6) donde: Fv: emisión de formaldehído (mg/kg) As: absorción de la muestra a analizar Ab: absorción del blanco f : pendiente de la curva H: humedad de la probeta en base seca (%) m: masa de la probeta (g) Capítulo 4 Resultados y discusión 4.-RESULTADOS Y DISCUSIÓN 81 4.1 ESTUDIO DE LAS CONDICIONES DE EXTRACCIÓN 4.1.1 Estudio preliminar En esta etapa se estudió el proceso de extracción de taninos de la cáscara de castaña y de la corteza de eucalipto, utilizando agua y disoluciones acuosas de distintos álcalis (sulfito sódico, carbonato sódico e hidróxido sódico) en las condiciones ya indicadas en el Apartado 3.2.1, seleccionadas entre las habitualmente usadas a escala industrial para la extracción de taninos de materiales vegetales para su empleo en adhesivos para madera (Pizzi, 1994) o para el curtido del cuero. Las Tablas 4.1.1 y 4.1.2 muestran los resultados del rendimiento de extracción y las propiedades de los extractos obtenidos para la cáscara de castaña y la corteza de eucalipto, respectivamente. Como puede observarse, el rendimiento de extracción es considerablemente mayor para la cáscara de castaña (8,7-49,4% en peso, sobre cáscara de castaña seca) que para la corteza de eucalipto (6,8-18,9% en peso, sobre corteza de eucalipto seca) en todas las condiciones de extracción estudiadas. Los valores más altos del rendimiento de extracción obtenidos para la cáscara de castaña son similares a los encontrados para taninos de nuez pacana comerciales (42-43 %) (Pizzi, 1994), mientras que los de la corteza de eucalipto fueron bastante inferiores. Para ambos materiales, el valor más alto del rendimiento se obtuvo para los extractos obtenidos con una disolución acuosa de NaOH al 10% y el menor fue para el caso en el que se utilizó agua como agente de extracción. Con respecto a la influencia de la temperatura, un aumento de 70 a 90ºC provocó un aumento del rendimiento de extracción mayor para el caso de la cáscara de la castaña. Los extractos de cáscara de castaña tuvieron valores más altos del número de Stiasny y del contenido en fenoles totales para todas las condiciones de extracción estudiadas. Estas propiedades disminuyeron con el aumento de la alcalinidad de la disolución y de forma más significativa para los extractos de cáscara de castaña. Aunque a pH más alto, el rendimiento de extracción aumentó, también se extrajeron más compuestos “no-taninos” lo que disminuyó la calidad de los extractos obtenidos. En general, en todas las condiciones ensayadas, un aumento de temperatura de 70 a 90ºC no sólo aumentó el rendimiento de extracción sino que también mejoró la calidad 4.-RESULTADOS Y DISCUSIÓN 88 4.1.2 Análisis de la influencia de las condiciones de extracción mediante un diseño de experimentos En el estudio preliminar de las condiciones de extracción se concluyó que en los intervalos de condiciones de operación ensayadas, los extractos de cáscara de castaña presentaban mejores propiedades para la aplicación propuesta, la formulación de adhesivos para madera, que los de corteza de eucalipto debido a los mayores valores del número de Stiasny y del contenido en fenoles totales, unidos además a rendimientos de extracción sensiblemente superiores. La extracción con Na2SO3 2,5 % a 90ºC para ambos materiales, juntamente con la extracción con Na2SO3 2,5 % y NaOH 2,5% a 90ºC para la cáscara de castaña proporcionaron los mejores extractos. Para optimizar el proceso de extracción se ha analizado el efecto de aumentar la temperatura por encima de 90ºC (un aumento de 70 a 90ºC en el estudio previo resultó ventajoso) y de la concentración de Na2SO3, sólo o combinado con NaOH, sobre el rendimiento y propiedades de los extractos. Los experimentos se planificaron de acuerdo con un diseño factorial incompleto 23 tal y como se explicó en el Apartado 3.2.2. Las Tablas 4.1.4 y 4.1.5 presentan los resultados experimentales obtenidos para las variables dependientes seleccionadas en las extracciones de cáscara de castaña y corteza de eucalipto, respectivamente, de acuerdo con el diseño factorial 23 planificado (Tabla 3.2.1). Las Tablas 4.1.6 y 4.1.7 muestran, para las variables dependientes analizadas en las extracciones de cáscara de castaña y corteza de eucalipto, respectivamente, los coeficientes de los modelos (ecuación 3.2.2) que han resultado significativos con la correspondiente desviación standard y significación, así como los parámetros de correlación del modelo y su significación. No se han encontrado modelos significativos para el contenido en fenoles totales (Y3), y el índice de consistencia (Y8) de los extractos de cáscara de castaña y para el contenido en proantocianidinas (Y4) de los extractos de corteza de eucalipto. 4.-RESULTADOS Y DISCUSIÓN 89 Tabla 4.1.4 Resultados experimentales correspondientes al diseño factorial 23 para el rendimiento de extracción y propiedades de extractos de cáscara de castaña Exp. Variables independientes Variables dependientes X1* X2* X3* Y1 Y2 Y 3 Y 4 Y 5 Y 6 Y7 Y 8 1 -1 -1 -1 26,1 97,1 41,6 44,0 3200 8051 0,85 0,15 2 1 -1 -1 36,4 90,7 38,2 40,2 2129 4975 0,61 1,08 3 -1 1 -1 42,5 85,0 37,0 50,8 1583 3492 0,91 0,07 4 1 1 -1 48,4 84,5 38,1 36,8 1313 2814 0,92 0,02 5 -1 -1 1 50,5 85,9 43,0 25,6 1437 3187 0,42 3,61 6 1 -1 1 49,7 83,0 41,1 24,6 1712 3381 0,5 1,41 7 -1 1 1 53,7 85,3 37,6 23,6 1333 2469 0,45 1,37 8 1 1 1 56,4 80,5 59,1 24,2 1089 2025 0,43 0,72 9.1 0 0 0 45,4 85,8 57,7 27,6 1477 3151 0,6 0,32 9.2 0 0 0 48,2 85,7 60,5 29,1 1599 3279 0,57 0,27 9.3 0 0 0 46,9 87,0 62,5 28,8 1677 3516 0,77 0,12 Variable independiente Niveles -1 0 +1 X1 , Temperatura (ºC) 90 95 100 X2, Concentración de Na2SO31,5 3,0 4,5 X3, Concentración de NaOH 0 1,5 3,0 Y1, rendimiento de extracción (g/100 g cáscara seca); Y2, número de Stiasny; Y3, fenoles totales (g EAG/100 g extracto seco); Y4, contenido en proantocianidinas (g /100 g extracto seco); Y5, peso molecular medio en número (Da); Y6, peso molecular medio en peso (Da) Y7, índice de comportamiento de flujo, Y8, índice de consistencia (Pa*sn). En las Figuras 4.1.4 y 4.1.5 se presentan a modo de ejemplo los valores experimentales frente a los calculados por el modelo (ecuación 3.2.2) para el rendimiento de extracción (Y1) y número de Stiasny (Y2) y para los pesos moleculares medios en número y en peso (Y5 e Y6), respectivamente, de los extractos de ambos materiales, observándose en todos los casos una elevada concordancia. Para las demás variables dependientes también se ha encontrado que el modelo de regresión obtenido predice satisfactoriamente los resultados experimentales. 4.-RESULTADOS Y DISCUSIÓN 90 Tabla 4.1.5 Resultados experimentales correspondientes al diseño factorial 23 para el rendimiento de extracción y propiedades de extractos de corteza de eucalipto Exp. Variables independientes Variables dependientes X1* X2* X3* Y1 Y2 Y 3 Y 4 Y 5 Y 6 Y 7 Y 8 1 -1 -1 -1 4,3 42,5 21,2 2,32 628 1170 0,43 2,48 2 1 -1 -1 7,1 44,2 22,8 2,55 519 810 0,48 0,58 3 -1 1 -1 8,2 29,7 16,8 2,01 487 744 0,39 2,52 4 1 1 -1 7,8 29,7 17,9 3,78 482 710 0,4 0,95 5 -1 -1 1 17,5 23,0 8,6 1,74 524 886 0,15 20,72 6 1 -1 1 21,9 27,9 11,8 2,19 561 990 0,17 17,05 7 -1 1 1 16,2 9,0 12,8 1,4 662 1360 0,14 7,01 8 1 1 1 14,0 14,7 8,2 0,78 562 1130 0,22 6,54 9.1 0 0 0 14,5 18,8 13,7 2,64 565 941 0,18 5,51 9.2 0 0 0 14,5 21,0 13,9 3,04 545 847 0,19 8,45 9.3 0 0 0 16,5 23,8 14,4 2,97 579 920 0,18 9,97 Variable independiente Niveles -1 0 +1 X1 , Temperatura (ºC) 90 95 100 X2 , Concentración de Na2SO31,5 3,0 4,5 X3, Concentración de NaOH 0 1,5 3,0 Y1, rendimiento de extracción (g/100 g corteza seca); Y2, número de Stiasny; Y3, fenoles totales (g EAG/100 g extracto seco); Y4, contenido en proantocianidinas (g /100 g extracto seco); Y5, peso molecular medio en número (Da); Y6, peso molecular medio en peso (Da), Y7, índice de comportamiento de flujo, Y8, índice de consistencia(Pa*sn) Como ya se había encontrado en el estudio preliminar, para todas las condiciones de extracción ensayadas, la cáscara de castaña no sólo proporciona un rendimiento de extracción significativamente superior sino también mejores propiedades para la aplicacion propuesta. Con respecto al estudio preliminar se ha analizado una nueva variable dependiente, el contenido en proantocianidinas, que de nuevo ha revelado el carácter condensado de los extractos de cáscara de castaña frente al hidrolizable de los de corteza de eucalipto, aunque para estos últimos no se ha encontrado, como ya se ha indicado previamente, un modelo significativo. 4.-RESULTADOS Y DISCUSIÓN 91 Tabla 4.1.6 Coeficientes de los modelos significativos (ecuación 3.2.2) para las variables dependientes analizadas en las extracciones de cáscara de castaña Y1 Y 2 Y 4 Coef. DS Sig. Coef. DS Sig. Coef. DS Sig. a0 45,836 0,538 0,000 86,409 0,176 0,000 32,293 1,314 0,000 a1 2,263 0,631 0,0016 -1,825 0,207 0,001 NS - NS a2 4,788 0,631 0,001 -2,675 0,207 0,000 NS - NS a3 7,113 0,631 0,000 -2,825 0,207 0,000 -9,226 1,541 0,000 a12 NS - NS 0,500 0,207 0,073 NS - NS a13 -1,788 0,631 0,0037 NS - NS NS - NS a23 -2,313 0,631 0,0015 1,900 0,207 0,001 NS - NS a123 NS - NS -0,975 0,207 0,009 NS - NS R2 0,978 0,993 0,799 R2corr. 0,955 0,982 0,777 DS 1,785 0,585 4,358 Sig. 0,000 0,000 0,000 Tabla 4.1.6 (cont.).- Coeficientes de los modelos significativos (ecuación 3.2.2) para las variables dependientes analizadas en las extracciones de cáscara de castaña. Y5 Y 6 Y 7 Coef. DS Sig. Coef. DS Sig. Coef. DS Sig. a0 1686,27 40,77 0,000 3667,27 148,23 0,000 0,639 0,03 0,000 a1 -163,75 47,81 0,027 -500,50 173,81 0,045 NS - NS a2 -395,00 47,81 0,001 -1099,25 173,81 0,003 NS - NS a3 -331,75 47,81 0,002 -1033,75 173,81 0,004 -0,186 0,035 0,001 a12 NS - NS NS - NS NS - NS a13 171,50 47,81 0,023 438,00 173,81 0,065 NS - NS a23 213,25 47,81 0,011 580,75 173,81 0,029 NS ´- NS a123 -165,00 47,81 0,026 -379,50 173,81 0,094 NS - NS R2 0,977 0,964 0,754 R2corr. 0,943 0,909 0,727 DS 135,21 491,61 0,10 Sig. 0,003 0,008 0,001 NS: coeficiente no significativo para un nivel de confianza del 90%; DS: Desviación estandar; Sig. Significación del Modelo; Y1, rendimiento de extracción (g/100 g cáscara seca); Y2, número de Stiasny; Y4, contenido en proantocianidinas (g /100 g extracto seco); Y5, peso molecular medio en número (Da); Y6, peso molecular medio en peso (Da); Y7, índice de comportamiento de flujo. 4.-RESULTADOS Y DISCUSIÓN Tabla 4.1.1 Coeficientes de los modelos significativos (ecuación 3.2.2) para las variables dependientes analizadas en las extracciones de corteza de eucalipto Y1 Y 2 Y 3 Coef. DS Sig. Coef. DS Sig. Coef. DS Sig. a0 12,959 0,690 0,000 25,845 1,222 0,000 14,740 0,297 0,000 a1 NS - NS NS - NS NS 0,349 NS a2 NS - NS -6,820 1,433 0,001 -1,083 0,349 0,027 a3 5,271 0,809 0,000 -8,930 1,433 0,000 -4,658 0,349 0,000 a12 NS - NS NS - NS -1,043 0,349 0,030 a13 NS - NS NS - NS NS - NS a23 -1,739 0,809 0,064 NS - NS 1,243 0,349 0,016 a123 NS - NS NS - NS -0,918 0,349 0,046 R2 0,855 0,885 0,977 R2corr. 0,818 0,856 0,955 DS 2,288 4,052 0,986 Sig. 0,000 0,000 0,000 Tabla 4.1.7. cont.- Coeficientes de los modelos significativos (ecuación 3.2.2) para las variables dependientes analizadas en las extracciones de corteza de eucalipto Y5 Y 6 Y 7 Y 8 Coef. DS Sig. Coef. DS Sig. Coef. DS Sig. Coef. DS Sig. a0 555,82 4,68 0,000 955,27 19,94 0,000 0,266 0,019 0,000 7,435 0,527 0,000 a1 -22,13 5,49 0,007 -65,00 23,38 0,032 NS - NS NS - NS a2 NS - NS NS - NS NS - NS -2,976 0,618 0,002 a3 24,13 5,49 0,005 116,50 23,38 0,002 -0,128 0,023 0,000 5,599 0,618 0,006 a12 NS - NS NS - NS NS - NS NS - NS a13 NS - NS NS - NS NS - NS NS - NS a23 39,63 5,49 0,000 142,50 23,38 0,001 NS - NS -3,079 0,618 0,002 a123 -30,13 5,49 0,002 -82,50 23,38 0,012 NS - NS NS - NS R2 0,951 0,932 0,778 0,949 R2corr. 0,919 0,887 0,753 0,927 DS 15,54 66,13 0,064 1,747 Sig. 0,000 0,001 0,000 0,000 NS: coeficiente no significativo para un nivel de confianza del 90%; DS: desviación estándar. Y1, rendimiento de extracción (g/100 g cáscara seca); Y2, número de Stiasny; Y3, fenoles totales (g EAG/100 g extracto seco); Y5, peso molecular medio en número (Da); Y6, peso molecular medio en peso (Da); Y7, índice de comportamiento de flujo, Y8, índice de consistencia(Pa*sn) 92 4.-RESULTADOS Y DISCUSIÓN 93 Rend. C. castaña Rend. C. eucalipto Stiasny C. castaña Stiasny C. eucalipto Calculado Experimental 120 100 80 60 40 20 00 20 40 60 80 100 120 Figura 4.1.4 Valores calculados frente a experimentales para el rendimiento de extracción y número de Stiasny de los extractos de cáscara de castaña y corteza de eucalipto. Mn C. castaña Mn C. eucalipto Mw C. castaña Mw C. eucalipto Calculado Experimental 9000 7500 6000 4500 3000 1500 00 1500 3000 4500 6000 7500 9000 Figura 4.1.5 Valores calculados frente a experimentales para los pesos moleculares en número (Mn) y en peso (Mw) de los extractos de cáscara de castaña y corteza de eucalipto. Tanto para la extracción de cáscara de castaña como para la de corteza de eucalipto la concentración de NaOH ha resultado ser la variable independiente más significativa con la excepción de los pesos moleculares medios de los extractos de cáscara de castaña que dependieron más de la concentración de sulfito sódico, y de los fenoles totales de los extractos de eucalipto en los cuales la influencia de la concentración de Na2SO3 fue muy significativa. La temperatura es, en general, la variable menos significativa sobre todo para la extracción de corteza de eucalipto para la que ni la temperatura ni sus interacciones con las demás variables independientes resultan ser significativas para prácticamente ninguna de las variables dependientes analizadas. El análisis de las superficies de respuesta obtenidas para las variables dependientes ha permitido seleccionar las condiciones de extracción óptimas para obtener un elevado 4.-RESULTADOS Y DISCUSIÓN 94 rendimiento de extracción unido a una elevada calidad de los extractos para su aplicación a la formulación de adhesivos. A continuación se presenta separadamente para las extracciones de cáscara de castaña y para las de corteza de eucalipto el análisis de las superficies de respuesta obtenidas que nos permitirá conocer con detalle la influencia de cada variable independiente y de sus interacciones sobre las diferentes variables dependientes analizadas. Para la cáscara de castaña, como se muestra en la Figura 4.1.6 el rendimiento de extracción (Y1) aumenta al aumentar las concentraciones de sulfito sódico e hidróxido sódico y también al aumentar la temperatura. Sin embargo, el número de Stiasny de los extractos (Y2) decrece al aumentar cualquiera de las tres variables independientes, aunque todos los valores obtenidos están dentro del rango indicado por Yazaki et al. (1993) como aceptable para el empleo de los extractos en la preparación de adhesivos (>65) (ver Figura 4.1.7). En las Figuras 4.1.6 y 4.1.7 puede observarse que operando a 90ºC se obtienen rendimientos de extracción superiores al 50% con valores del número de Stiasny mayores que 84; no obstante, éste puede incrementarse considerablemente (~95) manteniendo valores del rendimiento aceptables (~30%). Ninguna de las variables analizadas presenta una influencia significativa sobre el contenido en fenoles totales (Y3) de los extractos de cáscara de castaña. Cabe destacar que los valores obtenidos referidos al material original comprendidos entre 10,86-33,33 g EAG/100g cáscara seca, son sensiblemente superiores a los obtenidos en el estudio preliminar 4,20-18,83 g EAG/100 g cáscara seca. Por lo que respecta al contenido en proantocianidinas de los extractos (Y4), los altos valores encontrados confirmaron el carácter condensado de los taninos de la cáscara de castaña. Y4 depende exclusivamente de la concentración de hidróxido sódico y los mayores valores se obtuvieron para las extracciones llevadas a cabo en ausencia de NaOH. En las Figuras 4.1.8 y 4.1.9 se presenta la variación con las concentraciones de sulfito sódico e hidróxico sódico, a dos temperaturas seleccionadas, de los pesos moleculares medios en número (Mn, Y5) y en peso (Mw, Y6), respectivamente, de los extractos de cáscara de castaña, parámetros de primordial importancia para su empleo en la preparación de adhesivos. Tanto Mn como Mw aumentaron al disminuir cualquiera de las tres variables independientes analizadas. En estas condiciones, como se mencionó previamente, el número de Stiasny de los extractos aumenta mientras que el rendimiento de extracción disminuye. 4.-RESULTADOS Y DISCUSIÓN 95 Finalmente se estudió el comportamiento reológico de las disoluciones acuosas de extractos a través del análisis de los parámetros de la ley de la potencia. El índice de comportamiento de flujo (Y7) fue menor que uno en todos los casos, lo que muestra un comportamiento pseudoplástico (Tabla 4.1.4). Éste es de gran interés para la aplicación de los extractos de taninos en la formulación de adhesivos ya que cuando el adhesivo está sujeto a estrés durante su aplicación, su viscosidad aparente disminuye permitiendo un mejor flujo. El índice de la ley de la potencia depende sólo de la concentración de NaOH y las disoluciones de extractos que presentan más desviación del carácter newtoniano son aquellas en las que se ha usado mayor cantidad de NaOH en la etapa de extracción. Ninguna de las variables estudiadas presenta una influencia significativa sobre el índice de consistencia para los extractos de cáscara de castaña. a) 1,50 2,25 3,00 3,75 4,50 3,00 2,25 1,50 0,75 0,00 % Na 2 S0 3 % NaOH 3,00 2,25 1,50 0,75 % NaOH 0,00 4,503,75 3,002,251,50 % Na 2 SO 3 35,00-41,00 4 35,00-41,00 41,00-47,00 47,00-53,00 47,00-53,00 53,00-59,00 b) 3,00 2,25 1,50 0,75 % NaOH 0,00 4,503,75 3,002,251,50 % Na 2 SO 3 35,00-41,00 4 26,00-32,00 32,00-38,00 47,00-53,00 38,00-44,00 44,00-50,00 5 50,00-56,00 Figura 4.1.6 Superficies de respuesta para el rendimiento de extracción (Y1) de la cáscara de castaña en función de los porcentajes de sulfito sódico e hidróxido sódico para temperaturas de a) 100ºC y b) 90ºC. a) 3,00 2,25 1,50 0,75 % NaOH 0,00 4,503,75 3,002,251,50 % Na 2 SO 3 35,00-41,00 4 80,00-84,00 84,00-88,00 47,00-53,00 88,00-92,00 b) 3,00 2,25 1,50 0,75 % NaOH 0,00 4,503,75 3,002,251,50 % Na 2 SO 3 35,00-41,00 4 84,00-88,00 88,00-92,00 47,00-53,00 92,00-96,00 96,00-100,00 Figura 4.1.7 Superficies de respuesta para el número de Stiasny de los extractos (Y2) de la cáscara de castaña en función de los porcentajes de sulfito sódico e hidróxido sódico para temperaturas de a) 100ºC y b) 90ºC 4.-RESULTADOS Y DISCUSIÓN 96 a) 3,00 2,25 1,50 0,75 % NaOH 0,00 4,503,75 3,002,251,50 % Na 2 SO 3 35,00-41,00 4 1000-1400 1400-1800 47,00-53,00 1800-2200 b) 3,00 2,25 1,50 0,75 % NaOH 0,00 4,503,75 3,002,251,50 % Na 2 SO 3 35,00-41,00 4 1200-1600 1600-2000 47,00-53,00 2000-2400 2400-2800 5 2800-3200 Figura 4.1.8 Superficies de respuesta para el peso molecular medio en número (Y5) de los extractos de la cáscara de castaña en función de los porcentajes de sulfito sódico e hidróxido sódico para temperaturas de a) 100ºC y b) 90ºC a) 3 2 0 0 3,00 2,25 1,50 0,75 % NaOH 0,00 4,503,75 3,002,251,50 % Na 2 SO 3 35,00-41,00 4 1500-2000 2500-3500 47,00-53,00 3500-4000 4500-5000 b) 3,00 2,25 1,50 0,75 % NaOH 0,00 4,503,75 3,002,251,50 % Na 2 SO 3 35,00-41,00 4 2000-3000 3000-4000 47,00-53,00 4000-5000 5000-6000 6000-7000 7000-8000 Figura 4.1.9 Superficies de respuesta para el peso molecular medio en peso (Y6) de los extractos de la cáscara de castaña en función de los porcentajes de sulfito sódico e hidróxido sódico para temperaturas de a) 100ºC y b) 90ºC En las Figuras 4.1.10 a) y 4.1.10 b) se presenta para la extracción de corteza de eucalipto la variación del rendimiento de extracción (Y1) y del número de Stiasny (Y2) de los extractos con las concentraciones de sulfito sódico e hidróxido sódico. Para ambas variables dependientes la temperatura es una variable no significativa. La concentración de NaOH y su interacción con la concentración de Na2SO3 fueron los únicos términos significativos sobre el rendimiento de extracción. El rendimiento aumenta significativamente (del 6 al 20%) al aumentar la concentración de hidróxido sódico pero es prácticamente independiente de la concentración de sulfito sódico. El 4.-RESULTADOS Y DISCUSIÓN 97 mayor rendimiento de extracción (20%) se obtuvo para la concentración de NaOH más alta (3%) y la de Na2SO3 más baja. El número de Stiasny, por el contrario, aumenta al disminuir la concentración de ambos álcalis. No obstante, el número de Siasny no alcanza en ningún caso el valor mínimo señalado (65) para el empleo de los extractos en la preparación de adhesivos por lo que, como se verá posteriormente, estos extractos sólo se emplearán en combinación con los de cáscara de castaña en la formulación de adhesivos para tableros. La variación del contenido en fenoles totales (Y3) de los extractos (Figura 4.1.11) con las concentraciones de Na2SO3 y NaOH es análoga a la del número de Stiasny a la temperatura más alta ensayada (100ºC) pero al reducir la temperatura la concentración de Na2SO3 prácticamente no afecta. En resumen, la extracción a la temperatura más alta con la concentración más baja de Na2SO3 y sin NaOH conduce a los mayores valores del número de Stiasny, y contenido en fenoles totales pero a un bajo rendimiento de extracción. En consecuencia se propone elegir una solución de compromiso empleando una baja concentración de NaOH (~1%) que permita aumentar el rendimiento (>10%) sin reducir mucho la calidad de los extractos. Por lo que respecta a los pesos moleculares medios en número (Mn, Y5) y en peso (Mw, Y 6) de los extractos de corteza de eucalipto, las Figuras 4.1.12 y 4.1.13, respectivamente, presentan su variación con las variables independientes analizadas. En general, al aumentar la concentración de álcali aumentan tanto Mn como Mw, lo que puede ser debido a la extracción de polifenoles de mayor peso molecular al aumentar la severidad del proceso de extracción. A la temperatura de extracción más alta empleada 100ºC, tanto Mn como Mw dependen fundamentalmente de la concentración de NaOH (ver Figuras 4.1.12 a y 4.1.13 a). Sin embargo, cuando la temperatura se reduce a 90ºC (ver Figuras 4.1.12 b y 4.1.13 b) ambas variables son significativas y las superficies de respuesta para Mn y Mw presentan un punto silla a concentraciones intermedias de NaOH y Na2SO3. Ambos aumentan al aumentar o reducir simultáneamente las concentraciones de NaOH y Na2SO3 y disminuyen para combinaciones de concentraciones alta y baja de los álcalis. Finalmente, el comportamiento reológico de las disoluciones de extractos de corteza de eucalipto se analizó, como en el caso de los extractos de cáscara de castaña, según la ley de la potencia. El índice de comportamiento de flujo (Y7) fue, para todas las condiciones de extracción ensayadas, inferior al encontrado para el extracto de cáscara 4.-RESULTADOS Y DISCUSIÓN 104 Análisis por espectrometría MALDI-TOF La técnica MALDI-TOF permite el análisis de biomoléculas (biopolímeros como las proteínas, los péptidos y los azúcares) y moléculas orgánicas de elevado peso molecular (como los polímeros, los dendrímeros y otras macromoléculas) que tienden a hacerse frágiles y fragmentarse cuando son ionizadas por los métodos convencionales de espectrometría de masas. Los iones moleculares monocargados (m/z con z=1) se producen casi exclusivamente estables, sin inducirse su fragmentación (cada señal observada corresponde, en principio, al ion molecular de una especie química), por lo que permite analizar mezclas de compuestos y realizar un mapeo de dichas mezclas. Así, se han caracterizado los polifenoles presentes en los extractos acuosos de cáscara de castaña y de corteza de eucalipto sin recurrir a una etapa de purificación previa que pudiese alterar su estructura. En las Figuras 4.2.3 y 4.2.4 se presentan el espectro de masas MALDI-TOF del extracto acuoso de la corteza de eucalipto (extraído con agua a 90ºC, Tabla 3.2.1) y los detalles del mismo correspondientes al rango 400-1100 Da, respectivamente. Intensidad (s.u.) m/z 0 200 400 600 800 500 750 1000 1250 1500 1750 2000 2250 2500 2750 3000 Figura 4.2.3 Espectro de masas MALDI-TOF del extracto acuoso de corteza de eucalipto obtenido a 90ºC 4.-RESULTADOS Y DISCUSIÓN 105 Intensidad (s.u.) m/z 0 200 400 600 800 500 600 700 800 900 1000 Figura 4.2.4 Detalles del rango 400-1100 Da del espectro de masas MALDI-TOF del extracto acuoso de corteza de eucalipto obtenido a 90ºC En general, se observa la presencia de cadenas de ésteres con grupos poligaloilos que se extienden hasta 2331,1 Da, y una serie de picos con un incremento de masa de 152 Da, que es característico de la estructura de taninos poligálicos, es decir, taninos que tienen moléculas de glucosa en las que los grupos funcionales hidroxílicos se han sustituido por grupos galoilo (o moléculas de ácido gálico) (Figura 4.2.5, Pasch y Pizzi, 2002): Figura 4.2.5 Unidad monomérica característica de taninos poligálicos La presencia de esta unidad repetitiva también se ha puesto de manifiesto al aplicar el paquete informático Biotools para analizar el espectro, el cual permite determinar no sólo la unidad monomérica principal del polímero (Figura 4.2.6) sino también relacionar el espectro con la distribución de pesos moleculares de la muestra (pesos moleculares en número (Mn) y peso (Mw) y polidispersidad (D)), Figura 4.2.6). 4.-RESULTADOS Y DISCUSIÓN 106 n ser. rep.Unit. resid. Mn Mw D DP %Int cnt 0,0 0,2 0,4 0,6 0,8 1,0 1,2 1,4 1,6 1,8 2,0 2,2 2,4 2,6 2,8 [*10 3 ] 300 400 500 600 700 800 900 1000 1100 1200 1300 1400 1500 1600 m/z Figura 4.2.6 Identificación de la unidad monomérica repetitiva y determinación de la distribución de pesos moleculares del extracto acuoso de la corteza de eucalipto En la Tabla 4.2.1 se resumen las series principales de picos de iones observados en el espectro, cuya asignación se ha realizado según el procedimiento seguido por Xiang et al., (2007) para taninos gálicos. Los pesos moleculares esperados de los aductos [M + Na+] (Tabla 4.2.1) se calcularon según la ecuación: nNaMzm ⋅++=+ +0,1521,1800,23][/ (4.2.1) donde m/z = 23,0 corresponde al peso atómico del Na+ en el aducto [M + Na]+, m/z = 180,1 corresponde al peso molecular de una unidad de glucosa, m/z = 152,0 al del grupo galoilo y n es el número de grupos galoilo que esterifican la unidad de glucosa. Es importante tener en cuenta que al añadir NaCl a la matriz como reactivo para que se produzca la ionización, es necesario considerar el valor del peso atómico del ión Na+ en el cálculo. Tabla 4.2.1 Series de picos observados en el espectro MALDI-TOF del extracto acuoso de la corteza de eucalipto y valores de las masas moleculares calculadas para las estructuras asignadas Gn* Calculado Observado [M + Na]+ [M + Na]+ [M + 2Na-H]+ [M + 3Na-2H]+ [M + 4Na-3H]+ [M-OH]+ [M-OH+ Na-]H]+ G1 355,1 N** N N N N N G2 507,1 499,8 521,7 N 576,1 464,3 482,0 G3 659,1 653,8 674,8 698,5 729,9 614,1 635,7 G4 811,1 808,2 830,2 857,4 883,8 768,1 790,1 G5 963,1 965,1 987,2 1000,1 1034,5 921,7 944,2 G6 1115,1 1117,4 1137,0 1163,2 1181,4 1075,1 1095,3 G7 1267,1 1268,0 N 1314,6 1333,9 1223,4 1250,8 G8 1419,1 1417,4 1439,9 1462,9 1482,3 1378,1 1403,3 G9 1571,1 1571,4 N 1607,2 1634,5 1536,5 1557,0 G10 1723,1 1722,7 1746,2 1760,7 1789,5 1681,0 1710,0 G11 1875,1 1870,7 1888,1 1920,7 1942,8 N 1846,8 G12 2027,1 2029 N N N 1990,0 2006,9 G13 2179,1 N 2196,5 N 2242 2132,9 2168,7 G14 2331,1 N 2348,9 2375,0 2404 2287,9 N *Gn corresponde a moléculas de poligaloiloglucosa, las cuales constan de una molécula de glucosa y n grupos galoilo **N corresponde a los picos que no se han observado 4.-RESULTADOS Y DISCUSIÓN 107 4.-RESULTADOS Y DISCUSIÓN 108 A pesar de que los extractos acuosos de la corteza de eucalipto son una mezcla compleja de origen natural y que existieron ciertas limitaciones en la aplicación de la técnica MALDI-TOF a estos extractos, debido a la utilización de un calibrado universal para péptidos y a que los valores del peso molecular eran próximos al límite inferior de operatitividad del equipo, los valores calculados y observados experimentalmente (Tabla 4.2.1) fueron próximos entre sí y similares a los encontrados para el mismo tipo de taninos de otros materiales (Pasch y Pizzi, 2002; Xiang et al., 2007). En general, se puede decir que los extractos estudiados contienen unidades de poligaloilglucosa (G1-G14), de las cuales las que se encuentran mayoritariamente son la di- (482-576 Da), tri- (614-730 Da) y tetra-galolilo glucosas (760-880 Da). Además de la serie de iones cuasimoleculares [M+2Na-H]+, [M+3Na-2H]+ y [M+4Na-3H]+, existe otra serie de picos correspondiente a los iones generados por pérdida de un grupo hidroxilo de las unidades de poligaloiloglucosa [M-OH]+ y a iones de aductos complejos [M-OH+Na-H]+ cuyos pesos moleculares son 18 Da menores que aquéllos calculados para los aductos [M+Na+]. El segundo pico más intenso del espectro, correspondiente a 538,1 Da, se asigna a moléculas de di-galoiloglucosa cationizadas con tres átomos de Na y que han perdido un –OH. Finalmente, teniendo en cuenta la distribución de picos observada, se puede decir que el extracto acuoso de la corteza de eucalipto tiene una estructura similar al ácido tánico comercial que se presenta en la Figura 4.2.7. Figura 4.2.7 Estructura molecular del ácido tánico 4.-RESULTADOS Y DISCUSIÓN 109 En la Figura 4.2.8 se presenta el espectro MALDI-TOF del extracto acuoso de la cáscara de castaña obtenido a 100ºC (Tabla 3.2.1). En este caso, a diferencia de lo encontrado para el extracto de la corteza de eucalipto, no aparece una única unidad repetitiva, por lo que no fue posible utilizar el programa Biootols para su análisis. La Tabla 4.2.2 resume los valores de m/z correspondientes a los aductos del ion sodio de los diferentes oligómeros presentes en el extracto, y los calculados por combinación de las masas de las unidades repetitivas de los principales monómeros de los taninos condensados, de acuerdo a la siguiente ecuación: / [ ] 23,0( ) 2,0(gruposfinales, ) 288,3 304.3 440.4 (262o263)( / 2) 272.3 180 mzM Na Na H A B CDFS + += + + + +++ ++ (4.2.2) donde A, B y C representan los tres principales monómeros de flavonoides (Figura 4.2.9) catequina/epicatequina (A), epigalocatequina (B) y epicatequin-galato (C), respectivamente, F es la Fisetinidina (Figura 4.2.10), y D es el número de estructuras dimeras de fisetinidina que han perdido un grupo hidroxilo (Figura 4.2.10), y S representa el número de azúcares adheridos a la estructura del flavonoide. Figura 4.2.8 Espectro de masas MALDI-TOF del extracto acuoso de cáscara de castaña obtenido a 100ºC 4.-RESULTADOS Y DISCUSIÓN 110 Tabla 4.2.2 Serie de picos observados en el espectro MALDI-TOF del extracto acuoso de cáscara de castaña y valores de las masas moleculares calculadas para las estructuras asignadas M+Na+ M+Na+ Intensidad Tipo de Unidad monomérica (exp.) (calc.) del pico A B C D/2 F/E S Da (%) 290,3 306,3 442,4 264/265 274,3 180 511,0 509,3 26 -- 1 -- -- -- 1 672,2 673,3 52 1 -- -- -- -- 2 834,5 841,9 100 -- -- -- -- 3 -- 974,9 977,6 40 1 1 -- -- -- 2 1159,1 1157,6 60 1 1 -- -- -- 3 1321,5 1326,2 54 -- 1 -- -- 3 1 1483,8 1477,9 32 -- 3 -- -- -- 3 1646,0 1641,9 28 1 2 -- -- -- 4 1808,3 1810,5 16 -- 2 -- -- 3 2 1893,0 1893,9 10 -- -- -- 4 3 -- 1970,5 1978,2 15 -- 4(+1×O) -- -- -- 4 2133,0 2126,2 14 1 3 -- -- -- 5 2295,7 2299,8 10 -- 3 -- -- 3 3 2455,0 2446,5 5 -- 5 -- -- -- 5 Se verifica la presencia de taninos condensados, lo que confirma los resultados obtenidos en el análisis del número de Stiasny y del contenido en proantocianidinas de estos extractos (Apartado 4.1). De los tres principales monómeros de flavonoides (Figura 4.2.9), esto es, la catequina/epicatequina (A), epigalocatequina (B) y epicatequin-galato (C), con pesos moleculares de 290,3 Da, 306,3 Da y 442,4 Da, respectivamente, la unidad repetida en los extractos acuosos de cáscara de castaña es la epigalocatequina (Tabla 4.2.2). También se observa la presencia de dos estructuras repetitivas con un peso molecular de 274,3 Da (Figura 4.2.10): la fisetinidina, que tiene la misma estructura que la catequina pero sin un grupo hidroxilo en el carbono C5 del anillo A, y la estructura E, que resulta de la pérdida del grupo gálico de la estructura de epicatequin-galato, y de la estructura D con un peso molecular de 528,0-529,8 Da, que fue identificada previamente por Navarrete et al., 2010 en los extractos de pino marítimo, y que consiste en un dímero de la fisetinidina (o estructura E) que ha perdido un grupo hidroxilo en el C3’ de uno de los dos anillos B. Finalmente, se encuentran residuos de monosacáridos (S, 180 Da), generalmente, ramnosa, que es habitual en los taninos extraídos sólo con agua unidos por un enlace éter al oxígeno del C3 del heterociclo del tanino. Así, en el espectro se observa una serie de picos separados entre sí por ≈ 486 Da, siendo las series dominantes 4.-RESULTADOS Y DISCUSIÓN 111 a 834,5, 1321,5, 1808,3 y 2295,7 Da compuestas por estructuras de fisetinidina (o estructura E) unidas con unidades tipo B y residuos de azúcares. El resto de las series presentes con picos dominantes indica la presencia de la misma unidad repetitiva, tipo A (catequina/ epicatequina) (Tabla 4.2.2). Figura 4.2.9 Principales estructuras de los flavonoides Análisis por espectrometría de masas RP-HPLC-ESI-TOF Los extractos acuosos de ambos materiales se caracterizaron mediante la técnica de HPLC-ESI-TOF en fase reversa para identificar los componentes monoméricos de bajo peso molecular presentes en los mismos y los cromatogramas resultantes se analizaron mediante el método BP (base peak). En la Figura 4.2.11 se presenta el cromatograma obtenido del extracto acuoso de la corteza de eucalipto en el que los picos presentes se asignaron según la Tabla 4.2.3. Así, las principales estructuras monoméricas presentes son la quercetina-3-o-ramnósido, las mono- y di-galoil glucosas, el ácido elágico y la isorharmetina, con catequina y epicatequina en menor cantidad. La Figura 4.2.12 muestra el cromatograma obtenido para el extracto acuoso de la cáscara de castaña. Del análisis realizado según la asignación de picos en la Tabla 4.2.4 se encontró que los principales constituyentes monoméricos son la catequina/epicatequina, la galocatequina/epigalocatequina, la dicatequina y la estructura 4.-RESULTADOS Y DISCUSIÓN 112 D observada por Navarrete et al., (2010) en los extractos de corteza de pino. También aparecen fragmentos de taninos hidrolizables como galoil-glucosas y ácido elágico. Figura 4.2.10 Estructura de fisetinidina y estructuras D y E Figura 4.2.11 Cromatogama HPLC-ESI-TOF del extracto acuoso de corteza de eucalipto Figura 4.2.12 Cromatograma HPLC-ESI-TOF del extracto acuoso de la cáscara de castaña ESTRUCTURA E MW= 274.3 Da FISETINIDINA MW=274.3 Da E ESTRUCTURA D MW= 528 Da D 4.-RESULTADOS Y DISCUSIÓN 113 Tabla 4.2.3 Identificación de los monómeros presentes en el extracto acuoso de corteza de eucalipto Pico TR (min) Area/100 Compuestos identificados Peso molecular (fragmentos) Identificación 2 2,8 407,35 Mono-, di-, tri-galoil- Glucosa 331,08;481,07; 631,07 Std 3 2,9 143,48 Mono-, di-galoil-Glucosa 331,08;481,07 Std 5 13,7 62,69 Di-galoil-glucosa 483,13 MZ 6 14,0 147,72 Catequina 289,08 Std 9 19,8 45,21 Epicatequina 289,08 Std 18 30,4 1947,39 Ácido elágico 301,01 Std 20 36,1 1154,01 Quercetina-3-o- ramnósido e Isorharmetina 315,02;447,07 Std 21 37,7 170,14 Quercetina-3-o- ramnósido e Isorharmetina 315,02;447,07 Std 22 38,2 4801,86 Isorharmetina 315,02;461,08 Std 23 40,4 3659,19 Isorharmetina 300,00;315,02 Std TR: tiempo de retención, MZ: picos identificados por su peso molecular, Std: Picos identificados con los patrones. Tabla 4.2.4 Identificación de los monomeros presentes en el extracto acuoso de cáscara de castaña Pico TR (min) Area/100 Compuestos Identificados Peso molecular (fragmentos) Identificacion 2 2,8 28,326 Galoil, digaloil, y trigaloilglucosa 337,12; 481,07 Std 3 2,9 14,282 Galoil, digaloil, y glucosa 331,07 Std 4 4,9 20,317 Isorharmetina 317,1 MZ 5 5,4 8,782 Prorobinetidina+Prodelfinidina 593,14 MZ 6 6,9 47,614 Galocatequina 305,07 Std 7 10,8 21,071 di-epicatequina 425,1 Std 8 13,9 144,164 Catequina y dicatequina 289,08 Std 9 30,4 104,582 Ácido Elágico 301 Std 11 60,8 3,139 Disacárido 328,03; 343,05 MZ 13 65,9 10,064 Estructura D* 263,17; 293,18; 307,16 MZ TR: tiempo de retención, MZ: picos identificados por su peso molecular, Std: Picos identificados con los patrones , *Fragmento de la estructura D observada por Navarrete et al., (2010) 4.-RESULTADOS Y DISCUSIÓN 120 0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 %Int. 500 1000 1500 2000 2500 3000 3500 Mass/Char g e 1 [ 8.0 mV[sum= 3515 mV] Profiles 1-441 Smooth Av 150 -Baseline 100 10 mg/ml DHB/Aceton -- 4 mg/ml JS2 Aceton/H2O Data: Stellenbosch Tannine 10-01_0007.N8[c] 26 Jan 2010 11:34 Cal: tof-PEG1450-10000 26 Jan 2010 11:21 Shimadzu Biotech Axima ToF² 2.7.2.20070105: Mode Linear, Power: 118, P.Ext. @ 10000 (bin 149) 1243.3 1227.5 938.2 1361.4 1017.1 754.0 1179.9 922.6 1110.4 1547.5 1380.6 670.2 1032.3 1682.5 1265.7 2779.9 738.5 601.2 Figura 4.2.16 Espectro de masas MALDI-TOF del extracto de cáscara de castaña obtenido con 1,5% de Na2SO3 a 90ºC Tabla 4.2.7 Series de picos observados en el espectro MALDI-TOF del extracto de cáscara de castaña extraído con 1,5% de Na2SO3 a 90ºC M+Na+M+Na+ Pico Tipo de unidades monoméricas (exp.) (calc.) Intensidad A B C D/2 F/E Da Da (%) 290,3 306,3 442,4 264/265 274,3 922,6 921,9 42 1 2 -- -- -- 938,2 937,9 75 -- 3 -- -- -- 1179,9 1178,2 46 4 -- -- -- -- 1227,5 1226,2 85 1 3 -- -- -- 1243,3 1242,2 100 -- 4 -- -- -- 1361,4 1362,3 54 1 2 1 -- -- o 1365,9 -- -- -- 2 3 1380,6 1378,3 36 -- 3 1 -- -- 1547,5 1546,5 38 -- 5 -- -- -- 1682,5 1682,6 32 -- 4 1 -- -- 1986,0 1986,0 24 -- 5 1 -- -- 2290,0 2291,2 26 -- 6 1 -- -- o 2290,2 -- 4 -- 4 -- 2779,9 2780,0 28 2 -- -- -- 8 4.-RESULTADOS Y DISCUSIÓN 121 0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 %Int. 500 1000 1500 2000 2500 3000 3500 Mass/Charge 1[c ] 13 mV[sum= 3566 mV] Profiles 1-278 Smooth Av 150 -Baseline 100 10 mg/ml DHB/Aceton -- 4 mg/ml JS5 Aceton/H2O Data: Stellenbosch Tannine 10-01_0021.O14[c] 26 Jan 2010 12:41 Cal: tof-PEG1450-10000 26 Jan 2010 11:21 Shimadzu Biotech Axima ToF² 2.7.2.20070105: Mode Linear, Power: 106, P.Ext. @ 10000 (bin 149) 553.4 634.4 1180.1 939.1 1018.1 738.7 1342.7 855.5 530.0 618.5 1243.4 1504.3 1059.9 770.4 1162.0 1649.2 961.8 1829.3 2137.5 2029.7 Figura 4.2.17 Espectro de masas MALDI-TOF del extracto de cáscara de castaña obtenido con 1,5% de Na2SO3 y 0,75% de NaOH a 90ºC Tabla 4.2. 8 Series de picos observados en el espectro MALDI-TOF del extracto de cáscara de castaña extraido con 1,5% de Na2SO3 y 0,75% de NaOH a 90ºC M+Na+ M+Na+ Pico Tipo de unidades monoméricas (exp.) (calc.) Intensidad A B C D/2 F/E S Da Da (%) 290,3 306,3 442,4 264/265 274,3 180 553,0 551,0 100 -- -- -- 2 -- -- 634,0 633,6 42 -- 2 -- -- -- -- 855,0 855,3 27 -- 1 -- 2 -- -- 939,0 937,9 38 -- 3 -- -- -- -- 1059,0 1061,0 20 -- -- -- 4(-1xOH) -- -- 1180,0 1178,2 42 4 -- -- -- -- -- 1243,4 1242,2 20 -- 4 -- -- -- -- 1342,7 1345,3 30 1 -- -- 4(-1xOH) -- -- 1504,3 1504,2 22 -- 4 -- 1 -- -- 1548,0 1546,5 18 -- 5 -- -- -- -- 1649,2 1649,6 20 1 1 -- 4(-1xOH) -- -- o 1650,5 -- -- 1 3 -- -- -- o 1650,6 -- 2 2 1 -- -- -- 1829,0 1829,6 15 1 1 -- 4(-1xOH) -- 1 2029,0 2029,6 15 1 1 -- 4 -- 2 Los otros extractos obtenidos con NaOH 2,5% sola o combinada con Na2SO3 2,5% presentan una mayor variedad de estructuras monoméricas siendo la catequina, la estructura D, la fisetinidina/estructura E y la epicatequin-galato las más abundantes para el extracto obtenido sólo con NaOH y la catequina y la combinación de estructuras 4.-RESULTADOS Y DISCUSIÓN 122 de catequina y epigalocatequinas para el extracto obtenido con la mezcla de ambos álcalis. Los espectros mostraron que, a diferencia del extracto acuoso de la cáscara de castaña, no hay residuos de azúcares en los extractos obtenidos cuando se emplea sulfito sódico al 1,5% o que disminuyen cuando se combina con una baja concentración de hidróxido sódico. Sin embargo, los otros dos extractos presentan una cantidad significativa de monosacáridos en sus estructuras. Así, para ambos, las series dominantes a 1157,6, 1641,9, 2126,2 y 2610,5 Da (valores calculados) están compuestas de estructuras de catequina/epicatequina unidas con anillos tipo B y unidades de azúcares como para el extracto acuoso. Los azúcares unidos a la estructura flavonoide, reducen la fuerza y la resistencia al agua de las uniones del adhesivo (Pizzi, 1983), por lo que para la aplicación de los taninos como adhesivos para la madera interesa reducir su presencia en la medida de lo posible. Teniendo en cuenta los resultados obtenidos, la extracción en la que se empleó la menor concentración de sulfito sódico y de hidróxido sódico (1,5 y 0,75%, respectivamente) condujeron al extracto (EXCC1) con las mejores características estructurales para la formulación de adhesivos para madera, incluyendo un bajo grado de polimerización, y un bajo contenido en azucares lo que, junto con las otras propiedades estudiadas (Apartado 4.1), número de Stiasny, contenido en fenoles totales, etc. 0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 %Int. 500 1000 1500 2000 2500 3000 3500 Mass/Charge 1[c]. O 17 mV[sum= 3444 mV] Profiles 1-200 Smooth Av 150 -Baseline 100 10 mg/ml DHB/Aceton -- 4 mg/ml JS3 Aceton/H2O -- NaCl Data: Stellenbosch Tannine 10-01_0015.O11[c] 26 Jan 2010 12:12 Cal: tof-PEG1450-10000 26 Jan 2010 11:21 Shimadzu Biotech Axima ToF² 2.7.2.20070105: Mode Linear, Power: 117, P.Ext. @ 10000 (bin 149) 607.1 553.3 815.9 640.4 1323.4 838.9 1047.5 1485.3 1647.3 1160.7 1808.2 2371.3 1992.2 2546.2 740.0 2136.2 1398.6 1246.1 849.1 569.8 Figura 4.2. 18 Espectro de masas MALDI-TOF del extracto de cáscara de castaña obtenido con 2,5% de NaOH a 90ºC 4.-RESULTADOS Y DISCUSIÓN 123 Tabla 4.2.9 Series de picos observados en el espectro MALDI-TOF del extracto de cáscara de castaña extraido con 2,5% de NaOH a 90ºC M+Na+ M+Na+ Pico Tipo de unidades monoméricas (exp.) (calc.) Intensidad A B C D/2 F/E S Da Da (%) 290,3 306,3 442,4 264/265 274.3 180 553,3 551,0 56 -- -- -- 2 -- -- 607,1 601,6 100 2 -- -- -- -- -- 815,9 814,0 36 -- -- -- 3 -- -- o 813,6 -- 2 -- -- -- 1 838,9 841,9 24 -- -- -- -- 3 -- 999,0 993,6 18 -- 2 -- -- -- 2 1160,7 1157,6 22 1 1 -- -- -- 3 1246,1 1242,2 14 -- 4 -- -- -- -- 1323,4 1326,2 30 -- 1 -- -- 3 1 1398,6 1390,2 16 -- 3 -- -- 1 1 1485,3 1477,9 24 -- 3 -- -- -- 3 1647,3 1641,9 24 1 2 -- -- -- 4 1808,2 1810,5 20 -- 2 -- -- 3 2 2136,2 2126,2 17 1 3 -- -- -- 5 2618,0 2610,5 10 1 4 -- -- -- 6 0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 %Int. 500 1000 1500 2000 2500 3000 3500 Mass/Char g e 1[ c 18 mV[sum= 4497 mV] Profiles 1-255 Smooth Av 150 -Baseline 100 10 mg/ml DHB/Aceton -- 4 mg/ml JS4 Aceton/H2O -- NaCl Data: Stellenbosch Tannine 10-01_0024.N13[c] 26 Jan 2010 13:02 Cal: tof-PEG1450-10000 26 Jan 2010 11:21 Shimadzu Biotech Axima ToF² 2.7.2.20070105: Mode Linear, Power: 113, P.Ext. @ 10000 (bin 149) 1159.2 997.0 1321.5 834.6 1483.8 1056.9 1219.1 1646.0 894.6 672.3 1381.2 1304.2 816.5 1141.8 1807.9 1233.6 979.5 1543.4 1465.9 602.2 732.4 1628.9 1970.9 852.8 1395.7 2133.1 2295.4 1705.7 510.0 1788.9 1875.1 2618.5 2368.2 2457.6 Figura 4.2.19 Espectro de masas MALDI-TOF del extracto de cáscara de castaña obtenido con 2,5% de Na2SO3 y 2,5% de NaOH a 90ºC 4.-RESULTADOS Y DISCUSIÓN 124 Tabla 4.2.10 Series de picos observados en el espectro MALDI-TOF del extracto de cáscara de castaña extraido con 2,5% de Na2SO3 y 2,5% de NaOH a 90ºC M+Na+ M+Na+ Pico Tipo de unidades monoméricas (exp,) (calc,) Intensidad A B C D/2 F/E S Da Da (%) 290,3 306,3 442,4 264/265 274,3 180 510,0 509,3 16 -- 1 -- -- -- 1 602,2 601,6 28 2 -- -- -- -- -- 672,3 673,3 40 1 -- -- -- -- 2 732,4 731,0 26 -- -- -- 2 -- 1 816,5 815,6 34 -- -- -- 1(-1OH) 2 -- 834,6 841,9 80 -- -- -- -- 3 -- o 831,6 -- -- -- 1 2 -- 852,8 857,9 20 1 -- -- -- 2 -- 894,6 895,6 42 -- 2 -- 1 -- -- 979,5 977,6 28 1 1 -- -- -- 2 997,0 993,6 100 -- 2 -- -- -- 2 o 994,0 -- -- -- 3 -- 1 1056,9 1057,0 54 -- -- -- 4(-1OH) -- -- 1141,8 1141,6 32 2 -- -- -- -- 3 1159,2 1157,6 100 1 1 -- -- -- 3 1219,1 1215,3 48 -- 1 -- 2 -- 2 o 1222,0 2 -- 1 -- -- 1 1233,6 1226,2 28 1 3 -- -- -- -- 1321,5 1326,2 90 -- 1 -- -- 3 1 1381,2 1379,9 36 -- 3 -- 1 -- 1 o 1378,3 -- -- 3 1 -- -- -- 1465,9 1461,9 24 1 2 -- -- -- 3 1483,8 1477,9 64 -- 3 -- -- -- 3 1543,4 1546,5 24 -- 5 -- -- -- -- 1628,9 1625,9 22 2 1 -- -- -- 4 1646,0 1641,9 46 1 2 -- -- -- 4 1705,7 1699,6 16 -- 2 -- 2 -- 3 1788,9 1794,5 14 -- 2 -- -- 3(-1OH) 2 1807,9 1810,5 32 -- 2 -- -- 3 2 1970,9 1962,2 22 -- 4 -- -- -- 4 2133,1 2126,2 18 1 3 -- -- -- 5 2295,4 2294,8 18 -- 3 -- -- 3 3 2457,6 2446,5 14 -- 5 -- -- -- 5 2618,5 2610,5 14 1 4 -- -- -- 6 4.-RESULTADOS Y DISCUSIÓN 125 4.3 FORMULACIÓN DE ADHESIVOS BASADOS EN TANINOS 4.3.1 Análisis del tiempo de gel de disoluciones acuosas de extractos en función del tipo y concentración de endurecedor y del pH Empleando el extracto de cáscara de castaña seleccionado como óptimo (EXCC1) en el estudio de las condiciones de extracción por medio de un diseño de experimentos (Apartado 4.1.2), se estudió el efecto del tipo y concentración de endurecedor empleado: paraformaldehído (PAR), hexametilentetramina (HEX), glioxal (GLI) y tris(hidroximetil)nitrometano (TRIS), así como del pH, sobre el tiempo de gel de disoluciones acuosas de dichos extractos al 20% (en peso). El tiempo de gel proporciona una medida de la reactividad de los centros activos de los taninos y, en consecuencia, está relacionado con sus características estructurales importantes para la preparación de adhesivos. Asimismo, el tiempo de gel es una medida de la vida útil o “pot-life” del adhesivo, definido como el tiempo durante el cual el adhesivo puede emplearse desde el momento en que es preparado, parámetro que es fundamental para su aplicación industrial. Los valores obtenidos para el tiempo de gel en función de la concentración del endurecedor empleado se muestran en las Figuras 4.3.1-4.3.4. Tiempo de gel (s) Concentración (%) 7 9 11 13 15 17 19 21 30 40 50 60 70 80 90 100 110 Figura 4.3.1 Variación del tiempo de gel con la concentración de PAR para el extracto EXCC1 a su pH natural (6) 4.-RESULTADOS Y DISCUSIÓN 126 Tiempo de gel (s) Concentración (%) 7 9 11 13 15 17 19 21 23 25 30 40 50 60 80 70 Figura 4.3.2 Variación del tiempo de gel con la concentración de HEX para el extracto EXCC1 a su pH natural (6) Tiempo de gel (s) Concentración (%) 7 9 11 13 15 17 19 21 100 120 140 160 200 180 220 240 Figura 4.3.3 Variación del tiempo de gel con la concentración de GLI para el extracto EXCC1 a su pH natural (6) Tiempo de gel (s) Concentración (%) 7 9 11 13 15 17 19 21 200 400 600 800 1200 1000 Figura 4.3.4 Variación del tiempo de gel con la concentración de TRIS para el extracto EXCC1 a su pH natural (6) 4.-RESULTADOS Y DISCUSIÓN 127 Para PAR, HEX y TRIS el tiempo de gel se redujo significativamente al aumentar la concentración de endurecedor del 7,5 al 21 (para PAR y TRIS) o 24% (para HEX). Por el contrario, para el GLI el tiempo de gel varió poco con la concentración del endurecedor entre 7,5-15% y después aumentó al hacerlo la concentración. A baja concentración (7,5%), la HEX fue el endurecedor con el menor valor del tiempo de gel, acercándose su comportamiento al del PAR a medida que se iba incrementando el porcentaje de endurecedor añadido. El TRIS condujo a valores del tiempo de gel significativamente más altos que los de los otros endurecedores a todas las concentraciones ensayadas. Para el GLI y el TRIS se ha seleccionado el 10% como la concentración de endurecedor para continuar con los experimentos, por conducir en ambos casos a tiempos de gel aceptables y por ser aproximadamente el límite inferior de empleo de estos dos endurecedores con otros sistemas adhesivos con taninos (Ballerini, 2005, Trosa y Pizzi, 2001). Para HEX y PAR los tiempos de gel son cortos a todas las concentraciones ensayadas y aunque el valor habitualmente empleado para otros adhesivos basados en taninos está en torno al 5% (Pichelin et. al., 1999), en la siguiente serie de experimentos se empleará una concentración del 10%, para poder comparar los resultados con los de los otros dos endurecedores. En una segunda etapa, se analizó la influencia del pH sobre el tiempo de gel de disoluciones acuosas del extracto de cáscara de castaña EXCC1 empleando la concentración de endurecedor previamente seleccionada, 10%. El rango de pH objeto de estudio fue el comprendido entre el pH natural de la disolución de extracto al 20% que es 6 hasta un pH de 8,0 (para PAR), 9,0 (para GLI y TRIS) y 10,5 (para HEX). Los resultados obtenidos para los cuatro endurecedores se muestran en las Figuras 4.3.5 y 4.3.6. El tiempo de gel se redujo al incrementar el pH de la disolución de extracto cuando se utilizaron GLI, PAR o TRIS, como endurecedores, aunque en el caso del GLI se observa un leve incremento del tiempo de gel al aumentar el pH de 8 a 9. Por lo que respecta al PAR, se obtienen tiempos de gel muy cortos a todos los valores del pH ensayados, y cuando el pH supera el valor de 8 la reacción se hace tan rápida incluso a temperatura ambiente, que no es posible la medida. En el caso del TRIS, el descenso del tiempo de gel con el pH es muy pronunciado pasando de 1087 s a pH natural (6) a 142 s a pH 6,8, presentando un comportamiento similar al de los extractos comerciales de 4.-RESULTADOS Y DISCUSIÓN 128 mimosa, pino y quebracho (Trosa y Pizzi, 2001). La HEX presenta un comportamiento opuesto al de los demás endurecedores ya que el tiempo de gel se incrementa al hacerlo el pH en todo el rango estudiado. 0 50 100 150 200 250 300 350 400 5,0 6,0 7,0 8,0 9,0 10,0 11,0 GLI PAR HEX pH Tiempo de gel (s) Figura 4.3.5 Variación del tiempo de gel en función del pH para el extracto EXCC1 empleando un 10% de endurecedor pH Tiempo de gel (s) 0 200 400 600 800 1000 1200 5,0 6,0 7,0 8,0 9,0 10,0 Figura 4.3.6 Variación del tiempo de gel con el pH para el extracto EXCC1 empleando un 10% de TRIS El rango de pH de trabajo en el que los tiempos de gel permiten el empleo de estos adhesivos para su uso en tableros de madera, es decir, que no sean ni demasiado cortos (que reaccionen antes de que el prensado sea efectivo), ni demasiado largos (que requieran un tiempo de prensado excesivo), dependerá por tanto del endurecedor empleado, siendo en el caso del GLI y el PAR adecuado trabajar a pH natural (pH=6), para el TRIS en torno a 6-7 y, para la HEX, en torno a 8. 4.-RESULTADOS Y DISCUSIÓN 129 4.3.2 Estudio reológico de disoluciones acuosas de extractos y análisis de su estabilidad en función del pH En una primera etapa, se estudió la variación del comportamiento reológico con el tiempo (medido desde la preparación de la disolución de extracto) y el pH, de una disolución acuosa del extracto EXCC1, con el fin de conocer el tiempo de vida útil de dichos extractos. La concentración de la disolución acuosa de extractos fue en este caso del 40% (en peso), para operar en las condiciones que se usarán en la formulación de adhesivos. Los valores de pH ensayados fueron: 6 (pH natural), 7,8, 8,5, y 9,3. Los resultados obtenidos para el esfuerzo cortante y el gradiente de velocidades se ajustaron a la ley de la potencia y los valores obtenidos para el índice de consistencia (k) y el índice de comportamiento (n), junto con el valor de viscosidad aparente a 25ºC a un valor fijado del gradiente de velocidades se presentan en las Tablas 4.3.1-4.3.4. Tabla 4.3.1 Variación del comportamiento reológico con el tiempo para una disolución acuosa del extracto EXCC1 a pH =6 Tiempo (min) K ( Pa sn) n Viscosidad aparente a 25ºC y 6 rpm (mPa s) 0 2,32 0,90 2.180 10 3,04 0,93 2.879 30 3,47 0,93 3.239 60 3,87 0,90 3.559 120 4,57 0,89 4.219 300 7,6 0,92 7.338 Tabla 4.3.2 Variación del comportamiento reológico con el tiempo para una disolución acuosa del extracto EXCC1 a pH=7,8 Tiempo (min) K ( Pa sn) n Viscosidad aparente a 25ºC y 6 rpm (mPa s) 0 2,92 0,92 2.819 10 3,26 0,98 3.200 30 4,38 0,91 4.139 60 4,77 0,91 4.499 120 7,10 0,89 6.539 300 10,20 0,88 9.218