Charakterisierung molekularer Parameter von
Ballaststoffkomponenten aus Markerbsen
und Lupinen im Hinblick auf ihre
physiko-chemischen Eigenschaften
vorgelegt von
Dipl.-Ing. Sabine Lämmche
aus Berlin
von der Fakultät III – Prozesswissenschaften
der Technischen Universität Berlin
zur Erlangung des akademischen Grades
Doktor der Ingenieurwissenschaften
- Dr.-Ing. -
genehmigte Dissertation
Promotionsausschuss:
Vorsitzender: Prof. Dipl.-Ing. Dr. U. Stahl
1. Berichter: Prof. Dr.-Ing. Dr. e.h. F. Meuser
2. Berichter: Prof. Dr. sc. techn. B. Senge
Tag der wissenschaftlichen Aussprache: 19.05.2004
Berlin 2004
D 83
Danksagung
Die vorliegende Arbeit wurde während meiner Tätigkeit als wissenschaftliche Mit-
arbeiterin am Institut für Lebensmitteltechnologie, Fachgebiet Getreidetechnologie,
der Technischen Universität Berlin angefertigt. Sie entstand unter der Leitung meines
Doktorvaters Prof. Dr. Dr. e. h. Friedrich Meuser, dem mein besonderer Dank für die
Überlassung des Themas, die hervorragende fachliche Betreuung sowie seine
nimmermüde Unterstützung meiner beruflichen Weiterentwicklung während der
langen Zeit unserer Zusammenarbeit gilt.
Herrn Prof. Dr. sc. techn. B. Senge danke ich sehr für das meiner Arbeit entgegen-
gebrachte Interesse und seine Bereitschaft, im Promotionsausschuss mitzuwirken.
Herrn Prof. Dipl.-Ing. Dr. U. Stahl danke ich für die Übernahme des Vorsitzes im
Promotionsausschuss.
Für die Bereitstellung der finanziellen Mittel zur Durchführung dieser Arbeit danke ich
der Deutschen Forschungsgemeinschaft.
Ich danke dem Fraunhofer-Institut für Verfahrenstechnik und Verpackung (IVV) in
Freising für die Bereitstellung der verwendeten Lupinenfaserpräparate.
Bei Frau Dr. Claudia Niemann möchte ich mich ganz herzlich für die fachliche Unter-
stützung bei der Vorbereitung und Durchführung dieser Arbeit bedanken. Sie war es,
die diese Arbeit initiierte und mich ermutigte, die von ihr begonnene Forschungs-
arbeit fortzuführen.
Ich danke Herrn Dr. Mirko Bunzel von der Universität Hamburg für die sehr gute
Zusammenarbeit und seine fachliche Unterstützung bei der Untersuchung der
phenolischen Carbonsäuren.
Herrn Prof. Dr. rer. nat. Kunzek danke ich für sein Interesse an meiner Arbeit, seine
fachlichen Ratschläge und die Möglichkeit, die Untersuchung der Wasserabsorption
in seinem Institut durchzuführen.
Den Mitarbeitern des Fachgebiets Getreidetechnologie der Technischen Universität
Berlin möchte ich an dieser Stelle ganz herzlich für die freundliche Unterstützung bei
der Durchführung dieser Arbeit danken. Mein besonderer Dank gilt Frau Susanne
Löffler für die hervorragende Zusammenarbeit bei der Planung und Durchführung
des Forschungsprojekts.
Nicht zuletzt danke ich meinen lieben Eltern für ihre jahrelange Unterstützung in
jeder Hinsicht. Sie haben mich stets in allen meinen Plänen und Vorhaben bestärkt
und niemals daran gezweifelt, dass ich die Dinge, die ich mir vorgenommen habe,
auch schaffen werde.
Schließlich möchte ich mich ganz besonders herzlich bei Johan und Jamie für ihr
Verständnis und ihre Geduld bedanken. Ihr beiden wart in den letzten Jahren für
mich die wichtigste Motivation, nicht nur in Bezug auf diese Arbeit!
Sabine Lämmche Berlin, April 2004
Inhaltsverzeichnis I
Inhaltsverzeichnis
1 EINLEITUNG UND PROBLEMSTELLUNG 1
2 STAND DES WISSENS 5
2.1 Verfahren zur Gewinnung von Faserpräparaten aus Markerbsen
und Lupinen
5
2.2 Zusammensetzung und Charakterisierung von
Ballaststoffkomponenten
6
2.2.1 Zellwandpolysaccharide 6
2.2.2 Zusammensetzung und Struktur von Pflanzenzellwänden 8
2.2.3 Physiko-chemische Eigenschaften von Faserpräparaten 8
2.3 Analysentechniken zur Untersuchung der Molekularstruktur von
Nichtstärke-Polysacchariden
12
2.4 Kenntnisstand zur Charakterisierung der Nichtstärke-
Polysaccharide aus Leguminosen
14
3 MATERIAL UND METHODEN 16
3.1 Rohstoffe und Untersuchungsmaterialien 16
3.1.1 Markerbsen 16
3.1.2 Lupinenfaserpräparate 16
3.1.3 Enzyme 17
3.2 Pilot-Verfahren zur Gewinnung von Markerbsenfaserpräparaten 18
3.3 Präparative Fraktionierung der Faserpräparate 19
3.3.1 Isolierung der Löslichen und unlöslichen Ballaststoff-Fraktionen 20
3.3.2 Sequentielle Extraktion der pektinartigen NSP und Hemicellulosen 21
3.4 Analysenmethoden 24
3.4.1 Bestimmung des Wassergehaltes 24
3.4.2 Bestimmung des Stärkegehaltes 24
3.4.3 Bestimmung des Rohproteingehaltes 24
3.4.4 Bestimmung des Rohfettgehaltes 24
3.4.5 Bestimmung des Ascherückstandes 24
3.4.6 Bestimmung des Ballaststoffgehaltes 25
Inhaltsverzeichnis II
3.4.7 Bestimmung der pektinartigen Polysaccharide, Hemicellulosen,
Cellulose und Lignin
25
3.4.8 Bestimmung des Gehaltes an resistenter Stärke 25
3.4.9 Bestimmung des Galacturonangehaltes 25
3.4.10 Bestimmung des Kaltwasserquellvermögens 25
3.4.11 Bestimmung des Kaltwasserbindevermögens, des
Kaltwasserrückhaltevermögens und der Kaltwasserlöslichkeit
26
3.4.12 Bestimmung der Wasserabsorption mittels Kapillarsaugmethode 27
3.4.13 Rheologische Untersuchungen mittels Rotationsmessungen 27
3.4.14 Rasterelektronenmikroskopie 28
3.4.15 Bestimmung der Monosaccharid-Zusammensetzung der
Nichtstärke-Polysaccharide
29
3.4.15.1 Probenvorbereitung 29
3.4.15.2 Hochleistungs-Anionenaustausch-Chromatographie mit
pulsierender elektrochemischer Detektion (HPAE-PED LC)
30
3.4.16 Bestimmung von Molekulargewichten und
Molekulargewichtsverteilungen mittels Hochleistungs-
Größenausschluss-Chromatographie mit
Vielwinkelstreulichtdetektor (HP-SEC/MALLS)
31
3.4.16.1 Probenvorbereitung 31
3.4.16.2 Versuchsanordnung 31
3.4.16.3 Mittlere Molekulargewichte und Polydispersität 35
3.4.17 Identifizierung und Quantifizierung estergebundener monomerer
Phenolcarbonsäuren in unlöslichen Ballaststoffkomponenten
36
3.4.17.1 Probenvorbereitung 36
3.4.17.2 Hochleistungs-Flüssigkeits-Chromatographie mit UV-Detektion 36
3.4.18 Charakterisierung der viskoelastischen Eigenschaften von
Ballaststoffkomponenten mittels Oszillations-Rheometrie
37
4 ERGEBNISSE UND DISKUSSION 39
4.1 Vergleich der Inhaltsstoffzusammensetzung der Markerbsen- und
Lupinenfaserpräparate
39
4.1.1 Ballaststoff-, Stärke-, Protein- und Mineralstoffgehalt 39
4.1.2 Cellulose- und Hemicellulosegehalt im Vergleich zum Gehalt an
löslichen und unlöslichen Ballaststoffen
41
4.1.3 Pektinartige Nichtstärke-Polysaccharide 44
4.2 Vergleich ausgewählter physiko-chemischer Eigenschaften der
Markerbsen- und Lupinenfaserpräparate
47
4.2.1 Wasserbindungseigenschaften 47
Inhaltsverzeichnis III
4.2.2 Rheologische Eigenschaften 51
4.2.3 Morphologische Eigenschaften 56
4.3 Untersuchung der Monosaccharid-Zusammensetzung der Nicht-
stärke-Polysaccharid-Fraktionen aus den Faserpräparaten mittels
HPAE-PED-Chromatographie
57
4.3.1 Monosaccharid-Zusammensetzung der löslichen Nichtstärke-Poly-
saccharid-Fraktionen (lNSP)
57
4.3.2 Monosaccharid-Zusammensetzung der unlöslichen Nichtstärke-
Polysaccharid-Fraktionen (uNSP)
63
4.3.3 Monosaccharid-Zusammensetzung der Extrakte der sequentiellen
Extraktion pektinartiger Polysaccharide und Hemicellulosen
69
4.4 Untersuchung der Molekulargewichte und Molekulargewichts-
verteilungen der löslichen Nichtstärke-Polysaccharid-Fraktionen
aus den Faserpräparaten mittels HP-SEC/MALLS-
Chromatographie
78
4.5 Identifizierung und Quantifizierung estergebundener monomerer
Phenolcarbonsäuren in den unlöslichen Nichtstärke-Polysaccharid-
Fraktionen aus den Faserpräparaten mittels HPLC mit UV-
Detektion
85
4.6 Charakterisierung der Faserpräparate sowie der unlöslichen Nicht-
stärke-Polysaccharid-Fraktionen aus den Faserpräparaten mittels
Oszillationsrheometrie
88
4.6.1 Untersuchung der viskoelastischen Eigenschaften der Faserpräpa-
rate aus Markerbsen- und Lupinen-Kotyledonen
88
4.6.1.1 Amplitudensweeps 89
4.6.1.2 Frequenzsweeps 93
4.6.2 Untersuchung der viskoelastischen Eigenschaften der unlöslichen
NSP-Fraktionen aus den Faserpräparaten
96
4.6.2.1 Amplitudensweeps 96
4.6.2.2 Frequenzsweeps 99
5 ZUSAMMENFASSUNG 103
6 LITERATURVERZEICHNIS 112
7 ANHANG 121
7.1 Tabellen 121
7.2 Abbildungen 123
Einheiten und Abkürzungen IV
Verzeichnis der verwendeten Symbole und Abkürzungen
Symbole
Symbol Bezeichnung Einheit
G’ Speichermodul Pa
G’’ Verlustmodul Pa
g Erdbeschleunigung m/s2
M molare Masse g/mol, kg/kmol
m Masse g, kg
p Druck Pa, bar
T Temperatur °C
t Zeit s, min
V Volumen m3
γ
& Schergeschwindigkeit 1/s
η Viskosität Pa s
η0 Ruhescherviskosität Pa s
ηequ Gleichgewichtsviskosität
Pa s
τ Schubspannung Pa
τ0 Fließgrenze Pa
τStrukturz Schubspannung bei vollständiger
Strukturzerstörung
Pa
Abkürzungen
4-HBA 4-Hydroxybenzaldehyd
4-HBS 4-Hydroxybenzoesäure
AACC American Association of Cereal Chemists
ADF Acid-Detergens-Faser
AOAC Association of Official Analytical Chemists
BS Ballaststoff
DIN Deutsches Institut für Normung
DMAC Dimethylacetamid
DMSO Dimethylsulfoxid
dn/dc Brechungsindexinkrement
FS Ferulasäure
GalA Galacturonsäure
GC Gaschromatographie
GlcA Glucuronsäure
HCl Salzsäure
Einheiten und Abkürzungen V
HPAE-PED High Performance Anion Exchange Chromatography with pulsed
electrochemical Detection
HPLC High Performance Liquid Chromatography
HP-SEC High Performance Size Exclusion Chromatography
ISO International Organization for Standardization
IVV Fraunhofer-Institut für Verfahrenstechnik und Verpackung
in Freising
KOH Kaliumhydroxid
konz. konzentriert
KWB Kaltwasserbindevermögen
KWL Kaltwasserlöslichkeit
KWQ Kaltwasserquellvermögen
KWRV Kaltwasserrückhaltevermögen
LiCl Lithiumchlorid
lNSP lösliche Nichtstärke-Polysaccharide
LVB linear viskoelastischer Bereich
MALLS Multi Angle Laser Light Scattering
n. b. nicht bestimmt
n. n. nicht nachweisbar
NaBH4 Natriumborhydrid
NaClO2 Natriumchlorit
NaN3 Natriumazid
NaNO3 Natriumnitrat
NaOAc Natriumacetat
NaOH Natriumhydroxid bzw. Natronlauge
ncNSP Nichtcellulose-Nichtstärke-Polysaccharide
NDF Neutral-Detergens-Faser
NMR Nuclear Magnetic Resonance
NSP Nichtstärke-Polysaccharide
PCS Phenolische Carbonsäure
pNSP pektinartige Nichtstärke-Polysaccharide
REM Rasterelektronenmikroskop
RI-Detektor Refraktionsindexdetektor
RS Resistente Stärke
RT Raumtemperatur
TFE Trifluoressigsäure
TS Trockensubstanz
TUB-Verfahren Verfahren zur Gewinnung von Stärke und Nebenprodukten aus
Markerbsen nach MEUSER et al.
uNSP unlösliche Nichtstärke-Polysaccharide
WBK Wasserbindungskapazität
WRK Wasserrückhaltekapazität
1 Einleitung und Problemstellung 1
1 Einleitung und Problemstellung
Die positive ernährungsphysiologische Wirkung der Aufnahme von Ballaststoffen mit
der Nahrung auf den menschlichen Organismus ist in den letzten Jahrzehnten
eingehend untersucht worden, nachdem in den 70er Jahren von BURKITT et al. die
Zusammenhänge zwischen der Ballaststoffaufnahmemenge und einigen Zivili-
sationskrankheiten entdeckt wurden [1]. Bis zum heutigen Zeitpunkt hat sich aus
dieser Erkenntnis in Fachkreisen eine physiologisch-chemisch geprägte Definition für
Ballaststoffe durchgesetzt, nach der es sich bei Ballaststoffen um die Überreste
essbarer Pflanzenteile handelt, die aus Polysacchariden, Lignin und assoziierten
Substanzen bestehen. Diese Überreste entstehen, weil sie gegenüber der Ver-
dauung durch körpereigene Enzyme des Menschen resistent sind und deshalb in
den Dickdarm gelangen [2]. Sie werden jedoch teilweise von den im Verdauungstrakt
vorhandenen Mikroorganismen verstoffwechselt, worauf ein Teil ihrer ernährungs-
physiologischen Wirkung beruht.
Aus der Feststellung einer bei weitem zu niedrigen Ballaststoffaufnahme in den
westlichen Ländern, die sich aus dem präferierten Verzehr hochverfeinerter, ballast-
stoffarmer Lebensmittel ergibt, haben sich lebensmitteltechnologische Entwicklungen
ergeben, die darauf gerichtet sind, Lebensmittel mit speziellen Ballaststoffpräparaten
anzureichern, die häufig als Nebenprodukte bei der Verarbeitung von Grundstoffen
anfallen. Ein wichtiges Beispiel dafür ist die bei der Mehlherstellung aus Weizen
anfallende Kleie, die in aufbereiteter Form eine verbreitete Anwendung als
Ballaststoffpräparat bei der Herstellung von Lebensmitteln gefunden hat. Solche
Ballaststoffpräparate dienen zusätzlich zu ihrer ernährungsphysiologischen Wirkung
auch zur Ausprägung von Qualitätsmerkmalen in Lebensmitteln, wie z. B. von Textur
und Mundgefühl [3-8]. Die unterstützende Wirkung von Ballaststoffpräparaten zur
Ausprägung dieser Merkmale beruht im wesentlichen auf ihrer Fähigkeit, unter
Quellen Wasser zu binden. Die physiko-chemische Eigenschaft der Wasserbindung
von Ballaststoffen wird in entscheidendem Maße von der chemischen Zusammen-
setzung und der Struktur der sie bildenden hochmolekularen Nichtstärke-Poly-
saccharide (NSP) beeinflusst.
Isolierte Pflanzenfasern oder Ballaststoffpräparate fallen auch als Nebenprodukte bei
der Gewinnung anderer Inhaltsstoffe, wie z. B. Stärke oder Protein, aus landwirt-
schaftlichen Nutzpflanzen an. Einen besonders großen Gehalt an Ballaststoffen
besitzen Getreide und Hülsenfrüchte (Leguminosen). Leguminosen besitzen einen
weit größeren Anteil an löslichen Ballaststoffen als Getreideballaststoffe. Dies ist auf
das größere Verhältnis aus den löslichen Ballaststoffen, darunter vor allem pektin-
artige Substanzen, und den anderen Inhaltsstoffen in den Leguminosen gegenüber
dem Getreide zurückzuführen. Eine Quelle für derartige Faserpräparate stellen die
Kotyledonen von Markerbsen und Lupinen dar. Faserpräparate aus Markerbsen und
Lupinen werden bislang noch nicht industriell hergestellt, es ist jedoch bekannt, dass
sie ein außergewöhnlich großes Wasserbindevermögen besitzen [9, 10].
1 Einleitung und Problemstellung 2
Die Gewinnung und Verwertung der Faserfraktionen aus den Kotyledonen von
Markerbsen und Lupinen in Form von Ballaststoffpräparaten ist in den letzten Jahren
in Mitteleuropa auch deshalb in den Mittelpunkt des wissenschaftlichen und
Interesses gerückt, weil industrielle Verfahren zur Verwertung von Markerbsen zur
Stärkegewinnung und zur Verwertung von Lupinen zur Herstellung von
Proteinpräparaten entwickelt worden sind, wobei die Faserfraktionen jeweils als
Nebenprodukte anfallen. Aus diesem Grund ergibt es sich, dass auch der
kommerziellen Verwertung dieser Faserfraktionen aus den Kotyledonen von
Markerbsen und Lupinen ein hoher Stellenwert zukommt.
Lupinen (lupinus spec.) sind einjährige, großkörnige Leguminosen, die bezüglich
ihrer Inhaltsstoffzusammensetzung, vor allem dem Protein- und Fettgehalt, der
Sojabohne ähneln. Ernährungsphysiologisch wertvoll ist insbesondere der große
Proteingehalt (bis zu 58 %) und die Zusammensetzung des Proteins, das besonders
reich an Lysin, Isoleucin und Threonin, aber arm an Methionin und Cystein ist
[11, 12]. Aufgrund dieser Aminosäurezusammensetzung gilt Lupinenprotein als
ideale Ergänzung zum Getreideprotein in der für Lebensmittel auf Getreidebasis
üblichen Zusammensetzung. Als hinderlich für den Einsatz von Lupinen in der
Ernährung erwies sich bisher ihr großer Alkaloidgehalt, der nur durch extraktive
Maßnahmen entfernt werden kann. Inzwischen gibt es aber fast alkaloidfreie
Varietäten, sogenannte Süßlupinen (Lupinus albus, L. luteus und L. angustifolius),
die als Alternative zu Sojabohnen genutzt werden können [13]. Deshalb werden
heute bereits in industriellem Umfang aus geschälten Lupinen Mehle hergestellt, die
zur Proteinanreicherung vor allem von diätetischen Produkten eingesetzt werden.
Eine weitere Besonderheit von Lupinen besteht in der Einlagerung großer Mengen
an nicht-cellulosehaltigen Nichtstärke-Polysacchariden in den Zellwänden der
Kotyledonen. Derzeit gibt es noch keine Ballaststoffpräparate aus Lupinen. Es
existieren jedoch bereits Verfahren zur industriellen Herstellung von Lupinenfasern,
die im Pilot-Maßstab erprobt worden sind [14, 15]. Dabei handelt es sich um
Verfahren, bei denen aus Lupinen als Ausgangsstoff über mehrere Verfahrensstufen,
die eine wässrige Extraktion einschließen, hauptsächlich Proteinprodukte und
Faserpräparate gewonnen werden.
Die Erbse (pisum sativum) gehört ebenfalls zur Familie der Leguminosen. Die
Kotyledonen von Erbsen besitzen sowohl einen großen Protein- als auch Stärke- und
NSP-Gehalt. Die NSP können als Ballaststoffpräparate bei der Extraktion von Stärke
aus Pal- und Markerbsen gewonnen werden [16, 17]. Eine Sonderstellung nimmt die
Stärke aus der Markerbse (pisum sativum var. medullare) ein, die auf ihrem großen
Amyloseanteil beruht, der bis zu 80 % betragen kann. Da diese Stärke ausgeprägte
Filmbildungseigenschaften besitzt, wird ihre Verwendung hauptsächlich im Non-
Food-Bereich bei der Herstellung wasserlöslicher, mechanisch stabiler Spezialfolien
gesehen [18]. Aus ökonomischer Sicht ist die Stärkegewinnung aus Markerbsen
jedoch nur dann sinnvoll, wenn auch die beiden anderen Hauptinhaltsstoffe, Proteine
1 Einleitung und Problemstellung 3
und Ballaststoffe, einer kommerziellen Nutzung als entsprechende Produkte
zugeführt werden können.
Die Hauptinhaltsstoffe von Markerbsen und Lupinen sind in Tabelle 1 gegenüber-
gestellt.
Tab. 1. Inhaltsstoffzusammensetzung von Markerbsen und Lupinen [13].
Inhaltsstoffgehalt [% TS] Markerbse Lupine
Verdauliche Kohlenhydrate 28-31 5-8
Proteine 23-30 36-48
Gesamtballaststoffe 25-30 15-18
Fett 1-2 4-12
Quelle: PFOERTNER et al. (2001)
In Untersuchungen über die physiko-chemischen Eigenschaften von Faserpräpa-
raten aus den Kotyledonen von Markerbsen konnten NIEMANN et al. bereits zeigen,
dass diese Präparate ein großes Wasserbinde- und Quellvermögen besitzen und in
Wasser Dispersionen mit einer großen Scherstabilität bilden [9, 10]. Aus eigenen
Vorarbeiten ist weiterhin bekannt, dass sich die physiko-chemischen Eigenschaften
von Faserpräparaten aus den Kotyledonen von Lupinen zum Teil gravierend von
denen aus Markerbsenkotyledonen unterscheiden, obwohl ihre botanische Herkunft
sehr ähnlich ist. Diese Ergebnisse über die bisher durchgeführten Untersuchungen
an Leguminosenfaserpräparaten legen den Schluss nahe, dass für die Ausprägung
ihrer physiko-chemischen Eigenschaften neben der chemischen Zusammensetzung
der Polysaccharide auch die molekulare Struktur, d. h. die Molekülgröße, der Ver-
zweigungsgrad und die Art der chemischen Verknüpfung der Moleküle untereinander
entscheidend ist.
Zielsetzung dieser Arbeit war es deshalb, mit Hilfe geeigneter Analysenmethoden
sowohl die monomeren Bestandteile der NSP in Faserpräparaten aus Markerbsen-
und Lupinenkotyledonen als auch ihre molekulare Suprastruktur zu identifizieren.
Diese Untersuchungen stellen das fehlende Bindeglied dar, um den Zusammenhang
zwischen der molekularen Struktur und den physiko-chemischen Eigenschaften
dieser Präparate herzustellen. Es fehlt an dieser Stelle an Grundlagenwissen, das
insbesondere auch deshalb geschaffen werden muss, um damit die Voraussetzung
sowohl für die gezielte Herstellung von Faserpräparaten aus Pflanzenmaterial zu
schaffen, als auch ein besseres Verständnis dafür zu gewinnen, wie prozess-
technische Maßnahmen auf die funktionellen und materialwissenschaftlichen Eigen-
schaften von Faserpräparaten wirken.
1 Einleitung und Problemstellung 4
Für die Durchführung und Lösung der Forschungsaufgabe spielt der in jüngerer Zeit
auf dem Gebiet der Polysaccharid-Analytik eingetretene Fortschritt eine wichtige
Rolle. Diesbezüglich ist zu erwähnen, dass es durch die Einführung der Hoch-
leistungs-Anionenaustauschchromatographie mit pulsierender amperometrischer
Detektion (HPAE-PED) möglich geworden ist, die Monosaccharid-Zusammensetzung
von relativ großen Abbauprodukten aus Polysacchariden zu analysieren [19].
Weiterhin können durch die Kombination der Hochleistungs-Größenausschluss-
chromatographie mit Lichtstreu-Detektoren (HP-SEC/MALLS) auch die Molekular-
gewichte und Molekulargewichtsverteilungen von hochmolekularen Substanzen
untersucht werden [20, 21]. Neben den chromatographischen Methoden sind in den
letzten Jahren auch rheologische Methoden entwickelt worden, bei denen mittels
Oszillationsmessungen Hinweise auf die komplexen Strukturbildungsmechanismen
von Pflanzenpolysacchariden erhalten werden können [22, 23].
Die Bearbeitung der Aufgabenstellung wurde in drei Abschnitte untergliedert. Im
ersten Abschnitt wurden zunächst die zu untersuchenden Faserpräparate aus den
Kotyledonen zweier Markerbsen- und Lupinensorten im halbtechnischen Maßstab
hergestellt. Anschließend wurde die Inhaltsstoffzusammensetzung der so ge-
wonnenen Faserpräparate untersucht. Weiterhin wurden ausgewählte Wasser-
bindungseigenschaften sowie rheologische Eigenschaften der Präparate bestimmt.
Im zweiten Abschnitt erfolgte die präparative Fraktionierung der Faserpräparate in
Einzelkomponenten. Dabei wurden Methoden entwickelt, um die Faserpräparate
aufzureinigen und in Einzelfraktionen zu zerlegen, um sie so für die Untersuchung
der Molekularstruktur vorzubereiten.
Im dritten Abschnitt erfolgte die Untersuchung der Molekularstruktur der gereinigten
Polysaccharid-Fraktionen, die den zentralen Teil der Aufgabenstellung darstellte.
Dabei wurde die Zusammensetzung der Polysaccharide im Hinblick auf ihre Mono-
mere mittels HPAE-PED-Chromatographie untersucht. Weiterhin wurden die Mole-
kulargewichtsverteilungen bestimmter Polysaccharid-Fraktionen mit Hilfe der HP-
SEC/MALLS-Chromatographie ermittelt.
Phenolische Carbonsäuren (PCS) stellen zwar in Ballaststoffen nur eine Minor-
komponente dar, es ist jedoch bekannt, dass sie aufgrund ihrer Eigenschaft, Quer-
vernetzungen zwischen Polysaccharid-Ketten auszubilden, großen Einfluss auf die
physiko-chemischen Eigenschaften verschiedener Ballaststoffkomponenten haben
können [24]. Aus diesem Grund wurde im Rahmen der vorliegenden Arbeit auch das
Vorhandensein solcher PCS mittels Hochleistungsflüssigkeitschromatographie unter-
sucht.
Außerdem wurden an den Faserpräparaten sowie an ausgewählten Einzelfraktionen
oszillationsrheometrische Messungen durchgeführt, um Informationen über die kom-
plexe Struktur der Polysaccharide in wässriger Dispersion zu erhalten.
2 Stand des Wissens 5
2 Stand des Wissens
2.1 Verfahren zur Gewinnung von Faserpräparaten aus Markerbsen und
Lupinen
Aufgrund der besonderen Eigenschaften der hochamylosehaltigen Markerbsenstärke
hat es viele Versuche gegeben, technische Verfahren für deren Gewinnung zu
entwickeln [16, 17, 25-28]. Während die Versuche, die stärkereiche und die
proteinreiche Fraktion auf trockentechnischem Wege voneinander zu trennen, nicht
den gewünschten Erfolg hatten, sind bei der Entwicklung der nasstechnischen
Verfahren zur Gewinnung von Markerbsenstärke zwei Lösungsansätze bis in den
Pilot- bzw. Industriemaßstab verfolgt worden. Diese unterscheiden sich im
Wesentlichen in der Abtrennung der Samenschale, der Vermahlung des Rohstoffs
sowie der Gewinnung des Proteins [29]. Die im Rahmen dieser Arbeit zu
untersuchenden Faserpräparate aus den Kotyledonen von Markerbsen sollten
prinzipiell nach dem von MEUSER et al. entwickelten Verfahren (TUB-Verfahren)
gewonnen werden, bei dem die Faserfraktion als drittes Hauptprodukt neben Stärke
und Protein anfällt [10, 30].
Bei diesem Verfahren wird zunächst eine Abtrennung der Samenschale auf
nasstechnischem Wege vorgenommen. Hierzu wird der Rohstoff in Wasser ge-
quollen, wodurch infolge der intensiven Wasseraufnahme die runzlige Oberfläche der
Erbsen geglättet und die Zellstruktur aufgeweicht wird. Somit wird erreicht, dass in
dem sich anschließenden Nassschälprozess die Samenschale zwischen rotierenden
Gummiwalzen abgestreift werden kann. Die Schalen können aufgrund des Dichte-
unterschieds mittels Flotation von den Kotyledonen abgetrennt werden. An-
schließend werden die Kotyledonen in einer Zahnringmühle nasszerkleinert. In der
nachfolgenden Verfahrensstufe wird ein Großteil der Stärke und des Proteins mittels
Nasssiebung aus der Kotyledonenmasse ausgewaschen. Da der ungelöste Anteil
des Proteins zum Teil fest an die Oberfläche der Stärkekörner gebunden vorliegt,
kann die Stärke nicht ohne weiteres mittels Zentrifugalabscheidung vom Protein
getrennt werden. Aus diesem Grunde ist der zentrifugalen Trennstufe ein Hoch-
druckhomogenisator vorgeschaltet, in dem die Protein-Stärke-Partikel desintegriert
werden. Die eigentliche Trennung von ungelöstem Protein und Stärke erfolgt an-
schließend in einer Hydrozyklonanlage. Der unter den Verfahrensbedingungen im
Prozesswasser gelöste Proteinanteil wird mittels Fällungs- oder Ultrafiltrations-
verfahren als Proteinprodukt gewonnen. Die Faserfraktion fällt bei dieser Verfahrens-
weise als Siebrückstand der Nasssiebung an. Zur Reinigung der Fasern wird der
Siebrückstand solange mit Frischwasser gespült, bis der pH-Wert des Wasch-
wassers neutral ist.
Während Lupinenmehle zur Proteinanreicherung von Lebensmitteln heute bereits in
industriellem Umfang hergestellt werden, sind Faserpräparate aus den Kotyle-
donen von Lupinen derzeit noch nicht handelsüblich erhältlich. Es existieren jedoch
bereits Verfahren zur industriellen Herstellung von Lupinenfasern, die im Pilot-
2 Stand des Wissens 6
Maßstab erprobt worden sind [14, 15]. Dabei handelt es sich um Verfahren, bei
denen aus Lupinen als Ausgangsstoff über mehrere Verfahrensstufen, die eine
wässrige Extraktion einschließen, hauptsächlich Proteinprodukte und Faserpräparate
gewonnen werden. Für die Gewinnung von Faserpräparaten aus den Kotyledonen ist
es vorteilhaft, wenn die Verfahren von geschälten Lupinen ausgehen. Die in dieser
Arbeit untersuchten Präparate wurden nach dem vom Fraunhofer-Institut für
Verfahrenstechnik und Verpackung in Freising (IVV) entwickelten Verfahren zur
Herstellung von Lupinenfaserpräparaten isoliert. Dieses Verfahren beinhaltet eine
saure Vorextraktion der entölten Lupinenflocken am isoelektrischen Punkt bei einer
Temperatur von ca. 10-15 °C. Die Extraktionszeit beträgt ca. eine Stunde. An-
schließend erfolgt eine Fest-Flüssig-Trennung von Extrakt und Raffinat. Danach wird
mit Hilfe eines zweistufigen Extraktionsschrittes bei einem pH-Wert von 7,4 und einer
Temperatur von 30 °C das Protein aus dem Raffinat aus der Vorextraktion abge-
trennt. Die Extraktionszeit beträgt hier ca. 45 min. Aus dem feuchten Extraktions-
rückstand wird durch entsprechende Trocknung und Siebung ein Ballaststoff-
konzentrat gewonnen, das einen Gesamtballaststoffgehalt von bis zu 80 % der
Trockenmasse hat.
Faserpräparate aus den Kotyledonen von Lupinen sind in der Lage, das bis zu
achtfache ihrer eigenen Masse an Wasser zu binden [31]. Dies ist eine Eigenschaft,
die nicht nur von ernährungsphysiologischem Interesse ist, sondern auch techno-
logisch eine große Bedeutung für den Einsatz solcher Präparate in Lebens-
mittelsystemen hat.
2.2 Zusammensetzung und Charakterisierung von Ballaststoff-
komponenten
Gemäß der Definition [2] gehören zu den Ballaststoffen u. a. Zellwandbestandteile,
nichtverdauliche Speicherpolysaccharide und lösliche Polysaccharide, welche die
Pflanze vor dem Austrocknen schützen. Da die Zellwandbestandteile hiervon den mit
Abstand größten Anteil ausmachen, sollen sie im Folgenden näher vorgestellt
werden.
2.2.1 Zellwandpolysaccharide
In der Natur existieren mehr als 100 verschiedene Monosaccharide, von denen aber
im Allgemeinen nur zehn als Monomere von Zellwandpolysacchariden vorkommen.
Es handelt sich dabei um L-Arabinose, D-Xylose, D-Mannose, D-Glucose, D-
Galactose, D-Ribose, L-Rhamnose, L-Fucose sowie die Uronsäuren D-Glu-
curonsäure und D-Galacturonsäure [32]. Die Polysaccharide bzw. deren Vorstufen
werden während der Entwicklung der Pflanzenzellwand aus den Monosacchariden
synthetisiert.
2 Stand des Wissens 7
Den Hauptanteil der wasserunlöslichen Zellwandbestandteile bildet die Cellulose.
Sie ist ein Polymer aus β-anhydro-1,4-Glucose mit einer Kettenlänge von 3000 bis
10.000 Glucoseeinheiten. Diese Ketten bilden Strukturen, die als Mikrofibrillen
bezeichnet werden. In der Natur kommt Cellulose in reiner Form nur selten vor,
häufig ist sie mit Hemicellulosen zu netzartigen Strukturen vergesellschaftet.
Hemicellulosen können wasserlöslich oder unlöslich sein. Sie besitzen keine
einheitliche Gestalt und bestehen aus mindestens 250 verschiedenen Polysaccharid-
Polymeren (ca. 150 bis 200 Monosaccharideinheiten pro Kette). Es kommen
Homopolysaccharide aus Arabinose, Xylose, Mannose, Glucose und Galactose
sowie Heteropolysaccharide, vor allem aus Xylose, Glucose, Galactose und Ara-
binose, vor [33]. Zusammen mit Pektin bilden Hemicellulosen die Matrix der Pflan-
zenzellwand, in welche die Cellulosefibrillen eingelagert sind.
Pektin ist ein Polymer aus 1,4-β-D-Galakturonsäure mit einem Molekulargewicht von
60.000 bis 90.000. Die Carboxylgruppen am C6-Atom der Galakturonsäure sind zu
unterschiedlichen Anteilen mit Methyl- oder Acetylgruppen verestert, außerdem
kommen Rhamnose-Seitenketten vor. Je nach Struktur und Veresterungsgrad hat
Pektin die Fähigkeit, mehr oder weniger stabile Gele zu bilden. Pektin zählt zu den
wasserlöslichen Ballaststoffen.
Ebenfalls wasserlöslich sind β-Glucane. Sie sind wie Cellulose aus β-1,4-ver-
knüpften Glucoseeinheiten aufgebaut. Getreide-β-glucane besitzen beispielsweise
zwischen jedem dritten bis vierten Glucosemolekül eine β-1,3-glykosidische Bindung.
Dies erklärt ihre Löslichkeit in Wasser. β-Glucane sind in der Lage, viskose
Lösungen und Gele zu bilden [3].
Lignin ist ein Phenylpropan-Polymer mit einem Molekulargewicht zwischen 1000 und
4500, das durch enzymatisch initiierte Dehydrogenierungs-Polymerisation dreier
primärer Vorstufen entsteht. Bei diesen handelt es sich um Coniferyl-, Sinapyl- und
p-Cumarylalkohol [34]. Funktionell ist Lignin ein phenolisches Polymer, das mit
anderen Zellwandbestandteilen in Wechselwirkung tritt, um Festigkeit, Widerstand
gegenüber Abbau und Wasserundurchlässigkeit zu gewährleisten.
Phenolische Carbonsäuren stellen unter den Ballaststoffbestandteilen nur eine
Minorkomponente dar. Sie sind Produkte des allgemeinen Phenylpropan-Stoff-
wechsels und nehmen im pflanzlichen Stoffwechsel eine zentrale Rolle ein [35, 36].
Es ist bekannt, dass sie aufgrund ihrer Eigenschaft, Quervernetzungen auszubilden,
großen Einfluss auf die physiko-chemischen Eigenschaften von Ballaststoff-
komponenten haben. Bereits durch Ausbildung weniger Polysaccharid-Querver-
netzungen kann z. B. das Molekulargewicht um ein Vielfaches erhöht werden. In
bisher durchgeführten Untersuchungen an löslichen und unlöslichen Getreide-
ballaststoffen wurde die trans-Ferulasäure in allen Probematerialien als domi-
nierende phenolische Carbonsäure bestimmt. Durch die Bindung von Ferulasäure an
2 Stand des Wissens 8
Polysaccharide sind verschiedene chemische Mechanismen vorhanden, Poly-
saccharid-Ketten miteinander zu koppeln.
2.2.2 Zusammensetzung und Struktur von Pflanzenzellwänden
Die Bildung einer relativ starren Primärwand zwischen pflanzlichen Zellen war ein
wesentlicher Entwicklungsschritt für das Leben von Pflanzen an Land. Die
Primärwand schließt sich unmittelbar an die Mittellamelle an, welche die Grenze
zwischen zwei benachbarten Zellen darstellt. Während die Mittellamelle fast
vollständig aus Pektinen besteht, setzt sich die Matrix der Primärwand aus Pektinen
und Hemicellulosen zusammen, in die nicht ausgerichtete Cellulosemikrofibrillen
eingelagert sind. Nach Beendigung des Zellwachstums können Primärwände eine
Sekundärwand bilden, die normalerweise aus drei Schichten aufgebaut ist. Im
Gegensatz zur Primärwand besitzt die Sekundärwand einen stark erhöhten Anteil an
parallel angeordneten Cellulosemikrofibrillen. Die Matrix besteht aus Hemicellulosen.
Sekundärwände können verholzen, wobei Lignin von der Mittellamelle aus
eingelagert wird. Die Lignifizierung und die daraus resultierende Festigkeit der
Sekundärwand stellte einen weiteren wichtigen Entwicklungsschritt für die
Landpflanzen dar [37].
Bezüglich der chemischen Struktur der Zellwände gibt es Unterschiede zwischen
verschiedenen Arten von Pflanzen. Insbesondere unterscheiden sich die Zellwände
der einkeimblättrigen Gräserfamilie (Poaceae; Gramineae) von denen zweikeim-
blättriger Pflanzen, zu denen u. a. die Leguminosen gehören [38]. Die Hemi-
cellulosen stellen bei Endospermzellwänden von einkeimblättrigen Getreidekörnern
mit einem Anteil von bis zu 90 % die Hauptfraktion der Polysaccharide dar. Diese
Hemicellulosefraktion setzt sich hauptsächlich aus Arabinoxylanen und β-Glucanen
zusammen. Der Celluloseanteil in den Zellwänden von Getreidekörnern kann je nach
Art bis zu 30 % betragen. Pektine kommen in diesen Zellwänden nur in sehr
geringen Mengen vor. Im Gegensatz dazu bestehen die parenchymatischen
Zellwände zweikeimblättriger Pflanzen überwiegend aus Pektinen. Deren Anteil kann
in diesen Zellwänden bis zu 55 % betragen [39]. Der Cellulosegehalt macht ungefähr
30 % der Zellwand aus, der Rest besteht aus Hemicellulosen. Unter den
Hemicellulosen dominieren die Xyloglucane, während Arabinoxylane nur in sehr
geringen Mengen vorkommen.
2.2.3 Physiko-chemische Eigenschaften von Faserpräparaten
Für die Anwendung von Faserpräparaten in Lebensmitteln sind neben ihren er-
nährungsphysiologischen besonders ihre funktionellen Eigenschaften von Interesse.
Darunter werden nach der Definition von MORR und HA alle diejenigen physiko-
chemischen Eigenschaften verstanden, welche die Struktur, das Aussehen, die
Textur, die Viskosität, das Mundgefühl und die Bindung von Aromastoffen beein-
flussen [40]. Die wichtigsten funktionellen Eigenschaften von Faserpräparaten, wie
2 Stand des Wissens 9
das Quellvermögen, die Wasserbinde- und Wasserrückhaltekapazität sowie die
Viskosität, hängen von der molekularen Struktur der einzelnen Ballaststoffkompo-
nenten und den Herstellungsbedingungen ab, unter denen die zu ihrer Überführung
in Trockenprodukte angewendeten Trocknungstechniken einen dominanten Einfluss
besitzen. Zusätzlich werden diese charakteristischen Eigenschaften von den Pro-
duktionsbedingungen beeinflusst, unter denen die Präparate in die jeweiligen
Lebensmittel eingebracht werden (Temperatur, pH-Wert, Ionenkonzentration etc.).
Die komplexen Wechselwirkungen dieser Faktoren bestimmen letztendlich die An-
wendungsgebiete von Faserpräparaten als texturgebende Lebensmittelinhaltsstoffe.
Wechselwirkungen mit Wasser nehmen unter den funktionellen Eigenschaften von
Faserpräparaten eine herausragende Stellung ein. Es ist bekannt, dass Ballaststoffe
in der Lage sind, erhebliche Mengen an Wasser physikalisch unter Quellung zu
binden und dabei viskose bzw. festkörperartige Strukturen zu bilden.
Die Wasserbindung von Cellulose und Hemicellulosen wird vom Vorhandensein
eines faserartigen Grundgerüsts verursacht, das feinste kapillarartige Hohlräume
bildet, die das Wasser aufnehmen. Dabei quellen diese Ballaststoffe, wofür deren
hydrophile polare Polysaccharid-Ketten verantwortlich sind [41]. Für die Wasser-
bindung und –rückhaltung dieser Produkte ist also ihre mikrokapillare Struktur von
entscheidender Bedeutung. Das erklärt, warum beispielsweise vom gleichen Produkt
grobe Partikel durch das Vorhandensein gewachsener Kapillaren mehr Wasser
aufnehmen als feine, in denen die Kapillaren durch Zerkleinern zerstört sind.
Eine andere Form der Wasserbindung ist bei matrixbildenden Ballaststoffen, den
sogenannten Hydrokolloiden, zu beobachten. Sie haben die Eigenschaft, mit Wasser
in gelöster oder molekulardispers verteilter Form ihrer Moleküle oder Partikel eine
Matrix auszubilden, die als Gel bezeichnet wird. Die Fähigkeit Gele zu bilden hängt
von der Länge der Moleküle, der freien Beweglichkeit ihrer Seitenketten sowie ihrer
Verknäuelung und intermolekularen Vernetzung ab. Beispiele für diese Art von
Ballaststoffen sind Pektine und andere Schleimstoffe, wie Galactane und Mannane.
Zusätzlich werden die physiologischen und physiko-chemischen Eigenschaften von
Ballaststoffen auch durch ihre Löslichkeit in Wasser geprägt. Im Allgemeinen gilt,
dass eine strukturelle Verzweigung der Polysaccharide ihre Löslichkeit erhöht.
Grundsätzlich muss bei der Untersuchung der Wechselwirkungen mit Wasser be-
achtet werden, dass thermische, mechanische oder enzymatische Prozesse (z. B.
Kochen, Trocknen, mechanische Zerkleinerung usw.) die Struktur von Ballaststoff-
komponenten und damit ihre Wasserbindungseigenschaften wesentlich verändern
können [41]. Bei der Bestimmung der Wasserbindung muss beachtet werden, dass
die Begriffe Wasserbindungskapazität (WBK) und Wasserrückhaltekapazität (WRK),
die in der Literatur häufig nebeneinander gebraucht werden, eine voneinander
verschiedene Bedeutung besitzen. Die Wasserbindungskapazität hängt von der
Partikelgröße und Partikelstruktur sowie von der chemischen Zusammensetzung
2 Stand des Wissens 10
eines Präparates ab. Sie gibt Auskunft über die Fähigkeit eines Präparates, Wasser
im Überschuss aufzunehmen, wenn keine nennenswerte Einwirkung äußerer Kräfte
vorkommt. Demgegenüber ist die Wasserrückhaltekapazität die Fähigkeit eines
Präparates, zugesetztes Wasser unter einer physikalischen Beanspruchung, z. B.
Zentrifugieren, gebunden zu halten [42, 43].
Eine weitere physiko-chemische Eigenschaft von Nichtstärke-Polysacchariden be-
steht in der Bindung organischer Stoffe. Es ist bekannt, dass vor allem lösliche und
stark quellende, polymere Ballaststoffe organische Verbindungen, insbesondere
Sterolderivate wie Gallensäuren, Cholesterol und Steroidhormone, mehr oder
weniger stark adsorbieren können. Diese Fähigkeit steht in Beziehung zu den
physiologischen Wirkungen von Ballaststoffen, da sie dadurch in der Lage sind,
Gallensäuren zu binden und in vivo die Gallensäuren- und Steroidexkretion zu er-
höhen bzw. den Serumcholesterolspiegel zu senken [6]. Art und Ausmaß der Sterol-
bindung sind sehr variabel und hängen von der chemischen Struktur des Ballast-
stoffs und dem betrachteten Sterolderivat ab. Nach BIRKNER und KERN binden
Hemicellulosen und Pektine polare Sterole adsorptiv über Wasserstoffbrücken an
ihre hydrophilen Strukturelemente. In gleicher Weise ist auch die Bindung von
Fettsäuren möglich [44]. In vielen Fällen sind auch Kombinationen von hydrophoben
und hydrophilen Wechselwirkungen vorstellbar.
Durch eine Verkleinerung der Teilchengröße kann nach BURCZAK et al. durch die
dadurch verursachte Oberflächenvergrößerung eine zusätzliche Erhöhung der Bin-
dungskapazität bewirkt werden [45]. Außerdem werden Adsorptionsvorgänge auch
durch die räumliche Anordnung der Moleküle beeinflusst. Aus den genannten
Gründen erklärt sich, dass Hemicellulosen und Pektine, weniger aber Cellulose,
Sterole zu binden vermögen.
Aufgrund ihres Gehaltes an sauren chemisch-funktionellen Gruppen (z. B. der
Carboxylgruppen der Uronsäuren bei Pektin) ist eine Reihe von Faserpräparaten zur
ionischen Bindung von Kationen in der Lage. Kationen können aber auch an
Sulfatgruppen ionisch gebunden oder über koordinative Bindungen als Komplexe in
das Fasergerüst bzw. die Matrix von Ballaststoffen eingeschlossen werden [41].
Hiervon sind besonders Schwermetallionen betroffen. Aus dem Wirkungsmecha-
nismus der Kationenbindung erklärt sich, warum Pektine, saure Hemicellulosen und
modifizierte Polysaccharide als Kationenfänger wirken, während reine Cellulose,
neutrale Hemicellulosen, ungeladene pektinartige Substanzen und β-Glucane inert
gegenüber frei verfügbaren Ionen sind. In diesem Zusammenhang sei erwähnt, dass
in der Literatur die Frage, ob eine erhöhte Ballaststoffaufnahme mit der Nahrung eine
verminderte Bioverfügbarkeit für Spurenelemente und Mineralstoffe bewirkt, nicht
eindeutig entschieden ist.
Aufgrund verschiedener Herkunft und Herstellungsweisen unterscheiden sich
Faserpräparate in ihrer Partikelgrößenverteilung und in ihren Oberflächeneigen-
2 Stand des Wissens 11
schaften. EASTWOOD und MITCHELL untersuchten bei verschiedenen Ballast-
stoffprodukten die Oberflächeneigenschaften. Dabei ergab sich ein positiver
Zusammenhang zwischen der äußeren Oberfläche und der Wasserbindungs-
kapazität [46]. Es ist allerdings nicht bekannt, ob es sich bei diesen Untersuchungen
um Präparate mit gleicher Partikelgröße handelte.
Zur Ermittlung des Einflusses einer physikalischen Behandlung auf die Eigen-
schaften von Faserpräparaten wurden von BOCK und OHM elektronenmikro-
skopische Untersuchungen durchgeführt [47]. So wurde beispielsweise raster-
elektronen-mikroskopisch die Zerstörung der gewachsenen biologischen Struktur zu
Pulvern zerkleinerter Präparate verfolgt. Im Verlauf der Strukturzerstörung wurde
eine starke Abnahme der Wasserbindungskapazität beobachtet [47].
Die rheologischen Eigenschaften von Faserpräparaten charakterisieren deren
Viskosität und Fließverhalten unter der Einwirkung äußerer Kräfte und Momente. Es
ist bekannt, dass das Fließverhalten von Stoffen von ihren physikalisch-chemischen
Eigenschaften abhängt. Es kann von der Form und Anordnung der Moleküle, deren
Konzentration und Vernetzung, der Temperatur des Systems sowie der einwirkenden
Schergeschwindigkeit bzw. Schubspannung beeinflusst werden.
Zellwandmaterialien wie Faserpräparate sind chemisch in die Stoffklasse der Bio-
polymere einzuordnen. Ihr rheologisches Verhalten resultiert aus den komplexen
Interaktionen des gesamten Systems aus Feststoff und Wasser. Die trockenen
Feststoffe rehydratisieren in Wasser und bilden eine Dispersion. Die Dispersionen
können Sole oder Gele sein. Nach TERNES sind Dispersionen mit einer flüssigen
kontinuierlichen Phase und einer festen dispersen Phase in die Gruppe der Sole
einzuordnen [48]. Gele werden von DICKINSON als spezielle Art von Kolloiden
(Molekulardispersionen) definiert, die im Ruhezustand und bei Einwirkung einer
Deformation elastisch deformierbare Festkörper darstellen [49].
Zur Untersuchung des Fließverhaltens solcher Dispersionen aus Faserpräparaten
werden mit Hilfe der klassischen Rotationsrheometrie Fließkurven aufgenommen,
welche die im System auftretende Schubspannung τ in Abhängigkeit von der
Schergeschwindigkeit darstellen. Abbildung 1 zeigt eine graphische Zusammen-
fassung typischer Fließkurven [50].
γ
&
2 Stand des Wissens 12
Abb. 1. Typische Fließkurven [50].
Wässrige Dispersionen aus Ballaststoffmaterial zeigen in der Regel pseudo-
plastisches oder plastisches Fließverhalten. Scherkräfte bewirken sowohl eine
Orientierung der Moleküle in Strömungsrichtung als auch eine Ausdehnung und
Entknäuelung der Moleküle. Durch die Streckung des Moleküls wird außerdem noch
Lösungsmittel freigesetzt, das vor der Beanspruchung in das Molekülknäuel ein-
gelagert war. Das Zusammenwirken all dieser Effekte hat wiederum zur Folge, dass
die innere Reibung, also die Viskosität, in Abhängigkeit von der Schubspannung
abnehmen kann.
2.3 Analysentechniken zur Untersuchung der Molekularstruktur von
Nichtstärke-Polysacchariden
Im Zusammenhang mit der Bestimmung des morphologischen Aufbaus von
pflanzlichen Materialien und deren Zellwänden sind auch die Zellwandkomponenten
Gegenstand vieler analytischer Arbeiten gewesen, die jedoch nur in wenigen Fällen
mit Blickrichtung auf die funktionellen Eigenschaften von Faserpräparaten durch-
geführt worden sind. Es ist zwar bereits ansatzweise versucht worden, Struktur-
Eigenschafts-Beziehungen herzuleiten, diese sind jedoch weitgehend in den
Anfängen stecken geblieben, weil es die angewendeten analytischen Methoden nicht
erlaubten, die hochmolekulare Struktur der stark quellfähigen, zum Teil nur schwer
löslichen Makromoleküle zu beschreiben.
In jüngerer Zeit sind jedoch auf dem Gebiet der Polysaccharid-Analytik wichtige
Fortschritte gemacht worden. So sind z. B. die Techniken und Trennmaterialien für
2 Stand des Wissens 13
die Größenausschluss-Chromatographie (SEC) zur selektiven Trennung von hoch-
und niedermolekularen Polysacchariden entscheidend verbessert worden. Dies-
bezüglich besitzt die Hochleistungs-Größenausschluss-Chromatographie (HP-SEC)
gegenüber der Niederdruck-Größenausschluss-Chromatographie (LP-SEC) den
großen Vorteil einer erheblich kürzeren Analysenzeit bei sehr hoher Auflösung. Der
wichtigste Fortschritt diesbezüglich besteht jedoch in der Kombination der HP-SEC
mit Detektionsmethoden zur Bestimmung von Molekulargewichten und Molekular-
gewichtsverteilungen, die auf Multiwinkel-Laserlichtstreuung (MALLS) beruhen. Mit
Hilfe der HP-SEC/MALLS können auch hochmolekulare Substanzen mit Molekular-
gewichten bis zu mehreren Millionen Dalton getrennt und detektiert werden [20, 21].
Der Vorteil dieser Methode besteht vor allem darin, dass die Bestimmung der
Parameter Molekulargewicht, mittleres gewichtetes Molekulargewicht und Poly-
dispersität bei hochpolymeren Substanzen direkt möglich ist. Es brauchen deshalb
keine Kalibrationskurven erstellt werden, wie sie normalerweise für die SEC benötigt
werden. Eine Kalibration ist bei Polysaccharid-Gemischen aus Faserpräparaten
allein schon deshalb nicht möglich, weil es keine Vergleichssubstanzen gibt.
Die Untersuchung der Monosaccharidzusammensetzung von Polysacchariden wurde
bis vor einigen Jahren traditionell mit Hilfe der Gaschromatographie (GC) durch-
geführt. Diese Methode erfordert einen sehr zeitaufwendigen Derivatisierungs-
prozess der Probematerialien. Durch die Einführung der Hochleistungs-Anionen-
austauschchromatographie mit pulsierender amperometrischer Detektion (HPAE-
PED LC) ist es jedoch heute möglich, Monosaccharide schnell und eindeutig zu
identifizieren und zu quantifizieren. Das Prinzip der amperometrischen Detektion von
Monosacchariden basiert darauf, dass Zucker schwache Säuren sind und somit mit
Hilfe von starken Basen in die Anionenform umgewandelt werden können. Diese
Anionen können elektrochemisch (amperometrisch) detektiert werden. Der Einsatz
starker Basen wie z. B. NaOH als Laufmittel bei der HPLC setzt allerdings voraus,
dass sowohl die Säulenmaterialien als auch Pumpenköpfe und Kapillaren im pH-
Bereich von 1-14 stabil sind.
Durch die Einführung der HPAE-PED-Chromatographie ist es heute möglich
geworden, Abbauprodukte aus Polysacchariden bis zu Polymerisationsgraden von
60 Monosaccharid-Einheiten zu analysieren [19]. Damit ist es möglich, die Mono-
saccharid-Zusammensetzung von relativ großen Abbauprodukten von Polymeren zu
untersuchen.
Auch phenolische Carbonsäuren (PCS) als Ballaststoffkomponenten können mit Hilfe
der HPLC analysiert werden. Dazu müssen die Probesubstanzen zunächst alkalisch
hydrolysiert und anschließend die PCS mit Diethylether extrahiert werden. Der
Trennung mittels HPLC folgt hier eine Detektion der zu analysierenden
Komponenten mit Hilfe eines Photodioden-Array-Detektors.
Neben den chromatographischen Methoden sind in den letzten 10 Jahren auch
rheologische Methoden entwickelt worden, mit denen mittels Oszillationsmessungen
2 Stand des Wissens 14
Hinweise auf die komplexe Struktur von Pflanzenpolysacchariden erhalten werden
können [22, 23]. Die meisten ballaststoffartigen Substanzen besitzen, in Wasser
suspendiert, sowohl Feststoff- als auch Flüssigkeitseigenschaften (Viskoelastizität).
Die Anteile dieser beiden gegensätzlichen Eigenschaften können mit Hilfe von
Oszillationsmessungen untersucht werden. Bei diesen Messungen wird das
Untersuchungsgut einer sinusförmigen Beanspruchung (Momentvorgabe) unter
Vorgabe eines Deformationswinkels oder einer Schubspannung ausgesetzt. Die
dabei auftretende resultierende Größe, der Verschiebungswinkel, oszilliert ebenfalls
und dient als Messgröße. Für Feststoffe gilt dabei, dass der der Deformation ent-
gegengesetzte Widerstand genau proportional zur Deformationsenergie ist. Dement-
sprechend ist dieser Widerstand während der Messung exakt phasengleich mit der
sinusförmigen Scherbeanspruchung. Dies bedeutet, dass bei idealen Feststoffen die
gesamte Deformationsenergie gespeichert wird und erst wieder abgegeben wird,
wenn die Beanspruchung abnimmt. Die Messgröße, die den Anteil des
Feststoffcharakters einer Probesubstanz beschreibt, wird deshalb Speichermodul
(G’) genannt. Bei idealen Flüssigkeiten wird die zugeführte Deformationsenergie
vollständig dissipiert. Dementsprechend ist hier die Messantwort exakt phasen-
versetzt (-90 °C) zur sinusförmigen Vorgabe. Sie wird als Verlustmodul (G’’)
bezeichnet [51]. Das Verhältnis von Speichermodul und Verlustmodul einer
Probesubstanz beschreibt das frequenzabhängige Verformungsverhalten des
Untersuchungsgutes, das bei chemisch unvernetzten viskoelastischen Substanzen
mit hohem Molekulargewicht Informationen über die Struktur des Systems liefert. Es
können dadurch „Verschlaufungen“ und „Verhakungen“ der Makromoleküle bzw.
Partikel detektiert werden.
2.4 Kenntnisstand zur Charakterisierung der Nichtstärke-Polysaccharide
aus Leguminosen
In der Literatur gibt es eine Reihe von Veröffentlichungen, deren Gegenstand die
Untersuchung der Hauptinhaltsstoffe von Palerbsen (pisum sativum var. sativum)
und Markerbsen war [52-57]. Es gibt bereits auch Publikationen über die chemische
Zusammensetzung der NSP der Kotyledonen von Palerbsen [52, 54, 58-60].
Untersuchungen von BRILLOUET und CARRE ergaben, dass Kotyledonen von
Erbsen zu ca. 55 % aus pektinartigen Substanzen bestehen, die hauptsächlich aus
Arabinose, Galacturonsäure und Glucose aufgebaut sind [60]. Die Glucose liegt
dabei in Form von Glucanen vor, die 4,6- und 4,3-glykosidisch verknüpft sind.
DANDANELL und AMAN stellten fest, dass das am häufigsten vertretene Saccharid
in Erbsenkotyledonen Arabinose ist, gefolgt von Galacturonsäure und Glucose [52].
Außerdem kommen geringe Anteile Xylose und Galactose vor. Über die Mono-
saccharid-Zusammensetzung der Nichtstärke-Polysaccharide aus den Kotyledonen
von Markerbsen liegen jedoch bislang keine Publikationen vor.
2 Stand des Wissens 15
Bislang sind nur wenige Untersuchungsergebnisse über die Zusammensetzung der
Nichtstärke-Polysaccharide in den Kotyledonen von Lupinen veröffentlicht worden
[52, 58, 61, 62]. DANDANELL und AMAN haben gezeigt, dass die Polysaccharide
von geschälten Weißlupinen hauptsächlich aus Galactose bestehen [52]. An zweiter
und dritter Stelle folgten mit weitem Abstand Arabinose und Uronsäuren. Das
Verhältnis von Galactose zu Arabinose zu Uronsäuren wurde mit 189:33:25
bestimmt. CARRE et al. fanden mittels Ionenaustausch-Chromatographie, dass in
den NSP außerdem geringe Anteile an Rhamnose und Xylose enthalten sind [61].
Von diesen Autoren durchgeführte Methylierungsanalysen ergaben weiterhin, dass
die Galactose-Einheiten hauptsächlich 1-4-glykosidisch verknüpft sind, während die
Arabinose in stark verzweigten Strukturen vorliegt. Untersuchungen von AL-KAISEY
und WILKIE bestätigten die Ergebnisse der Bestimmung der Monosaccharid-
Zusammensetzung von Weißlupinen [62]. Da Lupinen keine oder nur sehr wenig
Stärke enthalten, vermuten diese Autoren, dass Galactane bei Lupinen die Rolle der
Stärke als Reservepolysaccharid einnehmen. Sie nehmen außerdem an, dass die
Polysaccharide sowohl als reine Galactane und Arabinane sowie als Heteropoly-
saccharide in Form von Arabinogalactanen, Rhamnogalacturonanen und Galacto-
xyloglucanen vorliegen.
Laut PFOERTNER und FISCHER bestehen die Ballaststoffe aus den Kotyledonen
von Lupinen hauptsächlich aus nichtstrukturellen Polysacchariden, die aus einem
Rhamnogalacturonan-Gerüst gebildet werden und Galactose und Arabinose in den
Seitenketten enthalten [13].
Die Literatur belegt, dass über die Monomerenzusammensetzung von Ballast-
stoffkomponenten hinaus wenig über die makromolekulare Struktur ihrer Einzel-
komponenten bekannt ist. Dies rührt hauptsächlich daher, dass es keine ana-
lytischen Methoden und Analysentechniken gab, um die Molekülstruktur in diesem
Bereich aufzuklären. Bahnbrechend haben sich diesbezüglich die Arbeiten von
VORAGEN et al. zur Strukturuntersuchung bestimmter Polysaccharide aus
Pflanzenzellwänden erwiesen [63]. Diese Autoren haben durch enzymatischen
Abbau homogener Fraktionen hochpolymerer Polysaccharide aus Weizen und
Sojabohnen Oligomere gewonnen, die sie gelchromatographisch isolierten, um deren
Struktur durch NMR aufzuklären. Damit ist über kleine Bruchstücke der
Makromoleküle ein erster Einblick in deren Struktur erhalten worden. Diese
Vorgehensweise zur Beschreibung der Struktur makromolekularer Polysaccharide
liefert jedoch nur auf indirektem Wege Informationen. Sie liefert keine Aussage über
die Molekülgröße, die Molekulargewichtsverteilung oder die Kettenlänge der Poly-
mere.
3 Material und Methoden 16
3 Material und Methoden
In den nachfolgenden Unterkapiteln werden die im Rahmen dieser Arbeit ver-
wendeten Materialien und Methoden beschrieben. Das erste Unterkapitel beinhaltet
die Beschreibung der verwendeten Rohstoffe und Untersuchungsmaterialien. Im
zweiten Unterkapitel wird das Pilot-Verfahren zur Gewinnung der Faserpräparate aus
Markerbsen erläutert. Das dritte Unterkapitel enthält die Verfahren zur präparativen
Fraktionierung der Faserpräparate und das vierte Unterkapitel die verwendeten
Analysenmethoden zur Untersuchung der Faserpräparate und ausgewählter Ballast-
stoff-Fraktionen.
3.1 Rohstoffe und Untersuchungsmaterialien
Im Folgenden werden die zur Herstellung der Faserpräparate verwendeten Rohstoffe
sowie die bei der präparativen Fraktionierung und der analytischen Untersuchung der
Präparate verwendeten Enzyme beschrieben.
3.1.1 Markerbsen
Zur Isolierung der Faserpräparate im Pilot-Maßstab wurden Markerbsen (pisum
sativum convar. medullare) der Sorten Markana und Salout eingesetzt. Diese wurden
von der Carl Sperling & Co Saatzucht GmbH, Lüneburg, bezogen.
Die Hauptinhaltsstoffe der beiden Erbsensorten sind Tabelle 2 zu entnehmen.
Tab. 2. Hauptinhaltsstoffe der verwendeten Markerbsensorten.
Markerbsensorte Stärke
[% TS]
Protein
[% TS]
Asche
[% TS]
Ballaststoffe
[% TS]
Rohfett
[% TS]
unlöslich löslich
Markana 29,1 26,3 3,0 21,5 8,9 2,1
Salout 27,9 22,5 3,8 23,3 11,2 2,4
3.1.2 Lupinenfaserpräparate
Die Beschaffung der untersuchten zwei Lupinenfaserpräparate erfolgte in Zu-
sammenarbeit mit dem Fraunhofer-Institut für Verfahrenstechnik und Verpackung
(IVV) in Freising. Es handelte sich dabei um ein Präparat aus der Sorte lupinus albus
(Rumbo Baer, Chile), im Folgenden als Albus-Präparat bezeichnet, und ein
3 Material und Methoden 17
Präparat aus der Sorte lupinus angustifolius (Mischware, Australien), das die
Probenbezeichnung Angustifolius-Präparat erhielt. Beide Präparate wurden im IVV
aus entölten Lupinenflocken hergestellt, wobei bei der Sorte lupinus albus Hexan und
bei der Sorte lupinus angustifolius Kohlendioxid als Extraktionsmittel verwendet
wurde.
Das IVV-Verfahren zur Herstellung von Lupinenfaserpräparaten beinhaltet eine saure
Vorextraktion der entölten Lupinenflocken am isoelektrischen Punkt bei ca. 10-15 °C
[15]. Die Extraktionszeit betrug eine Stunde. Anschließend erfolgte eine Fest-Flüssig-
Trennung von Extrakt und Raffinat. Danach wurde mit Hilfe eines zweistufigen Ex-
traktionsschrittes bei pH 7,4 und einer Temperatur von 30 °C das Protein aus dem
Raffinat aus der Vorextraktion abgetrennt. Die Extraktionszeit betrug hier ca. 45 min.
Das feuchte Ballaststoffpräparat aus der Proteinextraktion wurde anschließend in
einem Ringtrockner getrocknet (TEingang = 180 °C, TAusgang = 75 °C).
Die Hauptinhaltsstoffe der verwendeten Lupinensorten sowie der entölten Lupinen-
flocken aus diesen Saaten sind Tabelle 3 zu entnehmen.
Tab. 3. Hauptinhaltsstoffe der Lupinen sowie der entölten Lupinenflocken.
Produkt Protein
[% TS]
Asche
[% TS]
Fett
[% TS]
Ballaststoffe
[% TS]
Zucker
[% TS]
unlöslich löslich
Saat lupinus albus 35,8 3,4 9,9 n. b. n. b. 15,3
Entölte Flocken
lupinus albus 50,6 4,0 0,3 12,9 10,6 -
Saat lupinus
angustifolius 34,4 2,8 7,2 n. b. n. b. -
Entölte Flocken
lupinus angustifolius 51,5 4,0 0,3 17,2 7,3 -
1) n. b. = nicht bestimmt
3.1.3 Enzyme
Für den amylolytischen Abbau der Stärke in den Faserpräparaten im semiprä-
parativen Maßstab wurde eine hitzestabile α-Amylase (A 3306, Sigma) und eine
Amyloglucosidase (A 9913, Sigma) verwendet. Der Abbau der Proteine in den
Faserpräparaten erfolgte mittels einer Protease (P 5380, Sigma, wässrige Lösung,
50 mg/ml).
3 Material und Methoden 18
Zur Vorbereitung der Totalhydrolyse der unlöslichen Nicht-Stärke-Polysaccharide
(uNSP) mittels Trifluoressigsäure wurde ein Xylanase-Präparat (Rohalase 7118,
Röhm) und ein Pectinase-Präparat (Pectinex Ultra-SPL, Novo Nordisk) eingesetzt.
3.2 Pilot-Verfahren zur Gewinnung von Markerbsenfaserpräparaten
Die Gewinnung der Markerbsenfaserpräparate erfolgte prinzipiell nach dem von
MEUSER et al. beschriebenen Verfahren zur Herstellung von Markerbsenstärke, bei
dem die Faserfraktion neben Stärke und Protein als drittes Hauptprodukt anfällt
[10, 16, 30]. Dieses Verfahren ist im Kapitel 2.1 prinzipiell beschrieben und wurde
während der Bearbeitung dieser Forschungsaufgabe im Hinblick auf die Gewinnung
des Faserpräparates optimiert. Stärke und Protein wurden in diesem Zusammen-
hang nicht weiter untersucht.
Es wurden je Versuchsansatz 15 kg Markerbsen eingesetzt und in 60 l Wasser
gequollen. Nach 18 h Quellzeit bei 20 °C erfolgte die Schälung der Erbsen auf einem
Gummiwalzenschäler (Typ Variostuhl CZWVE 2031, Bühler), gefolgt von einer Zer-
kleinerung mittels eines Riffelwalzenbrechers (Typ Variostuhl CZWVE 2031, Bühler).
Anschließend wurden die Schalen im wässrigen Medium manuell mit Hilfe von
Küchensieben abgetrennt. Die Schalen wurden nach der Isolierung abgepresst und
getrocknet, jedoch nicht weiter charakterisiert.
Die verbleibenden Kotyledonen der Markerbsen wurden im Anschluss mittels
Nassvermahlung mit einer Zahnkolloidmühle (Typ MZ 100, Fryma, Rheinfelden,
Mahlspalt 365 µm) zerkleinert. Die Isolation der Fasern aus den Kotyledonen-
Suspensionen erfolgte danach durch kontinuierliche Siebung / Waschung über
Schwingsiebe (Type 600 LS 24 S und 450 LS 18 S, Sweco) mit 500 µm und 63 µm
Maschenweite. Der Oberlauf des 63 µm-Siebes (Feinfaseranteile der Markerbsen-
Kotyledonen) wurde so lange mit Frischwasser gewaschen, bis der Unterlauf klar war
und einen pH-Wert von 7,0 hatte. Anschließend wurden die so isolierten Feinfaser-
anteile der Markerbsen mit Hilfe einer Haushalts-Kelterpresse manuell auf einen
Wassergehalt von ca. 80 % abgepresst und in einem Umluft-Trockenschrank (Typ
kelvitront, Heraeus Instruments) unter gelegentlichen Umschichten im Luftstrom bei
maximal 40 °C getrocknet.
Die während der Trocknung entstandenen Agglomerate wurden in einer Schlag-
kreuzmühle (Typ Kamas 200, Falling Number, Schweden) mit einem Siebeinsatz der
Maschenweite 1000 µm vermahlen. Die so erhaltenen Faserpräparate erhielten die
Probenbezeichnungen Markana-Präparat und Salout-Präparat.
Zur Erläuterung des Versuchsverlaufs ist in Abbildung 2 ein vereinfachtes Fließ-
schema des Pilot-Verfahrens dargestellt.
3 Material und Methoden 19
1 Quellbehälter
2 Gummiwalzenschäler (Bühler: Typ Variostuhl CZWVE 2031)
3 Riffelwalzenbrecher (Bühler: Typ Variostuhl CZWVE 2031)
4 Küchensieb
5 Zahnkolloidmühle (Fryma: Typ MZ-100)
6a, 6b Schwingsiebe (Sweco: Type 600 LS 24 S und 450 LS 18 S)
7 Haushalts-Kelterpresse
8 Umluft-Trockenschrank (Typ kelvitront, Fa. Heraeus Instruments)
9 Schlagkreuzmühle (Falling Number: Typ Kamas 200)
Abb. 2. Vereinfachtes Fließschema der Pilotanlage zur Gewinnung von Feinfasern
aus Markerbsenkotyledonen.
3.3 Präparative Fraktionierung der Faserpräparate
Zur Vorbereitung der Analyse der Molekularstruktur der im Pilotmaßstab ge-
wonnenen Faserpräparate sollten diese im präparativen Maßstab in einzelne
Komponenten fraktioniert werden. Hierzu erfolgte einerseits eine Isolierung der
löslichen und unlöslichen Ballaststoff-Komponenten und andererseits eine se-
quentielle Extraktion der pektinartigen NSP und Hemicellulosen.
3 Material und Methoden 20
3.3.1 Isolierung der löslichen und unlöslichen Ballaststoff-Fraktionen
Die Isolierung der unlöslichen und löslichen Ballaststoff-Komponenten (uNSP/lNSP)
aus den Faserpräparaten wurde in Anlehnung an die modifizierte AOAC-Methode zur
Bestimmung der Ballaststoffe im präparativen Maßstab vorgenommen [64]. Dazu
wurden 100 g des entsprechenden Präparates wurden mit 2500 ml Ethanol (70 %
v / v) für 2 h bei Raumtemperatur suspendiert und die Suspension bei 4000 x g
zentrifugiert (Laborzentrifuge Typ Minifuge RF, Heraeus Sepatech). Der Überstand
wurde dekantiert und nach dem Abdestillieren des Ethanols im Rotationsverdampfer
(Typ Rotavapor RE 121, Büchi) gefriergetrocknet (Gefriertrockner Typ Lyovac GT3,
Leyboldt-Heraeus).
Der Zentrifugationsrückstand wurde bei Raumtemperatur luftgetrocknet und ent-
sprechend der modifizierten AOAC-Methode nacheinander einem α-amylolytischen
Abbau (5 ml Termamyl 120L in 2,5 L 0,05 m Phosphatpuffer, pH 6,0, 25 min bei 95-
100 °C), einem proteolytischen Abbau (5 ml Proteaselösung, pH 7,5, eingestellt mit
0,171 m NaOH, 1 h bei 60 °C) und einem amyloglucolytischen Abbau (15 ml
Amyloglucosidase, pH 4,5, eingestellt mit 0,205 m Phosphorsäure, 30 min bei 60 °C)
unterworfen. Nach dem Abfiltrieren (Filterpapier Schleicher und Schüll Nr. 5891) und
Waschen des Rückstands (je 200 ml heißes Wasser 1x, Ethanol 96 % 3x, Aceton 2x)
wurden die so erhaltenen uNSP im Vakuumtrockenschrank (Typ VT 6025, Heraeus)
bei 45 °C und 20-25 mbar getrocknet.
Zur Überprüfung der Reinheit der gewonnenen uNSP-Fraktionen wurden deren
Asche- und Proteingehalte bestimmt. Mit den ermittelten Werten wurde der
tatsächliche Ballaststoffgehalt der isolierten uNSP-Fraktionen ermittelt. Diese lagen
zwischen 95 % und 97 % TS. Somit entsprachen die Ausbeuten an uNSP aus den
vier Faserpräparaten in etwa den erwarteten Mengen.
Die löslichen Ballaststoff-Komponenten (lNSP) wurden gemäß der modifizierten
AOAC-Methode aus den wässrigen Filtraten der uNSP gewonnen. Zur Entfernung
des Proteins wurden die Filtrate mit HCl auf einen pH-Wert von 4,5 angesäuert, die
Lösungen zur Denaturierung des Proteins unter Rühren für 15 min bei 100 °C
gehalten und filtriert. Aus den Filtraten wurden die lNSP mit Ethanol gefällt, abfiltriert
und im Vakuumtrockenschrank bei 45 °C und 20-25 mbar getrocknet. Die so
erhaltenen lNSP wurden anschließend in ca. 30 ml Wasser aufgenommen und für
30 h gegen bidestilliertes Wasser dialysiert, um die in den lNSP angereicherten
Puffersalze und andere niedermolekulare Bestandteile abzutrennen (Dialyseschlauch
Cellulose, Ausschlussgrenze 1,2-1,4kD, Sigma D 7884). Das Dialysat wurde ver-
worfen und der Dialyserückstand im Vakuum bei 45 °C getrocknet.
Zur Überprüfung der Reinheit wurden die so gewonnenen lNSP-Fraktionen auf ihren
Asche- und Proteingehalt untersucht. Unter Berücksichtigung der ermittelten Werte
wurde der tatsächliche Ballaststoffgehalt der isolierten lNSP-Fraktionen ermittelt.
3 Material und Methoden 21
Die Ausbeuten an lNSP waren bei allen vier Proben geringer als erwartet. Es ist zu
vermuten, dass durch das Aufkochen zwecks Proteinabtrennung einige Poly-
saccharidmoleküle zu niedermolekularen Substanzen abgebaut wurden, die dann
während der Dialyse verloren gingen.
Zur Veranschaulichung der Isolierung der unlöslichen und löslichen Ballaststoff-
Fraktionen in Anlehnung an die modifizierte AOAC-Methode zur Bestimmung der
Ballaststoffe ist die Vorgehensweise in Abbildung 3 schematisch dargestellt.
Faserpräparat
+ Ethanol (70%)
Zentrifugieren Alkohol-lösliche Substanz
(Mono-, Oligosaccharide)
Alkohol-unlösliche Substanz
(Stärke, Protein, Asche, NSP)
+ α-Amylase
→Stärkeverkleisterung und -abbau
+ Protease
→Proteinabbau
+ Amyloglucosidase
→Stärkeabbau
Filtration
Rückstand Filtrat
Waschen, Trocknen Waschen, Trocknen
uNSP
lNSP
Faserpräparat
+ Ethanol (70%)
Zentrifugieren
Alkohol-lösliche Substanz
(Mono-, Oligosaccharide)
Alkohol-unlösliche Substanz
(Stärke, Protein, Asche, NSP)
+ α-Amylase
→Stärkeverkleisterung und -abbau
+ Protease
→Proteinabbau
+ Amyloglucosidase
→Stärkeabbau
Filtration
Rückstand Filtrat
Waschen, Trocknen
Waschen, Trocknen
uNSP lNSP
Faserpräparat
+ Ethanol (70%)
Zentrifugieren
Alkohol-lösliche Substanz
(Mono-, Oligosaccharide)
Alkohol-unlösliche Substanz
(Stärke, Protein, Asche, NSP)
+ α-Amylase
→Stärkeverkleisterung und -abbau
+ Protease
→Proteinabbau
+ Amyloglucosidase
→Stärkeabbau
Filtration
Rückstand Filtrat
Waschen, Trocknen
Waschen, Trocknen
uNSP lNSP
Abb. 3. Schematische Darstellung der Isolierung der uNSP- und lNSP-Fraktionen.
3.3.2 Sequentielle Extraktion der pektinartigen NSP und Hemicellulosen
Die sequentielle Extraktion der pektinartigen NSP und Hemicellulosen erfolgte mit
Hilfe chelatisierender Agenzien im präparativen Maßstab in Anlehnung an aus der
Literatur bekannte Methoden [39, 65].
Dazu wurden zunächst jeweils 200 g Faserpräparat mit 4,8 l dest. Wasser und 24 ml
5 %iger Citronensäure für 10 min bei 80 °C blanchiert. Anschließend wurde die
Suspension heiß filtriert und der Rückstand so lange mit heißem Wasser gewaschen,
bis der pH-Wert des Filtrats neutral war. Das Filtrat erhielt die Bezeichnung Extrakt
BM. Die Hälfte des Rückstands wurde zweimal mit jeweils 3 l 2 %iger Ammonium-
3 Material und Methoden 22
oxalat-Lösung für 2 h bei 80 °C extrahiert und anschließend zentrifugiert. Die
Zentrifugate wurden vereinigt und erhielten die Bezeichnung Extrakt CH. Die
Zentrifugationsrückstände wurden ebenfalls vereinigt und ein Teil davon (1000 g) mit
2,4 l Wasser gewaschen. Der gewaschene Rückstand wurde mit jeweils 2 l
Natriumchlorit-Lösung (2000 ml dest. Wasser vorlegen, Zugabe von 12 ml Eisessig
und 100 g 25 %igem NaClO2) einmal 2 h lang bei 75 °C und einmal 15 h lang bei
Raumtemperatur unter Rühren extrahiert. Danach wurde wiederum zentrifugiert und
der Rückstand mit Wasser bis zur pH-Neutralität gewaschen. Die Zentrifugate
wurden vereinigt und erhielten die Bezeichnung Extrakt CO. Anschließend wurden
350 g des feuchten Rückstands mit 1000 ml 1 m Kaliumhydroxid-Lösung und
Natriumborhydrid (0,8 g NaBH4 plus 1000 ml 1 m KOH) für zwei Stunden bei Raum-
temperatur unter Schutzgasatmosphäre (Stickstoff) extrahiert. Der Extrakt wurde
wiederum durch Zentrifugation vom Rückstand getrennt und mit Salzsäure auf einen
pH-Wert von 6,35 eingestellt. Er erhielt die Bezeichnung Extrakt COA1. Als letzter
Schritt der sequentiellen Extraktion wurden 200 g des verbleibenden feuchten
Rückstands mit 4 m Kaliumhydroxid-Lösung (0,6 g NaBH4 plus 750 ml 4 m KOH) für
zwei Stunden bei Raumtemperatur unter Schutzgasatmosphäre (Stickstoff) extra-
hiert. Der dabei erhaltene Extrakt wurde ebenfalls mit Salzsäure neutralisiert und
erhielt die Bezeichnung Extrakt COA2.
Alle fünf erhaltenen Extrakte (BM, CH, CO, COA1 und COA2) wurden anschließend
mit Hilfe eines Rotationsverdampfers (Typ Rotavapor RE 121, Büchi) auf 200-500 ml
eingeengt und das extrahierte Ballaststoffmaterial mit 3000-5000 ml 95 %igem
Ethanol ausgefällt. Die Präcipitate wurden bei Raumtemperatur an der Luft
getrocknet und danach in 400-1000 ml Wasser aufgenommen und für 30 h gegen
bidestilliertes Wasser dialysiert, um die enthaltenen Salze und andere nieder-
molekulare Bestandteile abzutrennen (Dialyseschlauch Cellulose, Ausschluss-
grenze 1,2-1,4kD, Sigma D 7884). Das Dialysat wurde verworfen und der Dialyse-
rückstand am Rotationsverdampfer auf ca. 200 ml eingeengt. Anschließend wurde
das extrahierte Ballaststoffmaterial erneut mit 3000 ml 95 %igem Ethanol ausgefällt,
zentrifugiert, mit 200 ml Aceton gewaschen und bei Raumtemperatur getrocknet. Die
somit erhaltenen Pektin- und Hemicellulose-Fraktionen wurden für die Untersuchung
ihrer Monosaccharid-Zusammensetzung mittels HPAE-PED-Chromatographie bereit-
gestellt.
Aliquote Anteile der bei der sequentiellen Extraktion entstandenen Extraktions-
rückstände wurden bei Raumtemperatur an der Luft getrocknet und als Rück-
stellmuster aufbewahrt. Sie wurden jedoch im Rahmen dieser Arbeit nicht weiter
untersucht.
Abbildung 4 enthält eine schematische Darstellung der Vorgehensweise bei der
sequentiellen Extraktion der pektinartigen NSP und Hemicellulosen aus den
Faserpräparaten.
3 Material und Methoden 23
Faserpräparat
Blanchieren
(10min, 80°C, mit Citronensäure)
Filtrieren
Extraktion mit 2%iger NH4-Oxalat-Lösung
(2h, 80°C)
Zentrifugieren
Extraktion mit 2%iger NH4-Oxalat-Lösung
(2h, 80°C)
Zentrifugieren
Extrakt BM
Zentrifugat
Zentrifugat
Extrakt CH
Extraktion mit NaClO2in essigsaurer Lösung
(2h, 75°C)
Zentrifugieren
Extraktion mit NaClO2in essigsaurer Lösung
(15h, RT)
Zentrifugieren
Extraktion mit 1m KOH + NaBH4unter N2
(2h, RT)
Zentrifugieren
Extraktion mit 4m KOH + NaBH4unter N2
(2h, RT)
Zentrifugieren
Rückstand
Zentrifugat
Zentrifugat
Extrakt CO
Extrakt COA1
Extrakt COA2
Faserpräparat
Blanchieren
(10min, 80°C, mit Citronensäure)
Filtrieren
Extraktion mit 2%iger NH4-Oxalat-Lösung
(2h, 80°C)
Zentrifugieren
Extraktion mit 2%iger NH4-Oxalat-Lösung
(2h, 80°C)
Zentrifugieren
Extrakt BM
Zentrifugat
Zentrifugat
Extrakt CH
Extraktion mit NaClO2in essigsaurer Lösung
(2h, 75°C)
Zentrifugieren
Extraktion mit NaClO2in essigsaurer Lösung
(15h, RT)
Zentrifugieren
Extraktion mit 1m KOH + NaBH4unter N2
(2h, RT)
Zentrifugieren
Extraktion mit 4m KOH + NaBH4unter N2
(2h, RT)
Zentrifugieren
Rückstand
Zentrifugat
Zentrifugat
Extrakt CO
Extrakt COA1
Extrakt COA2
Abb. 4. Schematische Darstellung der sequentiellen Extraktion der pektinartigen
NSP und Hemicellulosen.
3 Material und Methoden 24
3.4 Analysenmethoden
Alle Rohstoffe sowie die aus ihnen gewonnenen Faserpräparate wurden hinsichtlich
ihrer Inhaltsstoffzusammensetzung charakterisiert. Weiterhin wurden die physiko-
chemischen Eigenschaften der vier Faserpräparate und ausgewählter Ballaststoff-
Fraktionen untersucht. Die diesbezüglich verwendeten Analysenmethoden sind
nachfolgend aufgeführt. Außerdem enthält das folgende Kapitel auch genaue
Beschreibungen der Analysentechniken, die zur Untersuchung der Molekularstruktur
der isolierten Ballaststoff-Fraktionen angewendet wurden.
3.4.1 Bestimmung des Wassergehaltes
Der Wassergehalt der Rohstoffe, der Faserpräparate und der aus diesen Präparaten
isolierten Fraktionen wurde nach EN ISO 1666 bestimmt [66]. Hierbei ergibt sich der
Wassergehalt des Probenmaterials aus dem Gewichtsverlust nach 90-minütigem
Trocknen bei 130 °C im Trockenschrank. Im Falle von gefriergetrockneten Proben
wurde der Wassergehalt nach der Karl-Fischer-Methode durch amperometrische
Jodtitration (EN ISO 760) bestimmt [67], nachdem das in der Probe enthaltene
Wasser zuvor 30 min lang bei einer Temperatur von 60 °C mit Methanol extrahiert
worden war.
3.4.2 Bestimmung des Stärkegehaltes
Der Stärkegehalt sämtlicher Proben wurde nach dem ICC-Standard Nr. 128 enzyma-
tisch bestimmt [68].
3.4.3 Bestimmung des Rohproteingehaltes
Der Rohproteingehalt aller Proben wurde nach EN ISO 3188 (Kjeldahl-Methode)
bestimmt [69]. Dabei wird der Rohproteingehalt aus dem Stickstoffgehalt des
Probenmaterials berechnet, indem der Stickstoffgehalt mit dem Faktor 6,25 multi-
pliziert wird.
3.4.4 Bestimmung des Rohfettgehaltes
Der Rohfettgehalt sämtlicher Proben wurde nach EN ISO 3947 durch Extraktion mit
Petrolether ohne vorherige Säurehydrolyse bestimmt [70].
3.4.5 Bestimmung des Ascherückstandes
Der Ascherückstand sämtlicher Proben wurde nach EN ISO 3593 durch Veraschen
des Probenmaterials bei 900 °C bestimmt [71].
3 Material und Methoden 25
3.4.6 Bestimmung des Ballaststoffgehaltes
Der Gehalt an unlöslichen und löslichen Ballaststoffen wurde bei allen Faserpräpa-
raten sowie den Markerbsen nach der modifizierten AOAC-Methode enzymatisch-
gravimetrisch ohne vorherige Entfettung bestimmt [64]. Die Lupinen mussten wegen
ihres hohen Fettgehaltes vor der Ballaststoffbestimmung durch Petroletherextraktion
entfettet werden.
3.4.7 Bestimmung der pektinartigen Polysaccharide, Hemicellulosen, Cellu-
lose und Lignin
Der Gehalt an pektinartigen Polysacchariden, Hemicellulosen, Cellulose und Lignin
wurde mit der Methode L 00.00-16.00/1 nach § 35 LMBG als Neutral- und Säure-
Detergens-Faser bestimmt [72].
3.4.8 Bestimmung des Gehaltes an resistenter Stärke
Der Gehalt an resistenter Stärke wurde in ausgewählten Proben gemäß der Methode
nach ENGLYST, modifiziert nach GONI et al. bestimmt [73].
3.4.9 Bestimmung des Galacturonangehaltes
Der Galacturonangehalt der Faserpräparate sowie der uNSP- und lNSP-Fraktionen
wurde photometrisch gemäß der Methode nach BLUMENKRANTZ und ASBOE-
HANSEN mit m-Hydroxydiphenyl bestimmt [74]. Zur Vorbereitung der Proben wurde
jeweils eine Extraktion des Gesamtpektins durch enzymatische Hydrolyse mittels
einer Polygalacturonase durchgeführt [75].
3.4.10 Bestimmung des Kaltwasserquellvermögens
Die Bestimmung des Kaltwasserquellvermögens erfolgte für alle Faserpräparate
nach einer Methode, die in Arbeiten des European Thematic Network PROFIBRE in
einem Ringversuch mit 15 Laboratorien evaluiert worden ist [76]. Die Methode
basiert auf der Dispergierung einer bekannten Masse an trockener Faser in einem
Überschuss an Lösungsmittel (Wasser mit 0,02 % NaN3) in einem Messzylinder. Es
wird das Volumen gemessen, das die hydratisierten Fasern nach 18 h Quellzeit im
Messzylinder einnehmen.
In einen 10 ml-Messzylinder mit 0,2 ml Graduierung wurden analytisch genau
100 mg +/-5 mg trockenen Probenmaterials eingewogen und genau 10 ml Lösungs-
mittel zugegeben. Die Probe wurde durch sanftes Rühren (Glasstab) dispergiert. Der
Zylinder wurde danach luftdicht verschlossen und ungestört für 18 h bei Raum-
temperatur stehen gelassen. Anschließend wurde das Volumen der gequollenen
Fasern Vhf [ml] gemessen und das Kaltwasserquellvermögen KWQ [ml/g TS] mittels
nachstehender Gleichung berechnet:
3 Material und Methoden 26
()
TSm
100V
KWQ
f
hf
⋅
⋅
= [ml/g] (Gl. 1)
Es wurden neun Bestimmungen pro Probe durchgeführt und der Mittelwert gebildet.
3.4.11 Bestimmung des Kaltwasserbindevermögens, des Kaltwasserrück-
haltevermögens und der Kaltwasserlöslichkeit
Das Kaltwasserbindevermögen wurde nach der AACC-Methode 56-20 bestimmt [77].
Das Kaltwasserrückhaltevermögen und die Kaltwasserlöslichkeit wurden nach einer
Methode bestimmt, die im European Thematic Network PROFIBRE in einem Ring-
versuch mit 15 Laboratorien evaluiert worden ist [76]. Dabei wird eine bestimmte
Masse an Fasermaterial hydratisiert und anschließend bei 3000 x g zentrifugiert. Der
Überstand wird vom Sediment abgesaugt. Die von den Fasern zurückgehaltene
Wassermenge wird bestimmt.
Zur Messung wurden bezogen auf die Trockenmasse 3 g +/-0,2 g (mt1) der Probe
analytisch genau in einen 50 ml-Zentrifugenbecher eingewogen und 30 ml Wasser
(0,02 % NaN3) zugegeben. Die Probe wurde durch leichtes Schütteln dispergiert. Der
Zentrifugenbecher wurde mit Parafilm verschlossen und die Probe über Nacht bei
Raumtemperatur hydratisiert. Danach wurde die Dispersion bei 3000 x g für 20 min
zentrifugiert (Minifuge RF). Der Überstand wurde verworfen und der Rückstand des
Zentrifugenbechers quantitativ in einen Glasfiltertiegel G2 (d = 3 cm) überführt. Der
Tiegel wurde abgedeckt und dann 20 min über eine Filternutsche mit einer
Wasserstrahlpumpe abgesaugt. Anschließend wurde der Tiegel zur Bestimmung der
Probenfeuchtmasse (mf) ausgewogen. Der Tiegel mit Inhalt wurde zur Feststellung
der Trockenmasse des Rückstands (mt2) bei 105 °C über Nacht getrocknet und dann
gewogen. Das Kaltwasserrückhaltevermögen KWRV [g/g TS] wurde mittels nach-
stehender Gleichung berechnet:
()
2t
1tf
m
mm
KWRV −
= [g/g TS] (Gl. 2)
Der scheinbare Verlust an gelöstem Material ergab sich aus mlösl = mt1 – mt2 . Die
Kaltwasserlöslichkeit KWL [% TS] wurde wie folgt berechnet:
1t
lösl
m
%100m
KWL ⋅
= [% TS] (Gl. 3)
Es wurden jeweils neun Bestimmungen pro Probe durchgeführt und der Mittelwert
gebildet.
3 Material und Methoden 27
3.4.12 Bestimmung der Wasserabsorption mittels Kapillarsaugmethode
Die Wasserabsorption der Faserpräparate wurde nach der Kapillarsaugmethode
bestimmt [78]. Diese Methode wird in der Literatur oft als Baumann-Methode
bezeichnet. Es handelt sich um eine Befeuchtungsmethode, bei der eine auf einer
feinporigen Glasfilterplatte in gleichmäßig dünner Schicht verteilte Probe Wasser aus
einem unter der Filterplatte liegenden Wasserreservoir aufnimmt, das mit einer
Messkapillare verbunden ist. Diese Methode ist auch bei teilweise löslichen Proben
gut zur Erfassung der Kinetik der Wasseraufnahme geeignet.
3.4.13 Rheologische Untersuchungen mittels Rotationsmessungen
Das Fließverhalten der Faserpräparate in gequollenem Zustand in kaltem Wasser
wurde mit Hilfe eines dynamischen schubspannungsgesteuerten Rheometers
(Typ SR 500 Rheometric Scientific, Piscataway, NJ) untersucht. Es wurden Fließ-
kurven aufgenommen, bei denen die Schubspannung von 0,1 Pa kontinuierlich und
linear bis zur vollständigen Strukturzerstörung der gequollenen Probe gesteigert
wurde. Die Scherrate [s-1] und die scheinbare Viskosität η [Pa s] wurden in Ab-
hängigkeit von der Schubspannung gemessen. Die graphische Darstellung der Fließ-
kurven erfolgte durch Darstellung der Schubspannung bzw. Viskosität in Abhängig-
keit von der Scherrate.
Als Messsystem wurde ein Parallel-Platten-System gewählt, da dieses System auch
größere Partikel im Messspalt toleriert und besonders für sehr hohe Viskositätslevel
geeignet ist. In Vorversuchen hatte sich ein konzentrisches Zylindersystem als unge-
eignet erwiesen, da sich bei diesem Messsystem der Spalt nicht ausreichend groß
wählen lässt. Im allgemeinen gilt, dass der Spalt mindestens zehnmal größer sein
sollte als der Durchmesser der größten Partikel [49].
Mit Hilfe der zum Gerät gehörigen Software WinRhios (Rheometric Scientific,
Piscataway, NJ) wurden jeweils die Fließgrenze (τ0), die dazugehörige Ruhescher-
viskosität (η0), sowie die Schubspannung bei vollständiger Strukturzerstörung
(τStrukturz.) und die dazugehörige Gleichgewichtsviskosität (ηequ) ermittelt.
Als Fließgrenze wurde die Schubspannung bei einer Scherrate von 0,01 s-1 definiert,
da bei allen durchgeführten Messungen von diesem Zeitpunkt an ein kontinuierliches
Ansteigen der Scherrate zu beobachten war, während bei kleineren Werten oftmals
starke Schwankungen auftraten. Als Endpunkt einer Messung wurde der Moment
gewählt, in dem die Schergeschwindigkeit so hoch war, dass keine Haftung zwischen
Probe und Messkörper mehr vorhanden war. Zu diesem Zeitpunkt stieg die
Scherrate sprunghaft an und die Messung wurde vom Gerät selbst abgebrochen. Der
letzte Messwert vor dem Abbruch wurde für die Ermittlung von τStrukturz. und ηequ
herangezogen.
3 Material und Methoden 28
Die bei der Aufnahme der Fließkurven gewählten Testparameter sind Tabelle 4 zu
entnehmen.
Tab. 4. Testparameter für die Aufnahme von Fließkurven.
Test Typ Steady Stress Sweep Test (Rotationsmessung,
schubspannungsgesteuert)
Geometrie Parallele Platten (d = 40,0mm), Spalt 4,0 mm
Modus Linear, Anfangswert 0,1 Pa, Endwert 1000 Pa
Vorscherung 30 s bei 30-300 Pa (je nach Probe)
Erlaubte Maximaldeformation
(Strain) als Geräteeinstellung 1,0 %
Temperatur 25 °C
Konzentration 10 % TS in Wasser
Quellzeit 30, 60 und 90 min
Bei der Vorbereitung der Proben für die rheologischen Messungen wurde auf eine
identische Vorgehensweise besonders geachtet, um die Vergleichbarkeit der Resul-
tate zu sichern. Entsprechend der Konzentration wurde das Probenmaterial in ein
50 ml-Becherglas eingewogen, mit Leitungswasser auf 50 g aufgefüllt und re-
hydratisiert. Dazu wurde das Probenmaterial mit Hilfe eines Glasstabs manuell
dispergiert. Anschließend wurden die Bechergläser mit Parafilm abgedeckt und das
Probenmaterial bei Zimmertemperatur quellen gelassen. Das gequollene
Probenmaterial wurde vor jeder Messung auf 25 °C temperiert.
3.4.14 Rasterelektronenmikroskopie
Zur visuellen Beurteilung der morphologischen Eigenschaften der Faserpräparate
wurden von diesen REM-Aufnahmen gemacht (Typ S 2700, Hitachi). Die Um-
wandlung der Signale des Elektronenmikroskops zu digitalisierten Bildern erfolgte mit
Hilfe der Software Digital Image Processing Systems 2.3.3.0, Point Electronic GmbH.
Die trockenen Proben wurden mit Hilfe eines doppelseitigen Klebebandes auf einen
Aluminiumprobenteller montiert und auf einem Sputter (Typ SCD 030, Balzers Union)
unter Vakuum mit Gold bedampft. Typische Arbeitsparameter waren:
Beschleunigungsspannung 20 kV; Strahlstrom 2-7x10-11 A; Arbeitsabstand 10 mm.
3 Material und Methoden 29
3.4.15 Bestimmung der Monosaccharid-Zusammensetzung der Nichtstärke-
Polysaccharide
Die Monosaccharid-Zusammensetzung der verschiedenen isolierten NSP-Fraktionen
wurde in Anlehnung an aus der Literatur bekannte Methoden zur Trennung von
Monosacchariden und Uronsäuren untersucht [79, 80]. In den folgenden Unter-
kapiteln wird die Probenvorbereitung und Trennung der Monosaccharide und Uron-
säuren mittels Hochleistungs-Anionenaustausch-Chromatographie mit pulsierender
elektrochemischer Detektion (HPAE-PED LC) im einzelnen beschrieben.
3.4.15.1 Probenvorbereitung
Zur Vorbereitung der löslichen Ballaststoff-Fraktionen (lNSP) auf die Bestimmung der
Monosaccharid-Zusammensetzung wurden jeweils 200 mg der Dialyserückstände in
1,7 ml 2 m Trifluoressigsäure (TFE, Sigma) 70 min bei 110 °C hydrolysiert (Schraub-
gläser mit Teflondichtung, Wheaton, Thermoblock-Inkubator Typ LabLine, Supelco).
Nach beendeter Reaktion wurden die unlöslichen Bestandteile abfiltriert (Spritzen-
vorsatzfilter 0,45 µm, Minisart, Sartorius) und die TFE im Stickstoffstrom bei 60 °C
verdampft. Für die Untersuchung der TFE-Hydrolysate mittels HPAE-PED wurden
die jeweiligen Proben in 1-10 ml Wasser, je nach erforderlicher Konzentration für die
HPLC, wieder aufgenommen.
Zur Vorbereitung der isolierten unlöslichen Ballaststoff-Komponenten (uNSP) auf die
Bestimmung der Monosaccharid-Zusammensetzung wurden jeweils 200 mg Probe
mit 20 µl einer Pectinase (Pectinex Ultra SPL, Novo Nordisk) und 100 µl einer
Xylanase (Rohalase 7118, Röhm) in 10 ml 0,05 m NaOAc-Puffer (pH 4,8) 16 h bei
50 °C und 7 h bei 60 °C im Schüttelwasserbad inkubiert. Danach wurden die Proben
im siedenden Wasserbad 15 min gekocht, um die Enzyme zu inaktivieren. An-
schließend wurden die Proben gefriergetrocknet. Dieses Verfahren wurde gewählt,
weil sich in Vorversuchen herausgestellt hatte, dass die uNSP allein mit 2 m
Trifluoressigsäure (TFE) nicht vollständig abgebaut werden konnten. Deshalb
wurden sie analog der von QUEMENER et al. vorgeschlagenen Methode
enzymatisch vorhydrolysiert [19]. In Abweichung von dem beschriebenen Verfahren
wurde jedoch nicht mit einem Gemisch aus Cellulase und Pentosanase, sondern mit
einem Gemisch aus Pectinase und Xylanase gearbeitet, um damit in den
Abbaugemischen nach der Totalhydrolyse mit TFE einen aus einer cellulytischen
Reaktion resultierenden hohen Überschuss an Glucose zu vermeiden.
Die so erhaltenen Rückstände wurden mit 10 ml 2 m TFE 70 min bei 110 °C im
Ölbad hydrolysiert. Nach beendeter Reaktion wurden die unlöslichen Bestandteile
abfiltriert (Spritzenvorsatzfilter 0,45 µm, Minisart, Sartorius) und die TFE im Stick-
stoffstrom bei 60 °C verdampft. Für die Untersuchung der TFE-Hydrolysate mittels
HPAE-PED wurden die jeweiligen Proben in 1-10 ml Wasser, je nach erforderlicher
Konzentration für die HPLC, wieder aufgenommen. Zur Bestimmung des
3 Material und Methoden 30
Monosaccharidgehaltes des Pectinase / Xylanase-Gemisches wurde dieses in
entsprechender Konzentration als Blindprobe bei allen Schritten der Proben-
aufarbeitung mitgeführt.
3.4.15.2 Hochleistungs-Anionenaustausch-Chromatographie mit pulsierender
elektrochemischer Detektion (HPAE-PED LC)
Jeweils 20 µl der wässrigen TFE-Hydrolysate wurden mittels eines Autosamplers
(Basic Marathon, Spark Holland) auf eine Anionenaustauschersäule (Carbopak
PA 10, 250x4 mm I.D., Dionex) injiziert und bei einer Flussrate von 1 ml/min (GP50-2
Gradient Pump, Dionex) mittels eines mehrstufigen Gradienten aus bidestilliertem
Wasser (Eluent A), 0,15 m NaOH (Eluent B) und 0,15 m NaOH/0,5 m NaOAc (Eluent
C) eluiert (Tabelle 5).
Tab. 5. Gradientenführung zur Elution von Monosacchariden und Uronsäuren
mittels HPAE-PED LC an einer Anionenaustauschersäule Carbopak PA-10
bei einer Flussrate von 1 ml/min. Eluent A: bidest. Wasser, Eluent B:
0,150 m NaOH, Eluent C: 0,15 m NaOH/0,5 m NaOAc.
Zeit [min] % Wasser (A) % Eluent B % Eluent C
0 100 0 0
30,0 100 0 0
35,0 90 10 0
40,0 20 80 0
45,0 0 80 20
55,0 0 76 24
65,0 0 0 100
75,0 0 0 100
80,0 0 100 0
90,0 100 0 0
Die Saccharide wurden mittels eines pulsierenden elektrochemischen Detektors
(Dionex) detektiert und die Chromatogramme mit Hilfe der Software PeakNet 6.2
(Dionex) auf einem PC (Typ Optiplex GX110, Dell) aufgezeichnet und ausgewertet.
Nicht identifizierbare Peaks wurden aus der Berechnung ausgeschlossen. Als
Standard-Substanzen dienten die Monosaccharide Fucose, Arabinose, Rhamnose,
Galactose, Glucose, Xylose, Mannose, Galacturonsäure und Glucuronsäure (alles
Sigma), die jeweils in drei verschiedenen Konzentrationen gemessen wurden.
3 Material und Methoden 31
Die Auswertung der Chromatogramme erfolgte mittels der Flächenmethode. Aus den
einzelnen Peakflächen wurden von der PeakNet-Software die Anteile der Flächen
der einzelnen Peaks an der Summe aller Peakflächen ermittelt. Diese Flächen-
prozent entsprechen bei der verwendeten elektrochemischen Detektion den molaren
Anteilen (Mol %) der einzelnen Monosaccharide im gesamten Gemisch. Die Be-
stimmung der entsprechenden Masse der Monosaccharide im Abbaugemisch
erfolgte dann unter Bezugnahme auf die Messungen der Standard-Substanzen in
verschiedenen Konzentrationen.
Bei der Untersuchung der Monosaccharid-Zusammensetzung der uNSP-Fraktionen
wurden die Chromatogramme der Blindwerte mit Hilfe der Software PeakNet 6.2 von
den Chromatogrammen der uNSP-Proben subtrahiert. Alle Analysen wurden als
Doppelbestimmungen durchgeführt.
3.4.16 Bestimmung von Molekulargewichten und Molekulargewichtsver-
teilungen mittels Hochleistungs-Größenausschluss-Chromatographie
mit Vielwinkelstreulichtdetektor (HP-SEC/MALLS)
3.4.16.1 Probenvorbereitung
Die Bestimmung von Molekulargewichten mittels HP-SEC/MALLS beruht auf der
Messung der Streuung des polarisierten Lichts durch die zu untersuchenden
Moleküle. Dies setzt voraus, dass die Moleküle vollständig gelöst und in so hoher
Verdünnung vorliegen, dass sie sich nicht gegenseitig beeinflussen [81]. Zur
Untersuchung der lNSP-Fraktionen wurden die Proben in einer Konzentration von
6 mg/ml in dem für die HP-SEC verwendeten Elutionsmittel (0,1 m NaNO3 Lsg. mit
0,02 % NaN3) suspendiert und über Nacht bei 60 °C gelöst. Anschließend wurden die
unlöslichen Bestandteile abfiltriert (Spritzenvorsatzfilter 0,45 µm, Minisart, Sartorius).
3.4.16.2 Versuchsanordnung
In Abbildung 5 ist die Anordnung der verwendeten Komponenten zur Molekular-
gewichtsbestimmung schematisch dargestellt. Die einzelnen Komponenten werden
im Folgenden näher beschrieben.
3 Material und Methoden 32
1 Elutionsmittelvorrat
2 HPLC-Pumpe
3 Autosampler
4 SEC-Säulen
5 Streulichtphotometer (MALLS-Detektor)
6 Brechungsindexdetektor (RI-Detektor)
7 Computer
_________= Kapillaren, _ _ _ _ _= Datenverbindung zum Computer
Abb. 5. Versuchsanordnung zur Molekulargewichtsbestimmung mittels HP-SEC/-
MALLS [81].
Elutionsmittel.- Es wurde eine 0,1 m Natriumnitrat-Lösung (NaNO3) mit einem Zusatz
von 0,02 % Natriumazid (NaN3) verwendet. Das Elutionsmittel wurde vor der
Verwendung mittels eines Vakuumfiltrationsapparates über ein Cellulosenitratfilter
(Sartorius) mit einer Porengröße von 0,45 µm filtriert. Zum Entgasen des Elutions-
mittels wurde ein kontinuierlicher Degasser (Typ ERC-3114, ERC) eingesetzt, der
zwischen Elutionsmittelbehälter und HPLC-Pumpe installiert wurde.
Pumpe.- Es wurde eine isokratische HPLC-Pumpe (Typ 1100, Agilent) verwendet. Es
handelt sich bei diesem Pumpentyp um eine Doppelkolbenpumpe mit inerten
Pumpenköpfen und Dichtungen. Durch diese Bauart wird ein pulsationsarmer,
konstanter Förderstrom auch bei geringen Flussraten gewährleistet. Die Analysen
wurden bei einer Flussrate von 0,3 ml/min durchgeführt.
Autosampler.- Zur Probeninjektion wurde ein Autosampler (Typ Basic Marathon,
Spark Holland) mit einer 96 µl-Injektionsschleife verwendet. Zur korrekten Aus-
wertung der mittels HP-SEC/MALLS durchgeführten Messungen musste die über die
Probenschleife eingegebene Probenmenge genau bekannt sein. Dazu ist neben
3 Material und Methoden 33
einer exakten Einwaage der Probe auch die Kenntnis über das Volumen der Proben-
schleife notwendig. Das Volumen der Probenschleife wurde mit Wasser bei 25 °C
(Dichte 1,0000 g/cm3) bestimmt.
Size Exclusion Chromatography (SEC) Säulen.- Zur Größenausschluss-Chromato-
graphie wurden SEC-Säulen (Typ OHpak SB-800, Shodex) eingesetzt. Aus der SB-
800 Serie wurden die Vorsäule 800P und die Trennsäulen 805, 804 und 802.5 in der
genannten Reihenfolge verwendet. In Tabelle 6 sind die Spezifikationen der Säulen
genannt.
Tab. 6. Spezifikationen der verwendeten SB-800 HQ OHpak SEC-Säulen [82].
SEC-Säule Ausschlußgröße
[g/mol]
Theoretische Böden / 30cm
OHpak SB-802.5 1 x 104 15.000 (mindestens)
OHpak SB-804 1 x 106 15.000 (mindestens)
OHpak SB 805 10 x 106 10.000 (mindestens)
Die Säulen sind mit einem Polyhydroxymethylmetacrylat-Gel gefüllt. Der maximale
Arbeitsdruck der Säulen beträgt 30 kg/cm2. Die maximale Arbeitstemperatur ist mit
70 °C angegeben. Die empfohlene Flussrate des Elutionsmittels beträgt maximal
0,5 ml/min [82].
Vielwinkel-Laserlichtstreuungs (MALLS)-Detektor.- Zur Bestimmung der Lichtstreu-
ungs-Eigenschaften der Proben wurde ein MALLS-Detektor (Typ DAWN DSP Laser
Photometer, Wyatt Technology) verwendet. Als Lichtquelle diente ein Helium-Neon
Laser mit einer Wellenlänge von 632,8 nm. Um ein Überschreiten des Mess-
bereiches zu vermeiden, wurde das Messsignal geräteseitig um den Faktor 5
reduziert. Die Glasmesszelle des Detektors und die Anordnung der Streulichtdioden
sind in Abbildung 6 dargestellt [81].
3 Material und Methoden 34
Abb. 6. Messzelle des MALLS-Detektors mit den Streulichtdetektoren 1-18 [81].
Brechungsindex (RI)–Detektor.- Die Änderung des Brechungsindexes des Elutions-
mittels durch die darin gelösten Proben wurde mittels eines Refraktionsindex (RI)–
Detektors (Typ Optilab DSP Interferometric Refractometer, Wyatt Technology)
bestimmt [83]. Der RI-Detektor war mit zwei auswechselbaren Messzellen, der P2-
Zelle mit einer Messstrecke von 0,2 mm und der P10-Zelle mit einer Messstrecke von
1 mm ausgerüstet. Für die durchgeführten Messungen wurde die P10-Messzelle
eingesetzt.
Die absolute Bestimmung der Molmassen und Molmassenverteilung mittels Licht-
streuung setzt die Kenntnis des Brechungsindexinkrementes (dn/dc) des gelösten
Stoffes voraus. Dieses Brechungsindexinkrement muss eigentlich für jede einzelne
Probesubstanz experimentell bestimmt werden. Dies war jedoch hier nicht möglich,
da es für die in den Proben vorkommenden Polysaccharid-Spezies keine Standard-
Substanzen gibt und diese Polysaccharid-Spezies sich auch nicht präparativ
voneinander trennen ließen. Als Brechungsindexinkrement wurde deshalb hier auf
Anraten der Firma Wyatt Technology der Wert 0,146 eingesetzt, der als allgemein
anwendbar für ballaststoffartige Polysaccharide gilt.
3 Material und Methoden 35
Messsignalaufnahme vom MALLS- und RI-Detektor.- Die Messdaten des MALLS-
und des RI-Detektors wurden über eine serielle Schnittstelle von einem Computer
(Typ Vectra 500, Pentium®-Prozessor, 32 MB RAM, Hewlett Packart) mittels der
Standard Software für die verwendeten Detektoren aufgenommen. Das Software-
paket umfasste die Programme ASTRA for Windows 4.70, DNDC for Windows 5.00,
Easi 7.03 und Dawn 2.06 [84-87].
3.4.16.3 Mittlere Molekulargewichte und Polydispersität
Mit Hilfe der Software ASTRA for Windows 4.70 wurden nach manueller Festlegung
einer Basislinie und des Peakbereichs aus den Messdaten des MALLS- und des RI-
Detektors verschiedene Mittelwerte für die Molekulargewichte der untersuchten
Proben errechnet. Dies sind der Zahlenmittelwert (Mn), der Gewichtsmittelwert (Mw)
und der z-Mittelwert (Mz) einer Probe. Für die Berechnung der Molekulargewichte
wurde im Auswerteprogramm die Auswertemethode „Zimm“ erster Ordnung unter der
Option der 100 %igen Massewiederfindung angewendet. Die Berechnung erfolgte
unter Einbeziehung der Streulichtdetektoren Nr. 6-16. Die Methode „Zimm“ wurde
gewählt, weil sie für relativ kleine Moleküle mit einem hydrodynamischen Radius
unter 80 nm die genauesten Ergebnisse liefert [81, 88]. Als Berechnungsgrundlage
zur Bestimmung des Molekulargewichts verwendet die Software ASTRA 4.70 die
folgende Gleichung:
() ()
θPcM2AθPM
cK
R22
2w
*
θ−=
⋅
(Gl. 4)
Dabei ist Mw das mittlere gewichtete Molekulargewicht, c die Konzentration der
gelösten Molekülfraktion und K* eine optische Konstante, die u. a. aus dem
differentiellen Brechungsindexinkrement (dn/dc) der gelösten Probe errechnet wird.
A2 ist der sogenannte zweite Virialkoeffizient, der eine Konzentrationsabhängigkeit
aufweist und P(θ) ein theoretisch hergeleiteter Formfaktor der Moleküle. Das Exzess-
Rayleigh-Verhältnis Rθ wird bei Streulichtmessungen aus der Intensität des gestreu-
ten Lichtes nach folgender Gleichung berechnet:
()
VI
r,II
R
o
LMθθ
θ⋅
⋅−
=
2
(Gl. 5)
Dabei ist Iθ die Intensität des gesamten gestreuten Lichtes, Iθ,LM die Intensität des
durch das Lösungsmittel gestreuten Lichtes, r der Abstand des Lichtstreudetektors
vom betrachteten Streuvolumen V und I0 die Intensität des einfallenden Lichtes [81].
3 Material und Methoden 36
Die Polydispersität einer Probe wird aus dem Quotienten des Gewichtsmittelwertes
des Molekulargewichts (Mw) und des Zahlenmittelwertes des Molekulargewichts (Mn)
errechnet und kann somit als ein Maß für die Heterogenität einer Probe heran-
gezogen werden [81, 89].
Polydispersität =
n
w
M
M [-] (Gl. 6)
3.4.17 Identifizierung und Quantifizierung estergebundener monomerer
Phenolcarbonsäuren in unlöslichen Ballaststoffkomponenten
Die Bestimmung estergebundener monomerer Phenolcarbonsäuren (PCS) und
Aldehyde wurde gemäß der von BUNZEL et al. veröffentlichten Methode von uns im
Institut für Biochemie und Lebensmittelchemie der Universität Hamburg durchgeführt
[90]. Da sich in Vorversuchen herausgestellt hatte, dass sich in den löslichen
Ballaststoff-Fraktionen (lNSP) keine PCS nachweisen ließen, wurden die Analysen
nur mit den unlöslichen Ballaststoff-Fraktionen (uNSP) durchgeführt.
3.4.17.1 Probenvorbereitung
Zur Vorbereitung der uNSP-Fraktionen für die Bestimmung der PCS und Aldehyde
wurden die Proben zunächst alkalisch hydrolysiert und die PCS anschließend durch
eine flüssig-flüssig-Extraktion aus dem angesäuerten Hydrolyseansatz extrahiert
[24].
Dazu wurden jeweils 150 mg Probe in ein Pyrex-Glas eingewogen und 3 µg ortho-
Cumarsäure (gelöst in 1,4-Dioxan) als interne Standardsubstanz hinzugefügt. An-
schließend wurden 5 ml mit Stickstoff entgaste 2 m NaOH-Lösung dazugegeben, der
Kopfraum des Gefäßes mit Stickstoff begast und der Ansatz 18 h lichtgeschützt bei
Raumtemperatur hydrolysiert.
Vor der Extraktion wurde jeder Hydrolyseansatz mit ca. 0,95 ml konz. Salzsäure auf
einen pH-Wert < 2 angesäuert. Die Extraktion der PCS wurde jeweils dreimal mit
4 ml Diethylether durchgeführt, wobei zur besseren Phasentrennung zwischendurch
10 min bei niedriger Drehzahl zentrifugiert und die organische Phase mit einer
Pasteurpipette abgenommen wurde. Die organischen Phasen wurden in einem
Reaktionsvial vereinigt und im Stickstoffstrom getrocknet. Die so erhaltenen Proben
wurden in jeweils 200 µl Methanol/Wasser (50:50 v/v) aufgenommen.
3.4.17.2 Hochleistungs-Flüssigkeits-Chromatographie mit UV-Detektion
Zur chromatographischen Trennung der extrahierten monomeren PCS und Aldehyde
wurden jeweils 20 µl Probelösung manuell auf eine Trennsäule (Nucleosil 100-5 C18
HD, 250x4 mm I.D., Macherey-Nagel)) injiziert und bei einer Flussrate von 1 ml/min
3 Material und Methoden 37
(L-6200 Intelligent pump, Merck/Hitachi) und einer Temperatur von 45 °C (T-6300
Column thermostat, Merck/Hitachi) mittels eines mehrstufigen Gradienten aus
wässriger 1 mM Trifluoressigsäure (TFE, Eluent 1), Methanol (Eluent 2) und Aceto-
nitril (Eluent 3) eluiert (Tabelle 7).
Die PCS und Aldehyde wurden mittels eines Photodiodenarraydetektors (Typ 994
programmable photodiode array detector, Waters) detektiert und anhand ihrer
relativen Retentionszeiten und durch Vergleich ihrer UV-Spektren mit denen von
Standardsubstanzen identifiziert. Die Quantifizierung erfolgte bei 280 nm anhand des
internen Standards. Alle Analysen wurden als Doppelbestimmungen durchgeführt.
Tab. 7. Gradientenführung zur Elution von PCS und Aldehyden mittels HPLC an
einer Trennsäule Nucleosil 100-5 C18 HD bei einer Flussrate von 1 ml/min.
Eluent 1: 1 mM TFE (wässrig), Eluent 2: Methanol, Eluent 3: Acetonitril.
Zeit [min] % Eluent 1 % Eluent 2 % Eluent 3
0 89 4 7
8 89 4 7
9 81 8 11
20 81 8 11
30 25 35 40
35 25 35 40
40 89 4 7
50 89 4 7
3.4.18 Charakterisierung der viskoelastischen Eigenschaften von Ballast-
stoffkomponenten mittels Oszillations-Rheometrie
Die viskoelastischen Eigenschaften der Faserpräparate sowie der isolierten uNSP-
Fraktionen wurden mittels Oszillationsmessungen in gequollenem Zustand in kaltem
Wasser untersucht. Alle Proben wurden vor der Untersuchung gesiebt und die
Siebfraktion 200-500 µm für die Messungen verwendet. Je nach Viskosität wurden
Dispersionen in verschiedenen Konzentrationen (5,0 %, 7,5 % und 10,0 % TS)
angesetzt. Alle Dispersionen wurden jeweils einmal nach kurzer Quellzeit (30 min)
und einmal in voll ausgequollenem Zustand (18 h Quellzeit) untersucht.
Die Messungen wurden mit Hilfe eines dynamischen schubspannungsgesteuerten
Rheometers (Typ SR-500 Rheometric Scientific, Piscataway, NJ) durchgeführt. Als
Messsystem wurde als verbesserte Messdurchführung ein Kegel-Platte-System mit
3 Material und Methoden 38
einem Durchmesser von 25,0 mm (Kegelwinkel 0,1 rad) und einem Messspalt von
2,0 mm gewählt.
Gemäß der von KUNZEK et al. veröffentlichten Methode wurden Amplitudensweeps
und Frequenzsweeps durchgeführt [23]. Die dabei gewählten Testparameter sind
den Tabellen 8 und 9 zu entnehmen.
Tab. 8. Testparameter für die Aufnahme von Amplitudensweeps.
Test Typ Dynamic Stress Sweep
Frequenz 1,0 Hz
Modus Logarithmisch, Anfangswert 0,1 Pa, Endwert 1000 Pa
Messpunkte pro Dekade 20
Temperatur 25 °C
Tab. 9. Testparameter für die Aufnahme von Frequenzsweeps.
Test Typ Dynamic Stress Frequency Sweep
Schubspannung 10,0 Pa
Modus Logarithmisch, Anfangswert 79,0 Hz, Endwert 0,01 Hz
Messpunkte pro Dekade 10
Temperatur 25 °C
In Abhängigkeit von der jeweiligen Frequenz bzw. Schubspannung wurden mit Hilfe
der zum Gerät gehörigen Software WinRhios jeweils der Speichermodul G’ und der
Verlustmodul G’’ im Verlauf einer Messung ermittelt und graphisch dargestellt.
Die Schubspannungskurve wird bei schubspannungsgesteuerten Rheometern nach
folgender Gleichung berechnet:
τ(t) = τ0 sinωt [Pa] (Gl. 7)
Zusätzlich wurde der Verlustwinkel tan δ ermittelt, der als ein Maß für die Relation
zwischen dissipierter und gespeicherter Energie gilt. Der Verlustwinkel tan δ wird
nach folgender Gleichung berechnet:
'
''
tan
G
G
=
δ
[-] (Gl. 8)
Alle Untersuchungen wurden als Doppelbestimmungen durchgeführt.
4 Ergebnisse und Diskussion 39
4 Ergebnisse und Diskussion
4.1 Vergleich der Inhaltsstoffzusammensetzung der Markerbsen- und
Lupinenfaserpräparate
Die physiko-chemischen Eigenschaften von Faserpräparaten hängen im Wesent-
lichen von ihrer stofflichen Zusammensetzung ab. Das wichtigste Kriterium ist das
Verhältnis des Gehalts an Ballaststoffen, d. h. Nichtstärke-Polysacchariden, zu an-
deren Inhaltsstoffen, wie Stärke und Protein.
Die Inhaltsstoffzusammensetzung lässt außerdem die Wirksamkeit des Verfahrens
zur Fasergewinnung erkennen, die im Rahmen dieses Vorhabens im Pilotmaßstab
erfolgte. Ziel des Verfahrens war es, die Fasern möglichst rein zu gewinnen, d. h.
durch die Trenntechnik zu einem möglichst kleinen Stärke- und Proteingehalt im
Endprodukt zu kommen.
4.1.1 Ballaststoff-, Stärke-, Protein- und Mineralstoffgehalt
In Tabelle 10 ist die Inhaltsstoffzusammensetzung der aus Markerbsen- und
Lupinenkotyledonen gewonnenen Faserpräparate dargestellt. Die Ergebnisse
zeigen, dass es gelungen war, mit Hilfe des Pilot-Verfahrens zur Gewinnung von
Fasern aus Markerbsenkotyledonen Präparate mit Ballaststoffgehalten von ca. 75 %
herzustellen. In den Endprodukten betrug der Stärkegehalt 7,9 % bzw. 9,6 % und der
Proteingehalt 9,1 % bzw. 9,2 %. Die Zusammensetzung dieser Präparate bestätigt
somit die Ergebnisse von MEUSER et al., die mit Hilfe des gleichen Verfahrens
Faserpräparate mit Gesamtballaststoffgehalten zwischen 73 % und 79 % hergestellt
hatten [10].
Die beiden Lupinenfaserpräparate besaßen Ballaststoffgehalte von 86,2 % bzw.
80,0 %. Dabei war der Proteingehalt des Präparates aus Süßlupinen (Albus-
Präparat) mit 9,4 % vergleichbar groß zu dem der beiden Präparate aus Markerbsen,
der Proteingehalt des Angustifolius-Präparates war demgegenüber mit 13,6 %
jedoch deutlich größer. Der Mineralstoffgehalt, hier ausgedrückt als Asche, die der
Rückstandsmenge nach Veraschung der Präparate bei 900 °C entsprach, war bei
den Faserpräparaten aus Lupinen mit 1,4 % etwas kleiner als bei den Markerbsen-
faserpräparaten (2,4 bzw. 2,2 %). Dies lässt sich darauf zurückführen, dass beim
Gewinnungsverfahren der Markerbsenfasern die Schalen aus verfahrenstechnischen
Gründen nicht vollständig entfernt werden konnten, die bekanntermaßen den
Hauptanteil der Mineralstoffe der Leguminosen enthalten. Der Fettgehalt war bei
allen Faserpräparaten mit 0,3 bzw. 0,4 % TS vernachlässigbar klein. Dieses
Ergebnis entsprach den Erwartungen, denn der Fettgehalt war schon in den
Ausgangsstoffen für die Fasergewinnung sehr klein (< 2,4 % TS).
4 Ergebnisse und Diskussion 40
Tab. 10. Wasser-, Gesamtballaststoff-, Stärke-, Protein- und Aschegehalt der im
Pilotmaßstab hergestellten Faserpräparate aus Markerbsen- und Lupinen-
kotyledonen.
Präparat Wasser-
gehalt
[%]
Gesamt-
BS
[% TS]
Stärke
[% TS]
Protein
[% TS]
Rohfett
[% TS]
Asche
[% TS]
Markana-Präparat 9,4 75,5 7,9 9,2 0,4 2,4
Salout-Präparat 7,6 75,4 9,6 9,1 0,3 2,2
Albus-Präparat 7,3 86,2 n. b.1) 9,4 0,3 1,4
Angustifolius-Präparat 10,6 80,0 n. b.1) 13,6 0,4 1,4
1) n. b. = nicht bestimmt. - Der Stärkegehalt der Lupinenfaserpräparate wurde nicht ana-
lysiert, da Lupinen keine oder nur vernachlässigbar geringe Anteile an Stärke enthalten.
Stärke existiert in Lupinen nur als temporäre Reservesubstanz während der Keimlingsent-
wicklung [13]. Sie befindet sich zu diesem Zeitpunkt in sehr geringen Mengen (0,2-0,5 %)
als dünne Schicht direkt unter der Schale. In reifen Lupinen ist jedoch keine Stärke
vorhanden.
Insgesamt lässt sich feststellen, dass die vier hergestellten Faserpräparate einen
ähnlich großen Gesamtballaststoffgehalt besaßen. Aufgrund des großen Ballast-
stoffgehalts waren sie als Ballaststoffkonzentrate anzusehen.
Damit ein erster Hinweis auf die Ballaststoff-Fraktionen der Faserpräparate erhalten
werden konnte, wurde zur Ballaststoff-Bestimmung die modifizierte AOAC-Methode
angewendet, mit welcher der Ballaststoffgehalt differenziert nach löslichen und
unlöslichen Ballaststoffen ermittelt wird [64]. Der in Tabelle 10 angegebene Gesamt-
ballaststoffgehalt ergibt sich dabei aus der Summe der löslichen und unlöslichen
Ballaststoffe. Die Ergebnisse der Untersuchungen der Ballaststoffzusammensetzung
der Markerbsen- und Lupinenfaserpräparate sind in Tabelle 11 zusammengefasst.
Zur Veranschaulichung der unterschiedlichen Anteile an löslichen Ballaststoffen in
den untersuchten Präparaten ist außerdem der prozentuale Anteil löslicher Ballast-
stoffe am Gesamtballaststoffgehalt angegeben.
4 Ergebnisse und Diskussion 41
Tab. 11. Gehalt an unlöslichen Ballaststoffen (uNSP), löslichen Ballaststoffen
(lNSP), Gesamtballaststoffen (Gesamt-BS) und Anteil der löslichen
Ballaststoffe am Gesamtballaststoffgehalt der im Pilot-Maßstab herge-
stellten Faserpräparate aus Markerbsen- und Lupinenkotyledonen.
Präparat uNSP
[% TS]
lNSP
[% TS]
Gesamt-BS
[% TS]
Anteil lNSP an
Gesamt-BS
[%]
Markana-Präparat 61,8 13,7 75,5 18,1
Salout-Präparat 64,7 10,7 75,4 14,2
Albus-Präparat 68,2 18,0 86,2 20,9
Angustifolius-Präparat 62,7 17,3 80,0 21,6
Aus einem Vergleich der Analysenergebnisse wird deutlich, dass der Anteil an
löslichen Ballaststoffen bei den Lupinenfaserpräparaten größer war als bei den
Markerbsenfaserpräparaten.
Wurden zusätzlich die Ergebnisse aus Tabelle 11 mit der Zusammensetzung der
Ballaststoffe verglichen, wie sie in den jeweiligen Rohstoffen der Faserpräparate
analysiert wurden (s. Kap. 3.1, Tab. 2 und 3), fällt auf, dass der Anteil der löslichen
Ballaststoffe am Gesamtballaststoffgehalt in den Rohstoffen sowohl im Fall der
Markerbsen als auch der Lupinen weitaus größerer war als in den jeweils ent-
sprechenden Faserpräparaten. In den Rohstoffen der Markerbsen machte er noch
ca. ein Drittel aus, in den entsprechenden Faserpräparaten betrug er jedoch nur
noch 18 % bzw. 14 % des Gesamtballaststoffgehalts. Im Fall der Lupinen machte er
im Rohstoff 45 % bzw. 37 % aus, während er in den Faserpräparaten auf 21 % bzw.
22 % reduziert war. Diese Ergebnisse weisen darauf hin, dass ein Teil der löslichen
Ballaststoffe während des Herstellungsverfahrens der Ballaststoffpräparate durch die
Behandlung mit kaltem Wasser ausgewaschen wurde. Es war deshalb zu über-
prüfen, ob durch die Art des jeweiligen Herstellungsverfahrens der Faserpräparate
auch die Zusammensetzung der löslichen Ballaststoff-Komponenten verändert wurde
oder ob generell nur ein bestimmter prozentualer Anteil der lNSP durch die
Behandlung mit kaltem Wasser ausgewaschen wurde (s. Kap. 4.3.1).
4.1.2 Cellulose- und Hemicellulosegehalt im Vergleich zum Gehalt an
löslichen und unlöslichen Ballaststoffen
Die Zusammensetzung der Ballaststoffe aus Cellulose, Hemicellulosen und Lignin in
den Faserpräparaten wurde mittels der NDF-Methode untersucht [72] und die Ergeb-
nisse mit denen der Bestimmung der unlöslichen und löslichen Ballaststoffe nach
dem modifizierten AOAC-Verfahren [64] verglichen (Tabelle 12).
4 Ergebnisse und Diskussion 42
Das NDF-Verfahren dient der Bestimmung der unlöslichen Ballaststoffe als Neutral-
Detergens-Faser (NDF) und bildet die Grundlage für die Ermittlung des Anteiles an
Hemicellulosen, Rohcellulose und Rohlignin. Dabei wird nach der Extraktion des
Probenmaterials mittels einer ND-Lösung und dem Abbau der Stärke mit α-Amylase/
Amyloglucosidase die Menge der unter diesen Bedingungen unlöslichen Bestandteile
als Rückstand (NDF) bestimmt, der anschließend weiter mit einer sauren Deter-
gentienlösung (AD-Lösung) extrahiert wird. Die Differenz aus der Menge des ADF-
Rückstands und der Menge des NDF-Rückstands ist ein Maß für den Gehalt an
unlöslichen Hemicellulosen. Der Rückstand wird weiter mit Schwefelsäure (72 %)
behandelt, um die Cellulose aufzulösen. Die Menge des Rückstands nach dieser
Behandlung ist ein Maß für den Rohligningehalt. Die Differenz zwischen der Menge
des ADF-Rückstandes und des Lignin-Rückstandes ist ein Maß für den Rohcellu-
losegehalt.
Beim modifizierten AOAC-Verfahren wird ohne Detergentien gearbeitet. Stärke sowie
Proteine werden in schwach sauren bis schwach alkalischen Pufferlösungen en-
zymatisch abgebaut. Nach Abtrennen aller in wässriger Pufferlösung bei pH 7,5
löslichen Bestandteile wird die Menge der unlöslichen Ballaststoffe (uNSP) durch
Korrektur der Menge des Rückstandes um seinen Gehalt an Protein und Asche
ermittelt, die getrennt nach standardisierten Methoden bestimmt werden [69, 71]. Die
löslichen Ballaststoffe werden mit Ethanol gefällt. Das Präzipitat wird gewaschen und
getrocknet, und es wird sein Protein- und Aschegehalt bestimmt. Die um den Protein-
und Aschegehalt korrigierte Menge des Präzipitats ist ein Maß für den Gehalt an
löslichen Ballaststoffen (lNSP).
Zusätzlich wurde der Gehalt an enzymatisch schwer abbaubarer, resistenter Stärke
(RS) bestimmt, die unter den Bedingungen des modifizierten AOAC-Verfahrens als
Anteil in den uNSP enthalten ist [73]. Zwar ist ein signifikanter Einfluss dieses
normalerweise kleinen Anteils an resistenter Stärke auf die physikalischen Eigen-
schaften der Faserpräparate nicht anzunehmen, er spielt jedoch eine gewisse Rolle
bei der Untersuchung der uNSP in Bezug auf ihre Monosaccharid-Zusammen-
setzung (s. Kap. 4.3.2) [91].
4 Ergebnisse und Diskussion 43
Tab. 12. Neutral-Detergens-Fasergehalt (NDF), Gehalt an unlöslichen Ballaststoffen
(uNSP), löslichen Ballaststoffen (lNSP) und resistenter Stärke (RS) der im
Pilot-Maßstab hergestellten Faserpräparate aus Markerbsen- und Lupinen-
kotyledonen.
Präparat NDF
[% TS]
uNSP
[% TS]
lNSP
[% TS]
RS
[% TS]
Cellulose Hemi-
cellulose
Rohlignin
Markana-Präparat 8,0 32,9 0,1 61,8 13,7 1,9
Salout-Präparat 9,3 32,4 0,1 64,7 10,7 1,5
Albus-Präparat 5,5 19,8 0,1 68,2 18,0 n. n.1)
Angustifolius-Präparat 4,8 15,5 0,3 62,7 17,3 n. n.1)
1) n. n. = nicht nachweisbar
Anhand dieser Ergebnisse wird zunächst ein weiterer Unterschied bezüglich der
Zusammensetzung der Ballaststoffe aus den Markerbsen- und Lupinenfaser-
präparaten deutlich. Während der Anteil an Hemicellulose bei den Markerbsen-
faserpräparaten 32 % bzw. 33 % betrug, machte er bei den Lupinenfaserpräparaten
nur 20 % bzw. 15 % aus. Ähnlich verhielt es sich mit dem Cellulosegehalt. Der
Cellulosegehalt der Markerbsenfaserpräparate machte 8 % bzw. 9 % aus, während
er für die Lupinenfaserpräparate nur 5-6 % groß war. Der Anteil an Rohlignin war bei
allen untersuchten Faserpräparaten vernachlässigbar klein.
Auffällig ist es, dass die Summe der unlöslichen Ballaststoffkomponenten, wie sie mit
der NDF-Methode bestimmt werden, nicht mit der Menge an unlöslichen Ballast-
stoffen, wie sie nach der modifizierten AOAC-Methode bestimmt werden, überein-
stimmte. Zwar waren aufgrund der unterschiedlichen Verfahrensweisen bei der
Bestimmung der unlöslichen Ballaststoffe unterschiedliche Ergebnisse zu erwarten
gewesen, dass die Unterschiede jedoch so groß waren, überraschte. Der nach der
AOAC-Methode bestimmte Gehalt an unlöslichen Ballaststoffen war bei allen vier
Präparaten weitaus größer als der mit der NDF-Methode bestimmte, welcher der
Summe der unlöslichen Bestandteile entspricht. Die Unterschiede betrugen bei den
Markerbsenfaserpräparaten 20-24 % und bei den Lupinenfaserpräparaten sogar 42 -
44 %.
Die Ursache für diese unterschiedlichen Ergebnisse muss darin liegen, dass
während der Extraktion mit der ND-Lösung bestimmte Anteile der NSP in Lösung
4 Ergebnisse und Diskussion 44
gehen, die bei der Behandlung gemäß der AOAC-Methode in schwach alkalischem
Puffer nicht löslich sind und somit in den uNSP verbleiben.
BELO und DeLUMEN haben anhand zahlreicher Beispiele bewiesen, dass es sich
bei den fraglichen Substanzen um pektinartige Materialien handelt [92].
4.1.3 Pektinartige Nichtstärke-Polysaccharide
Die zum Teil erheblichen Differenzen zwischen der Summe des Cellulose-,
Hemicellulose- und Ligningehalts der Faserpräparate und ihrem Gehalt an
unlöslichen Ballaststoffen zeigten, dass bei deren Bestimmung nach der NDF-
Methode einige ihrer Ballaststoff-Komponenten in Lösung gegangen waren. Da diese
Komponenten aber nicht wasserlöslich sind, müssen sie den uNSP zugerechnet
werden. Diese Substanzen werden in der Literatur als pektinartige Nichtstärke-
Polysaccharide (pNSP) bezeichnet [38, 92]. Zu ihnen zählen, neben den eigentlichen
Pektinen (methylierte und acetylierte Polygalacturonsäuren unterschiedlichen
Veresterungsgrades) und Rhamnogalactorunanen, beispielsweise auch Arabinane,
Galactane, Arabinogalactane, Glucomannane und Galactoglucomannane. Die
Klassifikation dieser Substanzen ist nicht eindeutig. Sie werden daher oft auch den
Hemicellulosen zugerechnet, d. h. den Gerüstsubstanzen wie Galacto- und Fuco-
Galacto-Xyloglucanen, Glucorono-Arabinoxylanen und β-D-Glucanen. Dies ergibt
sich unter anderem auch aus ihrer engen Vernetzung untereinander in den Zell-
wänden, die eine Trennung in Einzelsubstanzen erheblich erschwert [38, 79].
Diese pNSP konnten mit Hilfe der ND-Lösung zu erheblichen Anteilen aus den
Markerbsen- und Lupinenfaserpräparaten extrahiert werden. Dabei konnte nicht
ausgeschlossen werden, dass sich in den mittels der NDF-Methode bestimmten
Hemicellulosen auch noch Anteile an pNSP befanden. In Tabelle 13 sind die
extrahierbaren Anteile an pNSP aus den uNSP zusammen mit den insgesamt ND-
extrahierbaren NSP-Bestandteilen aus den Faserpräparaten aufgeführt. Letztere ent-
halten auch die lNSP, wie sie mit der modifizierten AOAC-Methode bestimmt werden.
Diese Substanzen werden im folgenden unter dem Begriff ND-extrahierbare Nicht-
cellulose-NSP (ncNSP) zusammengefasst.
4 Ergebnisse und Diskussion 45
Tab. 13. Gehalt an pektinartigen Nichtstärke-Polysacchariden (pNSP) in den uNSP
und Gehalt an insgesamt ND-extrahierbaren Nichtcellulose-NSP (ncNSP)
in den im Pilot-Maßstab hergestellten Faserpräparaten aus Markerbsen-
und Lupinenkotyledonen.
Präparat ND-extrahierbare pNSP in
den uNSP
[% TS]
Gesamt ND-extrahierbare
ncNSP
[% TS]
Markana-Präparat 35,2 38,5
Salout-Präparat 35,6 39,6
Albus-Präparat 56,1 57,5
Angustifolius-Präparat 57,6 60,2
Insgesamt war der Gehalt an pNSP bzw. ncNSP bei allen Präparaten mit 35-58 %
bzw. 39-60 % relativ groß, wobei diesbezüglich die Markerbsenfaserpräparate von
den Lupinenfaserpräparaten bei weitem übertroffen wurden. Dieses Ergebnis war
aufgrund der in Tabelle 12 dargestellten Ergebnisse erwartet worden, weil die
beobachteten Differenzen zwischen dem Gehalt der nach der AOAC-Methode und
der NDF-Methode bestimmten unlöslichen Ballaststoffe bei den Lupinenfaser-
präparaten größer als bei den Markerbsenfaserpräparaten waren.
Somit kann festgestellt werden, dass die pNSP bzw. die ncNSP in den untersuchten
Faserpräparaten einen dominanten Anteil am Trockensubstanzgehalt besitzen. Es ist
deshalb anzunehmen, dass diese pektinartigen NSP wegen ihres bekanntlich großen
Wasserbindevermögens die physiko-chemischen Eigenschaften der Faserpräparate
entscheidend beeinflussen.
Der Gehalt an pektinartigen Bestandteilen in einem Faserpräparat kann auch über
die Bestimmung des Galacturonangehaltes nach der Methode von BLUMEN-
KRANTZ und ASBOE-HANSEN ermittelt werden [74]. Dabei wird der Gehalt an
Galacturonsäure in einer Probe nach enzymatischem Abbau des Pektins anhand
einer Farbreaktion mit m-Hydroxydiphenyl bestimmt. Da es sich bei Pektin um ein
Polymer aus 1,4-β-D-Galacturonsäure handelt, stellt der Galacturonangehalt eines
Faserpräparates ein Maß für den Anteil an pektinartigen Substanzen dar. Die
Ergebnisse einer entsprechenden Untersuchung der Faserpräparate sind in
Tabelle 14 dargestellt.
4 Ergebnisse und Diskussion 46
Tab. 14. Galacturonangehalt der im Pilot-Maßstab hergestellten Faserpräparate
und der daraus isolierten uNSP-Fraktionen.
Präparat Galacturonangehalt im
Faserpräparat
[% TS]
Galacturonangehalt in
den uNSP
[% TS]
Markana-Präparat 16,8 19,1
Salout-Präparat 14,8 20,1
Albus-Präparat 19,7 16,7
Angustifolius-Präparat 18,4 17,4
Die Ergebnisse lassen erkennen, dass in allen untersuchten Proben ein signifikanter
Anteil an Galacturonsäure vorhanden war. Dabei war im Falle der Markerbsenfaser-
präparate der Galacturonangehalt in den uNSP-Fraktionen jeweils etwas größer als
im entsprechenden Faserpräparat. Demgegenüber war der Galacturonangehalt in
den Lupinenfaserpräparaten größer als in den daraus isolierten uNSP-Fraktionen.
Dementsprechend war der Anteil an löslichem Pektin in den Lupinenfaserpräparaten
größer als in den Markerbsenfaserpräparaten. Gegensätzlich dazu verhielt es sich
mit dem unlöslichen Pektin.
Die ermittelten Galacturonangehalte lagen weitaus niedriger als die Gehalte an ND-
extrahierbaren pektinartigen Substanzen (s. Tab. 13), da Galacturonsäure lediglich
die Hauptkette reinen Pektins darstellt. Zu den pektinartigen Nichtstärke-Poly-
sacchariden (pNSP) zählen jedoch, wie bereits erwähnt, sowohl die eigentlichen
Pektine mit verschiedenen Veresterungsgraden als auch andere Polysaccharide, wie
beispielsweise Arabinane, Galactane und Arabinogalactane, die entweder frei vor-
liegen können oder in den Seitenketten von Polygalacturonanen vorkommen.
Aus den Ergebnissen geht hervor, dass der Anteil der erwähnten anderen Poly-
saccharide an den pNSP bei den Lupinenfaserpräparaten größer war als der in den
Markerbsenfaserpräparaten. Dies geht aus dem Vergleich der Werte aus Tabelle 13
und Tabelle 14 hervor, die zeigen, dass im Falle der Lupinenfaserpräparate jeweils
eine viel größere Differenz zwischen dem Gehalt an ND-extrahierbaren pNSP und
dem Galacturonangehalt bestand als bei den Markerbsenfaserpräparaten. Diese
Differenz gibt Auskunft über den Anteil an pektinähnlichen Substanzen im Vergleich
zum Anteil an reinem Pektin. Genauere Informationen über die Art dieser
pektinartigen Polysaccharide gibt die Analyse der Monosaccharid-Zusammensetzung
dieser Fraktionen.
4 Ergebnisse und Diskussion 47
Insgesamt bestätigen die Ergebnisse der Bestimmung des Galacturonangehaltes
die Vermutung, dass es sich bei dem mit Hilfe der ND-Lösung extrahierbaren
Ballaststoffmaterial hauptsächlich um pektinartige Substanzen (pNSP) handelt.
4.2 Vergleich ausgewählter physiko-chemischer Eigenschaften der Mark-
erbsen- und Lupinenfaserpräparate
In Bezug auf die Zielsetzung der vorliegenden Arbeit wurden ausgewählte physiko-
chemische Eigenschaften der vier im Pilot-Maßstab hergestellten Faserpräparate
bestimmt. Dabei wurde besonderes Augenmerk auf ihre Rehydratationseigen-
schaften und das rheologische Verhalten gerichtet. Außerdem wurden die morpho-
logischen Eigenschaften der vier Faserpräparate mit Hilfe der Rasterelektronen-
mikroskopie untersucht. Die Ergebnisse dieser Untersuchungen sind in den folgen-
den Unterkapiteln enthalten.
4.2.1 Wasserbindungseigenschaften
Die Untersuchung der Wasserbindungseigenschaften beschäftigt sich in erster Linie
mit dem Verhalten der Faserpräparate im Wasserüberschuss ohne Einwirkung
äußerer Kräfte. Die Wasserbindungseigenschaften spielen für die Beurteilung der
funktionellen Eigenschaften von Faserpräparaten, insbesondere für ihr textur-
gebendes Potential, eine sehr wichtige Rolle, da sie wiederum in entscheidendem
Maße für das rheologische Verhalten der Produkte, d. h. das Fließverhalten bzw.
Konsistenzverhalten unter der Einwirkung von Scherkräften, verantwortlich sind.
Die Kaltwasserbindungseigenschaften wurden differenziert nach dem Kaltwasser-
bindevermögen (KWB) und dem Kaltwasserrückhaltevermögen (KWRV) bestimmt.
Experimentell erfolgte die Differenzierung dadurch, dass das KWB durch Zentri-
fugation des in Wasser aufgenommenen Probenmaterials bei 1000 x g bestimmt
wurde [77], das KWRV jedoch dadurch, dass das Sediment, das aus dem in Wasser
aufgenommenen Probenmaterial nach Zentrifugation bei 3000 x g entstand,
anschließend auf einem Glasfiltertiegel zusätzlich abgesaugt wurde, um so das nicht
fest eingebundene Wasser abzuziehen [76]. Die Methoden zur Bestimmung des
KWB und des KWRV liefern Ergebnisse mit unterschiedlicher Aussage, die es
erlauben, zwischen dem hauptsächlich kapillar eingelagerten Wasser (KWB) und
dem hauptsächlich durch Wasserstoff-Brückenbindungen und van der Waals-Kräfte
gebundenem Wasser (KWRV) zu unterscheiden. Zusätzlich wurde das Kaltwasser-
quellvermögen (KWQ) und die Kaltwasserlöslichkeit (KWL) der Faserpräparate nach
den im Kapitel 3.4.10 und 3.4.11 beschriebenen Methoden bestimmt [76, 77].
Die Ergebnisse der Untersuchungen des Kaltwasserquellvermögens (KWQ), des
Kaltwasserbindevermögens (KWB), des Kaltwasserrückhaltevermögens (KWRV) und
der Kaltwasserlöslichkeit (KWL) sind in Tabelle 15 zusammengefasst. Dabei ist
4 Ergebnisse und Diskussion 48
anzumerken, dass sich die Kaltwasserlöslichkeit hier auf den gesamten Anteil an
löslicher Trockenmasse aus den Faserpräparaten bezieht, in denen präparativ
bedingt Proteine, Farbstoffe, Mono- und Oligosaccharide enthalten sind. Die Mess-
werte dürfen deshalb nicht mit dem Anteil an löslichen Ballaststoffen verwechselt
werden.
Tab. 15. Kaltwasserquellvermögen (KWQ), Kaltwasserbindevermögen (KWB), Kalt-
wasserrückhaltevermögen (KWRV) und Kaltwasserlöslichkeit (KWL) der im
Pilot-Maßstab hergestellten Faserpräparate aus Markerbsen- und Lupinen-
kotyledonen.
Präparat KWQ
[ml H2O/g]
KWB
[g H2O /g TS]
KWRV
[g H2O /g TS]
KWL
[% TS]
Markana-Präparat 32,3 16,1 5,5 0,2
Salout-Präparat 26,6 11,1 5,2 0,1
Albus-Präparat 21,4 11,4 5,7 0,2
Angustifolius-Präparat 17,0 9,1 8,0 0,3
Es ist zu erkennen, dass das KWQ der Markerbsenfaserpräparate größer war als das
der Lupinenfaserpräparate. Zusätzlich unterschieden sich die Präparate aus den
beiden Erbsensorten hinsichtlich des KWQ. Dieser Unterschied zwischen den
Präparaten aus den Markerbsensorten ergab sich auch für das KWB. Die Werte für
das KWRV und die KWL der Markerbsenfaserpräparate unterschieden sich dagegen
nicht wesentlich.
Dieses Ergebnis deutet darauf hin, dass das Wasser, welches vom Markana-
Präparat gegenüber dem Salout-Präparat zusätzlich gebunden wurde, nicht sehr fest
eingelagert worden war und deshalb bei mechanischer Beanspruchung (Zentri-
fugation) wieder freigesetzt wurde. Diese Art der Wasserbindung tritt bei der
Einlagerung von Wassermolekülen in die Hohlräume faserartiger Grundgerüste von
Zellwandmaterialien auf. Diese Hohlräume kapillarartiger Struktur können unter-
schiedlich aufgebaut sein, wobei sich Unterschiede in der Struktur auch durch die
Präparationstechnik ergeben können, so dass für die beobachteten Unterschiede in
der Wasserbindung zwei Ursachen in Betracht zu ziehen sind.
Beim Vergleich des KWB und des KWRV der beiden Lupinenfaserpräparate fällt auf,
dass das Albus-Präparat zwar insgesamt mehr Wasser binden konnte als das
Angustifolius-Präparat, es jedoch unter mechanischer Belastung weniger Wasser zu-
rückhalten konnte als dieses. Das Angustifolius-Präparat besaß mit 8,0 g H2O/g TS
von allen untersuchten Präparaten das größte KWRV. Dies deutet darauf hin, dass
die Wasserbindungsmechanismen unter den Faserpräparaten unterschiedlich
4 Ergebnisse und Diskussion 49
ausgeprägt waren. Als physikalische Ursache für die unterschiedliche Wasser-
bindung kommt auch die Molekularstruktur der NSP der Faserpräparate in Betracht.
Das KWRV der beiden Markerbsenfaserpräparate lag in der gleichen Größen-
ordnung wie das des Albus-Präparates, so dass für diese Präparate eine vergleich-
bare Ausbildung der Kapillarstruktur anzunehmen war.
Die KWL aller vier Präparate war mit 0,1-0,3 % sehr klein. Es konnte deshalb
geschlossen werden, dass die KWL keinen Einfluss auf die funktionellen Eigen-
schaften der Faserpräparate ausübte.
Zusätzlich zu den genannten Wasserbindungseigenschaften wurde die Wasser-
absorption der vier Faserpräparate mit Hilfe der Kapillarsaugmethode (Baumann-Me-
thode) untersucht [78]. Diese Methode ist eine Befeuchtungsmethode, bei der eine
auf einer feinporigen Glasfilterplatte in gleichmäßig dünner Schicht verteilte Probe
Wasser aus einem unter der Filterplatte liegenden Wasserreservoir aufnimmt, das
mit einer Messkapillare verbunden ist. Die Methode ist gut zur Erfassung der Kinetik
der Wasseraufnahme, auch bei teilweise löslichen Proben, geeignet. Die Unter-
suchungen wurden am Fachgebiet für Lebensmittelfunktionalität (Prof. Kunzek)
durchgeführt, da dort eine entsprechende Apparatur vorhanden ist. In Abbildung 7 ist
der Verlauf der Wasserabsorption für die untersuchten Faserpräparate graphisch
dargestellt.
0
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
0 20 40 60 80 100 120 140 160
Zeit [min]
Wasserabsorption [g/g TS]
Salout-Präparat
Markana-Präparat
Albus-Präparat
Angustifolius-Präparat
Abb. 7. Graphische Darstellung der Wasserabsorption der im Pilot-Maßstab her-
gestellten Faserpräparate aus Markerbsen- und Lupinenkotyledonen.
4 Ergebnisse und Diskussion 50
Die graphische Darstellung der Ergebnisse zeigt, dass bezüglich der Kinetik der
Wasseraufnahme Unterschiede zwischen den Faserpräparaten aus Markerbsen- und
Lupinenkotyledonen vorhanden waren. Während nämlich die Wasserabsorption der
Lupinenfaserpräparate schon nach 50 bzw. 60 min zum Stillstand kam, war sie bei
den Markerbsenfaserpräparaten erst nach 140 min abgeschlossen. Diese Tatsache
lässt darauf schließen, dass unterschiedliche Mechanismen der Wasseraufnahme
vorlagen, die entweder auf einem unterschiedlichen Aufbau oder einer unterschied-
lichen stofflichen Zusammensetzung der Ballaststoff-Polysaccharide beruht haben
können.
Außerdem ist zu erkennen, dass das Markana-Präparat bei weitem die größte
Wasserabsorptionskapazität besaß. An zweiter Stelle folgte das Albus-Präparat, das
Salout-Präparat und das Angustifolius-Präparat lagen mit ungefähr vergleichbaren
Werten noch darunter. Diese Ergebnisse korrelieren in gewisser Weise mit den für
das KWB der Präparate ermittelten Werten. Auch hier lag das Markana-Präparat mit
16,1 g H2O/g TS mit Abstand an erster Stelle, während die anderen drei Präparate
mit 9,1-11,4 g H2O/g TS weit weniger Wasser zu binden in der Lage waren. In
Tabelle 16 sind die Werte für das KWB zum Vergleich den Endwerten der
Wasserabsorption gegenübergestellt.
Tab. 16. Gegenüberstellung des Kaltwasserbindevermögens (KWB) und des End-
wertes der Wasserabsorption mittels Kapillarsaugmethode für die im Pilot-
Maßstab hergestellten Faserpräparate aus Markerbsen- und Lupinen-
kotyledonen.
Präparat KWB
[g H2O/g TS]
Wasserabsorption (Endwert)
[g H2O/g TS]
Markana-Präparat 16,1 9,2
Salout-Präparat 11,1 7,1
Albus-Präparat 11,4 7,9
Angustifolius-Präparat 9,1 7,2
Die mit den beiden Methoden absolut ermittelten Werte für das KWB und die
Wasserabsorption können nicht direkt miteinander verglichen werden, da es sich bei
der Kapillarsaugmethode um eine Befeuchtungsmethode handelt, bei der die Probe
aktiv das Wasser aus einer räumlich getrennten Phase (Wasserreservoir unter einer
Filterplatte) aufnimmt, die Methode zur Bestimmung des KWB dagegen eine
Entfeuchtungsmethode ist, die dadurch charakterisiert wird, dass zu der Probe
zunächst Wasser im Überschuss zugegeben wird, das nach einer festgelegten Zeit
durch Zentrifugieren entfernt wird. Es war deshalb zu erwarten, dass die Werte für
4 Ergebnisse und Diskussion 51
das KWB größer ausfielen als die Endwerte für die Wasserabsorption. Generell ist
jedoch bei beiden Methoden die gleiche Tendenz zu erkennen.
Zusammenfassend kann festgestellt werden, dass bezüglich der Wasserbindungs-
eigenschaften der untersuchten Faserpräparate sowohl Unterschiede zwischen den
Faserpräparaten aus Markerbsen und Lupinen als auch zwischen den Sorten der
Markerbsen und Lupinen vorhanden waren.
Die Wasserbindungseigenschaften von Faserpräparaten sind von entscheidender
Bedeutung für ihren potentiellen Einsatz in bestimmten Lebensmittelformulierungen,
insbesondere in Bezug auf eine eventuelle Anwendung von Scherkräften im Ver-
arbeitungsprozess. Dieser Aspekt wird im folgenden Kapitel im Zusammenhang mit
den rheologischen Eigenschaften der Faserpräparate, die in enger Beziehung zu den
Wasserbindungseigenschaften stehen, ausführlicher diskutiert.
4.2.2 Rheologische Eigenschaften
Rheologische Untersuchungen an Faserpräparaten in wässrigen Medien geben
Auskunft über deren Fließverhalten unter Einfluss von Scherkräften. Die Unter-
suchung der rheologischen Eigenschaften ist aus technologischer Sicht besonders
wichtig, da bei der Lebensmittelherstellung nahezu in allen Prozessschritten und
auch beim Verzehr Einflüsse in Form von Scherbeanspruchungen auftreten. Im
Hinblick auf die Applikation von Faserpräparaten in ausgewählten Lebensmittel-
formulierungen ist das Fließ- und Viskositätsverhalten dieser Präparate in wässrigen
Medien deshalb von besonderem Interesse.
Die rheologischen Eigenschaften der vier Faserpräparate wurden anhand von
Rotationsversuchen (Steady Stress Sweep Test) auf einem dynamischen schub-
spannungsgesteuerten Rheometer zwischen parallelen Platten mit einem Durch-
messer von 40,0 mm und einer Spaltbreite von 4,0 mm ermittelt. Die Proben wurden
bei dieser Methode einer linear ansteigenden Schubspannung (Stress) bei einer
erlaubten Maximaldeformation (Strain) von 1,0 % ausgesetzt. Wurde dieser Wert
überschritten, wurde die Messung automatisch abgebrochen. Nach Vorversuchen
hatte sich herausgestellt, dass ein Schubspannungsbereich von 0,1 Pa bis 1000 Pa
für die zu untersuchenden, manuell in Wasser dispergierten Proben mit 10 % TS bei
25 °C angemessen war. Mit Hilfe der WinRhios-Software wurde jeweils die Fließ-
grenze (τ0), die dazugehörige Ruhescherviskosität (η0), sowie die Schubspannung
bei vollständiger Strukturzerstörung (τStrukturz.) und die dazugehörige Gleichgewichts-
viskosität (ηequ) ermittelt. Die Messungen wurden jeweils nach 30, 60 und 90 min
Quellzeit durchgeführt, um die Veränderung des Fließverhaltens der Proben in
Abhängigkeit von der Quellzeit zu beobachten.
Es muss in diesem Zusammenhang darauf hingewiesen werden, dass es sich bei
den in Wasser gequollenen Faserpräparaten nicht um „Gele“ und damit „Netzwerke“
4 Ergebnisse und Diskussion 52
oder „innere Strukturen“ einer Einzelsubstanz im klassischen Sinne handelt, sondern
um Dispersionen sowie gemischte „Partikelgele“1.
Solche „Partikelgele“ werden in der klassischen Rheologie sehr wenig beschrieben.
In Biopolymersystemen und somit auch in komplexen Lebensmittelsystemen sind sie
jedoch die am häufigsten auftretenden Gele [94]. Deshalb müssen die hier
erhaltenen Ergebnisse unter dem Vorbehalt diskutiert werden, dass es sich um
komplexe System-Dispersionen handelt, deren Eigenschaften in ihrer Gesamtheit
durchaus mehr als die Summe der Eigenschaften ihrer Einzelkomponenten
darstellen können. In diesem Sinne spiegeln die ermittelten Parameter nur den
Wechselwirkungszustand der Mischungen mit Wasser bei einer bestimmten
Konzentration wider.
Die Ergebnisse der rheologischen Untersuchungen nach 30, 60 und 90 min Quellzeit
sind den Tabellen 17, 18 und 19 zu entnehmen. Die graphische Auswertung der
Fließkurven ist im Anhang dargestellt (Abb. A1-A4).
Tab. 17. Fließgrenze (τ0), Ruhescherviskosität (η0), Schubspannung bei vollständi-
ger Strukturzerstörung (τStrukturz.) und Gleichgewichtsviskosität (ηequ) der
Faserpräparate nach einer Quellzeit von 30 min.
Präparat τ0
[Pa]
η0
[Pa s]
τStrukturz.
[Pa]
ηequ
[Pa s]
Markana-Präparat 436 4,57 x 104 649 114,4
Salout-Präparat 215 2,35 x 104 288 26,6
Albus-Präparat 41 6,37 x 103 135 1,7
Angustifolius-Präparat 8 6,53 x 102 98 0,6
1 Diese „Partikelgele“ bestehen aus dispergierten festen, plastisch oder elastisch deformierbaren
Teilchen in einem mehr oder minder in sich strukturierten „Netzwerk“ von gelbildenden Substanzen.
Bei diesen Substanzen kann es sich auch durchaus um mikroskopisch kleine Fibrillen im
Größenbereich von einigen Nanometern Molekülgröße handeln, wie sie beispielsweise aus
Cellulosefasern erhalten werden können. Die Grenzen des Übergangs zwischen einer Teilchen-
dispersion und einem wirklichen Gel, in dem die Polymer-Moleküle nur durch Verhakungen
untereinander ein Netzwerk bilden, werden oft mit dem Begriff „molekulardispers“ umschrieben
[93,94].
4 Ergebnisse und Diskussion 53
Tab. 18. Fließgrenze (τ0), Ruhescherviskosität (η0), Schubspannung bei vollständi-
ger Strukturzerstörung (τStrukturz.) und Gleichgewichtsviskosität (ηequ) der
Faserpräparate nach einer Quellzeit von 60 min.
Präparat τ0
[Pa]
η0
[Pa s]
τStrukturz.
[Pa]
ηequ
[Pa s]
Markana-Präparat 483 4,79 x 104 788 83,4
Salout-Präparat 275 2,63 x 104 516 77,5
Albus-Präparat 39 4,93 x 103 141 2,6
Angustifolius-Präparat 8 5,65 x 102 100 0,6
Tab. 19. Fließgrenze (τ0), Ruhescherviskosität (η0), Schubspannung bei vollständi-
ger Strukturzerstörung (τStrukturz.) und Gleichgewichtsviskosität (ηequ) der
Faserpräparate nach einer Quellzeit von 90 min.
Präparat τ0
[Pa]
η0
[Pa s]
τStrukturz.
[Pa]
ηequ
[Pa s]
Markana-Präparat 506 5,08 x 104 848 178,7
Salout-Präparat 286 2,80 x 104 558 79,5
Albus-Präparat 42 4,39 x 103 156 2,5
Angustifolius-Präparat 8 4,34 x 102 96 0,6
Die Fließkurven der wässrigen Dispersionen aus den Markerbsenfaserpräparaten
zeigten unter den gewählten Bedingungen das für solche Substanzen typische
plastische Fließverhalten (s. Kap. 2.2.2, Abb. 1). Unterschiede waren jedoch
bezüglich der Fließgrenze, d. h. der Approximation des Schnittpunktes zwischen
Fließkurve und τ-Achse, und der dazugehörigen Ruhescherviskosität zu erkennen
(s. Anhang, Abb. A1-A2). Die Dispersion des Markana-Präparates besaß von
vornherein eine höhere Fließgrenze, Anfangsviskosität und Endviskosität als die des
Salout-Präparates. Die Werte für die Fließgrenze und die Ruhescherviskosität des
Markana-Präparates waren nach 30 min Quellzeit mit 436 Pa bzw. 4,6 x 104 Pa s
ungefähr doppelt so groß wie die des Salout-Präparates (215 Pa bzw.
2,4 x 104 Pa s). Somit kann auch bei der rheologischen Untersuchung der Mark-
erbsenfaserpräparate, wie bei der Untersuchungen ihrer Wasserbindungseigen-
schaften, ein Sorteneinfluss festgestellt werden.
4 Ergebnisse und Diskussion 54
Bezüglich des zeitlichen Quellverhaltens zeigten beide Markerbsenfaserpräparate
die Tendenz, dass die Stabilität und Viskosität ihrer Dispersionen mit fortschreitender
Quellzeit zunahm. So stieg beispielsweise die Fließgrenze der Dispersion aus dem
Markana-Präparat von 436 Pa nach 30 min auf 506 Pa nach 90 min Quellzeit an, und
beim Salout-Präparat bei gleicher Quellzeit von 215 Pa auf 286 Pa an. Offensichtlich
fand also während der 90 minütigen Standzeit bei Raumtemperatur ein starker
Strukturaufbau infolge Wasserimmobilisierung statt.
Die graphische Darstellung des Fließverhaltens der Dispersionen aus den Lupinen-
faserpräparaten zeigt, dass diese ein eher pseudoplastisches Fließverhalten be-
saßen (s. Anhang, Abb. A3-A4). Die Fließgrenzen lagen hier so niedrig, dass die
Fließkurven fast durch den Ursprungspunkt des Koordinatensystems verliefen. Dies
bedeutet, dass solche Dispersionen bereits bei geringsten Scherbeanspruchungen
zu fließen beginnen.
Die bei der rheologischen Untersuchung der Lupinenfaserpräparate ermittelten
Kennwerte waren im Vergleich zu denen der Markerbsenfaserpräparate sehr klein.
So lagen beispielsweise die Fließgrenzen nach einer Quellzeit von 30 min bei 41 Pa
(Albus-Präparat) bzw. 8 Pa (Angustifolius-Präparat) und die Ruhescherviskositäten
bei 6,4 x 103 Pa s bzw. 6,5 x 102 Pa s. Somit zeigt sich auch hier ein Unterschied, der
jedoch wegen des Einflusses einer möglichen unterschiedlichen Herstellungstechnik
oder unterschiedlicher Herstellungsparameter nicht definitiv auf Sortenunterschiede
zurückgeführt werden konnte. Das Albus-Präparat schien stabilere Dispersionen zu
bilden als das Angustifolius-Präparat. Dennoch erreichten die rheologischen Kenn-
werte der Dispersionen aus den Lupinenfaserpräparaten bei weitem nicht die der
Markerbsenfaserpräparate.
Bezüglich des zeitlichen Quellverhaltens der Lupinenfaserpräparate war zu beob-
achten, dass im Gegensatz zu den Dispersionen der Markerbsenfaserpräparate die
Strukturausbildung offenbar schon nach 30 min abgeschlossen war und die Fließ-
grenzen der Dispersionen sich bis zur 90. Minute nicht mehr signifikant veränderten.
Dagegen nahm die Ruhescherviskosität der Dispersionen im Verlaufe der
90minütigen Quellzeit sogar ab. Das deutet auf eine Rückbildung der zunächst in
kaltem Wasser ausgebildeten Dispersionsstruktur hin. Möglicherweise wurde dies
durch Phasensegregation infolge der bei der Quellung auftretenden Veränderung der
Kapillarendurchmesser verursacht.
Der Vergleich dieser Ergebnisse mit den Ergebnissen der Bestimmung des KWQ
(Tabelle 15) lässt erkennen, dass die rheologischen Eigenschaften der Markerbsen-
faserpräparate im Verlauf der Quellzeit mit dem KWQ in gewisser Weise positiv
korrelierten. Je größer das KWQ, desto größer waren auch τ0, η0, τStrukturz. und ηequ.
Deshalb wurde das KWQ der Markerbsenfaserpräparate und der Lupinenfaser-
präparate nochmals innerhalb der für die rheologischen Messungen gewählten Quell-
zeiten (30, 60, 90 min) bestimmt und versucht, diese Ergebnisse mit den ermittelten
4 Ergebnisse und Diskussion 55
rheologischen Größen in Beziehung zu setzen. Die Ergebnisse dieser Untersuchung
bestätigten prinzipiell die Beobachtung. Das KWQ der Markerbsenfaserpräparate
nahm innerhalb der Quellzeit zu, während es bei den Lupinenfaserpräparaten schon
nach ca. 30 min annähernd seinen Maximalwert erreicht hatte. Es konnte jedoch kein
mathematisch beschreibbarer Zusammenhang zwischen KWQ und rheologischen
Parametern festgestellt werden.
Eine positive Korrelation wurde auch für den Zusammenhang zwischen dem KWRV
und den untersuchten rheologischen Größen zu beobachtet. Dieses Ergebnis ist
verständlich, da sich sowohl die Bestimmung des KWRV als auch die der rheo-
logischen Parameter auf die Stabilität der Dispersionen unter dem Einfluss äußerer
anisotroper Kräfte (Scherung) beziehen.
Alle diese Resultate lassen die Schlussfolgerung zu, dass sowohl für die Wasser-
bindungseigenschaften als auch für die rheologischen Eigenschaften der unter-
suchten Faserpräparate in erster Linie die Zusammensetzung und Struktur der
unlöslichen Nichtstärke-Polysaccharide (uNSP) sowie deren räumliche Anordnung
verantwortlich ist. Aus der Literatur und aus eigenen Voruntersuchungen ist bekannt,
dass die uNSP von Markerbsen- und auch Lupinenkotyledonen sich bezüglich ihrer
Monosaccharid-Zusammensetzung voneinander unterscheiden [18, 52, 58, 61, 62].
Da außerdem bereits festgestellt wurde, dass alle untersuchten Präparate einen
hohen Anteil an pektinartigen NSP in den uNSP enthielten (s. Kap. 4.1.3), kann
angenommen werden, dass insbesondere die Zusammensetzung dieser pNSP-
Fraktionen ausschlaggebend für die Ausbildung der physiko-chemischen Eigen-
schaften der Faserpräparate, wie z. B. Wasserbindung und Fließverhalten, war. Es
ist nämlich bekannt, dass die pNSP zu den matrixbildenden Hydrokolloiden gehören,
d. h. dass sie in molekulardisperser Form eine Matrix ausbilden, in die Wasser
eingelagert wird (s. Kap. 2.2.3). Die Verfügbarkeit, d. h. die Festigkeit der Einbindung
dieses Wassers hängt von der Zusammensetzung und der Verknäuelung sowie
intermolekularen Vernetzung der Polysaccharid-Moleküle ab. Bezogen auf die
Ergebnisse der rheologischen Untersuchungen kann abgeleitet werden, dass der
Aufbau dieser Hydrokolloid-Matrix und somit der Mechanismus der Wasser-
einlagerung in die Matrix bei den pNSP der untersuchten Markerbsen und Lupinen
verschieden war. Somit war zu erwarten, dass die Untersuchung der Monosaccharid-
Zusammensetzung sowie des molekularen Aufbaus dieser pNSP-Makromoleküle
Erklärungen für die unterschiedlichen physiko-chemischen Eigenschaften der
Faserpräparate aus Markerbsen- und Lupinenkotyledonen liefern würde.
Zusammenfassend lässt sich sagen, dass sich die Faserpräparate wegen ihrer
rheologischen Eigenschaften für die Herstellung von Lebensmitteln mit kaltwasser-
quellenden Eigenschaften eignen sollten. Sämtliche Faserpräparate bildeten bei der
Rehydratisierung stabile Dispersionen aus, wobei die Dispersionen aus den
Markerbsenfaserpräparaten weitaus höhere Fließgrenzen und Viskositäten besaßen
als die aus den Lupinenfaserpräparaten. Zusätzlich muss noch einmal betont
4 Ergebnisse und Diskussion 56
werden, dass die Stabilität der Dispersionen aus den Markerbsenfaserpräparaten im
Laufe der 90 minütigen Quellzeit stark zunahm und ein Endpunkt dieser Zunahme
oder eine eventuelle Reversibilität der Viskositätsausbildung unter den gewählten
Bedingungen nicht zu ermitteln war. Offensichtlich war in diesen Faserpräparaten die
Zusammensetzung im Hinblick auf das Verhältnis zwischen uNSP, Stärke und
Protein so ausgewogen, dass die wasserbindenden und wasserrückhaltenden Eigen-
schaften der in diesen Faserpräparaten enthaltenen Polysaccharide dominierend
wirken konnten.
Es muss jedoch darauf hingewiesen werden, dass die erhaltenen Ergebnisse nur für
eine Feststoffkonzentration von 10 % TS und eine Temperatur von 25 °C galten.
Resultate rheologischer Messungen sind stets unter Berücksichtigung des ver-
wendeten Messsystems und der gewählten Testparameter zu betrachten.
4.2.3 Morphologische Eigenschaften
Die morphologischen Eigenschaften der im Pilot-Maßstab hergestellten Faser-
präparate wurden mikroskopisch festgestellt. Dazu wurden die Faserpräparate mit
Hilfe eines Rasterelektronenmikroskops betrachtet, um einen Eindruck über die
Erscheinungsform der Faserpartikel im trockenen Zustand zu erhalten. Es wurden
jeweils von solchen durch REM sichtbar gemachten Ausschnitten der Fasern Fotos
angefertigt, die als repräsentativ gelten konnten.
An den Aufnahmen der Markerbsenfaserpräparate ist zu erkennen, dass die Partikel
überwiegend aus Agglomeraten kollabierten Zellmaterials bestanden, die sehr
uneinheitliche Partikelformen aufwiesen (s. Anhang, Abb. A5 und A7). Einzelne
Faserstränge waren kaum erkennbar. Neben Zusammenballungen unstrukturierter
Bestandteile waren nur teilweise Cluster aus ˝faserartigem˝ Material vorhanden.
Größere Partikel mit Durchmessern von bis zu 300 µm ließen z. T. noch Zellwand-
Strukturen mit Einlagerungen von Stärkekörnern erkennen (s. Anhang, Abb. A6 und
A8). Die Detailaufnahmen zeigen außerdem, dass die Partikeloberfläche der Mark-
erbsenfaserpräparate relativ porös war. Unterschiede in der morphologischen
Erscheinung zwischen dem Markana- und dem Salout-Präparat konnten nicht beob-
achtet werden.
Die Aufnahmen der Lupinenfaserpräparate zeigten einen überwiegenden Anteil an
nicht eindeutig zuzuordnendem, ˝unstrukturiertem˝ Material (s. Anhang, Abb. A9 und
A11). Es waren Agglomerate von Zellwandmaterial zu erkennen, die jedoch im
Vergleich zu der uneinheitlichen Form der Markerbsenfaserpräparate eine eher rund-
lich-ovale Partikelform aufwiesen. Die Partikeloberfläche der Lupinenfaserpräparate
erschien glatter als die der Markerbsenfaserpräparate. Insgesamt wurde bei den
Lupinenfaserpräparaten ein höherer Anteil größerer Partikel mit Durchmessern bis zu
600 µm festgestellt als bei den Markerbsenfaserpräparaten.
4 Ergebnisse und Diskussion 57
In den Detailaufnahmen der Lupinenfaserpräparate waren vereinzelt Faserstränge
oder Fasercluster zu erkennen (s. Anhang, Abb. A12). Selten wurden noch intakte
Zellwandstrukturen beobachtet. Soweit sie zu erkennen waren, deuten sie darauf hin,
dass die Zellen der Lupinenkotyledonen einen Durchmesser von ca. 50 µm besaßen
(s. Anhang, Abb. A10).
4.3 Untersuchung der Monosaccharid-Zusammensetzung der Nicht-
stärke-Polysaccharid-Fraktionen aus den Faserpräparaten mittels
HPAE-PED-Chromatographie
Die Untersuchung der Monosaccharid-Zusammensetzung der verschiedenen
isolierten NSP-Fraktionen erfolgte in Anlehnung an aus der Literatur bekannte
Methoden zur Trennung von Monosacchariden und Uronsäuren [79, 80].
Aus den Verhältnissen der Monosaccharide untereinander sollte anhand der in der
Literatur beschriebenen Zusammensetzungen der verschiedenen Spezies der
Zellwand-Polysaccharide eine Beurteilung der Art der in den einzelnen Fraktionen
vertretenen Polysaccharid-Spezies vorgenommen werden [8, 38, 52, 54, 56, 58, 60,
61, 77, 79, 95-98]. Dabei wurde davon ausgegangen, dass unter den gewählten
Hydrolysebedingungen keine oder nur ein sehr geringer Anteil an Cellulose in Mono-
saccharide gespalten wird [58]. Die Hydrolysebedingungen führten allerdings dazu,
dass ein eventueller Methylierungs- oder Acetylierungsgrad von Galactosyl- oder
Galacturonylresten nicht bestimmt werden konnte, da diese Substituenten unter den
gewählten Hydrolysebedingungen bekanntermaßen abgespalten werden und somit
nicht mittels HPAE-PED LC detektiert werden können.
4.3.1 Monosaccharid-Zusammensetzung der löslichen Nichtstärke-Poly-
saccharid-Fraktionen (lNSP)
Die relativen Anteile der einzelnen Monosaccharide im Abbaugemisch nach der TFE-
Hydrolyse der lNSP sind in Tabelle 20 dargestellt. Außerdem wurden anhand des
Ballaststoffgehaltes der verschiedenen lNSP-Fraktionen auch die absoluten Gehalte
der Monosaccharide in mg/g Ballaststoff ermittelt. Da jedoch die Wiederfindung der
Ballaststoffe als Monosaccharidgemisch bei den einzelnen Analysen sehr unter-
schiedlich war, eignen sich diese Werte nicht gut zum Vergleich der Monosaccharid-
Zusammensetzungen der verschiedenen lNSP-Präparate. Sie werden deshalb ledig-
lich im Anhang (Tab. A1) aufgeführt. Auch die entsprechenden Chromatogramme
befinden sich im Anhang (Abb. A13-A16).
4 Ergebnisse und Diskussion 58
Tab. 20. Relative Anteile der Monosaccharide im Abbaugemisch nach dem TFE-
hydrolytischen Abbau der lNSP aus den Markerbsen- und Lupinenfaser-
präparaten.
Relativer Anteil der Monosaccharide in den
lNSP der Faserpräparate [%]
Markana-
Präparat
Salout-
Präparat
Albus-
Präparat
Angustifolius-
Präparat
Monosaccharid [%] [%] [%] [%]
Fucose 0,3 0,3 0,1 0,1
Arabinose 34,6 48,2 7,9 11,9
Rhamnose 1,7 2,1 1,7 1,7
Galactose 11,1 11,9 79,4 69,5
Glucose 6,8 4,8 1,3 2,0
Xylose 2,6 3,7 1,2 2,6
Mannose 36,2 22,2 5,3 8,6
Galacturonsäure 4,4 5,0 2,2 2,3
Glucuronsäure 2,4 2,0 0,7 1,3
Die Ergebnisse zeigen, dass die lNSP der Markerbsenfaserpräparate in erster Linie
aus arabinose- und mannosehaltigen Oligo- und Polysacchariden bestanden.
Arabinose und Mannose machten zusammen ca. 70 % der im Abbaugemisch der
lNSP enthaltenen Monosaccharide aus. Dennoch war zwischen den Markerbsen-
faserpräparaten ein deutlicher Unterschied feststellbar, der auf die Sorte zurück-
geführt wird. Während die Anteile an Arabinose und Mannose bei den lNSP aus der
Markerbsensorte Markana ungefähr gleich groß waren und ca. 71 % am Gesamt-
anteil ausmachten, überwog bei den lNSP aus der Sorte Salout Arabinose mit 48 %.
Der Anteil an Mannose betrug in diesen lNSP nur 22 %, so dass die Summe beider
Zucker den gleichen Gesamtanteil an den Zuckern besaß wie bei den lNSP aus der
Sorte Markana. Neben Arabinose und Mannose waren bei den lNSP aus den
Markerbsenfaserpräparaten die Monosaccharide Galactose und Glucose von Be-
deutung, da sie auf das Vorhandensein von Glucomannanen hindeuteten. Da in den
lNSP aus der Sorte Markana sowohl der Glucose- als auch der Mannosegehalt
größer war als bei den lNSP der Sorte Salout, ist es wahrscheinlich, dass erstere
einen größeren Gehalt an Glucomannanen besaßen als letztere.
Aus der Anwesenheit von Galacturonsäure und Rhamnose in den lNSP wurde auf
das Vorhandensein von Pektin geschlossen. Da außerdem aus der Literatur bekannt
4 Ergebnisse und Diskussion 59
ist, dass in den pektinartigen Polysacchariden stärkehaltiger Leguminosen Galacto-
syl- und Arabinosyl-Seitenketten vorkommen, ist es wahrscheinlich, dass zumindest
ein Teil der in den lNSP der Markerbsenfaserpräparate gefundenen Arabinose und
Galactose in den Seitenketten von Pektin gebunden vorlag [39].
Bei den lNSP aus den Lupinenfaserpräparaten war die Galactose (79 % bzw. 69 %)
das vorherrschende Monosaccharid. An zweiter und dritter Stelle folgten mit weitem
Abstand Arabinose und Mannose. Diese Ergebnisse stimmen prinzipiell mit den
Erkenntnissen von DANDANELL und AMAN überein, die allerdings die Gesamt-
Polysaccharid-Fraktion von Lupinenkotyledonen untersucht hatten [52]. Es wurde
deshalb angenommen, dass das Monosaccharid-Spektrum der uNSP aus den
Lupinenfaserpräparaten dem der lNSP ähnlich sein würde.
Weiterhin ist aus der Literatur bekannt, dass in nicht-stärkehaltigen Leguminosen,
wie z. B. Lupinen, Galactomannane als Zellwandpolysaccharide vorkommen, die
gleichzeitig auch als Reservepolysaccharide dienen [39]. Diese Galactomannane
bestehen aus einer linearen Kette von 1,4-glykosidisch verknüpften Mannose-
molekülen, die am C-6 Atom mit Galactosylresten substituiert sind. Es ist deshalb
wahrscheinlich, dass ein Teil der gefundenen Galactose in den Galactomannanen
der lNSP gebunden vorlag.
Auch bei den lNSP der Lupinenfaserpräparate lässt die Anwesenheit von
Galacturonsäure und Rhamnose auf die Anwesenheit von Pektin schließen,
allerdings in weitaus geringeren Mengen als bei den lNSP aus den Markerbsen-
faserpräparaten. Aufgrund des insgesamt sehr großen Galactosegehaltes der lNSP
aus den Lupinenfaserpräparaten ist es wahrscheinlich, dass das Pektin hier einen
beträchtlichen Anteil an Galactosyl-Seitenketten enthält. Außerdem kommen sicher-
lich auch freie Galactane vor.
Der Gehalt an Fucose war bei allen Proben vernachlässigbar gering.
Zusätzlich zu den lNSP aus den Faserpräparaten wurden auch die lNSP aus den
Rohstoffen (Markerbsen Markana und Salout, White Flakes Lupinus albus und
Lupinus angustifolius) präparativ isoliert und deren Monosaccharid-Zusammen-
setzung mittels HPAE-PED-Chromatographie untersucht. Dadurch sollte festgestellt
werden, ob durch das jeweilige Herstellungsverfahren der Faserpräparate die
Zusammensetzung der lNSP-Komponenten verändert wird. Es war nämlich zu ver-
muten, dass aufgrund der wässrigen Herstellungsverfahren der Präparate bestimmte
Anteile der löslichen Ballaststoffe ausgewaschen werden. In diesem Fall müssten
sich die Monosaccharid-Zusammensetzungen der lNSP aus den Faserpräparaten
von denen der lNSP aus den Rohstoffen unterscheiden. Die Ergebnisse der Unter-
suchung der Monosaccharid-Zusammensetzung der lNSP aus den Rohstoffen sind
in Tabelle 21 zusammengefasst, die entsprechenden Chromatogramme sind im
Anhang (Abb. A17-A20) dargestellt. Die Gehalte der einzelnen Monosaccharide
4 Ergebnisse und Diskussion 60
wurden ebenfalls in mg/g Ballaststoff ermittelt. Diese Werte sind im Anhang (Tab. A2)
zu finden.
Tab. 21. Relative Anteile der Monosaccharide im Abbaugemisch nach dem TFE-
hydrolytischen Abbau der lNSP aus den Rohstoffen (Markerbsen und
entfettete White Flakes aus Lupinen).
Relativer Anteil der Monosaccharide in den
lNSP der Rohstoffe [%]
Markana Salout Lupinus albus
(White Flakes)
Lupinus
angustifolius
(White Flakes)
Monosaccharid [%] [%] [%] [%]
Fucose 0,5 0,5 0,5 0,4
Arabinose 16,2 15,6 11,0 11,3
Rhamnose n.n.1) n.n.1) n.n.1) n.n.1)
Galactose 27,9 26,2 42,3 46,4
Glucose 14,6 16,1 4,8 4,1
Xylose 2,5 2,3 1,5 1,7
Mannose 29,0 31,3 37,5 33,2
Galacturonsäure 5,8 4,9 0,9 1,4
Glucuronsäure 3,6 3,2 1,5 1,6
1) n.n. = nicht nachweisbar
Beim Vergleich der Ergebnisse wird deutlich, dass sich die relativen Anteile einiger
Monosaccharide in den lNSP der Rohstoffe tatsächlich stark von den ent-
sprechenden Anteilen der lNSP aus den Faserpräparaten unterschieden. Diese
Unterschiede, die für beide Markerbsensorten ungefähr gleich waren, sind in
Abbildung 8 zur besseren Veranschaulichung für das Markana-Präparat graphisch
dargestellt.
4 Ergebnisse und Diskussion 61
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Fucose Arabinose Rhamnose Galactose Glucose Xylose Mannose GalA GlcA
Monosaccharid
relativer Anteil [%]
Markana-Präparat lNSP
Rohstoff Markana lNSP
Abb. 8. Relative Anteile der Monosaccharide in den lNSP aus dem Markana-
Präparat im Vergleich zu den lNSP aus dem Rohstoff Markerbse Markana.
Es fällt auf, dass die relativen Anteile an Galactose und Glucose in den lNSP des
Rohstoffes weitaus größer waren als in den lNSP des Faserpräparates. Dagegen
waren die relativen Anteile an Arabinose und Mannose in der löslichen Fraktion des
Faserpräparates größer als in der entsprechenden Fraktion des Rohstoffes. Die
relativen Anteile der übrigen Monosaccharide waren in etwa vergleichbar groß. Diese
Ergebnisse lassen sich darauf zurückführen, dass im Rohstoff Markerbse lösliche
Galactane und Glucane vorhanden waren, die während des Herstellungsverfahrens
der Faserpräparate durch die Behandlung mit kaltem Wasser ausgewaschen
wurden. Dies wird auch durch die Tatsache unterstützt, dass der Anteil der löslichen
Ballaststoffe am Gesamtballaststoffgehalt in den Faserpräparaten kleiner war als in
den Rohstoffen. Während er in den Rohstoffen noch ca. ein Drittel des Gesamt-
ballaststoffgehaltes ausmachte, betrug er in den Faserpräparaten nur noch 18 %
bzw. 14 % des Gesamtballaststoffgehaltes (s. Kap. 4.1.1). Offenbar war also der
Verlust von löslichen Ballaststoffen während des Herstellungsprozesses auf das
Auswaschen von galactose- und glucosehaltigen Polysacchariden zurückzuführen.
Arabinose- und mannosehaltige Polysaccharide wurden dagegen weniger stark
durch kaltes Wasser ausgewaschen, so dass der relative Anteil dieser Monosaccha-
ride in den Faserpräparaten zu Lasten der Galactose und Glucose erhöht war.
Auch bei den Präparaten aus Lupinen wurden Unterschiede bezüglich der
Monosaccharid-Zusammensetzung der lNSP in den Faserpräparaten und in den
Rohstoffen festgestellt. Da auch hier die Ergebnisse für beide Lupinensorten
vergleichbar waren, werden die Unterschiede nur für eine Lupinensorte graphisch
veranschaulicht.
4 Ergebnisse und Diskussion 62
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Fucose Arabinose Rhamnose Galactose Glucose Xylose Mannose GalA GlcA
Monosaccharid
relativer Anteil [%]
Albus-Präparat lNSP
White Flakes Lupinus albus lNSP
Abb. 9. Relative Anteile der Monosaccharide in den lNSP aus dem Albus-Präparat
im Vergleich zu den lNSP aus dem Rohstoff White Flakes lupinus albus.
In den lNSP aus den Lupinenfaserpräparaten kamen nur die Monosaccharide
Arabinose, Galactose, Glucose und Mannose in signifikanter Menge vor. Die Anteile
aller anderen Monosaccharide waren vernachlässigbar klein. Während jedoch in den
lNSP der White Flakes Galactose und Mannose in ungefähr gleicher Menge (42 %
bzw. 38 %) vorkamen, war in den lNSP der Lupinenfaserpräparate die Galactose mit
79 % bzw. 70 % das vorherrschende Monosaccharid. Der Anteil an Mannose betrug
hier nur 5 % bzw. 9 %. Auch die relativen Anteile an Arabinose und Glucose fielen im
Verhältnis zum Rohstoff kleiner aus. Diese Ergebnisse lassen darauf schließen, dass
in den lNSP-Fraktionen von Lupinen lösliche Arabinane, Glucane und Mannane (evt.
Glucomannane) vorkommen, die bei der Herstellung der Faserpräparate durch die
wässrigen Extraktionsmittel ausgewaschen wurden. Es ist deshalb anzunehmen,
dass der relative Anteil an Galactose zu Lasten der anderen drei Monosaccharide im
Faserpräparat stark erhöht ist. Auch im Fall der Lupinen ist der Anteil der lNSP am
Gesamtballaststoffgehalt im Rohstoff größer als im Faserpräparat, was die Ver-
mutung der Auswaschung bestimmter Anteile der löslichen Ballaststoff-Fraktion
unterstützt. Der Anteil der löslichen Ballaststoffe am Gesamtballaststoffgehalt betrug
in den White Flakes 45 % bzw. 37 %, während er im Faserpräparat auf 21 % bzw.
22 % reduziert war (s. Kap. 4.1.1).
Zusammenfassend kann festgestellt werden, dass bei der Gewinnung der
Faserpräparate aus Markerbsen und Lupinen mit Hilfe der angewendeten Verfahren
offenbar ein Teil der löslichen Ballaststoff-Fraktion durch Auswaschen verloren
gegangen war. Der ausgewaschene Anteil setzte sich bei den Faserpräparaten aus
Markerbsen hauptsächlich aus galactose- und glucosehaltigen Polysacchariden
4 Ergebnisse und Diskussion 63
zusammen, während er bei den Präparaten aus Lupinen aus arabinose-, mannose-
und glucosehaltigen Polysacchariden bestand.
4.3.2 Monosaccharid-Zusammensetzung der unlöslichen Nichtstärke-Poly-
saccharid-Fraktionen (uNSP)
Die Untersuchung der Monosaccharid-Zusammensetzung der isolierten unlöslichen
Ballaststoff-Fraktionen erfolgte gemäß der in Kap. 3.4.15 beschriebenen Methode.
Tabelle 22 enthält die relativen Anteile der einzelnen Monosaccharide im Abbau-
gemisch nach der enzymatisch-sauren-Hydrolyse der uNSP aus den Faserpräpara-
ten. Auch hier wurden anhand des Ballaststoffgehaltes der verschiedenen uNSP-
Fraktionen zusätzlich die Gehalte der Monosaccharide in mg/g Ballaststoff ermittelt.
Diese sind im Anhang (Tab. A3) aufgeführt. Die entsprechenden Chromatogramme
befinden sich ebenfalls im Anhang (Abb. A21-A24).
Tab. 22. Relative Anteile der Monosaccharide im Abbaugemisch nach dem enzyma-
tischen und TFE-hydrolytischen Abbau der uNSP aus den Markerbsen-
und Lupinenfaserpräparaten.
Relativer Anteil der Monosaccharide in den
uNSP der Faserpräparate [%]
Markana-
Präparat
Salout-
Präparat
Albus-
Präparat
Angustifolius-
Präparat
Monosaccharid [%] [%] [%] [%]
Fucose 3,2 3,2 1,2 0,8
Arabinose 43,9 48,3 13,5 11,2
Rhamnose 2,1 1,9 n.n.1) n.n.1)
Galactose 4,9 4,0 63,1 66,5
Glucose 28,1 26,1 10,2 12,6
Xylose 7,2 6,5 5,4 4,0
Mannose 0,8 0,9 n.n.1) n.n.1)
Galacturonsäure 9,9 9,2 6,8 4,9
Glucuronsäure n.n.1) n.n.1) n.n.1) n.n.1)
1) n.n. = nicht nachweisbar
Die Ergebnisse zeigen, dass die uNSP der beiden Markerbsenfaserpräparate in
erster Linie aus arabinose- und glucosehaltigen Polysacchariden bestanden. Die
Arabinose machte mit 44 % bzw. 48 % fast die Hälfte der im Abbaugemisch ent-
4 Ergebnisse und Diskussion 64
haltenen Monosaccharide aus, der Anteil an Glucose betrug 28 % bzw. 26 %. Der
große Glucosegehalt der Präparate ist im Zusammenhang mit der Anwesenheit von
jeweils ca. 7 % Xylose wahrscheinlich zum Teil auf die Existenz von Xyloglucanen
zurückzuführen. Ein weiterer Teil der Glucose lag in Form von resistenter Stärke vor,
die, wie bereits erwähnt, bei der Isolierung der uNSP nach dem gewählten Verfahren
nicht abgetrennt wird und somit in dieser Fraktion angereichert wird. Der Gehalt an
resistenter Stärke in den uNSP-Fraktionen der beiden Markerbsenfaserpräparate
wurde gemäß der Methode von ENGLYST et al. bestimmt [73]. Er betrug bei dem
Präparat Markana uNSP 3,0 % und bei dem Präparat Salout uNSP 2,3 % der
Trockensubstanz. Die Vermutung, dass die gefundenen Mengen an Glucose
möglicherweise zum Teil auch aus bisher noch nicht in Leguminosen untersuchten
Glucanen, beispielsweise β-(1→3,1→4)-D-Glucanen stammt, konnte im Rahmen
dieser Arbeit nicht bestätigt werden. Die uNSP-Fraktionen aus den Markerbsen- und
Lupinenfaserpräparaten waren mit Hilfe einer Methode zur Bestimmung von β-
(1→3,1→4)-D-Glucanen nach MCCLEARY et al. untersucht worden [95], die An-
wesenheit solcher Polysaccharide konnte jedoch in keinem der Präparate nachge-
wiesen werden.
Weiterhin enthielten die uNSP der Markerbsenfaserpräparate 9-10 % Galacturon-
säure und ca. 2 % Rhamnose, was auf einen signifikanten Anteil an pektinartigen
Polysacchariden schließen lässt, die zum einen als freie Polygalacturonsäuren und
zum anderen in Form von Rhamnogalacturonanen vorkommen können.
Der Hauptanteil der in den uNSP aus den Markerbsenfaserpräparaten vorkommen-
den Polysaccharide wird jedoch von arabinosehaltigen Spezies gebildet. Diese
Arabinane sind von HORN untersucht worden [99]. Die vorgeschlagene Molekular-
struktur basiert auf NMR-Untersuchungen und beschreibt diese als möglicherweise
α-(1→5)-verknüpfte Hauptkette mit α-(1→3)-verknüpften Seitenketten undefinierter
Kettenlänge. Das Molekulargewicht wird auf ca. 7,5-15 kg/mol geschätzt. Weitere
Details werden nicht angegeben.
Diesen Substanzen sind - im Zusammenwirken mit den anderen pNSP und den
reinen Pektinen - höchstwahrscheinlich die hohen Werte der KWQ und des KWB der
Markerbsenfaserpräparate (s. Kap. 4.2.1, Tab. 15) und die mit der Quellzeit zu-
nehmende Viskosität und Scherstabilität der aus ihnen erhaltenen Dispersionen
(s. Kap. 4.2.2, Tab. 17-19) zuzuschreiben.
Bei den uNSP aus den Lupinenfaserpräparaten war Galactose (63 % bzw. 67 %) das
vorherrschende Monosaccharid. An zweiter und dritter Stelle folgten mit weitem
Abstand Arabinose (14 % bzw. 11 %) und Glucose (10 % bzw. 13 %).
Der ungewöhnlich große relative Anteil an Galactose in den Abbaugemischen der
uNSP aus den Lupinenfaserpräparaten bestätigt, dass die löslichen und unlöslichen
Nichtstärke-Polysaccharide aus Lupinen bezüglich ihrer Monosaccharid-Zusammen-
4 Ergebnisse und Diskussion 65
setzung relativ ähnlich waren (s. Kap. 4.3.1), denn auch bei den lNSP machte der
relative Anteil an Galactose ca. 70 % aus. Insgesamt lässt die Zusammensetzung
der uNSP aus den Lupinenfaserpräparaten darauf schließen, dass in diesen große
Anteile an Arabinogalactanen und freien Galactanen vorhanden sind. Für diese
Galactane haben CHEETHAM et al. eine mögliche Molekularstruktur vorgeschlagen
[98]. Danach sind β-(1→4)-verknüpfte langkettige Galactane an die Rhamnosyl-
Reste einer Rhamnogalactorunan-Kette gebunden. Eine solche Molekularstruktur
konnte anhand der Ergebnisse über die untersuchten uNSP nicht bestätigt werden,
da in den untersuchten uNSP-Fraktionen aus Lupinen mittels HPAE-PED
Chromatographie keine Rhamnose nachgewiesen werden konnte.
Die Anwesenheit von Glucose im Zusammenhang mit Xylose (5 % bzw. 4 %) weist,
wie schon bei den Markerbsenfaserpräparaten, auf das Vorhandensein von
Xyloglucanen bzw. Galacto-Xyloglucanen hin. Resistente Stärke oder andere
glucosehaltige Polysaccharide (z. B. β-Glucane) konnten in den uNSP der Lupinen-
faserpräparate nicht nachgewiesen werden.
Auch bei den uNSP der Lupinenfaserpräparate deuteten signifikante Anteile an
Galacturonsäure auf das Vorhandensein pektinartiger Bestandteile hin, wenn auch
mit 7 % bzw. 5 % in weniger starkem Maße als bei den uNSP der Markerbsen-
faserpräparate. Da jedoch keine Rhamnose gefunden wurde, kann davon ausge-
gangen werden, dass die Pektine in Form freier Polygalacturonsäuren vorlagen.
Anhand der Ergebnisse ist festzustellen, dass die Monosaccharid-Zusammensetzung
der uNSP aus den Markerbsen- und Lupinenfaserpräparaten sehr unterschiedlich
war. Deshalb kann die Schlussfolgerung gezogen werden, dass sich die Unter-
schiede in der Zusammensetzung der uNSP zumindest bei den untersuchten Faser-
präparaten in deren physikalischen Eigenschaften, d. h. im KWQ, KWB und KWRV
widerspiegeln, von denen deren rheologisches Verhalten abhängt.
Der Vollständigkeit halber wurden auch bei den uNSP zum Vergleich die
entsprechenden Fraktionen aus den Rohstoffen isoliert und mittels HPAE-PED-
Chromatographie auf ihre Monosaccharid-Zusammensetzung untersucht. Allerdings
wurden hier keine signifikanten Unterschiede erwartet, da nicht anzunehmen war,
dass Bestandteile der uNSP beim Herstellungsprozess der Faserpräparate verloren
gingen. Die Ergebnisse dieser Untersuchungen sind in den Tabellen 23 und Tabelle
A4 im Anhang zusammengefasst, die entsprechenden Chromatogramme befinden
sich im Anhang (Abb. A25-A28).
4 Ergebnisse und Diskussion 66
Tab. 23. Relative Anteile der Monosaccharide im Abbaugemisch nach dem enzyma-
tischen und TFE-hydrolytischen Abbau der uNSP aus den Rohstoffen
(Markerbsen und entfettete White Flakes aus Lupinen).
Relativer Anteil der Monosaccharide in den
uNSP der Rohstoffe [%]
Markana Salout Lupinus albus
(White Flakes)
Lupinus
angustifolius
(White Flakes)
Monosaccharid [%] [%] [%] [%]
Fucose 1,5 1,9 1,0 1,0
Arabinose 21,2 24,8 14,7 14,6
Rhamnose 1,3 1,5 n.n.1) n.n.1)
Galactose 3,0 3,5 63,8 64,1
Glucose 53,2 49,3 8,8 8,7
Xylose 11,3 10,2 5,0 5,1
Mannose 0,9 1,1 0,5 0,4
Galacturonsäure 7,4 7,5 6,1 6,1
Glucuronsäure 0,2 0,3 0,2 0,2
1) n.n. = nicht nachweisbar
Beim Vergleich dieser Werte mit denen der uNSP aus den Faserpräparaten fällt auf,
dass im Falle der Markerbsenfaserpräparate der Glucosegehalt in den uNSP der
Rohstoffe mit 53 % bzw. 49 % ungefähr doppelt so groß war wie in den uNSP der
Faserpräparate (28 % bzw. 26 %). Dies lässt sich dadurch erklären, dass bei der
Isolierung der uNSP aus den Rohstoffen auch die Ballaststoffbestandteile der
Markerbsenschalen analytisch mit erfasst wurden. Da die Schalen hauptsächlich aus
Cellulose und Hemicellulosen bestehen, musste der Glucosegehalt im Hydrolysat der
uNSP-Fraktionen aus den Rohstoffen viel größer als in den Hydrolysaten der uNSP
aus den Faserpräparaten sein, da bei deren Herstellungsverfahren die Schalen von
den Kotyledonen abgetrennt wurden.
Es ist also davon auszugehen, dass mit Hilfe des enzymatisch sauren
Hydrolyseverfahrens zum Abbau der uNSP beträchtliche Anteile an Hemicellulosen
und evt. auch Cellulose in die entsprechenden Monosaccharide zerlegt wurden. Wird
jedoch die Menge an Glucose, die in uNSP der Rohstoffe zusätzlich gefunden
wurde, unberücksichtigt gelassen, und werden dann die verbleibenden
Monosaccharid-Anteile zueinander ins Verhältnis gesetzt, dann wird deutlich, dass
4 Ergebnisse und Diskussion 67
die Monosaccharid-Zusammensetzung in den uNSP der Rohstoffe ohne die der
Schalen in etwa der Monosaccharid-Zusammensetzung der uNSP der Faser-
präparate entsprach.
Dieser Zusammenhang ist bei den Lupinenfaserpräparaten direkt gegeben, da als
Rohstoffe zu deren Herstellung geschälte und entfettete White Flakes verwendet
wurden. Somit können die relativen Anteile der Monosaccharide in den Faser-
präparaten direkt mit denen in den Rohstoffen verglichen werden. Wie erwartet
entsprachen die relativen Anteile der Monosaccharide in den uNSP der White Flakes
fast exakt den relativen Anteilen der Monosaccharide in den uNSP der ent-
sprechenden Faserpräparate. Somit konnte gezeigt werden, dass nur die Mono-
saccharid-Zusammensetzung der in den lNSP der Markerbsen- und Lupinenfaser-
präparaten vorkommenden Polysaccharide durch die jeweiligen Herstellungsver-
fahren der Faserpräparate beeinflusst wird, nicht jedoch die der uNSP.
Nachdem in den vorangegangenen Kapiteln die Ergebnisse der Untersuchung der
Monosaccharid-Zusammensetzung der isolierten Ballaststoff-Fraktionen dargestellt
wurden, sollen im Folgenden die dabei festgestellten Unterschiede zwischen
löslichen und unlöslichen Ballaststoff-Komponenten der Faserpräparate diskutiert
werden.
Bei den beiden Markerbsensorten Markana und Salout war zunächst festzustellen,
dass die jeweils gleichen untersuchten Ballaststoff-Fraktionen bezüglich ihrer Mono-
saccharid-Zusammensetzung sehr ähnlich waren. Der einzige signifikante Unter-
schied, der auf einen Sortenunterschied hindeuten könnte, wurde hier, wie bereits
erwähnt, bei der Monosaccharid-Verteilung in den lNSP bezüglich der Gehalte an
Arabinose und Mannose ermittelt. Da ansonsten kein Unterschied zwischen den
verschiedenen Markerbsensorten festgestellt werden konnte, sollen in Abbildung 10
die Unterschiede zwischen lNSP und uNSP nur für eine Markerbsensorte
beispielhaft graphisch dargestellt werden.
4 Ergebnisse und Diskussion 68
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Fucose Arabinose Rhamnose Galactose Glucose Xylose Mannose GalA GlcA
Monosaccharid
relativer Anteil [%]
Markana-Präparat lNSP
Markana-Präparat uNSP
Abb. 10. Vergleich der Monosaccharid-Zusammensetzung der lNSP und uNSP aus
dem Markana-Präparat.
Die Abbildung 10 verdeutlicht, dass in den uNSP aus den Markerbsenfaser-
präparaten Arabinose das dominierende Polysaccharid war. Weiterhin waren hier
größere Mengen an Glucose und Xylose vorhanden. Die vermutliche Art und Struktur
der daraus gebildeten Polysaccharid-Spezies ist in den vorangegangenen Absätzen
bereits diskutiert worden.
In den lNSP der Markerbsenfaserpräparate dagegen wurde neben der Arabinose
auch ein hoher Anteil an Mannose festgestellt. Daneben waren noch geringe Anteile
an Galactose, Glucose und Galacturonsäure vorhanden. Dies lässt darauf schließen,
dass die lNSP der Markerbsenfaserpräparate sowohl aus den auch in den uNSP
vorhandenen arabinosehaltigen Polysacchariden, aber zusätzlich auch aus
mannosehaltigen Spezies (möglicherweise Glucomannanen) bestehen. Die An-
wesenheit von Pektinen wurde sowohl bei den lNSP als auch bei den uNSP aus den
Markerbsenfaserpräparaten durch das Vorhandensein von Rhamnose und Galactu-
ronsäure belegt. Allerdings scheint in den uNSP ein höherer Anteil freier Poly-
galacturonane enthalten zu sein, denn hier ist der Gehalt an Galacturonsäure mit
10 % bzw. 9 % ungefähr doppelt so groß wie bei den lNSP (4 % bzw. 5 %).
Auch bei den Lupinenfaserpräparaten stellten sich die beiden untersuchten Sorten
als sehr ähnlich heraus. Deshalb werden auch hier die Unterschiede zwischen uNSP
und lNSP nur für eine der beiden Sorten graphisch dargestellt.
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Fucose Arabinose Rhamnose Galactose Glucose Xylose Mannose GalA GlcA
Monosaccharid
relativer Anteil [%]
Angustifolius-Präparat lNSP
Angustifolius-Präparat uNSP
Abb. 11. Vergleich der Monosaccharid-Zusammensetzung der lNSP und uNSP aus
dem Angustifolius-Präparat.
Im Gegensatz zu den Markerbsenfaserpräparaten waren bei den Lupinenfaser-
präparaten die Monosaccharid-Zusammensetzungen der uNSP und lNSP relativ
ähnlich. Die jeweiligen Gehalte an Galactose und Arabinose waren annähernd
gleich, lediglich der Anteil an Mannose war in den lNSP größer, während der
Glucosegehalt in den uNSP größer war. Der größere Gehalt an Mannose in den
löslichen Fraktionen lässt sich wahrscheinlich wie bei den Markerbsenfaser-
präparaten durch die Anwesenheit von Glucomannanen erklären. Die Glucose in den
uNSP stammte, wie oben erwähnt, aus Galacto-Xyloglucanen. Diese Ergebnisse
stimmen prinzipiell mit den Erkenntnissen von DANDANELL und AMAN überein, die
die Gesamt-Polysaccharid-Fraktion von Lupinenkotyledonen untersucht hatten [52].
Zusammenfassend lässt sich feststellen, dass die Polysaccharide der löslichen und
unlöslichen Fraktion der Ballaststoffe aus Lupinen offenbar ähnlich aufgebaut sind.
Es wird sich deshalb um gleich zusammengesetzte Polysaccharide handeln, deren
Löslichkeitsverhalten lediglich durch die Molekülgröße bzw. unterschiedliche starke
Vernetzung der Makromoleküle untereinander verursacht wird.
4.3.3 Monosaccharid-Zusammensetzung der Extrakte der sequentiellen
Extraktion pektinartiger Polysaccharide und Hemicellulosen
Die sequentielle Extraktion der pektinartigen NSP und Hemicellulosen erfolgte mit
Hilfe chelatisierender Agenzien im präparativen Maßstab in Anlehnung an aus der
Literatur bekannte Methoden [39, 65]. Ziel dieser Untersuchungen war es, Auf-
schluss darüber zu erhalten, wie viel der in den lNSP und uNSP gefundenen Ara-
binose und Galactose in den Seitenketten des Pektins gebunden ist bzw. welche
4 Ergebnisse und Diskussion 70
Anteile dieser Monosaccharide als freie Arabinane oder Galactane in der Hemi-
cellulose-Fraktion vorliegen.
Aus der Literatur ist bekannt, dass es mit Hilfe verschiedener wässriger Extraktions-
mittel möglich ist, pektinartige Polysaccharide und Hemicellulosen sequentiell aus
Zellwandmaterialien zu extrahieren. Bei dem von SELVENDRAN und McDOUGALL
dafür veröffentlichten Verfahren werden als Extraktionsmittel zunächst heißes
Wasser und Ammoniumoxalat-Lösung verwendet, um das relativ leicht lösliche
Pektin aus der Sekundärwand der pflanzlichen Zellen sowie pektinartige Galactane
und Arabinogalactane zu extrahieren [39]. Anschließend folgt ein Extraktionsschritt
mit Natriumchlorit in essigsaurer Lösung, um hochvernetzte pektinartige Poly-
saccharide zu extrahieren. Dabei werden wahrscheinlich phenolische Ether-
bindungen aufgelöst [100]. Außerdem gehen bei diesem Extraktionsschritt auch
Glycoproteine in Lösung. Im weiteren Verlauf des sequentiellen Extraktionsschemas
kommen alkalische Lösungen als Extraktionsmittel zum Einsatz, um schwerer
lösliche Polysaccharide aus der Zellwand zu extrahieren. Mit 1-molarer Kalium-
hydroxid-Lösung wird dabei zunächst das Pektin aus der Mittellamelle und der
Primärwand extrahiert, das teilweise mit Hemicellulosen vergesellschaftet vorliegen
kann. In einem letzten Extraktionsschritt werden anschließend mit 4-molarer
Kaliumhydroxid-Lösung Hemicellulosen und Xyloglucane in Lösung gebracht.
Tabelle 24 gibt einen Überblick über die verschiedenen Arten von Zellwand-Poly-
sacchariden, die mit den unterschiedlichen Extraktionsmitteln im Verlauf der
sequentiellen Extraktion in Lösung gebracht werden können.
4 Ergebnisse und Diskussion 71
Tab. 24. Übersicht über die mit verschiedenen Extraktionsmitteln extrahierbaren
Arten von Polysacchariden aus Zellwandmaterialien [39, 65, 100].
Extraktionsmittel Arten extrahierbarer Polysaccharide
Heißes Wasser • lösliches Pektin aus der Sekundärwand
• pektinartige Galactane und Arabinogalactane
NH4-Oxalat-Lösung • lösliches Pektin aus der Sekundärwand
• pektinartige Arabinogalactane
NaClO2 / Essigsäure • hochvernetzte pektinartige Polysaccharide
(Polyphenole)
• Glycoproteine
1M KOH • Pektin aus Mittellamelle und Primärwand (z. T. verge-
sellschaftet mit Hemicellulosen)
• pektinartige Galactane
• Glycoproteine
4M KOH • Hemicellulosen (z.T. vergesellschaftet mit Cellulose)
• Xyloglucane
Die sequentielle Extraktion der pNSP und Hemicellulosen wurde gemäß der
Beschreibung im Kapitel 3.3.2 durchgeführt.
Da sich in den vorausgegangenen Untersuchungen zur Monosaccharid-Zusammen-
setzung der Faserpräparate herausgestellt hatte, dass es zwischen den beiden
Markerbsenfaserpräparaten und auch den beiden Lupinenfaserpräparaten bezüglich
der Monosaccharid-Zusammmensetzung keine gravierenden Sortenunterschiede
gab, wurde die sehr arbeitsaufwändige sequentielle Extraktion der pNSP und Hermi-
cellulosen jeweils nur bei einem Markerbsenfaserpräparat (Markana-Präparat) und
einem Lupinenfaserpräparat (Albus-Präparat) durchgeführt. Die dabei erhaltenen Ex-
trakte wurden durch Dialysieren aufgereinigt und anschließend mittels HPAE-PED-
Chromatographie auf ihre Monosaccharid-Zusammensetzung untersucht.
Außerdem wurde für jeden Extrakt die Trockenmasse und der Ballaststoffgehalt
ermittelt, um die Ausbeuten der einzelnen Extraktionen in Bezug auf ihren Anteil am
anfänglich eingesetzten Ballaststoffmaterial zu bestimmen. Die bei den einzelnen
Schritten der sequentiellen Extraktion erhaltenen Ausbeuten an Ballaststoffmaterial
sind als relative Anteile der insgesamt eingesetzten Masse an Ballaststoff in Ta-
belle 25 aufgeführt.
4 Ergebnisse und Diskussion 72
Tab. 25. Ausbeuten der bei den einzelnen Extraktionen extrahierten Anteile an
Ballaststoffmaterial aus dem Markana-Präparat und dem Albus-Präparat.
Extrakt Extraktionsmittel Relativer Anteil des extrahierbaren
Ballaststoffmaterials aus den
Faserpräparaten
[%]
Markana-Präparat Albus-Präparat
BM Heißes Wasser 2,0 3,5
CH NH4-Oxalat-Lösung 9,0 4,9
CO NaClO2 / Essigsäure 6,5 12,4
COA(1) 1M KOH 3,8 10,5
COA(2) 4M KOH 6,0 9,2
Rückstand 72,7 59,5
Beim Vergleich der Ergebnisse fällt zunächst auf, dass aus dem Albus-Präparat ein
größerer Anteil der insgesamt eingesetzten Ballaststoffmenge mittels sequentieller
Extraktion extrahiert werden konnte als aus dem Markana-Präparat. Während der
Anteil des insgesamt extrahierbaren Ballaststoffmaterials bei dem Lupinenfaser-
präparat 41 % betrug, machte er bei dem Markerbsenfaserpräparat nur 27 % aus.
Weiterhin ist festzustellen, dass mit Hilfe der sequentiellen Extraktion offenbar nicht
nur die gesamte lösliche Ballaststoff-Fraktion gemäß AOAC-Methode extrahiert
wurde, sondern jeweils auch ein Teil der gemäß der AOAC-Methode unlöslichen
Nichtstärke-Polysaccharide. Die Differenz zwischen dem Anteil der löslichen Ballast-
stoffe am Gesamt-Ballaststoffgehalt (s. Kap. 4.1.1) und dem hier extrahierten Anteil
der eingesetzten Ballaststoffmenge betrug bei dem Markana-Präparat 9 % und bei
dem Albus-Präparat 20 %. Dies macht deutlich, dass bei dem Lupinenfaserpräparat
ein weitaus größerer Anteil der nach der AOAC-Methode unlöslichen Ballaststoff-
Komponenten mit Hilfe der eingesetzten Extraktionsmittel in Lösung gebracht werden
konnte als bei dem Markerbsenfaserpräparat.
Werden jedoch die hier erzielten Ausbeuten an extrahiertem Ballaststoffmaterial mit
den Ergebnissen der Extraktion von pektinartigen Nichtstärke-Polysacchariden
mittels NDF-Lösung (s. Kap. 4.1.3) verglichen, fällt auf, dass mit Hilfe der NDF-
Lösung offenbar größere Anteile der uNSP extrahiert werden konnten als mit den
hier verwendeten Extraktionsmitteln. Der Anteil an insgesamt ND-extrahierbaren
4 Ergebnisse und Diskussion 73
Nichtstärke-Polysacchariden (ncNSP) betrug bei dem Markana-Präparat 39 % der
Gesamt-Ballaststoffe und bei dem Albus-Präparat 58 %.
Bezüglich der Verteilung des mittels sequentieller Extraktion extrahierten Ballast-
stoffmaterials auf die einzelnen Extrakte ist festzustellen, dass bei fast allen
Extraktionen mehr Nichtstärke-Polysaccharide aus dem Albus-Präparat extrahiert
werden konnten als aus dem Markana-Präparat. Lediglich bei der zweiten Extraktion
mit Ammoniumoxalat-Lösung wurden 9 % der Ballaststoffe aus dem Markana-
Präparat in Lösung gebracht, jedoch nur 5 % der Ballaststoffe aus dem Albus-
Präparat. Diese Tatsache deutet darauf hin, dass die löslichen Pektine und
pektinartigen Polysaccharide aus der Sekundärwand der Zellwände von Mark-
erbsen- und Lupinenkotyledonen ein unterschiedliches Löslichkeitsverhalten be-
sitzen.
Während bei dem Lupinenfaserpräparat ein größerer Anteil des löslichen Pektins
bereits in heißem Wasser in Lösung ging, konnte dies bei dem Markerbsenfaser-
präparat erst mit Ammoniumoxalat-Lösung extrahiert werden. Dies ist wahr-
scheinlich auf einen unterschiedlichen Molekülaufbau der Pektine aus der Sekundär-
wand zurückzuführen. Vermutlich sind die in den Sekundärwänden von Markerbsen-
kotyledonen enthaltenen Pektine und pektinartigen Substanzen stärker miteinander
vernetzt oder haben eine höhere Molekülmasse als die aus den Sekundärwänden
von Lupinenkotyledonen und sind deshalb schwerer löslich.
Eine Betrachtung der Ausbeuten der Extrakte COA(1), die wie bereits erwähnt den
Anteil des Pektins aus der Mittellamelle und der Primärwand der pflanzlichen Zellen
enthalten, macht allerdings deutlich, dass es sich hier genau umgekehrt verhielt. Es
wurde nämlich aus dem Albus-Präparat mit 11 % mehr als doppelt soviel des
Ausgangsmaterials extrahiert als aus dem Markana-Präparat (4 %). Offenbar
stammte also ein großer Anteil der pNSP aus dem Lupinenfaserpräparat aus der
Mittellamelle und Primärwand.
Wie bereits erwähnt, wurde die Monosaccharid-Zusammensetzung der einzelnen
Extrakte mittels HPAE-PED-Chromatographie untersucht, um Aufschluss darüber zu
erhalten, welche Arten von Polysacchariden mit Hilfe der einzelnen Extraktionen in
Lösung gebracht werden konnten. Die Ergebnisse dieser Untersuchungen sind in
den Tabellen 26 und 27 als relative Anteile der Monosaccharide in den Abbau-
gemischen der Pektinextrakte aus den beiden untersuchten Faserpräparaten
dargestellt. Die entsprechenden Chromatogramme befinden sich im Anhang
(Abb. A29-A38).
4 Ergebnisse und Diskussion 74
Tab. 26. Relative Anteile der Monosaccharide im Abbaugemisch nach dem enzyma-
tischen und TFE-hydrolytischen Abbau der Pektinextrakte aus dem Mar-
kana-Präparat.
Relativer Anteil der Monosaccharide in den Pektinextrakten
des Markana-Präparates
Extrakt
BM
Extrakt
CH
Extrakt
CO
Extrakt
COA(1)
Extrakt
COA(2)
Monosaccharid [%] [%] [%] [%] [%]
Fucose 0,8 1,1 2,9 0,8 2,6
Arabinose 14,7 33,8 68,3 20,1 56,2
Rhamnose n. n.1) 0,6 1,0 0,2 0,4
Galactose 4,9 5,4 4,2 2,4 5,6
Glucose 76,4 10,9 6,6 68,2 17,2
Xylose 1,0 5,7 5,7 4,9 9,2
Mannose 0,5 0,2 0,3 n. n.1) n. n.1)
Galacturonsäure 1,7 42,3 8,6 3,5 8,8
Glucuronsäure n. n.1) n. n.1) n. n.1) n. n.1) n. n.1)
1) n. n. = nicht nachweisbar
Zu den Ergebnissen der Monosaccharid-Zusammensetzung des Extraktes BM aus
dem Markana-Präparat ist zunächst anzumerken, dass der sehr große Glucose-
gehalt in diesem Extrakt wahrscheinlich hauptsächlich auf Stärke zurückzuführen ist.
Da in diesem Faserpräparat noch 7,9 % Stärke enthalten war, muss vermutet
werden, dass durch die Behandlung mit heißem Wasser und Citronensäure ein
großer Teil an Stärke gelöst wurde und deshalb in das Extraktionsmittel überging. Da
sich jedoch nicht genau nachvollziehen ließ, wie viel der in diesem Extrakt
gefundenen Glucose aus Stärke stammte, konnten die relativen Anteile der anderen
Monosaccharide auch nicht genau bestimmt werden. Es kann lediglich gesagt
werden, dass der Extrakt BM aus dem Markana-Präparat große Anteile an Arabi-
nose und Galactose enthielt.
An der Monosaccharid-Zusammensetzung des Extraktes CH aus dem Markerbsen-
faserpräparat fiel zunächst der sehr große Galacturonsäuregehalt (42,3 %) auf. Wird
davon ausgegangen, dass sich in diesem Extrakt die löslichen Pektine und pektin-
4 Ergebnisse und Diskussion 75
artigen Polysaccharide aus der Sekundärwand der Markerbsenzellen befanden,
bedeutet dieses Ergebnis, dass diese Sekundärwände zu einem sehr großen Teil
aus reiner Polygalacturonsäure bestanden. Der ebenfalls große Gehalt an Arabinose
(33,8 %) in diesem Extrakt weist außerdem darauf hin, dass in der Sekundärwand
pektinartige Arabinane entweder frei oder als Seitenketten der Polygalacturonsäure
vorkamen.
Im Gegensatz dazu wurde in dem Extrakt CO aus dem Markana-Präparat ein
weitaus kleinerer Gehalt an Galacturonsäure ermittelt, dafür aber mit 68 % ein großer
Gehalt an Arabinose. Da sich laut Literatur in dem Extrakt CO die hochverzweigten
pektinartigen Polysaccharide befinden, muss entsprechend die hochverzweigte
Pektinfraktion des Markana-Präparates zu 68 % aus Arabinose bestehen, die ver-
mutlich in Form von stark verzweigten Seitenketten der Polygalacturonsäure vorliegt,
die hier einen Anteil von 9 % ausmacht.
An der Monosaccharid-Zusammensetzung des Extraktes COA(1) aus dem Mark-
erbsenfaserpräparat fiel wiederum ein sehr großer Glucosegehalt auf. Hier stellt sich
die Frage, ob durch die Verwendung eines alkalischen Extraktionsmittels (1M KOH)
ein weiterer Teil der in dem Präparat enthaltenen Stärke in Lösung gegangen war,
oder ob die gefundene Glucose aus hemicelluloseartigen Nichtstärke-Poly-
sacchariden stammte, die in Vergesellschaftung mit dem Pektin aus der Mittellamelle
und der Primärwand vorlag. Die Anteile an Galacturonsäure und Arabinose waren in
diesem Extrakt niedriger als in den vorangegangenen.
Der Extrakt COA(2) enthält laut Literatur Hemicellulosen und Xyloglucane. Es ist
also davon auszugehen, dass die hier ermittelten Anteile an Glucose (17 %) und
Xylose (9 %) aus Xyloglucanen stammten. Weiterhin wurde auch in diesem Extrakt
ein großer Arabinosegehalt gefunden. Dies bedeutet, dass bei dem Markana-
Präparat die Arabinose nicht nur zu großen Anteilen innerhalb der Pektinfraktion
vorkam, sondern auch in der Fraktion der Hemicellulosen. Dort lag sie wahrscheinlich
in Form von freien Arabinanen oder Arabinoxylanen vor.
4 Ergebnisse und Diskussion 76
Tab. 27. Relative Anteile der Monosaccharide im Abbaugemisch nach dem enzyma-
tischen und TFE-hydrolytischen Abbau der Pektinextrakte aus dem Albus-
Präparat.
Relativer Anteil der Monosaccharide in den Pektinextrakten
des Albus-Präparates
Extrakt
BM
Extrakt
CH
Extrakt
CO
Extrakt
COA(1)
Extrakt
COA(2)
Monosaccharid [%] [%] [%] [%] [%]
Fucose 0,9 0,3 0,7 0,3 0,2
Arabinose 11,3 17,0 15,9 14,6 19,7
Rhamnose n. n.1) n. n.1) n. n.1) n. n.1) n. n.1)
Galactose 74,0 66,3 75,7 72,9 62,5
Glucose 4,7 0,2 2,9 n. n.1) n. n.1)
Xylose 3,1 5,1 3,3 5,3 7,8
Mannose 1,0 n. n.1) 0,7 n. n.1) n. n.1)
Galacturonsäure 5,0 11,3 0,9 7,0 9,8
Glucuronsäure n. n.1) n. n.1) n. n.1) n. n.1) n. n.1)
1) n. n. = nicht nachweisbar
Im Falle des Albus-Präparates war die Auswertung der Untersuchung der Mono-
saccharid-Zusammensetzung der Pektinextrakte weniger problematisch, da hier
davon ausgegangen werden konnte, dass die gefundenen Monosaccharide aus-
schließlich aus den in den Kotyledonen der Lupine enthaltenen Nichtstärke-Poly-
sacchariden stammten. Im Gegensatz zu den Extrakten aus dem Markana-Präparat
fällt bei dem Albus-Präparat auf, dass die Monosaccharid-Zusammensetzung der
verschiedenen Pektinextrakte hier relativ ähnlich war. In allen fünf Extrakten war die
Galactose mit 63-76 % das vorherrschende Monosaccharid. An zweiter Stelle folgte
jeweils die Arabinose mit 11-20 %. Der größte Anteil an Galacturonsäure wurde mit
11 % in dem Extrakt CH ermittelt. Dies bedeutet, dass in diesem Extrakt ein relativ
großer Anteil an Pektin in Form von Polygalacturonsäure vorlag, jedoch bei weitem
nicht so viel wie in dem entsprechenden Extrakt aus dem Markana-Präparat.
Offenbar enthielten die Sekundärwände der Lupinenzellen weniger reines Pektin
(Polygalacturonan) als die der Markerbsenzellen, dafür aber sehr viel pektinartige
Galactane, die entweder frei oder als Seitenketten der Polygalacturonsäure vorlagen.
4 Ergebnisse und Diskussion 77
Die Monosaccharid-Zusammensetzung des Extraktes COA(1) gibt Auskunft über die
Bestandteile der Pektine aus der Mittellamelle und Primärwand. Hier war fest-
zustellen, dass der Anteil an Galacturonsäure mit 7 % kleiner war als im Extrakt CH,
der Anteil an Galactose mit 73 % gegenüber 66 % dagegen etwas größer. Insgesamt
ließ sich jedoch feststellen, dass die Monosaccharid-Zusammensetzungen der
Extrakte CH und COA(1) trotzdem relativ ähnlich waren.
Am Extrakt COA(2) aus dem Albus-Präparat fiel auf, dass die Anteile an Arabinose
und Xylose im Vergleich mit den anderen Extrakten leicht erhöht waren. Dies deutet
darauf hin, dass auch in der Hemicellulose-Fraktion der Lupinenfasern Arabinoxylane
enthalten sind. Trotzdem machten auch hier die Galactane mit 63 % den Hauptanteil
aus.
Insgesamt stimmen die erzielten Ergebnisse mit den Resultaten der Untersuchung
der Monosaccharid-Zusammensetzung der lNSP- und uNSP-Fraktionen der
Lupinenfaserpräparate überein und lassen erkennen, dass die in den Kotyledonen
von Lupinen vorkommenden Nichtstärke-Polysaccharide eine relativ einheitliche
Monosaccharid-Zusammensetzung besaßen. Es ist davon auszugehen, dass das
unterschiedliche Löslichkeitsverhalten der in den verschiedenen Extrakten ent-
haltenen Polysaccharide entweder auf eine unterschiedlich starke Verzweigung der
Polymere oder auf unterschiedliche Molekülgrößen zurückzuführen ist.
Im Gegensatz dazu besaßen die Polysaccharide der verschiedenen Extrakte aus
dem Markana-Präparat unterschiedliche Monosaccharid-Zusammensetzungen, d. h.
es handelte sich hier um chemisch unterschiedliche Polymer-Spezies. Die
Unterschiede bezüglich der Löslichkeit der einzelnen Polysaccharid-Fraktionen sind
deshalb darauf zurückzuführen, dass es sich um chemisch verschiedene Substanzen
handelte. Selbstverständlich können daneben auch unterschiedliche Molekülgrößen
oder verschieden starke Verzweigungen einen Effekt auf das Löslichkeitsverhalten
der in den verschiedenen Extrakten enthaltenen Polysaccharide gehabt haben.
Abschließend ist festzustellen, dass mit den im Rahmen dieser Arbeit durchgeführten
Untersuchungen zur sequentiellen Extraktion pektinartiger Polysaccharide und Hemi-
cellulosen aus den beiden untersuchten Präparaten nur relativ geringe Anteile der
insgesamt eingesetzten Ballaststoffmenge extrahiert werden konnten. Der in den
Extraktionsrückständen verbliebene unlösliche Anteil war mit 73 % bei dem Markana-
Präparat und 59 % bei dem Albus-Präparat jeweils sehr groß. Zum Vergleich sei hier
erwähnt, dass bei Untersuchungen von SELVENDRAN et al. an Zellwandmaterialien
aus Kartoffeln der Anteil des unlöslichen Rückstandes nach der sequentiellen
Extraktion nur 32 % betrug [39].
Möglicherweise liegt die Ursache für den großen Anteil der mit Hilfe der eingesetzten
Extraktionsmittel nicht extrahierbaren Ballaststoffe in der Art und Weise, wie die
untersuchten Faserpräparate hergestellt worden waren. Im Gegensatz zu den in der
4 Ergebnisse und Diskussion 78
Literatur erwähnten Methoden zur Präparation der Faserpräparate im Labormaßstab
wurden die im Rahmen dieser Forschungsarbeit untersuchten Präparate im
halbtechnischen Maßstab in Anlehnung an industrielle Verfahren zur Verarbeitung
von Markerbsen bzw. Lupinen gewonnen (s. Kap. 3.1.2 und 3.2). Aus diesem Grund
war eine schonende Behandlung der Zellwandmaterialien z. B. durch Gefrier-
trocknung nicht möglich. Es ist also vorstellbar, dass die in den untersuchten
Präparaten enthaltenen Polysaccharide durch die Trocknung im Umlufttrocken-
schrank beispielsweise aufgrund von Verhärtungen nicht mehr in ihrer nativen Form,
sondern in einer für die verwendeten Extraktionsmittel nicht zugänglichen,
unlöslichen Form vorlagen. Außerdem war ein gewisser Anteil der löslichen
Ballaststoff-Fraktion bereits bei der Herstellung der Präparate durch Auswaschen
verloren gegangen (s. Kap. 4.3.1). Auch dieser Umstand reduzierte natürlich den
Anteil der extrahierbaren Nichtstärke-Polysaccharide.
4.4 Untersuchung der Molekulargewichte und Molekulargewichts-
verteilungen der löslichen Nichtstärke-Polysaccharid-Fraktionen aus
den Faserpräparaten mittels HP-SEC/MALLS-Chromatographie
Im Rahmen dieser Arbeit war es vorgesehen, die Molekulargewichte der präparativ
isolierten Polysaccharid-Fraktionen der verschiedenen Faserpräparate mittels HP-
SEC/MALLS Chromatographie zu untersuchen. Als Voraussetzung für eine
Trennung und Detektion der Moleküle mit Hilfe dieser Analysentechnik ist es
notwendig, dass das Probenmaterial vollständig gelöst und in so hoher Verdünnung
vorliegt, dass die Moleküle sich nicht gegenseitig beeinflussen. Dies stellte im Falle
der unlöslichen Ballaststoff-Fraktionen ein Problem dar, weil unklar war, in welchem
Lösungsmittel diese unlöslichen Polysaccharide unbekannter Spezies in Lösung
gebracht werden können. Vorversuche mit verschiedenen Salzlösungen, Alkoholen
(Methanol, Ethanol, Isopropanol), Acetonitril und Dimethylsulfoxid (DMSO) hatten
nicht zum Erfolg geführt. Eine Literaturrecherche zu diesem Thema hatte ergeben,
dass es TIMPA gelungen war, mit Hilfe von Dimethylacetamid/Lithiumchlorid
Cellulose verschiedener Herkunft in Lösung zu bringen, ohne dabei die
Polysaccharid-Makromoleküle abzubauen [101]. Deshalb wurden in Anlehnung an
das zitierte Verfahren Versuche durchgeführt, um festzustellen, ob dieses
Lösungsmittel auch für die hier zu untersuchenden unlöslichen Polysaccharide
geeignet ist. Zu Vergleichszwecken wurde als Probematerial jeweils eine uNSP-
Fraktion aus einem Markerbsenfaserpräparat und eine uNSP-Fraktion aus einem
Lupinenfaserpräparat verwendet. Daneben wurde auch eine Weizenfaser (WF 2000,
Rettenmaier) getestet, die zu 97 % aus Cellulose besteht und somit als
Referenzsubstanz diente.
Zur Durchführung der Versuche wurden jeweils ca. 0,05 g Probenmaterial in 5 ml
Dimethylacetamid (DMAC) suspendiert, in einem Ölbad unter Rühren auf 150 °C
erhitzt und 2 h bei dieser Temperatur gehalten. Nach dem Abkühlen auf 100 °C
wurde unter weiterem Rühren 0,4 g getrocknetes LiCl dazugegeben. Danach wurden
4 Ergebnisse und Diskussion 79
die Suspensionen auf 50 °C abgekühlt und weitere 48 h unter Rühren bei dieser
Temperatur gehalten. Nach dieser Behandlung hätte sich sämtliches Probenmaterial
in Lösung befinden sollen. In der Praxis war dies jedoch nur bei der Referenz-
substanz, der Weizenfaser WF 2000, der Fall. Bei den beiden anderen Proben setzte
sich nach einer kurzen Standzeit ein Niederschlag ab. Nach dem Zentrifugieren der
Proben und Trocknen der Niederschläge stellte sich heraus, dass auch ein geringer
Anteil des Probenmaterials der uNSP-Fraktionen aus den Markerbsen- und Lupinen-
faserpräparaten in dem Lösungsmittel in Lösung gegangen war. Es war anzu-
nehmen, dass durch die Behandlung mit DMAC/LiCl die celluloseartigen Bestandteile
der untersuchten uNSP-Fraktionen in Lösung gebracht werden konnten, während
sich anders zusammengesetzte Polysaccharide nicht gelöst hatten. Aus diesem
Grund wurde anschließend versucht, den in DMAC/LiCl nicht löslichen Rückstand in
einem anderen Lösungsmittel, z. B. DMSO, aufzulösen. Da diese Versuche jedoch
keinen Erfolg zeigten, wurde beschlossen, keine weiteren Versuche zu dieser
Thematik durchzuführen, da die Aussichten auf eine erfolgreiche Bearbeitung dieses
Teilaspektes des Forschungsprojektes zu gering waren, um einen weiteren zeitlichen
und finanziellen Aufwand zu rechtfertigen. Aus diesen Gründen wurde auf eine
Untersuchung der Molekulargewichte der isolierten uNSP-Fraktionen im Rahmen
dieser Arbeit verzichtet.
Die Untersuchung der lNSP-Fraktionen mittels HP-SEC/MALLS Chromatographie
stellte bezüglich der Probenvorbereitung kein Problem dar, weil das Probenmaterial
in dem für die HP-SEC verwendeten Elutionsmittel (0,1 m NaNO3 Lsg. mit 0,02 %
NaN3) unter Erwärmen gelöst werden konnte. Die Vorgehensweise zur Proben-
vorbereitung ist im Kapitel 3.4.16.1 beschrieben. Alle Analysen wurden als Doppel-
bestimmungen bei einer Flussrate von 0,3 ml/min und bei Raumtemperatur durch-
geführt.
Die Abbildungen 12 und 13 enthalten die dabei ermittelten Elutionsprofile der
Präparate Markana lNSP und Salout lNSP. Dabei handelt es sich bei den oberen,
roten Elutionsprofilen um die Chromatogramme des Lichtstreudetektors und bei den
unteren, blau dargestellten um die Signale des RI-Detektors.
4 Ergebnisse und Diskussion 80
-1.0
0.0
1.0
2.0
3.0
0 102030
Detector: AUX1
Volume (mL)
0.08
0.10
0.12
0.14
0.16
0.18
Detector: 11
Strip Chart - MALNSP2
40
Abb. 12. HP-SEC-Elutionsprofile der Probe Markana lNSP.
or: 11
Detect
r: AUX1
Detecto
-0.5
0.0
0.5
1.0
1.5
2.0
2.5
0 102030
Volume (mL)
0.08
0.10
0.12
0.14
0.16 Strip Chart - SALNSP2
40
Abb. 13. HP-SEC-Elutionsprofile der Probe Salout lNSP.
Es ist davon auszugehen, dass nur die im Lichtstreuchromatogramm (rot) sichtbaren
großen Peaks mit den drei Maxima die Polysaccharidfraktionen der Proben dar-
stellen. Die später detektierten Peaks im Chromatogramm des RI-Detektors (blau)
wurden vermutlich durch Salzreste und andere niedermolekulare Verunreinigungen
in den Präparaten verursacht, da sie vom Lichtstreudetektor nicht angezeigt wurden.
Sie wurden deshalb nur zur Überprüfung der Wiederfindung des Probenmaterials mit
in die Auswertung einbezogen, jedoch nicht zur Ermittlung der mittleren Molekular-
gewichte.
4 Ergebnisse und Diskussion 81
Die Überprüfung der Wiederfindungsrate der Probenmasse nach der Trennung
mittels HP-SEC diente zur Kontrolle der Funktionsfähigkeit des Systems. Dazu wurde
die jeweils von der ASTRA-Software errechnete eluierte Probenmasse ins Verhältnis
zur injizierten Probenmasse gesetzt. In Tabelle 28 sind die aufgegebene sowie die
errechnete Probenmasse und die daraus resultierende Wiederfindungsrate für ver-
schiedene Standardsubstanzen (Natrium-Polystyrensulphonate) und die unter-
suchten Proben dargestellt. Die hohen Wiederfindungsraten (> 93 %) zeigen, dass
das HP-SEC/MALLS-System für die Trennung der zu untersuchenden Proben
geeignet war.
Tab. 28. Wiederfindung der Masse der mittels HP-SEC/MALLS untersuchten
Proben und Standardsubstanzen.
Probe
aufgegebene
Probenmasse
[g]
errechnete
Probenmasse
[g]
Wiederfindungsrate
[%]
Sodium Polystyrene
Sulphonate 8.000 4,579 x 10-4 4,278 x 10-4 93,4
Sodium Polystyrene
Sulphonate 35.000 2,890 x 10-4 3,066 x 10-4 106,1
Sodium Polystyrene
Sulphonate 200.000 1,363 x 10-4 1,315 x 10-4 96,5
Markana lNSP 5,308 x 10-4 5,047 x 10-4 95,1
Salout lNSP 7,762 x 10-4 7,372 x 10-4 95,0
Albus lNSP 6,567 x 10-4 6,443 x 10-4 98,1
Angustifolius lNSP 5,921 x 10-4 5,673 x 10-4 95,8
Anhand der Form der Peaks aus den Abbildungen 12 und 13 war zu erkennen, dass
die Polysaccharid-Fraktionen der lNSP aus den beiden Markerbsenfaserpräparaten
bezüglich ihres Molekulargewichts offenbar aus drei verschiedenen Anteilen zu-
sammengesetzt waren, die durch die drei Peakmaxima dargestellt wurden. Dies war
bei der Probe Salout lNSP besonders deutlich zu sehen. Da die Peaks nicht bis zur
Basislinie getrennt waren, war es nicht sinnvoll, die einzelnen Peakmaxima separat
auszuwerten. Es kann jedoch rein qualitativ gesagt werden, dass die lNSP der
Markerbsenfaserpräparate vermutlich aus drei verschiedenen Polysaccharid-Spezies
mit unterschiedlichen mittleren Molekulargewichten bestehen.
4 Ergebnisse und Diskussion 82
Bei der Untersuchung der lNSP aus den beiden Lupinenfaserpräparaten mittels HP-
SEC/MALLS stellte sich heraus, dass die darin vorhandenen Polysaccharide, im
Gegensatz zu den entsprechenden Präparaten aus Markerbsen, offenbar relativ
homogen aufgebaut waren. In den Lichtstreuchromatogrammen wurde nämlich
jeweils nur ein großer Peak detektiert. Diese Ergebnisse korrelieren mit den
Resultaten der Untersuchung der Monosaccharid-Zusammensetzung der lNSP aus
Lupinenkotyledonen, bei der festgestellt worden war, dass die darin vorhandenen
Polysaccharide fast ausschließlich aus Galactanen und einem geringen Anteil an
Glucomannanen best. In den Abbildungen 14 und 15 sind die HP-SEC-
Elutionsprofile der lNSP aus den untersuchten Lupinenfaserpräparaten dargestellt.
: 11
tector
De
: AUX1
tector
De
-0.5
0.0
0.5
1.0
1.5
2.0
2.5
0 1020304
Volume (mL)
0.0
0.1
0.2
0.3
0.4
0.5 Strip Chart - ALLNSP1
0
Abb. 14. HP-SEC-Elutionsprofile der Probe Albus lNSP.
4 Ergebnisse und Diskussion 83
1
tor: 1
Detec
or: AUX1
Detect
-0.4
0.0
0.4
0.8
1.2
1.6
0 1020304
Volume (mL)
0.0
0.2
0.4
0.6
0.8
1.0
1.2
Strip Chart - ANLNSP1
0
Abb. 15. HP-SEC-Elutionsprofile der Probe Angustifolius lNSP.
Mit Hilfe der Software ASTRA for Windows 4.70 wurden nach manueller Festlegung
einer Basislinie und des Peakbereichs aus den Messdaten des MALLS- und des RI-
Detektors verschiedene Mittelwerte für die Molekulargewichte der untersuchten
Proben errechnet. Dies sind der Zahlenmittelwert (Mn), der Gewichtsmittelwert (Mw)
und der z-Mittelwert (Mz) einer Probe. Für die Berechnung der Molekulargewichte
wurde im Auswerteprogramm die Auswertemethode „Zimm“, erster Ordnung unter
der Option der 100 %igen Massewiederfindung angewendet. Die Berechnung
erfolgte unter Einbeziehung der Streulichtdetektoren Nr. 6-16. Die Methode „Zimm“
wurde gewählt, da sie für relativ kleine Moleküle mit einem hydrodynamischen
Radius unter 80 nm die genauesten Ergebnisse liefert. Als Brechungsindexinkrement
(dn/dc) wurde auf Anraten der Firma Wyatt Technology der Wert 0,146 eingesetzt,
der als allgemein anwendbar für ballaststoffartige Polysaccharide gilt. Das
Brechungsindexinkrement muss eigentlich für jede einzelne Polysaccharid-Spezies
experimentell bestimmt werden. Dies war jedoch für diese Problemstellung nicht
möglich, da es für die in den lNSP vorkommenden Polysaccharid-Arten keine
Standard-Substanzen gibt und diese sich auch nicht präparativ voneinander trennen
ließen. Es muss deshalb darauf hingewiesen werden, dass die berechneten
Ergebnisse keine absoluten Werte für die Molekulargewichte der untersuchten
Polysaccharide darstellen. Da es sich jedoch um ähnliche Moleküle handelt, können
die Ergebnisse zumindest für einen Vergleich der Molekulargewichte der unter-
suchten Proben untereinander herangezogen werden.
Die Polydispersität einer Probe wird aus dem Quotienten des Gewichtsmittelwertes
des Molekulargewichts (Mw) und des Zahlenmittelwertes des Molekulargewichts (Mn)
errechnet und kann somit als ein Maß für die Heterogenität einer Probe heran-
gezogen werden.
4 Ergebnisse und Diskussion 84
Tabelle 29 zeigt die von der Software berechneten numerischen (Mn), gewichteten
(Mw) und die z-Mittel (Mz) des Molekulargewichts sowie die Polydispersitäten für die
untersuchten lNSP-Fraktionen.
Tab. 29. Ermittelte mittlere Molekulargewichte und Polydispersitäten der lNSP-
Fraktionen.
Molekulargewicht
[x 106 Dalton]
Polydispersität
[-]
Probe
Zahlenmittel
(Mn)
Gewichtsmittel
(Mw)
z-Mittel
(Mz)
Mw/ Mn
Markana lNSP 0,44 3,95 27,21 7,89
Salout lNSP 0,32 1,11 12,09 3,47
Albus lNSP 0,73 1,95 9,84 2,67
Angustifolius lNSP 0,78 1,97 8,38 2,53
Die Ergebnisse zeigen, dass die aus den Messdaten berechneten Gewichts-
mittelwerte sowie auch die Polydispersitäten für die beiden lNSP-Proben aus den
Lupinenfaserpräparaten sehr ähnlich waren. Zwischen lNSP-Fraktionen aus den
Markerbsenfaserpräparaten dagegen waren deutliche Unterschiede zu erkennen.
Das Gewichtsmittel Mw war bei den löslichen Ballaststoffen aus dem Markana-
Präparat mit 3,95 x 106 Dalton fast viermal so groß wie bei den löslichen
Ballaststoffen aus dem Salout-Präparat (1,11 x 106 Dalton).
Zusammenfassend lässt sich anhand der Ergebnisse feststellen, dass die Moleküle
der lNSP aus den Markerbsenfaserpräparaten einen sehr breiten Molekular-
gewichtsbereich abdeckten, während die lNSP-Moleküle aus den Lupinenfaser-
präparaten enger verteilt waren. Insgesamt bedeuten Polydispersitätswerte > 2
trotzdem, dass die Molekülgrößen innerhalb einer Probe stark variieren. Dies war
jedoch auch erwartet worden, da es sich bei den untersuchten Proben um Natur-
produkte handelt, die sich aus einem Gemisch verschiedenartiger Polysaccharide
zusammensetzen.
4 Ergebnisse und Diskussion 85
4.5 Identifizierung und Quantifizierung estergebundener monomerer
Phenolcarbonsäuren in den unlöslichen Nichtstärke-Polysaccharid-
Fraktionen aus den Faserpräparaten mittels HPLC mit UV-Detektion
Phenolische Carbonsäuren (PCS) und Aldehyde stellen unter den Ballaststoff-
bestandteilen mengenmäßig nur eine Minorkomponente dar, nehmen jedoch im
pflanzlichen Stoffwechsel eine zentrale Rolle ein [35, 36]. Sie sind Produkte des
allgemeinen Phenylpropan-Stoffwechsels und werden auch als „Zimtsäuren“ be-
zeichnet. Aus der Literatur ist bekannt, dass einige PCS aufgrund ihrer Eigenschaft,
Quervernetzungen zwischen Polysaccharid-Molekülen auszubilden, großen Einfluss
auf die physiko-chemischen Eigenschaften von Ballaststoffkomponenten haben.
Bereits durch Ausbildung weniger Polysaccharid-Crosslinks kann z. B. das Mole-
kulargewicht um ein Vielfaches erhöht werden. Dies wiederum kann die wasser-
bindenden und rheologischen Eigenschaften von Faserpräparaten in entscheiden-
dem Maße beeinflussen.
Das Vorhandensein von PCS wurde bislang hauptsächlich an Zellwänden von
Gräsern (Gramineen) untersucht. Diesbezüglich ist schon lange bekannt, dass in den
pflanzlichen Zellwänden, vor allem von Getreidekleien, größere Mengen an Ferula-
säure (FS) zu finden sind [102]. Von HARTLEY und FORD konnte nachgewiesen
werden, dass die FS hier über eine Esterbindung mit den Zellwandpolymeren
verbunden ist [103]. Weiterhin lässt sich anhand der bisher gesammelten Struktur-
informationen aus der Literatur erkennen, dass in monokotylen Pflanzen, wie z. B.
Gräsern, die PCS hauptsächlich an bestimmte Fraktionen der Hemicellulosen,
nämlich Arabinoxylane und Xyloglucane, gebunden sind.
In bisher durchgeführten Untersuchungen an löslichen und unlöslichen Getreide-
ballaststoffen wurde die trans-Ferulasäure als dominierende phenolische Carbon-
säure bestimmt. Aufgrund der Bifunktionalität der Ferulasäure (Carboxyl- und
phenolische Hydroxylgruppe) bieten sich verschiedene chemische Mechanismen an,
Polysaccharid-Ketten durch eine Dimerisierung der Phenolcarbonsäuren miteinander
zu koppeln. Als wahrscheinlichster Mechanismus diesbezüglich gilt die Bildung von
Polysaccharid-Crosslinks durch die Verknüpfung zweier PCS über eine Ester-
bindung.
Die neuere Literatur belegt, dass auch in den Zellwänden dikotyler Pflanzen, zu
denen die Leguminosen gehören, phenolische Carbonsäuren zu finden sind
[104, 105]. SAULNIER und THIBAULT ermittelten estergebundene Ferulasäure
beispielsweise in den Zellwandpolysacchariden der Zuckerrübe [104]. Im Gegensatz
zu Getreide ist die FS in der Zuckerrübe jedoch nicht an Arabinoxylane oder
Xyloglucane gebunden, sondern an pektinartige Polysaccharide. Die Primärwände
der Zellen der Zuckerrübe sind reich an Pektin und ähneln in Bezug auf ihre
Monosaccharid-Zusammensetzung den innerhalb dieser Arbeit untersuchten
Faserpräparaten. Aus diesem Grund lag die Vermutung nahe, dass auch in den hier
untersuchten Präparaten phenolische Komponenten enthalten sein könnten, die
4 Ergebnisse und Diskussion 86
unter Umständen einen Einfluss auf die Ausbildung der physiko-chemischen
Eigenschaften dieser Präparate haben könnten. Deshalb sollten die Faserpräparate
auf das Vorhandensein von PCS untersucht werden.
Die Bestimmung estergebundener monomerer Phenolcarbonsäuren (PCS) und
Aldehyde wurde gemäß der in Kapitel 3.4.17 beschriebenen Methode im Institut für
Biochemie und Lebensmittelchemie der Universität Hamburg durchgeführt [90]. Da
sich in Vorversuchen herausgestellt hatte, dass sich in den löslichen Ballaststoff-
Fraktionen (lNSP) keine PCS nachweisen ließen, wurden die Analysen nur mit den
unlöslichen Ballaststoff-Fraktionen (uNSP) durchgeführt.
In den untersuchten uNSP-Proben ließen sich insgesamt nur vier phenolische
Substanzen identifizieren. Bei diesen handelte es sich um 4-Hydroxybenzaldehyd (4-
HBA), 4-Hydroxybenzoesäure (4-HBS), cis-Ferulasäure (cis-FS) und trans-Ferula-
säure (trans-FS). Die in den uNSP der verschiedenen Faserpräparate ermittelten
Gehalte dieser phenolischen Substanzen sind in Tabelle 30 zusammengefasst. Die
entsprechenden Chromatogramme befinden sich im Anhang (Abb. A39-A42).
Tab. 30. Gehalt an alkalisch extrahierbaren monomeren phenolischen Substanzen
in den uNSP-Fraktionen der Faserpräparate aus den Kotyledonen von
Markerbsen und Lupinen.
Markana
uNSP
Salout
uNSP
Albus
uNSP
Angustifolius
uNSP
Phenolische
Substanz [µg g-1 uNSP] [µg g-1 uNSP] [µg g-1 uNSP] [µg g-1 uNSP]
4-Hydroxy-
benzaldehyd 2,1 1,8 1,2 2,9
4-Hydroxy-
benzoesäure 1,0 1,3 n. n.1) n. n.1)
cis-Ferulasäure n. n.1) n. n.1) 2,5 4,0
trans-Ferulasäure n. n.1) n. n.1) 3,4 5,8
1) n. n. = nicht nachweisbar
Die Ergebnisse zeigen einen deutlichen Unterschied zwischen den uNSP aus den
Markerbsenfaserpräparaten und denen aus Lupinenfaserpräparaten. In den uNSP
aus den Markerbsenfaserpräparaten konnten lediglich die Substanzen 4-HBA und 4-
HBS in sehr geringen Mengen nachgewiesen werden. Da diese phenolischen
Komponenten jedoch nicht in der Lage sind, Dimere zu bilden und dadurch Querver-
4 Ergebnisse und Diskussion 87
netzungen zwischen Polysaccharid-Ketten auszubilden, kann somit für die uNSP aus
den Markerbsenfaserpräparaten eine Beeinflussung der physiko-chemischen Eigen-
schaften durch PCS von vornherein ausgeschlossen werden. Laut BUNZEL et al.
liegen alkalisch extrahierbare Aldehyde, wie der 4-Hydroxybenzaldehyd, in der
Zellwand vermutlich an stickstoffhaltige Gruppen gebunden vor, wie z. B. an Amino-
gruppen von Strukturproteinen [90]. Sie können jedoch auch mit ihrer phenolischen
Hydroxylgruppe über eine Esterbindung an Carboxylgruppen von sauren Zellwand-
komponenten, wie z. B. Galacturonsäure, gebunden sein.
In den uNSP aus den Lupinenfaserpräparaten konnte dagegen neben 4-HBA auch
das Vorhandensein von Ferulasäure nachgewiesen werden. Die Summe von cis-
und trans-Ferulasäure ergab bei dem Präparat Albus uNSP 6,5 µg/g und bei dem
Präparat Angustifolius uNSP 9,2 µg/g Ballaststoffmaterial.
Strukturuntersuchungen von SAULNIER ergaben, dass die FS in den Zellwänden der
Zuckerrübe in den neutralen Fraktionen der pektinartigen NSP vorliegen [104]. Sie ist
somit nicht an Polygalacturonsäure-Ketten gebunden, sondern an die Hauptketten
freier Arabinane und Galactane. Es ist zu vermuten, dass die in den uNSP der
Lupinenfaserpräparaten gefundene FS ebenfalls in dieser Art an freie Galactane
bzw. Arabinane gebunden vorliegt.
Insgesamt waren jedoch auch die in den Lupinen-uNSP nachgewiesenen Mengen
an FS sehr gering. Zum Vergleich sei angeführt, dass die in der Zuckerrübe
gefundene Menge an FS mit 1 % ungefähr das tausendfache der in den Lupinen-
uNSP ermittelten Menge an FS beträgt [104]. Auch die in den uNSP von Getreide
analysierten Mengen an FS sind um diesen Faktor größer [24].
Die hier ermittelten Resultate stimmen prinzipiell mit den Ergebnissen von PACKERT
überein, der das Vorhandensein von PCS in den Nahrungsfasern aus grünen
Erbsen, Sojabohnen und anderen Hülsenfrüchten analysierte [106]. Auch PACKERT
fand in der gesamten Erbse nur maximal 17 µg/g FS und 6 µg/g 4-HBS.
Da in den untersuchten Proben nur sehr kleine Mengen monomerer phenolischer
Substanzen ermittelt werden konnten, wurde angenommen, dass der Gehalt an
dimeren PCS noch kleiner sein würde und somit unterhalb der Nachweisgrenze für
solche Substanzen liegen würde. Diese Vermutung wurde durch eine Testanalyse
der Probe mit dem höchsten Gehalt an monomeren PCS (Angustifolius uNSP)
bestätigt. Da das dabei erhaltene Chromatogramm nicht auswertbar war, wird auf
eine Darstellung desselben verzichtet.
Aufgrund der dargestellten Ergebnisse ist davon auszugehen, dass das Vorhanden-
sein von monomeren estergebundenen PCS und Aldehyden keinen signifikanten
Einfluss auf die Ausbildung der physiko-chemischen Eigenschaften der untersuchten
Faserpräparate hat. Die uNSP-Fraktionen, insbesondere die aus den Lupinenfaser-
4 Ergebnisse und Diskussion 88
präparaten, enthalten zwar geringe Mengen an monomeren phenolischen
Substanzen, da jedoch keinerlei Dimere nachgewiesen werden konnten, ist eine
Bildung von Polysaccharid-Crosslinks durch Diferulasäure-Ester äußerst unwahr-
scheinlich.
4.6 Charakterisierung der Faserpräparate sowie der unlöslichen Nicht-
stärke-Polysaccharid-Fraktionen aus den Faserpräparaten mittels
Oszillationsrheometrie
Auf dem Gebiet der rheologischen Untersuchungen von Lebensmitteln sind in den
letzten Jahren Methoden entwickelt worden, um Informationen über die komplexen
Strukturbildungsmechanismen von Pflanzenpolysacchariden zu erhalten. Die
meisten ballaststoffartigen Substanzen besitzen in wässriger Dispersion visko-
elastische Eigenschaften. Mit Hilfe von Oszillationsmessungen ist es möglich, die
unterschiedlichen Anteile dieser Charakteristika zu untersuchen, um festzustellen, ob
bei einer Probe die viskosen oder die elastischen Eigenschaften überwiegen. Die
detaillierte Interpretation der Messergebnisse von Oszillationsmessungen liefert nicht
nur einen Beitrag zum Verständnis der Materialeigenschaften und der physiko-
chemischen Wechselwirkungen zwischen den Feststoffpartikeln der dispersen
Phase, sondern kann auch wichtige Hinweise für den Einsatz von Ballast-
stoffpräparaten in komplexen Lebensmittel-Formulierungen in Bezug auf die Stabilität
der hergestellten Produkte sowie ihre Texturmerkmale geben.
4.6.1 Untersuchung der viskoelastischen Eigenschaften der Faserpräpa-
rate aus Markerbsen- und Lupinen-Kotyledonen
Die Untersuchung der viskoelastischen Eigenschaften der Markerben- und Lupinen-
faserpräparate erfolgte mittels Oszillationsrheometrie gemäß der in Kap. 3.4.18
beschriebenen Methode. Eine kontinuierliche Erfassung der Strukturausbildung nach
der Rehydratisierung der Faserpräparate mit Hilfe einer Langzeitmessung (Time-
sweep) konnte nicht erfolgreich durchgeführt werden, da aufgrund von Quelleffekten
eine permanente Volumenerhöhung der Proben bewirkt wurde. Dies führte zum
Abgleiten der Proben vom Messkörper und damit zu nicht auswertbaren
Messverläufen. Um dennoch den zeitlichen Einfluss bei der Quellung in gewisser
Weise zu erfassen, wurden alle Proben jeweils einmal in vollständig gequollenem
Zustand (nach 18 h Quellzeit) und einmal nach kurzer Quellzeit (30 min) untersucht.
Im Allgemeinen erlauben Oszillationsmessungen die Charakterisierung einer Probe
bei verschiedenen mechanischen Belastungshöhen. Innerhalb des linear visko-
elastischen Bereichs ist es möglich, die native Struktur der Probe zu ermitteln. Der
linear viskoelastische Bereich (LVB) hängt von der Stabilität der untersuchten Probe
ab und muss zunächst mit Hilfe eines Amplitudensweeps bestimmt werden. Bei
gleichbleibender Messfrequenz ändert sich hier die Amplitude der aufgegebenen
Schwingung und damit die mechanische Belastung. Als linear viskoelastischer
4 Ergebnisse und Diskussion 89
Bereich wird der Bereich der Messkurve bezeichnet, in dem eine stabile Struktur der
untersuchten Dispersion vorliegt, d. h. der Speichermodul (G’) annähernd konstant
verläuft. Laut Definition ist im linear viskoelastischen Bereich ist ein Abfall des
Speichermoduls um maximal 10 % zulässig. Anhand der Messergebnisse des
Amplitudensweeps wird aus dem LVB eine geeignete kritische Amplitude (bzw.
kritische Schubspannung bei schubspannungsgesteuerten Rheometern) für den
darauf folgenden Frequenzsweep ausgewählt. Bei diesem zweiten Schritt der
Oszillationsmessung wird bei konstanter Amplitude bzw. Schubspannung die
Oszillationsfrequenz variiert und als Messantwort wiederum G’ und G’’ ermittelt.
Voraussetzung für die Vergleichbarkeit der Messergebnisse ist jedoch, dass alle
Messungen unter identischen Messparametern durchgeführt werden. Aus diesem
Grund wurden in Vorversuchen die Konzentrationen der anzusetzenden wässrigen
Dispersionen der Faserpräparate ermittelt, bei denen eine Untersuchung unter den
gleichen Messbedingungen möglich war. Die bei den Messungen eingesetzten
Konzentrationen sind in Tabelle 31 aufgeführt. Um die Messungen sicher durch-
führen zu können, musste bei den Dispersionen aus den Markerbsenfaserpräparaten
mit einer geringeren Konzentrationen gearbeitet werden als bei den
Lupinenfaserpräparaten.
Tab. 31. Konzentration der bei den Oszillationsmessungen eingesetzten wässrigen
Dispersionen der Faserpräparate aus den Kotyledonen von Markerbsen
und Lupinen.
Präparat Konzentration der wässrigen Dispersion [% TS]
Quellzeit 18 h Quellzeit 30 min
Markana-Präparat 5,0 7,5
Salout-Präparat 5,0 7,5
Albus-Präparat 7,5 10,0
Angustifolius-Präparat 10,0 10,0
4.6.1.1 Amplitudensweeps
Der erwartete linear viskoelastische Bereich für die untersuchten Dispersionen lag
bei einer Messfrequenz von 1 Hz im Bereich von Schubspannungsbelastungen unter
1000 Pa. Dementsprechend wurde bei den Messungen die Schubspannung im
linearen Modus von einem Anfangswert von 0,1 Pa auf einen Endwert von 1000 Pa
gesteigert. Die Messergebnisse der Amplitudensweeps der untersuchten Faser-
präparate nach 18 h Quellzeit sind in den Abbildungen 16 und 17 graphisch darge-
stellt.
4 Ergebnisse und Diskussion 90
10
100
1000
10000
0,1 1 10 100 1000
Schubspannung [Pa]
G', G'' [Pa]
G´ Markana-Präparat 5% [Pa]
G" Markana FF 5% [Pa]
G´ Salout FF 5% [Pa]
G" Salout FF 5% [Pa]
Abb. 16. Graphische Darstellung der Messergebnisse (G’ und G’’) der Amplituden-
sweeps der Dispersionen aus den Markerbsenfaserpräparaten nach 18 h
Quellzeit.
1
10
100
1000
0,1 1 10 100 1000
Schubspannung [Pa]
G', G'' [Pa]
G´ Albus-Präparat 7,5% TS
G" Albus-Präparat 7,5% TS
G´ Angustifolius-Präparat 10% TS
G" Angustifolius-Präparat 10% TS
Abb. 17. Graphische Darstellung der Messergebnisse (G’ und G’’) der Amplituden-
sweeps der Dispersionen aus den Lupinenfaserpräparaten nach 18 h
Quellzeit.
4 Ergebnisse und Diskussion 91
Anhand der Abbildung 16 wird deutlich, dass der linear viskoelastische Bereich für
die Markerbsenfaserpräparate bei Belastungen von ca. 20 Pa überschritten wurde.
Die Ursache der instabilen Messwerte zu Beginn der Amplitudensweep-Messungen
bei diesen Proben liegt darin, dass es infolge zu geringer Belastungshöhe nicht
möglich war, eine harmonische Schwingung auf die Probe aufzubringen.
Aus Abbildung 17 wird deutlich, dass der linear viskoelastische Bereich für das
Albus-Präparat bereits bei einer Belastung von ca. 10 Pa und für das Angustifolius-
Präparat sogar schon bei ca. 5 Pa überschritten wurde. Dies bedeutet, dass die
Dispersionen aus den Lupinenfaserpräparaten eine geringere Stabilität gegenüber
der ansteigenden Belastung besaßen als die aus den Markerbsenfaserpräparaten.
Bezüglich der Stabilität gegenüber der ansteigenden mechanischen Belastung ergab
sich für die vier Proben aufgrund der Messwerte die Rangfolge Markana-Präparat,
Salout-Präparat, Albus-Präparat und Angustifolius-Präparat.
Insgesamt zeigten alle vier Proben innerhalb des linear viskoelastischen Bereichs ein
dominant elastisches Verhalten, da der Speichermodul G’ größer war als der Verlust-
modul G’’.
Generell wird durch den Amplitudensweep ein Strukturabbau beider Moduli
bestimmt. Das bedeutet, dass durch das Messverfahren kein deimmobilisiertes
Wasser freigesetzt wird (G’’ würde dann ansteigen, G’ sinken), sondern generell die
Strukturierung (z. B. Punktkontakt oder Verhakung) aufgehoben wird. Es tritt also ein
Abbau der Homogenität des Materials ein. Ein weiterer wichtiger Kennwert für die
Auswertung oszillationsrheologischer Messungen ist der Verlustfaktor tan δ, der ein
Indikator für die Relation zwischen dissipierter und gespeicherter Energie ist. Er ist
definiert als Quotient aus Verlustmodul und Speichermodul und kann somit für jeden
Punkt der Messkurve berechnet werden. Definitionsgemäß liegt die stabilste Struktur
einer Dispersion an dem Punkt der Messkurve vor, wo der Wert für tan δ ein
Minimum (tan δmin) aufweist. Bei einer Steigerung der Schubspannung über diesen
Punkt (τkrit.) hinaus steigt der Verlustmodul an und übertrifft schließlich die Speicher-
modulkurve. Es kommt somit zur völligen Zerstörung der aufgebauten Struktur.
Die oben erwähnten Kennwerte, die anhand der Messkurven aus den Amplituden-
sweeps ermittelt wurden, sind in Tabelle 32 für die untersuchten Faserpräparate
zusammengefasst. Wie bereits erwähnt, wurden alle Messungen zusätzlich auch
nach einer kurzen Quellzeit von 30 min durchgeführt, um den zeitlichen Einfluss bei
der Quellung zu erfassen. Die Kennwerte aus den Ergebnissen dieser Messungen
sind ebenfalls in Tabelle 32 aufgeführt, die entsprechenden graphischen Dar-
stellungen befinden sich aus Gründen der Übersichtlichkeit im Anhang (Abb. A43-
A44).
Zunächst muss noch einmal darauf hingewiesen werden, dass beim Vergleich der
Messergebnisse zu berücksichtigen ist, dass die oszillationsrheometrische Unter-
4 Ergebnisse und Diskussion 92
suchung der vier Proben aus messtechnischen Gründen in unterschiedlichen
Konzentrationen durchgeführt werden musste. Es kann also zunächst festgestellt
werden, dass die Dispersionen der Lupinenfaserpräparate in weitaus höheren
Konzentrationen (Faktor 1,5-2,0) angesetzt werden mussten als die Dispersionen der
Markerbsenfaserpräparate, um überhaupt vergleichbare Messergebnisse zu er-
halten. Dieser Umstand ist dadurch begründet, dass die Dispersionen der Mark-
erbsenfaserpräparate in gleicher Konzentration eine weit höhere Viskosität und
Fließgrenze besaßen als die der Lupinenfaserpräparate, was bereits mit Hilfe der
rotationsrheologischen Untersuchungen festgestellt worden war (s. Kap. 4.2.2). Es
bedeutet jedoch nicht notwendigerweise, dass die komplexe Struktur der
verschiedenartigen Polysaccharide in wässriger Dispersion einen unterschiedlichen
Aufbau bezüglich der Anteile der elastischen und viskosen Komponente besitzt.
Tab. 32. Rheologische Kennwerte aus den Amplitudensweeps der bei den
Oszillationsmessungen eingesetzten wässrigen Dispersionen der
Faserpräparate aus den Kotyledonen von Markerbsen und Lupinen.
Quellzeit Präparat Konz. Grenzwert
des LVB
Crossover
G’/G’’
Punkt der stabilsten
Struktur der Dispersion
G’ τ tan δmin
[% TS] [Pa] [Pa] [Pa] [Pa] [ ]
18 h Markana-
Präparat 5,0 ca. 20 232 4603 17,9 0,13
Salout-
Präparat 5,0 ca. 20 122 2110 9,1 0,14
Albus-
Präparat 7,5 ca. 10 24 619 3,0 0,10
Angustifolius
-Präparat 10,0 ca. 5 11 412 1,6 0,15
30 min Markana-
Präparat 7,5 ca. 20 260 5110 22,6 0,14
Salout-
Präparat 7,5 ca. 20 149 3329 12,7 0,14
Albus-
Präparat 10,0 ca. 20 48 1533 8,2 0,10
Angustifolius
-Präparat 10,0 ca. 5 14 446 2,2 0,14
Beim Vergleich der Kennwerte fällt auf, dass die Schnittpunkte von Speicher- und
Verlustmodul für die Markerbsenfaserpräparate bei weit größeren Schubspannungen
4 Ergebnisse und Diskussion 93
lagen als für die Lupinenfaserpräparate. Das bedeutet, dass die Strukturen dieser
Dispersionen wesentlich stabiler gegenüber einer mechanischen Belastung waren
als die der Dispersionen der Lupinenfaserpräparate. Während es bei den
Dispersionen aus den Lupinenfaserpräparaten schon bei Belastungen von 24 bzw.
11 Pa zu einer völligen Strukturzerstörung kam, war dies bei den Dispersionen aus
den Markerbsenfaserpräparaten erst bei 232 bzw. 122 Pa der Fall. Die bei den
Amplitudensweeps erreichten absoluten Werte für G’ waren für die Markerbsen-
faserpräparate um etwa eine Zehnerpotenz größer als die für die Lupinen-
faserpräparate. Werden jedoch die Werte für den Verlustfaktor tan δ verglichen,
lagen alle vier untersuchten Dispersionen im gleichen Bereich. Dies bedeutet, dass
die Strukturierungsmechanismen der Dispersionen aller vier Präparate in etwa gleich
waren, aber Unterschiede im Festkörperverhalten vorlagen.
Beim Vergleich der nach den unterschiedlichen Quellzeiten ermittelten Kennwerte fiel
auf, dass die nach 30-minütiger Quellzeit erreichten Werte für alle untersuchten
Proben größer waren als die nach 18-stündiger Quellzeit. Offenbar war also die
Struktur der Polymere innerhalb der Dispersion bereits nach 30-minütiger Quellzeit
voll ausgebildet und besaß sogar eine größere Stabilität gegenüber ansteigender
mechanischer Belastung als nach 18 h Quellzeit. Dies wurde eventuell durch
Sekundäreffekte wie z.B. Phasensegregation infolge der bei der Quellung
auftretenden Veränderung der Kapillarendurchmesser hervorgerufen.
4.6.1.2 Frequenzsweeps
Beim zweiten Schritt von oszillationsrheometrischen Untersuchungen, dem
Frequenzsweep, wird bei konstanter Schubspannung die Oszillationsfrequenz variiert
und als Messantwort ebenfalls der Verlauf von Speicher- und Verlustmodul
aufgezeichnet. Anhand der Kurvenverläufe für G’ und G’’ lassen sich Informationen
über die Art der Vernetzung der Polymere innerhalb der wässrigen Dispersions-
struktur gewinnen. Die Messergebnisse der Frequenzsweeps für die Dispersionen
aus den untersuchten Faserpräparaten nach 18 h Quellzeit sind in den Abbildungen
18 und 19 graphisch dargestellt, die entsprechenden Ergebnisse für die
Untersuchungen nach kurzer Quellzeit befinden sich wiederum im Anhang
(Abb. A45-A46).
4 Ergebnisse und Diskussion 94
10
100
1000
10000
0,01 0,1 1 10 100
Frequenz [Hz]
G', G'' [Pa]
G´ Markana-Präparat 5% TS
G" Markana-Präparat 5% TS
G´ Salout-Präparat 5% TS
G" Salout-Präparat 5% TS
Abb. 18. Graphische Darstellung der Messergebnisse (G’ und G’’) der Frequenz-
sweeps der Dispersionen aus den Markerbsenfaserpräparaten nach 18 h
Quellzeit.
1
10
100
1000
10000
0,01 0,1 1 10 100
Frequenz [Hz]
G', G'' [Pa]
G´ Albus-Präparat 7,5% TS
G" Albus-Präparat 7,5% TS
G´ Angustifolius-Präparat 10% TS
G" Angustifolius-Präparat 10% TS
Abb. 19. Graphische Darstellung der Messergebnisse (G’ und G’’) der Frequenz-
sweeps der Dispersionen aus den Lupinenfaserpräparaten nach 18 h
Quellzeit.
Beim Vergleich der Ergebnisse wird deutlich, dass die Messwerte für den Speicher-
und Verlustmodul bei den Proben Markana-Präparat, Salout-Präparat und Albus-
Präparat ähnliche Kurvenverläufe besaßen. Innerhalb des angewendeten Frequenz-
4 Ergebnisse und Diskussion 95
bereichs war G’ größer als G’’, was die dominanten elastischen Eigenschaften der
untersuchten Dispersionen anzeigte und somit die Messergebnisse der Amplituden-
sweeps bestätigte. Beide Module stiegen über den angewendeten Frequenzbereich
nur geringfügig an, was bedeutet, dass hier aufgrund der Partikelgröße nur eine sehr
geringe Frequenzabhängigkeit vorhanden war. Der annähernd parallele Verlauf von
G’ und G’’ zeigte an, dass es sich hier um klassische Dispersionen mit Strukturen auf
Partikelbasis handelte. Es war keine Netzwerkstruktur wie bei einem Gel vorhanden,
sondern lediglich Teilvernetzungen und Verhakungen der Feststoffpartikel der
dispersen Phase untereinander aufgrund rauer Oberflächen und der gewählten
Einsatzkonzentration. Der parallele Verlauf der Kurven von G’ und G’’ über mehrere
Frequenzdekaden deutete außerdem auf eine breite Molekulargewichtsverteilung der
enthaltenen Polymere hin.
Die für das Angustifolius-Präparat ermittelten Messergebnisse unterschieden sich
deutlich von denen der anderen drei Proben. Hier wurde durch die Messkurve der
typische Aufbau einer Gelstruktur abgebildet. Der Aufbau des Speichermoduls auf
zwei Plateaustufen kennzeichnete das Vorliegen einer Substanz mit zwei
dominanten Molekulargewichtsfraktionen und einer engen Molekulargewichtsvertei-
lung. Sowohl G’ als auch G’’ stiegen mit zunehmender Oszillationsfrequenz stark an
und erreichten erst nach ihrem Schnittpunkt eine Art Plateaubereich. Diese Form des
Kurvenverlaufs deutet darauf hin, dass hier Strukturen auf molekularer Basis
vorhanden sind. Ob es sich dabei jedoch um klassische Netzwerkstrukturen wie bei
Gelen handelt, ist äußerst fraglich. Aufgrund der Kurvenverläufe von G’ und G’’ ist
eher anzunehmen, dass die beteiligten Polysaccharidmoleküle kleinere Molekular-
gewichte und eine engere Molekulargewichtsverteilung besitzen als die der anderen
drei Präparate. Vermutlich ist dies die Ursache dafür, dass die Polymere sich hier
innerhalb der Dispersion freier bewegen können und somit ein anderer Mechanismus
der interpartikulären Wechselwirkung innerhalb des dispersen Systems auftritt.
Beim Vergleich der Messergebnisse nach den unterschiedlichen Quellzeiten fällt auf,
dass sich zwar die absolut erreichten Messwerte für G´ und G“ voneinander
unterschieden, aber die Formen der Kurvenverläufe völlig identisch waren. Dies
bedeutet, dass die Dauer der Quellzeit offenbar keinen Einfluss auf die Art der
Vernetzung der Polymere innerhalb der wässrigen Dispersionsstruktur hatte.
4 Ergebnisse und Diskussion 96
4.6.2 Untersuchung der viskoelastischen Eigenschaften der unlöslichen
NSP-Fraktionen aus den Faserpräparaten
Mit Hilfe der Oszillationsmessungen an den aus den Faserpräparaten isolierten
unlöslichen NSP-Fraktionen sollte die Fragestellung untersucht werden, ob das
rheologische Verhalten der unterschiedlichen Faserpräparate allein durch die uNSP
bzw. deren komplexe Struktur in wässriger Dispersion bestimmt wird, oder ob auch
die anderen Komponenten, wie z.B. lNSP, Stärke und Protein, einen Einfluss darauf
haben. In diesem Fall müssten sich die hier ermittelten Ergebnisse von den in
Kapitel 4.6.1 bestimmten Charakteristika unterscheiden.
Die Untersuchungen wurden in Analogie zu den im vorangegangenen Kapitel
diskutierten Messungen nach zwei unterschiedlich langen Quellzeiten (18 h und
30 min) durchgeführt. Die genaue Vorgehensweise ist auch hier dem Kap. 3.4.18 zu
entnehmen.
Um die Messungen unter identischen Messparametern durchführen zu können,
mussten auch im Falle der uNSP-Fraktionen in Vorversuchen die einzusetzenden
Konzentrationen der wässrigen Dispersionen aus den unterschiedlichen Proben
ermittelt werden. Diese sind in Tabelle 33 aufgeführt.
Tab. 33. Konzentration der bei den Oszillationsmessungen eingesetzten wässrigen
Dispersionen der uNSP-Fraktionen der Faserpräparate aus den
Kotyledonen von Markerbsen und Lupinen.
Präparat Konzentration der wässrigen Dispersion [% TS]
Quellzeit 18 h Quellzeit 30 min
Markana uNSP 5,0 7,5
Salout uNSP 5,0 7,5
Albus uNSP 7,5 10,0
Angustifolius uNSP 7,5 10,0
4.6.2.1 Amplitudensweeps
Die Messergebnisse der Amplitudensweeps der untersuchten uNSP-Fraktionen nach
18 h Quellzeit sind in den Abbildungen 20 und 21 graphisch dargestellt.
Anhand der Messergebnisse zeigte sich auch hier, dass alle vier untersuchten
Proben innerhalb des linear viskoelastischen Bereichs ein dominant elastisches
Verhalten besaßen, da der Wert für den Speichermodul größer war als der des
Verlustmoduls.
4 Ergebnisse und Diskussion 97
10
100
1000
10000
0,1 1 10 100 1000
Schubspannung [Pa]
G', G'' [Pa]
G´ Markana uNSP 5% TS
G" Markana uNSP 5% TS
G´ Salout uNSP 5% TS
G" Salout uNSP 5% TS
Abb. 20. Graphische Darstellung der Messergebnisse (G’ und G’’) der Amplituden-
sweeps der Dispersionen aus den uNSP-Fraktionen der Markerbsenfaser-
präparate nach18 h Quellzeit.
0,1
1
10
100
1000
10000
0,1 1 10 100 1000
Schubspannung [Pa]
G', G'' [Pa]
G´ Albus uNSP 7,5% TS
G" Albus uNSP 7,5% TS
G´ Angustifolius uNSP 7,5% TS
G" Angustifolius uNSP 7,5% TS
Abb. 21. Graphische Darstellung der Messergebnisse (G’ und G’’) der Amplituden-
sweeps der Dispersionen aus den uNSP-Fraktionen der Lupinenfaser-
präparate nach 18 h Quellzeit.
Weiterhin fiel auf, dass die Kurvenverläufe für G’ und G’’ bei den Präparaten
Markana uNSP, Albus uNSP und Angustifolius uNSP sehr ähnlich waren. Sowohl die
Werte für den Schnittpunkt von Speicher- und Verlustmodul als auch die absolut
4 Ergebnisse und Diskussion 98
ermittelten Werte für die beiden Module lagen bei diesen drei Proben relativ dicht
beieinander. Eine Ausnahme bildete hier das Präparat Salout uNSP, das eine weit-
aus stabilere Dispersionstruktur zu bilden schien. Bezüglich der Stabilität gegenüber
der ansteigenden mechanischen Belastung ergab sich für die vier uNSP-Fraktionen
aufgrund der Messwerte die Rangfolge Salout uNSP, Angustifolius uNSP, Markana
uNSP und Albus uNSP.
Die rheologischen Kennwerte, die anhand der Messkurven aus den Amplituden-
sweeps ermittelt wurden, sind in Tabelle 34 für die untersuchten uNSP-Fraktionen
zusammengefasst. Wie bei den Faserpräparaten wurden alle Messungen zusätzlich
auch nach einer Quellzeit von 30 min durchgeführt, um den zeitlichen Einfluss bei
der Quellung zu erfassen. Die Kennwerte aus den Ergebnissen dieser Messungen
sind ebenfalls in Tabelle 34 aufgeführt, die entsprechenden graphischen Dar-
stellungen befinden sich im Anhang (Abb. A47-A48).
Tab. 34. Rheologische Kennwerte aus den Amplitudensweeps der bei den
Oszillationsmessungen eingesetzten wässrigen Dispersionen der uNSP-
Fraktionen der Faserpräparate aus den Kotyledonen von Markerbsen und
Lupinen.
Quellzeit Präparat Konz. Grenzwert
des LVB
Crossover
G’/G’’
Punkt der stabilsten
Struktur der Dispersion
G’ τ tan δmin
[% TS] [Pa] [Pa] [Pa] [Pa] [ ]
18 h Markana
uNSP 5,0 ca. 20 47 1487 8,2 0,10
Salout
uNSP 5,0 ca. 50 129 3630 16,0 0,09
Albus uNSP 7,5 ca. 20 46 1620 8,1 0,09
Angustifolius
uNSP 7,5 ca. 20 65 1628 8,1 0,16
30 min Markana
uNSP 7,5 ca. 20 330 6899 35,7 0,10
Salout
uNSP 7,5 ca. 50 163 2998 22,7 0,11
Albus uNSP 10,0 ca. 50 143 5054 25,3 0,10
Angustifolius
uNSP 10,0 ca. 10 254 5531 31,8 0,17
4 Ergebnisse und Diskussion 99
Beim Vergleich der Ergebnisse nach 18 h Quellzeit wird deutlich, dass das Präparat
Salout uNSP in Bezug auf die ermittelten Kennwerte eine Sonderstellung einnimmt.
Während es bei den Dispersionen aus den anderen drei Proben schon bei
mechanischen Belastungen von 46-65 Pa zu einer völligen Zerstörung der Struktur
kam, war dies bei Salout uNSP erst bei 129 Pa der Fall. Auch der absolut erreichte
Wert für G’ ist hier ungefähr doppelt so groß wie bei den anderen drei Proben.
Der Vergleich der nach den unterschiedlichen Quellzeiten ermittelten Kennwerte
zeigte auch hier, dass die nach 30 min Quellzeit erreichten Werte für alle
untersuchten Proben größer waren als die nach 18-stündiger Quellzeit. Dies
bestätigte die Beobachtungen, die auch schon bei der Untersuchung der Faser-
präparate gemacht worden waren. Offenbar war also die Struktur der Polymere
innerhalb der Dispersion auch bei den rein unlöslichen Ballaststoff-Komponenten
bereits nach 30-minütiger Quellzeit voll ausgebildet und besaß sogar eine größere
Stabilität gegenüber ansteigender mechanischer Belastung als nach 18 h Quellzeit.
Auffällig ist jedoch die Tatsache, dass insbesondere bei den uNSP-Fraktionen aus
den beiden Lupinenfaserpräparaten nach kurzer Quellzeit sehr viel größere Kenn-
werte ermittelt wurden als nach 18-stündiger Quellzeit. Beispielsweise lagen hier die
Werte für den Speichermodul nach 30 min Quellzeit zwischen 5000 und 5600 Pa,
während sie nach 18 h Quellzeit nur noch ca. 1600 Pa betrugen. Dieses Verhalten
war bei den Lupinenfaserpräparaten nicht oder nur in sehr viel schwächerer
Ausprägung beobachtet worden. Die gleiche Beobachtung trifft interessanterweise
auch für das Präparat Markana uNSP zu, jedoch nicht für Salout uNSP. Somit
scheint sich hier ein Sortenunterschied in Bezug auf das rheologische Verhalten der
uNSP aus den beiden unterschiedlichen Markerbsenfaserpräparaten abzuzeichnen.
Offenbar bildeten die unlöslichen Ballaststoff-Komponenten aus dem Markana-
Präparat sowie auch aus den beiden Lupinenfaserpräparaten in wässriger Dispersion
innerhalb einer kurzen Quelldauer zunächst eine sehr stabile Struktur, die im Laufe
der folgenden 18 Stunden bis zu einem gewissen Grad wieder abgebaut wurde. Das
Präparat Salout uNSP dagegen baute seine komplexe Struktur in wässriger
Dispersion langsam auf und erreichte erst nach 18 h Quellzeit seine maximale
Stabilität.
4.6.2.2 Frequenzsweeps
Die Messergebnisse der Frequenzsweeps für die Dispersionen aus den untersuchten
uNSP-Fraktionen nach 18 h Quellzeit sind in den Abbildungen 22 und 23 graphisch
dargestellt, die entsprechenden Ergebnisse für die Untersuchungen nach 30-
minütiger Quellzeit befinden sich im Anhang (Abb. A49-A50).
4 Ergebnisse und Diskussion 100
10
100
1000
10000
0,01 0,1 1 10 100
Frequenz [Hz]
G', G'' [Pa]
G´ Markana uNSP 5% TS
G" Markana uNSP 5% TS
G´ Salout uNSP 5% TS
G" Salout uNSP 5% TS
Abb. 22. Graphische Darstellung der Messergebnisse (G’ und G’’) der Frequenz-
sweeps der Dispersionen aus den uNSP-Fraktionen der Markerbsenfaser-
präparate nach 18 h Quellzeit.
1
10
100
1000
10000
0,01 0,1 1 10 100
Frequenz [Hz]
G', G'' [Pa]
G´ Albus uNSP 7,5% TS
G" Albus uNSP 7,5% TS
G´ Angustifolius uNSP 7,5% TS
G" Angustifolius uNSP 7,5% TS
Abb. 23. Graphische Darstellung der Messergebnisse (G’ und G’’) der Frequenz-
sweeps der Dispersionen aus den uNSP-Fraktionen der Lupinenfaser-
präparate nach 18 h Quellzeit.
Innerhalb des untersuchten Frequenzbereichs zeigten alle vier uNSP-Präparate ein
dominant elastisches Verhalten, was die Ergebnisse der Amplitudensweeps be-
stätigte. Wie auch bei den Frequenzsweeps der Faserpräparate stiegen sowohl
4 Ergebnisse und Diskussion 101
Speicher- als auch Verlustmodul bis zu einer Messfrequenz von ca. 10 Hz nur
geringfügig an, d. h. es bestand lediglich eine geringe Frequenzabhängigkeit der
Dispersionsstabilität. Wie auch bei den Faserpräparaten zeigte der annähernd
parallele Verlauf von G’ und G’’ an, dass es sich um klassische Dispersionen mit
Strukturen auf Partikelbasis handelte, die lediglich durch Teilvernetzungen und
Verhakungen miteinander in Wechselwirkung treten. Weiterhin wurde auch hier ein
sprunghafter Anstieg der Speicher- und Verlustmodulkurven ab einer Messfrequenz
von ca. 10 Hz beobachtet. Das bedeutet, dass es sich bei allen vier Proben um
plastische Substanzen mit Fließgrenze handelt.
Auffällig war hier jedoch, dass im Gegensatz zu den Untersuchungsergebnissen der
Faserpräparate das Präparat Angustifolius uNSP keine Ausnahme bildete, sondern
annähernd das gleiche Verhalten zeigte wie das Präparat Albus uNSP. Dies deutet
darauf hin, dass zumindest bei dem Angustifolius-Präparat die viskoelastischen
Eigenschaften nicht von den uNSP allein, sondern in entscheidendem Maße auch
von den anderen Inhaltsstoffbestandteilen mitbestimmt werden.
Betrachtet man jedoch die Messergebnisse der Frequenzsweeps der Präparate
Albus uNSP und Albus-Präparat genauer, so werden auch hier Unterschiede deut-
lich. Zwar waren hier die Kurvenverläufe von G’ und G’’ ähnlich, aber die absoluten
Werte für den Speichermodul waren bei den unlöslichen Bestandteilen dieses
Präparates um fast eine Zehnerpotenz größer als bei dem ursprünglichen Faser-
präparat. Dies bedeutet, dass auch im Falle des Albus-Präparates die Feststoff-
eigenschaften in den reinen uNSP weit ausgeprägter waren als in dem Ausgangs-
präparat. Offenbar spielen also auch hier die übrigen Inhaltsstoffbestandteile, wie
z. B. lNSP und Protein, eine Rolle bei der Ausbildung der viskoelastischen Eigen-
schaften in wässriger Dispersion, wenn auch in weniger starkem Maße als bei dem
Angustifolius-Präparat.
Weiterhin fiel auf, dass auch die Messergebnisse der Frequenzsweeps der un-
löslichen Nichtstärke-Polysaccharide aus den beiden Markerbsenfaserpräparaten
sehr ähnlich waren. Demgegenüber waren bei den entsprechenden Untersuchungen
an den Ausgangspräparaten Markana-Präparat und Salout-Präparat weitaus größere
Unterschiede beobachtet worden. Offenbar ist hier also bezüglich der Struktur-
ausbildung in wässriger Dispersion ein Sortenunterschied vorhanden, der nicht durch
die Zusammensetzung oder rheologischen Eigenschaften der uNSP, sondern durch
die restlichen Inhaltsstoffbestandteile der Ballaststoffpräparate verursacht wurde.
Weiterhin ist bemerkenswert, dass dieser Sortenunterschied im Falle des Salout-
Präparates dazu führte, dass die Feststoffeigenschaften der unlöslichen Ballaststoff-
bestandteile etwas stärker ausgeprägt waren als die des ursprünglichen Faser-
präparates, da der Speichermodul der uNSP-Fraktion hier einen größeren Wert
hatte. Dies stimmte mit den Beobachtungen überein, die auch bei den beiden
Lupinenfaserpräparaten gemacht worden waren, allerdings in weniger starkem
Maße. Bei dem Markana-Präparat dagegen waren die elastischen Eigenschaften des
Gesamtpräparates stärker ausgeprägt als die der uNSP. Es ist deshalb anzu-
4 Ergebnisse und Diskussion 102
nehmen, dass hier die übrigen Inhaltsstoffbestandteile (lNSP, Stärke, Protein) in
einer Weise mit den uNSP zusammenwirkten, welche die elastischen Eigenschaften
und somit die Stabilität der Struktur des Präparates in wässriger Dispersion
unterstützten bzw. verstärkten.
Zusammenfassend kann festgestellt werden, dass die oszillationsrheometrischen
Messungen erfolgreich zur Untersuchung der viskoelastischen Eigenschaften der
rehydratisierten Faserpräparate und uNSP-Fraktionen genutzt werden konnten.
Insgesamt konnten alle untersuchten Präparate als klassische Dispersionen mit
dominant elastischen Strukturen auf Partikelbasis charakterisiert werden. Die
Teilvernetzungen und Verhakungen der Partikel beruhten auf physiko-chemischen
Wechselwirkungen der Feststoffpartikel untereinander, wie z. B. Punktkontakt bei
hoher Volumenkonzentration oder Verhakung rauer Oberflächen. Es wurden jedoch
keine chemischen Netzwerkstrukturen wie bei wirklichen Gelen gebildet.
Mit Hilfe der durchgeführten Untersuchungen konnten signifikante Unterschiede
bezüglich der Ausprägung der viskoelastischen Eigenschaften sowohl zwischen den
Faserpräparaten aus Markerbsen- und Lupinen-Kotyledonen im allgemeinen als
auch zwischen den verschiedenen Sorten von Markerbsen und Lupinen festgestellt
werden.
Die oszillationsrheologsichen Untersuchungen der aus den Faserpräparaten
isolierten uNSP-Fraktionen zeigten, dass für die Ausprägung der viskoelastischen
Eigenschaften der vier im Pilot-Maßstab hergestellten Faserpräparate nicht nur die
unlöslichen Nichtstärke-Polysaccharide verantwortlich waren, sondern offenbar auch
die übrigen Inhaltstoffbestandteile, die bei den unterschiedlichen Präparaten
zwischen 32 % und 38 % der Trockensubstanz ausmachten. Dabei schien bei den
Markerbsenfaserpräparaten in Bezug auf die Ausbildung einer stabilen Struktur in
wässriger Dispersion eine eher synergistische Wirkung zwischen den uNSP und den
lNSP vorhanden zu sein. Inwieweit auch die Anteile an Stärke und Protein eine Rolle
spielten, kann nicht mit Bestimmtheit gesagt werden.
Demgegenüber hatten die Lupinenfaserpräparate vermutlich durch eine andere
Polysaccharid-Spezies als Hauptkomponente ein völlig anderes rheologisches
Verhalten. Obwohl auch diese Faserpräparate gute Wasserbindungseigenschaften
besaßen, wirkten hier offenbar die unlöslichen und löslichen Polysaccharide eher
antagonistisch in Bezug auf die Herausbildung einer stabilen Struktur mit dominanter
Festkörperkomponente in wässriger Dispersion.
5 Zusammenfassung 103
5 Zusammenfassung
Die positiven ernährungsphysiologischen Wirkungen von Ballaststoffpräparaten sind
in den letzten Jahren Gegenstand vieler wissenschaftlicher Arbeiten gewesen [1,3-5].
Weiterhin ist bekannt, dass über Faserpräparate in Lebensmittel eingearbeitete
Nichtstärke-Polysaccharide (NSP) auch zur Ausprägung von Qualitätsmerkmalen
dienen, wie z. B. Textur und Mundgefühl [3-8]. Die unterstützende Wirkung von
Ballaststoffpräparaten zur Ausprägung dieser Merkmale beruht im Wesentlichen auf
ihrer Fähigkeit, unter Quellen Wasser zu binden. Die physiko-chemische Eigenschaft
der Wasserbindung von Ballaststoffen wird in entscheidendem Maße von der
chemischen Zusammensetzung und der Struktur der sie bildenden hochmolekularen
Nichtstärke-Polysaccharide beeinflusst.
Faserpräparate aus den Kotyledonen von Markerbsen und Lupinen werden bislang
noch nicht industriell hergestellt, jedoch konnte in Untersuchungen über die physiko-
chemischen Eigenschaften solcher Präparate bereits gezeigt werden, dass sie ein
hohes Wasserbinde- und Quellvermögen besitzen und in Wasser Dispersionen mit
einer hohen Scherstabilität bilden [9, 10]. Aus eigenen Vorarbeiten ist weiterhin
bekannt, dass sich die physiko-chemischen Eigenschaften von Faserpräparaten aus
den Kotyledonen von Lupinen zum Teil gravierend von denen aus Markerbsen-
kotyledonen unterscheiden, obwohl ihre stoffliche Zusammensetzung und ihre
botanische Herkunft sehr ähnlich ist. Diese Ergebnisse der bisher durchgeführten
Untersuchungen an Leguminosenfaserpräparaten legen den Schluss nahe, dass für
die Ausprägung ihrer physiko-chemischen Eigenschaften neben der chemischen
Zusammensetzung der Polysaccharide auch die molekulare Struktur, d. h. die
Molekülgröße, der Verzweigungsgrad und die Art der chemischen Verknüpfung der
Moleküle untereinander entscheidend ist.
Zielsetzung dieser Arbeit war es deshalb, mit Hilfe geeigneter Analysenmethoden
sowohl die monomeren Bestandteile der NSP in Faserpräparaten aus Markerbsen-
und Lupinenkotyledonen als auch ihre molekulare Suprastruktur zu untersuchen.
Diese Untersuchungen stellen das fehlende Bindeglied dar, um den Zusammenhang
zwischen der molekularen Struktur und den physiko-chemischen Eigenschaften
dieser Präparate herzustellen. Es fehlt an dieser Stelle an Grundlagenwissen, das
insbesondere auch deshalb geschaffen werden muss, um damit die Voraussetzung
sowohl für die gezielte Herstellung von Faserpräparaten aus Pflanzenmaterial zu
schaffen als auch ein besseres Verständnis dafür zu gewinnen, wie prozess-
technische Maßnahmen auf die funktionellen Eigenschaften von Faserpräparaten
wirken.
Die Bearbeitung der Aufgabenstellung wurde in drei Abschnitte untergliedert. Im
ersten Abschnitt wurden zunächst die zu untersuchenden Faserpräparate aus den
Kotyledonen zweier Markerbsen- und Lupinensorten im halbtechnischen Maßstab
hergestellt. Dabei erfolgte die Gewinnung der Faserpräparate aus den Kotyledonen
5 Zusammenfassung 104
der Markerbsensorten Markana und Salout nach dem von MEUSER et al.
entwickelten Verfahren zur Herstellung von Markerbsenstärke, bei dem die Faser-
fraktion neben Stärke und Protein als drittes Hauptprodukt anfällt [10, 30]. Die
Faserpräparate aus den Kotyledonen der Lupinensorten lupinus albus und lupinus
angustifolius wurden im Fraunhofer-Institut für Verfahrenstechnik und Verpackung
(IVV) in Freising mit Hilfe eines dort entwickelten mehrstufigen Extraktionsverfahrens
hergestellt [15].
Die Inhaltsstoffzusammensetzung der vier unterschiedlichen Präparate wurde an-
schließend analytisch bestimmt. Dabei wurde festgestellt, dass die beiden
Markerbsenfaserpräparate einen Gesamt-Ballaststoffgehalt von ca. 75 % besaßen.
Der Stärkegehalt im Endprodukt konnte auf 7,9 % (Markana-Präparat) bzw. 9,6 %
(Salout-Präparat) reduziert werden, der Proteingehalt beider Präparate betrug ca.
9 %. Die aus den Kotyledonen von Lupinen gewonnenen Faserpräparate besaßen
Gesamt-Ballaststoffgehalte von 86 % (Albus-Präparat) bzw. 80 % (Angustifolius-
Präparat) und Proteingehalte von 9,4 % (Albus-Präparat) bzw. 13,6 % (Angustifolius-
Präparat). Stärke ist in Lupinen nur in vernachlässigbar geringer Menge enthalten.
Die genauere Untersuchung der Zusammensetzung der Ballaststoff-Fraktion der
unterschiedlichen Präparate ergab, dass der Anteil an löslichen Ballaststoffen am
Gesamt-Ballaststoffgehalt bei den Lupinenfaserpräparaten mit 21 % bzw. 22 %
größer war als bei den Markerbsenfaserpräparaten (14 % bzw. 18 %). Mit Hilfe des
NDF-Verfahrens zur Charakterisierung der Zusammensetzung der Gesamt-
Ballaststoff-Fraktionen wurde weiterhin festgestellt, dass der Anteil an Cellulose und
Hemicellulosen an den Gesamtballaststoffen bei den Markerbsenfaserpräparaten mit
ca. 41 % weit größer war als bei den Lupinenfaserpräparaten (25 % bzw. 20 %) [72].
Wesentlich auffälliger war jedoch, dass die Summe der unlöslichen Ballaststoff-
komponenten und Lignin, wie sie mit der NDF-Methode bestimmt wurde, nicht mit der
Menge an unlöslichen Ballaststoffen übereinstimmte, wie sie nach der modifizierten
AOAC-Methode bestimmt wurde. Der Gehalt an unlöslichen Ballaststoffen nach der
AOAC-Methode war bei allen vier Präparaten weitaus größer als die Summe der
unlöslichen Bestandteile nach der NDF-Methode. Die beobachteten Differenzen
lagen bei den Markerbsenfaserpräparaten bei 20-24 %, bei den Lupinenfaser-
präparaten sogar bei 42-44 %. Die Ursache für diese Differenzen muss darin liegen,
dass während der Extraktion mit der ND-Lösung bestimmte Anteile der NSP in
Lösung gehen, die bei der Behandlung gemäß der AOAC-Methode in schwach
alkalischem Puffer nicht löslich sind und somit in den uNSP verbleiben. Laut Literatur
stellen die beobachteten Differenzen ein Maß für den Anteil an pektinartigen NSP
(pNSP) in den jeweiligen Faserpräparaten dar [92]. Diese Vermutungen konnten
durch weitere Untersuchungen bestätigt werden. Dabei stellte sich auch heraus,
dass die Lupinenfaserpräparate einen größeren Anteil an löslichem Pektin enthielten,
die Markerbsenfaserpräparate dagegen mehr unlösliches Pektin.
5 Zusammenfassung 105
Im Rahmen des ersten Abschnitts der Aufgabenstellung wurden außerdem aus-
gewählte Wasserbindungseigenschaften sowie rheologische Eigenschaften der
Präparate bestimmt.
Bezüglich der Wasserbindungseigenschaften wurde festgestellt, dass die Mark-
erbsenfaserpräparate ein größeres Kaltwasserquellvermögen (KWQ) und eine
größere Kaltwasserbindungskapazität (KWB) besaßen als die Lupinenfaser-
präparate. Das Kaltwasserrückhaltevermögen (KWRV), das sich auf die Wasser-
rückhaltung unter dem Einfluss einer physikalischen Beanspruchung bezieht, war
jedoch bei den Lupinenfaserpräparaten, insbesondere dem Angustifolius-Präparat
größer. Die Untersuchung der Kinetik der Wasserabsorption mit Hilfe der Kapillar-
saugmethode ergab, dass auch hier Unterschiede zwischen den Markerbsen- und
Lupinenfaserpräparaten vorhanden waren. Während nämlich die Wasserabsorption
der Lupinenfaserpräparate schon nach 50 bzw. 60 min zum Stillstand kam, war sie
bei den Markerbsenfaserpräparaten erst nach 140 min abgeschlossen. Diese
Tatsache lässt darauf schließen, dass hier unterschiedliche Mechanismen der
Wasseraufnahme vorhanden sind, die durch einen unterschiedlichen Aufbau oder
eine unterschiedliche stoffliche Zusammensetzung der Ballaststoff-Polysaccharide
begründet sein können.
Die Ergebnisse der rheologischen Untersuchungen mittels Rotationsmessungen
korrelierten mit diesen Beobachtungen. Sämtliche Präparate bildeten nach der
Rehydratisierung hochviskose Dispersionstrukturen aus, wobei die Dispersionen aus
den Markerbsenfaserpräparaten weitaus größere Fließgrenzen und Viskositäten
besaßen als die aus den Lupinenfaserpräparaten. Außerdem wurde festgestellt, dass
die Stabilität der Dispersionen aus den Markerbsenfaserpräparaten im Laufe der 90-
minütigen Quellzeit stark zunahm und ein Endpunkt dieser Zunahme oder eine
eventuelle Reversibilität der Viskositätsausbildung unter den gewählten Bedingungen
nicht zu ermitteln war. Offensichtlich ist in diesen Präparaten die Zusammensetzung
im Hinblick auf das Verhältnis zwischen uNSP, Stärke und Protein so ausgewogen,
dass die wasserbindenden und wasserrückhaltenden Eigenschaften der in diesen
Präparaten enthaltenen Polysaccharide dominierend wirken können.
Im zweiten Abschnitt erfolgte die präparative Fraktionierung der Faserpräparate in
Einzelkomponenten. Dabei wurden Methoden entwickelt, um die Präparate auf-
zureinigen und in Einzelfraktionen zu zerlegen, um sie so für die Untersuchung der
Molekularstruktur vorzubereiten.
Zum Einen wurde eine Isolierung der in den verschiedenen Faserpräparaten
enthaltenen löslichen und unlöslichen Ballaststoffkomponenten in Anlehnung an die
modifizierte AOAC-Methode zur Bestimmung der Ballaststoffe im präparativen
Maßstab durchgeführt [64], zum Anderen erfolgte eine sequentielle Extraktion der
pektinartigen NSP und Hemicellulosen mit Hilfe chelatisierender Agenzien im
präparativen Maßstab in Anlehnung an aus der Literatur bekannte Methoden
5 Zusammenfassung 106
[39, 65]. Ziel dieser Untersuchungen war es, Aufschluss darüber zu erhalten, wie viel
und welche der in den lNSP und uNSP gefundenen Polysaccharid-Spezies in den
Seitenketten des Pektins gebunden sind bzw. welche Anteile als freie Polysaccharide
unter Umständen in der Hemicellulose-Fraktion vorliegen. Da sich in den voraus-
gegangenen Untersuchungen herausgestellt hatte, dass es zwischen den beiden
Markerbsenfaserpräparaten und auch den beiden Lupinenfaserpräparaten bezüglich
der Monosaccharid-Zusammmensetzung keine gravierenden Sortenunterschiede
gab, wurde die sehr arbeitsaufwendige sequentielle Extraktion der pNSP und
Hermicellulosen jeweils nur bei einem Markerbsenfaserpräparat (Markana-Präparat)
und einem Lupinenfaserpräparat (Albus-Präparat) durchgeführt.
Im dritten Abschnitt erfolgte die Untersuchung der Molekularstruktur der isolierten
Polysaccharid-Fraktionen, die den zentralen Teil der Aufgabenstellung darstellte.
Dies geschah unter Einsatz neuer Analysentechniken, die für den Fortschritt auf dem
Gebiet der Polysaccharid-Analytik in den letzten Jahren eine entscheidende Rolle
gespielt haben.
Als erstes wurde die Zusammensetzung der Polysaccharide im Hinblick auf ihre
Monomere mittels HPAE-PED-Chromatographie untersucht. Dabei wurde fest-
gestellt, dass die lNSP der beiden Markerbsenfaserpräparate in erster Linie aus
arabinose- und mannosehaltigen Oligo- und Polysacchariden bestanden. Arabinose
und Mannose machten zusammen ca. 70 % der im Abbaugemisch der lNSP
enthaltenen Monosaccharide aus. Weiterhin ließ die Anwesenheit von Galacturon-
säure und Rhamnose auf das Vorhandensein von Pektin schließen, wobei an-
zunehmen war, dass zumindest ein Teil der in den lNSP der Markerbsenfaser-
präparate gefundenen Arabinose und Galactose in den Seitenketten des Pektins
gebunden vorlag.
Bei den löslichen Ballaststoffen aus den Lupinenfaserpräparaten war die Galactose
mit 79 % (Albus-Präparat) bzw. 69 % (Angustifolius-Präparat) das vorherrschende
Monosaccharid. An zweiter und dritter Stelle folgten mit weitem Abstand Arabinose
und Mannose. Vermutlich lag hier ein großer Teil der gefundenen Monosaccharide in
Form von Galactomannanen vor, die in nicht-stärkehaltigen Leguminosen, wie z. B.
Lupinen, als Zellwandpolysaccharide vorkommen und gleichzeitig auch als Reserve-
polysaccharide dienen [39]. Auch bei den lNSP der Lupinenfaserpräparate ließ die
Anwesenheit von Galacturonsäure und Rhamnose auf die Anwesenheit von Pektin
schließen, allerdings in weitaus geringeren Mengen als bei den lNSP aus Mark-
erbsen. Aufgrund des sehr hohen Galactosegehaltes der Lupinen-lNSP insgesamt ist
es wahrscheinlich, dass das Pektin hier einen beträchtlichen Anteil an Galactosyl-
Seitenketten enthielt. Außerdem kamen sicherlich auch freie Galactane vor.
Die uNSP der beiden Markerbsenfaserpräparate bestanden in erster Linie aus
arabinose- und glucosehaltigen Polysacchariden. Die Arabinose machte hier mit
44 % (Markana-Präparat) bzw. 48 % (Salout-Präparat) fast die Hälfte der im
5 Zusammenfassung 107
Abbaugemisch enthaltenen Monosaccharide aus, der Anteil an Glucose betrug 28 %
bzw. 26 %. Der große Glucosegehalt der Präparate war im Zusammenhang mit der
Anwesenheit von jeweils ca. 7 % Xylose sicherlich zum Teil auf die Existenz von
Xyloglucanen zurückzuführen, ein weiterer Teil der Glucose lag in Form von
resistenter Stärke vor. Weiterhin enthielten die uNSP der Markerbsenfaserpräparate
9-10 % Galacturonsäure und ca. 2 % Rhamnose, was auf einen signifikanten Anteil
an pektinartigen Polysacchariden schließen ließ, die zum einen als freie Poly-
galacturonsäuren und zum anderen in Form von Rhamnogalacturonanen existieren.
Der Hauptanteil der in den uNSP aus den Markerbsenfaserpräparaten vor-
kommenden Polysaccharide wurde jedoch von arabinosehaltigen Spezies gebildet,
denen - im Zusammenwirken mit den anderen pNSP und den reinen Pektinen –
höchstwahrscheinlich das große Kaltwasserquell- und -bindevermögen der
Markerbsenfaserpräparate und die mit der Quellzeit zunehmende Viskosität und
Scherstabilität der aus ihnen erhaltenen Dispersionen zuzuschreiben sind.
Im Gegensatz zu den Markerbsenfaserpräparaten waren bei den Lupinenfaser-
präparaten die Monosaccharid-Zusammensetzungen der uNSP und lNSP relativ
ähnlich. Die jeweiligen Gehalte an Galactose und Arabinose waren annähernd
gleich, lediglich der Anteil an Mannose war in den lNSP größer, während der
Glucosegehalt in den uNSP größer war. Der größere Gehalt an Mannose in den
löslichen Fraktionen lässt sich wie bei den Markerbsenfaserpräparaten durch die
Anwesenheit von Glucomannanen erklären. Die Glucose in den uNSP stammt
wahrscheinlich aus Galacto-Xyloglucanen. Diese Ergebnisse stimmen prinzipiell mit
den Erkenntnissen von DANDANELL und AMAN überein, die die Gesamt-
Polysaccharid-Fraktion von Lupinenkotyledonen untersuchten [52].
Zusammenfassend lässt sich feststellen, dass die Monosaccharid-Zusammen-
setzung der löslichen und unlöslichen Ballaststoff-Fraktion bei den Markerbsen-
faserpräparaten signifikante Unterschiede aufweist, während die Polysaccharide der
löslichen und unlöslichen Fraktion der Lupinenfaserpräparate offenbar ähnlich
aufgebaut sind. Es kann also angenommen werden, dass es sich um gleich
zusammengesetzte Polysaccharide handelt, deren Löslichkeitsverhalten lediglich
durch die Molekülgröße bzw. unterschiedlich starke Vernetzung der Makromoleküle
untereinander verursacht wird.
Zusätzlich zu den löslichen und unlöslichen Ballaststoff-Fraktionen aus den Faser-
präparaten wurden auch die entsprechenden Fraktionen aus den jeweiligen Roh-
stoffen präparativ isoliert und deren Monosaccharid-Zusammensetzung mittels
HPAE-PED-Chromatographie untersucht. Dadurch sollte festgestellt werden, ob
durch das jeweilige Herstellungsverfahren der Faserpräparate die Zusammen-
setzung der Ballaststoffkomponenten verändert wird. Es wurde angenommen, dass
aufgrund der wässrigen Herstellungsverfahren der Präparate bestimmte Anteile der
löslichen Ballaststoffe ausgewaschen wurden. Tatsächlich wurde festgestellt, dass
bei der Gewinnung von Faserpräparaten aus Markerbsen und Lupinen mit Hilfe der
5 Zusammenfassung 108
angewendeten nasstechnischen Verfahren ein Teil der löslichen Ballaststoff-Fraktion
durch Auswaschen verloren ging. Der ausgewaschene Anteil setzte sich bei den
Markerbsenfaserpräparaten hauptsächlich aus galactose- und glucosehaltigen
Polysacchariden zusammen, während er bei den Lupinenfaserpräparaten aus
arabinose-, mannose- und glucosehaltigen Polysacchariden bestand. Demgegen-
über konnte gezeigt werden, dass die Monosaccharid-Zusammensetzung der in den
uNSP von Markerbsen- und Lupinenkotyledonen vorkommenden Polysaccharide
durch die jeweiligen Herstellungsverfahren der Faserpräparate nicht beeinflusst
wurde.
Die Ergebnisse der sequentiellen Extraktion pektinartiger Polysaccharide und
Hemicellulosen ergaben zunächst, dass mit den im Rahmen dieser Arbeit durch-
geführten Versuchen aus den beiden untersuchten Präparaten nur relativ geringe
Anteile der insgesamt eingesetzten Ballaststoffmenge extrahiert werden konnten.
Der in den Extraktionsrückständen verbliebene unlösliche Anteil war mit 73 % bei
dem Markana-Präparat und 59 % bei dem Angustifolius-Präparat jeweils sehr groß.
Zum Vergleich sei erwähnt, dass bei Untersuchungen von SELVENDRAN et al. an
Zellwandmaterialien aus Kartoffeln der Anteil des unlöslichen Rückstandes nach der
sequentiellen Extraktion nur 32 % betrug [39].
Die bei der Untersuchung der Monosaccharid-Zusammensetzung der Pektinextrakte
erzielten Ergebnisse stimmten prinzipiell mit denen der lNSP- und uNSP-Fraktionen
überein und deuteten ebenfalls darauf hin, dass die in den Kotyledonen von Lupinen
vorkommenden Nichtstärke-Polysaccharide eine relativ einheitliche Monosaccharid-
Zusammensetzung besitzen. In allen fünf Extrakten war die Galactose mit 63-76 %
das vorherrschende Monosaccharid, an zweiter Stelle folgte jeweils die Arabinose
mit 11-20 %. Deshalb wird das unterschiedliche Löslichkeitsverhalten der in den ver-
schiedenen Extrakten enthaltenen Polysaccharide entweder auf eine unterschiedlich
starke Verzweigung der Polymere oder auf unterschiedliche Molekülgrößen zurück-
geführt.
Im Gegensatz dazu besaßen die Polysaccharide der verschiedenen Extrakte aus
dem Markana-Präparat unterschiedliche Monosaccharid-Zusammensetzungen, d. h.
die einzelnen Zellwandbestandteile bestanden hier offenbar aus unterschiedlichen
Arten von Polymeren. Die Unterschiede bezüglich der Löslichkeit der einzelnen Poly-
saccharid-Fraktionen können folglich darauf zurückzuführen sein, dass es sich um
chemisch verschiedene Substanzen handelt. Insbesondere wurde festgestellt, dass
die Sekundärwände der Zellen aus Markerbsen-Kotyledonen zu einem sehr großen
Teil nur aus Galacturonsäure bestehen, da der Gehalt an Galacturonsäure in
demjenigen Extrakt, der laut Literatur die löslichen Pektine und pektinartigen
Polysaccharide aus der Sekundärwand enthält, mit 42 % außergewöhnlich groß war
[39].
5 Zusammenfassung 109
Weiterhin wurden die Molekulargewichtsverteilungen der löslichen Polysaccharid-
Fraktionen mit Hilfe der HP-SEC/MALLS-Chromatographie untersucht. Die Mole-
kulargewichte der unlöslichen Ballaststoffkomponenten konnten aufgrund bisher
noch fehlender analytischer Verfahren nicht ermittelt werden. Es konnte bisher noch
kein geeignetes Verfahren entwickelt werden, mit dem die isolierten uNSP-
Fraktionen der vier Faserpräparate vollständig in Lösung gebracht werden konnten.
Als Voraussetzung für eine Trennung und Detektion der Moleküle mit Hilfe der
vorhandenen Analysentechnik ist es jedoch notwendig, dass das Probenmaterial
vollständig gelöst und in so hoher Verdünnung vorliegt, dass die Moleküle sich nicht
gegenseitig beeinflussen.
Die rein qualitative Auswertung der HP-SEC/MALLS-Chromatogramme der löslichen
Ballaststoff-Fraktionen aus den verschiedenen Faserpräparaten ergab zunächst,
dass die lNSP aus den Markerbsenfaserpräparaten aus drei verschiedenen Arten
von Polysacchariden mit unterschiedlichen mittleren Molekulargewichten bestehen,
die durch drei Peakmaxima innerhalb der Chromatogramme repräsentiert wurden.
Bei der Untersuchung der lNSP aus den beiden Lupinenfaserpräparaten stellte sich
heraus, dass die hier vorhandenen Polysaccharide, im Gegensatz zu den ent-
sprechenden Präparaten aus Markerbsen, relativ homogen aufgebaut sind, weil in
den Lichtstreuchromatogrammen jeweils nur ein großer Peak detektiert wurde. Diese
Ergebnisse korrelieren mit den Resultaten der Untersuchung der Monosaccharid-
Zusammensetzung der lNSP aus den Lupinenfaserpräparaten.
Außerdem wurden mit Hilfe der Software ASTRA nach manueller Festlegung einer
Basislinie und des Peakbereichs aus den HP-SEC/MALLS-Chromatogrammen
verschiedene Mittelwerte für die Molekulargewichte sowie die Polydispersitäten der
untersuchten lNSP-Fraktionen errechnet. Dabei stellte sich heraus, dass die
Gewichtsmittelwerte sowie auch die Polydispersitäten für die beiden lNSP-Proben
aus den Lupinenfaserpräparaten sehr ähnlich waren. Zwischen lNSP-Fraktionen aus
den Markerbsenfaserpräparaten dagegen waren deutliche Unterschiede zu er-
kennen. Das Gewichtsmittel Mw war bei den löslichen Ballaststoffen aus dem
Markana-Präparat mit 3,95 x 106 Dalton fast viermal so groß wie bei den löslichen
Ballaststoffen aus dem Salout-Präparat (1,11 x 106 Dalton).
Zusammenfassend lässt sich anhand der Ergebnisse feststellen, dass die Moleküle
der lNSP aus den Markerbsenfaserpräparaten vermutlich einen sehr breiten
Molekulargewichtsbereich abdeckten, während die lNSP-Moleküle aus den Lupinen-
faserpräparaten enger verteilt waren.
Phenolische Carbonsäuren (PCS) stellen in Ballaststoffen zwar nur eine Minor-
komponente dar, es ist jedoch bekannt, dass sie aufgrund ihrer Eigenschaft, Quer-
vernetzungen zwischen Polysaccharid-Ketten auszubilden, großen Einfluss auf die
physiko-chemischen Eigenschaften verschiedener Ballaststoffkomponenten haben
können [24]. Aus diesem Grund wurde im Rahmen der vorliegenden Arbeit auch das
5 Zusammenfassung 110
Vorhandensein solcher PCS mittels Hochleistungsflüssigkeitschromatographie unter-
sucht. Aufgrund der ermittelten Ergebnisse ist allerdings davon auszugehen, dass
das Vorhandensein von monomeren, estergebundenen PCS und Aldehyden keinen
signifikanten Einfluss auf die Ausbildung der physiko-chemischen Eigenschaften der
untersuchten Faserpräparate hat. Die Präparate, insbesondere die aus Lupinen,
enthielten zwar geringe Mengen an monomerer Ferulasäure, da jedoch keinerlei
Dimere nachgewiesen werden konnten, ist eine Bildung von Polysaccharid-
Quervernetzungen durch Diferulasäure-Ester äußerst unwahrscheinlich.
Schließlich wurden an den Faserpräparaten sowie an den daraus isolierten uNSP-
Fraktionen oszillationsrheometrische Messungen durchgeführt, um Informationen
über die viskoelastischen Eigenschaften und die komplexe Struktur der Poly-
saccharide in wässriger Dispersion zu erhalten. Dabei konnten fast alle untersuchten
Präparate als klassische Dispersionen mit dominant elastischen Strukturen auf
Partikelbasis charakterisiert werden. Aufgrund der Messergebnisse ist davon
auszugehen, dass die Teilvernetzungen und Verhakungen der Partikel auf physiko-
chemischen Wechselwirkungen der Feststoffpartikel untereinander beruhen, jedoch
keine chemischen Netzwerkstrukturen wie bei wirklichen Gelen gebildet werden.
Eine Ausnahme bildete in dieser Beziehung das Angustifolius-Präparat, das bei
niedrigen Messfrequenzen (< 0,8 Hz) überwiegend viskose Eigenschaften besaß.
Mit Hilfe der durchgeführten Untersuchungen konnten signifikante Unterschiede
bezüglich der Ausprägung der viskoelastischen Eigenschaften sowohl zwischen den
Markerbsen- und Lupinenfaserpräparaten im Allgemeinen als auch zwischen den
zwei verschiedenen Sorten von Markerbsen und Lupinen festgestellt werden. So
zeigte sich z. B., dass die Dispersionen aus den Markerbsenfaserpräparaten eine
höhere Stabilität gegenüber einer ansteigenden mechanischen Belastung besaßen
als die der Lupinenfaserpräparate. Somit wurden auch die stabilsten Dispersions-
strukturen bei den Markerbsenfaserpräparaten erst bei höheren Schubspannungen
erreicht als bei den Lupinenfaserpräparaten. Die bei den Amplitudensweeps
erreichten absoluten Werte für den Speichermodul G’ waren für die Markerbsen-
faserpräparate um etwa eine Zehnerpotenz größer als die für die Lupinenfaser-
präparate.
Die oszillationsrheologsichen Untersuchungen der aus den Faserpräparaten
isolierten uNSP-Fraktionen zeigten, dass für die Ausprägung der viskoelastischen
Eigenschaften der vier im Pilot-Maßstab hergestellten Faserpräparate nicht nur die
unlöslichen Nichtstärke-Polysaccharide verantwortlich sind, sondern offenbar auch
die übrigen Inhaltstoffbestandteile, die bei den unterschiedlichen Präparaten
zwischen 32 % und 38 % der Trockensubstanz ausmachten. Dabei scheint bei den
Markerbsenfaserpräparaten in Bezug auf die Ausbildung einer stabilen Struktur in
wässriger Dispersion eine eher synergistische Wirkung zwischen den uNSP und den
lNSP vorhanden gewesen zu sein. Inwieweit auch die Anteile an Stärke und Protein
eine Rolle spielten, kann hier nicht mit Bestimmtheit gesagt werden.
5 Zusammenfassung 111
Demgegenüber zeigten die Lupinenfaserpräparate ein völlig anderes rheologisches
Verhalten als die Markerbsenfaserpräparate. Obwohl auch diese Faserpräparate
gute Wasserbindungseigenschaften besaßen, wirkten hier offenbar die unlöslichen
und löslichen Polysaccharide eher antagonistisch in Bezug auf die Herausbildung
einer stabilen Struktur mit dominanter Festkörperkomponente in wässriger
Dispersion.
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7 Anhang 121
7 Anhang
7.1 Tabellen
Tab. A1. Gehalt der Monosaccharide im Abbaugemisch nach dem TFE-hydro-
lytischen Abbau der lNSP in den Faserpräparaten.
Markana-
Präparat
Salout-
Präparat
Albus-
Präparat
Angustifolius-
Präparat
Monosaccharid [mg g-1 BS] [mg g-1 BS] [mg g-1 BS] [mg g-1 BS]
F
ucose
0,9
0,8
0,
4
0,
2
A
rabinose 110
,
9 146
,
441
,
633
,
1
Rhamnose 5
,
3 6
,
36
,
17
,
0
Galactose 35
,
7 35
,
8 243
,
5 333
,
3
Glucose 21
,
8 14
,
57
,
15
,
4
X
y
lose 8
,
3 16
,
99
,
15
,
1
Mannose 116
,
0 67
,
429
,
922
,
2
Galacturonsäure 14
,
1 15
,
28
,
19
,
2
Glucuronsäure 7
,
6 6
,
14
,
63
,
1
Tab. A2. Gehalt der Monosaccharide im Abbaugemisch nach dem TFE-hydro-
lytischen Abbau der lNSP in den Rohstoffen (Markerbsen und entfettete
White Flakes aus Lupinen).
Markana Salout Lupinus albus
(White Flakes)
Lupinus
angustifolius
(White Flakes)
Monosaccharid [mg g-1 BS] [mg g-1 BS] [mg g-1 BS] [mg g-1 BS]
F
ucose
2
,8
2
,
41
,6
0,8
A
rabinose 92
,
2 84
,
834
,
524
,
9
Rhamnose n. n.1) n. n.1) n. n.1) n. n.1)
Galactose 159
,
7 142
,
1 132
,
5 102
,
3
Glucose 83
,
7 87
,
614
,
99
,
1
X
y
lose 14
,
2 12
,
24
,
83
,
8
Mannose 166
,
0 169
,
8 117
,
573
,
3
Galacturonsäure 33
,
3 26
,
52
,
93
,
1
Glucuronsäure 20
,
8 17
,
64
,
63
,
5
7 Anhang 122
Tab. A3. Gehalt der Monosaccharide im Abbaugemisch nach dem TFE-hydro-
lytischen Abbau der uNSP in den Faserpräparaten.
Markana-
Präparat
Salout-
Präparat
Albus-
Präparat
Angustifolius-
Präparat
Monosaccharid [mg g-1 BS] [mg g-1 BS] [mg g-1 BS] [mg g-1 BS]
F
ucose
21
,
4 2
3,
47
,
14
,8
A
rabinose 298
,
2 355
,
482
,
566
,
3
Rhamnose 14
,
1 14
,
3n.n.
1) n. n.1)
Galactose 33
,
3 29
,
2 386
,
9 392
,
5
Glucose 190
,
7 192
,
462
,
723
,
3
X
y
lose 48
,
6 47
,
632
,
923
,
3
Mannose 5
,
5 6
,
9n.n.
1) n. n.1)
Galacturonsäure 67
,
4 67
,
341
,
429
,
0
Glucuronsäure n. n.1) n. n.1) n. n.1) n. n.1)
1) n. n. = nicht nachweisbar
Tab. A4. Gehalt der Monosaccharide im Abbaugemisch nach dem TFE-hydro-
lytischen Abbau der uNSP in den Rohstoffen (Markerbsen und entfettete
White Flakes aus Lupinen).
Markana Salout Lupinus albus
(White Flakes)
Lupinus
angustifolius
(White Flakes)
Monosaccharid [mg g-1 BS] [mg g-1 BS] [mg g-1 BS] [mg g-1 BS]
F
ucose
1
5,3
1
9,0
9,
17
,8
A
rabinose 211
,
8 247
,
1 135
,
1 114
,
9
Rhamnose 13
,
1 14
,
4n.n.
1) n. n.1)
Galactose 29
,
7 34
,
3 588
,
4 505
,
9
Glucose 531
,
2 489
,
981
,
568
,
3
X
y
lose 112
,
3 101
,
046
,
040
,
0
Mannose 8
,
6 11
,
24
,
72
,
8
Galacturonsäure 73
,
6 75
,
055
,
81
,
5
Glucuronsäure 2
,
1 2
,
61
,
51
,
4
1) n. n. = nicht nachweisbar
7 Anhang 123
7.2 Abbildungen
0
100
200
300
400
500
600
700
800
900
0246810
Scherrate [1/s]
Schubspannung [Pa]
Quellzeit 30min
Quellzeit 60min
Quellzeit 90min
Abb. A1. Fließkurven des Markana-Präparates nach 30, 60 und 90 min Quellzeit.
0
100
200
300
400
500
600
024681
Scherrate [1/s]
Schubspannung [Pa]
0
Quellzeit 30min
Quellzeit 60min
Quellzeit 90min
Abb. A2. Fließkurven des Salout-Präparates nach 30, 60 und 90 min Quellzeit.
7 Anhang 124
0
20
40
60
80
100
120
140
160
02468
Scherrate [1/s]
Schubspannung [Pa]
10
Quellzeit 30 min
Quellzeit 60 min
Quellzeit 90min
Abb. A3. Fließkurven des Albus-Präparates nach 30, 60 und 90 min Quellzeit.
0
20
40
60
80
100
120
02468
Scherrate [1/s]
Schubspannung [Pa]
10
Quellzeit 30 min
Quellzeit 60 min
Quellzeit 90 min
Abb. A4. Fließkurven des Angustifolius-Präparates nach 30, 60 und 90min Quellzeit.
7 Anhang 125
Abb. A5. REM-Aufnahme des Markana-Präparates (Übersicht).
Abb. A6. REM-Aufnahme des Markana-Präparates (Detailansicht).
7 Anhang 126
Abb. A7. REM-Aufnahme des Salout-Präparates (Übersicht).
Abb. A8. REM-Aufnahme des Salout-Präparates (Detailansicht).
7 Anhang 127
Abb. A9. REM-Aufnahme des Albus-Präparates (Übersicht).
Abb. A10. REM-Aufnahme des Albus-Präparates (Detailansicht).
7 Anhang 128
Abb. A11. REM-Aufnahme des Angustifolius-Präparates (Übersicht).
Abb. A12. REM-Aufnahme des Angustifolius-Präparates (Detailansicht).
7 Anhang 129
50
200
300
450
0,0
10,0
20,0
30,0
40,0
50,0
60,0
70,0
80,0
nC
min
1 Fucose
2 Arabinose
3 Rhamnose
4 Galactose
5 Glucose
6 Xylose
7 Mannose
8 Galacturonsäure
9 Glucuronsäure
Abb. A13. HPAE-PED Chromatogramm des Monosaccharidgemisches aus den mit
TFE abgebauten lNSP des Markana-Präparates.
0
125
250
375
500
700
0,0
10,0
20,0
30,0
40,0
50,0
60,0
70,0
80,0
nC
min
1 Fucose
2 Arabinose
3 Rhamnose
4 Galactose
5 Glucose
6 Xylose
7 Mannose
8 Galacturonsäure
9 Glucuronsäure
Abb. A14. HPAE-PED Chromatogramm des Monosaccharidgemisches aus den mit
TFE abgebauten lNSP des Salout-Präparates.
7 Anhang 130
0
125
250
375
500
700
0,0
10,0
20,0
30,0
40,0
50,0
60,0
70,0
80,0
nC
min
1 Fucose
2 Arabinose
3 Rhamnose
4 Galactose
5 Glucose
6 Xylose
7 Mannose 8 Galacturonsäure
9 Glucuronsäure
Abb. A15. HPAE-PED Chromatogramm des Monosaccharidgemisches aus den mit
TFE abgebauten lNSP des Albus-Präparates.
0
200
400
600
900
0,0
10,0
20,0
30,0
40,0
50,0
60,0
70,0
80,0
nC
min
1 Fucose
2 Arabinose
3 Rhamnose
4 Galactose
5 Glucose
6 Xylose
7 Mannose
8 Ribose 9 Galacturonsäure
10 Glucuronsäure
Abb. A16. HPAE-PED Chromatogramm des Monosaccharidgemisches aus den mit
TFE abgebauten lNSP des Angustifolius-Präparates.
7 Anhang 131
50
200
300
400
500
0,0
10,0
20,0
30,0
40,0
50,0
60,0
70,0
80,0
nC
min
1 Fucose
2 Arabinose
3 Galactose
4
5 Glucose
6 Xylose
7 Mannose
8 Galacturonsäure
9 Glucuronsäure
Abb. A17. HPAE-PED Chromatogramm des Monosaccharidgemisches aus den mit
TFE abgebauten lNSP des Rohstoffes Markana.
50
200
300
400
500
0,0
10,0
20,0
30,0
40,0
50,0
60,0
70,0
80,0
nC
min
1 Fucose
2 Arabinose
3 Galactose
4
5 Glucose
6 Xylose
7 Mannose
8 Galacturonsäure
9 Glucuronsäure
Abb. A18. HPAE-PED Chromatogramm des Monosaccharidgemisches aus den mit
TFE abgebauten lNSP des Rohstoffes Salout.
7 Anhang 132
0
200
400
600
800
0,0
10,0
20,0
30,0
40,0
50,0
60,0
70,0
80,0
nC
min
1 Fucose
2 Arabinose
3 Galactose
4 Glucose
5 Xylose
6 Mannose
7 Galacturonsäure
8 Glucuronsäure
Abb. A19. HPAE-PED Chromatogramm des Monosaccharidgemisches aus den mit
TFE abgebauten lNSP des Rohstoffes Lupinus albus (White Flakes).
0
125
250
375
500
700
0,0
10,0
20,0
30,0
40,0
50,0
60,0
70,0
80,0
nC
min
1 Fucose
2 Arabinose
3 Galactose
4 Glucose
5 Xylose
6 Mannose
7 Galacturonsäure
8 Glucuronsäure
Abb. A20. HPAE-PED Chromatogramm des Monosaccharidgemisches aus den mit
TFE abgebauten lNSP des Rohstoffes Lupinus angustifolius (White
Flakes).
7 Anhang 133
0
200
400
600
800
1100
0,0
10,0
20,0
30,0
40,0
50,0
60,0
70,0
80,0
nC
min
1 Fucose
2 Arabinose
3 Rhamnose
4 Galactose
5 Glucose
6 Xylose
7 Mannose
8 Galacturonsäure
Abb. A21. HPAE-PED Chromatogramm des Monosaccharidgemisches aus den mit
TFE abgebauten uNSP des Markana-Präparates.
0
200
400
600
800
1100
0,0
10,0
20,0
30,0
40,0
50,0
60,0
70,0
80,0
nC
min
1 Fucose
2 Arabinose
3 Rhamnose
4 Galactose
5 Glucose
6 Xylose
7 Mannose
8 Galacturonsäure
Abb. A22. HPAE-PED Chromatogramm des Monosaccharidgemisches aus den mit
TFE abgebauten uNSP des Salout-Präparates.
7 Anhang 134
0
200
400
600
800
1100
0,0
10,0
20,0
30,0
40,0
50,0
60,0
70,0
80,0
nC
min
1 Fucose
2 Arabinose
3 Rhamnose
4 Glucose
5 Xylose 6 Galacturonsäure
Abb. A23. HPAE-PED Chromatogramm des Monosaccharidgemisches aus den mit
TFE abgebauten uNSP des Albus-Präparates.
0
200
400
600
800
1100
0,0
10,0
20,0
30,0
40,0
50,0
60,0
70,0
80,0
nC
min
1 Fucose
2 Arabinose
3 Rhamnose
4 Glucose
5 Xylose 6 Galacturonsäure
Abb. A24. HPAE-PED Chromatogramm des Monosaccharidgemisches aus den mit
TFE abgebauten uNSP des Angustifolius-Präparates.
7 Anhang 135
0
200
400
600
800
1100
0,0
10,0
20,0
30,0
40,0
50,0
60,0
70,0
80,0
nC
min
1 Fucose
2 Arabinose
3 Rhamnose
4 Galactose
5 Glucose
6 Xylose
7 Mannose
8 Galacturonsäure
9 Glucuronsäure
Abb. A25. HPAE-PED Chromatogramm des Monosaccharidgemisches aus den mit
TFE abgebauten uNSP des Rohstoffes Markana.
0
200
400
600
800
1110
0,0
10,0
20,0
30,0
40,0
50,0
60,0
70,0
80,0
nC
min
1 Fucose
2 Arabinose
3 Rhamnose
4 Galactose
5 Glucose
6 Xylose
7 Mannose
8 Galacturonsäure
9 Glucuronsäure
Abb. A26. HPAE-PED Chromatogramm des Monosaccharidgemisches aus den mit
TFE abgebauten uNSP des Rohstoffes Salout.
7 Anhang 136
0
200
400
600
800
1100
0,0
10,0
20,0
30,0
40,0
50,0
60,0
70,0
80,0
nC
min
1 Fucose
2 Arabinose
3 Galactose
4 Glucose
5 Xylose
6 Mannose
7 Galacturonsäure
8 Glucuronsäure
Abb. A27. HPAE-PED Chromatogramm des Monosaccharidgemisches aus den mit
TFE abgebauten uNSP des Rohstoffes Lupinus albus (White Flakes).
0
200
400
600
800
1100
0,0
10,0
20,0
30,0
40,0
50,0
60,0
70,0
80,0
nC
min
1 Fucose
2 Arabinose
3 Galactose
4 Glucose
5 Xylose
6 Mannose
7 Galacturonsäure
8 Glucuronsäure
Abb. A28. HPAE-PED Chromatogramm des Monosaccharidgemisches aus den mit
TFE abgebauten uNSP des Rohstoffes Lupinus angustifolius (White
Flakes).
7 Anhang 137
0
125
250
375
500
600
0,0 10,0 20,0 30,0 40,0 50,0 60,0 70,0 80,0
nC
min
1 Fucose
2 Arabinose
3 Galactose
4 Glucose
5 Xylose
6 Mannose 7 Galacturonsäure
Abb. A29. HPAE-PED Chromatogramm des Monosaccharidgemisches aus dem mit
TFE abgebauten Pektinextrakt BM des Markana-Präparates.
0
100
200
300
400
500
0,0 10,0 20,0 30,0 40,0 50,0 60,0 70,0 80,0
nC
min
1 Fucose
2 Arabinose
3 Rhamnose
4 Glucose
5 Xylose
6 Mannose
7 Galacturonsäure
Abb. A30. HPAE-PED Chromatogramm des Monosaccharidgemisches aus dem mit
TFE abgebauten Pektinextrakt CH des Markana-Präparates.
7 Anhang 138
0
200
400
600
800
1100
0,0 10,0 20,0 30,0 40,0 50,0 60,0 70,0 80,0
nC
min
1 Fucose
2 Arabinose
3 Rhamnose
4 Galactose
5 Glucose
6 Xylose
7 Mannose
8 Galacturonsäure
Abb. A31. HPAE-PED Chromatogramm des Monosaccharidgemisches aus dem mit
TFE abgebauten Pektinextrakt CO des Markana-Präparates.
0
100
200
300
400
500
0,0 10,0 20,0 30,0 40,0 50,0 60,0 70,0 80,0
nC
min
1 Fucose
2 Arabinose
3 Rhamnose
4 Galactose
5 Glucose
6 Xylose 7 Galacturonsäure
Abb. A32. HPAE-PED Chromatogramm des Monosaccharidgemisches aus dem mit
TFE abgebauten Pektinextrakt COA(1) des Markana-Präparates.
7 Anhang 139
0
100
200
300
400
0,0 10,0 20,0 30,0 40,0 50,0 60,0 70,0 80,0
nC
min
1 Fucose
2 Arabinose
3 Rhamnose
4 Galactose
5 Glucose
6 Xylose
7 Galacturonsäure
Abb. A33. HPAE-PED Chromatogramm des Monosaccharidgemisches aus dem mit
TFE abgebauten Pektinextrakt COA(2) des Markana-Präparates.
0
200
400
600
800
0,0 10,0 20,0 30,0 40,0 50,0 60,0 70,0 80,0
nC
min
1 Fucose
2 Arabinose
3 Galactose
4 Glucose
5 Xylose
6 Mannose
7 Galacturonsäure
Abb. A34. HPAE-PED Chromatogramm des Monosaccharidgemisches aus dem mit
TFE abgebauten Pektinextrakt BM des Albus-Präparates.
7 Anhang 140
0
125
250
375
500
600
0,0 10,0 20,0 30,0 40,0 50,0 60,0 70,0 80,0
nC
min
1 Fucose
2 Arabinose
3 Galactose
4 Glucose
5 Xylose
6 Mannose
7 Galacturonsäure
Abb. A35. HPAE-PED Chromatogramm des Monosaccharidgemisches aus dem mit
TFE abgebauten Pektinextrakt CH des Albus-Präparates.
0
125
250
375
500
600
0,0 10,0 20,0 30,0 40,0 50,0 60,0 70,0 80,0
nC
min
1 Fucose
2 Arabinose
3 Galactose
4 Glucose
5 Xylose
6 Mannose 7 Galacturonsäure
Abb. A36. HPAE-PED Chromatogramm des Monosaccharidgemisches aus dem mit
TFE abgebauten Pektinextrakt CO des Albus-Präparates.
7 Anhang 141
0
125
250
375
500
600
0,0 10,0 20,0 30,0 40,0 50,0 60,0 70,0 80,0
nC
min
1 Fucose
2 Arabinose
3 Galactose
4 Glucose
5 Xylose
6 Galacturonsäure
Abb. A37. HPAE-PED Chromatogramm des Monosaccharidgemisches aus dem mit
TFE abgebauten Pektinextrakt COA(1) des Albus-Präparates.
0
125
250
375
500
600
0,0 10,0 20,0 30,0 40,0 50,0 60,0 70,0 80,0
nC
min
1 Fucose
2 Arabinose
3 Galactose
4 Glucose
5 Xylose
6 Galacturonsäure
Abb. A38. HPAE-PED Chromatogramm des Monosaccharidgemisches aus dem mit
TFE abgebauten Pektinextrakt COA(2) des Albus-Präparates.
7 Anhang 142
1
2
3
1 – 4-Hydroxybenzoesäure
2 – 4-Hydroxybenzaldehyd
3 – ortho-Cumarsäure
Abb. A39. HPLC Chromatogramm der alkalisch extrahierbaren monomeren
phenolischen Substanzen aus den uNSP des Markana-Präparates.
1
2
3
1 – 4-Hydroxybenzoesäure
2 – 4-Hydroxybenzaldehyd
3 – ortho-Cumarsäure
Abb. A40. HPLC Chromatogramm der alkalisch extrahierbaren monomeren
phenolischen Substanzen aus den uNSP des Salout-Präparates.
7 Anhang 143
12
3
4
1 – 4-Hydroxybenzaldehyd
2 – trans-Ferulasäure
3 – cis-Ferulasäure
4 – ortho-Cumarsäure
Abb. A41. HPLC Chromatogramm der alkalisch extrahierbaren monomeren
phenolischen Substanzen aus den uNSP des Albus-Präparates.
1 2
3
4
1 – 4-Hydroxybenzaldehyd
2 – trans-Ferulasäure
3 – cis-Ferulasäure
4 – ortho-Cumarsäure
Abb. A42. HPLC Chromatogramm der alkalisch extrahierbaren monomeren
phenolischen Substanzen aus den uNSP des Angustifolius-Präparates.
7 Anhang 144
10
100
1000
10000
0,1 1 10 100 1000
Schubspannung [Pa]
G', G'' [Pa]
G' Markana-Präparat 7,5% TS
G'' Markana-Präparat 7,5% TS
G' Salout-Präparat 7,5% TS
G'' Salout-Präparat 7,5% TS
Abb. A43. Graphische Darstellung der Messergebnisse (G’ und G’’) der Amplituden-
sweeps der Dispersionen aus den Markerbsenfaserpräparaten nach
30min Quellzeit.
1
10
100
1000
10000
0,1 1 10 100 1000
Schubspannung [Pa]
G', G'' [Pa]
G´ lupinus albus 10% TS
G'' Albus-Präparat 10% TS
G'' Angustifolius-Präparat 10% TS
G'' Angustifolius-Präparat 10% TS
Abb. A44. Graphische Darstellung der Messergebnisse (G’ und G’’) der
Amplitudensweeps der Dispersionen aus den Lupinenfaserpräparaten
nach 30min Quellzeit.
7 Anhang 145
10
100
1000
10000
0,01 0,1 1 10 100
Frequenz [Hz]
G', G'' [Pa]
G' Markana-Präparat 7,5% TS
G'' Markana-Präparat 7,5% TS
G' Salout-Präparat 7,5% TS
G'' Salout-Präparat 7,5% TS
Abb. A45. Graphische Darstellung der Messergebnisse (G’ und G’’) der Frequenz-
sweeps der Dispersionen aus den Markerbsenfaserpräparaten nach
30 min Quellzeit.
1
10
100
1000
10000
0,01 0,1 1 10 100
Frequenz [Hz]
G', G'' [Pa]
G' Albus-Präparat 10% TS
G'' Albus-Präparat 10% TS
G' Angustifolius-Präparat 10% TS
G'' Angustifolius-Präparat 10% TS
Abb. A46. Graphische Darstellung der Messergebnisse (G’ und G’’) der Frequenz-
sweeps der Dispersionen aus den Lupinenfaserpräparaten nach 30 min
Quellzeit.
7 Anhang 146
10
100
1000
10000
0,1 1 10 100 1000
Schubspannung [Pa]
G', G'' [Pa]
G' Markana uNSP 7,5% TS
G'' Markana uNSP 7,5% TS
G' Salout uNSP 7,5% TS
G'' Salout uNSP 7,5% TS
Abb. A47. Graphische Darstellung der Messergebnisse (G‘ und G’’) der Ampli-
tudensweeps der Dispersionen aus den uNSP der Markerbsenfaser-
präparate nach 30 min Quellzeit.
1
10
100
1000
10000
0,1 1 10 100 1000
Schubspannung [Pa]
G', G'' [Pa]
G' Albus uNSP 10% TS
G'' Albus uNSP 10% TS
G' Angustifolius uNSP 10% TS
G'' Angustifolius uNSP 10% TS
Abb. A48. Graphische Darstellung der Messergebnisse (G’ und G’’) der Ampli-
tudensweeps der Dispersionen aus den uNSP der Lupinenfaser-
präparate nach 30 min Quellzeit.
7 Anhang 147
10
100
1000
10000
0,01 0,1 1 10 100
Frequenz [Hz]
G´, G" [Pa]
G´ Markana uNSP 7,5% TS
G" Markana uNSP 7,5% TS
G´ Salout uNSP 7,5% TS
G" Salout uNSP 7,5% TS
Abb. A49. Graphische Darstellung der Messergebnisse (G’ und G’’) der Frequenz-
sweeps der Dispersionen aus den uNSP der Markerbsenfaserpräparate
nach 30 min Quellzeit.
1
10
100
1000
10000
0,01 0,1 1 10 100
Frequenz [Hz]
G', G'' [Pa]
G' Albus uNSP 10% TS
G'' Albus uNSP 10% TS
G' Angustifolius uNSP 10% TS
G'' Angustifolius uNSP 10% TS
Abb. A50. Graphische Darstellung der Messergebnisse (G’ und G’’) der Frequenz-
sweeps der Dispersionen aus den uNSP der Lupinenfaserpräparate nach
30 min Quellzeit.
