Eficacia de la inducción hormonal, con distintas dosis de GnRHa, en reproductores de corvina (Argyrosomus regius) : efecto sobre la producción y la calidad de las puestas
Abstract
Máster Oficial en Cultivos Marinos. Trabajo presentado como requisito parcial para la obtención del Título de Máster Oficial en Cultivos Marinos, otorgado por la Universidad de Las Palmas de Gran Canaria (ULPGC), el Instituto Canario de Ciencias Marinas (ICCM), y el Centro Internacional de Altos Estudios Agronómicos Mediterráneos de Zaragoza (CIHEAM)
Full text
II MASTER OFICIAL EN CULTIVOS MARINOS Las Palmas de Gran Canaria, España 2011-2012 EFICACIA DE LA INDUCCIÓN HORMONAL, CON DISTINTAS DOSIS DE GnRHa, EN REPRODUCTORES DE CORVINA (Argyrosomus regius). EFECTO SOBRE LA PRODUCCIÓN Y LA CALIDAD DE LAS PUESTAS. CRISTINA SABATER PASCUAL TESIS PRESENTADA Y PUBLICAMENTE DEFENDIDA PARA LA OBTENCIÓN DEL TÍTULO DE MASTER OFICIAL EN CULTIVOS MARINOS Las Palmas de Gran Canaria a 15 de Junio del 2012.
II MASTER OFICIAL EN CULTIVOS MARINOS Organizado conjuntamente por la Universidad de Las Palmas de Gran Canaria (ULPGC), el Instituto Canario de Ciencias Marinas (Gobierno de Canarias) y el Centro Internacional de Altos Estudios Agronómicos Mediterráneos (CIHEAM), a través del Instituto Agronómico Mediterráneo de Zaragoza (IAMZ) EFICACIA DE LA INDUCCIÓN HORMONAL, CON DISTINTAS DOSIS DE GnRHa, EN REPRODUCTORES DE CORVINA (Argyrosomus regius). EFECTO SOBRE LA PRODUCCIÓN Y LA CALIDAD DE LAS PUESTAS. CRISTINA SABATER PASCUAL Trabajo realizado en el Instituto Canario de Ciéncias Marinas de Gran Canaria España, bajo la dirección del Dr. Hipolito FernándezPalacios Barber y de la Dra. Dominique Schuchardt Lenoir. Presentado como requisito parcial para la obtención del Título oficial de Máster Universitario en Cultivos Marinos otorgado por la Universidad de Las Palmas de Gran Canaria y del Diploma de Master of Science en Acuicultura otorgado por el Centro Internacional de Altos Estudios Agronómicos Mediterráneos (CIHEAM). Directores Autor Fdo. Dr. Hipólito Fernández-Palacios Barber. Fdo. Cristina Sabater Pascual. Fdo. Dra. Dominique Schuchardt Lenoir.
AGRADECIMIENTOS A mis directores Pipo y Dominique. Gracias por la invaluable ayuda prestada, la orientación que fue vital para le realización de este trabajo. Igualmente les agradezco la confianza depositada en mí a lo largo de este proceso. A todo el equipo de técnicos de Taliarte, Ada, Eyad, Lorena, Desi, Ruben, no se alcanzan a imaginar lo importante que fue su apoyo incondicional en los días de trabajo. A todos los compañeros del máster con los que pasamos buenos momentos, espero que no perdamos el contacto. A todos aquellos que pasaron por mi camino tanto en Taliarte como en el IUSA a lo largo de este trabajo. A todos los miembros del GIA y a la organización del Master, gracias por esta oportunidad y todas las enseñanzas impartidas. Finalmente los que para mi son los más importantes. A mi Familia, GRACIAS, definitivamente por su apoyo incondicional por que sin ustedes nada de esto se hubiera podido hacer, y que a pesar de la distancia en este proceso siempre estuvieron presentes. Y en especial a mis dos Tias Mª Carmen y Quini que me han apoyado, incondicionalmente día a día, y que desde el primer momento me ayudaron en este mi sueño, nunca podre agradecérselo lo suficiente. Y a Mohamed, que suerte haber encontrado una persona como tu, gracias por estar a mi lado apoyándome todo este tiempo, te aseguro que nada nos podrá detener en la búsqueda de nuestros sueños.
ÍNDICE ABREVIATURAS ......................................................................................................................... I LISTA DE FIGURAS .................................................................................................................. II LISTA DE TABLAS .................................................................................................................. III RESUMEN .................................................................................................................................. IV 1. INTRODUCCIÓN .................................................................................................................. 1 1.1. ESTADO DE LA ACUICULTURA Y LA PESCA MUNDIAL ........................................ 1 1.2. DIVERSIFICACIÓN ........................................................................................................ 3 1.3. INDUCCIÓN A LA PUESTA .......................................................................................... 5 1.3.1. Técnicas hormonales utilizadas en el control de la reproducción. ................................. 8 1.3.2. Métodos de aplicación hormonal ................................................................................ 10 1.4. CALIDAD DE PUESTA ................................................................................................. 11 1.5. INDUCCIÓN HORMONAL Y CALIDAD DE PUESTA ............................................. 14 1.6. ACUICULTURA DE ESCIÉNIDOS ............................................................................. 15 1.7. EL CULTIVO DE LA CORVINA ................................................................................. 16 2. OBJETIVOS ......................................................................................................................... 19 3. MATERIAL Y MÉTODOS ................................................................................................. 21 3.1. ESPECIE OBJETO DE ESTUDIO ............................................................................... 21 3.1.1. Descripción................................................................................................................ 23 3.1.2. Distribución y Hábitat ............................................................................................... 24 3.1.3. Reproducción Natural ................................................................................................ 26 3.2. CONDICIONES DE CULTIVO .................................................................................... 26 3.2.1. Tanques Experimentales ............................................................................................ 26 3.2.2. Reproductores ............................................................................................................ 28 3.2.3. Determinación del estado de maduración de los reproductores ................................... 31 3.3. INDUCCIÓN HORMONAL DE LOS REPRODUCTORES. ...................................... 31 3.4. CONTROL DE LAS PUESTAS ..................................................................................... 32 3.5. TRATAMIENTO ESTADÍSTICO DE LOS DATOS ................................................... 36 3.6. NOMBRES COMUNES DE LAS ESPECIES UTILIZADOS ...................................... 36 4. RESULTADOS..................................................................................................................... 38
4.1. MADUREZ SEXUAL ..................................................................................................... 38 4.2. EFICACIA DE LAS DOSIS ........................................................................................... 39 4.3. EFECTO DE LAS DOSIS SOBRE LA CALIDAD DE LAS PUESTAS ...................... 43 4.4. EFECTO DE LAS DOSIS SOBRE LAS PRODUCCIONES ....................................... 45 4.4.1. Producciones por kg de hembra y por puesta .............................................................. 45 4.2.2. Producciones por kg de hembra e inyección ............................................................... 45 5. DISCUSIÓN ......................................................................................................................... 49 6. CONCLUSIONES ................................................................................................................ 60 7. BIBLIOGRAFÍA .................................................................................................................. 62
ABREVIATURAS ANOVA Análisis de Varianza APROMAR Asociación Empresarial de Productos Marinos de España CASA Computer Assisted Sperm Analysis FAO Organización de las Naciones Unidas para la Alimentación y la Agricultura FEAP The Federation of European Aquaculture Producers FISHBASE Relational database with information to cater to different professionals such as research scientists, fisheries managers, and zoologists FOM Maduración Final de los oocitos FF Fracción Flotante de los huevos FNF Fracción no Flotante de los huevos FSH Hormona Folículo Estimulante o gonadotrofina GnRH Hormona Liberadora de gonadotropina GnRHa Análogo de la Hormona Liberadora de gonadotropina GtH Gonadotrofina producida en la Hipófisis HCG Gonadotrofina Corionica Humana ICCM Instituto Canario de Ciéncias Marinas (Gran Canaria) INIA Instituto Nacional de Investigación y Tecnología Agraria y Alimentaria IFAPA Instituto de Investigación y Formación Agraria y Pesquera (Puerto de Santa María, Cádiz) IRTA Instituto de Investigación de la Generalitat de Cataluña (Tarragona) LH Hormona Luteinizante o gonadotrofina LHRH Hormona liberadora de la Hormona Luteinizante LHRHa Análogo de la Hormona liberadora de la hormona Luteinizante LIMIA Laboratorio de Investigación Marina y Acuícola (Mallorca) Ovaprim Agente inductor de la ovulación y espermiación en peces PLANACOR Plan Nacional de Cría de Corvina (Argyrosomus regius) PIT Passive Integrated Transponder sGTH Gonadotropina producida en el Hipotálamo isoforma de salmón SS Sin Inyectar SI Inyectadas con solución Salina UE Unión Europea UI Unidades Internacionales
II LISTA DE FIGURAS Fig. 1.- Evolución de la producción de la pesca y de la acuicultura en la última década (FAO, 2011). ................................................................................................................................................. 1 Fig. 2.- Capturas mundiales de peces, moluscos y crustáceos en la última década (FAO, 2010). ..... 2 Fig. 3.- Evolución de la producción de halibut y bacalao en el norte de Europa (FEAP, 2011). ........ 4 Fig.4.- Evolución, por Comunidades Autónomas, de la producción de acuicultura de corvina en España (APROMAR, 2004, 2009, 2010, 2011). ...................................................................... 18 Fig.5.- Corvina, (pescasubsdelmediterraneo, 2012). ...................................................................... 22 Fig.6.- Mapa de distribución de algunos de los Esciénidos criados en el mundo. Los números indican la década de crianza de cada especie (Cárdenas, 2010). .............................................. 25 Fig.7. - Tanques de reproductores, con colectores de huevos. ........................................................ 27 Fig.8.- (A) Biometría y marcaje (B) Canulación (C) Proyector de perfiles utilizado para la medida de los oocitos (D) Hemocitómetro. ......................................................................................... 30 Fig.9.- Inducción hormonal de los reproductores mediante inyección intramuscular. ..................... 32 Fig.10.- Material utilizado para el control de las puestas. .............................................................. 35 Fig.11.- Recipientes utilizados para la incubación de los huevos y contaje de las larvas con el saco vitelino reabsorbido. ............................................................................................................... 35 Fig.12.- Relación entre las dosis ensayadas y el periodo de latencia hasta la primera puesta. ......... 41 Fig.13. -Relación entre las dosis ensayadas y el periodo de latencia hasta la segunda puesta.......... 41 Fig. 14.- Relación entre las dosis empleadas y el nº de puestas por inyección. ............................... 42 Fig.15.- Relación entre las dosis utilizadas y los porcentajes de huevos viables. ............................ 44 Fig.16.- Relación entre las dosis utilizadas y los porcentajes de huevos fecundados. ..................... 44 Fig.17. Producciones (por kg de hembra y por puesta) de los grupos experimentales. .................... 46 Fig.18. Producciones (por kg de hembra y por inyección) de los grupos experimentales. ............... 47
III LISTA DE TABLAS Tabla I. Indicadores de la calidad de la puesta ............................................................................... 13 Tabla II. Histórico de la producción mundial de la corvina en acuicultura (FEAP, 2011) ............. 17 Tabla III. Características biométricas de los reproductores utilizados en el experimento ................ 29 Tabla IV. Medida de los oocitos de las hembras utilizadas en el experimento (SI =Sin inyectar; SS = Inyectadas con solución salina) ............................................................................................ 38 Tabla V. Parametros de calidad del esperma de los machos utilizados en el experimento (SI =Sin inyectar; SS = Inyectados con solución salina) ........................................................................ 39 Tabla VI. Efecto de las dosis inyectadas sobre las puestas ............................................................ 40 Tabla VII. Índices de calidad de las puestas................................................................................... 43
IV RESUMEN El objetivo del presente estudio fue determinar la eficacia, y el efecto sobre la puesta, de distintas dosis de GnRHa, en la inducción de reproductores de corvina (Argyrosomus regius), nacidos en cautividad. En el trabajo, se utilizaron corvinas nacidas en cautividad, procedentes del stock del ICCM y marcados con PIT (TROVAN Ltd. Reino Unido), los cuales se detectaron usando el lector Power Tracker V (AVID, Reino Unido). Los ejemplares fueron anestesiados utilizando aceite de clavo, y se tomaron las siguientes medidas: longitud total y peso. Las biopsias ováricas se llevaron a cabo utilizando un catéter, con un diámetro interno de 1.3 mm (Kruuse, Dinamarca), introduciéndolo por el poro genital. Cada muestra de ovario se observo en un proyector de perfiles (Mitutoyo PJ-3000A, Kanagawa, Japón) para estimar el diámetro de 100 ovocitos seleccionados al azar. Solamente hembras con oocitos mayores de 500µ fueron escogidas para el experimento. El esperma de cada macho se obtuvo por masaje y presión abdominal. La densidad del esperma de cada macho fue determinada, por triplicado, en un hematocimetro Neubauer (HHH, Germany), utilizando un microscopio Leica DM 2500 (Wetzlar, Germany) a 400 aumentos. El porcentaje de movilidad, y el tiempo de actividad del semen de cada macho se determinaron, por triplicado, siguiendo la metodología descrita por Mylonas et al. (2004b). Se constituyeron seis grupos experimentales, y dos grupos de control: uno no fue inyectado y el otro lo fue con una solución salina (9g ClNa/100ml agua destilada). Se estabularon en 8 tanques de 10m3 a razón de 3♀ y 3♂ en cada uno, y con un peso medio de 8,93±1,36 y 8,80±1,58 kg, y una talla media de 93,81±5,43 y 93,41±6,64 cm, respectivamente. A lo largo del periodo experimental que fue de 9 semanas (Mayo-Junio), se inyecto semanalmente, de forma alternativa, una hembra y un macho de cada grupo experimental y del grupo control inyectado con solución salina, de tal manera que cada hembra y cada macho fue inyectado a lo largo del periodo experimental un total de 3 veces. Cada uno de seis grupos experimentales fue inducido mediante una inyección de GnRHa (Sigma-Aldrich Co. St. Louis, Missouri, USA) con dosis de 1, 5, 10, 15, 20 y 25 μg.kg-1, respectivamente. En todos los casos el diluyente utilizado fue solución salina (9g ClNa/100ml agua destilada), las inyecciones se pusieron en la musculatura dorsal.
INTRODUCCION 5 Así, hay especies que se encuentran ya en producción como es el caso del besugo en España (185 t en 2010), del lenguado senegalés y de la corvina en varios Países mediterráneos (408 t y 3897 t, respectivamente, FEAP, 2011), y otras en fase de investigación avanzada como el pargo y el pez limón. La base del cultivo de cualquier especie es el control de la reproducción, para el desarrollo de la producción industrial. La producción sostenible de una nueva especie para la acuicultura, no es posible sin un buen entendimiento y control de la reproducción, en las condiciones de cautividad. Por ejemplo, la panga (Pangasius spp) cultivada en Vietnam no maduraba naturalmente en cautividad, y la industria estaba limitada por la recolección de juveniles salvajes del medio natural. Durante la década de los 90, se desarrolló el control hormonal de la puesta, lo cual resultó en el control de reproducción, necesario para aumentar producción acuícola, y de 1997 a 2005 el volumen de producción en Vietnam aumentó de 40.000 a 376.000 t (Duncan, 2008). 1.3. INDUCCIÓN A LA PUESTA La acuicultura industrial requiere un alto desarrollo tecnológico, y un amplio conocimiento biológico de las especies que se cultivan, ello exige un adecuado control de los procesos reproductivos de los peces (Zohar y Mylonas, 2001). En los inicios de la década de los 80, Harvey y Hoar (1980), plantearon que una actividad acuícola comercial no se podía sostener con la captura de larvas o juveniles del medio natural. Por ello, una vez controlada la reproducción de una especie acuática en un sistema de cultivo, se pueden producir descendientes que permitirán iniciar nuevos ciclos y mantener una producción. Asociado a ello se podrían aplicar programas de selección de estirpes de mejor crecimiento, e incluso modificar su época de reproducción (Davy y Chouinard, 1980; Billard y Breton, 1985; Bromage, 1995). Aplicar programas de selección genética con el fin de mejorar la supervivencia y la calidad de la carne (Thorgaard, 1995). Reducir los problemas de la maduración sexual, generar poblaciones monosexo y por último producir organismos genéticamente modificados (Donaldson et al., 1996; Donaldson, 1997; Solar, 2002).
INTRODUCCION 6 En muchas ocasiones, las especies acuícolas en cautividad sufren disfunciones reproductivas importantes. Las hembras inician el desarrollo gonadal de forma natural, pero no alcanzan la maduración final del oocito (FOM), la ovulación y/o la puesta (Zohar, 1988; Peter et al., 1993). Por otra parte los machos, aunque más resistentes que las hembras al estrés ocasionado por las condiciones de cultivo, también sufren disfunciones reproductivas, produciendo menor volumen de semen, o bien este es de baja calidad (Billard, 1986, 1989). Las alteraciones en el proceso reproductivo de los peces en cautividad, pueden deberse a diferentes factores tales como: condiciones ambientales inadecuadas, manejo impropio, alimentación incorrecta o estrés producido por las condiciones de cultivo. Todos estos factores pueden ocasionar alteraciones en el proceso normal de reproducción (Zohar y Mylonas, 2001). Así la anguila europea (Anguilla anguilla), en condiciones de cultivo, no alcanza la vitelogénesis-espermatogénesis (Fontaine, 1975; Zohar y Mylonas, 2001). De la misma manera reproductores capturados de la naturaleza del pez limón parecen iniciar el proceso de vitelogénesis, pero sólo un pequeño porcentaje de hembras desarrolla oocitos que sobrepasen los 200 – 300 µ de diámetro, los cuales inician un proceso de atresia y son absorbidos al final de la época de puesta (Zohar y Mylonas, 2001). Los mencionados factores también pueden causar la falta de maduración final de los oocitos, que es uno de los problemas más frecuentemente observados en las especies en cautiverio. Las hembras parecen iniciar normalmente el proceso de vitelogénesis, pero al comienzo de la estación de puesta los oocitos postvitelogénicos detienen su maduración final y se transforman en atrésicos. Este tipo de alteración se ha observado en algunas especies de Serránidos (Tucker, 1994), en el lenguado de Canada, Paralichthys dentatus (Berlinsky et al., 1997), y en la limanda, Pleuronectes ferrugineus (Larsson et al., 1997). También, la cautividad puede provocar en algunos casos la ausencia del desove. Asi, las especies que presentan este problema pueden desarrollar normalmente la vitelogénesis, la maduración final de los oocitos y la ovulación, pero no son capaces de realizar la puesta (Gordon et al., 1987; Mylonas y Zohar, 2001a,b), y los oocitos maduros deben ser extraidos manualmente desde la cavidad abdominal de la hembra (Edwards, 1978; Gordon et al., 1987; Estay et al., 1994, 1995a,b). Esto ha sido observado, por ejemplo, en el rodaballo Scophthalmus maximus (Kjorsvik et al., 1990).
INTRODUCCION 7 La viabilidad de los oocitos, mientras se encuentran en la cavidad abdominal, depende fundamentalmente de la temperatura. En los peces el estrés del cautiverio puede afectar al sistema inmune, al crecimiento y a la reproducción, afectando en este último caso, al desarrollo de los gametos y su calidad, alterando la supervivencia de huevos y larvas y su desarrollo (Foo y Lam, 1993; Campbell et al., 1992; Pankhurst y Van der Kraak, 1997; Schreck et al., 2001; Wagner et al., 2002). Según Schreck et al. (2001), en la trucha arcoíris (Oncorhynchus mykiss) los niveles de cortisol después de un agente estresante, son mayores en peces que se encuentran cerca del proceso de maduración sexual, y aparece más marcado en hembras que en machos. En la mayoría de especies piscícolas, los machos se adaptan mejor que las hembras a las condiciones de cultivo, y son capaces de madurar y producir gametos viables con mayor facilidad. Con la excepción de la anguila europea, las alteraciones reproductivas de los machos se centran en una reducción de la cantidad y calidad de los gametos producidos (Mylonas y Zohar, 2001 a,b). En cautiverio los machos de lubina estriada (Morone saxatilis) exhiben una reducción significativa en la cantidad de semen producido (Mylonas et al., 1998a,b). También, ejemplares de salmón Atlántico (Salmo salar), seleccionados genéticamente por su rápido crecimiento, producen muy poca cantidad de semen (Zohar, 1996). Reproductores de peces planos, capturados en la naturaleza y mantenidos en cautividad, producen un semen de alta viscosidad que es difícil de mezclar en el medio acuoso en el que se realiza la fertilización artificial (Vermeirssen et al., 1998, 2000). Como hemos visto anteriormente, muchas especies de peces exhiben disfunciones reproductoras cuando son estabuladas en cautividad por ello los tratamientos hormonales son la única alternativa para lograr adecuados procesos reproductivos. En los últimos años se han utilizado con éxito una gran variedad de hormonas y tecnologías en numerosas especies (Hoar, 1969; Donaldson y Hunter, 1983; Mylonas y Zohar, 2001a,b). Estos métodos comenzaron a ser usados en 1930, utilizando inyecciones de extracto crudo de hipófisis de peces maduros (Zohar y Mylonas, 2001).
INTRODUCCION 8 Actualmente, son utilizados varios compuestos sintéticos de alta potencia de la hormona liberadora de gonadotrofina (GnRHa), que aplicados desde simples inyecciones en suero fisiológico, hasta en microesferas han solucionado numerosos problemas reproductivos en numerosas especies (Zohar, 1988; Van Winkoop et al., 1994; Donaldson et al., 1996; Montero y Dufour, 1996; Estay et al., 1996; Donaldson, 1997; Kitahashi et al., 1998; Yambe et al., 1999; Forniés et al., 2001; Solar, 2002; Mata et al., 2004; Garzón et al., 2008). 1.3.1. Técnicas hormonales utilizadas en el control de la reproducción. Hipófisis El uso de extractos de hipófisis, para la inducción a la puesta en peces, comenzó a finales de la década de los 1930 en Brasil (Zohar y Mylonas, 2001). Actualmente este método es utilizado masivamente en la producción de carpas en los países asiáticos. Los primeros estudios sobre la utilización de hormonas exógenas, para inducir la maduración final del oocito y la ovulación en peces, fueron realizados por B. Houssay (Harvey y Hoar, 1980; Zohar y Mylonas, 2001). El método consistía en inyectar hembras con hipófisis de otras especies. Gonadotrofinas exógenas Las preparaciones purificadas de gonadotrofinas de salmón real (Salmo tschwawytscha) y de carpa común (Cyprinus carpio), fueron utilizadas hace algún tiempo. Sin embargo, debido a la alta especificidad de las gonadotrofinas, se han obtenido escasos resultados con gonadotrofinas heterólogas, aun en peces filogenéticamente cercanos (Zohar 1988; Estay et al., 1996; Peter y Yu, 1997; Patiño, 1997; Mylonas y Zohar, 2001b). Las Gonadotrofinas purificadas La gonadotrofina parcialmente purificada de salmón (SG-G100), fue muy usada pero las altas dosis requeridas (aprox. 10 mg/kg de pez), incrementaban los costes; además de provocar el desarrollo de la respuesta inmune en el pez receptor. Su sensibilidad térmica y el bajo efecto del producto redujeron sus aplicaciones productivas.
INTRODUCCION 9 La Gonadotrofina Coriónica Humana (hCG) La hCG ha sido utilizada en la inducción al desove de algunas especies cultivadas hoy en día, y su éxito es debido a similitud con la Hormona Luteinizante (LH) (Hoar, 1969; Harvey y Hoar, 1980). La ventaja de esta hormona es que actúa directamente sobre la gónada y no requiere la activación de la glándula hipofisaría, actuando así mucho más rápido, induciendo la maduración final del oocito, la espermiación y la puesta. Sin embargo, la hCG puede causar inmunorreacciones en el pez receptor, reduciendo o eliminando el efecto de la hormona en inyecciones posteriores (Patiño, 1997). Las hormonas liberadoras de gonadotrofinas Las hormonas liberadoras de gonadotrofinas (GnRH y LH-RH), y sus análogos (GnRHa y LHRHa); son unos de los métodos más modernos de inducción a la ovulación. Las gonadotrofinas son moléculas pequeñas (decapéptidos), que realizan el control de la glándula hipófisis en su producción de gonadotrofinas (LH y FSH o GtH-1 y GtH-II) (Montero y Dufour, 1996; Patiño, 1997). Con la creación de análogos sintéticos (LH-RHa y GnRHa), que resultaron más potentes y de mayor duración que los nativos, se generó su masificación (Zohar, 1988; Peter y Yu, 1997; Patiño, 1997). Los preparados sintéticos o análogos son nonapéptidos (Estay et al., 1996; Donaldson, 1997), en la mayoría se sustituyen los aminoácidos de las posiciones 6,7 u 8 en relación a la molecula de GnRH de mamíferos, y carecen de glicina en la posición 10; son utilizados en numerosas especies (Billard et al., 1983; Carrillo et al., 1995). Zohar y Mylonas (2001) resumen las ventajas de la aplicación de hormonas liberadoras (GnRH) en la inducción a la puesta en peces: Las GnRH son pequeñas moléculas que no generan respuestas inmunes en el receptor, por ello pueden utilizarse repetidamente. Las GnRH reparan las alteraciones endocrinas producidas por el cautiverio, y llevan al pez a su maduración sexual plena. Las GnRH se producen a nivel del hipotálamo, que controla la secreción de otras hormonas importantes en la homeostasis del pez, como son la prolactina, somatotropina y tirotropina. El poder sintetizarlas y obtenerlas en forma pura evita el riesgo de transmitir enfermedades a los peces receptores. La estructura molecular de estas hormonas es muy similar en muchos peces, lo que permite su uso en un gran número de especies con gran efectividad.
INTRODUCCION 10 Una inyección de GnRH induce un incremento inmediato en los niveles plasmáticos de GtH en peces, pero durante un periodo corto de tiempo, durante el cual se debe activar la maduración final de los oocitos, la espermiación o la puesta. La corta vida de las GnRH es producto de la acción de las endopeptidasas, ubicadas en la hipófisis, hígado y riñón (Peter y Yu, 1997), que actúa en los enlaces peptídicos en posición 5-6 y 9-10, transformándola en pequeños fragmentos inactivos. En los análogos sintéticos, se han sustituido en esas posiciones con aminoácidos D y con etilamina, respectivamente, que los hace más resistentes a la acción enzimática, y poseen una vida media mucho mayor que las hormonas nativas (aprox. 23 y 5 min, respectivamente), y la calidad de las puestas no difiere de la obtenida en los peces controles (Carrillo et al., 1995; Peter y Yu, 1997; Zohar y Mylonas, 2001; Mylonas y Zohar, 2001b). De esta manera, la GnRHa permanece en circulación mucho más tiempo, y puede inducir una mayor producción de GtH durante más tiempo, además de presentar mayor afinidad por los receptores de la hipófisis (Zohar y Mylonas, 2001; Mylonas y Zohar, 2001b). Estos factores dan como resultado una acción de 30 a 100 veces más potente en los análogos, lo que hace que estas hormonas sustituyan a prácticamente todas las otras sustancias utilizadas en las terapias hormonales aplicadas en peces. Por otro lado, hay que considerar que los análogos requieren dosis mucho más bajas que las hormonas nativas, como 1 a 15 mg de GtH/kg de pez frente a 1 a 100 µg de GnRHa/ kg de pez. 1.3.2. Métodos de aplicación hormonal Los métodos de aplicación de estos productos ha sido estudiado por numerosos autores, y evaluados en muchas especies (Peter et al., 1988; Zohar, 1988; Donaldson, 1997; Patiño, 1997). La mayoría se iniciaron con la aplicación en un medio líquido (suero fisiológico), para llegar actualmente al uso de compuestos biodegradables (implantes y microesferas), capaces de regular la liberación de la hormona incorporada en el producto. (Suzuki et al., 1988 a, b; Yu y Shen, 1989; Swanson, 1991; Lin et al., 1992; Koide et al., 1993; Copeland y Thomas, 1993; Okada et al., 1994; GarcíaHernández et al., 1997; Elizur et al., 1996; Kajimura et al., 2001; Mateos et al., 2003; Han et al.,
INTRODUCCION 11 2003; Weltzien et al., 2003; Hellqvist et al., 2004). El medio líquido ha sido aplicado a partir del uso de la hipofisación, su mayor desventaja es que toda la hormona se incorpora directamente al torrente sanguíneo del pez, por lo que su entrega es durante un breve periodo de tiempo, por lo que es necesaria más de una inyección para inducir a la ovulación en la mayoría de especies. En cuanto a los medios sólidos o sistemas de liberación lenta, los primeros sistemas en aparecer fueron los implantes preparados a base de colesterol (Weil y Crim, 1983; Crim et al., 1988; Sherwood et al., 1986; García, 1989, 1993). Actualmente se preparan mezclados con celulosa y sus proporciones determinan que sean implantes de liberación lenta (durante ocho semanas) o rápida (durante ocho días). Generalmente cada pellet, contiene entre 25 y 250 µg de hormona, se aplican tanto intramuscularmente como intraperitonealmente (Crim et al., 1988; Sherwood et al., 1988; Mylonas y Zohar, 2001b). En la actualidad, otro de los métodos de aplicación hormonal más utilizada, son las microesferas, estas poseen alta rigidez, baja degradabilidad y acelerada entrega de la hormona. Están realizadas de polímeros biodegradables, de pequeño tamaño y gran flexibilidad. Sus mayores ventajas son el prolongado tiempo de liberación de la hormona, su biodegradabilidad, y su facilidad de fabricación y aplicación (Barbaro et al., 2002; Breton et al., 1991; Mylonas y Zohar, 2001a). 1.4. CALIDAD DE PUESTA Las poblaciones de peces, tanto naturales como cultivadas, dependen de la producción de huevos de buena calidad. Las puestas de baja calidad constituyen uno de los mayores impedimentos para la expansión de la acuicultura, tanto marina como de agua dulce. En la industria de la acuicultura los huevos de buena calidad han sido definidos como aquellos que tienen baja mortalidad en la fecundación, formación del embrión, eclosión, y antes de la primera alimentación exógena, cuando la larva ha reabsorbido el saco vitelino (Bromage et al., 1992). La morfología de las larvas se ha usado como indicador de la calidad del gameto en algunas especies de peces (Kjørsvik, 1994). Otros autores sugieren que la apariencia de la zona pelúcida, la esfericidad del huevo, su transparencia, y el número y distribución de las gotas de grasa, pueden relacionarse con la calidad del huevo (Kjørsvik et al., 1990; Bromage et al., 1994).
INTRODUCCION 12 En los criaderos de especies marinas a menudo se distingue entre huevos de buena calidad y huevos de mala calidad en función, respectivamente, de si flotan o no en la superficie del agua (McEvoy, 1984; Carrillo et al., 1989; Kjørsvik et al., 1990). Sin embargo, la correlación positiva entre la flotación y buena calidad de los huevos no es cierta para varias especies marinas, por ejemplo para el halibut. En esta especie el único indicador de la calidad del huevo establecido hasta ahora, está basado en la valoración de la simetría celular en las fases tempranas del desarrollo embrionario (Bromage et al., 1994; Shields et al., 1997). Otros indicadores de la calidad de la puesta que se han utilizado son el tamaño y la composición bioquímica del huevo. Aunque es conocido que huevos grandes producen también larvas más grandes, no existen evidencias de que el diámetro del huevo sea un aspecto determinante de su calidad (Kjørsvik et al., 1990). En trucha arco iris el tamaño de los huevos no aparece como un importante indicador de la calidad de la puesta (Springate y Bromage, 1984; Bromage et al., 1992). En cuanto a la composición bioquímica del huevo, en principio podría esperarse que ese fuera el componente más determinante de la calidad de este. Sin embargo, los resultados obtenidos en varias especies tanto marinas como dulce acuícolas, no han mostrado una clara relación entre la composición bioquímica del huevo y la posterior supervivencia de huevos y larvas (Craik y Harvey, 1984; Kjørsvik et al., 1990). En la mayoría de los trabajos de investigación sobre la calidad de la puesta, las tasas de fecundación y de eclosión han sido utilizadas como criterios importantes (Kjørsvik et al., 2003). La supervivencia hasta un determinado estadio de desarrollo y la producción final de larvas, también se han utilizado como medida de la calidad (Fernández-Palacios et al., 2005). En los últimos años, se ha propuesto la utilización de nuevos indicadores de la calidad de la puesta: marcadores genéticos (Kestemont et al., 1999; Carnevali et al., 2000, 2001), peso de las cenizas del huevo (Trippel et al., 2000), y el pH del fluido ovárico (Lahnsteiner et al., 2000; Denson et al., 2001). Puesto que entre los diversos parámetros y características de los huevos que han sido propuestos como indicadores de la calidad de la puesta en peces, ninguno de ellos por si mismo parece capaz de definir completamente la calidad de la puesta, una combinación de ellos proporcionaría mejores resultados.
INTRODUCCION 13 A continuación se enumeran los comúnmente utilizados en los trabajos de investigación referentes a la calidad de la puesta: Medidas de huevos y larvas Apariencia del corion Esfericidad y transparencia del huevo Simetría de los blastómeros Flotabilidad del huevo Fecundidad Número y distribución de las gotas lipídicas Tasa de eclosión Composición bioquímica de los huevos Tasa de supervivencia Tasa de fecundación Morfología Tabla I. Indicadores de la calidad de la puesta INDICADORES CALIDAD PUESTA AUTORES Medidas de huevos y larvas Kjorsvik et al. ( 1990) Esfericidad y transparencia del huevo Kjorsvik et al. (1990); Bromage et al. (1994) Flotabilidad del huevo McEvoy (1984); Carrillo et al. (1989); Kjorsvik et al. (1990). Número y distribución de las gotas lipídicas Kjorsvik et al. (1990); Bromage et al. (1994) Composición bioquímica de los huevos Kjorsvik (1990) Tasa de fecundación Kjorsvik et al. (2003) Apariencia del corion Kjorsvik et al. (1990); Bromage et al. (1994) Simetría de los blastómeros Bromage et al. (1994); Shields et al.(1997) Fecundidad FernándezPalacios et al. (2005) Tasa de eclosión FernándezPalacios et al. ( 2005) Tasa de supervivencia FernándezPalacios et al. (2005) Morfología Kjorsvik (1994) Marcadores genéticos Ketesmont et al. (1999); Carnevali et al. ( 2000, 2001) Peso de cenizas del huevo Trippel et al. (2000) PH del fluido ovárico Lahnsteiner et al. (2000); Denson et al. ( 2001)
INTRODUCCION 14 1.5. INDUCCIÓN HORMONAL Y CALIDAD DE PUESTA Los métodos más modernos de inducción a la puesta se han centrado en la aplicación de hormonas liberadoras de gonadotrofinas. Sin embargo, hay diferencias en la respuesta de las diferentes especies a la inducción hormonal. En el caso de del lenguado de Florida (Paralichthys lethostigma), las puestas naturales producen más huevos por hembra y mayor porcentaje de fecundación y de eclosión, que puestas obtenidas mediante inducción hormonal (Watanabe y Carrol, 2001). En el lenguado de Canadá, encuentran una menor calidad de los huevos en puestas inducidas que en puestas naturales (Watanabe y Carrol, 2001). En el medaka (Oryzias latipes) las puestas inducidas originan un menor número de huevos y tasas de eclosión más bajas que las naturales (Shioda y Wakabayashi, 2000). En lubina, indicadores de la calidad de puesta tales como las tasas de flotabilidad y de eclosión, aparecen más bajas en peces tratados que en puestas naturales (Fornies et al., 2001). En salmón Atlántico, tanto la supervivencia como el porcentaje de fecundación fueron más altos en los peces no inducidos (Crim y Glebe, 1984). En perca canadiense (Perca flavescens) se señalan mayores supervivencias larvarias en los peces no manipulados hormonalmente (Dabroswski et al., 1994). En el mero lutria (Epinephelus tauvina), los huevos obtenidos mediante inducción hormonal fueron de muy baja calidad en cuanto a fecundación y flotabilidad en comparación con las puestas naturales (Lim, 1991). En la limanda, puestas inducidas y no inducidas presentan los mismos parámetros de calidad (Lush y Crim, 2000). Similares resultados se reportan para el cherne americano, Morone chrysops (Mylonas et al., 1997) y la lubina estriada, (Hodson y Sullivan, 1993; Woods y Sullivan, 1993). La inducción a la ovulación y puesta, en dorada produce huevos de baja calidad (Zohar y Gordin 1979; Ortega et al., 1983; Devauchelle, 1983), sin embargo Francescon et al. (1987), encuentran para la misma especie, mejores rendimientos en cuanto a la fecundidad relativa, tasa de viabilidad y tamaño de huevo y gota de grasa, en puestas inducidas que en normales. Barbaro et al. (1997) señalan, en dorada, que no hay diferencia en la supervivencia larvaria entre puestas de reproductores inducidos y los controles sin inducir, pero si un mayor número de huevos puestos por los inducidos
MATERIALES Y METODOS 21 3. MATERIAL Y MÉTODOS 3.1. ESPECIE OBJETO DE ESTUDIO Phyllum: Chordata Superclase: Gnathostomata Clase: Actinopterygii Orden: Perciformes Suborden: Percoidei Familia: Scianidae Género: Argyrosomus Especie: Argyrosomus regius (Fig.5). El género Argyrosomus (De La Pylaie, 1835) que viene del griego argyros: plateado y soma: cuerpo; está formado por 9 especies: A. regius (Asso, 1801), A. japonicus (Temminck y Schlegel, 1843), A. amoyensis (Blecker, 1863), A. hololepidotus (Lacepède, 1801), A. coronus (Griffiths y Heemstra, 1995), A. heinii (Steindachner, 1902), A. thorpei (Smith, 1977), A.inodorus (Griffiths y Heemstra,1995) y A. beccus (Sasaki, 1994).
MATERIALES Y METODOS 22 La familia Sciaenidae incluye 70 géneros y 270 especies (Nelson, 1994), que se distribuyen en regiones templadas y tropicales del mundo (Fig.6). Se les conoce con el nombre de tambores o roncadores, nombre que proviene de los sonidos que estos peces producen al usar su desarrollada vejiga natatoria como cámara de resonancia, y a las vibraciones de unos músculos especiales insertados en sus paredes, lo que permite localizar los bancos de corvina a grandes distancias (Lagardére y Mariani, 2006; Prista et al., 2007). Ueng et al. (2007) han señalado que los sonidos emitidos por los machos y las hembras del verrugato del sur, durante la época reproductiva, difieren en el número de pulsos y porcentaje de ronquidos, así mientras los machos emiten un 84% de los ronquidos, las hembras solo emiten el 16%. Los Esciénidos son especies euritermas y eurihalinas que resisten cambios bruscos de temperatura desde 2 a 38 ºC, y de salinidad desde 5 a 39 º%, esta facultad les permite penetrar en la desembocadura de ríos y estuarios, donde realizan la puesta. Fig.5.- Corvina, (pescasubsdelmediterraneo, 2012).
MATERIALES Y METODOS 23 3.1.1. Descripción La corvina presenta un cuerpo alargado, casi fusiforme y ligeramente comprimido, cabeza grande con hocico alargado y boca grande en posición terminal, provista de dientes pequeños y puntiagudos; ojos pequeños y línea lateral claramente visible. El dorso de color gris verdoso o azulado y el vientre blanquecino. Es una especie corpulenta y ágil (Piccolo et al., 2008; Poli et al., 2001). Posee por todo el cuerpo iriscencias y brillos dorados y plateados. La talla máxima registrada, ha sido de 203 cm y 103 kg (Froese y Pauly, 2012), pero lo más habitual es capturar individuos de entre 0,5 y 1 m de longitud. Esta especie presenta un otolito de gran tamaño, que se utiliza como amuleto por los pescadores del sur de la Península Ibérica. Las escamas son grandes y cicloideas, y su línea lateral es curva, con aproximadamente 50 escamas ctenoideas que destacan por su brillo intenso. Las aletas son de color pardo-rojizo, y tienen una mancha oscura poco diferenciada sobre el opérculo. Presenta dos aletas dorsales, la primera se inserta sobre la vertical que pasa por la base de las aletas pectorales, con forma aproximadamente triangular y consta de 9 a 10 radios duros; la segunda aleta dorsal es mucho más larga, consta de un radio duro y 26 radios blandos. La aleta anal es corta y está formada por 2 radios duros, y entre 7 u 8 radios blandos. Las aletas pelvianas están situadas en posición torácica, y tienen un tamaño similar al de las pectorales. La aleta caudal tiene el perfil distal más o menos recto. Presenta una boca terminal, grande con dientes pequeños dispuestos en varias series, con el maxilar ensanchado en su zona posterior y premaxilar prolongado. La mandíbula contiene dientes en serie de diferente tamaño, los más grandes y fuertes situados en la zona externa, y en la zona central (parte superior) e interna (parte inferior). No posee dientes en el paladar. El interior de la boca es de color amarillo dorado, por ello en Italia se le llama boccadoro. La evolución de la organogénesis del sistema digestivo de la corvina, ha sido descrito durante los 30 primeros días de vida por Cruz et al. (2007), y hasta los 60 días de vida por Abreu et al. (2009). Estos autores señalan que la corvina es una especie de rápido desarrollo larvario, y muy susceptible a los parámetros de cultivo, durante la fase larvaria, condicionando estos su crecimiento.
MATERIALES Y METODOS 24 En edad adulta presenta un tracto digestivo corto (típico de peces carnívoros), un esófago corto y amplio con paredes musculosas; a continuación se observa el estómago en forma de pequeño saco, en cuya porción anterior se insertan tanto la porción esofágica como la intestinal, originándose un saco ciego o estómago posterior. El intestino es corto y el grosor de sus paredes varía, siendo más fina en la zona intermedia que en la zona anterior y en la anal. En la porción anterior del intestino, cercanas a la zona pilórica del estómago hay 9 prolongaciones ciegas o ciegos pilóricos, que tienen junto con el intestino una función secretora-absortiva (Oliva et al., 2005; Gil et al., 2009). 3.1.2. Distribución y Hábitat La corvina se distribuye por todo el mar Mediterráneo, aunque de forma escasa (Chao, 1986). Los peces más grandes se encuentran a lo largo de la costa de África del Oeste. En Senegal, en la bahía de Dakar parece estar el límite sur de la especie; grandes cardúmenes de corvina se encuentran alrededor de buques desechados que fueron hundidos para crear hábitat para varias especies comerciales. A.regius se distribuye, desde el sur de Suecia y Noruega hasta la desembocadura del Congo (Poli et al., 2003). La corvina también está presente en las islas Canarias (Dooley et al., 1985; LLoris et al., 1991; Floeter et al., 2008).
MATERIALES Y METODOS 25 Fig.6.- Mapa de distribución de algunos de los Esciénidos criados en el mundo. Los números indican la década de crianza de cada especie (Cárdenas, 2010). Es una especie litoral demersal (nectobentónica), que habita en fondos rocosos o campos de Posidonia. Se encuentra a profundidades de 15 a 200 m. Es una especie gregaria, que se desplaza en pequeños grupos, y suelen localizarse en la desembocadura de ríos y estuarios. (Pasquaud, 2006; Prista et al., 2007; Catalán et al., 2006). Las lagunas estuáricas sirven como zonas de desarrollo de los individuos más jóvenes (Catalán et al., 2006; FernándezDelgado et al., 2000; Sobrino et al., 2005). El crecimiento tiene lugar principalmente durante el verano; la actividad de alimentación se reduce substancialmente cuando las temperaturas del mar caen bajo 13-15 °C. Es una especie muy voraz, que se alimenta de poliquetos, crustáceos, equinodermos y moluscos, además de otras especies de peces más pequeños (clupeidos y mugílidos) (Jiménez et al., 2005). Los juveniles de esta especie poseen baja diversidad de presas, alimentándose esencialmente de misidáceos y quisquillas.
MATERIALES Y METODOS 26 3.1.3. Reproducción Natural Los Sciénidos son gonocóricos, con sexos separados. El periodo de diferenciación sexual fue descrito en corvina, a la edad de 10-12 meses, los machos alcanzan la pubertad a los 2 años (26,8 ± 07 cm, 920± 75g), mientras que las hembras lo hacen a los 3 años de edad (35,8 ± 0,8 cm, 1610±89 g) (Schiavone et al., 2012). En primavera coincidiendo con los periodos de descarga de agua dulce (Hall, 1984), la corvina entra en los estuarios en grupos para desovar. En Europa las áreas más importantes para el desove son, el estuario de la Gironda y el golfo de Vizcaya, en Francia (Quéméner et al., 2002), y las desembocaduras del rio Tajo en Portugal, y del rio Guadiana en el Sur de la península Ibérica (Gonzalez-Quiros et al., 2011). Durante el invierno la corvina adulta, vuelve a mar abierto, a la costa Africana para alimentarse (Quéméner et al., 2002). Los juveniles viven en los estuarios hasta que finaliza el verano, y se mantienen 2 o 3 años en aguas costeras hasta que finalmente migran a áreas en mar abierto. La temperatura es uno de los factores determinantes en la migración y reproducción de la corvina (FAO, 2005b). 3.2. CONDICIONES DE CULTIVO 3.2.1. Tanques Experimentales Los tanques donde se llevo a cabo la experiencia, estaban fabricados en poliéster reforzado con fibra de vidrio, y eran de sección cuadrada de 3 x 3 x 1.5 m (Fig.7), con una capacidad individual de unos 10.000 l. Disponían de una abertura lateral superior, en uno de los lados, provista de un tubo que desemboca en un colector de huevos, constituido por un bastidor de PVC de 0,5 m de lado, del que pendía una malla de 500 µ de luz. Cada colector descansaba sobre un tanque de plástico de sección rectangular y 500 l de capacidad, con salida por rebosadero en la parte superior, que aseguraba que los huevos no quedaran en seco, aun en el caso de fallo del suministro de agua.
MATERIALES Y METODOS 27 En el lado opuesto a la abertura, se encontraba una entrada múltiple de agua de mar, en sistema de circuito abierto, con un flujo de unos 1600 l/h, lo que aseguraba una renovación diaria de aproximadamente 4 veces el volumen del tanque, y que además establecía una corriente superficial que ayudaba al depósito de los huevos en el colector. Fig.7. - Tanques de reproductores, con colectores de huevos. Agua de mar La toma de agua de mar se realizaba a través de un pozo de captación, excavado en el espigón del Muelle de Taliarte. El agua era elevada mediante un grupo de bombas que suministraba un caudal de 180 m3/h, y era conducida hasta un depósito regulador principal, situado en el exterior en una zona anexa a las instalaciones propias de la planta. Todo el sistema de conducción de agua de mar estaba montado en PVC. Desde este depósito el agua de mar era distribuida directamente, por gravedad, a los tanques experimentales de reproductores. La salinidad y el pH del agua de los tanques de reproductores se mantuvieron siempre constantes (S ‰ = 36,70 ± 0,001 y pH = 8,14 ± 0,03). La temperatura osciló entre 17 y 24 ºC y se mantuvo un Fotoperiodo de 12 horas.
MATERIALES Y METODOS 28 Aireación El suministro de aire a toda la instalación, para conseguir una oxigenación adecuada del agua, se realizaba mediante tres turbinas ventiladores (Siemens-Elmo, Alemania), de funcionamiento continuo que suministran aire a baja presión. El sistema de aireación tenía además la función de crear una corriente de abajo hacia arriba, y desde el centro a la periferia de los tanques, para evitar así la sedimentación de los huevos y ayudar a la recolección de los mismos por los sistemas ya descritos. 3.2.2. Reproductores Se utilizaron ejemplares de corvina, nacidos en cautividad en la hachery Francesa ‘’Le poisson du soleil’’(www.poissons-soleil.com), posteriormente el engorde se realizó en una empresa de jaulas situada en la isla de Tenerife, desde donde fueron trasladadas a nuestras instalaciones de la isla de Gran Canaria, en el Buque Oceanográfico “Profesor Ignacio Lozano” del Instituto Canario de Ciencias Marinas. Dicho buque está equipado con tanques para carnada viva de 12 m3 donde se trasportaron. Posteriormente se formo, el stock de reproductores del ICCM, con edades comprendidas entre 5 y 6 años, todos ellos marcados con PIT (TROVAN Ltd. Reino Unido), los cuales se detectaron usando el lector Power tracker V (AVID, Reino Unido). Previo al inicio del experimento y tras pesar y medir los animales (Fig.8A), una vez anestesiados con una solución de aceite de clavo, en una proporción de 50% de aceite de clavo natural y 50% Etanol absoluto, fueron distribuidos en 8 tanques de 10 m³ a razón de 3♀ y 3♂ cada uno. Las características biométricas de los reproductores utilizados se indican en la Tabla III. Durante el periodo experimental (Mayo a Junio), los reproductores se alimentaron (1% de su biomasa) con un pienso comercial (Vitalis Cal, Skretting®) dos veces a la semana, y con alimento fresco Sepia (Sepia officinalis) y mejillón (Mytilus edulis), una vez a la semana, en este caso la alimentación fue ad libitum. Los restos de comida y residuos fecales eran limpiados periódicamente del fondo de los tanques por aspiración.
MATERIALES Y METODOS 29 Tabla III. Características biométricas de los reproductores utilizados en el experimento Dosis (µg/kg) PESO (kg) TALLA (cm) ♀ ♂ ♀ ♂ 1 9,54±1,22 9,62±2,73 94,33±1,75 90,63±12,91 5 9,66±1,16 9,74±1,70 94,66±6,78 96,3±7,97 10 8,80±0,81 8,28±1,44 91,67±2,02 90,86±4,73 15 10,29±2,21 10,05±0,99 98,6±8,02 96,16±5,21 20 9,11±1,11 9,37±0,32 90,93±6,88 96±0,264 25 8,95±0,29 6,92±1,10 96,16±2,36 87,83±8,28 SI 7,93±0,64 8,27±1,44 94,33±2,30 92,83±5,53 SS 7,21±1,09 8,78±1,02 89,83±8,69 96,66±3,21 *SI = Sin inyectar, SS = Inyectadas con solución salina.
MATERIALES Y METODOS 30 A B C D Fig.8.- (A) Biometría y marcaje (B) Canulación (C) Proyector de perfiles utilizado para la medida de los oocitos (D) Hemocitómetro.
RESULTADOS 38 4. RESULTADOS 4.1. MADUREZ SEXUAL Los resultados obtenidos respecto al estado de madurez sexual de los reproductores: medida de los oocitos y densidad, motilidad y actividad del esperma, se indican en las Tablas IV y V, observándose que no hubo diferencias significativas en ninguno de los parámetros controlados. Tabla IV. Medida de los oocitos de las hembras utilizadas en el experimento (SI =Sin inyectar; SS = Inyectadas con solución salina) Dosis (μg.kg-1) Nº Hembras Diámetro oocitos 1 3 0,525±0,016 5 3 0,537±0,024 10 3 0,511±0,010 15 3 0,519±0,007 20 3 0,527±0,001 25 3 0,515±0,016 SI 3 0,516±0,005 SS 3 0,521±0,014 *Filas de una misma columna sin o con superíndices iguales no presentan diferencias significativas. Superíndices distintos indican diferencias significativas.
RESULTADOS 39 Tabla V. Parametros de calidad del esperma de los machos utilizados en el experimento (SI =Sin inyectar; SS = Inyectados con solución salina) Dosis(μg.kg-1) Nº Machos Densidad espermato.(Cel/ml-1) % Movilidad esperma Tiempo actividad (min) 1 3 19,00±7,00 67,81±6,61 6,98±0,39 5 3 24,66±2,08 73,67±12,26 6,97±0,47 10 3 25,00±6,08 80,02±6,84 6,79±0,57 15 3 26,66±3,21 78,53±1,86 6,59±0,44 20 3 23,66±4,50 68,89±1,86 7,18±0,14 25 3 28,00±2,64 72,69±7,31 7,18±0,65 SI 3 19,66±7,09 67,64±2,29 6,94±0,65 SS 3 20,66±6,80 70,06±2,22 6,22±0,13 *Filas de una misma columna sin o con superíndices iguales no presentan diferencias significativas. Superíndices distintos indican diferencias significativas. 4.2. EFICACIA DE LAS DOSIS Al analizar los resultados obtenidos (Tabla VI), se observa que no existen diferencias estadísticamente significativas en él % de hembras con puestas. En cuanto al periodo de latencia hasta la primera puesta, este es mayor cuanto menor es la dosis ensayada, encontrándose una correlación negativa altamente significativa entre los dos parámetros (Fig.12). Existen diferencias estadísticamente significativas entre los periodos de latencia de los reproductores inyectados con las dosis mayores de 15, 20, y 25 μg.kg-1, y los de los inyectados con las dosis menores 1 y 5 μg.kg-1. El periodo de latencia de las puestas de los reproductores inyectados con la dosis de 10 μg.kg-1 es intermedio entre estos dos grupos y no se diferencia significativamente de ninguno de ellos. No se obtuvieron puestas en los grupos control.
RESULTADOS 40 Tabla VI. Efecto de las dosis inyectadas sobre las puestas Dosis (μg.kg-1) Nº hembras inyectadas Nº inyecciones % Hembras con puestas Nº puestas Periodo latenc. (h) 1ª puesta Periodo latenc. (h) 2ª puesta Nº puestas por inyección 1 3 9 100 5 32,15±1,14b 60,38±0,47c 0,55±0,19d 5 3 9 100 10 32,33±1,21b 59,52±0,78bc 1,11±0,19c 10 3 9 100 14 31,13±1,04ab 58,20±2,81abc 1,55±0,19b 15 3 9 100 18 30,26±1,24a 58,25±1,76abc 2,00±0,00a 20 3 9 100 12 29,59±1,70a 57,18±0,53a 1,33±0,33bc 25 3 9 100 11 29,53±1,68a 57,58±1,67ab 1,22±0,19bc *Filas de una misma columna sin o con superíndices iguales no presentan diferencias significativas. Superíndices distintos indican diferencias significativas. Se encontraron diferencias estadísticamente significativas, entre los periodos de latencia hasta la segunda puesta de los reproductores inducidos con las dosis mayores 20 y 25 μg.kg-1, y los de la dosis menor 1μg.kg-1. También entre los de la dosis de 20 μg.kg-1 y los de la dosis de 5μg.kg-1. Los periodos de latencia hasta la segunda puesta de las dosis de 10 y 15 μg.kg-1 son intermedios entre los de 1-5 y 20-25 μg.kg-1, no diferenciándose estadísticamente de ninguno de ellos. Tal como sucedió con el periodo de latencia hasta la primera puesta, existe una correlación negativa, altamente significativa, entre la dosis y el periodo de latencia hasta la segunda puesta (Fig. 13).
RESULTADOS 41 Fig.12.- Relación entre las dosis ensayadas y el periodo de latencia hasta la primera puesta. Fig.13. -Relación entre las dosis ensayadas y el periodo de latencia hasta la segunda puesta.
RESULTADOS 42 El mayor número de puestas por inyección se obtuvo con la dosis de 15 μg.kg-1 que se diferenció estadísticamente del resto de las dosis ensayadas. El número de puestas por inyección de la dosis de 10 μg.kg-1 no se diferenció estadísticamente del de las de 20 y 25 μg.kg-1, pero si del de 1 y 5 μg.kg1. A su vez el número de puestas por inyección de las dosis de 20 y 25 μg.kg-1 no se diferenció del de 5 μg.kg-1, pero si del de las de 1 μg.kg-1. Por último, el de la dosis de 5 μg.kg-1 se diferencia estadísticamente del de 1 μg.kg-1. Se encontró una correlación polinomial estadísticamente significativa entre la dosis y el número de puestas por inyección (Fig. 14). Fig. 14.- Relación entre las dosis empleadas y el nº de puestas por inyección.
RESULTADOS 43 4.3. EFECTO DE LAS DOSIS SOBRE LA CALIDAD DE LAS PUESTAS Los resultados obtenidos en cuanto a los índices de calidad de las puestas, se señalan en la Tabla VII. Los mejores resultados, en todos los índices, corresponden a las puestas de reproductores inducidos con la dosis de 15 μg.kg-1. Sin embargo, solo existen diferencias estadísticamente significativas en el porcentaje de huevos viables. Así, el porcentaje de huevos viables obtenidos con la dosis de 15 μg.kg-1 se diferencia estadísticamente del obtenido con el resto de las dosis, excepto de la dosis 20 μg.kg-1, este a su vez se diferencia únicamente del obtenido con la dosis más baja de 1 μg.kg-1. Los huevos viables obtenidos con las dosis de 5, 10 y 25 μg.kg-1 no se diferencian entre sí. Sin embargo, estas dosis, si se diferencian de la dosis de 1 μg.kg-1. Se encontraron correlaciones polinomiales, estadísticamente significativas, entre las dosis empleadas y los porcentajes de huevos viables (Fig. 15) y fecundados (Fig. 16). Tabla VII. Índices de calidad de las puestas Dosis (μg.kg-1) % Huevos fecundados % Huevos viables % Eclosión % Larvas saco vitelino reabsorbido 1 93,70±10,24 50,72±16,27d 88,02±4,58 84,37±9,64 5 92,90±16,62 71,67±25,71bc 90,71±16,72 89,24±12,31 10 98,14±3,64 73,31±18,52bc 91,07±6,12 89,17±17,27 15 99,33±1,00 92,41±4,16a 95,14±3,63 92,33±6,35 20 98,98±2,18 84,46±16,27ab 85,39±16,73 91,51±10,17 25 98,57±1,71 70,67±14,83c 94,58±5,20 80,58±15,42 *Filas de una misma columna sin o con superíndices iguales no presentan diferencias significativas. Superíndices distintos indican diferencias significativas.
RESULTADOS 44 Fig.15.- Relación entre las dosis utilizadas y los porcentajes de huevos viables. Fig.16.- Relación entre las dosis utilizadas y los porcentajes de huevos fecundados.
RESULTADOS 45 4.4. EFECTO DE LAS DOSIS SOBRE LAS PRODUCCIONES 4.4.1. Producciones por kg de hembra y por puesta En referencia a las producciones (por kg de hembra y por puesta) de los grupos experimentales, (Fig.17) se observa que las mayores producciones, en todos los parámetros controlados, corresponden a la dosis de 15 μg.kg-1. En el número de huevos y de huevos fecundados, no existen diferencias estadísticamente significativas entre los producidos por los reproductores inducidos con las dosis de 5, 10, 15, 20 y 25 μg.kg-1, existiendo diferencias estadísticamente significativas, entre estas dosis y los inducidos con las dosis más baja de 1 μg.kg-1. En cuanto al número de huevos vivos y de larvas eclosionadas, tampoco existen diferencias estadísticamente significativas entre los producidos por los reproductores inducidos con las dosis de 5, 10, 15, 20 y 25 μg.kg-1, existiendo diferencias significativas de los inducidos con 15 μg.kg-1 con los inyectados con 1 y 20 μg.kg-1, a su vez los inducidos con 10 y 25 μg.kg-1 se diferencian de los de la dosis más baja de 1 μg.kg-1. No existiendo diferencias estadísticas entre los inducidos con 1 y 20 μg.kg-1. En referencia al número de larvas con saco vitelino reabsorbido, sucede lo mismo que en cuanto los huevos vivos y larvas eclosionadas, pero en este caso además no existen diferencias entre las puestas de los reproductores inducidos con las dosis en 1 y 25 μg.kg-1. 4.2.2. Producciones por kg de hembra e inyección En cuanto a las producciones (por kg de hembra e inyección) de los grupos experimentales, (Fig. 18) se observa de nuevo, que las mayores producciones, en todos los parámetros controlados, corresponden a la dosis de 15 μg.kg-1, existiendo diferencias significativas, en todos los parámetros con el resto de reproductores inducidos con el resto de las dosis. Observándose, que las producciones de los grupos experimentales inducidos con las dosis de 5, 10, 20 y 25 μg.kg-1 no se diferencian entre si, pero si con las producciones de los reproductores inducidos con la dosis más baja de 1 μg.kg-1.
RESULTADOS 46 1 5 10 15 20 25 NUMERO 0 1e+4 2e+4 3e+4 4e+4 5e+4 6e+4 7e+4 8e+4 9e+4 1e+5 1e+5 1e+5 1e+5 1e+5 2e+5 2e+5 2e+5 2e+5 2e+5 2e+5 Nº HUEVOS Nº HUEVOS FECUNDADOS Nº HUEVOS VIABLES Nº LARVAS NACIDAS Nº LARVAS CON SACO VITELINO REABSORBIDO b a a a a a aa a a ab ab ab ab abab ab ab ab bb bc bcbc c c c abc abc abc abc *Barras, del mismo color, sin o con una misma letra no presentan diferencias significativas. Barras, del mismo color, con diferentes letras presentan diferencias significativas. Fig.17.- Producciones (por kg de hembra y por puesta) de los grupos experimentales. DOSIS (µg/kg)
DISCUSION 53 La única especie de la familia Scienidae, con puestas espontáneas en cautividad es el corvinon ocelado (Davis, 1990, Dao, 2002). El resto de las especies de Esciénidos, incluyendo la corvina, a pesar de presentar excelentes condiciones para el cultivo, necesitan de la inducción de la puesta mediante tratamientos hormonales (Cardenas, 2010). En nuestro experimento, no se obtuvieron puestas en los grupos control sin inducir. Tampoco controles sin inducir, de reproductores salvajes de esta misma especie tuvieron puesta (Grau et al., 2007). En este mismo sentido Mylonas et al. (2004b) tampoco obtienen puestas en los controles, inyectados con una solución salina, de verrugato. Basaran et al. (2009) tampoco obtienen puestas en los controles no inducidos de verrugato. Los controles sin inducir del mero moreno, no tuvieron puestas (Marino et al., 2003). Agulleiro et al. (2006), no obtienen puestas en los controles inyectados con una solución salina, de reproductores de lenguado senegalés. En nuestro caso, todas las hembras que se inyectaron tuvieron puesta, también Fernández-Palacios et al. (2009), obtienen puestas en todas las hembras inyectadas con 10, 20, 30, 40 y 50 µg.Kg-1 de GnRHa. Por el contrario, Thomas y Boyd (1989), no obtienen puestas en todas las hembras, de la corvina pintada inyectadas con diferentes dosis de LHRHa. En este mismo sentido Libertini et al. (1998), solo obtienen puestas en el 69% de los grupos de reproductores de verrugato, inducidos con GnRHa. Mikolajczyk et al. (2008), obtienen puestas en todos los reproductores del timalo (Thymallus thymallus) inyectados con dosis de 16, 32 y 48 µg.kg-1 del análogo de la GnRH GonazonTM. Ritar y Pribadi (2006) obtienen puestas en todos los reproductores de la nacar australiana (Cheilodactylus spectabilis) implantados con 100, 200 y 400 µg.kg-1 de LHRHa. El periodo de latencia, hasta la primera puesta osciló entre la 30 y 32 horas y media, y es muy similar al señalado para otras especies de la familia Sciaenidae. Así, Battaglene y Talbot (1994), señalan un periodo de latencia de 30-35 horas en reproductores de corvina del Sur, inducidos con hGC. El mismo periodo de latencia, ha sido observado en puestas inducidas con diferentes dosis de LHRH, en reproductores de corvina pintada, corvinón ocelado y corvina de boca amarilla (Cynoscion xanthulus) (Thomas y Boyd, 1988). Un periodo de latencia de 24-36 horas, en puestas inducidas de reproductores de corvinón brasileño (Micropogonias undulatus), ha sido observado por Gwo et al. (1993).
DISCUSION 54 Sin embargo, periodos más cortos de 28±3 y de 22,5±3, han sido indicados por Gardes et al. (2000), para reproductores de corvinón ocelado, inyectados con 20 y 50 µg.kg-1 de LHRHa. Y otros más largos de 70 a 90 horas han sido señalados en puestas inducidas de reproductores de verrugato (Basaran et al., 2009). En otras familias se han observado varios rangos de periodos de latencia, entre 24-48 horas en puestas inducidas mediante GnRHa en anchoveta peruana (Engraulis ringens) (Espinoza et al., 2010), o entre 20-21 horas en puestas inducidas mediante sGTH, en anguila del Japón, (Anguilla japonica) (Sato et al., 2000). También, se observaron diferencias en los periodos de latencia de lenguado senegalés, dependiendo del método de inducción utilizado, 32 horas para la inyección, y de 37 a 39 horas para los implantes (Agulleiro et al., 2006). Weirich y Riley (2007), observaron en hembras de pámpano amarillo (Trachinotus carolinus), inducidas mediante implantes de GnRHa, periodos de latencia de 30 a 36 horas. En cuanto al periodo de latencia hasta la segunda puesta, es semejante al obtenido para la primera puesta de reproductores salvajes de esta misma especie, inyectados con 20 µg.kg-1, por Duncan et al. (2007) que fue de unas 60 horas, este periodo de latencia fue prácticamente el doble que el obtenido por nosotros para la primera puesta. Esto podría ser debido a que en el trabajo de Duncan et al. (2007), se utilizaron reproductores salvajes, recién pescados en el Algarve (Portugal), y trasladados por carretera hasta las instalaciones de IRTA (Tarragona, España), mientras que en nuestro caso los reproductores estaban acondicionados en nuestras instalaciones desde hacía 5 años, y ya habían sido inducidos en periodos de puesta anteriores. La captura y el manejo de peces silvestres pueden retrasar la maduración final y la ovulación incrementándose el periodo de latencia (Bromage, 1995). En nuestro trabajo, la correlación negativa entre dosis y periodo de latencia, tanto en la primera puesta como en la segunda, parece mostrar una clara interacción entre la dosis inyectada y la respuesta fisiológica de la corvina, a mayor dosis de GnRHa se obtiene un más rápida respuesta en la obtención de la puesta. En el mismo sentido, Wang et al. (2010) encuentran diferencias significativas en el periodo de latencia de yellow catfish (Pelteobagrus fluvidraco), inyectados con 10, 20, 40 y 80 µg.kg-1 de GnRHa, existiendo además una correlación negativa significativa entre la dosis empleada y el periodo de latencia.
DISCUSION 55 También Boza-Abarca et al. (2011) señalan una disminución del periodo de latencia a medida que aumenta la dosis de hGC en puestas inducidas del pargo lunarejo. Nosotros encontramos diferencias estadísticamente significativas en los periodos de latencia, tanto hasta la primera como hasta la segunda puesta. Estos datos contrastan con otros estudios, por ejemplo en esta misma especie, Fernández-Palacios et al. (2009), no encuentran diferencias estadísticamente significativas en el periodo de latencia de reproductores inyectados con dosis de 10, 20, 30, 40 y 50 µg.kg-1 de GnRHa. En silver perch (Bydianus bidyanus) no se encontraron diferencias significativas en el periodo de latencia de reproductores inducidos con dosis de 10, 20, 30 y 40 µg.kg-1 de GnRHa (Levavi-Sivan et al.2004). El mayor porcentaje de puestas corresponde a la dosis de 15 µg.kg-1, existiendo diferencias significativas con el resto de las dosis ensayadas. Se encontró una correlación polinomial significativa (p<0.05), entre la dosis empleada y el porcentaje de puestas. En este mismo sentido García (1989), trabajando con reproductores de la perca gigante, inyectados con dosis de 37.5, 75, 150 y 300 µg.kg-1 de LHRHa, encuentra diferencias significativas en el porcentaje de puestas, e indican un mayor porcentaje de puestas en los peces inyectados con la dosis intermedia de 75 µg.kg-1. Por el contrario Cerqueira y Canarin (2007) señalan un mayor porcentaje de puestas con dosis altas que con bajas en puestas de hembras de robalo chucumite (Centropomus parallehus) inyectados con dosis de 15, 35 y 50 µg.kg-1 de LHRHa. Respecto a los índices de la calidad de la puesta, los mejores resultados se obtienen con los reproductores inducidos con 15 µg.kg-1, siendo el porcentaje de huevos viables el único índice dónde se observan diferencias estadísticamente significativas. Estos datos coinciden con los señalados por Fernández-Palacios et al. (2009), que también encuentran diferencias significativas en el porcentaje de huevos viables, en reproductores de esta especie inducidos con 10, 20, 30, 40 y 50 µg.kg-1 de GnRHa. En ese estudio se obtuvo la mejor calidad de puesta con la dosis de 10 µg.kg-1, y se señala que la dosis óptima para la mayor producción de semilla debiera estar entre 10 y 30 µg.kg1.
DISCUSION 56 El porcentaje de huevos viables obtenido, con las dosis de 15 µg.kg-1, es mayor que el obtenido por Grau et al. (2007), en corvinas salvajes inyectadas con una dosis de 0,50 ml.kg-1 de Ovaprim. Barbaro et al. (1997) señalan un mayor porcentaje de huevos viables, en reproductores de dorada inyectados con una dosis de 20 µg.kg-1 de longactin GnRHa, que los inyectados con dosis de 40 y 80 µg.kg-1, indicando diferencias significativas entre los obtenidos con 20 y 80 µg.kg-1. Agulleiro et al. (2006), utilizando dosis de 1, 5, 30 µg.kg-1 de GnRH en lenguado senegalés observaron que la dosis óptima, para la obtención de un mayor porcentaje de huevos viables fue la intermedia. En pargo lunarejo se ha observado que los implantes de 25 µg.kg-1 producen mejores resultados que los de 50 y de 100 µg.kg-1 (Ibarra-Castro y Duncan, 2007). Los resultados obtenidos en nuestro experimento, coinciden con los reportados por FernándezPalacios et al. (2009), con esta misma especie, donde indican que dosis tanto bajas como altas, pueden ocasionar un deterioro de la calidad de la puesta. En general, la tendencia a la reducción de calidad de huevos con altas dosis (García, 1989), puede ser explicada por la aceleración del desarrollo de los oocitos, proporcionalmente a la dosis empleada, implicando una puesta anticipada y una reducción en la calidad de los huevos Mylonas et al. (1992). Aunque los porcentajes de huevos fecundados, eclosión y larvas con el saco vitelino reabsorbido fueron más elevados con las dosis de 15 µg.kg-1, no se encontraron diferencias significativas con las dosis más altas o más bajas. Gardes et al. (2000), también encuentran mejores resultados en los porcentajes de fecundación, eclosión y supervivencia larvaria, en puestas de corvinón ocelado inyectados con 20 µg.kg-1, que en los inyectados con 50 µg.kg-1 de LHRHa. Wang et al. (2009) tampoco encuentran diferencias significativas, en los porcentajes de fecundación y de eclosión en reproductores del misgurno de Asia (Misgurnus anguillicaudatus) inyectados con GnRHa en dosis de 10, 20, 40 y 60 µg.kg-1. En este mismo sentido Yang y Chen (2004), no encuentran diferencias significativas en los porcentajes de fecundación y eclosión, en puestas de reproductores del obscure puffer (Takifugu obscurus), inyectados con dosis de 40, 60 y 80 µg.kg-1 de LHRHa. Tampoco Nazari y Ghomi (2010), encuentran diferencias significativas, en los porcentajes de fecundación y supervivencia laravaria hasta la reabsorción, en puestas del Persian sturgeon (Acipenser persicus) inyectados con dosis crecientes de 3, 5, 7, 8 y 10 µg.kg-1 de LHRH-A2.
DISCUSION 57 El porcentaje de fertilización es un índice importante para mostrar la sincronización entre machos y hembras. Los porcentajes obtenidos en este estudio (93-99%), son similares a los obtenidos para puestas de reproductores nacidos en cautividad, de esta misma especie por Fernández-Palacios et al. (2009), para la corvina pintada por Thomas y Boyd (1989), y para el verrugato (Libertini et al. 1998). Y son bastante altos en comparación con otros experimentos, en los cuales se utilizaban métodos de inducción hormonal, en la misma especie Duncan et al. (2012), encontraron fertilizaciones que no superan el 70 %, en reproductores salvajes de corvina, implantados con una dosis de 50 µg.kg-1, o inyectados con 20 µg.kg-1. En corvinón brasileño, inducido con LHRHa este porcentaje es del 56% (Sink et al.,2010). La tasa de eclosión, que varió en nuestro trabajo, entre 85 y 95%, fue ligeramente superior que la señalada por Fernández-Palacios et al. (2009), para esta misma especie, en puestas inducidas de reproductores nacidos en cautividad, y que osciló entre el 61 y 90 %, y más alta en comparación con datos publicados por Cárdenas et al. (2009), sobre esta misma especie, usando diferentes dosis de sGnRH y lGnRH. En verrugato, se ha observado una tasa de eclosión variable entre 45 y 95% según el experimento y el tipo de GnRH usado (Barbaró et al., 2002; Mylonas et al., 2004b). La tasa de supervivencia de las larvas que todavía no se han alimentado del exterior, tal como ocurre a los 3 días (apertura de la boca), puede ser un indicador de calidad muy útil, esto es debido a que puede indicar el potencial de supervivencia intrínseco de la larva (Giménez et al., 2006). En este trabajo el porcentaje de larvas con el saco vitelino reabsorbido supera en todas las dosis ensayadas el 80%, y es muy superior al obtenido en otras especies, en el verrugato Mylonas et al. (2004b) observaron una tasa de supervivencia a los 4 días entre 46 y 80 %. En la misma familia de los Esciénidos, en el corvinón brasileño, Sink et al. (2010), encontraron una tasa aun más baja del 37%. En cuanto a las producciones de los grupos experimentales, las mayores en todos los parámetros controlados: número de huevos, número de huevos fecundados, número de huevos viables, número de larvas nacidas y número de larvas con el saco vitelino reabsorbido, por kg de hembra y por puesta, corresponden a las puestas de los reproductores inyectados con la dosis de 15 µg.kg-1.
DISCUSION 58 Levavi-Sivan et al. (2004) indican una mayor volumen de huevos por kg de hembra del silver perch, cuando son inyectadas con dosis de 10 µg.kg-1, que cuando lo son dosis de 20, 30 y 40 µg.kg1 de GnRHa. En este mismo sentido, Bertotto et al. (2006) indican una producción de casi el doble de huevos, en puestas de reproductores de lenguado inyectados con 20 µg.kg-1 de longactin GnRHa, que los inyectados con 40 µg.kg-1. Por el contrario, Luckenbach y Sullivan (2004) señalan una fecundidad total creciente en reproductores de lenguado de Florida con implantes de 4, 20 y 100 µg.kg-1 de GnRHa. Berlinsky et al. (2005), obtienen una mayor fecundidad relativa en puestas del serrano estriado (Centropristis striata) inyectados con 20 µg.kg-1 que cuando lo son con 100 µg.kg-1 de LHRHa. La fecundidad relativa obtenida con la dosis de 15 µg.kg-1 (123.517 huevos), fue más del doble de la obtenida (50.208 huevos) en la hatchery del IFAPA, Puerto de Santa María (Cádiz, España), inyectando reproductores salvajes de esta misma especie con 150 µg.kg-1 de hormonas liberadoras (LHRH). Y de casi el cuádruple, que la obtenida (32.246 huevos) en la hatchery del LIMIA en Port d’Andratx (Mallorca, España), inyectando reproductores salvajes de esta misma especie con 0.5 ml.kg-1 de Ovaprim. La fecundidad relativa de todos los grupos experimentales, del presente experimento, fue mayor que la obtenida en la hatchery del LIMIA (Cárdenas et al., 2008). Por el contrario, la fecundidad relativa más alta obtenida en el presente experimento, es menor que la indicada por Duncan et al. (2007), para reproductores salvajes de esta misma especie inyectados con 20 µg.kg-1 de GnRHa (200.340 huevos), o con implantes de GnRHa de 50 µg.kg-1 (282.430 huevos). En lo que se refiere a la producción por kg de hembra y por inyección, el obtenido con la dosis de 15 µg.kg-1 es casi el triple que el obtenido inyectando reproductores salvajes de esta misma especie con 0.5 ml.kg-1 de Ovaprim, el obtenido con todos los grupos del presente experimento, excepto el inyectado con 1 µg.kg-1, fue mayor que el señalado para reproductores salvajes de corvina inyectados con 0.15 µg.kg-1 de GnRHa (Grau et al., 2007). En este mismo sentido García (1989) obtiene una mayor producción por inyección en puestas de reproductores de perca gigante inyectados con una dosis de 75 µg.kg-1 que los inducidos con 37,5, 150 o 300 µg.kg-1.
CONCLUSIONES 60 6. CONCLUSIONES 1. En este estudio se ha demostrado, a diferencia de lo que sucede con otras especies, la posibilidad de obtener puestas viables inducidas, con reproductores nacidos en cautividad (Generación F1). 2. En nuestro estudio, no hubieron diferencias significativas entre ninguno de los parámetros de madurez de los reproductores, por lo que estos no debieron ejercer ninguna influencia en las diferencias estadísticas encontradas entre los parámetros de eficacia, calidad y producción, que debieron ser consecuencia de las diferencias dosis de GnRHa ensayadas. 3. Hembras con oocitos con diámetro superior a las 500 µ son aptas para la inducción hormonal y obtención de puestas viables. 4. En nuestro experimento, no se obtuvieron puestas en los grupos control sin inducir, lo que indica que es necesario inducir hormonalmente los reproductores de corvina, para la producción en el Mediterráneo y Canarias de semilla de corvina, y contribuir así a la diversificación de las especies cultivadas. 5. Este estudio ha demostrado que la inducción hormonal con GnRHa, es una herramienta útil para la obtención de puestas viables de la corvina. Todas las hembras inyectadas han tenido puesta, existiendo una relación polinomial, entre el número de puestas obtenido por inyección y la dosis empleada. 6. El periodo de latencia (periodo de tiempo transcurrido entre la inyección y el momento de la puesta o puestas) es inversamente proporcional a la dosis utilizada.
CONCLUSIONES 61 7. La dosis de 15 µg.kg-1, ha sido la más efectiva de las ensayadas en este trabajo, en lo que se refiere a los índices de calidad de las puestas, encontrándose relaciones polinomiales significativas, entre la dosis ensayada y los porcentajes de huevos viables y de huevos fecundados. 8. La dosis de 15 µg.kg-1, ha sido la más efectiva de las ensayadas en este trabajo, en lo que se refiere a las producciones de huevos, huevos fecundados, huevos viables, larvas eclosionadas y larvas con el saco vitelino reabsorbido por kg de hembra, tanto por puesta como por inyección.
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