Lactonas sesquiterpénicas de origen natural que inducen apoptosis y la activación de la vía MAPK en líneas celulares tumorales humanas

LACTONAS SESQUITERPÉNICAS DE ORIGEN NATURAL QUE INDUCEN APOPTOSIS Y LA ACTIVACIÓN DE LA VÍA MAPK EN LÍNEAS CELULARES TUMORALES HUMANAS 2013 En los últimos años, el tratamiento del cáncer ha evolucionado mucho, se ha conseguido aumentar la supervivencia (por ejemplo, leucemias o linfomas), pero no con la efectividad deseada debido fundamentalmente a una insuficiente actividad terapéutica ó a una excesiva toxicidad. El uso de agentes naturales para prevenir el desarrollo o la repetición de cánceres ha sido aceptado ampliamente como una opción realista para controlar la enfermedad. Muchos compuestos derivados de plantas han sido utilizados como medicamentos. A lo largo de la historia se han identificado infinidad de compuestos en plantas. En la familia Compositae, representada en Canarias por unos 32 géneros, los compuestos químicos que predominan son fundamentalmente lactonas sesquiterpénicas, compuestos que contienen el grupo  -metilen--butirolactona y que han atraído mucha atención durante años. Lactona tipo germacranolida Lactona tipo eudesmanolida Lactona tipo guayanolida 5 UNIVERSIDAD DE LAS PALMAS DE GRAN CANARIA Departamento: DEPARTAMENTO DE QUÍMICA Y DEPARTAMENTO DE BIOQUÍMICA Y BIOLOGÍA MOLECULAR, FISIOLOGÍA, GENÉTICA E INMUNOLOGÍA Programa de Doctorado: Obtención, Preparación y Evaluación Biológica de Fármacos de Origen Marino y Terrestre (Programa Interdepartamental) TÍTULO LACTONAS SESQUITERPÉNICAS DE ORIGEN NATURAL QUE INDUCEN APOPTOSIS Y LA ACTIVACIÓN DE LA VÍA MAPK EN LÍNEAS CELULARES TUMORALES HUMANAS Memoria para optar al grado de Doctor por la Universidad de Las Palmas de Gran Canaria presentada por la Licenciada: Dª. Gledy Negrín Morales La Doctoranda El Director El Director Dª Gledy Dr. Francisco Dr. José Negrín Morales Estévez Rosas Quintana Aguiar Las Palmas de Gran Canaria, a 4 de Abril de 2013 6 7 D. FRANCISCO ESTÉVEZ ROSAS, CATEDRÁTICO DEL DEPARTAMENTO DE BIOQUÍMICA Y BIOLOGÍA MOLECULAR, FISIOLOGÍA, GENÉTICA E INMUNOLOGÍA DE LA UNIVERSIDAD DE LAS PALMAS DE GRAN CANARIA. CERTIFICA, Que Dª. Gledy Negrín Morales, licenciada en Biología por la Universidad de La Laguna, ha realizado bajo mi dirección y asesoramiento el trabajo de investigación titulado: LACTONAS SESQUITERPÉNICAS DE ORIGEN NATURAL QUE INDUCEN APOPTOSIS Y LA ACTIVACIÓN DE LA VÍA MAPK EN LÍNEAS CELULARES TUMORALES HUMANAS Una vez revisada la presente memoria, escrita en castellano, en forma y estructura acorde con el reglamento vigente para la elaboración, tribunal, defensa y evaluación de tesis doctorales de la Universidad de Las Palmas de Gran Canaria, la encuentra apta para su defensa pública ante tribunal para la obtención del título de Doctor por la Universidad de Las Palmas de Gran Canaria. Para que así conste y surta los efectos oportunos, extiende la presente certificación en Las Palmas de Gran Canaria, a 4 de Abril de 2013. Fdo. D. Francisco Estévez Rosas 8 9 D. JOSÉ QUINTANA AGUIAR, PROFESOR TITULAR DEL DEPARTAMENTO DE BIOQUÍMICA Y BIOLOGÍA MOLECULAR, FISIOLOGÍA, GENÉTICA E INMUNOLOGÍA DE LA UNIVERSIDAD DE LAS PALMAS DE GRAN CANARIA. CERTIFICA, Que Dª. Gledy Negrín Morales, licenciada en Biología por la Universidad de La Laguna, ha realizado bajo mi dirección y asesoramiento el trabajo de investigación titulado: LACTONAS SESQUITERPÉNICAS DE ORIGEN NATURAL QUE INDUCEN APOPTOSIS Y LA ACTIVACIÓN DE LA VÍA MAPK EN LÍNEAS CELULARES TUMORALES HUMANAS Una vez revisada la presente memoria, escrita en castellano, en forma y estructura acorde con el reglamento vigente para la elaboración, tribunal, defensa y evaluación de tesis doctorales de la Universidad de Las Palmas de Gran Canaria, la encuentra apta para su defensa pública ante tribunal para la obtención del título de Doctor por la Universidad de Las Palmas de Gran Canaria. Para que así conste y surta los efectos oportunos, extiende la presente certificación en Las Palmas de Gran Canaria, a 4 de Abril de 2013. Fdo. D. José Quintana Aguiar 10 11 Para empezar un gran proyecto, hace falta valentía. Para terminar un gran proyecto, hace falta perseverancia Anónimo 12 Este trabajo ha sido financiado por: - Ministerio de Educación y Ciencia de España y FEDER. Plan Nacional de Biomedicina. SAF 2004-07928 y SAF 2007-62536. - Subvención para equipamiento e infraestructura científicotecnológica. Dirección General de Universidades e Investigación. Resoluciones de 21 de diciembre de 2006 y 21 de diciembre de 2007. - Agencia Canaria de Investigación, Innovación y Sociedad de la Información del Gobierno de Canarias. PI 2007/045. - Instituto Canario de Investigación del Cáncer. RED PRODNATCANCER2008 y 2009. Ilustración de portada: Lactonas sesquiterpénicas y plantas de las que fueron aisladas: Nauplius stenophyllus, Asteriscunolida A, Tanapsina Tanacetum oshanahanii, Ilustración de contraportada: Microfotografías de una célula HL-60 normal (izquierda) y una célula en apoptosis (derecha) obtenida mediante microscopía electrónica de transmisión. 3 ÍNDICE 1 ABREVIATURAS 7 FIGURAS Y TABLAS 15 I. INTRODUCCIÓN 19 1. Cáncer 21 1.1. Tratamiento 23 1.2. Uso de fármacos de origen natural 24 2. Lactonas 25 3. Apoptosis 27 4. Maquinaria apoptótica 32 4.1. Las caspasas 32 4.2. Vías de activación de la apoptosis 35 4.2.1. Vía extrínseca 35 4.2.2. Vía intrínseca 37 4.3. Sustratos de las caspasas 40 4.4. Inhibidores de las caspasas 42 4.5. Proteínas de la familia Bcl-2 45 4.6. Mecanismos de acción de las MAPK’s en la apoptosis celular 49 4 II. OBJETIVOS 55 III. MATERIAL Y MÉTODOS 59 1. Agentes farmacológicos 61 2. Productos y material 62 3. Modelo experimental 66 3.1. Cultivo de células leucémicas humanas HL-60, JURKAT y MOLT-3, y células de linfoma histiocítico humano U937 66 3.2. Cultivo de células de melanoma humanas SK-MEL-1 67 3.3. Cultivo de células A549 (cáncer de pulmón humano). 67 3.4. Cultivo de células HL-60 transfectadas con el gen humano Bcl-xL (HL-60 que sobre expresan Bcl-xL), HL-60 con su vector control HL-60 bcl-neo y U937 que sobre expresan el gen humano de bcl-2 (denominadas U937/Bcl-2). 68 3.5. Células mononucleares de sangre periférica de origen humano 69 5 3.6. Tratamiento con los compuestos 69 4. Métodos 70 4.1. Evaluación de la citotoxicidad in vitro y estudios de la proliferación celular: MTT 70 4.2. Estudio de la apoptosis celular 71 4.2.1. Tinción con el fluorocromo bisbenzimida 71 4.2.2. Fragmentación del ADN 72 4.2.3. Cuantificación de las células hipodiploides por citometría de flujo. Cuantificación de la fracción SubG1, G1, S y G2/M mediante el análisis del contenido en ADN 73 4.2.4. Determinación de las células apoptóticas mediante el análisis de la externalización de fosfatidilserina 74 4.2.5. Microscopía electrónica de transmisión (MET) 75 4.3. Determinación de la actividad caspasa 76 4.4. Inmunodetección de proteínas (western blot) 76 6 4.5. Determinación de la generación de especies reactivas de oxígeno intracelulares. 79 4.6. Análisis de la despolarización de la membrana mitocondrial (m) 80 5. Métodos estadísticos 81 IV. RESULTADOS 83 V. DISCUSIÓN 107 VI. CONCLUSIONES 119 VII. BIBLIOGRAFÍA 123 VIII. ANEXOS 139 7 A AB BR RE EV VI IA AT TU UR RA AS S 8 9 m Potencial de membrana mitocondrial µM Micromolar 14-3-3 Proteínas adaptadoras y de andamiaje Ac-DEVD-pNA N-Acetil-Asp-Glu-Val-Asp-p-nitroanilina Ac-IETD-pNA Ac-lle-Glu-Thr-Asp-p-nitroanilina ADN Ácido desoxirribonucleico AIF Factor inductor de apoptosis Akt Quinasa involucrada en la supervivencia celular Apaf-1 Factor activador de proteasas apoptóticas Ara-C 1-β-D-arabino-furanosil-citosina ARN Ácido ribonucleico AS Asteriscunolida A ATP Adenosín trifosfato Bad Proteína pro-apoptótica perteneciente a la familia Bcl-2 Bak Proteína pro-apoptótica perteneciente a la familia Bcl-2 Bax Proteína pro-apoptótica perteneciente a la familia Bcl-2 Bcl-2 Proteína anti-apoptótica Bcl-xL Proteína anti-apoptótica perteneciente a la familia Bcl-2 Bid Proteína pro-apoptótica BIR Dominio de interacción proteína-proteína presente en las IAPS CAK Proteína quinasa constitutiva activadora de CDK CARD Dominio de reclutamiento de caspasa CAT Catalasa CCCP Carbonil Cianuro m-ClorofenilHidrazona Cdc25 Proteína fosfatasa que participa en la activación del complejo Cdk1/Ciclina B CDK Proteína quinasa dependiente de ciclina CDK1 Proteína quinasa dependiente de ciclina 1 CDK2 Proteína quinasa dependiente de ciclina 2 CDK4 Proteína quinasa dependiente de ciclina 4 CDK6 Proteína quinasa dependiente de ciclina 6 CIP Proteínas inhibidoras de CDKs 10 CKI Inhibidores de las quinasas dependientes de ciclinas CoA Coenzima A CREB Factor de transcripción Cyc Ciclina DAG Diacilglicerol DCF Diacetato 2´,7´-diclorofluoresceína DD Dominio (de) muerte DED Dominio efector (de) muerte DEVD-pNA Sustrato específico de caspasa -3/-7 DGK Diacilglicerol quinasa DISC Complejo inductor de muerte DMSO Dimetilsulfóxido DNA-PK Proteína quinasa dependiente de ADN DTT Ditiotreitol EDTA Ácido etilen-diamin-tetra-acético EGFR Receptores del factor de crecimiento epidérmico EGTA Ácido etilenglicol-bis-N,N'-tetraacético Elk-1 Factor de transcripción nuclear ERK1/2 Proteína quinasa regulada por señales extracelulares 1 y 2 EROs Espécies reactivas de oxígeno ETO Etopósido FADD Dominio de muerte asociado a Fas Fas Receptor de muerte, también llamado Apo1 o CD95 FasL Ligando del receptor (de) muerte Fas FBS Suero bovino fetal GPCR Receptor asociado a proteína G GTP Guanosín trifosfato HEPES N-[2-hidroxietil] piperazino N'-[2-etanosulfanílico] Hsp27 Proteína de choque térmico de 27 kDa Hsp40 Proteína de choque térmico de 40 kDa Hsp70 Proteína de choque térmico de 70 kDa 11 IAP Proteína inhibidora de apoptosis IC50 Concentración de producto que inhibe el crecimiento celular a la mitad ICAD/DFF45 Inhibidor de la DNasa activada por caspasa. IP Yoduro de propidio JC-1 Yoduro de 5,5',6,6'–tetracloro-1,1',3,3'- tetraetilbenzimidazolocarbocianina JNK Proteína quinasa N-terminal de jun JNKK Proteína quinasa de las JNK Jun Factor de transcripción de la familia de AP-1 MAPK Proteína quinasa activada por mitógenos MEK Proteína quinasa MAPK/ERK MEKK Proteína quinasa de las MEKs MIF Factor inhibitorio de la migración MK Proteínas quinasas activadas por MAPKs MKP MAP quinasas fosfatasas MMP Metaloproteinasa de la matriz extracelular MOM Membrana mitocondrial externa MSK Proteína quinasa activada por mitógenos y estrés m-TOR Proteína quinasa de la familia de la PI3K MTT Bromuro de 3-[4,5dimetiltiazol-2-il]-2,5difeniltetrazolio Myc Factor de transcripción nuclear MYT1 Factor de transcripción de mielina Na3VO4 Ortovanadato sódico NAC N-acetil-L-cisteína NaCl Cloruro de sodio NADPH Nicotinamida adenina dinucleótido fosfato reducido NaOH Hidróxido de sodio NF-κB Factor nuclear - κB p21 Inhibidor de quinasas dependientes de ciclinas p38MAPK p38 proteína quinasa activada por mitógenos P53 Proteína supresora de tumores 12 PA Plasminógeno tisular PARP-1 Poli (ADPribosa) polimerasa-1 PBMC Células mononucleares humanas de sangre periférica PBS Tampón fosfato salino PC Fosfatidilcolina PD98059 Inhibidor específico de la quinasa reguladora MEK1 PHA Fitohemaglutinina PI3K Fosfatidil inositol 3-quinasa PIP2 PI 4,5-bisfosfato PK Proteína quinasa PKA Proteína quinasa A PKB Proteína quinasa B PKC Proteína quinasa C PL Fosfolipasa PLA2 Fosfolipasa A2 PLC Fosfolipasa C PMSF Fluoruro de metilsulfonilfenilo PP1 Proteína fosfatasa 1 PP2A Proteína fosfatasa 2A pRB Proteína retinoblastoma PTP Poro de transición de permeabilidad PVDF Fluoruro de Poli-vinilideno Raf-1 MAPKKK Ras Proteína G pequeña RING Dominio interacción proteína-proteína RIP Proteína de interacción con el receptor ROS Especies reactivas de oxígeno RTK Receptores tirosina quinasas SAPK MAPK activada por estrés SB203580 Inhibidor específico de p38MAPK SDS Dodecil sulfato sódico Ser Serina 19 I IN NT TR RO OD DU UC CC CI IÓ ÓN N 20 21 1 1. . C Cá án nc ce er r Bajo la denominación cáncer se incluyen un conjunto de enfermedades caracterizadas por una producción anómala de un determinado tipo celular del organismo. Estas células tienen una velocidad de crecimiento y división más allá de los límites normales, por lo que progresivamente van invadiendo el organismo. El cáncer constituye una de las enfermedades de mayor relevancia en el mundo por su incidencia, prevalencia y mortalidad. A escala mundial, es la principal causa de muerte y se prevé que alcance los 13,1 millones en 2030 [1]. Las enfermedades cardiovasculares son la principal causa de muerte por enfermedades no transmisibles (48%), seguidas del cáncer (21%) y de las enfermedades respiratorias crónicas (12%) [2]. En Europa causa el 20% de las muertes, con más de 3 millones de casos nuevos y 1,7 millones de muertes cada año. En España el cáncer ha adquirido tal magnitud que se sitúa como la primera causa de muerte (la primera en varones y la segunda en mujeres) y es por tanto un problema de salud prioritario. Uno de cada tres varones y una de cada cuatro mujeres se diagnosticarán de cáncer a lo largo de su vida. Cada año la incidencia del cáncer aumenta en España, pero también disminuye su mortalidad, lo cual refleja los avances en el diagnóstico precoz y el tratamiento [3]. 22 Hay más de 100 tipos diferentes de cáncer. La mayoría toman el nombre del órgano o tejido en donde empiezan pudiendo agruparse en distintas categorías: - Carcinoma: cáncer que empieza en la piel o en tejidos que revisten o cubren los órganos internos. - Sarcoma: cáncer que empieza en hueso, en cartílago, grasa, músculo, vasos sanguíneos u otro tejido conjuntivo o de sostén. - Leucemia: cáncer que empieza en el tejido en el que se forma la sangre, como la médula ósea, y causa que se produzcan grandes cantidades de células sanguíneas anormales y que entren en la sangre. - Linfoma y mieloma: cánceres que empiezan en las células del sistema inmunitario. - Cánceres del sistema nervioso central: cánceres que empiezan en los tejidos del cerebro y de la médula espinal. En la mayoría de estos tipos de cáncer, las células, al dividirse de forma incontrolada, forman una masa que recibe el nombre de tumor. Pero hay otros tipos de cáncer, como la leucemia, que no forman tumor. La leucemia consiste en la proliferación incontrolada de una población anómala de células de la sangre. Estas células anómalas infiltran la médula ósea, impidiendo la producción de las restantes células normales, e invaden la sangre y otros órganos. La leucemia puede afectar uno de los dos 23 tipos principales de glóbulos blancos: las células linfoides o las células mieloides. Cuando son las células linfoides las afectadas, el trastorno se denomina leucemia linfoide o linfoblástica. Si las células afectadas son las mieloides, la enfermedad se denomina leucemia mieloide. 1 1. .1 1. . T Tr ra at ta am mi ie en nt to o En los últimos años, el tratamiento del cáncer ha evolucionado mucho, se ha conseguido aumentar la supervivencia (por ejemplo, leucemias o linfomas), pero no con la efectividad deseada debido fundamentalmente a una insuficiente actividad terapéutica ó a una excesiva toxicidad. Estos problemas sólo podrán solucionarse seleccionando las mejores dianas terapéuticas y mediante el uso de biomarcadores para identificar a los pacientes apropiados para recibir cada tratamiento [4]. El gran avance se ha realizado con el conocimiento de la muerte celular por apoptosis, mecanismo mediante el cual las células son eliminadas con el propósito de controlar la proliferación celular ó en respuesta a un daño en el ADN. Este conocimiento es el que nos proporciona las líneas a seguir en el desarrollo de nuevas terapias dirigidas, induciendo la muerte de las células tumorales de forma específica o sensibilizándolas frente a los tratamientos antitumorales actuales 24 Las neoplasias hematológicas forman uno de los grupos de cáncer más estudiados. En 1980 se descubrió que los glucocorticoides inducen fragmentación del ADN y apoptosis en los timocitos, y desde entonces el sistema hematopoyético ha desvelado numerosas situaciones en las que los mecanismos de muerte celular resultan clave en el control de la homeostasis. El análisis de este mecanismo ha proporcionado nuevas dianas terapéuticas eficaces en el tratamiento de este y otros tipos de cáncer [5]. Entre las neoplasias hematológicas, la leucemia mieloide crónica es una de las más estudiadas, y constituye uno de los mejores ejemplos de cómo una enfermedad puede ser tratada mediante una terapia dirigida a una diana molecular específica. El esfuerzo realizado en la identificación de nuevas dianas terapéuticas ha tenido en los últimos años múltiples frutos, ejemplos de ello son: el Bortezomib, tratamiento de elección en mieloma múltiple, el Trastuzumab de aplicación en cáncer de mama, ó el Cetuximab que se utiliza en el tratamiento del cáncer de colon metastásico con sobreexpresión de receptores del factor de crecimiento epidérmico (EGFR) [6]. 1 1. .2 2. . U Us so o d de e f fá ár rm ma ac co os s d de e o or ri ig ge en n n na at tu ur ra al l Muchos compuestos derivados de plantas han sido utilizados como medicamentos, ya sea en su forma original o semisintético. Metabolitos secundarios de las plantas también pueden servir como precursores de drogas, prototipos de 25 medicamentos y sondas farmacológicas. En la actualidad encontramos fármacos a partir de plantas, que ya son medicamentos aprobados y compuestos actualmente en ensayos clínicos. Hay también varios extractos de plantas o "fitomedicamentos" en ensayos clínicos para el tratamiento de diversas enfermedades. A lo largo de la historia se han identificado infinidad de compuestos en plantas. En la familia Compositae (Asteraceae), representada en Canarias por unos 32 géneros, los compuestos químicos que predominan son fundamentalmente lactonas sesquiterpénicas. Debido a su rango apreciable de actividades biológicas, incluidas las propiedades antitumorales, es por lo que la lactonas sesquiterpénicas se hacen merecedoras de la atención de la investigación farmacológica. En el futuro, en general los compuestos derivados de plantas seguirán siendo un aspecto esencial para acelerar el descubrimiento de nuevos tratamientos [7]. 2 2. . L La ac ct to on na as s En los últimos años, el uso de agentes naturales para prevenir el desarrollo o la repetición de cánceres ha sido aceptado ampliamente como una opción realista para controlar la enfermedad. Los compuestos que contienen el grupo  -metilen--butirolactona han atraído mucha atención durante años ya que es un potente receptor para nucleófilos 26 que pueden inhibir los enzimas que contienen centros nucleofílicos esenciales, como grupos amino (- NH2) y tiol (- SH)[8]. Las lactonas sesquiterpénicas, componentes activos de muchas plantas medicinales de la familia Asteraceae, son fitoconstituyentes de bajo peso molecular, de carácter lipofílico, incoloros y amargos. Se obtienen de la parte aérea de las plantas, constituyen un grupo de terpenoides C-15 con un anillo lactónico y contienen el agrupamiento - metilén--lactona. Los compuestos con este grupo ejercen su efecto actuando como agentes alquilantes a través de una adición tipo Michael [9] (Figura 1.1). Figura 1: Reacción de Michael o adición de Michael 27 El responsable de las actividades biológicas incluyendo la citotoxicidad frente a células tumorales, es la interferencia en las funciones de las proteínas por la formación de enlaces entre las lactonas sesquiterpénicas y los grupos sulfhidrilos (-SH) de dichas macromoléculas [10]. Las lactonas sesquiterpénicas presentan estructuras que parecen tener un origen común, habiéndose formado en procesos biogenéticos estrechamente relacionados y que permiten proporcionar caracteres químicos útiles dentro de la tribu. Así podemos clasificarlas en tres grandes grupos: lactonas tipo germacranolida, lactonas tipo eudesmanolida y lactonas tipo guayanolida. (Figura 2). Figura 2. Clasificación de las lactonas 3 3. . A Ap po op pt to os si is s La muerte celular puede producirse a través de dos mecanismos: necrosis y apoptosis. En general, la necrosis es 28 un tipo de muerte celular pasiva que se deriva en respuesta a disfunciones celulares agudas (procesos de toxicidad) que conllevan la liberación al entorno del contenido intracelular y a la activación de una respuesta inflamatoria. El término apoptosis fue utilizado por primera vez en un artículo ya clásico de Kerr, Wyllie, y Currie en 1972 para describir una forma morfológicamente distinta de muerte celular. La apoptosis es un proceso de muerte celular activo y muy regulado que tiene lugar durante el desarrollo, y en diferentes contextos fisiológicos como procesos inmunológicos o en respuesta a lesiones celulares. Se caracteriza por la formación de cuerpos apoptóticos, posteriormente fagocitados por los macrófagos, que evitan la liberación del contenido celular y la activación de una respuesta inflamatoria [11]. Las células normales tienen capacidad de división de forma limitada con un número finito de divisiones. Al final de su vida útil, mueren por apoptosis o entran en un estado de parada irreversible del crecimiento conocido como senescencia replicativa. La vida útil de una célula es un equilibrio entre las respuestas de la célula hacia la supervivencia o hacia la muerte mediante un proceso complejo y dinámico como consecuencia del balance de diferentes estímulos intrínsecos y ambientales [11]. Así, una desregulación del proceso de apoptosis, ya sea por déficit o por exceso, puede desencadenar un gran número de patologías. En la Tabla 1 encontramos algunas de las 35 existen dentro de la célula como monómeros inactivos. Estos monómeros zimógenos requieren la dimerización para asumir una conformación activa, y esta activación es independiente de la escisión. La dimerización se produce en los complejos activadores multiproteicos, donde los zimógenos son reclutados en virtud de su dominio N-terminal de reclutamiento. El complejo activador implicado depende del origen del estímulo de muerte, que se clasifican como extrínseca o intrínseca. 4.2. Vías de activación de la apoptosis En mamíferos se han descrito dos vías principales de apoptosis, que requieren diferentes caspasas-iniciadoras, pero que convergen a nivel de las caspasas-efectoras activadas [11]. Una es la activada por los receptores de superficie llamados "Receptores de la muerte" [23,24] y la otra, es la inducida por diferentes situaciones de estrés celular que inducirá la salida de factores apoptóticos mitocondriales, y donde tienen mucha importancia los miembros de la familia de Bcl-2, denominados "Los guardianes de la integridad mitocondrial" [25,26] (Figura 5). 4.2.1. Vía extrínseca: receptores de muerte celular. La vía extrínseca o de los receptores de muerte se activa cuando un ligando se une a sus correspondientes receptores. 36 Figura 5: Vías de activación de la apoptosis Se han identificado dos familias de receptores con estas características: los receptores de muerte de la familia del receptor de factor de necrosis tumoral (TNFR), que incluyen TNFR1, Fas (CD95), DR3/WSL y los receptores del ligando inductor de apoptosis relacionado con el TNF, TRAIL (TNF related apoptosis-inducing ligand)/Apo-2L (TRAILR1/DR4, TRAIL-R2/DR5). La vía apoptótica desencadenada por la activación de los receptores de la muerte, provoca la formación del complejo de señalización inductor de muerte, llamado DISC (deathinducing signaling complex). Este complejo DISC está 37 formado por la unión de las proteínas adaptadoras FADD (Fas-associated death domain, dominio muerte asociado a Fas) y TRADD (TNFR1-associated death domain protein) mediante su dominio de muerte, DD (death domain) y por interacciones homólogas, recluta en el DISC a la procaspasa8, que también contiene un DED. Después, la procaspasa-8 es activada proteolíticamente y la caspasa-8 activa (caspasa iniciadora) es liberada del DISC al citoplasma, formando un heterotetrámero de 2 subunidades pequeñas y 2 grandes [27]. 4.2.2. Vía intrínseca: inicio de la señal de apoptosis en la mitocondria. La vía intrínseca o mitocondrial se ejecuta en respuesta a estímulos externos, agentes tóxicos o daño en el ADN. En este proceso, las distintas vías de respuesta convergen en la mitocondria a través de la activación de miembros proapoptóticos de la familia de Bcl-2, que darán lugar a la permeabilización de la membrana mitocondrial externa y la consiguiente liberación de moléculas como citocromo c [11,28] que, una vez en el citosol, se asocia con Apaf-1 (apoptotic protease activating factor, factor activador de proteasa apoptótica) posibilitando así el reclutamiento del proenzima de la caspasa-9, vía el dominio homólogo de reclutamiento CARD (caspase recruitment domain, dominio de reclutamiento de caspasas), formando el llamado apoptosoma, complejo que permitirá la activación de la 38 caspasa-9 y su actuación sobre las caspasas efectoras, como la caspasa-3 y -7 [29,30], que inician la proteólisis de los diferentes sustratos celulares. Otra de las moléculas liberadas son, por un lado, Smac/DIABLO que se une a las proteínas inhibidoras de la apoptosis (IAPs) impidiendo su unión a las caspasas [31] , y por otro, la endonucleasa G, responsable de la degradación del ADN que se transloca al núcleo tras su liberación de la mitocondria y está involucrada en la fragmentación del ADN y junto con exonucleasas y ADNasa I, producen el típico patrón en escalera [32]. Como consecuencia se rompe la cadena de transporte de electrones, se liberan iones superóxido [33,34] y se hiperpolariza la membrana mitocondrial interna (que puede terminar con la dilatación de la matriz y la ruptura de la membrana). Además, se abren los poros mitocondriales permitiendo la entrada de agua y solutos a la matriz, produciéndose un choque osmótico y la liberación del factor inductor de apoptosis (AIF), que se transloca al núcleo y provoca la condensación y rotura del ADN en fragmentos de alto peso molecular (50 Kb). A nivel de la membrana celular, AIF activa a la flipasa e inhibe a la translocasa haciendo que la fosfatidilserina que en células normales se encuentran en la cara interna de la membrana se exponga ahora al exterior [35]. La actividad de AIF es inhibida por la sobreexpresión de Bcl-2, pero no por los inhibidores de caspasas, es decir su efecto es indedependiente de las caspasas [36]. También se 39 induce la activación de Bax que puede formar un canal en la membrana mitocondrial. La apoptosis desencadenada por la activación de los receptores de la muerte, y la vía mitocondrial controlada por los miembros de la familia de Bcl-2, pueden estar conectadas a través del miembro proapoptótico Bid [37], que pertenece al subgrupo de proteínas con un solo dominio BH3, dentro de la gran familia de Bcl-2. La inducción de la vía extrínseca de muerte induce la activación de la caspasa8, que es capaz de proteolizar a Bid, generando una forma truncada (tBid), que puede translocarse a la mitocondria e inducir la salida del citocromo c, amplificando la cascada apoptótica. (Figura 6). Las células se pueden clasificar según las vías apoptóticas activadas en la estimulación de los receptores de la muerte. En las células de tipo I, el procesamiento de la caspasa-8 es suficiente para activar la cascada de caspasas y desencadenar el proceso de muerte, independientemente de la vía mitocondrial y de los miembros de la familia de Bcl-2. En las células tipo II, la activación de las caspasas efectoras depende de la translocación de Bid a la mitocondria y de la activación de la vía intrínseca. 40 Figura 6: Conexión entre la vía intrínseca y la extrínseca 4 4. .3 3. . S Su us st tr ra at to os s d de e l la as s C Ca as sp pa as sa as s Un elevado número de proteínas son proteolizadas por las caspasas durante el proceso de apoptosis. En los últimos años se han identificado muchos sustratos de caspasa importantes. El primer sustrato de caspasas descrito fue la poli-(ADP-ribosa)-polimerasa (PARP) [38]. La endonucleasa corta el ADN genómico entre los nucleosomas, para generar fragmentos de ADN con longitudes correspondientes a números enteros de aproximadamente múltiples 180 pares de bases. La presencia de esta escalera de ADN se ha 41 utilizado como marcador de la muerte celular apoptótica[39]. En células no apoptóticas, la PARP se une al DNA que presenta daños en sus cadenas, dando lugar a la formación de polímeros de ADP-ribosa que se unirán a diferentes proteínas como las topoisomerasas I y II, histonas, DNA polimerasa y DNA ligasa2, como a la propia PARP. Esta unión inhibe a algunas de estas proteínas inhibiendo la replicación y transcripción del DNA y permitiendo la unión de enzimas de reparación del DNA mediante la separación de las histonas del DNA. Por ello, la PARP ha sido implicada en los mecanismos de reparación del DNA [40,41]. En las fases finales del proceso apoptótico, la caspasa-3 proteoliza la PARP generando un fragmento de 85 kDa, que contiene el dominio catalítico (C-terminal), y un fragmento de 16 kDa, que contiene el dominio de unión al DNA (Nterminal) [38] El resultado final de esta proteólisis es impedir la reparación del DNA dañado y permitir que la célula entre en apoptosis. Se conocen más de 200 sustratos hidrolizados por las caspasas y pueden clasificarse en:  Proteínas citoplasmáticas: actina, gelsolina, componentes de unión a β-cateninas.  Proteínas nucleares: lamina-A, B, receptor de lamina B, proteínas nucleares del aparato mitótico, 42 proteínas asociadas a ribonucleoproteínas, proteínas de unión a la estructura del cromosoma.  Proteínas relacionadas con el metabolismo y reparación del ADN: PARP, DNA-PKcs, proteínas de replicación del ADN, ADN-topoisomerasas.  Proteínquinasas: PKC y sus isoformas, MAPK, ERK, Akt, Wee1.  Proteínas implicadas en las vías de señalización: citoquinas, pro-interleuquinas y fosfolipasas.  Proteínas del ciclo celular y proliferación celular: p21, p27, pRb, ubiquitinas [19] 4 4. .4 4. . I In nh hi ib bi id do or re es s d de e c ca as sp pa as sa as s. . Debido a que el proceso de proteólisis es irreversible, la activación de las caspasas en las células está finamente regulada transcripcionalmente y por modificaciones posttransduccionales [13]. Para evitar que se produzcan respuestas fisiológicas no deseadas, las células emplean tres estrategias de copia de seguridad: la inhibición de caspasas, la degradación de las caspasas, y los inhibidores de los receptores señuelo (decoy receptors). La solución natural para la inhibición de proteasas es a menudo tomar ventaja del punto de unión al sustrato, ocupándolo con un segmento que imita un buen sustrato. 43 Tales ejemplos se encuentran en algunos virus, donde los inhibidores de caspasas actúan bloqueando las defensas del huésped para controlar la infección [14]. Una vez activadas, también existen mecanismos de regulación de su degradación a nivel del proteosoma [42]. La acción de las caspasas está regulada a varios niveles, e incluyen el bloqueo de la activación de las caspasas en DISC, así como la inhibición de la actividad enzimática. Existen al menos dos tipos distintos de reguladores de caspasas: IAP y FLIP [19]. IAPs (Inhibitor of Apoptosis Proteins, proteínas inhibidoras de apoptosis): constituyen una familia de factores proteicos que son liberados por la mitocondria y ejercen su acción inhibiendo directamente a las caspasas. Son las únicas proteínas endógenas que regulan tanto la actividad de caspasas iniciadoras (de la caspasa-9 pero no la -8), como efectoras (caspasas-3 y -7). En humanos se han identificado varios miembros de la familia de la IAP: c-IAP1, c-IAP2, [43], XIAP [44], NAIP [45], survivina [46], apollon [47], ML-IAP [48] [49] y ILP-2 [50]. Todas ellas pueden presentar:  al menos un dominio BIR, mediante el que se unen a las caspasas inhibiendo su acción, 44  dominios RING, que actúan como una ubiquitín-ligasa induciendo su autodegradación y la degradación de la caspasa unida a él por el proteosoma,  dominios CARD, que pueden permitir la regulación de la degradación de las caspasas por interacción entre dominios de este tipo. Dentro de esta familia de proteínas, la mejor estudiada es XIAP. Su estructura está formada por tres dominios BIR y un dominio RING, el dominio BIR2 inhibe las caspasas -3 y -7, mientras que el dominio BIR3 inhibe la caspasa-9. Los antagonistas de XIAP pueden unirse a BIR2, bloquear su efecto inhibidor [51] y activar directamente a la caspasa-3, que a su vez activa a las caspasas -8 y -9 como consecuencia del bucle de amplificación de la señal apoptótica. Además, el efecto apoptótico inducido por el antagonista de XIAP sólo se observa en células tumorales, debido a que sus niveles de expresión son mayores que en las células normales. La proteína survivina sólo posee un dominio BIR, y aunque fue considerada como una IAP, no inhibe a las caspasas directamente, sino que es una proteína nuclear importante en la mitosis celular [19]. FLIP (FLICE/caspase 8 Inhibitory Protein) posee dos regiones homólogas a los dominios efectores de muerte (DED) en su extremo amino, asemejándose a la estructura de las caspasas -8 y -10. Esto le permite impedir la 51 Cada vía de señalización MAPKs consiste en un módulo de tres proteínas quinasas: una MAPK quinasa quinasa (MAPKKK), la cual fosforila y activa una MAPK quinasa (MAPKK) que a continuación fosforila y activa a una MAPK. Entre las MAP quinasas, las ERK1/2 son principalmente activadas por mitógenos y por factores de crecimiento, mientras que p38-MAPK y JNK son activadas principalmente por estímulos de estrés ambientales (UVA, radiaciones ionizantes, calor, ROS, etc.) provocando la apoptosis celular. (Figura 9). La vía de activación de ERK1/2 (p42/44 MAPK) está bien caracterizada, produciéndose principalmente a través de p21Ras/Raf/MEK en respuesta a factores de crecimiento y/o a la unión de integrinas a moléculas específicas de la matriz extracelular [68], regulando la maquinaria que controla el ciclo celular. Actualmente está demostrado el hecho de que la activación de estos receptores está asociada con una inducción de ciclina D1 y con una disminución en los niveles de inhibidores endógenos de proteínas quinasas dependientes de ciclina (CDKs), como p21 (conocido también como WAF1 o CIP1) y p27 (denominado a veces KIP1) [69,70]. Su función sobre estas proteínas parece estar mediada por distintos factores de transcripción, en el caso de CDK1 a través de AP-1 [71], aunque también pueden activar a ELK1, ETS, STAT1,3 y PPARγ en su función de regular la progresión del ciclo celular, la movilidad celular o la expresión génica. 52 Su papel en la actividad mitocondrial ha sido investigado en diversos estudios usando inhibidores farmacológicos que han indicado cómo ERK1/2 puede modular funciones mitocondriales, particularmente las asociadas con la muerte celular. La activación de ERK promueve la función ATPsintasa mitocondrial en astrocitos deprivados de glucosa manteniendo el potencial de membrana mitocondrial y previniendo la liberación de citocromo c [72], lo que sugiere que además de jugar un papel inductor en la división celular, participa en la labor de mantener activos los mecanismos implicados en la supervivencia celular. JNK (p46/p54 MAPK) y p38-MAPK son intermediarios claves en las señales de estrés provocadas por una gran variedad de estímulos como radiación UV, radiación , choque térmico, estrés osmótico o citoquinas inflamatorias [73]. Las JNKs son activadas por las quinasas de especificidad dual MKK4/SEK1 y MKK7 [74,75], mientras que p38-MAPK son activadas por MKK3/6 [76]. Una vez activada, la JNK media la fosforilación y activación de factores de transcripción como c-jun, ATF-2 y Elk1 [77,78], mientras p38-MAPK igualmente está implicada en la regulación transcripcional de ATF-2, Elk1, MAX, CHOP/GADD153 y CREB [78-80] y en la activación de MAPKAP2/3 quinasas que a su vez fosforilan proteínas de choque térmico pequeñas. Xia et al. fueron los primeros en describir efectos opuestos sobre la apoptosis de los miembros de las MAPKs, ERK1/2 53 frente a SAPK/JNK y p38/HOG. Encontraron que mientras JNK y p38 se activaban en el proceso apoptótico inducido por deprivación de suero y del factor de crecimiento nervioso (NGF) en células de feocromocitoma de rata (PC12), las ERK1/2 se inhibían [81]. Esta respuesta diferencial de las MAPKs ha sido ampliamente descrita en la inducción, por múltiples estímulos, de la apoptosis celular, incluyendo el tratamiento de distintos tipos celulares con ceramida, óxido nítrico, FAS, TNF , H2O2, UV o Rayos X [82-85]. Kim et al, en un trabajo reciente demuestran que la activación de JNK y p38-MAPK, en células de hepatoma humano HepG2 por H2O2, UV o etopósido, induce la fosforilación en Ser87-Pro y/o Thr167-Pro de la proteína pro-apoptótica BAX, provocando su translocación mitocondrial y posterior muerte celular por apoptosis [86]. Si bien, la regulación y el mecanismo de acción de p38-MAPK en su papel como proteína proapoptótica inducida por activación del receptor de muerte (receptor de FAS) parece ser distinta. En estudios realizados con células T CD8+, el tratamiento con el ligando FAS induce la activación de p38-MAPK [87]. Los autores de este trabajo, además de proponer que la activación de p38MAPK es fundamental para la apoptosis inducida por FAS, demuestran que una vez p38-MAPK es activada, ésta es capaz de fosforilar Bcl-xL y Bcl-2, previniendo la acumulación de estas proteínas antiapoptóticas en la membrana mitocondrial. 54 Los efectos de JNK sobre la mitocondria a menudo implican una estimulación de la apoptosis celular. Ya que produce una inhibición de las proteínas antiapoptóticas Bcl-2 y Bcl-xL, provocando la pérdida de potencial de membrana mitocondrial y la consecuente liberación de citocromo c al citoplasma [88]. JNK, además, media la liberación de SMAC/DIABLO promoviendo la actividad de la caspasa 9 [85]. Sin embargo, la señalización mediada por JNK puede causar respuestas antagónicas, promoviendo la supervivencia celular bajo ciertas condiciones y en ciertos tipos celulares. En experimentos en los que se han transfectado células con mutantes, dominantes negativo, de MEKK1, SEK1 o JNK y tratado posteriormente con TNF se ha visto que la ausencia de actividad JNK no previene la apoptosis. 55 O OB BJ JE ET TI IV VO OS S 56 57 Estos últimos años, el uso de agentes naturales para prevenir el desarrollo o la repetición de cánceres ha sido aceptado extensamente como opción realista para controlar la enfermedad. Los compuestos que contienen el grupo -metilen-- butirolactona han sido el centro de atención durante años. Este grupo es una estructura funcional importante en una amplia gama de productos naturales, particularmente en lactonas sesquiterpénicas citotóxicas. El objetivo de este estudio es: 1. Examinar los efectos de lactonas sesquiterpénicas, extraídas de plantas endémicas de las Islas Canarias, sobre la viabilidad celular en varias líneas tumorales humanas. 2. Caracterizar las vías de señalización implicadas en la apoptosis desencadenada por estos compuestos. 58 - 59 M MA AT TE ER RI IA AL L Y Y M MÉ ÉT TO OD DO OS S 60 67 3.2. Cultivo de células de melanoma humanas SKMEL-1. Las células de melanoma humano SK-MEL-1 establecidas a partir de células metastásicas del conducto torácico de un hombre de 29 años, se obtuvieron de la colección alemana de cultivos celulares (DMSZ), se cultivaron en medio RPMI 1640 en las mismas condiciones que las anteriores. Aunque las células crecen lentamente producen sin embargo una rápida acidificación del medio por lo que el medio de cultivo se cambió tres veces por semana [90,91]. 3.3. Cultivo de células A549 (cáncer de pulmón humano). Las células de cáncer de pulmón humano A549 fueron establecidas a partir un tumor pulmonar de un hombre de 58 años en 1972, se obtuvieron de la colección alemana de cultivos celulares (DMSZ), se crecieron en medio DMEM conteniendo 10% de suero bovino fetal inactivado por calor, 100 unidades /ml de penicilina y 100 g/ml estreptomicina. Para su cultivo utilizamos placas Falcon de 100mm, ya que estás células son adherentes y crecen rápidamente, se cambió el medio de cultivo dos o tres veces en semana utilizando 0,25 % tripsina-EDTA durante 5 minutos y las células obtenidas por centrifugación (500 g durante 5 minutos) se resuspendieron a una densidad de 1104 células /ml. Se mantuvieron en una atmósfera humidificada (37 ºC y 5% CO2) [90,91]. 68 3.4. Cultivo de células HL-60 transfectadas con el gen humano Bcl-xL (HL-60 que sobre expresan bclxL), HL-60 con su vector control HL-60 bcl-neo y U937 que sobreexpresan el gen humano de bcl-2 (denominadas U937/Bcl-2). Las células HL-60 fueron transfectadas con el plásmido pSFFV-neo (HL-60/neo) o con el plásmido pSFFV-bcl-xL (HL60/Bcl-xL) que fueron establecidos por el Dr. Kapil N Bhalla (Medical College of Georgia Cancer Center, EEUU) y fueron obtenidas por donación de Dr. Angelika Vollmar (Department of Pharmacy, Universidad de Munich, Alemania). Las células HL-60/Bcl-xL y HL-60/neo fueron cultivadas igual que en el caso de las células HL-60, añadiendo 0,1mM de aminoácidos no esenciales y 1 mM de piruvato de sodio (Invitrogen) al medio de cultivo. Además añadimos gentamicina (1mg/ml) al medio de cultivo cada quinto pase, y las células con gentamicina no fueron empleadas para los experimentos. Las células U937/Bcl-2 fueron proporcionadas por la Dra. Jacqueline Bréard (INSERM U749, Faculté de Pharmacie Paris-Sud, Châtenay-Malabry, Francia). Las células se cultivaron en RPMI 1640 con glutamax y 25 mM de HEPES, 1% MEM piruvato de sodio, complementado con un 10% de suero bovino fetal inactivado por calor, 100 unidades /ml de penicilina y 100 g/ml estreptomicina, en una atmósfera humidificada a 37 ºC y 5% CO2. 69 A las células se les cambió el medio de cultivo tres veces por semana y se duplicaron cada 24 horas. [90,91]. 3.5. Células mononucleares de sangre periférica de origen humano (PBMC). Las células mononucleares de sangre periférica de origen humano (PBMC) fueron aisladas de sangre obtenida de voluntarios sanos, recogidas en tubos heparinizados para evitar la coagulación y se aislaron mediante centrifugación con Ficoll-Paque Plus (Amersham Biosciences). Una parte de las PBMCs obtenidas se estimularon con fitohemaglutinina (PHA, 2 g/ ml) durante 48 h antes del tratamiento experimental. 3.6. Tratamiento con los compuestos. Los productos se prepararon a una concentración de 10-100 mM en dimetilsulfóxido y las alícuotas se mantuvieron a – 20º C. Las diluciones necesarias se hicieron en medio de cultivo justo antes del experimento. En todos los experimentos la concentración de DMSO no excedió del 0,3%, una concentración que no es tóxica para las células. La misma concentración de DMSO fue añadida a las células control. 70 4 4. . M Mé ét to od do os s 4.1. Evaluación de la citotoxicidad in vitro y estudios de la proliferación celular: MTT. Se realizó, mediante el ensayo de la reducción metabólica del bromuro de 3-[4,5-dimetiltiazol-2-il]-2,5-difeniltetrazolio (MTT) por la actividad deshidrogenasa mitocondrial [92]. Las células se cultivaron en placas de 96 pocitos, por triplicado, a una densidad de 1x104 células/pocito en 0,2 ml de medio de cultivo y en presencia de diferentes concentraciones de las lactonas sesquiterpénicas durante 72 h. Las placas se centrifugaron (500 g, 10 min) a temperatura ambiente y el medio se eliminó por aspiración. A cada pocito se le añadió 100 l de MTT (0,5 mg/ml en medio de cultivo con antibiótico pero sin suero) y las placas se incubaron durante 4 h a 37oC. La reacción se paró añadiendo 100 l de SDS (20%) con HCl 0,02 N e incubando la mezcla hasta la mañana siguiente. La cuantificación de la conversión del MTT (amarillo) en su forma reducida (púrpura) por la deshidrogenasa mitocondrial se determinó a 570 nm en un lector de microplacas (modelo 680 Bio-Rad) utilizando como blancos pocitos sin células a los que se les añadió medio. Los datos se analizaron con el programa informático Prism 2.0 (GraphPad) y se determinó la concentración de producto que inhibe el crecimiento celular a la mitad (IC50) [93,94]. 71 4.2. Estudio de la apoptosis celular: La apoptosis celular se determinó mediante diversos criterios: 4.2.1. Tinción con el fluorocromo bisbenzimida. Método cuantitativo, basado en la capacidad del fluorocromo para unirse al ADN, permitiendo visualizar la existencia de cambios morfológicos del núcleo como son la condensación de la cromatina y su compactación a lo largo de la periferia del núcleo y la segmentación del núcleo. Una vez finalizados los tratamientos, las células (~5x105) se lavaron con PBS (10 mM fosfato sódico, 150 mM NaCl, pH 7,4) y se fijaron con 70 l de paraformaldehído (3% en PBS) durante 10 minutos a temperatura ambiente. A continuación se centrifugaron (12.000 g, 1 minuto), se eliminó el paraformaldehído y las células se tiñeron con 20 l de una disolución que contenía 20 g/mL de bisbenzimida (Hoechst 33258) en PBS durante 15 minutos a temperatura ambiente y en la oscuridad. Una alícuota (10 l) se fijó en un porta y se analizó la morfología nuclear de 500 células con un microscopio de fluorescencia (Zeiss-Axiovert). Se consideraron células apoptóticas aquellas cuyos núcleos presentaron condensación de la cromatina, su compactación a lo largo de la periferia y/o la fragmentación nuclear en tres o más cuerpos apoptóticos [93]. 72 4.2.2. Fragmentación del ADN. Método cualitativo, basado en la detección de la fragmentación internucleosómica del ADN y visualización como una escalera discontinua de bandas multiméricas de 185-200 pares de bases, características del proceso apoptótico. Las células (5 x 105 células/ml) después de ser tratadas con las distintas lactonas sesquiterpénicas se recolectaron por centrifugación (12.000 g, 1 minuto) y se lavaron dos veces con PBS frío. Las células se resuspendieron con 30 l de tampón de lisis [50 mM Tris-HCl (pH 8,0), 10 mM EDTA, 0,5% SDS] y se incubaron sucesivamente con 1 g/l de RNasa A (1 hora a 37 ºC) y con 1 g/ l de Proteinasa K (1h a 50 ºC). Se añadió a cada muestra 2 l de azul bromofenol (0,25%) y el ADN se extrajo con 100 l de una mezcla fenol:cloroformo:alcohol isoamílico (24:24:1). Las muestras se centrifugaron (12.000 g, 1 min.) a temperatura ambiente y la fase acuosa (azul) se lavó nuevamente con 100 l de cloroformo. A las muestras se les añadió 5 l de tampón de carga (10 mM EDTA, pH 8,0, conteniendo 1% (p/v) de agarosa de bajo punto de fusión y 40% de sacarosa) y se incubaron a 70 ºC durante 5-10 minutos. Finalmente 30 l de cada muestra se sometieron a electroforesis (5 V/cm) durante 3-4 h en geles de agarosa al 1,8 %. Los geles se tiñeron con bromuro de etidio (1 g/ml durante 20 min), los fragmentos de ADN se visualizaron a 260 nm en un 73 transiluminador y la imagen se captó con una cámara digital (DC290, Kodak) y se analizó con el software Quantity One (Bio-Rad). 4.2.3. Cuantificación de células hipodiploides por citometría de flujo. Cuantificación de la fracción SubG1, G1, S y G2/M mediante el análisis del contenido en ADN. Método cuantitativo basado en la fluorescencia emitida por diferentes fluorocromos capaces de unirse al ADN (Ej. yoduro de propidio). Se puede detectar el porcentaje de células en cada fase del ciclo celular en función de su contenido en ADN. Las células en fase G1 forman el primer pico, en la fase S las células están sintetizando ADN y en fase G2/M las células presentan el doble de contenido en ADN que una célula normal y aparecerán como un segundo pico. Las células que contienen ADN hipodiploide (menor contenido de ADN que el contenido diploide de las células normales) son consideradas apoptóticas, y se localizan a la izquierda del pico G1 constituyendo la fracción SubG1 [93]. Después de los tratamientos, las células se lavaron con PBS frío y se fijaron durante al menos una hora en etanol al 70 %, a -20 ºC. A continuación se lavaron dos veces con PBS, se centrifugaron a 500 g durante 10 minutos y se incubaron con 1 ml de PBS (1h a 37 ºC en oscuridad) conteniendo 100 g/ml de RNasa A y 50 g/ml de yoduro de propidio. La sonda fue excitada a 488 nm y la fluorescencia emitida por 74 el complejo propidio-ADN (617nm) se determinó en un citómetro Coulter Epics XL-MCL, (Beckman Coulter) usando el detector FL3 (620±15nm). Se analizaron 10.000 células en cada muestra y los resultados se analizaron con el software EXPO 32 ADC Sofwaretm (Beckman Coulter) [94]. 4.2.4. Determinación de las células apoptóticas mediante el análisis de la externalización de fosfatidilserina. La fosfatidilserina es un fosfolípido que normalmente se encuentra en la cara interna de la membrana plasmática y se transloca a la cara externa de dicha membrana en los estadíos tempranos del proceso de apoptosis. La proteína anexina V se une a fosfatidilserina en presencia de Ca2+ y permite detectar las células apoptóticas por citometría de flujo, previa incubación de las células con anexina V unida a un fluorocromo (FITC). De esta manera distinguimos: a) células viables, no unen anexina V y excluyen yoduro de propidio, b) células en apoptosis temprana, unen anexina V y excluyen yoduro de propidio, c) células en apoptosis tardía, unen anexina V e incorporan yoduro de propidio y d) células necróticas, unen anexina V e incorporan yoduro de propidio, o sólo incorporan yoduro de propidio. Las células (1x106 por muestra) una vez tratadas se lavaron con PBS frío, y se resuspendieron en el tampón 1X (10 mM Hepes/NaOH, pH 7,4, 140 mM NaCl, 2,5 mM CaCl2). Se transfirieron 100 μl de la suspensión (1 x 105 células) a un 75 tubo de cultivo de 5 ml, y se le añadió 5 μl de Anexina VFITC y 5 μl de yoduro de propidio. Mezclamos suavemente las células e incubamos durante 15 minutos a temperatura ambiente (25 °C) en la oscuridad. Se añadió 400 μl del anterior tampón 1X a cada tubo, y se analizó cada muestra por citometría de flujo. Cuando las células en cultivo sufren apoptosis, al no poder ser fagocitadas, sufren necrosis secundaria al proceso apoptótico, por lo que puede aumentar el número de células que dan positivo a yoduro de propidio. 4.2.5. Microscopía Electrónica de Transmisión (MET). Para el procesado de muestras en microscopía electrónica de transmisión, las células tratadas se centrifugaron, se resuspendieron y se fijaron en glutaraldehído al 2,5 % en tampón fosfato (0,1 M, pH 7,2) durante 24 horas. La postfijación se realizó en OsO4 al 1% en tampón fosfato. Las células se deshidrataron con una serie de concentraciones crecientes de etanol. El sedimento se incluyó en una resina EMBed 812 que polimerizó a 70 ºC. Los cortes fueron realizados con un ultramicrotomo Reichert Ultracuts (Leica). Los cortes semifinos fueron teñidos con azul de toluidina, mientras que los ultrafinos fueron contrastados con acetato de uranilo y plomo. Las fotografías fueron tomadas en un microscopio electrónico de transmisión Zeiss EM 910 (Carl 76 ZEISS, Alemania) equipado con cámara digital Proscan Slowscan CCD-Camera for TEM (Fa. Proscan Elektronische Systeme GmbH, Alemania) y software Soft Imaging System (Alemania) del Servicio de Microscopía Electrónica de la Universidad de Las Palmas de Gran Canaria. 4.3. Determinación de la actividad caspasa. Las células tratadas se centrifugaron a 1.000 g durante 5 min a 4 °C, se lavaron con PBS y se incubaron en hielo. Las células se resuspendieron en tampón de lisis (50 mM HEPES, pH 7,4, 1 mM dithiothreitol, 0,1 mM EDTA, 0,1% Chaps) y se dejaron 5 min en hielo. Se centrifugaron durante 10 min at 16.000 g a 4 °C, se determinó la concentración de proteínas en los sobrenadantes mediante el método de Bradford y se almacenaron a −20 °C hasta que se usaron para el estudio de la actividad enzimática de las caspasas. Se utilizó una cantidad equivalente de proteínas de los diferentes tratamientos (~20 µg). El incremento de la absorbancia a 405 nm después de la incubación a 37 °C durante 1 hora fue indicativo de la actividad enzimática de las caspasas. El sustrato colorimétrico específico utilizado en el ensayo para la actividad caspasa -3/7 fue N-acetil-AspGlu-Val-Asp-p-nitroanilina (DEVD-pNA). 4.4. Inmunodetección de proteínas (Western blot). Las células (1-10 x 106) se incubaron en medio de cultivo con las lactonas sesquiterpénicas de interés durante 83 R RE ES SU UL LT TA AD DO OS S 84 85 1. La asteriscunolida A y la tanapsina inhiben el crecimiento y la viabilidad de las líneas celulares estudiadas. Estudios anteriores han demostrado que las lactonas sesquiterpénicas muestran propiedades citotóxicas en células tumorales. Sin embargo, no se ha evaluado la actividad antiproliferativa de las lactonas sesquiterpénicas (SL) de origen natural asteriscunolida A (As) y tanapsina (Ta) (Tabla 2) en células leucémicas y de melanoma humanas. En el presente estudio, se examinaron los efectos de estas lactonas sesquiterpénicas en la proliferación de varias líneas celulares tumorales humanas. Observamos que tanto las líneas celulares de leucemia humana, incluidas las mieloides (HL-60 y U937) y las linfoides (Molt-3) como la línea celular de melanoma humano (SK-MEL-1) resultaron ser altamente sensibles al efecto antiproliferativo de As y Ta (Tabla 2). Los tratamientos con estos compuestos indujeron una inhibición de la proliferación celular que resultó ser dosis-dependiente (Figura 10-B), sin cambios significativos entre las cuatro líneas celulares. El valor de IC50 fue similar en células HL-60, U937, y SK-MEL-1 (Tabla 2). Curiosamente, ambas lactonas sesquiterpénicas presentaron especificidad frente al tipo 86 de células ya que la línea celular A549 fue altamente resistente a estos compuestos (valor de IC50 > 30 µM). I IC C5 50 0 d de e l la as s   - -m me et ti il le en n- -   - -b bu ut ti ir ro ol la ac ct to on na as s As (  M) Ta (  M) HL-60 5,2±1,3 14,3±1,6 HL-60/Bcl-XL 7,3±0,8 16,9±3,0 U937 5,4±0,7 11,5±2,1 U937/Bcl2 14,8±1,6 15,4±4,7 Molt-3 4,9±1,7 8,2±1,7 SK-MEL-1 6,8±2,8 11,8±3,4 A549 >30 >100 Tabla 2. Efecto de las lactonas sobre la proliferación de células tumorales humanas. Las células se cultivaron durante 72 horas y el valor de la IC50 se determinó mediante un ensayo colorimétrico con MTT. Los datos representan la media ± S.E.M. de 3-5 experimentos independientes con tres determinaciones en cada uno. 87 Figura 10. A) Estructura química de la As y la Ta y plantas de las que fueron extraídas. B) Efecto de la As y la Ta sobre la viabilidad celular de HL-60. Las células se cultivaron en presencia de las concentraciones indicadas de As y Ta durante 72 h, y posteriormente la viabilidad celular se determinó por el ensayo MTT. Se muestran los resultados de un experimento representativo. Cada punto representa la media de determinaciones por triplicado. Dado que un agente anticancerígeno ideal no debería tener efecto sobre las células normales, no tumorales, se investigó si estas SL también eran citotóxicas en células mononucleares de sangre periférica (PBMC), extraídas de voluntarios sanos. En el estudio no se observó citotoxicidad (hasta 10 μM) para las PBMC, independientemente de si eran quiescentes o proliferantes. A concentraciones de 30 μM presentaron efecto citotóxico significativo sólo en las PBMC B 88 proliferantes, pero no en PBMC quiescentes. Sin embargo, se observó una reducción importante en la proliferación de células HL-60 que se incluyeron en el experimento como control positivo (Figura 11), incluso a 10 μM. Figura 11. Efecto sobre la proliferación de células mononucleares humanas de sangre periférica (PBMC) y de células HL-60. Efecto diferencial de As sobre la proliferación normal de las células mononucleares de sangre periférica (PBMCs) versus las células HL-60. Las células HL60, y las células quiescentes PBMC y células PBMC activadas con fitohemaglutinina de origen humano se cultivaron en presencia de las concentraciones indicadas de AS durante 24 h. Los valores representan medias ± SE de dos experimentos independientes realizados cada uno por triplicado. * P <0,05, significativamente diferente de su correspondiente control. Efectos similares fueron observados con la Ta. 89 2. La As y la Ta inducen parada del ciclo celular en la fase G2-M y la apoptosis en la leucemia mieloide humana y en células de melanoma humano Un objetivo importante en la quimioterapia es encontrar nuevos agentes citotóxicos que sean capaces de incrementar o restaurar la capacidad de las células tumorales a sufrir apoptosis. Para dilucidar el mecanismo responsable de la inhibición de la proliferación celular, se examinó si estas SL inducen apoptosis. Este tipo de muerte celular se caracteriza por la degradación del ADN en multímeros de aproximadamente 200 pares de bases. Mediante electroforesis en un gel de agarosa pudimos observar que cuando las células se incubaron con concentraciones crecientes tanto de As como de Ta, el ADN mostró patrones de fragmentación resultantes de la hidrólisis internucleosomal de la cromatina en las células humanas HL-60, U937, y células SK-MEL-1. Fue visualizada como una escalera discontinua de bandas multiméricas, característica de la apoptosis y que se diferencia de la fragmentación aleatoria típica de la necrosis. Lo que confirma los efectos inductores de apoptosis (Figura 12). 90 Se usaron concentraciones entre dos y seis veces más altas que los valores antiproliferativos de IC50 con el fin de determinar claramente el mecanismo de acción temprana de estas SL en las células tumorales. Figura 12. As y Ta inducen la apoptosis en células tumorales humanas: fragmentación. Efectos de As y Ta en la fragmentación del ADN en células tumorales humanas. Las células se trataron con las concentraciones indicadas de los compuestos y se extrajo ADN genómico, se separó en un gel de agarosa y se visualizaron bajo luz UV mediante tinción con bromuro de etidio. Además, se utilizó microscopía de fluorescencia para analizar los cambios morfológicos de las células tumorales en respuesta a AS y Ta, observándose la cromatina condensada y fragmentada, característica de la muerte celular apoptótica (Figura 13). 91 Figura 13. As y Ta inducen la apoptosis en células tumorales humanas: microscopía de fluorescencia. Las microfotografías de campos representativos de las células teñidas con trihidrocloruro bisbenzimida para evaluar la condensación de la cromatina nuclear (es decir, apoptosis) después del tratamiento con 30 µM de As y Ta. Para evaluar si la inhibición del crecimiento celular inducida por As y Ta es mediada por alteraciones en la progresión del ciclo celular, se evaluó el efecto de estos compuestos sobre la distribución de las fases del ciclo celular mediante estudios de citometría de flujo. Como se muestra en la Figura 14A, As induce una acumulación de células en la fase G2-M a expensas de la población celular de la fase G1 a las 24 h de tratamiento. El porcentaje de células en G2-M aumentó 92 de 30,0±0,8% (células de control) a 41,5±2,7% en presencia de AS. Consistente con los resultados anteriores, el porcentaje de células sub-G1 aumentó de 4,1± 0,2% (control) a 16,2± 1,6% (~ 4 veces) en células HL-60 tratadas. Una tendencia similar a la parada en G2-M (19,0±0,8% vs. 32,4± 2,4%) y en células hipodiploides (3,2± 1,2% vs. 11,3± 1,3%) se observó en las células U937 cultivadas en presencia de As. En cuanto a Ta, también induce parada en G2-M, tanto en HL-60 (30,0±0,8% vs 40,2±0,7%) como en U937 (19,0±0,8% vs 24,9±2,7%). En consonancia con estos resultados el porcentaje de células sub-G1 aumentó de 4,1± 0,2% (control) a 12,3± 1,6% (~ 3 veces) en células HL-60 tratadas y de 3,2± 1,2% (control) a 10,5± 2,3% (~ 3 veces) en células U937. La externalización de fosfatidilserina es una indicación temprana de la apoptosis. La aparición de este fosfolípido en la superficie celular prepara a la célula que va a morir para ser fagocitada y eliminada por los macrófagos. La evaluación por citometría de flujo del número de células positivas anexina V-FITC mostró que el porcentaje de células apoptóticas aumentó alrededor de tres veces en células HL-60 tratadas tanto con AS como con Ta durante 24 h (Figura 14B). 99 Figura 18. AS y Ta inducen apoptosis en céluas de leucemia humana y en células de melanoma SK-MEL-1 con implicación de las caspasas. Las células se incubaron en presencia de las concentraciones indicadas de As y Ta y los lisados celulares se analizaron por inmunotransferencia para la escisión de las procaspasas-9, -8, -7, -6, y -3. Para demostrar que la apoptosis inducida por As requiere la activación de caspasas, las células HL-60 se trataron previamente con el inhibidor de caspasas de amplio espectro z-VAD-FMK. Como podemos observar en la Figura 19A, los resultados muestran que la apoptosis se bloquea casi por completo, lo que indica que As induce muerte celular a través de mecanismo dependiente de caspasa. 100 Dado que la caspasa-3 es la principal caspasa efectora implicada en la apoptosis, también comprobamos si As activa esta caspasa. Las células se incubaron en presencia de As a distintos tiempos (6, 12, o 24 h) y los lisados celulares se analizaron para la escisión del tetrapéptido DEVD-pNA como sustrato específico de la caspasa-3. Figura 19. As induce muerte celular a través de mecanismo dependiente de caspasa (A) Las células se pretrataron en ausencia o en presencia de z-VAD-fmk (100 µM) antes de la adición de As y se analizó la distribución de las fases del ciclo celular por citometría de flujo. Las células hipodiploides (células apoptóticas) se muestran en la región marcada con una flecha. (B) Cinética de la activación de la caspasa-3 en respuesta a As. Las células HL-60 se incubaron con As durante los tiempos indicados y los lisados celulares se ensayaron para la actividad caspasa usando el sustrato colorimétrico DEVD-pNA. Los resultados se expresan como aumento de veces en la actividad caspasa respecto al control. Los valores representan las medias ±SEs de dos experimentos independientes, cada uno realizado por triplicado. * P <0,05, significativamente diferente del control sin tratar A B 101 Tal como se muestra (Figura 19B), la inducción de esta caspasa fue significativamente detectable después de 12 h de tratamiento y aumentó con el tiempo de incubación. Estos resultados indican que As induce la escisión de PARP, liberación del citocromo c y el procesamiento de las procaspasas -9, -7, -6, y -3 y que el inhibidor general de caspasas, z-VAD-fmk, inhibe casi completamente la apoptosis inducida por As. Experimentos análogos se realizaron con la Ta obteniendo resultados similares. 4. La AS activa las MAPKs Las vías de las proteínas quinasas activadas por mitógenos (MAPKs) pueden mediar señales que promueven o inhiben la proliferación de las células hematopoyéticas malignas [97]. Por esta razón, se utilizaron células de leucemia promielocítica HL-60 como modelo para investigar en detalle la implicación potencial de las rutas de MAPK en la muerte de células tumorales. Puesto que las proteínas quinasas ERK, JNK / SAPK, y p38MAPK desempeñan un papel fundamental en el destino celular, se analizó el efecto de AS (10 µM) sobre la activación de estas proteínas quinasas en las 102 células HL-60 (Figura 20A). Los resultados muestran una fosforilación rápida (30 min) de ERK1 / 2 y de p38MAPK pero no de JNK / SAPK. La fosforilación de ERK1 / 2 permaneció elevada durante al menos 4 h, mientras que la activación de p38MAPK disminuyó a nivel basal después de 2-3 horas bajo las mismas condiciones experimentales. Esto indica que el tratamiento de las células con AS induce la activación de ERK1 / 2 y de p38MAPK siguiendo una cinética similar. Para determinar si la fosforilación de las MAPKs desempeña un papel clave en la apoptosis inducida por AS, examinamos el efecto de los inhibidores específicos de la señalización ERK1 / 2 y p38MAPK en las células HL-60 (Figura 20B). Sorprendentemente, el tratamiento previo de las células con los inhibidores específicos PD98059 (10 µM) y U0126 (10 µM), que bloquean la activación de ERK1 / 2, amplificó la apoptosis inducida por As. Como se muestra en la Figura 20B, el tratamiento combinado de AS y PD98059 duplicó la muerte celular en comparación con el tratamiento de AS sólo, y aumentó aproximadamente siete veces la muerte celular en comparación con PD98059 sólo. Con U0126, otro inhibidor de MEK1/2, se obtuvieron resultados similares. 103 Figura 20. AS induce la fosforilación de MAPKs. (A) AS induce la fosforilación dependiente del tiempo de ERK 1/2 y p38MAPK. Las células HL-60 se incubaron con AS a los tiempos indicados y los extractos de proteínas se analizaron mediante inmunoblot utilizando anticuerpos específicos para determinar la fosforilación de las diferentes MAPKs. (B) Las células HL-60 se preincubaron con PD98059 (PD, 10 µM), U0126 (U0, 10 µM), y SB203580 (SB, 2 µM) durante 1 h y después se trataron con AS. La apoptosis se cuantificó por citometría de flujo como se describe en la sección Materiales y Métodos. Las barras representan la media ± SE de tres experimentos independientes cada uno realizado por triplicado. * P <0,05, significativamente diferente del control sin tratar. # P <0,05, significativamente diferente del tratamiento con AS solo. A B 104 Estudios previos han demostrado efectos sinérgicos de los agentes quimioterapéuticos y los fármacos que inhiben la activación de MAPK en la inhibición de la proliferación y la inducción de apoptosis de células de leucemia aguda [98,99]. Recientemente nuestro grupo ha descrito cómo inhibidores específicos de MEK 1/2 pueden servir como sensibilizadores hacia la apoptosis inducida por el tetraacetato del 3-metiléter de la quercetina en células de leucemia humana [96]. En cambio, la inhibición farmacológica de la p38MAPK utilizando el inhibidor SB203580 (2 M) no disminuyó significativamente la muerte celular inducida por AS. Estos resultados indican que la inhibición de la vía de ERK aumenta la muerte celular inducida por AS, mientras que la proteína quinasa p38MAPK no está involucrada en la muerte celular inducida por AS. 5. Las especies reactivas de oxígeno (ROS) son necesarias para la muerte celular inducida por AS. La mayoría de los agentes inductores de la apoptosis liberan especies reactivas de oxígeno, que se consideran mediadores de la señalización de apoptosis. Puesto que el aumento de producción de ROS en las células leucémicas puede conducir a la activación de las MAPKs y la muerte celular [100,101], decidimos investigar si las ROS están implicadas en la apoptosis 105 inducida por As. Para esto, las células tratadas con As fueron cargadas con el colorante fluorescente 2’,7’- diacetato diclorodihidrofluoresceína y luego analizadas por citometría de flujo. Figura 21. As induce la generación de ROS. (A) As aumenta la generación de ROS en células HL-60. Las células se trataron con AS (30 µM) durante 1 h o con AS 10 µM durante los tiempos indicados (B) y la fluorescencia obtenida por la oxidación de H2-DCF-DA se determinó mediante citometría de flujo. (C) Las células se preincubaron con Nacetil-L-cisteína (NAC, 10 mM) durante 1 h y después se trataron con As durante 24 horas y los niveles de ROS intracelulares se determinaron como anteriormente. (D) Las células se trataron previamente con 10 mM de NAC y luego se trató con AS y se analizaron por citometría de flujo. Los resultados representan el porcentaje de las células hipodiploides (sub-G1) (media ± SE) de tres experimentos diferentes cada uno realizado por triplicado. * P <0,05, significativamente diferente del control sin tratar. # P <0,05, significativamente diferente del tratamiento solo. A B C D 106 Como se muestra en la Figura 21A, la formación de ROS se detectó a la hora del tratamiento y curiosamente, los experimentos de curso temporal demuestran que hay dos picos de la generación de ROS (Figura 21B). Para determinar si las ROS están implicados en la muerte celular inducida por As, las células se trataron previamente con 10 mM de N-acetil-L-cisteína (NAC), un precursor de glutatión reducido y eliminador de radicales libres. Como se muestra, NAC inhibió completamente la generación de ROS (Figura 21C) y la apoptosis (Figura 21D), lo que indica que las ROS juegan un papel crucial en el mecanismo de la muerte celular provocada por As. 107 D DI IS SC CU US SI IÓ ÓN N 108 115 Estudios recientes sugieren que las proteínas quinasas activadas por mitógenos (MAPKs), tales como las proteínas quinasas N-terminal de c-Jun / proteínas quinasas activadas por estrés (JNK / SAPK 1 /2) y p38MAPK desempeñan un papel clave en la inducción de la apoptosis en respuesta a diversos factores celulares, incluyendo el estrés oxidativo [117]. En el presente estudio, mostramos que la fosforilación p38MAPK tiene lugar antes de la activación de las caspasas en términos de tiempo (30 min). Sin embargo, el inhibidor de p38MAPK SB203580 no atenúa la apoptosis, lo que sugiere que la activación de p38MAPK no se requiere para la muerte celular inducida por AS. Esta lactona sesquiterpénica también aumenta la activación de la vía de MEK/ERK1/2 y la combinación de AS y los inhibidores específicos PD98059 o U0126 potencian la muerte celular. Estos resultados pueden tener importantes implicaciones clínicas para el uso de As en combinación con inhibidores MEK1 / 2 como potenciales agentes terapéuticos. La inducción de la fosforilación de MAPK a menudo se produce muy rápidamente. En cambio, la condensación de la cromatina es un acontecimiento posterior en la cascada apoptótica. La activación de ERK1 / 2 puede desencadenar tanto efectos antiapoptóticos como proapoptóticos, 116 dependiendo de los estímulos y del tipo celular, aunque en la mayoría de los casos ejerce efectos citoprotectores. Nuestros datos sugieren que ERK1 / 2 está involucrada en las señales de supervivencia, ya que los inhibidores de MEK1 / 2 potencian los efectos apoptóticos de AS. El aumento de la apoptosis en células HL-60 cuando la vía ERK está bloqueada puede parecer contradictorio con el aumento de la muerte celular provocada por AS en PBMC activadas. Una posible explicación podría ser que la AS es capaz de disminuir el nivel de glutatión intracelular, así como la capacidad proliferativa. Se ha demostrado que una reducción de glutatión en los linfocitos causa una disminución de la actividad proliferativa en estas células [118,119], puesto que estas células requieren glutatión para la progresión de la fase G1 a la fase S [120,121]. Este efecto hipotético de la AS (la disminución de glutatión intracelular) está apoyado por estudios previos que muestran que las lactonas sesquiterpénicas influyen en los niveles de glutatión intracelular [122]. Además, los estudios sobre la citotoxicidad de las helenanolidas en líneas celulares de cáncer que difieren en sus niveles intracelulares de glutatión, han puesto de manifiesto que tanto la helenalina como los derivados de la chamissonolida son menos citotóxicos 117 hacia las células con un mayor nivel de glutatión [123]. Teniendo en cuenta que la AS induce la generación de ROS, la respuesta predominante podría ser una disminución de los niveles de glutatión reducido intracelulares. Por otra parte, la generación de ROS activada por la AS podría agotar los niveles de NADPH (nicotinamida adenina dinucleótido fosfato reducido) y de ese modo indirectamente, interferir con la función de la glutatión reductasa [124]. En conclusión, las lactonas sesquiterpénicas de origen natural evaluadas en el presente estudio son fuertemente citotóxicas contra las líneas de leucemia y de melanoma humanas ensayadas, implicando perturbaciones en el ciclo celular y la apoptosis caspasa – dependiente mediada por un mecanismo dependiente de ROS. La síntesis química de esta clase de compuestos puede permitir el descubrimiento y obtención de nuevos fármacos y agentes antitumorales, altamente específicos contra las células de leucemia. 118 . - 119 C CO ON NC CL LU US SI IO ON NE ES S 120 121 1. Hemos evaluado la actividad antitumoral de dos lactonas sesquiterpénicas naturales en cinco líneas tumorales humanas. Las líneas de leucemia humana, incluidas las mieloides (HL-60 y U937) y las linfoides (Molt-3) y también las de melanoma humano (SK-MEL1) fueron, en general, las que mostraron mayor sensibilidad a estos compuestos. 2. La citotoxicidad inducida por la asteriscunolida A y la tanapsina presenta especificidad frente al tipo de línea celular ya que las células de la línea A549 (cáncer de pulmón) fueron muy resistentes a la acción de estas lactonas. 3. No presentan efectos citotóxicos en los linfocitos obtenidos de voluntarios sanos a concentraciones que si lo son en las líneas celulares estudiadas. 4. Tanto la asteriscunolida A como la tanapsina inducen una parada del ciclo celular en la fase G2-M. 5. Las lactonas sesquiterpénicas objeto de este estudio inducen apoptosis en células de leucemia mieloide humana y de melanoma humano. 6. La asteriscunolida A y la tanapsina inducen apoptosis a través de un mecanismo que es dependiente de la actividad caspasa. Las caspasas -9 - 122 7, -6 y -3, desempeñan un papel principal, mientras que la caspasa -8 no está involucrada. 7. La expresión de niveles elevados de Bcl-2 y Bcl-xL no confiere ninguna protección a la célula frente a la inducción citotóxica de la asteriscunolida A y la tanapsina. 8. La inhibición de la vía de las proteínas quinasas reguladas por señales extracelulares (ERK) aumenta la muerte celular inducida por la asteriscunolida A, mientras que la proteína quinasa p38MAPK no está involucrada en la muerte celular inducida por esta lactona sesquiterpénica. 9. Las especies reactivas de oxígeno (ROS) juegan un papel crucial en el mecanismo de la muerte celular inducida por la asteriscunolida A. Los datos del presente estudio proporcionan evidencias acerca del mecanismo por el que la asteriscunolida A y la tanapsina inhiben el crecimiento de las células tumorales mieloides humanas e inducen apoptosis y sugieren que la síntesis química de esta clase de compuestos puede permitir el descubrimiento y obtención de nuevos fármacos y agentes antitumorales, altamente específicos contra las células de leucemia. 123 B BI IB BL LI IO OG GR RA AF FÍ ÍA A 124 131 role of proliferating cell nuclear antigen. Journal of Biological Chemistry 2000;275(50):39458-39465. 60. Lindsten T, Ross AJ, King A et al. The combined functions of proapoptotic Bcl-2 family members Bak and Bax are essential for normal development of multiple tissues. Molecular Cell 2000;6(6):1389-1399. 61. Wei MC, Zong WX, Cheng EHY et al. Proapoptotic BAX and BAK: A requisite gateway to mitochondrial dysfunction and death. Science 2001;292(5517):727-730. 62. Scorrano L, Korsmeyer SJ. 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