Estudio de diversos sistemas órgano-arcillosos como adsorbentes de plaguicidas para reducir su impacto ambiental

ESTUDIO DE DIVERSOS SISTEMAS ORGANO-ARCILLOSOS COMO ADSORBENTES DE PLAGUICIDAS PARA REDUCIR SU IMPACTO AMBIENTAL TESIS DOCTORAL Mª ÁNGELES ADELINO SERRA SEVILLA, 2014 TESIS DOCTORAL ESTUDIO DE DIVERSOS SISTEMAS ORGANO-ARCILLOSOS COMO ADSORBENTES DE PLAGUICIDAS PARA REDUCIR SU IMPACTO AMBIENTAL Mª ÁNGELES ADELINO SERRA 2014 Estudio de diversos sistemas organo-arcillosos como adsorbentes de plaguicidas para reducir su impacto ambiental Memoria que presenta Mª Ángeles Adelino Serra para optar al título de Doctor con Mención Internacional por la Universidad de Sevilla Sevilla, Abril de 2014 Índice III IV.2.2.2. Síntesis de las organohidrotalcitas 100 IV.2.2.3. Caracterización de las organohidrotalcitas 101 IV.2.2.4. Evaluación preliminar de las organohidrotalcitas como adsorbentes de plaguicidas 103 IV.2.2.5. Biodisponibilidad 104 IV.2.2.6. Evaluación adicional de posibles aplicaciones de los adsorbentes para el fungicida metalaxil 105 IV.2.2.6.1. Estudios de adsorción-desorción a los adsorbentes 105 IV.2.2.6.2. Estudios de adsorción en suspensiones suelo:agua 106 IV.2.2.6.3. Evaluación de las organohidrotalcitas como soportes para la preparación de formulaciones de liberación lenta de metalaxil 107 IV.2.2.6.3.1. Preparación de las formulaciones 107 IV.2.2.6.3.2. Contenido de fungicida en las formulaciones 107 IV.2.2.6.3.3. Experimentos de lixiviación 108 IV.3. RESULTADOS Y DISCUSIÓN 112 IV.3.1. Caracterización de las muestras 112 IV.3.1.1. Análisis elemental 112 IV.3.1.2. Difracción de rayos X 115 IV.3.1.3. Microscopía electrónica de barrido y de transmisión 122 IV.3.1.4. Espectroscopia de infrarrojos 124 IV.3.1.5. Medidas de potencial Z 128 IV.3.1.6. Estabilidad de las organohidrotalcitas 131 IV.3.2. Evaluación preliminar de las organohidrotalcitas como adsorbentes de plaguicidas y su efecto en la biodisponibilidad 132 IV.3.2.1. Estudios de adsorción 132 IV.3.2.2. Estudio de biodisponibilidad 138 IV.3.3. Aplicaciones relacionadas con la adsorción del fungicida metalaxil 140 IV.3.3.1. Estudios de adsorción-desorción en medio acuoso 140 IV.3.3.1.1. Efecto del pH en la estabilidad del metalaxil en disolución 140 IV.3.3.1.2. Cinética de adsorción 142 IV.3.3.1.3. Isotermas de adsorción y estudio de la desorción 142 IV.3.3.2. Estudios de adsorción en suelos enmendados 145 IV.3.3.3. Evaluación de las organohidrotalcitas como soportes para la liberación lenta del fungicida 146 IV.3.3.3.1. Características de las formulaciones 146 Índice IV IV.3.3.3.2. Estudio de la liberación en agua del fungicida 147 IV.3.3.3.3. Estudio de lixiviación 148 IV.4. CONSIDERACIONES FINALES 157 Capítulo V. Sistemas arcillas-MOS 159 V.1. INTRODUCCIÓN 161 V.2. MATERIALES Y MÉTODOS 166 V.2.1. MATERIALES 166 V.2.1.1. Arcillas 166 V.2.1.2. Alperujo: Extracción de la MOS 166 V.2.1.3. Contaminantes orgánicos: herbicidas y dibenzofurano 167 V.2.1.4. Suelo 169 V.2.2. METODOS 170 V.2.2.1. Caracterización de las arcillas y el alperujo 170 V.2.2.2. Estudio de las arcillas como adsorbentes de la MOS procedente de alperujo 171 V.2.2.2.1. Caracterización de los sobrenadantes 172 V.2.2.2.2. Caracterización de los complejos arcilla- MOS 174 V.2.2.3. Evaluación de los complejos arcilla-MOS como adsorbentes de plaguicidas 175 V.2.2.4. Evaluación de los complejos arcilla-MOS con respecto a las arcillas originales como adsorbentes de plaguicidas en presencia de suelo 176 V.3. RESULTADOS Y DISCUSIÓN 178 V.3.1. Caracterización de los adsorbentes y el alperujo 178 V.3.1.1. Caracterización de las arcillas 178 V.3.1.2. Caracterización del alperujo 182 V.3.2. Evaluación de las arcillas como adsorbentes de la MOS del alperujo 174 V.3.2.1. Caracterización de los sobrenadantes 174 V.3.2.2. Caracterización de los complejos arcilla- MOS 193 V.3.3. Evaluación de los complejos arcilla-MOS como adsorbentes de plaguicidas 202 V.3.4. Evaluación de los complejos formados in situ en presencia de suelo como adsorbentes de plaguicidas 207 V.4. CONSIDERACIONES FINALES 211 Capítulo VI. Conclusiones Generales / General Conclusions 213 Capitulo VII. Bibliografía 223 Capítulo VIII. Publicaciones 261 Resumen V La sostenibilidad de la actividad agraria obliga en la actualidad a diseñar y desarrollar posibles estrategias que minimicen sus impactos negativos en el medioambiente a la vez que permitan mejorar la cantidad y calidad de la producción agroalimentaria. Uno de los efectos adversos, que puede llegar a tener una gran repercusión social por afectar a la salud, es la contaminación de suelos, aguas superficiales y aguas subterráneas, provocada por los plaguicidas aplicados a los suelos agrícolas. En Andalucía, nos encontramos en una zona de clima Mediterráneo con suelos con bajo contenido de materia orgánica y que, por tanto, presentan una baja capacidad de adsorción para plaguicidas. En algunas zonas de gran importancia agrícola como la olivarera muchos de estos suelos se encuentran además en pendiente. Todo ello, junto con episodios habituales de breves pero intensas lluvias, acentúa los procesos de transporte por lixiviación y escorrentía de los plaguicidas aplicados y dan como resultado una disminución de la eficacia de los mismos y un aumento del riesgo de contaminación de suelos y aguas superficiales y subterráneas adyacentes. El objetivo general de este trabajo es conseguir disminuir los procesos de transporte de los plaguicidas y sus efectos adversos, aumentando la capacidad de adsorción o retención en los suelos y conseguir con ello aumentar el tiempo de permanencia del producto fitosanitario en la zona radicular donde normalmente ha de ejercer su acción. En esta memoria se han preparado, caracterizado y evaluado como adsorbentes diversos sistemas basados en materiales naturales. Los llamamos bio o eco-inspirados por ser sintetizados a partir de arcillas que se encuentran formando parte de los suelos (montmorillonita e hidrotalcita) modificadas con iones orgánicos que también existen en la naturaleza (para dar organoarcillas u organohidrotalcitas). La finalidad ha sido comprobar su utilidad como: 1) adsorbentes para eliminar los plaguicidas de aguas, 2) enmendantes en distintos suelos para incrementar su capacidad de retención para diferentes plaguicidas y de esta manera poder reducir los efectos adversos provocados por una rápida lixiviación y escorrentía de los mismos y 3) portadores en posibles formulaciones de liberación controlada, con el mismo efecto beneficioso. Se utilizaron tres tipos de modificadores orgánicos bien diferenciados: a) el quitosano (Capítulo III) sólo con arcillas catiónicas, b) distintos ácidos grasos insaturados con el mismo número de carbonos (Capítulo IV) con arcillas aniónicas y c) la materia orgánica soluble procedente de un residuo agroalimentario (alperujo), en este caso con ambos tipos de arcillas (Capítulo V). Los plaguicidas ensayados se eligieron en función de sus diferentes características fisicoquímicas (hidrofobicidad, polaridad y carácter ácido-base o neutro), y por tratarse de moléculas de referencia (atrazina) o relevantes por su uso en cultivos andaluces (clopiralida, imazamox, etc.). Además, en el Capítulo V se contempló un contaminante orgánico de origen industrial altamente hidrófobo. En el Capítulo IV también se aborda el efecto de las formulaciones sobre el comportamiento enantiomérico del fungicida metalaxil. Resumen VI Resumiendo, los resultados obtenidos e interpretados en esta Tesis permiten afirmar que compuestos orgánicos naturales como el quitosano, los ácidos grasos o la materia orgánica soluble procedente de un residuo agroalimentario (alperujo) pueden usarse para obtener complejos con arcillas catiónicas y aniónicas que pueden ser buenos adsorbentes de plaguicidas u otros contaminantes orgánicos y que pueden ser empleados, dependiendo de su nivel o capacidad de adsorción, para eliminar estos compuestos de las aguas o para disminuir su movilidad en el suelo, bien como enmendantes o posibles barreras en suelos, bien actuando de portadores en formulaciones de liberación controlada. También se demuestra la posible utilidad de las arcillas para disminuir la toxicidad asociada a la materia orgánica soluble del alperujo y la corrección de la acumulación del enantiómero no activo de metalaxil en el suelo. Se vuelve a comprobar que el alcance o rango de estas aplicaciones depende tanto del tipo de adsorbente y de las características del plaguicida o contaminante, como del tipo del suelo del que se trate, siendo muy difícil, al menos por ahora, hacer un diseño o estrategia genérica. Summary VII The sustainability of farming activity nowadays requires the design and development of strategies to minimize its potential negative impacts on the environment and, at the same time, to improve the quantity and quality of food production. Because of the impact on public opinion and health concern, one of the most adverse and concerning side-effects from agriculture is the contamination of soil, surface water and ground water, due to pesticides applied to agricultural soils. In Andalusia, we are in an area of Mediterranean climate with soils being poor in organic matter and therefore with low adsorption capacity for pesticides. In addition, many farming areas are developed in medium-high slope lands such as those devoted to olive grove. Both peculiarities along with brief episodes of intense rainfall in late fall, winter, and early spring, enhance the transport losses by leaching and runoff of the applied agrochemicals. Such losses result in a decrease in pesticide efficacy and an increase in the risk of soil and surface and ground water contamination. The main goal of this research is to reduce the transport processes of pesticides and their adverse effects, for instance by increasing the adsorption capacity of the soils to achieve increased residence time of the product in the root zone where it normally has to act. Various materials based on natural compounds have been prepared, characterized, and comparatively evaluated as adsorbents in this report. We called them “bio-” or “eco-inspired” organo-clay adsorbents for being synthesized from clays that are natural soil constituents (montmorillonite and hydrotalcite) modified with various organic ions that also exist in nature or soluble organic matter (SOM) extracted from a (natural) agricultural residue (alperujo or olive oil mill waste). Once prepared, these biomaterials were thoroughly characterized and tested as: 1) adsorbents to remove pesticides from water, 2) soil-amendments to increase the adsorption capacity of soils for different pesticides and thus, to reduce rapid leaching out to ground water, and 3) pesticide carriers for the development of sustained release formulations, with similar beneficial effects. Three distinct types of organic ions were used as clay modifiers: a) chitosan (Chapter III) as a modifier of cationic clays, b) unsaturated fatty acid anions (Chapter IV) as modifiers of anionic clays and c) the soluble organic matter from an agro-food residue (alperujo), in this case with both types of clays (Chapter V). The tested pesticides were chosen according to their different physicochemical characteristics (hydrophobicity, polarity, and acid-base or neutral character) and for being reference molecules (atrazine) or relevant for their use in Andalusian cultures (clopyralid, imazamox, etc.). In addition, a highly hydrophobic organic pollutant of industrial origin was also considered in Chapter V. In Chapter IV the effect of the formulations on the enantiomeric behavior of the fungicide metalaxyl was also addressed. The results obtained and interpreted in this Thesis support the conclusion that natural organic compounds such as chitosan, fatty acids or the Summary VIII soluble organic matter from an agro-food waste (alperujo) allow the preparation of complexes with cationic and anionic clays, which generally perform as better adsorbents of pesticides and other organic pollutants than the corresponding starting raw clay material. Most of them are shown to be useful, depending on their level of adsorption capacity, to remove these compounds from water and/or to reduce their mobility in the soil to avoid ground water pollution. This latter effect may be reached either by their use as soil amendment or barrier or by acting as carriers in controlled/slow release formulations. The potential usefulness of clays in reducing the toxicity of alperujo, generally associated with its soluble organic matter content, and in correcting the accumulation of the inactive enantiomer of metalaxyl in the soil is also demonstrated. The scope or range of these applications depends on the type of adsorbent, the characteristics of the pesticide or contaminant, and the soil type in which they would be used or applied, and hence, it is very difficult, at least for now, to draw a generic design or strategy. I. Introducción General Capítulo I. Introducción General 3 I.1. Plaguicidas: Problemática ambiental La agricultura actual en los países desarrollados ha alcanzado elevadas tasas de producción de alimento y productos agroindustriales gracias al desarrollo tecnológico basado en el avance continuado del conocimiento del suelo, planta, maquinaria, fertilizantes y plaguicidas fundamentalmente. Sin duda desde el descubrimiento de que el DDT podía controlar las plagas de la agricultura hasta el empleo de semillas resistentes a algunos herbicidas hay todo un recorrido de casi un siglo. Durante este tiempo, el empleo de plaguicidas ha contribuido al aumento de la producción agrícola de forma global, a pesar de las consecuencias ambientales. Estos compuestos agroquímicos resultan imprescindibles para mantener el nivel de producción y calidad de los alimentos para la sociedad ya que, según la FAO (2012), el cese del empleo de estos productos fitosanitarios en un país desarrollado como EEUU reduciría el rendimiento de las cosechas y del ganado en un 30-40% y aumentaría el precio de los productos agrícolas en un 50-70% (Green, 1984; Cheng, 1990; Tilman et al., 2002). Un plaguicida (o pesticida) es "cualquier sustancia o mezcla de sustancias destinadas a prevenir, destruir, repeler o mitigar cualquier plaga" (FIFRA, 1947). Los plaguicidas son utilizados en diversos sectores económicos, como la agricultura, silvicultura, transporte (carreteras), zonas industriales, parques y en los hogares (jardines) y se corresponden con un amplio espectro de sustancias químicas orgánicas e inorgánicas utilizadas para el control de plagas y enfermedades en las actividades agropecuaria y forestal. Sin embargo, entre estos sectores la agricultura es, con diferencia, el principal usuario, con aproximadamente el 90% del total de plaguicidas vendidos (Brouwer et al., 1994). A principios de la década de los sesenta Carlson (1962) señalaba la amplia distribución ambiental de los plaguicidas (en suelo, aire, agua, biota, etc.), así como sus efectos no sólo en la salud humana, sino en todo el sistema vital del planeta, asociados al uso indiscriminado de los mismos (Fig. I.1). De hecho, este libro fue el detonante para el arranque de una línea de investigación, iniciada entonces en USA e impulsada por JF Kennedy, para profundizar en el conocimiento de los efectos secundarios adversos de los pesticidas, que llega hasta nuestros días y que ha permitido el desarrollo de estrategias que minimicen estos impactos no deseados. Capítulo I. Introducción General 4 Fig. I.1. Aplicación de plaguicidas en campos de arroz Los pesticidas se aplican según su sistema de acción (sistémico, de contacto, curativo o preventivo) sobre el cultivo a tratar e incluso en el suelo que lo soporta. No obstante, todos los pesticidas, en mayor o menor medida, van a parar al suelo y es más, frecuentemente sólo entre un 1 y un 20% del producto aplicado alcanza la plaga diana contra la que se pretende actuar; una gran parte del compuesto se dispersa en el ambiente, lo que obliga a un aumento en las dosis de aplicación para obtener el objetivo deseado en las cosechas. Sin duda, este incremento, junto con la aplicación repetida de plaguicidas a lo largo de los años, puede llegar a convertirse en fuente de contaminación puntual y/o difusa de suelos y aguas superficiales y subterráneas, no sólo por los compuestos aplicados sino también por los residuos de éstos. El suelo es un sistema complejo, dinámico y vivo, con compartimentos o fases distintas (sólida, líquida y gaseosa), en el cual coexisten componentes relativamente inertes o minerales con otros componentes orgánicos con plazos más cortos de cambio o evolución, así como organismos vivos vegetales, animales y microorganismos, todos ellos en continua interacción. El suelo en su conjunto presenta la capacidad, dentro de una medida, de autodepuración frente a sustancias xenobióticas como son los plaguicidas, contrarrestando o amortiguando el impacto producido por su aplicación (Cornejo et al., 2005). Sin embargo, en los últimos años el aporte continuado y diverso de éstos al suelo ha superado la propia capacidad del mismo de amortiguar su efecto, pasando los agroquímicos a ocupar espacios del ecosistema para los que no estaban destinados (aguas superficiales, subterráneas, etc.). Este creciente conflicto ha despertado la necesidad de continuar los estudios del comportamiento de estos compuestos en el suelo, para, desde su manejo, poder hacer un uso sostenible de los mismos, que tiene aún muchos aspectos, retos y oportunidades por abordar (Fenner et al., 2013; Enserink et al., 2013) Capítulo I. Introducción General 11 Generalmente hay pocos trabajos que distingan entre estos dos procesos, salvo los que se realizan en el campo y a gran escala (Arora et al., 2010). I.2.1.3. Lixiviación En el momento en el que el suelo se encuentra saturado en agua, y no es capaz de retener más agua, el exceso de agua es transportado junto con el material soluble y algún material particulado a lo largo del perfil por acción de la gravedad. Por este mecanismo, los contaminantes orgánicos, como los plaguicidas, contenidos en los suelos son transportados hasta llegar a zonas más profundas, pudiendo alcanzar las aguas subterráneas. El efecto que se produce por la interacción de los plaguicidas o contaminantes con la materia orgánica soluble y las partículas en suspensión contenidas en el agua de lixiviación incrementa la solubilidad de los mismos, facilitando su transporte a través del perfil del suelo (Casanovas, 1996; Cortinas, 2003). Las pérdidas de plaguicidas por lixiviación se pueden poner algo más en perspectiva al considerar la normativa de la UE (Directiva 2000/60/EC), que establece que las concentraciones de un pesticida en aguas de abastecimiento público no podrán superar los 0.1 ppb. Para una dosis de 0.2 kg/ha y una recarga anual de 200 mm, se estima que el máximo permitido de lixiviación es del 0.1% de la cantidad aplicada (Jarvis, 2007), lo que supondría un riesgo para la contaminación de acuíferos. I.2.1.3.1. Factores que afectan a la lixiviación La lixiviación de contaminantes a las aguas subterráneas es un proceso influenciado por muchas variables como parámetros atmosféricos (precipitación y temperatura), las propiedades del suelo (tamaño de partícula, contenido de carbono orgánico, etc.), prácticas de manejo del suelo, que determinarán bien el tipo de plaguicida a aplicar o el riego, y las propiedades físico-químicas del producto químico (solubilidad en agua, presión de vapor, etc.). Posteriormente, la biodegradabilidad y la adsorción dependen de las propiedades del soluto y del suelo, siendo decisivos para los compuestos orgánicos, como los plaguicidas, en la predicción de la contaminación de las aguas subterráneas. La lixiviación de los plaguicidas está estrechamente influenciada por la dinámica del proceso de adsorción al suelo y se halla afectada por características del suelo como el contenido en arcilla, el pH, el contenido en óxidos metálicos y materia orgánica, etc., y no se puede generalizar usando sólo una de estas características (Cecchi et al., 2004) La adsorción de los plaguicidas a los coloides del suelo determina en gran medida la lixiviación, de manera que al aumentar dicha adsorción, Capítulo I. Introducción General 12 disminuye la movilidad del plaguicida a través del perfil del suelo. Existen numerosos trabajos cuyos datos experimentales para plaguicidas y otros compuestos orgánicos muestran una relación inversa entre la adsorción y la lixiviación (Kookana et al., 1995; Laabs et al., 2002; Araki et al., 2003; Cornejo et al., 2005). Las propias características del suelo que influyan en la adsorción, como puede ser la textura, materia orgánica, mineralogía, pH, etc. tendrán una incidencia en la lixiviación. El contenido en materia coloidal orgánica del suelo es un factor a tener en cuenta en la inmovilización del plaguicida. Por los procesos de desorción, los plaguicidas vuelven a estar en disolución y, por tanto, pueden movilizarse por el perfil del suelo por lixiviación (Worral et al., 1999). La materia orgánica soluble (MOS) puede reducir la adsorción del plaguicida al suelo y aumentar la lixiviación (Celis et al., 1998a; Barriuso et al., 2011): - Favoreciendo la desorción del plaguicida por procesos de competencia por la asociación de la MOS con el suelo - Asociándose a las moléculas del plaguicida y facilitando su transporte por el perfil del suelo. La estructura del suelo, formada por macro y microporos, provoca variaciones en el transporte del plaguicida en el suelo. En los macroporos predominan el transporte hidrodinámico y la difusión, mientras que en los microporos predominan los procesos de difusión, adsorción y degradación (Cox et al., 1997b) Las propiedades físico-químicas del plaguicida más importantes respecto a la lixiviación son aquellas que determinan el grado de retención del compuesto al suelo, ya que cuanto más fuertemente sea retenido o adsorbido un plaguicida por el suelo, menor será su potencial de lixiviación. Por ejemplo, la solubilidad en agua, el carácter ionizable, la presión de vapor, el peso molecular y la hidrofobicidad serán factores claves para predecir si un plaguicida será más o menos lixiviable. Puesto que la lixiviación se produce por movimiento gravitacional del agua a través del suelo, el aporte de agua en cuanto a cantidad, intensidad, distribución y frecuencia, determinará el proceso de lixiviación. El riesgo reside en el agua de lluvia, ya que no se puede controlar. Sin embargo, la influencia estacional de las lluvias provoca que el suelo no sea capaz de retener la mayor parte de la misma y el excedente provoca la escorrentía y la lixiviación de los plaguicidas aplicados, más aún si la aplicación ha tenido lugar poco antes de las precipitaciones (Wauchope y Myers, 1985, Hermosín et al., 2013). Capítulo I. Introducción General 13 Las prácticas agrícolas que se llevan a cabo en el suelo alteran su composición y su estructura, mediante la adición de residuos y los sistemas de laboreo. La adición de materia orgánica puede influir en la mayoría de los casos en la reducción de la lixiviación de plaguicidas por un aumento en la adsorción (Barriuso y Koskinen, 1996; Cox et al., 1997b; Cox et al., 1999a). Incluso las barreras verdes utilizadas para proteger de la erosión y las pérdidas por escorrentías, pueden tener un efecto sobre la lixiviación (Arora et al., 2010). Las formas y dosis de aplicación del plaguicida serán también factores claves en su lixiviación. I.2.1.4. Otros procesos de transporte I.2.1.4.1. Escorrentía La escorrentía se puede definir como las aguas que discurren en la superficie terrestre producidas cuando la precipitación o el riego superan la tasa de infiltración de agua del suelo, debido a la saturación del mismo. Numerosos autores han demostrado que la escorrentía supone una de las mayores fuentes no localizadas de contaminación de aguas superficiales por la agricultura (Kuivila y Foe, 1995; Schulz, 2001; Schulz y Dabrowski, 2001; Dabrowski et al., 2002; Hermosín et al., 2013). Ésta depende del modo de aplicación del plaguicida, de sus propiedades físico-químicas (como solubilidad en agua, vida media y Koc) y de las variables que afectan a su captación por los suelos (Merkle y Bovey, 1974; Capel y Larson, 2001). Según Wauchope (1978), las pérdidas de compuestos en aguas de escorrentía tienen lugar en disolución, para compuestos con solubilidad alta, o adsorbido en el coloide móvil del suelo, para compuestos poco solubles en agua. El proceso de escorrentía y el de lixiviación están muy relacionados; durante la escorrentía los plaguicidas son transportados lateralmente por las aguas superficiales que no contribuyen a la lixiviación de éstos por el perfil del suelo y ambos son especialmente graves cuando las lluvias coinciden con la época de aplicación por el ciclo del propio cultivo, como ocurre en el olivar en Andalucía en años lluviosos (Hermosín et al., 2013). I.2.1.4.2. Volatilización La volatilización es en el proceso por el cual un compuesto se evapora hacia la atmósfera desde otro compartimento ambiental. Este proceso puede ser importante para compuestos que tengan una presión de vapor alta, que su época de aplicación coincida con altas temperaturas y que se apliquen en las partes aéreas del cultivo o en suelo limpio. Además, este proceso puede ser una fuente de contaminación difusa remota, ya que una vez en la atmósfera el Capítulo I. Introducción General 14 plaguicida puede viajar a través de kilómetros, depositarse y/o caer con la lluvia a distancias de cientos e incluso miles de kilómetros, lo que explica que se hayan encontrado algunos plaguicidas en los polos de la Tierra (Glotfelt y Schomburg, 1998). La volatilización puede ser el mecanismo más importante para la pérdida de compuestos químicos en los suelos, produciéndose fundamentalmente durante la aplicación y sobre el plaguicida que permanece en la superficie del suelo o de la vegetación (Thomas, 1982). Para algunos compuestos altamente volátiles, las pérdidas por volatilización pueden llegar hasta el 90% del compuesto inicialmente aplicado (Taylor y Spencer, 1990). I.2.1.4.3. Difusión La difusión se define como el fenómeno mediante el cual un compuesto se traslada de un punto a otro dentro de una misma fase (suelo o agua). Los factores más importantes que condicionan en mayor medida la difusión de un plaguicida son su solubilidad en agua, la presión de vapor y su peso molecular. La difusión también depende de las propiedades de la fase en la cual se desplaza el compuesto, como la temperatura, la fuerza iónica y, en el caso del suelo, el contenido de humedad y la porosidad. En el suelo esto ocurre fundamentalmente en la solución del suelo y algo menos en fase gaseosa, pero no obstante es responsable de buena parte de la movilidad que ocurre en sentido distinto del vertical. I.2.1.4.4. Absorción La absorción en plantas y organismos es otro de los procesos de transporte que se dan en el suelo y constituye en parte la finalidad de la aplicación de los productos fitosanitarios a los suelos, para eliminar los parásitos, virus, bacterias o insectos diana y, en parte, porque pueden ser absorbidos por otros no diana. Esta segunda vía puede ser un medio natural de descontaminación, pero casi siempre conlleva un proceso de biodegradación metabólica, por lo que es un proceso que participa tanto del transporte como de la transformación. De hecho, aquellos residuos que no son metabolizados pueden quedar asociados a la planta y con ella caer posteriormente al suelo o ser transportados a otro lugar con la cosecha o los restos del cultivo (Khan, 1982). Este es un proceso que también se ve afectado por la adsorción, ya que dependiendo de lo fuerte o débil que ésta sea a los componentes del suelo, la biodisponibilidad o accesibilidad de la molécula a los organismos vivos será inversamente proporcional, como se ha demostrado en diversos casos (Hull, Capítulo I. Introducción General 15 1970; Cabrera et al., 2008; Trigo et al., 2010). Este aspecto será abordado de nuevo en el proceso de biodegradación. I.2.2. Procesos de transformación Los procesos de transformación o degradación son los que transforman o degradan a los compuestos aplicados en productos que pueden ser de igual, menor o mayor toxicidad (Cheng y Lehmann, 1985). Estos procesos están influenciados por distintos factores como la temperatura, la intensidad y duración de la luz solar, el pH o la composición del suelo y, por supuesto, por la adsorción. Podemos distinguir tres tipos de procesos de degradación o transformación, atendiendo a su naturaleza, origen y/o detonante: degradación química, biológica y fotolítica. I.2.2.1. Degradación química La degradación química es provocada por aquellas reacciones químicas que afectan a un pesticida una vez aplicado al suelo y que pueden tener desde naturaleza hidrolítica y redox, como las más abundantes, a las menos frecuentes de condensación, esterificación, etc. Los factores que afectan a estos procesos son el pH, el potencial redox, la temperatura y la composición de la disolución y de la fracción coloidal del suelo (Khan, 1980). También dependerán de la propia naturaleza química del plaguicida y su susceptibilidad a sufrir dichas reacciones. La adsorción de plaguicidas a los coloides del suelo y a la MOS puede tener un doble efecto, ya que puede proteger a los plaguicidas de la degradación química o puede potenciarla. Los cationes de cambio de los minerales de la arcilla y el agua de hidratación participan en muchas reacciones de degradación catalizadas por la superficie (Russell et al., 1968; Laird, 1996). La presencia de hierro y el tipo de estructura mineral u orgánica en la que esté presente (Cornejo et al., 1983) y las sustancias húmicas también han sido implicadas en la hidrólisis de la atrazina (Gamble y Khan, 1985). I.2.2.2. Biodegradación Los procesos de biodegradación de plaguicidas se deben fundamentalmente a los procesos de asimilación-metabolización por parte de la microflora del suelo (bacterias y hongos). Los microorganismos capaces de degradar a los plaguicidas se encuentran tanto en los suelos y medios acuáticos, como en aguas residuales, además de que un gran número y diversidad de Capítulo I. Introducción General 16 microorganismos pueden ser encontrados en suelos de cultivo (Bordjiba et al., 2001), tanto de tipo beneficioso como competidores o que puedan ser causantes de algún trastorno o enfermedad para las plantas u otros organismos vivos. La tasa de biodegradación normalmente aumenta con la temperatura y humedad del suelo hasta capacidad de campo (Parker y Doxtader, 1983; Allen y Walker, 1987; Yen et al., 2003), debido al aumento de la población microbiana. Las transformaciones enzimáticas forman parte de los procesos de biodegradación en el suelo y para la mayoría de los plaguicidas son generalmente debidas a reacciones de oxidación, reducción o de hidrólisis. Las reacciones hidrolíticas y de oxidación pueden ser producidas por hongos y bacterias, mientras que las de reducción son reacciones más típicas de bacterias. Las reacciones oxidativas tienen lugar únicamente en presencia de oxígeno, las reductivas en condiciones anaerobias y las hidrolíticas bajo ambas condiciones. La adsorción reduce la biodegradación, ya que las moléculas adsorbidas no suelen estar disponibles para los microorganismos. El efecto de la materia orgánica en los procesos de biodegradación es doble: - Al adsorber el plaguicida lo protege de la biodegradación (Shea y Weber, 1983; Mersie y Foy, 1985; Walker et al., 1989; Ainsworth et al., 1989; Barriuoso et al., 1997; Guo et al., 2000). - La materia orgánica puede ser un sustrato nutritivo para la microflora, dando lugar un aumento de ésta a un aumento de la población microbiana y, por tanto, a una mayor tasa de degradación de plaguicidas biodegradables (Walker y Welch, 1989; Nair y Schnoor, 1994; Cox et al., 1999b; Hole et al., 2001; Albarrán et al., 2003). Según Scow y Hutson (1992), la adsorción influye en la cinética de la biodegradación, no sólo modificando la concentración del compuesto químico en la disolución del suelo, sino también mediante una inducción directa de las respuestas regulatorias de los microorganismos dependientes de la concentración del plaguicida en el medio. Sin embargo, en algunos casos, se ha visto que la toxicidad ha sido el principal factor controlador de la biodegradación (Martins y Mermoud, 1998). En estos casos, la adsorción reduciría la concentración del producto químico en la disolución del suelo hasta niveles no tóxicos e, indirectamente, favorecería la biodegradación (Van Loosdrecht et al., 1990). En el caso de suelos sometidos al tratamiento con enmiendas orgánicas, el comportamiento de los plaguicidas varía con la naturaleza de la enmienda y el efecto frente a la actividad microbiana del suelo (Alvey y Crowley, 1995; Abdelhafid et al., 2000; Perrin-Ganier et al., 2001). Otro fenómeno de interés con respecto a la biodegradación de plaguicidas es el fenómeno de “degradación acelerada”, que podemos definirlo como la capacidad de adaptación de los Capítulo I. Introducción General 17 microorganismos del suelo, dando lugar a una metabolización rápida tras tratamientos repetitivos (Felsot y Shelton, 1993; Cox et al., 1996; Davison y McKay, 1999; Beigel et al., 1999; Abdelhafid et al., 2000), lo que de hecho podría ser empleado para la descontaminación de un suelo afectado por el derrame de un plaguicida. I.2.2.3. Fotodegradación La fotodegradación consiste en la transformación del plaguicida como consecuencia de la energía de la luz solar (Horspool, 1970). Esta reacción es importante en los primeros milímetros del suelo, en la superficie de las plantas y en ecosistemas acuáticos, donde los plaguicidas pueden ser transportados en disolución o bien adsorbidos a la materia particulada. Este tipo de reacción depende de la estructura molecular del plaguicida, fundamentalmente de que sea susceptible de degradarse por absorción de la luz. La fotodegradación puede ser directa, cuando el plaguicida se degrada por la acción directa de la radiación solar, o indirecta, cuando la energía de la radiación solar es absorbida por otros compuestos que luego transmiten esa energía a la molécula del plaguicida o bien dan lugar a especies reactivas intermedias que pueden entrar en reacción con el plaguicida (Mansour et al., 1989; Cox et al., 1996; Aguer et al., 2000). En el caso de la fotolisis indirecta casi siempre actúa como mediador la materia orgánica sólida o soluble del suelo. Los factores que más afectan al proceso de fotodegradación son los relacionados con la energía lumínica, la intensidad y el tiempo de exposición que el plaguicida esté sometido a la radiación solar. También, la presencia de catalizadores fotoquímicos, que pueden favorecer la descomposición, el pH del suelo, el grado de aireación del suelo, el estado físico en el que se encuentra el plaguicida (sólido, disuelto o en estado vapor), el grado de adsorción y la estructura química del plaguicida determinan en gran medida que un plaguicida pueda ser fotodegradado. En otros casos, la adsorción de un plaguicida por los componentes de suelos o sedimentos puede actuar de protección y disminuir la fotodegradación. I.3. Fracción coloidal del suelo: Componentes, propiedades adsorbentes de plaguicidas y sus aplicaciones Como se ha ido señalando en la descripción de todos los procesos que afectan a los plaguicidas en los suelos, la adsorción en los sólidos que componen el suelo es la que en gran medida determina la cantidad del compuesto disponible para los demás procesos y este proceso de adsorción ocurre fundamentalmente en la fracción coloidal o arcilla del suelo, por tener asociada Capítulo I. Introducción General 18 no sólo la mayor parte de la superficie o interfase solido/líquido sino por la propia reactividad superficial de sus componentes (Bailey y White, 1970; Guenzi, 1974; Cheng, 1990; Hayes y Mingelgrin, 1991; Cornejo y Hermosín, 1996; Cornejo et al., 2005), que se pueden agrupar en dos principales tipos: Inorgánicos: compuestos por la mayoría de los minerales de la arcilla o filosilicatos y por los óxidos, hidróxidos y oxihidróxidos metálicos, principalmente de hierro y aluminio (Dixon y Weed, 1989) Orgánicos: se pueden dividir en sustancias húmicas y no húmicas (Hayes y Swift, 1978) La fracción arcilla o coloidal de los suelos se define como aquella fracción que comprende las partículas de un diámetro inferior a 2 µm. La fracción arcilla presenta una elevada superficie específica y reactividad superficial, por lo que los componentes que la engloban son considerados los principales responsables de las interacciones que tienen lugar entre la fase sólida del suelo y los compuestos, tanto orgánicos como inorgánicos, que a éste llegan. En el suelo, los minerales de la arcilla y los componentes orgánicos no sólo se presentan como partículas aisladas sino también interaccionando entre sí dando lugar a complejos organo-arcillosos que son asociaciones entre las partículas inorgánicas y la materia orgánica. Los fenómenos de asociación son tan comunes que para algunos suelos se ha encontrado que la materia orgánica libre, no asociada a los componentes inorgánicos, supone tan sólo un 10-20% del total (Greenland, 1965). La naturaleza de los complejos organo-arcillosos determina la formación de los agregados del suelo y, por tanto, sus características estructurales (Oades 1984). Los procesos de interacción entre los coloides naturales del suelo y los compuestos antropogénicos, orgánicos e inorgánicos, que llegan al suelo, han marcado las pautas en los últimos años sobre la búsqueda de posibles parámetros a emplear en modelos para predecir el comportamiento de plaguicidas (Karichoff, 1981; Hermosín et al., 2000; Cornejo et al., 2005). La relevancia de estos coloides naturales ha servido de modelo para sintetizar complejos organo-minerales para emular o aproximar los comportamientos que se dan en los suelos (Pusino et al., 1994; Celis et al., 1997a, 1999a; Cruz Guzmán et al., 2003) y para diseñar y obtener adsorbentes de pesticidas y otros contaminantes orgánicos con diversas aplicaciones medioambientales, de tipo correctoras o de prevención de la contaminación (Cornejo et al., 2008). Para intentar evitar los procesos de pérdidas del componente activo de los plaguicidas, así como los que conllevan la contaminación de los diversos compartimentos medioambientales, se han sintetizado diferentes complejos organoarcillosos, para los cuales determinados plaguicidas presentan una alta capacidad de adsorción (Margulies et al., 1994; El-Nahhal et al., 1998; Gerstl et Capítulo I. Introducción General 19 al., 1998; Cox et al., 2000a; Undabeytia et al., 2000; Celis et al., 2002a; Celis et al., 2002b; Trigo et al., 2009; Gámiz, 2012). De esta manera se ha conseguido evitar su lixiviación a través del perfil del suelo y el consiguiente problema de contaminación, pero esto será tratado con más detalle más adelante. El aumento de los componentes orgánicos en los suelos mediante la adición de residuos también es un manejo estudiado para evitar la contaminación de acuíferos. Los primeros estudios sobre el efecto de la aplicación de enmiendas orgánicas en el comportamiento de plaguicidas se remontan a finales de los años 80 (Azam et al., 1988). Las asociaciones entre componentes para dar complejos organominerales se dan de forma natural en los suelos. Como se ha mencionado anteriormente, estos complejos surgen de diversos procesos físico-químicos que afectan a la unión entre los componentes orgánicos e inorgánicos. Los óxidos metálicos se encuentran asociados a las superficies de los minerales de la arcilla o filosilicatos (Davidtz y Summer, 1965; Roth et al., 1968) y la materia orgánica se fija a los bordes de las partículas de arcilla y a los revestimientos de óxidos metálicos confiriendo propiedades hidrofóbicas a las superficies minerales (Murphy et al., 1994; Celis, 1996; Celis et al., 1997a). Según el orden y disposición o componente dominante en la superficie, el resultado final es muy diverso (Cornejo y Hermosín, 1996). I.3.1. Arcillas o filosilicatos y organoarcillas I.3.1.1. Filosilicatos Los filosilicatos, comúnmente denominados arcillas, son constituyentes esenciales de los suelos y sedimentos debido a que son, en su mayor parte, productos finales de la meteorización de los silicatos, aunque también se encuentran en yacimientos enriquecidos en algunos de ellos. Los filosilicatos o silicatos laminares son los más abundantes y, en mucha menor proporción, se encuentran también los fibrosos. Los silicatos laminares presentan una estructura basada en el apilamiento de 2 tipos de láminas: a) de tipo 1:1 formada por una capa de tetraedros de silicio condensada a otra de octaedros de aluminio y b) tipo 2:1 formados por dos capas de tetraedros de silicio condensadas, una a cada lado, a una capa de octaedros. Los grupos tetraédricos (SiO)44- se unen compartiendo tres de sus cuatro oxígenos con otros vecinos formando capas, de extensión infinita y fórmula (Si2O5)2-, que constituyen la unidad fundamental de los filosilicatos. En ellas los tetraedros se distribuyen formando hexágonos. El silicio tetraédrico puede estar sustituido, en parte, por Al3+ o Fe3+. En las capas octaédricas algunos Al3+ o Mg2+ se pueden sustituir por Fe, Li, Cr, Mn, Ni, Cu o Zn. Ambos tipos de láminas se representan en la Fig. I.4. Capítulo I. Introducción General 20 Fig. I. 4. Estructura 1:1 y 2:1 de los filosilicatos. Las láminas de los minerales 1:1 se unen entre sí por puentes de hidrógeno de las capas adyacentes. En los minerales 2:1 la capa octaédrica está unida a las capas tetraédricas mediante fuerzas de Van der Waals entre los átomos de oxígeno de las capas contiguas. En la mayoría de los casos estas láminas presentan una carga negativa permanente, debido a las sustituciones isomórficas de cationes como el Si4+ de las capas tetraédricas por otros cationes de un tamaño parecido pero de inferior carga como el Al3+. Estas sustituciones también pueden darse en la capa octaédrica, por ejemplo Al3+ por Mg2+. Las sustituciones isomórficas son más numerosas y variadas en el caso de los minerales 2:1, en los que estas sustituciones generan una carga laminar negativa que está compensada por cationes inorgánicos más o menos hidratados que se sitúan entre las láminas del mineral y en los bordes. Los cationes pueden ser cambiables o no cambiables, según el tipo de carga laminar tetraédrica u octaédrica, la cantidad de carga por superficie laminar o celda unidad y la naturaleza del catión, que determinan además una gran cantidad de propiedades superficiales. Existe un grupo (2:1:1) con una estructura similar a la de los minerales 2:1, al cual pertenecen las cloritas, en el que el balance de carga se mantiene por la presencia, en el espacio interlaminar, de grupos hidroxilos coordinados octaédricamente, similares a las capas octaédricas. Por tanto, su capacidad de intercambio catiónico es nula, al igual que su capacidad de hinchamiento (Grim, 1968; Karathanasis et al., 1983; Ezzaim et al., 1999). 1:1 2:1 Capítulo I. Introducción General 27 Aunque las propiedades de adsorción de los hidróxidos dobles laminares se asemejan a las de las esmectitas, principalmente por la existencia de un espacio interlaminar dilatable para el acceso de moléculas polares e iónicas, presentan una mayor densidad de carga laminar. Como consecuencia, las láminas de brucita interaccionarán con los aniones mediante fuerzas electrostáticas fuertes, por lo que la expansión de las láminas estará más impedida en comparación con las esmectitas (Choy et al., 2007). En la actualidad, se han publicado numerosos trabajos sobre la síntesis, estructura y aplicaciones de este tipo de compuestos debido al creciente interés por sus importantes y numerosas aplicaciones, gracias a su fácil síntesis y a ser productos económicos (Reichle, 1986; Cavani et al., 1991; Vaccari, 1999; Cornejo et al., 2000; Ulibarri y Hermosín, 2001; Rives, 2001; Wypych y Satyanarayana, 2004; Rives et al., 2010; Bruna, 2010). Otra característica de estos tipos de arcilla es la estabilidad que presentan hasta ~ 400ºC, temperatura a la cual se descarbonatan, formando Mg3AlO4 (Brindley y Kikkawa, 1980; Miyata, 1983; Ulibarri y Hermosín, 2001; Cornejo et al., 2007; Bruna, 2010); este proceso es reversible en presencia de disoluciones acuosas (Fig. I.9). Fig. I.9. Mecanismos de adsorción de aniones orgánicos en los hidróxidos dobles laminares y su reciclabilidad (Ulibarri y Hermosín, 2001) La reversibilidad de los productos de calcinación de la hidrotalcita otorga un carácter innovador y versátil para la creación de materiales (organohidrotalcitas) potencialmente aplicables en los procesos industriales de muy diversa forma (Cavani et al., 1991; Li y Duan, 2005; Del Hoyo, 2007; Cornejo et al., 2008): Área superficial específica elevada (100 - 300 m2/g). “Efecto memoria”, permite la reconstrucción de la estructura laminar original, tras ser calcinada a 500 C, mediante el contacto con disoluciones acuosas en presencia de determinados aniones. Intercambio aniónico Reconstrucción Reconstrucción Capítulo I. Introducción General 28 Distribución homogénea de los iones metálicos en los productos de calcinación. Alta capacidad de intercambio aniónico. En la Fig. I.10 se muestran algunos de los campos de aplicación de los HDLs, resultantes de sus peculiares propiedades físico-químicas que, junto a la facilidad para ser sintetizados, les confiere una gran flexibilidad para ser aplicadas dentro de diversos campos como: adsorción, catálisis, medicina, fotoquímica, etc. (Cavani et al., 1991). Dicha versatilidad se debe fundamentalmente al tamaño y estructura de tipo coloidal, de composición química laminar modificable fácilmente en el laboratorio y a la variabilidad adicional que les proporciona el anión interlaminar. Fig. I.10. Principales aplicaciones industriales de la hidrotalcita y de sus productos calcinados (Cavani et al., 1991). Los HDLs y sus productos de calcinación han sido estudiados en los últimos años como unos satisfactorios adsorbentes para la descontaminación de aguas (Houri et al., 1998; Kovanda et al., 1999), dada su capacidad de albergar una amplia variedad de especies aniónicas de diversa naturaleza, atrapando contaminantes inorgánicos, como son los nitratos y fosfatos causantes de los problemas de eutrofización en aguas naturales (Shin et al., 1996; Legrouri et al., 1999; Gillman, 2010), iones con actividad radioactiva de aguas residuales (Kang et al., 1996; Toraishi et al., 2002), diversos oxoaniones como arseniato, Adsorción - Plaguicidas - Contaminantes en aguas residuales (fenoles, colorantes, fármacos, etc.) Medicina - Antiácidos, antipéptidos - Cosméticos - Soporte de fármacos Otras - Matrices/soportes de moléculas biológicas (ADN, ATP, péptidos, etc.) - Electroquímica, fotoquímica, etc. Catálisis - Reacciones catalíticas: (hidrogenación, polimerización, hidrólisis etc.) - Soportes catalíticos Industrial - Estabilizadores de polímeros - Retardante de la llama - Intercambiador de iones HDLs Capítulo I. Introducción General 29 cromato y vanadato (Kovanda et al., 1999), aniones monoatómicos como el Clprocedente de aguas ácidas (Kameda et al., 2000), etc. También han sido estudiados como adsorbentes de contaminantes orgánicos aniónicos como los fenoles, un importante grupo de contaminantes que, de acuerdo al rango de pH típico de los compartimentos ambientales, suelen encontrarse frecuentemente en aguas subterráneas como fenolatos. Se pueden citar el 2,4,6-triclorofenol (TCP) o el 2,4,6-trinitrofenol (TNP) (Hermosín et al., 1993; Ulibarri et al., 1995; Hermosín et al., 1996), 2,4-dinitrofenol (DNP) y 2 metil-4,6-dinitrofenol (Chaara et al., 2010). Surfactantes como el dodecildibenzosulfato (SDBS), octilsulfato (SOS), o el 4-octilbenzenosulfonato (SOBS) (Pavlovic et al., 1997; You et al., 2002), moléculas derivadas de ácidos orgánicos (Crepaldi et al., 2002; Cardoso et al., 2003) y tintes sintéticos (Orthman et al., 2003) son otros contaminantes encontrados en aguas naturales susceptibles de ser atrapados por los HDLs y sus productos calcinados. Estudios sobre los HDLs como adsorbentes de plaguicidas han demostrado cómo son unos buenos adsorbentes de plaguicidas aniónicos. Dos factores importantes que intervienen en la adsorción son la carga y la naturaleza del anión interlaminar original (Hermosín et al., 1993; Hermosín et al., 1996; Celis et al., 1999b; Sánchez-Martín et al., 1999; Li et al., 2004; Cornejo et al. 2007; Bruna, 2010). La capacidad de adsorción de los HDLs para moléculas neutras de carácter hidrofóbico es escasa; sin embargo, y de forma equivalente a las arcillas catiónicas (Barrer, 1989; Jaynes y Boyd, 1991), la intercalación de moléculas orgánicas aniónicas en HDLs cambia la naturaleza de su superficie de hidrofílica a hidrofóbica. Este simple cambio en la naturaleza de la fase interlaminar permite la adsorción de moléculas no iónicas o de baja polaridad sobre este tipo de compuestos (organohidrotalcitas), de manera semejante a las organoarcillas (Mortland et al., 1986; Hermosín y Cornejo, 1992; Nir et al., 2000). No obstante, los estudios sobre hidrotalcitas como soportes de plaguicidas son muy escasos. La poca bibliografía encontrada utiliza hidrotalcitas inorgánicas intercaladas con plaguicidas aniónicos (Chaara et al., 2011), no existiendo prácticamente información sobre hidrotalcitas modificadas con aniones orgánicos para ser empleadas como soportes de plaguicidas (Bruna et al., 2008; Qiu et al., 2009). De cualquier forma, los pocos datos existentes indican que estos materiales también podrían ser empleados para la liberación lenta de plaguicidas (Meng et al., 2005; Bin Hussein et al., 2005; Cardoso y Valim, 2006; Qiu et al., 2009; Bin Hussein et al., 2009). Capítulo I. Introducción General 30 II. Objetivos Capítulo II. Objetivos 33 El uso de productos fitosanitarios, junto con otras tecnologías asociadas tanto al suelo como a la planta, ha mejorado la producción agraria en los últimos años, aunque se está lejos de solventar la necesidad actual de la población mundial principalmente por los grandes desequilibrios entre países desarrollados y en vías de desarrollo. Ciñéndonos al empleo de fitosanitarios, la continua investigación en este campo, ha permitido el desarrollo de principios activos cada vez más eficaces y con menos efectos medioambientales secundarios y no deseados, pero éstos aún son un motivo de preocupación debido a la acumulación de compuestos en el medio procedentes de distintas fuentes de contaminación. La preocupación por la pérdida de la calidad de los suelos agrícolas ha ido en aumento en los últimos años debido, en parte, a la contaminación sufrida por productos fitosanitarios y otros compuestos de origen antropogénico. Debido al ciclo natural del agua y a los procesos que rigen el comportamiento de los plaguicidas en el sistema suelo-agua, una vez que estos compuestos llegan al suelo, finalmente alcanzan tanto las aguas superficiales como las subterráneas. Como se ha mencionado en el capítulo anterior, la fracción arcilla de los suelos, tanto sus componentes minerales como orgánicos, tiene un efecto relevante en la dinámica de los plaguicidas en sistemas suelos-sedimento-agua, principalmente en su movilidad. Los materiales organo-arcillosos, que en cierta forma se inspiran en estos complejos organominerales naturales, se han convertido en focos de gran interés debido a sus propiedades estructurales y funcionales, ya que pueden permitir un cierto manejo de los plaguicidas al añadirlos al suelo. El punto de partida para esta Tesis Doctoral es que las arcillas, organoarcillas, hidrotalcitas y organohidrotalcitas han sido en los últimos años objeto de estudio como adsorbentes de pesticidas y contaminantes tanto orgánicos como inorgánicos, apuntándose su posible empleo tanto para la depuración o descontaminación de aguas y suelos, como para portadores en formulaciones controladas de plaguicidas que pretenden minimizar el impacto ambiental de éstos. No obstante, en la mayoría de las organoarcillas y organohidrotalcitas la parte orgánica que se asocia a la arcilla suele ser de tipo sintético, generalmente surfactantes, que pueden introducir compuestos xenoboióticos al ser utilizados para fines medioambientales. También se han probado otros de tipo natural como aminoácidos o proteínicos, aunque su corta dimensión limita en muchos casos el poder adsorbente. Por ello, el actual trabajo enfoca la obtención de adsorbentes derivados de materiales naturales o sintéticos, ecocompatibles, como pueden ser los derivados de las arcillas esmectíticas y aniónicas alumino/magnésicas mediante su combinación con polímeros naturales como el quitosano, los ácidos grasos y la materia orgánica soluble del residuo agroalimentario “alperujo”. Si estos compuestos se adsorben en las arcillas catiónicas o aniónicas formando complejos estables, podrían adsorber plaguicidas u otros contaminantes Capítulo II. Objetivos 34 orgánicos. De ser así, estos materiales bioinspirados podrían utilizarse como correctores o protectores medioambientales. Los objetivos específicos del trabajo pueden resumirse en los siguientes:  Sintetizar y caracterizar nuevos sistemas organo-arcillosos como materiales adsorbentes de diversos plaguicidas.  Estudiar la capacidad de adsorción de dichos materiales tanto en medio acuoso como añadidos al suelo en forma de enmendantes en sistemas suelo:agua.  Desarrollar formulaciones utilizando los materiales como soportes de diferentes plaguicidas y evaluar su capacidad de actuar como sistemas de liberación controlada que prolonguen la eficacia y reduzcan las pérdidas por transporte del plaguicida una vez aplicado al suelo. En concreto, los nuevos sistemas organo-arcillosos estudiados, que se abordan de forma independiente en los siguientes capítulos de esta memoria, han sido los siguientes: I. Complejos de arcilla catiónica (montmorillonita) con el polímero orgánico de origen natural quitosano. II. Complejos de arcilla aniónica (hidrotalcita) con ácidos grasos insaturados. III. Complejos de arcillas catiónicas y aniónicas con la materia orgánica soluble del residuo agroalimentario que se obtiene durante el procesado de la aceituna para la obtención del aceite de oliva (alperujo). III. Estudios del sistema montmorillonita-quitosano Capítulo III. Sistema montmorillonita-quitosano 43 Clopiralida Imazetapir Atrazina Terbutilazina Alacloro Diuron Metalaxil Fig. III.2. Estructura tridimensional de las moléculas de plaguicidas estudiados. Herbicidas Básicos: Atrazina y terbutilazina son dos herbicidas débilmente básicos, con valores de pKa de 1.7 (atrazina) y 1.9 (terbutilazina). Aunque al pH de la mayoría de los compartimentos ambientales se encuentran como moléculas neutras, pueden protonarse en medios ácidos o en contacto con ClCN O H Capítulo III. Sistema montmorillonita-quitosano 44 componentes de los suelos con una elevada acidez superficial (Laird, 1996; Celis et al., 1997b, 1998b, 2007; Cox et al., 2000a). Pertenecen a la familia de las striazinas y se usan en pre-emergencia y post-emergencia temprana para el control de malas hierbas de hoja ancha y gramíneas en diferentes cultivos a dosis en torno a 1 kg/ha. Son sistémicos, selectivos, bien absorbidos por las raíces y más débilmente por las hojas y actúan inhibiendo el transporte de electrones en la fotosíntesis. Pesticidas Neutros-polares: Alacloro, diurón y metalaxil son plaguicidas neutros que presentan solubilidades en agua muy diferentes (Tabla III.2). Alacloro es un herbicida perteneciente al grupo de las cloroacetanilidas, sistémico y selectivo, que se usa en pre-emergencia inhibiendo la síntesis de lípidos para el control de malas hierbas de hoja ancha y gramíneas anuales a dosis de 1.5-4.5 kg/ha (Tomlin, 2006). Diurón es un herbicida del grupo de las fenilureas, sistémico y selectivo, usado en pre-emergencia para el control de malas hierbas a dosis de 0.5-5 kg/ha (Tomlin, 2006). Metalaxil es un fungicida perteneciente al grupo de la fenilacetamidas, sistémico y con acción protectora y curativa frente a diversas enfermedades de las plantas, principalmente provocadas por hongos del grupo Oomycora, usándose habitualmente a dosis de 0.5-1.5 kg/ha (Tomlin, 2006). III.2.1.3. Suelos En este capítulo se han utilizado dos suelos con características bien diferenciadas, que se indican en la Tabla III.3. El suelo 1 es un suelo forestal franco-arenoso de pH ácido procedente de Noruega, mientras que el suelo 2 es un suelo agrícola, franco arcillo-arenoso de pH alcalino procedente de Sevilla. Se tomaron muestras de los 20 primeros cm de la capa superficial de los suelos que se llevaron al laboratorio y se dejaron secar al aire. Posteriormente, se tamizaron con un tamiz de luz de malla de 2 mm y se almacenaron en botes de plástico a 4 ˚C hasta su utilización. Tabla III.3. Características de los suelos utilizados. Clase textural Arena (%) Limo (%) Arcilla (%) C.O (%) pH Suelo 1 Franco arenoso 56 33 11 5.5 4.5 Suelo 2 Franco arcilloso arenoso 63 16 21 1.4 8.0 Capítulo III. Sistema montmorillonita-quitosano 45 III.2.2. MÉTODOS III.2.2.1. Síntesis de los complejos montmorillonita-quitosano (SWCH) Los complejos montmorillonita-quitosano (SW-CH) se prepararon mediante diferentes procedimientos que se desarrollaron sobre la base del método descrito previamente por Darder et al. (2003). Se prepararon seis complejos diferentes con las condiciones que se resumen en la Tabla III.4. Para la síntesis de todos los complejos se utilizaron 0.8 g de arcilla, a los cuales se les añadió 200 ml de una disolución acuosa que contenía 650 mg de quitosano a pH 5.0. Asumiendo un grado de desacetilación del quitosano del 80%, los 650 mg de quitosano contenían aproximadamente 3 mmol de grupos NH2 protonables. Tabla III.4. Nomenclatura y condiciones de síntesis de los complejos SW-CH.a Nomenclatura Arcilla (0.8 g) Solución de Quitosano (CH) (650 mg CH + 200 ml disolución acuosa) T (ºC) pHinicial pHfinal SW-CH-1 SWy-2 CH LMW + AcOH (30 mmol) + NaOH (30 mmol) 25 5.0 5.0 SW-CH-2 SWy-2 CH LMW + AcOH (30 mmol) + NaOH (30 mmol) 60 5.0 5.0 SW-CH-3 SWy-2 CH MMW+ AcOH (30 mmol) + NaOH (30 mmol) 25 5.0 5.0 SW-CH-4 SWy-2 CH LMW + AcOH (3 mmol) 25 5.0 5.0 SW-CH-5 Na-SWy-2 CH LMW + AcOH (3 mmol) 25 5.0 5.0 SW-CH-6 SWy-2 CH LMW + HCl (0.3 mmol) 25 5.0 7.3 aCH LMW: Quitosano de bajo peso molecular; CH MMW: quitosano de peso molecular medio; AcOH: ácido acético. En negrita se indican las principales diferencias entre las condiciones utilizadas para la preparación de cada complejo y las condiciones utilizadas para la muestra SW-CH-1. Para la preparación del complejo SW-CH-1 se utilizó el quitosano LMW, disolviendo 650 mg del mismo en 200 ml de una disolución acuosa que contenía 30 mmol de ácido acético. La disolución obtenida (pH= 2.8) se mantuvo en agitación durante cuatro horas, transcurridas las cuales el pH se ajustó a 5.0 mediante la adición de unas gotas de NaOH 10 M (aproximadamente 30 mmoles de NaOH). Posteriormente, se le añadió a la disolución de quitosano 0.8 g de SWy-2 y la suspensión obtenida se dejó en agitación durante 24 h a temperatura ambiente (25 C). Transcurrido ese tiempo, la muestra se centrifugó, se lavó cinco veces con 200 ml de agua destilada y, finalmente, se liofilizó. El sólido obtenido se homogeneizó en un mortero de ágata y se guardó a temperatura ambiente hasta su utilización. Los complejos SW-CH-2 y SW-CH-3 se prepararon siguiendo la misma metodología que para el complejo SW-CH-1, exceptuando que para la síntesis de Capítulo III. Sistema montmorillonita-quitosano 46 SW-CH-2 la temperatura se aumentó hasta 60 C y para SW-CH-3 el quitosano que se utilizó fue el de peso molecular medio ó MMW (Tabla III.4) Las muestras SW-CH-4, SW-CH-5 y SW-CH-6 se prepararon reduciendo la cantidad de ácido utilizado para disolver el quitosano. Cuando se prepararon las muestras descritas anteriormente (SW-CH-1, SW-CH-2 y SW-CH-3), la cantidad de ácido acético utilizada para disolver el biopolímero (30 mmol) correspondía a diez veces la cantidad de grupos –NH2 protonables en 650 mg de quitosano (3 mmol) y se neutralizó el exceso de ácido con NaOH. Para las muestras SW-CH-4, SW-CH-5 y SW-CH-6, la cantidad de ácido utilizada correspondió al 100%, para las dos primeras, y sólo al 10%, para la muestra SW-CH-6, de la cantidad de grupos –NH2 presentes en los 650 mg de quitosano. Así, las muestras SW-CH-4 y SW-CH-5 se prepararon usando 3 mmol de ácido acético para disolver el biopolímero y eran idénticas entre sí, excepto en que SW-CH-5 se preparó utilizando la montmorillonita Na-SWy-2, saturada en Na, en lugar de la montmorillonita original SWy-2 (Tabla III.4). En ambas muestras, la disolución de quitosano alcanzó un pH de 5 sin necesidad de adicionar NaOH. Después de añadirle la arcilla, se dejó en agitación durante 24 h, se centrifugó y el sólido resultante se lavó y se liofilizó. La muestra SW-CH-6 se preparó utilizando 0.3 mmol de HCl para disolver el biopolímero y, debido a la baja cantidad de ácido utilizada, el pH obtenido en el equilibrio, tras agitar el quitosano con la arcilla, fue de 7.3, considerablemente superior al valor de pH de la disolución inicial de quitosano que era de 5. Para poder comparar los efectos producidos por el quitosano asociado a la montmorillonita, también se sintetizaron muestras controles de montmorillonita sin quitosano sometidas a diferentes tratamientos (SW-BL) (Tabla III.5). SW-BL-1 se preparó añadiendo 0.8 g de SWy-2 a 200 ml de una disolución que contenía 30 mmol de ácido acético, ajustada a un pH de 5 mediante la adición de NaOH 10 M. SW-BL-2 se preparó a partir de 0.8 g de SWy-2 con 200 ml de una disolución con 3 mmol de ácido acético. Para SW-BL-3 se utilizó una disolución que contenía 0.3 mmol de ácido HCl sin la adición de NaOH. Las suspensiones resultantes se agitaron durante 24 h y posteriormente se centrifugaron y lavaron cinco veces con 200 ml de agua destilada, liofilizándose finalmente. Tabla III.5. Nomenclatura y condiciones de síntesis de las muestras control (SW-BL). Nomenclatura Muestra correspondiente al Blanco Arcilla (0.8 g) Solución (200 ml disolución acuosa) T (ºC) pHinicial pHfinal SW-BL-1 SW-CH-1, 2 y 3 SWy-2 AcOH (30 mmol) + NaOH (30 mmol) 25 5.0 5.0 SW-BL-2 SW-CH-4 SWy-2 AcOH (3 mmol) 25 3.4 3.8 SW-BL-3 SW-CH-6 SWy-2 HCl (0.3 mmol) 25 2.9 6.4 Capítulo III. Sistema montmorillonita-quitosano 47 III.2.2.2. Caracterización de los complejos SW-CH Todos los complejos sintetizados (SW-CH) y las muestras control (SWBL) se caracterizaron por análisis elemental de C y N, difracción de rayos X, microscopía electrónica de barrido, espectroscopia infrarroja con transformada de Fourier y medidas de potencial Z. Análisis Elemental: Los análisis elementales se realizaron utilizando un analizador Perkin-Elmer, modelo 1106, determinándose el contenido de C y N tanto de las muestras de arcilla y quitosano de partida como de los complejos y blancos sintetizados. Difracción de Rayos X: Los difractogramas de rayos X se realizaron sobre agregados orientados, secados al aire y calentados a 200 C. Las condiciones de operación fueron un voltaje de 40 kV, intensidad de 30 mA, velocidad de barrido 2 /min y paso de 0.02 en unidades de 2θ y se utilizó un difractómetro Siemens D-5000 con radiación CuK . Microscopía Electrónica de Barrido: La morfología de los complejos sintetizados se estudió obteniendo imágenes de microscopía electrónica, utilizándose un microscopio electrónico de barrido Hitachi S5200. Las muestras en forma de polvo se recubrieron de una capa de oro para inmovilizarlas antes de visualizarlas. Se analizaron en el Centro de Investigación Tecnológica e Innovación (CITIUS) de la Universidad de Sevilla. Espectroscopia Infrarroja: Se utilizó un espectrómetro Jasco FT / IR 6300 (Jasco Europa srl) colocando directamente las muestras sólidas en un portamuestras horizontal de reflectancia total atenuada (ATR). El barrido se realizó en el intervalo entre 400 y 4000 cm-1, utilizando un promedio de 32 registros para mejorar la relación señal:ruido. A los espectros obtenidos se les restó el de un blanco sobre la celda vacía para salvar las interferencias producidas por el CO2 y vapor de agua atmosféricos. Potencial Z: Se midió usando un equipo Zetasizer Nano ZS (Fig. III.3) del CITIUS (Universidad de Sevilla), que es un equipo de alta sensibilidad y opera con un tamaño de partícula de 5 nm a 10 µm. El potencial zeta es uno de los parámetros fundamentales que controla la interacción de las partículas en suspensión acuosa. Cuando partículas con carga se aproximan unas a otras, el que se repelan o atraigan depende del equilibrio entre las fuerzas de atracción y de repulsión experimentadas, que vienen determinadas por la magnitud del potencial en la capa más próxima a la superficie de la partícula (en la Fig. III.4, capa de deslizamiento). Este es el potencial a una corta distancia de la superficie, donde las moléculas del dispersante se mueven con respecto a las moléculas en el límite de la superficie. Capítulo III. Sistema montmorillonita-quitosano 48 Fig. III.3. Zetasizer Nano ZS (izquierda) y celdas para la medida del potencial Z (derecha). Fig. III.4. Representación de una partícula cargada. Las medidas de potencial Z se llevaron a cabo usando suspensiones de muestra de 0.15 mg/ml preparadas bien en agua destilada bien en HCl 1 mM (pH= 3). III.2.2.3. Evaluación preliminar de los complejos SW-CH como adsorbentes de plaguicidas El estudio preliminar realizado con el fin de evaluar la capacidad adsorbente de los complejos montmorillonita-quitosano para plaguicidas con diferentes características se llevó a cabo utilizando la muestra SW-CH-4 (Tabla III.4). Dicho estudio se realizó a dos valores de pH diferentes: 1) al pH de la propia disolución del plaguicida preparada en agua (pH≈ 7) y 2) a pH= 3, preparando la disolución inicial del plaguicida en HCl 1 mM. Los experimentos de adsorción se realizaron utilizando tubos pyrex de vidrio con tapones de rosca, en los que se pesaron 20 mg de adsorbente (SWCH-4) y a los que se les añadió 8 ml de una disolución de 1 mg/l de plaguicida a los distintos pH. Las muestras se agitaron durante 24 h a una temperatura ambiente de 20 ± 2 C, se centrifugaron a 5000 rpm y se midió la concentración del plaguicida en la disolución de equilibrio, bien por cromatografía líquida de Capítulo III. Sistema montmorillonita-quitosano 49 alta resolución (HPLC), bien por centelleo líquido (Fig. III.5). También se prepararon disoluciones iniciales de plaguicida sin adsorbente que sirvieron como controles para tener en cuenta posibles pérdidas del plaguicida debido a otros procesos diferentes al de adsorción a los sólidos. Cromatografía Líquida de Alta Resolución: Para las medidas por HPLC, se utilizó un cromatógrafo de la casa comercial “Waters Millipore” compuesto por un controlador del sistema Waters 600E System Controller, un detector de radiación ultravioleta emitida por lámpara de deuterio Waters 998 Photodiode Array Detector y un inyector automático de muestras Waters 717 Autosampler (Fig. III.5). Las condiciones analíticas utilizadas para los plaguicidas analizados por la técnica se resumen en la Tabla III.6. En todos los casos, se utilizó para el análisis una columna Novapack C18 de 150 mm de longitud y 3.9 mm de diámetro interno, con un flujo de fase móvil de 1 ml/min para todos los plaguicidas, excepto para la clopiralida que fue de 0.7 ml/min, y un volumen de inyección de muestra de 25 µl. Las curvas de calibración que se utilizaron para los análisis, se obtuvieron con patrones cuya concentración variaba entre 0.01 y 2 mg/l. Tabla III.6. Condiciones analíticas para la determinación de los plaguicidas por HPLC. Pesticidas Fase Móvila de detección (nm) Tiempo de retención (min) Tiempo de análisis (min) Clopiralida AcOH:ACN:H2O (3.5:5:91.5) 280 6.3 10 Terbutilazina H2O:ACN (60 : 40) 220 7.9 10 Diuron H2O:ACN (60 : 40) 250 4.5 10 Metalaxil H2O:MeOH (50 : 50) 213 8.0 10 a AcOH: ácido acético; ACN: acetonitrilo; MeOH: metanol. Centelleo líquido: Esta técnica se utilizó cuando teníamos disponibilidad, y era conveniente para el rango de concentraciones a medir, el empleo del plaguicida marcado con 14C. Este fue el caso de los herbicidas atrazina, alacloro e imazetapir, para los que se empleó un contador de centelleo de la marca Tri- Carb modelo 1500 Packard (Fig. III.5). Para el análisis se tomó 1 ml de muestra de la disolución a cuantificar su concentración, al que se añadieron 5 ml de líquido de centelleo Ecolite (+) (MP Biomedical-ICN, Irvine, CA, USA) y el tiempo de análisis fue de 10 min. En estos casos, a la disolución inicial de plaguicida se añadió una pequeña cantidad de plaguicida marcado con 14C para tener una radioactividad en torno a 5000 dpm. Cálculo de cantidad de plaguicida adsorbido y coeficiente de distribución: La cantidad de plaguicida adsorbido (Cs) en estos experimentos preliminares de Capítulo III. Sistema montmorillonita-quitosano 50 adsorción se obtuvo a partir de la diferencia entre la concentración de la disolución inicial del plaguicida (Cini) y la de equilibrio (Ce): Cs= [(Cini – Ce) / M] x V donde: Cs: es la cantidad adsorbida de plaguicida (mg/kg) Cini: es la concentración inicial del plaguicida (mg/l) Ce: concentración de plaguicida en la disolución de equilibrio (mg/l) M: masa del adsorbente (kg) V: volumen de la disolución (l) Los porcentajes de plaguicida adsorbido, % Ads, a la concentración inicial utilizada se calculó mediante la siguiente expresión: % Ads = [(Cini - Ce) / Cini] × 100, mientras que los coeficientes de distribución Kd (l/kg) se calcularon como: Kd = Cs/Ce Fig. III.5. Imagen del HPLC y del contador de centelleo utilizados. Capítulo III. Sistema montmorillonita-quitosano 51 III.2.2.4. Estudio del herbicida clopiralida como modelo de herbicida aniónico Tras los estudios preliminares, se decidió seleccionar el herbicida clopiralida como ejemplo de plaguicida por el que los complejos SW-CH presentaron una alta afinidad y se desarrollaron experimentos dirigidos a profundizar en el estudio del proceso de adsorción-desorción de este herbicida y a ilustrar algunas posibles aplicaciones de los complejos SW-CH como adsorbentes del mismo. A continuación se detallan los distintos experimentos realizados. III.2.2.4.1. Estudios de adsorción-desorción en medio acuoso En este apartado se describe la metodología seguida en los distintos experimentos de adsorción-desorción realizados con el herbicida clopiralida. a) Efecto del pH: Se prepararon distintas disoluciones de clopiralida a una concentración inicial de 1 mg/l (≈ 5 µM) a las que se ajustó el pH (2, 3, 4 y 7) por la adición de HCl. Se pesaron, por triplicado, 20 mg de complejo SW-CH-1 y se añadió 8 ml de las disoluciones de clopiralida a los distintos pH, tras lo cual las suspensiones fueron agitadas durante 24 h a 20 ± 2 C. A continuación, las suspensiones se centrifugaron y los sobrenadantes se filtraron y analizaron por HPLC para determinar la concentración de herbicida en disolución (Ce) y calcular la cantidad adsorbida en el complejo (Cs), ésta última tal y como se describe en el apartado anterior. b) Cinética de adsorción: Se pesaron, por triplicado, 20 mg del complejo SW-CH-1, y se le adicionó una disolución de clopiralida (1 mg/l) a un pH inicial de 3.0, seleccionado como óptimo a partir del experimento descrito en el párrafo anterior. Las muestras se agitaron durante 1, 3, 6, 9, 24 y 48 h y, transcurrido el tiempo deseado, se centrifugaron los tubos y el sobrenadante se filtró con un filtro de 0.45 µm de tamaño de poro y se analizó por HPLC. De esta manera se determinó la concentración de herbicida en disolución y la cantidad adsorbida a los diferentes tiempos. c) Coeficiente de distribución Kd (l/kg): Se obtuvo a una concentración de clopiralida 1 mg/l (≈ 5 µM) para todos los complejos SW-CH preparados, con el fin de comparar la afinidad de cada uno de ellos por el herbicida clopiralida. Este experimento se realizó agitando, por triplicado, 20 mg de cada complejo con 8 ml de una disolución de clopiralida de 1 mg/l en las condiciones óptimas de adsorción obtenidas a partir de los experimentos sobre el efecto del pH y el tiempo de equilibrio (cinética) en la adsorción. Dichas condiciones fueron un pH inicial de 3 y un tiempo de agitación de 24 h. Los coeficientes de distribución del herbicida para cada complejo SW-CH se calcularon, tal y como se describe en el apartado III.2.2.3, según la fórmula: Capítulo III. Sistema montmorillonita-quitosano 52 Kd = Cs/Ce d) Isotermas de adsorción: Se obtuvieron para el herbicida clopiralida sobre algunos complejos SW-CH seleccionados. Se pesaron 20 mg de los complejos por duplicado y se pusieron en contacto con disoluciones de clopiralida a diferentes concentraciones iniciales (Cini = 0.1, 0.2, 1, 2, 10, 100, 500 mg/l) preparadas a pH= 3. Se agitaron durante 24 h a una temperatura de 20 ± 2 C, se centrifugaron y se retiraron 4 ml de sobrenadante, que se filtraron y se analizaron por HPLC. Las isotermas de adsorción se obtuvieron representando la concentración de herbicida adsorbido, Cs, frente a la concentración de equilibrio, Ce, y se ajustaron a la ecuación de Freundlich: La modelización de las isotermas se realizó a partir del ajuste matemático a la forma logarítmica de la ecuación de Freundlich: log Cs = log Kf + Nf log Ce donde: Cs: es la cantidad de clopiralida adsorbida Ce: es la concentración de equilibrio Kf y Nf son las constantes empíricas de Freundlich. El valor de Kf, al coincidir en valor numérico con Cs cuando Ce=1 y, por tanto, con Kd a esa misma concentración de equilibrio, puede ser considerada como una medida relativa de la capacidad de adsorción, especialmente cuando Ce=1 está cercano al rango de concentraciones estudiadas (Hermosín y Cornejo, 1987) e) Desorción: Se midió a partir de distintas muestras SW-CH seleccionadas. Inmediatamente después de medir la adsorción a una Cini= 2 mg/l, se retiraron 4 ml de sobrenadante para el análisis de la adsorción y se sustituyeron por 4 ml de agua o NaCl 0.1 M. Los tubos se resuspendieron, se agitaron a 20 ± 2 C durante 24 h, se centrifugaron y se retiraron 4 ml de sobrenadante para ser filtrados y analizados por HPLC. Este proceso se repitió Capítulo III. Sistema montmorillonita-quitosano 59 Por el contrario, cuando el pH de la suspensión en equilibrio estuvo por encima del pKa del quitosano, como ocurre para la muestra SW-CH-6 (Tabla III.4), la cantidad de quitosano presente en el complejo resultante excedió en gran medida la CIC de la arcilla (Tabla III.7). Estos resultados están de acuerdo con lo observado por An y Dultz (2007a), donde el pH resultó ser un factor decisivo en la interacción del quitosano con la montmorillonita, ya que un aumento del pH conduce a una disminución del grado de protonación del biopolímero, aumentando la cantidad adsorbida sobre la arcilla. Tomando la muestra SW-CH-1 como referencia, un aumento en la temperatura (SW-CH-2) y en el peso molecular del CH (SW-CH-3), tuvieron ambos un efecto muy pequeño en la cantidad final de quitosano en la muestra (Tabla III.7). Sin embargo, cuando se redujo la cantidad de ácido acético utilizada para disolver el biopolímero, de 30 mmol para la SW-CH-1 a 3 mmol para la muestra SW-CH-4, se produjo un aumento significativo de la cantidad de quitosano en la muestra, y este efecto fue aún más pronunciado cuando la montmorillonita fue previamente saturada en sodio (SW-CH-5). Dado que el pH de las suspensiones en equilibrio fue de 5.0 en todas estas muestras (Tabla III.4), creemos que la alta cantidad de NaOH utilizada para neutralizar la disolución en las muestras SW-CH-1, SW-CH-2, y SW-CH-3 (Tabla III.4) pudo haber dado lugar a fenómenos de competencia entre el quitosano catiónico (3 mmol) y el Na+ añadido (30 mmol), ambos en la disolución, por los sitios de intercambio catiónico de la arcilla, reduciendo así la cantidad de quitosano adsorbido. La ausencia de hidróxido de sodio en la disolución de quitosano durante la preparación de las muestras SW-CH-4 y SW-CH-5 favoreció la reacción de intercambio del catión polimérico. La muestra saturada en sodio (SW-CH-5) presentó una mayor cantidad de quitosano, debido a que el Na+ de la arcilla homoiónica Na-SWy-2 es más fácil de remplazar que la mezcla de cationes (Na+ y Ca2+) presentes en la muestra de montmorillonita SWy-2 original (Theng et al., 1967; Hermosín y Pérez Rodríguez, 1981). La muestra SW-CH-6 presentó una cantidad de quitosano muy por encima de la CIC del mineral de la arcilla (Tabla III.7). Como se describió anteriormente, esta muestra fue preparada con una disolución de quitosano disuelto con 0.3 mmol de HCl, lo que correspondía a sólo el 10% de los grupos protonables -NH2 (Tabla III.4). Debido a la baja cantidad de ácido añadido, el pH de la suspensión montmorillonita-quitosano aumentó hasta 7.3 después de agitar durante 24 h (Tabla III.4). Si tenemos en cuenta que el pKa de los grupos aminos primarios del quitosano es de 6.3, a pH= 7.3 cabe esperar que sólo un 10% de dichos grupos estuvieran en su forma protonada, lo que explica la alta cantidad de quitosano asociado con la arcilla (An y Dultz, 2007a). Capítulo III. Sistema montmorillonita-quitosano 60 III.3.1.2. Difracción de rayos X En la Fig. III.9a y b se muestran los diagramas de difracción de rayos X de los complejos SW-CH, las montmorillonitas (SWy-2 y Na-SWy-2) y los blancos de los complejos (SW-BL) secados al aire, mientras que en la Fig. III.9c y d se representan los difractogramas de las mismas muestras calentadas a 200 C. Fig. III.9. Difractogramas de rayos X de agregados orientados secados al aire de los complejos SW-CH (a) y de sus respectivos controles (b). Difractogramas de las mismas muestras calentadas a 200 C: complejos SW-CH (c) y sus respectivos controles (d). El difractograma de rayos X de Na-SWy-2 reflejó un espaciado basal (d001) de 12.5 Å, que es un valor congruente con el de una montmorillonita saturada en Na+ en la que el Na+ retiene una capa de moléculas de agua de hidratación en la interlámina de la arcilla (Moore y Reynolds, 1997; Nam et al., 4 6 8 10 12 14 Intensidad (a.u.) SW-CH-1 SW-CH-4 SW-CH-5 SW-CH-6 15 Å 12.5 Å SW-CH-2 SW-CH-3 46810 12 14 Intensidad (a.u.) SWy-2 SW-BL-2 SW-BL-3 12.5 Å Na-SWy-2 SW-BL-1 15 Å Faltan por hacer SW-BL-2 y SW-BL-3 Complejos SW-CH (Secados al aire) Montmorillonitas (Secadas al aire) ab 2θ( )2θ( ) 4 6 8 10 12 14 Intensidad (a.u.) SW-CH-1 SW-CH-4 SW-CH-5 SW-CH-6 13.7 Å SW-CH-2 SW-CH-3 4 6 8 10 12 14 Intensidad (a.u.) SWy-2 SW-BL-2 SW-BL-3 10 Å Na-SWy-2 SW-BL-1 Complejos SW-CH (200 ºC) Montmorillonitas (200 ºC) 10 Å cd 2θ( ) 2θ( ) Capítulo III. Sistema montmorillonita-quitosano 61 2009; Johnston, 2010). La muestra de SWy-2 original presentó una difracción basal mal definida entre 12 y 15 Å, probablemente como consecuencia de la presencia de distintos cationes intercambiables en la interlámina (principalmente Na+ y Ca2+) con diferentes grados de hidratación (Fig. III.9b). El control SW-BL-1 dio una difracción basal de 12.5 Å, algo más bien definida que en la original (SWy-2) y prácticamente igual que la de Na-SWy-2. Esta muestra, como se describe en el apartado III.2.2.1, se trató con ácido acético ajustando posteriormente el pH con altas concentraciones de NaOH. Este tratamiento provoca la saturación en Na+ en gran parte de las posiciones de cambio del mineral de la arcilla, lo que explicaría el espaciado basal de 12.5 Å, similar al de Na-SWy-2. En cambio, para las muestras control tratadas con cantidades menores de ácido, y que no fueron tratadas con NaOH (SW-BL-2 y SW-BL-3), el espaciado basal obtenido fue de 15 Å. El tratamiento con la disolución de ácido acético aumenta y homogeneiza el grado de hidratación de los cationes interlaminares, de forma que todas las láminas parecen estar a la misma distancia a pesar de seguir probablemente coexistiendo Na+ y Ca2+ como cationes interlaminares. Para los complejos SW-CH con mayores cantidades de quitosano (SWCH-4, SW-CH-5 y SW-CH-6), la difracción basal a temperatura ambiente fue de aproximadamente 15 Å (Fig. III.9a). Este valor coincide con el obtenido por otros autores para muestras similares (Darder et al., 2003; Bleiman y Mishael, 2010; Kittinaovarat et al., 2010) y está de acuerdo con la presencia de una monocapa de quitosano intercalado en el espacio interlaminar de la montmorillonita. No obstante, para algunos complejos, como el SW-CH-5, la difracción basal muestra una cierta asimetría a ángulos bajos de 2θ (Fig. III.9a), lo que podría indicar la disposición en bicapa del polímero orgánico en algunas láminas del complejo (Darder et al., 2003). Es de destacar la diferencia apreciable con las correspondientes muestras blancos, que no sólo revelan diferencia en la distancia interlaminar, sino un mayor desorden en el empaquetamiento de las láminas, especialmente las correspondientes a los mayores contenidos de quitosano, que indican una interestratificación desordenada de láminas a distintas distancias. En los complejos SW-CH-1, SW-CH-2 y SW-CH-3, la difracción basal estuvo centrada en torno a 12.5 Å, aunque los picos también presentaron una cierta asimetría hacia ángulos bajos de 2θ (Fig. III.9a). Probablemente, el tratamiento con NaOH llevado a cabo durante la preparación de estos complejos provocó que algunos sitios de cambio del espacio interlaminar permanecieran o fueran ocupados por Na+, y que las reflexiones correspondientes a las láminas de arcilla intercambiadas con quitosano quedaran parcialmente oscurecidas por el aumento de la homogeneización de las reflexiones de las láminas sin intercambiar (Fig. III.9a), como lo demuestra el cambio observado en el blanco correspondiente, SW-BL-1, con respecto a la muestra original (Fig. III.9b). Capítulo III. Sistema montmorillonita-quitosano 62 Tras el calentamiento de los agregados orientados a 200 C, todas las muestras de montmorillonita sin quitosano colapsaron a un valor de d001 de 9.6 - 10 Å (Fig. III.9d), debido a la pérdida del agua de hidratación de los diferentes cationes inorgánicos, quedando las láminas prácticamente a la misma distancia en todas ellas y cuyo valor muestra una deshidratación casi completa. En cambio, los complejos SW-CH (Fig. III.9c) presentaron resistencia a colapsar, mostrando una difracción basal centrada en torno a 13.7 Å. Dicho valor corresponde a una distancia de aproximadamente 4 Å entre las láminas de montmorillonita, lo que concuerda con la presencia de una monocapa de quitosano en la interlámina y, por tanto, evidencia la presencia de este polímero orgánico en el espacio interlaminar de la montmorillonita. La difracción residual cercana a los 10 Å que se identifica en la mayoría de los complejos SW-CH podría indicar la presencia de algunas láminas de arcilla no intercambiadas, ocupadas exclusivamente por cationes inorgánicos, y/o impurezas de illita que acompañan a la muestra SWy-2. Tras el calentamiento de las muestras a 200 C, la difracción a 13.7 Å de los complejos SW-CH se encuentra, en general, mal definida, indicando sistemas poco ordenados o la intercalación parcial del biopolímero. Este efecto fue muy pronunciado en el caso del complejo SW-CH-6, cuyo elevado contenido en quitosano (Tabla III.9) pudo hacer que una importante cantidad de biopolímero permaneciese en la superficie externa de la arcilla, dando una estructura desordenada tras el calentamiento de la muestra, reflejada por una mala definición de la difracción a 13.7 Å. Incluso parte de esta difracción a 13.7 Å podría ser debida a láminas con catión inorgánico interlaminar que conserven parte de su agua de hidratación porque el biopolímero que las envuelve les impide salir. Por el contrario, la mejor definición de esta difracción se obtiene en el caso de SW-CH-5, donde la saturación en Na+ facilitó el cambio por el quitosano en la interlámina de una forma más homogénea. III.3.1.3. Microscopía electrónica de barrido El análisis de los complejos SW-CH por microscopía electrónica de barrido (SEM) se realizó para profundizar en la comprensión de la morfología de las muestras. Las imágenes obtenidas mostraron que la presencia de quitosano formaba estructuras laminares donde parecía que las partículas laminares de la montmorillonita quedaban como embebidas o envueltas en el biopolímero (Fig. III.10), de una forma de menos a más integradas al aumentar el contenido en quitosano. La morfología final dependió de la cantidad de quitosano en el complejo, de modo que a medida que el contenido de éste aumentó al pasar del complejo SW-CH-1 al SW-CH-6, las estructuras laminares mostraron mayor definición y tamaño. Capítulo III. Sistema montmorillonita-quitosano 63 Fig. III.10. Fotografías tomadas por microscopía electrónica de barrido del quitosano y algunos de los complejos (SW-CH) y blancos (SW-BL) preparados. Si comparamos los complejos SW-CH con sus correspondientes blancos vemos que en SW-CH-1 (SW-BL-1) las partículas de arcilla aparecen mezcladas y embebidas pero no integradas, en la estructura del quitosano. Esto sugiere que una parte del quitosano asociado a la esmectita se ha adsorbido sobre la superficie externa sin formar parte del complejo de intercambio catiónico interlaminar, resultando como una mezcla homogénea de dos compuestos diferentes, arcilla y quitosano, pero bien mezclados. En cambio, el complejo SWCH-4 mostró una estructura más abierta, con respecto al complejo SW-CH-1, con los paquetes de láminas de arcilla más similares a las del blanco pero aumentadas en tamaño por la acción del quitosano e integradas en un solo cuerpo de láminas. Ello sugiere que el quitosano se ha adsorbido interaccionando “íntimamente” tanto con las superficies internas como externas de la SWy-2. En el complejo SW-CH-6, la acumulación de quitosano en la superficie externa de la SWy-2 formó láminas de gran tamaño, igualmente integradas como un único compuesto, dando una morfología similar a la del quitosano puro, pero en la que es posible distinguir los paquetes de láminas agregados y embebidos pero formando un cuerpo único (Fig. III.10). QUITOSANO SW-CH-1 SW-BL-1 SW-CH-4 SW-BL-3 SW-CH-6 Capítulo III. Sistema montmorillonita-quitosano 64 III.3.1.4. Espectroscopia de infrarrojos En la Fig. III.11 se representan los espectros de infrarrojos del quitosano (LMW), de la montmorillonita SWy-2 y de los complejos SW-CH con mayores contenidos en quitosano (SW-CH-4, SW-CH-5, y SW-CH-6). La asignación de las bandas se llevó a cabo de acuerdo con Madejová y Komadel (2001) para la arcilla y con Bellamy (1975) para el quitosano. En el espectro de FT-IR del quitosano puro se identificaron las bandas correspondientes a las vibraciones de tensión de los grupos O-H y N-H del biopolímero, próximas a 3300 cm-1, las correspondientes a las vibraciones de tensión de los grupos C-H, cercanas a 2900 cm-1, y las de tensión del grupo C=O (amida I) y de deformación del grupo N-H, a 1650 cm-1 y 1590 cm-1, respectivamente. Además, las bandas cercanas a 1400 cm-1 se pueden atribuir a las vibraciones de deformación de los grupos alifáticos C-H. En el espectro de la montmorillonita SWy-2, las bandas características de vibraciones de tensión de los grupos hidroxilos aparecen próximas 3630 cm-1, las vibraciones del agua de hidratación νOH a 3400 cm-1 y OH a 1635 cm-1, y cerca de 1000 cm-1 se identificaron las vibraciones de los grupos Si-O estructurales. Los espectros de los complejos SW-CH muestran una combinación de las bandas características tanto del quitosano como de la montmorillonita SWy-2 (Fig. III.11). Una de las características más relevantes es que se aprecia un cambio en la posición de la banda de vibración de deformación de los grupos N- H del biopolímero, ya que aparece a 1590 cm-1 en la muestra de quitosano puro, pero se desplaza a 1530 cm-1 para los complejos SW-CH-4 y SW-CH-5. Esto indica que hay una interacción entre las cargas negativas de la superficie de la montmorillonita con los grupos aminos protonados (-NH3+) del quitosano (Darder et al., 2003; Monvisade y Siriphannon, 2009) haciendo que la frecuencia de deformación sea más baja. Curiosamente, este efecto fue mucho menos evidente para la muestra SW-CH-6, para la que según los resultados de XRD y de SEM, el quitosano parece acumularse en la superficie externa de la arcilla. En esta muestra sólo una pequeña fracción de los grupos -NH2 del quitosano se encuentran en forma protonada, lo cual reduce la intensidad de las bandas correspondientes a los grupos -NH3+ que se encuentran interaccionando con la arcilla. Además, en el complejo SW-CH-6 las intensidades de las bandas a 3400 y 1635 cm-1 indican un contenido de agua relativamente alto, lo que sugiere la sustitución incompleta de los cationes inorgánicos originales de la arcilla y su agua de hidratación por las cadenas de quitosano y la posible acumulación de varias capas de quitosano en la superficie externa, confirmando lo visto por SEM. La gran intensidad y anchura de la banda a 3400 cm-1 de SW-CH-6 incluye también diversos entornos de los grupos amino del quitosano, abundando pues en su acumulación Capítulo III. Sistema montmorillonita-quitosano 65 “externa” observada por SEM. En los complejos SW-CH-4 y SW-CH-5, las bandas correspondientes a la vibración de deformación de los grupos C-H del quitosano, próximas a 1376 cm-1, se desplazan también en la muestra donde el biopolímero interacciona con las láminas de la arcilla (Fig. III.11), por la constricción de espacio o impedimento estérico que supone el propio espacio interlaminar. Fig. III.11. Espectros de infrarrojos de Quitosano LMW, SWy-2 y de los complejos SW-CH con mayor contenido en biopolímero. Numero de onda (cm-1) 1000150020002500300035004000 Transmitancia (a.u.) 3360 3287 2925 2870 1650 1590 1420 1376 1320 3630 3400 1635 2930 2885 1635 1420 1376 1320 2900 2900 1635 1635 1530 1530 1420 1380 1320 1420 1380 1320 Quitosano (LMW) SWy-2 SW-CH-4 SW-CH-5 SW-CH-6 Capítulo III. Sistema montmorillonita-quitosano 66 III.3.1.5. Medidas de potencial Z En la Fig. III.12 está representada la gráfica de distribución de potencial Z de la montmorillonita SWy-2, obtenida usando una suspensión de arcilla al 0.15% preparada en agua (pH 7) y en HCl 1 mM (pH 3). Los análisis se realizaron por duplicado (líneas azul y rojo en la figura). A ambos valores de pH, la montmorillonita presenta un potencial Z negativo, más acusado al aumentar el pH, que se corresponde con lo esperado teniendo en cuenta la prevalencia de cargas negativas permanentes que presentan las partículas de montmorillonita. La disminución de carga negativa a pH 3 se debe a la protonación de algunos silanoles o aluminoles de los bordes de las láminas, que compensa la carga negativa permanente de las láminas, aunque en una pequeña proporción. Fig. III.12. Distribución de potencial Z de la montmorillonita SWy-2 a distintos pH. En la Fig. III.13 se muestran las gráficas de distribución de potencial Z de los complejos SW-CH-1, SW-CH-4 y SW-CH-6, tanto en suspensión acuosa (izquierda) como en HCl 1 mM (derecha). Igualmente en color azul y rojo se muestran las dos repeticiones realizadas. En suspensión acuosa, el potencial Z de todos los complejos muestra valores negativos, pero siempre menos negativos que los de la arcilla sin tratar, lo que indica que el quitosano ya está compensado parte de las cargas de las láminas externas de los “paquetes” de partículas. En medio ácido, en cambio, el potencial Z se va desplazando hacia valores de negativos a positivos, en mayor medida conforme va aumentando la cantidad de quitosano en los complejos. Este cambio refleja las características de carga del polímero orgánico, para el que la protonación de los grupos aminos a valores de pH por debajo del pKa de los mismos (6.3) aumenta la carga positiva en el polímero y, por consiguiente, en el complejo SW-CH. SWy-2 (pH 7) -34.2 mV SWy-2 (pH 3) -28.6 mV Capítulo III. Sistema montmorillonita-quitosano 67 Fig. III.13. Distribución de potencial Z de los complejos SW-CH a distintos pH (7 y 3). Es relevante señalar que así como a pH 7 los complejos muestran, al igual que la arcilla original, un único máximo de potencial Z bien definido que se mantiene a pH 3 para el complejo de menor contenido en quitosano (SW-CH-1), los complejos con mayor contenido en biopolímero (SW-CH-4 y SW-CH-6) muestran a pH 3 un rango de diversidad de máximos de potencial Z, centrado en dos para el SW-CH-4 y casi 3 puntos para el SW-CH-6. Esta diversidad de máximos de potencial Z, siempre positivos, de los complejos SW-CH-4 y SWCH-6 puede tener su origen en la diferente distribución interlaminar y externa del polímero cargado y la posible repulsión-delaminación de los diversos paquetes laminares o interestratificados. La presencia de agua en algunas láminas, sugeridas tanto por IR como tras el calentamiento por XRD en el caso de SW-CH-6, parece tener congruencia con este comportamiento observado en el potencial Z. Además, el alto valor de potencial Z obtenido en el caso de SWCH-6 indica también que en este caso existe una gran parte de grupos –NH2 protonados y, por tanto, que el quitosano se encuentra en una gran parte en la superficie externa de este complejo. SW-CH-1 -27.2 mV SW-CH-1 (pH 3) -17.5 mV SW-CH-4 -18.2 mV SW-CH-4 (pH 3) +16.0 mV SW-CH-6 -20.4 mV SW-CH-6 (pH 3) +53.0 mV Capítulo III. Sistema montmorillonita-quitosano 68 III.3.2. Evaluación preliminar de los complejos SW-CH como adsorbentes de plaguicidas En la Fig. III.14 y en las Tablas III.8 y III.9 se resumen los resultados de adsorción de diferentes plaguicidas al complejo SW-CH-4 a una concentración inicial de los plaguicidas de 1 mg/l y a dos valores de pH inicial diferentes, comparando con los resultados obtenidos para la arcilla SWy-2 original sin quitosano. La Fig. III.14 muestra los porcentajes de plaguicida adsorbido a SWy- 2 y SW-CH-4 a los dos valores de pH, mientras que en las Tablas III.8 y III.9 se detallan los valores de pH en el equilibrio y los coeficientes de adsorción expresados como Kd para cada caso. Los experimentos a pH= 3 se realizaron con plaguicidas seleccionados: clopiralida, atrazina, alacloro y metalaxil. Adsorción a pH 7: A un pH inicial cercano a 7, el complejo SW-CH-4 adsorbió un mayor porcentaje de casi todos los plaguicidas que la arcilla sin tratar (Fig. III.14), lo que indica un efecto positivo del quitosano en la adsorción. Una excepción a este comportamiento es la atrazina cuya adsorción por SW-CH-4 es algo menor que en la arcilla original. Los porcentajes de adsorción oscilaron entre un 2% y un 37% para la arcilla SWy-2 y entre un 4% y un 72% para el complejo SW-CH-4. Fig. III.14. Porcentajes de adsorción de distintos plaguicidas sobre las muestras SWy-2 y SW-CH-4 a pH 7. La diferente adsorción relativa de los diversos plaguicidas tanto a SWy-2 como a SW-CH-4 puede ser interpretada de acuerdo con su estructura molecular y carácter químico (Tabla III.2 y Fig. III.2) y sobre la base de los mecanismos de interacción conocidos entre las arcillas u organoarcillas y los compuestos orgánicos o plaguicidas (Weber y Weed, 1968; Mortland, 1970; Cornejo et al., 2008) de la forma siguiente: pH 7 Muestras % Adsorción 0 20 40 60 80 100 CLOPIRALIDA IMAZETAPIR ATRAZINA TERBUTILAZINA ALACLORO DIURON METALAXIL SWy-2 SW-CH-4 pH 3 Muestras % Adsorción 0 20 40 60 80 100 CLOPIRALIDA ATRAZINA ALACLORO METALAXIL SWy-2 SW-CH-4 Capítulo III. Sistema montmorillonita-quitosano 75 En general, la adsorción de clopiralida fue mayor para los complejos que presentaban mayores cantidades de quitosano (Tabla III.11 y Fig. III.17). No obstante, la variabilidad de los coeficientes de distribución normalizados con respecto al contenido de quitosano de las muestras, Kd-chit (Tabla III.11), indica que factores adicionales, como el pH final o la diferente accesibilidad de los sitios de adsorción, también podrían haber sido importantes en la cantidad final de clopiralida adsorbida por cada complejo. Por ejemplo, la adsorción de clopiralida en el complejo SW-CH-2, que se preparó a una tempera de 60 C, fue significativamente más alta que para el complejo SW-CH-1, preparado a 25 C, a pesar de que ambas muestras presentaron cantidades similares de quitosano (Tablas III.4 y III.11). Un aumento de la temperatura a la cual se llevó a cabo la síntesis de los complejos, aunque no afectó en gran medida a la cantidad de quitosano intercalado, podría haber dado lugar a una disposición diferente del biopolímero asociado a la arcilla, en la que los grupos –NH3+ del biopolímero presentaran una mayor accesibilidad. Fig. III.17. Isotermas de adsorción de clopiralida a diferentes complejos SW-CH a pH 3. De manera similar, para los complejos SW-CH-4, SW-CH-5 y SW-CH-6 los coeficientes de adsorción normalizados con respecto al contenido de quitosano de cada complejo, Kd-chit, disminuyeron con la cantidad de biopolímero en el complejo (Tabla III.11). Este comportamiento es similar al encontrado en estudios anteriores para la adsorción de plaguicidas en otros complejos organoarcillosos (Cornejo et al., 2008) y podría reflejar una cierta obstrucción del Clopiralida en solución (mg/l) 050 100 150 200 Clopiralida adsorbida (mg/kg) 0 5000 10000 15000 20000 SWy-2 SW-CH-1 SW-CH-4 SW-CH-6 0 2 4 6 8 10 0 100 200 300 400 500 Capítulo III. Sistema montmorillonita-quitosano 76 espacio interlaminar y/o una disminución de la superficie expuesta para la adsorción del herbicida a elevadas cantidades de biopolímero presente en las muestras. La morfología de los complejos, mostrando una mayor porosidad y mayor superficie expuesta en el caso de SW-CH-4 en comparación con SW-CH-6 (Fig. III.11), apoya la última hipótesis. Las isotermas de adsorción de la clopiralida a los complejos SW-CH revelaron una forma prácticamente lineal hasta elevadas concentraciones de herbicida (Fig. III.17). Se modelizaron ajustándolas a la ecuación de Freundlich, cuyos parámetros se incluyen en la Tabla III.12. Tabla III.12. Constantes de Freundlich para la adsorción de clopiralida a complejos SW-CH seleccionados. Muestras Kf Nf R2 SW-CH-1 64 (52-79) 0.79 (0.75-0.83) 0.991 SW-CH-4 124 (78-196) 0.86 (0.78-0.94) 0.967 SW-CH-6 340 (297-390) 0.97 (0.95-0.99) 0.998 Los valores de Kf obtenidos para los complejos SW-CH-1, CH-SW-4 y SW-CH-6 fueron ligeramente inferiores a los valores de Kd obtenidos para la clopiralida a una concentración inicial de 1 mg/l (Tabla III.11). Al aumentar la cantidad de quitosano en el complejo, se observó un aumento de la Kf y de la linealidad de las isotermas de adsorción, tal y como reflejan los valores de Nf haciéndose más próximos a la unidad (Tabla III.12). Los valores de los coeficientes de adsorción obtenidos en nuestros experimentos con clopiralida son, en general, mayores que los encontrados por otros autores para la adsorción de otros plaguicidas ácidos como el imazamox, imazetapir, 2,4-D o dicamba a complejos organo-arcillosos preparados a partir de la montmorillonita SWy-2 (Hermosín y Cornejo, 1992; Zhao et al., 1996; Celis et al., 1999b; Cruz-Guzmán et al., 2005). La morfología resultante de la combinación de la estructura laminar de la montmorillonita con la del quitosano (Fig. III.10) parece favorecer la disponibilidad y la eficiencia del polímero orgánico, en particular de sus grupos NH3+, en la adsorción del plaguicida. La Fig. III.18 muestra el comportamiento de desorción de la clopiralida en las muestras SW-CH-4 y SW-CH-6. Los pasos de desorción se realizaron usando dos extractantes diferentes: agua y una disolución de NaCl 0.1 M. La desorción de la clopiralida con agua se produjo lentamente, particularmente en Capítulo III. Sistema montmorillonita-quitosano 77 el complejo con mayor capacidad adsorbente (SW-CH-6). En este complejo el herbicida podría haber permanecido en sitios de adsorción menos accesibles para las moléculas de agua y atraído por fuerzas iónicas catión (grupos aminos protonados)-anión (carboxilato) y, por lo tanto, más resistentes a la desorción en comparación con el SW-CH-4. Por el contrario, cuando se usó una disolución de NaCl 0.1 M para la desorción del herbicida, dicha desorción ocurrió muy rápidamente, tanto para el complejo SW-CH-4 como para el SW-CH-6 (Fig. III.18). Este comportamiento podría reflejar una fuerte competencia entre el herbicida y los aniones Clpor los sitios de adsorción, apoyando que la adsorción de clopiralida se produce principalmente a través de un mecanismo de intercambio aniónico sobre las cargas positivas del quitosano presente en los complejos, produciéndose una desorción rápida en presencia de elevadas concentraciones de la sal inorgánica por la formación de la sal soluble de clopiralida (Zheng et al., 2004). Fig. III.18. Desorción de clopiralida de las muestras SW-CH-4 y SW-CH-6 tras diluciones sucesivas con agua y NaCl 0.1 M. III.3.3.2. Estudios de adsorción en suelos enmendados Los dos complejos que presentaron una mayor afinidad por la clopiralida (SW-CH-5 y SW-CH-6) se seleccionaron para ser utilizados como enmiendas en distintos suelos y de esta forma poder evaluar la capacidad que poseían dichos complejos para inmovilizar la clopiralida. Se realizaron experimentos utilizando el suelo 1 y el suelo 2 (Tabla III.3) enmendados al 0%, 5% y 10% con los dos complejos mencionados. SW-CH-6 Pasos de desorción 0 1 2 3 Clopiralida adsorbida (mg/kg) 0 100 200 300 400 Agua NaCl SW-CH-4 Pasos de desorción 0 1 2 3 Clopiralida adsorbida (mg/kg) 0 100 200 300 400 agua NaCl Capítulo III. Sistema montmorillonita-quitosano 78 Como puede observarse en la Tabla III.13, la modificación del suelo ácido (suelo 1) con SW-CH-5 y SW-CH-6 en proporciones del 5% y 10% provocó un aumento significativo en la adsorción de la clopiralida, lo cual puede ser atribuido a la prevalencia de los sitios de intercambio aniónico en el complejo SW-CH debido a que el pH de las suspensiones suelo/agua fue próximo a 5. Por el contrario, la adsorción fue despreciable cuando los complejos SWCH fueron añadidos a un suelo alcalino cuyo pH era 8.0 (suelo 2), lo que manifiesta posiblemente la ausencia de sitios con carga positiva en los complejos SW-CH debido a que, a tan alto valor de pH, los grupos aminos del biopolímero se desprotonan, perdiendo su carga (Boddu et al., 2008). Los coeficientes de distribución medidos experimentalmente (Kd-exp) para la adsorción de clopiralida en los suelos enmendados con los complejos SW-CH se compararon con los valores teóricos (Kd-calc) calculados suponiendo un comportamiento independiente en cuanto a la adsorción del suelo y el complejo SW-CH en las mezclas (Tabla III.13). Dado que la adsorción es lineal, tales valores esperados pueden calcularse de acuerdo con la ecuación: Kd-calc = Kd-suelofsuelo + Kd-SW-CHfSW-CH donde: Kd-suelo y Kd-SW-CH son los coeficientes de distribución individuales para la adsorción de clopiralida en el suelo y en el complejo, mientras que fsuelo y fSW-CH son la fracción de suelo y de complejo en la mezcla, respectivamente (Rodríguez-Cruz et al., 2007; Gámiz et al., 2010). Hay que señalar que, aunque los complejos produjeron un notable incremento de la adsorción de clopiralida en presencia del suelo 1, el aumento fue menor al esperado a partir de las constantes de adsorción individuales y de la fracción de suelo y de complejo en las mezclas (Kd-exp < Kd-calc). Este resultado reveló que los complejos fueron menos eficaces para la adsorción de clopiralida en presencia de suelo que en ausencia de éste, probablemente a causa de la interacción de los componentes solubles del suelo con los complejos, entre ellos muchas sales e incluso parte de la materia orgánica soluble que incluye grupos ácidos. Es posible que estos procesos de interacción lleven a fenómenos de competencia por los sitios de adsorción o a efectos de bloqueo de los mismos, provocando una reducción del rendimiento de los complejos añadidos al suelo en la adsorción de clopiralida. Capítulo III. Sistema montmorillonita-quitosano 79 Tabla III.13. Coeficientes de adsorción de la clopiralida en suelos sin enmendar y enmendados a diferentes porcentajes con complejos SW-CH. Muestras pHinicial pHequilibrio % Ads Kd-exp (l/kg) Kd-calc (l/kg) Suelo 1 6.5 4.7 5 0.7 ± 0.1 0.7 Suelo 1 + SW-CH-5 (5%) 6.5 4.8 10 1.7 ± 0.3 11.3 Suelo 1 + SW-CH-5 (10%) 6.5 4.9 18 3.6 ± 0.1 22.0 Suelo 1 + SW-CH-6 (5%) 6.5 5.0 26 5.6 ± 0.3 25.7 Suelo 1 + SW-CH-6 (10%) 6.5 5.1 38 10.0 ± 0.2 50.7 Suelo 2 6.5 8.0 < 5 < 0.5 < 0.5 Suelo 2 + SW-CH-5 (5%) 6.5 8.0 < 5 < 0.5 10.7 Suelo 2 + SW-CH-5 (10%) 6.5 8.0 < 5 < 0.5 21.4 Suelo 2 + SW-CH-6 (5%) 6.5 8.1 < 5 < 0.5 25.0 Suelo 2 + SW-CH-6 (10%) 6.5 8.1 < 5 < 0.5 50.1 III.3.3.3. Evaluación de los complejos como soportes para la liberación lenta del herbicida En este apartado se presentan los resultados obtenidos en los experimentos diseñados para evaluar la capacidad de los complejos SW-CH de actuar como soportes del herbicida clopiralida para una liberación lenta del mismo. En primer lugar, se prepararon formulaciones de los complejos SW-CH con el herbicida adsorbido para, posteriormente, estudiar la lixiviación del herbicida en columnas de suelo y su bioeficacia, comparándolas con las del herbicida libre no soportado. III.3.3.3.1. Características de las formulaciones Para la síntesis de los complejos SW-CH-Clopiralida, se utilizaron las muestras que presentaron mayor afinidad por el herbicida: SW-CH-4, SW-CH-5 y SW-CH-6. Estas muestras se pusieron en contacto con una disolución de clopiralida de 100 mg/l a pH 3, tras lo cual se filtró al vacío para recuperar el complejo SW-CH-Clopiralida, según se describe en el apartado III.2.2.4.3.1. La cantidad final de clopiralida adsorbida en las formulaciones SW-CH- Clopiralida se calculó de forma indirecta, a partir de la cantidad no adsorbida, y también directamente mediante extracción del herbicida con una disolución de NaCl 0.1 M. Los resultados obtenidos se resumen en la Tabla III.14. Tabla III.14. Contenido de clopiralida en las formulaciones SW-CH-Clopiralida preparadas. Formulación % Clopiralida (método indirecto) % Clopiralida (método directo) SW-CH-4-Clopiralida 0.90 0.95 SW-CH-5-Clopiralida 1.38 1.43 SW-CH-6-Clopiralida 1.13 1.48 Capítulo III. Sistema montmorillonita-quitosano 80 Puede observarse cómo los contenidos de herbicida obtenidos por los dos métodos fueron similares, considerándose los obtenidos por el método directo para el resto de los experimentos por su mayor precisión. III.3.3.3.2. Estudios de lixiviación En las Fig. III.19 y III.20 aparecen representadas las curvas de lixiviación de la clopiralida en columnas de suelos 1 y 2 tras haberles aplicado el herbicida bien en forma libre (disuelto en agua) bien soportado en forma de complejo (SW-CH-Clopiralida). La aplicación de la formulación SW-CH- Clopiralida a los dos suelos se realizó de dos formas distintas, directamente en superficie y enterrando la formulación a 1 cm de profundidad. Fig. III.19. Curvas de elución relativas (a y b) y acumuladas (c y d) de los complejos SWCH-4-Clopiralida y SW-CH-6-Clopiralida para el suelo 1 (a y c) y suelo 2 (b y d), con aplicación de los complejos en superficie. Como se puede observar en la Fig. III.19, para la aplicación en superficie, se produjo un retraso en la lixiviación del herbicida al aplicarlo en forma de complejo SW-CH-Clopiralida respecto a su aplicación en forma libre disuelto en agua, tanto en el suelo ácido (suelo 1) como en el alcalino (suelo 2). Dicho retraso se produjo para los dos complejos utilizados, SW-CH-4-Clopiralida Suelo 2 Agua añadida (ml) 020 40 60 80 100 120 140 160 180 Clopiralida lixiviada (%) 0 20 40 60 80 100 120 Clopiralida Libre Complejo SW-CH-6-clopiralida Complejo SW-CH-4-clopiralida Suelo 2 Agua añadida (ml) 020 40 60 80 100 120 140 160 180 200 Clopiralida en lixiviados (mg/l) 0,0 0,2 0,4 0,6 0,8 1,0 1,2 1,4 Clopiralida Libre Complejo SW-CH-6-clopiralida Complejo SW-CH-4-clopiralida Suelo 1 Agua añadida (ml) 050 100 150 200 250 300 Clopiralida en lixiviados (mg/l) 0,0 0,2 0,4 0,6 0,8 1,0 1,2 1,4 Clopiralida Libre Complejo SW-CH-6-clopiralida Complejo SW-CH-4-clopiralida Suelo 1 Agua añadida (ml) 050 100 150 200 250 300 Clopiralida lixiviada (%) 0 20 40 60 80 100 120 Clopiralida Libre Complejo SW-CH-6-clopiralida Complejo SW-CH-4-clopiralida a) b) c) d) Capítulo III. Sistema montmorillonita-quitosano 81 y SW-CH-6-Clopiralida, siendo el complejo SW-CH-6-Clopiralida el que más retrasó y redujo la lixiviación, coincidiendo con la gran cantidad de quitosano presente en el mismo (Tabla III.11). Por otra parte, se realizó un estudio comparativo utilizando el complejo SW-CH-5-Clopiralida, que se aplicó a las columnas de suelo tanto en superficie como incorporado a 1 cm de profundidad, comparando su perfil de lixiviación con el del herbicida libre disuelto en agua (Fig. III.20). Mientras que con la aplicación en superficie el complejo dio lugar a un retraso en la lixiviación tanto en el suelo ácido como en el alcalino, tras la incorporación a 1 cm de profundidad la lixiviación sólo se retrasó en el suelo ácido (suelo 1). Este comportamiento puede atribuirse a la destrucción del complejo adsorbenteherbicida tras su incorporación a una cierta profundidad en el suelo alcalino, lo que dio lugar a una rápida liberación del herbicida, resultado que está de acuerdo con los datos de adsorción de los suelos enmendados con SW-CH (Tabla. III.13). Estos resultados ponen de manifiesto que la forma de aplicación de la formulación y el pH del suelo son factores determinantes del patrón de liberación y lixiviación del herbicida clopiralida soportado en el complejo montmorillonitaquitosano. Fig. III.20. Curvas de elución relativas (a y b) y acumuladas (c y d) del complejo SW-CH- 5-Clopiralida para el suelo 1 y suelo 2, aplicado en superficie e incorporado a 1 cm de profundidad. Suelo 2 Agua añadida (ml) 020 40 60 80 100 120 140 160 180 Clopiralida Lixiviada (%) 0 20 40 60 80 100 120 Clopiralida Libre Complejo SW-CH-5-clopiralida en Superficie Complejo SW-CH-5-clopiralida Enterrado Suelo 2 Agua añadida (ml) 020 40 60 80 100 120 140 160 180 Clopiralida en lixiviados (mg/l) 0,0 0,2 0,4 0,6 0,8 1,0 1,2 1,4 1,6 Clopiralida Libre Complejo SW-CH-5-clopiralida en Superficie Complejo SW-CH-5-clopiralida Enterrado Suelo 1 Agua añadida (ml) 050 100 150 200 250 300 Clopiralida Lixiviada (%) 0 20 40 60 80 100 120 Clopiralida Libre Complejo SW-CH-5-clopiralida en Superficie Complejo SW-CH-5-clopiralida Enterrado Suelo 1 Agua añadida (ml) 050 100 150 200 250 Clopiralida en lixiviados (mg/l) 0,0 0,2 0,4 0,6 0,8 1,0 1,2 1,4 1,6 Copiralida Libre Complejo SW-CH-5-clopiralida en Superficie Complejo SW-CH-5-clopiralida Enterrado a) b) c) d) Capítulo III. Sistema montmorillonita-quitosano 82 En las curvas de lixiviación acumuladas podemos observar las cantidades totales de herbicida recuperadas en los lixiviados. Las curvas acumuladas obtenidas para el herbicida libre muestran una recuperación del 75% del herbicida añadido en el caso del suelo 1 (ácido) y más próxima al 100% en el caso del suelo 2 (alcalino). Dado que no se detectó cantidad alguna de clopiralida en el interior de las columnas de suelo al finalizar el experimento de lixiviación, la cantidad no recuperada en el suelo 1 debe atribuirse a degradación del herbicida y/o a una adsorción irreversible al suelo durante el experimento. Las curvas acumuladas obtenidas tras la aplicación del complejo muestran que, si bien se produce un retraso en la lixiviación en el suelo 1 para los dos modos de aplicación y en el suelo 2 para la aplicación en superficie, las cantidades totales lixiviadas fueron próximas a las obtenidas para el herbicida libre, sobre todo para la aplicación enterrada. III.3.3.3.3. Bioensayos a) Bioensayo general: En primer lugar, se realizó un bioensayo con el fin de comprobar la eficacia biológica del herbicida clopiralida para distintas formas de aplicación: soportado en el complejo SW-CH-6-Clopiralida y aplicado directamente como disolución acuosa a macetas con el suelo 2 en las que se habían sembrado semillas de Lactuca sativa. En la Fig. III.21 está representada la eficacia de la clopiralida, dependiendo del tipo de aplicación, en forma de reducción del peso herbáceo fresco respecto a las macetas control (sin herbicida) dos semanas después de la siembra y aplicación del herbicida. En las macetas en las que se aplicó clopiralida, tanto en forma libre como de complejo, se produjo una inhibición del crecimiento de las plántulas, en comparación con el crecimiento observado en las macetas control sin herbicida (Fig. III.22). Esta inhibición fue prácticamente total para las dos formas de aplicación a la dosis recomendada de herbicida de 0.5 kg/ha. Capítulo III. Sistema montmorillonita-quitosano 83 Fig. III.21. Peso herbáceo fresco de las macetas sin herbicida (Blanco), con herbicida libre (disolución acuosa) y con el herbicida soportado en el complejo SW-CH-6 dos semanas después de la siembra y aplicación del herbicida. Fig. III.22. Estado de las macetas dos semanas después de la siembra y aplicación del herbicida en forma libre y en forma de complejo SW-CH-6-Clopiralida. b) Bioensayo con simulación de alto riesgo de lixiviación: Tras los datos obtenidos en el bioensayo general, se diseñó un nuevo experimento para verificar si la aplicación en forma de complejo SW-CH-Clopiralida podría aumentar la eficacia del herbicida en condiciones de un aporte de agua abundante poco después de la aplicación del producto fitosanitario, como resultado de una disminución de las pérdidas por lixiviación. En la Fig. III.23 se representa el peso herbáceo fresco obtenido de las macetas transcurridas dos semanas desde la siembra, aplicación del herbicida y aporte de una cantidad de agua equivalente a 40 l/m2. La Figura muestra que para las macetas donde se aplicó el herbicida en forma libre (disolución acuosa), la biomasa obtenida fue similar a la de las macetas a las que no se había Bioensayo Muestras Blanco Clopiralida Libre Complejo SW-CH-6 Biomasa (mg) 0,00 0,05 0,10 0,15 0,20 0,25 0,30 0,35 Capítulo III. Sistema montmorillonita-quitosano 84 aplicado herbicida, mientras que para aquellas a las que se había aplicado el complejo SW-CH-6-Clopiralida, la biomasa obtenida fue sensiblemente inferior. Estos resultados concuerdan con la cantidad de semillas germinadas, pues en las macetas donde se aplicó el herbicida en forma de complejo no se observó germinación, mientras que en las macetas donde se aplicó el herbicida libre crecieron un número de plántulas similar a las que lo hicieron en las macetas control sin herbicida (Fig. III.24). El análisis de los lixiviados de las macetas reveló que, tras el aporte de agua de 40 l/m2, el 86% del herbicida aplicado en forma libre se había perdido por lixiviación, mientras que para las macetas donde se aplicó el complejo las pérdidas por lixiviación del herbicida se limitaron a un 70%. Por lo tanto, tras el aporte de agua, el complejo SW-CH-Clopiralida fue capaz de retener un 15% más de herbicida, que resultó ser una cantidad suficiente para que ejerciera su función, con una mejora de la eficacia biológica respecto a la aplicación del herbicida libre disuelto en agua, para la que la mayor pérdida de herbicida redujo considerablemente su rendimiento. Fig. III.23. Peso herbáceo fresco de las macetas sin herbicida (Blanco), con herbicida libre (disolución acuosa) y soportado en el complejo SW-CH-6-Clopiralida dos semanas después de la siembra, aplicación del herbicida y aporte de 40 l/m2 de agua. Simulación de alto riesgo de lixiviación Muestras Blanco Clopiralida Libre Complejo SW-CH-6 Biomasa (mg) 0,00 0,05 0,10 0,15 0,20 0,25 0,30 0,35 Capítulo IV. Sistema hidrotalcita-ácidos grasos insaturados 91 La presencia o no de dobles enlaces en la cadena: Los ácidos grasos saturados son aquellos que no poseen ningún doble enlace en la cadena y los insaturados son los que presentan uno o más dobles enlaces. En el caso de los ácidos grasos insaturados, los dobles enlaces pueden presentar dos configuraciones, la configuración cis, en la cual los carbonos unidos por el doble enlace tienen los hidrógenos orientados en el mismo sentido, y la configuración trans, en la que los hidrógenos están orientados en sentidos opuestos, tal y como se representa esquemáticamente en la Fig. IV.2. Saturado Insaturado Configuración cis Configuración trans Fig. IV.2. Representación de los ácidos grasos saturados e insaturados y las configuraciones cis y trans. La Fig. IV.3 muestra algunos ejemplos característicos tanto de ácidos grasos saturados como de ácidos grasos insaturados. H H H H C C H H C C H H C C Capítulo IV. Sistema hidrotalcita-ácidos grasos insaturados 92 Ácidos saturados Ácidos insaturados Ácido Láurico Ácido Pamitoleico Ácido Mirístico Ácido Oleico Ácido Palmítico Ácido Linoléico Ácido Esteárico Ácido Linolénico Fig. IV.3. Ejemplos de ácidos grasos saturados e insaturados La presencia de dobles enlaces y de su configuración afecta no sólo a las propiedades físico-químicas de los ácidos grasos, sino también al empaquetamiento resultante de la interacción entre ellos para formar estructuras micelares. En la Fig. IV.4 se muestra un ácido graso saturado y otro insaturado con la misma longitud en la cadena hidrocarbonada (C18) y la esquematización del empaquetamiento de dichos ácidos con su parte polar (COO-) y apolar (cadena hidrocarbonada). Capítulo IV. Sistema hidrotalcita-ácidos grasos insaturados 93 Fig. IV.4. Representación de la estructura de un ácido graso de cadena larga (C18) saturado (A) e insaturado (B) en el que el doble enlace (cis) no permite la rotación e introduce un pliegue rígido. El empaquetamiento de los ácidos grasos saturados se produce de forma ordenada (C), estabilizado por las interacciones hidrofóbicas entre las cadenas alquílicas, mientras que la presencia de uno o más dobles enlaces en cis interfiere en el empaquetamiento dando lugar a una estructura menos ordenada (D). Los ácidos grasos son compuestos naturales que podemos encontrarlos tanto en animales como en vegetales. Aquellos que son necesarios para el organismo, pero que éste no los puede sintetizar en las cantidades necesarias, se denominan ácidos grasos esenciales y deben ser incorporados mediante la dieta. Algunos ejemplos son el ácido linoléico, el linolénico o el araquidónico. Como se ha mencionado anteriormente, los ácidos grasos en sus formas aniónicas presentan una estructura adecuada para ser utilizados como modificadores de LDHs y dar lugar a organo-LDHs que, por sus propiedades hidrofóbicas, puedan utilizarse en diferentes aplicaciones medioambientales como adsorbentes de compuestos orgánicos. A diferencia de lo que ocurre con otros surfactantes aniónicos que se han venido utilizando para la preparación de organo-LDHs, como los alquil-sulfatos o los alquil-sulfonatos, el hecho de que los ácidos grasos sean compuestos naturales representa la ventaja añadida de que el adsorbente resultante de su incorporación en LDHs produzca un mínimo impacto en el medio natural en sus posibles aplicaciones medioambientales. La mayoría de estudios realizados hasta ahora con organo-LDHs preparados a partir de ácidos grasos se han limitado principalmente a la caracterización estructural de dichos compuestos, siendo los ácidos grasos CH3 COOH COOH CH3 SATURADOS INSATURADOS SATURADOS INSATURADOS A B CD Capítulo IV. Sistema hidrotalcita-ácidos grasos insaturados 94 saturados los más utilizados y habiéndose prestado muy poca atención a la caracterización estructural de organo-LDHs preparados a partir de ácidos grasos insaturados (Borja y Dutta, 1992; Kameshima et al., 2006; Ayala-Luis et al., 2010). Existe además muy poca información sobre la capacidad adsorbente de organo-LDHs preparados a partir de ácidos grasos para compuestos orgánicos en general y para plaguicidas en particular. Teniendo en cuenta la escasa información existente al respecto, el principal objetivo del presente capítulo ha sido sintetizar y caracterizar varios organo-LDHs utilizando ácidos grasos insaturados como aniones modificadores, evaluar su capacidad de adsorber pesticidas de distinta naturaleza química y proponer algunas aplicaciones de dichos materiales como adsorbentes de los pesticidas con el fin de aumentar su eficacia y reducir su impacto ambiental. Capítulo IV. Sistema hidrotalcita-ácidos grasos insaturados 95 IV.2. MATERIALES Y MÉTODOS IV.2.1. MATERIALES IV.2.1.1. Hidrotalcita de partida Para la preparación de los organo-LDHs se utilizó como material de partida una hidrotalcita de Mg:Al (3:1) con carbonato como anión interlaminar, que se preparó en el laboratorio siguiendo el procedimiento que se describirá en el apartado IV.2.2.1. En la Tabla IV.1 se detallan los reactivos utilizados para la síntesis de la hidrotalcita, los cuales fueron suministrados por Sigma Aldrich. Tabla IV.1. Reactivos utilizados para la síntesis de la hidrotalcita de partida. Compuesto Fórmula PM (g/mol) Pureza (%) Nitrato de aluminio nonahidratado Al(NO3)3∙9H2O 375.1 98 Nitrato de magnesio hexahidratado Mg(NO3)2∙6H2O 256.4 98 Carbonato sódico Na2CO3 106.0 99 Hidróxido sódico NaOH 40.0 98 IV.2.1.2. Aniones orgánicos utilizados para la obtención de las organohidrotalcitas En la Tabla IV.2 se muestran los distintos ácidos orgánicos modificadores utilizados para la preparación de las organohidrotalcitas, junto con algunas de sus características físico-químicas. En la tabla aparece la sal sódica del anión dodecilsulfato (DDS), que lo utilizamos como anión de referencia, debido a la existencia de una amplia bibliografía donde se describe la estructura y propiedades adsorbentes de LDHs intercalados con este anión modificador. Los ácidos grasos se seleccionaron por poseer el mismo número de átomos de carbono (C18) en la cadena alquílica lineal (Tabla IV.2), y diferenciarse en el número y/o configuración de los dobles enlaces que poseen. Las estructuras químicas de los ácidos se muestran en la Fig. IV.5, donde se puede apreciar cómo los dobles enlaces en configuración cis provocan una curvatura de las cadenas hidrocarbonadas. Capítulo IV. Sistema hidrotalcita-ácidos grasos insaturados 96 Tabla IV.2. Algunas características físico-químicas de los ácidos grasos utilizados para la preparación de las organohidrotalcitas y del dodecilsulfato sódico, usado como referencia. Ácidos Fórmula Molecular Masa Molecular (g/mol) Estado Físico Nomenclatura IUPAC Elaídico C18H34O2 282.5 Sólido Blanco Ácido trans-9- octadecenoico Oleico C18H34O2 282.5 Líquido incoloro Ácido cis-9- octadecenoico Linoléico C18H32O2 280.4 Líquido amarillo claro Ácido cis-9,cis-12- octadecadienoico -Linolénico C18H30O2 278.4 Líquido Ácido cis,cis,cis- 9,12,15- octadecatrienoico DDS C12H25NaO4S 288.4 Sólido Blanco Dodecilsulfato sódico El ácido elaídico (ELA) es el isómero trans del ácido oleico. Se forma con frecuencia como subproducto en el proceso de hidrogenación de ácidos grasos insaturados. El ácido oleico (OLE) es un ácido graso monoinsaturado, con un doble enlace en cis en la posición 9, que abunda en los aceites vegetales como el aceite de oliva, constituido en un 55-80% por dicho ácido. El ácido linoléico (LINO) es un ácido graso esencial para el organismo humano; el organismo no puede sintetizarlo y tiene que ser incorporado mediante la dieta. Es un ácido graso poliinsaturado, con dos dobles enlaces en cis en los carbonos 9 y 12. El ácido -linolénico (LINOLEN) es un ácido graso poliinsaturado, también esencial, con 3 dobles enlaces en cis en las posiciones 9, 12 y 15. La sal dodecilsulfato sódico (DDS) es un tensioactivo aniónico que posee una cadena de 12 átomos de carbono unida a un grupo sulfato, lo que dota a la molécula de propiedades anfifílicas. Se utiliza como componente en diversos productos de higiene personal como pasta de dientes, champú y jabones de baño. Capítulo IV. Sistema hidrotalcita-ácidos grasos insaturados 97 Ácido Elaídico Ácido Oleico Ácido Linoléico Ácido -Linolénico Dodecilsulfato (DDS) Fig. IV.5. Estructura química de los ácidos grasos y del DDS C O HS Capítulo IV. Sistema hidrotalcita-ácidos grasos insaturados 98 IV.2.1.3. Plaguicidas Para el estudio de las propiedades adsorbentes de las organohidrotalcitas se han utilizado los mismos plaguicidas seleccionados en el capítulo anterior: clopiralida, imazetapir, atrazina, terbutilazina, diurón, alacloro y metalaxil. En el apartado III.2.1.2 de esta memoria se describen las principales características físico-químicas de estos plaguicidas. Los plaguicidas presentan distintas características de carga y grupos funcionales y solubilidades diversas, para de esta manera intentar relacionar dichas características estructurales con su posible afinidad por las organohidrotalcitas preparadas. IV.2.1.4. Suelos Además de los dos suelos descritos en el capítulo anterior (suelos 1 y 2), algunos experimentos de este capítulo se realizaron con dos suelos agrícolas adicionales (suelos 3 y 4) procedentes de la provincia de Sevilla. Las características de todos los suelos se comparan en la Tabla IV.3. El suelo 3 se empleó en experimentos de adsorción y lixiviación, mientras que el suelo 4 se utilizó para realizar estudios de mineralización, debido a que era el suelo disponible en el laboratorio donde se realizó una estancia breve durante la que se realizaron dichos estudios. Tabla IV.3. Características de los suelos utilizados. Clase textural Arena (%) Limo (%) Arcilla (%) pH C.O (%) Suelo 1 Franco arenoso 56 33 11 4.5 5.5 Suelo 2 Franco arcillo arenoso 63 16 21 8.0 1.4 Suelo 3 Arenoso 92 4 3 8.6 0.2 Suelo 4 Franco arenoso 71 9 20 8.1 1.1 Capítulo IV. Sistema hidrotalcita-ácidos grasos insaturados 99 IV.2.2. MÉTODOS IV.2.2.1. Síntesis de la hidrotalcita de partida y de su producto de calcinación La hidrotalcita de partida (HTCO3) utilizada para la preparación de las organohidrotalcitas fue una hidrotalcita Mg:Al del tipo 3:1, con CO32- como anión interlaminar y de fórmula ideal Mg3Al(OH)8(CO3)0.5●mH2O. Se preparó por coprecipitación y en la Fig. IV.6 se muestra una imagen del montaje diseñado para su síntesis. Fig. IV.6. Imagen del montaje para el proceso de síntesis de la muestra HTCO3 En primer lugar, se prepararon 100 ml de una disolución acuosa que contenía 0.3 moles de Mg(NO3)2·6H2O y 0.1 moles de Al(NO3)3·9H2O, es decir, los metales estructurales del LDH en una relación 3:1 (Mg:Al). Esta disolución se colocó en un embudo de decantación y se añadió gota a gota a un matraz de fondo redondo que contenía 500 ml de una disolución acuosa con 1.6 moles de NaOH y 0.37 moles de Na2CO3 en constante agitación. En la Fig. IV.7 se muestra cómo comienza a precipitar el hidróxido doble laminar en el matraz de fondo redondo tras añadir las primeras gotas de la disolución con los metales. Tras la completa coprecipitación de los metales, la suspensión obtenida se sometió a un tratamiento hidrotermal a 80-90 C durante 24 h, utilizando para ello reactores de teflón recubiertos de acero, con una capacidad de 200 ml y cerrados herméticamente. Tras el tratamiento hidrotermal, el contenido de los reactores se dividió en 4 porciones iguales de unos 150 ml cada una que se añadieron a tubos de centrífuga de 250 ml de capacidad y se centrifugaron a 10000 rpm. Los sólidos resultantes se lavaron 5 veces con 150 ml de agua Capítulo IV. Sistema hidrotalcita-ácidos grasos insaturados 100 destilada, para finalmente ser liofilizados, mezclados y conservados en un desecador hasta su posterior uso. Una porción de la hidrotalcita obtenida se colocó en un crisol de cerámica y se calcinó en una mufla (Orbesal MOD 12. PR/300 serie 8B) a una temperatura de 550 C durante 3 horas para obtener el óxido mixto amorfo (HT500), de fórmula ideal Mg6Al2O9, que se utilizaría posteriormente para sintetizar las organohidrotalcitas por el procedimiento de reconstrucción. Para evitar la rehidratación del óxido mixto, éste se conservó en un vial cerrado herméticamente en el interior de un desecador y fue usado poco después de su obtención. Fig. IV.7. Detalle de la síntesis de la hidrotalcita de partida (HTCO3) IV.2.2.2. Síntesis de las organohidrotalcitas La síntesis de todas las organohidrotalcitas se realizó utilizando el método de reconstrucción a partir del producto calcinado (Chibwe y Jones, 1989; Cavani et al., 1991; Pavlovic et al., 1997). En la Tabla IV.4 se resume la nomenclatura de las diferentes muestras preparadas y las condiciones utilizadas para la síntesis. Para la preparación de las organohidrotalcitas con ELA, OLE, LINO y LINOLEN como aniones modificadores, se añadieron 0.5 g de la muestra de hidrotalcita calcinada (HT500) a 110 ml de una disolución acuosa que contenía 3 mmol del ácido graso y 3.3 mmol de NaOH, esta última añadida para asegurar la presencia del ácido graso en su forma aniónica. La cantidad de ácido utilizada (3 mmol) correspondió a los mmoles de Al existentes en los 0.5 g de HT500 (asumiendo la fórmula Mg6Al2O9) y, por tanto, a la cantidad necesaria para compensar la carga laminar esperada de la hidrotalcita, una vez reconstruida. Capítulo IV. Sistema hidrotalcita-ácidos grasos insaturados 107 Se pesaron, por duplicado, 0.5 g de los suelos seleccionados, enmendándolos con las organohidrotalcitas a diferentes porcentajes (0%, 5%, y 10%) y posteriormente adicionándoles 8 ml de una disolución acuosa de 1 mg/l de metalaxil. Las suspensiones se agitaron durante 24 h a una temperatura de 20 ± 2 C, para posteriormente centrifugarlas y tomar alícuotas de 4 ml del sobrenadante, que se filtraron y analizaron por HPLC. La cantidad de metalaxil adsorbida (Cs) a los suelos sin enmendar y enmendados con las organohidrotalcitas se determinó a partir de la diferencia entre la concentración de fungicida inicial (Cini) y la concentración de equilibrio (Ce). Los porcentajes de adsorción de metalaxil (% Ads) y los coeficientes de distribución (Kd) se calcularon también como se describe en los apartados III.2.2.3 y IV.2.2.4. IV.2.2.6.3. Evaluación de las organohidrotalcitas como soportes para la preparación de formulaciones de liberación lenta de metalaxil Con aquellas organohidrotalcitas que presentaron mejores propiedades adsorbentes en las pruebas de adsorción-desorción (HT-ELA y HT-OLE), se prepararon complejos de liberación lenta o controlada de metalaxil. Posteriormente, dichos complejos se utilizaron para realizar estudios de liberación en medio acuoso y movilidad en columnas de suelo. Se describe a continuación la preparación, caracterización y estudio de la liberación en agua y lixiviación en suelo de estas formulaciones. IV.2.2.6.3.1. Preparación de las formulaciones En primer lugar se pesaron 200 mg de los adsorbentes elegidos (HT-ELA y HT-OLE) y se pusieron en contacto con una disolución acuosa de metalaxil con una concentración de 600 mg/l. La suspensión se agitó durante 24 h, seguidamente se centrifugó y el sobrenadante obtenido se filtró al vacío, dejando el sólido resultante (complejo adsorbente-fungicida) secar al aire. El líquido obtenido tras el filtrado se analizó por HPLC para determinar la concentración de fungicida en la disolución y estimar, por diferencia, la cantidad retenida por los sólidos. IV.2.2.6.3.2. Contenido de fungicida en las formulaciones La cantidad de metalaxil en las formulaciones se calculó de dos formas: Capítulo IV. Sistema hidrotalcita-ácidos grasos insaturados 108 a) Cálculo indirecto: Se calculó por diferencia entre la concentración inicial y la del líquido obtenido tras el filtrado, medidas ambas por HPLC. b) Cálculo directo: Se pesaron 5 mg de cada complejo adsorbentefungicida y se pusieron en contacto con 10 ml de metanol. La suspensión se agitó durante 24 h, los sobrenadantes se filtraron y se analizaron por HPLC y, de esta manera, se obtuvo directamente la cantidad de fungicida presente en los complejos. IV.2.2.6.3.3. Experimentos de lixiviación Los estudios de lixiviación se realizaron usando columnas de vidrio empaquetadas a mano de 30 cm de longitud y 3 cm de diámetro interno (Fig. IV.9). Fig. IV.9. Imagen de las columnas empaquetadas a mano durante los experimentos de lixiviación de metalaxil En la parte inferior de las columnas se puso una pequeña cantidad de lana de vidrio y 10 g de arena de mar de grano grueso. A continuación, las columnas se rellenaron con los suelos 1 ó 3 (Tabla IV.3) en fracciones de 5 cm hasta completar un total de 20 cm de altura. Se utilizaron aproximadamente 130 g del suelo 1 y 200 g del suelo 3. A la parte superior de la columna se le añadieron 10 g más de arena de mar, para evitar la formación de canales de flujo preferencial y homogeneizar la distribución del fungicida y del agua durante su aplicación. Capítulo IV. Sistema hidrotalcita-ácidos grasos insaturados 109 Una vez empaquetadas, las columnas se saturaron con 100 ml de agua destilada, se dejaron drenar durante 24 h y se midió el volumen de agua percolada. A partir de la diferencia entre el volumen de agua adicionada y el recogido se calculó el volumen de poros de las columnas, que fue de 70 ± 1 ml para el suelo 1 y 57 ± 1 ml para el suelo 3. El fungicida metalaxil se aplicó a las columnas como disolución acuosa y como organohidrotalcitas HT-ELA y HT-OLE con el plaguicida integrado. La aplicación de las formulaciones organohidrotalcita-metalaxil se llevó a cabo bien en la parte superior de la columna (en superficie), bien enterrándolas bajo 1 cm adicional de suelo, tal como se muestra esquemáticamente en la Fig. IV.10. La dosis de metalaxil recomendada, según los usos, varía entre 0.5 y 5 kg/ha y para el experimento se utilizó 2 kg/ha. Fig. IV.10. Esquema de las columnas de suelo Todos los días se les adicionaba a las columnas 15 ml de agua destilada y, tras 24 h, se recogían los lixiviados para posteriormente filtrarlos y analizarlos por HPLC. Una vez finalizado el experimento de lixiviación, las columnas se dividieron en 4 secciones de 5 cm, correspondiendo a las diferentes profundidades (0-5, 5-10, 10-15, 15-20 cm) de la misma. Para determinar la cantidad de fungicida retenido en los suelos, se realizó una extracción con metanol. Cada anillo de suelo se puso en agitación durante 24 h con 100 ml del extractante. Las muestras se centrifugaron, se tomaron alícuotas de los distintos extractos, se filtraron y posteriormente se analizaron por HPLC con una columna C18 (ver apartado III.2.2.3 del capítulo anterior). El estudio de lixiviación se realizó por triplicado. HPLC 3cm 20 cm 5 cm Libre Superficie SUELO 1 Libre Superficie Enterrado SUELO 3 Capítulo IV. Sistema hidrotalcita-ácidos grasos insaturados 110 El metalaxil es un compuesto quiral (Fig. IV.11), formado por una mezcla al 50% del enantiómero R-Metalaxil y el S-Metalaxil. A pesar de que las propiedades fisicoquímicas de los dos enantiómeros son prácticamente idénticas, la actividad biológica es mucho mayor para el enantiomero R que para el S y los procesos biodegradativos también pueden afectar a uno de los enantiómeros en mayor medida que al otro (Buerge et al., 2003). Esto es consecuencia de que muchos procesos biológicos implican estructuras con centros quirales, tales como enzimas, por lo que son enantioselectivos. Por ello, se decidió completar el estudio de lixiviación del fungicida analizando separadamente en los lixiviados la cantidad de cada uno de los enantiómeros del fungicida: S-metalaxil y R- metalaxil. Para ello, se utilizó una columna quiral (Chiralpak IB de 150 mm de longitud y 4.6 mm de diámetro interno), con un flujo de 1 ml/min fase móvil (60% H2O:40% Acetonitrilo), con una longitud de onda de detección de 213 nm, un tiempo de análisis de 8 min y un volumen de inyección de muestra de 50 µl, que permitió separar los enantiómeros de S- y R-metalaxil, saliendo éstos a tiempos de 4.9 y 6.1 minutos, respectivamente (Fig. IV.12). R-Metalaxil S-Metalaxil Fig. IV.11. Estructura de los enantiómeros de la molécula metalaxil C N O Capítulo IV. Sistema hidrotalcita-ácidos grasos insaturados 111 Fig. IV.12. Ejemplos de cromatogramas representativos de una disolución racémica de 2 mg/l de metalaxil, preparada en agua y en extractos acuoso y metanólico del suelo. Los extractos de suelo se prepararon por agitación de 50 g de suelo 2 con 100 ml de agua o metanol. El pico a 4.9 min corresponde a S-metalaxil mientras que el pico a 6.1 min corresponde a R-metalaxil. Por otra parte, con el fin de determinar posibles cambios en los patrones de lixiviación del fungicida, tanto libre como soportado, tras aplicaciones repetidas del producto a un mismo suelo, se obtuvieron los perfiles de lixiviación del fungicida libre (disolución acuosa) y de las formulaciones de liberación lenta (organohidrotalcita-metalaxil) no sólo tras una primera aplicación sino tras otras dos aplicaciones consecutivas a las columnas de suelo. Water Aqueous soil extract Methanolic soil extract Agua Extracto acuoso del suelo Extracto metanólico del suelo 4,9 6,1 4,9 6,1 4,9 6,1 Capítulo IV. Sistema hidrotalcita-ácidos grasos insaturados 112 IV.3. RESULTADOS Y DISCUSIÓN IV.3.1. Caracterización de las muestras IV.3.1.1. Análisis elemental En la Tabla IV.5 se presentan los resultados del análisis elemental de las organohidrotalcitas preparadas en este trabajo junto con los del análisis de los minerales de partida HTCO3 y HT500. Considerando la fórmula general de los compuestos tipo hidrotalcita como: [ (OH)2]x+ [An-]x/n ●mH2O, la relación de los metales seguirá la siguiente expresión: De esta forma a partir de la relación MII / MIII se puede calcular el parámetro x de la fórmula, que refleja la fracción de catión trivalente en el mineral: Para todas las muestras el valor de x se aproxima a x= 0.25, que coincide con la fracción de catión trivalente en la disolución de síntesis, lo que indica que los metales precipitaron completamente durante la preparación de la hidrotalcita de partida (Tabla IV.5). Tabla IV.5. Porcentaje de los elementos analizados y relaciones atómicas de las distintas muestras. Muestras Masa (%) Relaciones atómicas Mg Al C N S x Mg/Al C/Al Anión/Al HTCO3 23.3 8.2 2.2 <0.05 <0.05 0.24 3.1 0.6 0.61 HT500 40.2 13.9 0.8 <0.05 <0.05 0.24 3.2 0.1 0.13 HT-ELA 12.8 4.5 39.0 <0.05 <0.05 0.24 3.2 19.5 1.08 HT-OLE 12.3 4.4 38.4 <0.05 <0.05 0.24 3.1 19.9 1.10 HT-LINO 12.4 4.3 38.0 <0.05 <0.05 0.24 3.2 19.9 1.10 HTLINOLEN 12.0 4.1 37.6 <0.05 <0.05 0.24 3.2 20.4 1.13 HT-DDS 13.7 4.8 24.1 <0.05 4.99 0.24 3.2 11.3 0.95 Capítulo IV. Sistema hidrotalcita-ácidos grasos insaturados 113 El valor de x indica la carga laminar originada por la incorporación del catión trivalente, en nuestro caso Al3+, en la lámina de brucita y que debe ser compensada por el anión correspondiente en el espacio interlaminar. La cantidad de anión intercalado y la relación anión/Al se calcularon a partir del contenido de carbono de cada muestra, teniendo en cuenta el contenido de carbono de cada anión interlaminar. En el caso de la hidrotalcita de partida (HTCO3), si la carga laminar generada por el Al estuviera totalmente compensada por el anión divalente CO32-, cabría esperar una relación C/Al igual a 0.5. Los datos experimentales muestran un contenido en carbono algo superior (Tabla IV.5), que podría deberse a la presencia de trazas de impurezas C en la muestra o, como han señalado otros autores, a un exceso de carbonato adsorbido en la superficie externa del mineral, probablemente debido a la elevada afinidad de este anión por la superficie de la hidrotalcita (Miyata, 1983; Barriga et al., 2002; Bruna, 2010). Esta cantidad residual de carbono se mantiene en la muestra calcinada HT500 (Tabla IV.5). El exceso de carbonato asociado a la superficie externa de la hidrotalcita podría explicarse si parte del mismo se encontrara formando un complejo monodentado con la superficie (Miyata, 1975) o estuviera en forma de bicarbonato (Serna et al., 1977), ya que en estos casos cada anión compensaría una única carga superficial en vez de compensar dos, que es lo que ocurre cuando la interacción del carbonato con las láminas de hidrotalcita tiene lugar en forma de complejo bidentado (Fig. IV.13) (Labajos et al., 1991; Xu et al., 2008). Fig. IV.13. Posibles disposiciones monodentada (Y) y bidentada (X) del anión carbonato en la superficie externa de las partículas de hidrotalcita (según Xu et al., 2008) Para las organohidrotalcitas, asumiendo que el contenido en carbono de las muestras corresponde en su totalidad al anión orgánico interlaminar, la relación C/Al constituye una medida de la cantidad de anión orgánico intercalado por unidad de carga en la hidrotalcita. En el caso de los aniones orgánicos utilizados en este trabajo, el valor teórico de la relación C/Al sería 18 para las hidrotalcitas modificadas con ELA, OLE, LINO y LINOLEN y 12 para la modificada CO32- CO32- CO32- + + + + + + + + + + + + + + + + Capítulo IV. Sistema hidrotalcita-ácidos grasos insaturados 114 con DDS, ya que cada anión de 18 átomos de carbono, en el caso de los ácidos grasos, o de 12 átomos de carbono, en el caso del DDS, compensaría la carga generada por cada ión Al3+ en la estructura de la hidrotalcita. En todos los casos se observó una relación C/Al muy próxima al valor teórico esperado, dando como resultado relaciones anión/Al próximas a la unidad (Tabla IV.5). Este resultado refleja la completa incorporación de los aniones orgánicos durante el proceso de reconstrucción, en el que dichos aniones orgánicos se añadieron en una cantidad próxima a la capacidad de intercambio aniónico de la hidrotalcita de partida. Es de destacar que, aunque el análisis elemental de las muestras no permitió diferenciar entre el carbono orgánico y el inorgánico presente en las mismas, el análisis por espectroscopia de infrarrojos, cuyos resultados se discutirán en el apartado IV.3.1.5, indicó la ausencia de cantidades apreciables de carbonato en las muestras de organohidrotalcita. Sobre la base de los resultados obtenidos tras el análisis elemental de las muestras y asumiendo una estructura tipo hidrotalcita para las mismas (u óxido mixto en el caso de HT500), pudo proponerse una fórmula estructural para cada una de ellas, las cuales se detallan en la Tabla IV.6. Teniendo en cuenta que la fórmula esperada para las organohidrotalcitas preparadas en este trabajo era [Mg3Al(OH)8]+[A-]·mH2O, las fórmulas obtenidas resultaron ser muy próximas a la esperada, lo que demuestra no sólo la correcta coprecipitación de los metales durante la formación de la hidrotalcita, sino además la validez del procedimiento de reconstrucción utilizado, a partir del producto calcinado, con el fin de incorporar los aniones orgánicos estudiados en una cantidad próxima a la capacidad de intercambio aniónico de la hidrotalcita de partida. Tabla IV.6. Fórmulas propuestas para las muestras de hidrotalcita y organohidrotalcitas preparadas. Muestras Fórmula propuestaa HTCO3 Mg3.04Al0.96(OH)8(CO3)0.59 2.6H2O HT500 Mg6.11Al1.93O9 HT-ELA Mg3.04Al0.96(OH)8(ELA)1.04 2.7H2O HT-OLE Mg3.03Al0.97(OH)8(OLE)1.06 3.7H2O HT-LINO Mg3.05Al0.95(OH)8(LINO)1.05 4.0H2O HT-LINOLEN Mg3.05Al0.94(OH)8(LINOLEN)1.07 5.0H2O HT-DDS Mg3.04Al0.95(OH)8(DDS)0.91 3.6H2O a La cantidad de agua en las muestras se calculó por diferencia. Capítulo IV. Sistema hidrotalcita-ácidos grasos insaturados 115 IV.3.1.2. Difracción de rayos X En la Fig. IV.14 se muestran los difractogramas de la hidrotalcita de partida (HTCO3), su producto de calcinación a 500 C (HT500) y del producto resultante de la rehidratación del producto calcinado en disolución acuosa al mismo pH al que se llevó a cabo la síntesis de las organohidrotalcitas. Esta última muestra se preparó a modo de blanco de las diferentes organohidrotalcitas sintetizadas. Fig. IV.14. Difractograma de rayos X de la hidrotalcita (HTCO3), la hidrotalcita calcinada (HT500) y la hidrotalcita calcinada rehidratada HTCO3: El diagrama obtenido es típico de una hidrotalcita bien cristalizada, con difracciones intensas, estrechas y simétricas a valores de 2θ bajos y difracciones de menor intensidad, más anchas y asimétricas a valores de 2θ elevados (Donato et al., 2012). Los picos que aparecen en el difractograma son característicos de una hidrotalcita sin impurezas y su asignación se incluye en la Fig. IV.14. Las difracciones correspondientes a los planos (003), (006), (009) aparecen a 7.74, 3.88 y 2.60 Å, respectivamente, y están de acuerdo con 2 theta (º) 10 20 30 40 50 60 70 Intensidad (u.a.) HTCO3 HT500 2.09 (200) 1.48 (220) 7.74 (003) 3.88 (006) 2.60 (009) + (012) 2.33 (015) 1.99 (018) 1.53 (110) 1.50 (113) HT500 rehidratada 7.74 (003) 3.88 (006) 2.59 (009) + (012) 2.31 (015) 1.96 (018) 1.53 (110) 1.50 (113) Capítulo IV. Sistema hidrotalcita-ácidos grasos insaturados 116 lo esperado para una hidrotalcita con carbonato como anión interlaminar (Barriga et al., 2002; Costa el al., 2008; Donato et al., 2012). A partir del valor del espaciado obtenido para el plano (003), d003, puede calcularse el valor del parámetro c’ como c’=3d003, dando un valor de 23.22 Å, y, considerando que el espesor de la capa de brucita es de 4.8 Å, la distancia entre capas, h, puede calcularse como h= d003-4.8, dando un valor de h= 2.94 Å. La distancia media catión-catión o parámetro a, que depende del tamaño de los cationes laminares y del valor de x, puede calcularse a partir del pico de difracción asignado al plano (110) como a= 2d110. En nuestro caso, el valor obtenido, a= 3.06 Å, está de acuerdo con el observado por otros autores para hidrotalcitas de Mg y Al con una relación Mg:Al de 3:1 (Miyata, 1980). HT500: El diagrama es también característico de una hidrotalcita calcinada en el que se ha producido la formación del óxido mixto correspondiente, Mg(Al)O, de baja cristalinidad y con una estructura tipo periclasa (MgO). Las dos difracciones anchas a 2.09 y 1.48 Å que aparecen en el difractograma se corresponden con los planos (200) y (220) de la estructura cúbica del MgO (Miyata, 1980; Reichle et al., 1986; Barriga et al., 2002). HT500 rehidratada: El difractograma del producto resultante de la rehidratación del producto calcinado, en condiciones análogas a las utilizadas para la síntesis de las organohidrotalcitas, pone de manifiesto la regeneración de la estructura laminar de la hidrotalcita tras el proceso de rehidratación. El difractograma es muy similar al de la muestra de hidrotalcita original y revela una elevada cristalinidad de la muestra rehidratada, que probablemente ha incorporado CO32- y OH- de la disolución como principales aniones interlaminares. Organohidrotalcitas: La Fig. IV.15a muestra los difractogramas de polvo de las organohidrotalcitas obtenidos en el rango de 2θ de 1.5 a 70 grados, mientras que la Fig. IV.15b muestra el detalle de la región de 1.5 a 20 grados para cada una de las muestras, obtenido con un equipo D8 DISCOVER de la marca BRUKER, de mayor resolución a ángulos bajos. En comparación con los difractogramas de las muestras de hidrotalcita original y rehidratada, lo primero que se observa es una menor definición de los picos de difracción para todas las organohidrotalcitas (Fig. IV.15a), de forma que la presencia de los aniones orgánicos parece haber dificultado el ordenamiento de las láminas durante el proceso de reconstrucción, dando lugar a estructuras de menor cristalinidad. La presencia de los aniones orgánicos modifica el valor del espaciado basal, aunque se mantiene la distancia media catión-catión, tal y como refleja el hecho de que el valor del parámetro a para las organohidrotalcitas es prácticamente idéntico al de las muestras de hidrotalcita original y rehidratada (3.06 Å). La presencia del “halo” que se observa en los difractogramas de todas las organohidrotalcitas en torno a 20 2θ (4.3 Å) se ha observado en otras organohidrotalcitas y se ha atribuido al Capítulo IV. Sistema hidrotalcita-ácidos grasos insaturados 123 Fig. IV.21. Fotografías tomadas por microscopía electrónica de barrido (SEM) de las muestras HT-CO3, HT-ELA y HT-LINOLEN La Fig. IV.22 muestra las imágenes tomadas por microscopía electrónica de transmisión (TEM) de las muestras HT-ELA y HT-LINOLEN. A pesar de que la visualización del apilamiento de las láminas individuales de los LDHs por TEM no es fácil debido a que las partículas tienden a depositarse con el eje c perpendicular al plano del soporte (Xu et al., 2004), en algunas regiones de las muestras pudo distinguirse dicho apilamiento (Fig. IV.22). Las franjas de mayor contraste corresponden a las láminas del LDH, mientras que las franjas de menor contraste corresponden a espacios ocupados por el anión interlaminar (Xu et al., 2004). Puede apreciarse la morfología laminar, a veces curvada, de las láminas del LDH, con una separación interlaminar que, aunque variable, coincidió razonablemente con la esperada a partir de los difractogramas de las muestras. En la Fig. IV.22, se han resaltado láminas separadas por unos 40 Å en la muestra HT-ELA y por unos 32 Å en la muestra HT-LINOLEN. HT-CO3 HT-ELA HT-LINOLEN a) b) c) Capítulo IV. Sistema hidrotalcita-ácidos grasos insaturados 124 Fig. IV.22. Fotografías tomadas por microscopía electrónica de transmisión (TEM) de las muestras HT-ELA y HT-LINOLEN IV.3.1.4. Espectroscopia de infrarrojos La Fig. IV.23 muestra los espectros de infrarrojos de la hidrotalcita de partida, de su producto calcinado y del producto resultante de la rehidratación de éste último, preparado como blanco. En el espectro de infrarrojos de la hidrotalcita sin modificar, la banda ancha que aparece en torno a 3500 cm-1 corresponde a la vibración de tensión de los grupos hidroxilos del mineral y del agua adsorbida (νOH), la banda a 1650 cm-1 a la vibración de deformación O-H del agua adsorbida y la banda a 1365 cm-1 al modo vibracional de tensión ν3 del ión carbonato (Barriga et al., 2002; Rives, 2002). Es apreciable la desviación que ésta última banda presenta con respecto a su posición para el carbonato libre (1415 cm-1) y que refleja la interacción de los grupos carbonatos con el entorno interlaminar. La banda a 3500 cm-1 presenta un hombro centrado en torno a 3000 cm-1 que se ha atribuido al agua fuertemente asociada a los iones carbonatos en la interlámina (Hernández-Moreno et al., 1985; Labajos et al., 1992). Las vibraciones Mg-O y Al-O, así como los modos de vibración ν2 y ν4 del carbonato, aparecen por debajo de 1000 cm-1 (Barriga et al., 2002). HT-ELA HT-LINOLEN Capítulo IV. Sistema hidrotalcita-ácidos grasos insaturados 125 Fig. IV.23. Espectros de infrarrojos de la hidrotalcita carbonatada (HTCO3), calcinada (HT500) y rehidratada (HT500 rehidratada) La muestra correspondiente al producto calcinado (HT500) refleja la pérdida casi total del agua adsorbida y la deshidroxilación y decarbonatación del material. Se observaron pequeños hombros en el espectro a 3400 cm-1, 1650 cm-1 y 1405 cm-1, que pueden atribuirse a pequeñas cantidades de agua y carbonato adsorbidas por la muestra tras exponerla al aire (Barriga et al., 2002; Costa et al., 2008). El espectro de infrarrojos de la muestra obtenida tras la rehidratación del producto calcinado, en condiciones análogas a las utilizadas para la síntesis de las organohidrotalcitas, fue muy similar al de la muestra de hidrotalcita original, observándose la reaparición de las bandas νO-H a 3470 cm-1, O-H a 1650 cm-1 y ν3-CO3 a 1365 cm-1. El pequeño desplazamiento observado en la banda νO-H respecto a su posición en la hidrotalcita original podría reflejar variaciones en el ambiente interlaminar, por ejemplo, en cuanto a las cantidades relativas de CO32- y OH- en las posiciones de cambio, pues mientras que la síntesis de la hidrotalcita original se llevó a cabo en presencia de elevadas concentraciones tanto de Na2CO3 (0.74 M) como de NaOH (3.2 M), la rehidratación se llevó a Número de onda (cm-1) 1000150020002500300035004000 Transmitancia (u.a.) HTCO3 HT500 HT500 rehidratada 1365 3500 1650 3470 3000 3400 1650 1405 1650 1365 Capítulo IV. Sistema hidrotalcita-ácidos grasos insaturados 126 cabo en una disolución acuosa de NaOH 3 mM, en presencia del carbonato disuelto en equilibrio con el CO2 atmosférico. Los espectros de infrarrojos de las diferentes organohidrotalcitas preparadas se muestran en la Fig. IV.24, resumiéndose en la Tabla IV.7 las principales asignaciones de las bandas encontradas en cada uno de ellos. La asignación de las bandas correspondientes a los aniones orgánicos se realizó de acuerdo con Bellamy (1975). Fig. IV.24. Espectros de infrarrojos de la hidrotalcita carbonatada (HTCO3) y de las organohidrotalcitas Dada la similitud estructural de los ácidos grasos utilizados para la modificación de la hidrotalcita, los espectros de las muestras HT-ELA, HT-OLE, HT-LINO y HT-LINOLEN presentaron características comunes. Así, en todas estas muestras la banda correspondiente a la vibración de tensión de los grupos hidroxilos de la hidrotalcita aparece centrada en torno a 3450 cm-1 (con desaparición del hombro a 3000 cm-1 correspondiente al agua asociada al carbonato interlaminar), las vibraciones correspondientes a los grupos –CH2– y – CH3 del anión modificador aparecen cerca de 2955 y 2925 cm-1 (νC-H asim), 2855 Número de onda (cm-1) 1000150020002500300035004000 Transmitancia (u.a.) HTCO3 HT-ELA HT-OLE HT-LINOLE HT-LINOLEN HT-DDS 3010 2925 2855 1550 1405 964 1365 1631 1468 1377 1200 1060 970 3500 1650 3450 3500 1235 1465 2955 3000 Capítulo IV. Sistema hidrotalcita-ácidos grasos insaturados 127 cm-1 (νC-H sim) y 1440-1460 cm-1 ( C-H), la vibración de deformación del agua adsorbida aparece a 1630 cm-1 ( O-H) y las vibraciones de tensión antisimétrica y simétrica correspondientes a los grupos carboxílicos en sus formas aniónicas (νCOO-asim y νCOO-sim) se identificaron próximas a 1550 y 1405 cm-1, respectivamente. Es de destacar la ausencia en los espectros de bandas atribuibles a las vibraciones de tensión C=O de grupos carboxílicos protonados (Xu et al., 2004; Xu y Braterman, 2010), lo que indica que ELA, OLE, LINO y LINOLEN se encuentran asociados a la hidrotalcita en sus formas aniónicas. El hecho de que la vibración de tensión de los grupos hidroxilos de las láminas de hidrotalcita aparezca en HT-ELA, HT-OLE, HT-LINO y HT-LINOLEN desplazada hacia menores números de onda respecto a su posición en la hidrotalcita sin modificar (Fig. IV.24) podría reflejar precisamente la fuerte interacción de los grupos carboxilatos de los aniones modificadores con los grupos OH superficiales de las láminas de hidrotalcita. En todas las muestras se observó un pequeño hombro a 1365 cm-1 que podría corresponder bien a vibraciones de deformación de –CH3 ó de –CH2-, o también indicar una pequeña cantidad residual de iones carbonato ocupando algunas de las posiciones de cambio de la hidrotalcita (Costa et al., 2008). Finalmente, como características distintivas de los espectros, cabe destacar la presencia de la banda a 964 cm-1 en el espectro de HT-ELA, que puede atribuirse a la vibración de deformación fuera del plano de los grupos C-H adyacentes al doble enlace en trans del anión elaidato, y la presencia de la banda cercana a 3010 cm-1 en los espectro de HT-OLE, HT-LINO y HT-LINOLEN, que corresponde a la vibración de tensión de los grupos C-H adyacentes a los dobles enlaces en cis de los aniones correspondientes (Xu et al., 2004). El espectro de la muestra HT-DDS estuvo de acuerdo con el obtenido con anterioridad por otros autores para hidrotalcitas modificadas con dodecilsulfato (Cavani et al., 1991). Aparte de las vibraciones correspondientes a la cadena alquílica, destaca el doblete característico de la vibración de tensión de los grupos S=O del anión dodecilsulfato (νS=O) que aparece a 1235 y 1200 cm-1. Además, las bandas que aparecen en el rango 900-1100 cm-1 también se han asignado a modos de vibración de tensión del grupo sulfato (Clearfield et al., 1991; Wang et al., 2005; Bouraada et al., 2009). Por otra parte, la muestra HTDDS reflejó un menor desplazamiento de la banda correspondiente a los grupos hidroxilos de las láminas de hidrotalcita, que se mantuvo más próxima a su posición en la hidrotalcita original (3500 cm-1), así como una mayor intensidad de la banda de carbonato, a 1377 cm-1, lo que estaría de acuerdo con los resultados del análisis elemental que indicaron un contenido en anión orgánico de la muestra HT-DDS ligeramente inferior al del resto de las organohidrotalcitas preparadas Tabla IV.7. Capítulo IV. Sistema hidrotalcita-ácidos grasos insaturados 128 Tabla IV.7. Asignaciones de las principales bandas encontradas en los espectros de infrarrojos de las organohidrotalcitas. NÚMERO DE ONDA (cm-1) Asignación HT-ELA HT-OLE HT-LINO HT-LINOLEN HT-DDS νOH 3460 3460 3460 3460 3500 ν=CH cis - 3006 3009 3011 - νCH asim 2955 2922 2954 2924 2956 2926 2958 2928 2955 2922 νCH sim 2852 2871 2853 2871 2855 2871 2855 2871 2852 2871 OH 1630 1630 1630 1630 1630 νCOO-asim 1544 1547 1547 1550 - CH 1438-1466 1440-1466 1440-1466 1439-1466 1440-1468 νCOO-sim 1406 1406 1406 1406 - νS=O - - - - 1235 1200 =CH trans fuera del plano 963 - - - - IV.3.1.5. Medidas de potencial Z La Fig. IV.25 muestra las gráficas de distribución de potencial Z obtenidas para la hidrotalcita de partida y para las diferentes organohidrotalcitas preparadas. Las medidas se realizaron al pH resultante de las correspondientes suspensiones acuosas de las muestras (0.15 mg/ml) y que osciló en un rango de 7-8 dependiendo de la muestra. La muestra de hidrotalcita original presentó valores de potencial Z positivos, distribuidos entre +5 y +40 mV y con un máximo a +25.3 mV (Fig. IV.25), próximo al encontrado por Xu et al. (2008) para una hidrotalcita Mg/Al (2:1) con carbonato como anión interlaminar (+34 mV). El valor positivo del potencial Z de la hidrotalcita puede atribuirse a las cargas positivas estructurales de sus láminas, que provoca la formación de la doble capa eléctrica en la superficie de las partículas. Aunque cabe esperar que las cargas localizadas en las superficies internas de la hidrotalcita estén completamente compensadas por los aniones interlaminares y, por tanto, no contribuyan al potencial Z, las cargas estructurales localizadas en las superficies externas sí originan una doble capa eléctrica en la que algunos aniones de cambio pueden desplazarse desde la capa rígida o de Stern a la capa difusa (Fig. IV.26), generando el potencial Z positivo observado en nuestras medidas (Xu et al., 2008). Capítulo IV. Sistema hidrotalcita-ácidos grasos insaturados 129 Fig. IV.25. Distribución de potencial Z de la muestra de HTCO3 original y de las organohidrotalcitas Fig. IV.26. Representación del potencial Z en la muestra HTCO3 HTCO3 +25.3 mV HT-ELA -21.0 mV HT-OLE -22.0 mV HT-LINOLE -14.1 mV HT-LINOLEN -14.6 mV HT-DDS -16.8 mV + + + + + + - + - + - - + + - - - - Capa Difusa Capa Rígida o capa de Stern DisoluciónSuperficie Capítulo IV. Sistema hidrotalcita-ácidos grasos insaturados 130 La modificación de la hidrotalcita con los aniones orgánicos produjo un cambio en la distribución de potencia Z, pasando en todos los casos de valores positivos a negativos, que oscilaron entre -14 y -22 mV. El potencial Z de las organohidrotalcitas siguió el orden: HT-ELA ≈HT-OLE < HT-DDS <HT-LINO ≈ HT-LINOLEN (Fig. IV.25). Xu et al. (2008) atribuyen la inversión del potencial Z de la hidrotalcita en presencia de aniones orgánicos a un exceso de éstos en la superficie externa de las partículas como resultado de interacciones hidrofóbicas entre las cadenas alquílicas, en una situación similar a la que se representa en la Fig. IV.27. Es interesante destacar cómo el potencial Z de HT-LINO y HTLINOLEN es menos negativo que el del resto de las muestras, probablemente como consecuencia de que las interacciones hidrofóbicas entre las cadenas de estos aniones está particularmente dificultada por la presencia de los dos (LINO) o tres (LINOLEN) dobles enlaces en cis en su estructura. Fig. IV.27. Posible distribución de los aniones orgánicos en las superficies internas y externas de la hidrotalcita, según Xu et al. (2008) ++ ++ +++ + Capítulo IV. Sistema hidrotalcita-ácidos grasos insaturados 131 IV.3.1.6. Estabilidad de las organohidrotalcitas La caracterización de las muestras se completó con un estudio en el que se evaluó la estabilidad de las diferentes organohidrotalcitas en una disolución salina de CaCl2 0.01 M. La finalidad de este ensayo fue determinar la posible descomposición de los complejos en presencia de concentraciones relativamente elevadas de sales inorgánicas, ya que ello podría limitar su uso como adsorbente y/o determinar el comportamiento del material en su utilización en aplicaciones medioambientales. Los datos de la Tabla IV.8 reflejan las cantidades de carbono orgánico medidas en disolución tras agitar durante 24 h 20 mg de cada una de las organohidrotalcitas con 10 ml de disolución de CaCl2 0.01 M. Las cantidades de carbono orgánico disuelto se expresaron como porcentajes del contenido total de carbono orgánico de cada una de las organohidrotalcitas. Los datos de la Tabla IV.8 demuestran que, excepto para la muestra HTLINOLEN, las cantidades de carbono orgánico liberadas por las organohidrotalcitas fue muy pequeña, siendo particularmente bajas en el caso de las muestras HT-ELA y HT-OLE (<0.5%) y algo mayores para HT-LINO (2.8%) y HT-LINOLEN (13%). La muestra HT-DDS liberó una cantidad intermedia próxima al 2%. Esta secuencia parece estar relacionada con la hidrofobicidad del anión modificador, probablemente porque ésta determina su tendencia a establecer interacciones hidrofóbicas que estabilicen la estructura de la organohidrotalcita resultante, de forma similar a lo que ocurre con las esmectitas modificadas con cationes orgánicos (Chibwe y Jones, 1983). La presencia de varios dobles enlaces en cis en la estructura del ácido, probablemente unida a una consiguiente mayor solubilidad en agua del mismo, dificultaría el establecimiento de tales interacciones hidrofóbicas, dando como resultado una mayor facilidad del anión orgánico a ser liberado al medio, y por consiguiente, una menor estabilidad de la organohidrotalcita. Tabla IV.8. Porcentaje de carbono orgánico (% TOC) liberado por las organohidrotalcitas en suspensión de CaCl2 0.01 M, expresado en relación al contenido total de carbono de las mismas. Muestras % TOC HT-ELA 0.4 HT-OLE 0.3 HT-LINO 2.8 HT-LINOLEN 12.7 HT-DDS 2.2 Capítulo IV. Sistema hidrotalcita-ácidos grasos insaturados 132 IV.3.2. Evaluación preliminar de las organohidrotalcitas como adsorbentes de plaguicidas y su efecto en la biodisponibilidad IV.3.2.1. Estudios de adsorción La Fig. IV.28 muestra el porcentaje adsorbido de distintos plaguicidas a los adsorbentes del tipo hidrotalcita preparados en este trabajo, mientras que en las Tablas IV.9, IV.10 y IV.11 se detallan el pH de equilibrio y los valores de los coeficientes de adsorción, Kd, agrupados para los plaguicidas ácidos, básicos y neutros, respectivamente. Los estudios de adsorción se realizaron a una concentración inicial de plaguicida de 1 mg/l preparada en agua y a una relación sólido:disolución de 20 mg:8 ml. Fig. IV.28. Porcentajes de adsorción de distintos plaguicidas sobre las muestras de hidrotalcita original, calcinada y modificada con aniones orgánicos. El porcentaje de adsorción dependió del plaguicida y del adsorbente utilizado en cada caso (Fig. IV.28). En el caso de la muestra HTCO3, la adsorción no supera el 10% para ningún plaguicida. La muestra HT500 presenta una elevada capacidad adsorbente para los dos plaguicidas ácidos, clopiralida e imazetapir, con porcentajes adsorbidos del 76 y 58%, respectivamente. Para las muestras de organohidrotalcitas, se observa una mejora de la capacidad de adsorción de los plaguicidas neutros o débilmente básicos respecto a la hidrotalcita tanto original como calcinada, oscilando los porcentajes adsorbidos Muestras % Adsorción 0 20 40 60 80 100 CLOPIRALIDA IMAZETAPIR ATRAZINA TERBUTILAZINA ALACLORO DIURON METALAXIL HTCO3 HT500 HT-ELA HT-OLE HT-LINO HT-LINOLEN HT-DDS Capítulo VII. Bibliografía 235 Dioxinas, Furanos y Hexaclorobenceno: El hexaclorobenceno en perspectiva. Dirección de Investigación sobre Sustancias Químicas y Riesgos Ecotoxicológicos. Instituto Nacional de Ecología-SEMARNAT. México. Costa F.R., Leuteritz A., Wagenknecht, Jehnichen D., Häuβler L., Heinrich G. 2008. Intercalation of Mg-Al layered double hydroxide by anionic surfactants: preparation and characterization. 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