Valorización del extrusionado de fresa residual mediante digestión anaerobia. Optimización del proceso con elementos trazas

1 Equation Chapter 1 Section 1 Proyecto Fin de Grado Grado en Ingeniería Química Valorización del extrusionado de fresa residual mediante digestión anaerobia. Optimización del proceso con elementos trazas. Autor: Elena Jiménez Páez Tutor: Mónica Rodríguez Galán/ Fernando González Fermoso Dpto. Ingeniería Química y Ambiental Escuela Técnica Superior de Ingeniería Universidad de Sevilla Sevilla, 2020 2 3 Proyecto Fin de Grado Grado en Ingeniería Química Valorización del extrusionado de fresa residual mediante digestión anaerobia. Optimización del proceso con elementos trazas. Autor: Elena Jiménez Páez Tutores: Mónica Rodríguez Galán Fernando González Fermoso Dpto. de Ingeniería Química y Ambiental Escuela Técnica Superior de Ingeniería Universidad de Sevilla Sevilla, 2020 4 5 Proyecto Fin de Carrera: Valorización del extrusionado de fresa residual mediante digestión anaerobia. Optimización del proceso con elementos trazas. El tribunal nombrado para juzgar el Proyecto arriba indicado, compuesto por los siguientes miembros: Presidente: Vocales: Secretario: Acuerdan otorgarle la calificación de: Autor: Elena Jiménez Páez Tutores: Mónica Rodríguez Galán Fernando González Fermoso 6 Sevilla, 2020 El Secretario del Tribunal 7 A mi familia A mis profesores A mis amigos 8 9 Agradecimientos En primer lugar, agradecer a mi familia por todo el apoyo que me han dado todos estos años, por cada uno de los altibajos que han surgido a lo largo de la carrera que cuando eran malos han sabido aliviar con sus consejos y cuando había aprobados y recompensas eran los primeros que saltaban de alegria. Gracias por brindarme la oportunidad de poder tener una carrera profesional y sobre todo por ser la familia que sois, que siempre será mi mayor orgullo. Agradecer a todos mis compañeros de la carrera y amigos por los momentos vividos desde el primer día hasta el último. Por todas esas horas en la sala de estudio, por esos momentos de nervios en los sótanos pre-examenes, esos días de agobio extremo que a pesar de que están en la misma situación que tú saben como calmarte, pero, sobre todo por todos esos viajes, fiestas y risas juntos. Definitivamente, se convierten en tu familia. En especial agradecer a Jenni, Cristina, Silvia y Rocío os quiero mucho. Muchas gracias, Plácido por hacerme siempre ver la luz al final del túnel y por todo el apoyo que me has dado en este periodo. Belén gracias por aguantarme desde que teníamos 4 años, por decirme que saliese cuando la cabeza no me daba para más y por apoyarme siempre. Por último, muchas gracias, Andrés por animarme y convencerme de que merecía la pena realizar las prácticas en el laboratorio, que, aunque le iba a tener que dedicar mucho esfuerzo y sacrificio sin duda iba a merecer la pena. Os quiero. También quiero agradecer a mis compañeros de laboratorio, donde realicé los experimentos del presente trabajo por cada momento vivido allí, por tener un ambiente sano, trabajador y feliz, por ayudarme en todo lo que he necesitado, por ese auge cultural siendo más latinoamericanos en el laboratorio que españoles a los cuales adoraré siempre, que recordad, Fernanda, Evelin y Adriana, nos vemos en el Caribe. Pero, sobre todo, por enseñarme que hay vida fuera de la universidad y que si te gusta tu trabajo la motivación sale hasta de las paredes. Muchas gracias, Juan, Ángeles y Ainoa, por cada charla emocional y por hacerme sentir una más. Por último, agradecer a mis profesores, y a mis tutores Mónica Rodríguez y Fernando González, por tratarnos como iguales y enseñarme conocimientos y valores hasta el final de este periodo. Elena Jiménez Páez Sevilla 2020 16 3.6.2 Alcalinidad 42 3.6.3 Demanda química de oxígeno total y soluble (DQOt y DQOs) 43 3.6.4 Sólidos totales, minerales y volátiles 44 3.6.5 Ácidos grasos volátiles 46 3.6.6 Azúcares totales disueltos 47 3.6.7 Fenoles 47 4 Resultados y discusiones 49 4.1 Efectos de los pretratamientos hidrotérmicos y posterior extracción de compuestos bioactivos. 49 4.1.1 Caracterización fisicoquímicas de los sustratos obtenidos 49 4.1.2 Estudio de los fenoles totales en las fases obtenidas 50 4.1.3 Estudio de los azúcares solubles en las fases obtenidas 51 4.2 Estudio de la digestión anaerobia tras los pretratamientos hidrotérmicos de 170 ºC y 220 ºC 52 4.2.1 Estudio de la digestión anaerobia del extrusionado de fresa tras el pretratamiento hidrotérmico a 170 ºC y extracción de compuestos fenólicos. 52 4.2.2 Estudio de la digestión anaerobia del EFR tras el pretratamiento hidrotérmico a 220 ºC y extracción de compuestos fenólicos 61 5 Conclusiones 69 6 Referencias 71 17 ÍNDICE DE TABLAS Tabla 1.Funciones principales de varios oligoelementos en diversas enzimas cuya función es catalizar las reacciones en los reactores (Fermoso et al. 2008). ..................................................................................... 31 Tabla 2. Datos generales de ambos pretratamientos hidrotérmicos. ......................................................... 36 Tabla 3. Cálculo de Fase sólida y Fase líquida que hay que añadir diariamente a los reactores a partir de la VCO. .......................................................................................................................................................... 41 Tabla 4. Caracterización de los sustratos. ................................................................................................... 49 Tabla 5. Comprobación en porcentaje de la acumulación en los reactores. ............................................. 60 Tabla 6. Comprobación en porcentaje de la acumulación en los reactores. ............................................. 68 18 19 ÍNDICE DE FIGURAS Figura 1.Producción mundial de frutos rojos. ............................................................................................ 22 Figura 2. Producción de frutos rojos en España. ........................................................................................ 22 Figura 3. Esquema de obtención del EFR. ................................................................................................. 23 Figura 4. Esquema de las fases de los procesos anaerobios (Serrano, Moral 2015). ............................... 28 Figura 5. Esquema del proceso.................................................................................................................... 34 Figura 6. EFR. .............................................................................................................................................. 35 Figura 7. Inóculo Copero. ............................................................................................................................ 36 Figura 8. Reactor inyección de vapor…. ..................................................................... 39 Figura 9. Reactor “Steam Explosion” ..................................................................... 37 Figura 10. Centrífuga de eje vertical. .......................................................................................................... 37 Figura 11. Columna de extracción de fenoles .................................................................................... 40 Figura 12. Fase líquida extraída de la columna. ......................................................................................... 38 Figura 13. Esquema del proceso de producción de biogas. ....................................................................... 39 Figura 14. Reactores de la planta piloto .................................................................. 42 Figura 15. Borboteadores y gasómetros medidores de biogás .................................................................. 40 Figura 16. Diagrama de Gantt de las operaciones del reactor a partir del día 209 del experimento, siendo ORL la velocidad de carga orgánica (VCO) ............................................................................................... 41 Figura 17. pHmetro Crison. ......................................................................................................................... 42 Figura 18. Equipo de medición de la alcalinidad. ...................................................................................... 43 Figura 19. Digestor de las muestras de DQOsoluble. ........................................................................ 46 Figura 20. Bureta de valoración de la DQOtotal ........................................................................................ 44 Figura 21.Espectrofotómetro para la determinación de la DQOsoluble. ................................................. 44 Figura 22. Balanza analítica. .................................................................................. 48 Figura 23. Estufa a 105ºC ................................................................................................................ 48 Figura 24. Mufla a 550ºC. ........................................................................................................................... 46 Figura 25. Microplaca determinación de azúcares. .................................................................................... 47 Figura 26. Biorad lector de microplacas. .......................................................................................... 49 Figura 27. Microplaca de fenoles. ............................................................................................................... 48 Figura 28. Fenoles solubles en el extrusionado de fresa y en las fases liquidas y solidas. ...................... 50 Figura 29. Comparación de azúcares solubles. .......................................................................................... 51 20 Figura 30. Evolución del pH a lo largo de la experiencia en los reactores de 170 ⁰C. ............................ 52 Figura 31. Evolución de la alcalinidad en los reactores de 170 ºC a lo largo de la experiencia. ............ 53 Figura 32. Evolución de los sólidos totales de los reactores de 170 ºC. ................................................... 54 Figura 33. Evolución de la cantidad presente en los reactores de 170 ºC de sólidos volátiles. .............. 54 Figura 34. Evolución de la degradación química de oxígeno en los reactores de 170 ºC a lo largo de la experiencia. .................................................................................................................................................... 55 Figura 35. Totalidad de los ácidos grasos volátiles en el reactor 1 a lo largo de la experiencia. ............ 56 Figura 36. Ácidos grasos volátiles en el reactor 2 a lo largo de la experiencia. ....................................... 56 Figura 37. Ácidos grasos volátiles en el reactor 3 a lo largo de la experiencia ........................................ 57 Figura 38. Cantidad de fenoles formados en los reactores de 170 ºC a lo largo de la experiencia. ........ 58 Figura 39. Producción de biogás semanal en mL CH4/g SV. ................................................................... 59 Figura 40. Biodegradabilidad de la materia orgánica. ............................................................................... 60 Figura 41. Evolución del pH para los reactores de 220 ºC. ....................................................................... 61 Figura 42. Evolución de la alcalinidad en los reactores de 220 ºC a lo largo de la experiencia. ............ 61 Figura 43. Evolución de los sólidos totales en los reactores de 220 ºC a lo largo de la experiencia. ..... 62 Figura 44. Evolución de la cantidad presente en los reactores de 220ºC de sólidos volátiles. ............... 63 Figura 45. Evolución de la degradación química de oxígeno para los reactores de 220 ºC a lo largo de la experiencia. .................................................................................................................................................... 64 Figura 46. Ácidos grasos volátiles presentes en el reactor 4 a lo largo de la experiencia. ...................... 64 Figura 47. Ácidos grasos volátiles en el reactor 5 a lo largo de la experiencia. ....................................... 65 Figura 48. Ácidos grasos volátiles presentes en el reactor 6 a lo largo de la experiencia. ...................... 65 Figura 49. Cantidad de fenoles formados en los reactores de 220 ºC a lo largo de la experiencia. ........ 66 Figura 50. Producción de biogás en mL CH4/g SV. ................................................................................. 67 Figura 51. Biodegradabilidad de la materia orgánica. ............................................................................... 68 21 1 INTRODUCCIÓN 1.1 Propiedades de la fresa y su producción anual a fresa es una planta de la familia de las rosáceas, cuyo fruto es comestible y de color rojo brillante. El fruto presenta una gran cantidad de pepitas, llamadas aquenios, los cuales se pueden encontrar hundidos, superficiales o sobresalientes de la pulpa. La fresa presenta características antiinflamatorias, antiulcerosas, astringentes, antibacterianas, antioxidantes y antifúngicas (Hemmati et al., 2020). Estas características son beneficiosas y se debe a los numerosos compuestos que contiene la fresa, como los ácidos cítricos (aportan un 92% de acidez), salicílico, málico y oxálico (Määttä-Riihinen, K. R., Kamal-Eldin, A., & Törrönen, 2004), los compuestos fenólicos como antoniacianinas, flavonoides y nutrientes como los azúcares, principalmente la glucosa, sacarosa y fructosa, vitamina C, ácido fólico y minerales como el magnesio, hierro, manganeso y potasio (Żebrowska, J., Dyduch- Siemińska, M., Gawroński, J., Jackowska, I., & Pabich, 2019). Por tanto, la fresa posee gran riqueza mineral y se considera un elemento muy indicado para curas de remineralización y para tratamientos de déficits nutricionales (Junta de Andalucía, Consejería de Agricultura, Ganadería, 2008). Los fitoquímicos de fresa se representan principalmente por la gran cantidad de compuestos fenólicos que contiene. La clase principal de compuestos fenólicos son los flavonoides, principalmente antocianinas y los flavonoles que tienen una menor contribución, seguidos por los taninos y los ácidos fenólicos. Las antocianinas son los compuestos fenólicos más conocidos de las fresas, esto se debe a que son las responsables de aportales su color rojo tan carasterístico. Los compuestos fenólicos junto con la vitamina C están relacionados con el poder antioxidante de las frutas, concretamente las fresas presentan entre 2 a 11 veces una capacidad mayor que las peras, manzanas y las uvas (Francesca, G., Sara, T., José, A., Jose, L. Q., Bruno, M., & Maurizio, 2012; Kelebek and Selli, 2011). A nivel mundial, según la organización de las Naciones Unidas para la Alimentación y la Agricultura (FAOSTAT, 2020), la fresa es el fruto rojo más producido en el mundo. En la Figura 1 se muestra la producción de los frutos rojos en la última década cuya producción de fresa en la última década ha aumentado de casi 6 toneladas/año en 2008 hasta 9 toneladas/año en 2018. Esta producción de fresa corresponde con un área cosechada de 373 miles de hectáreas métricas (FAOSTAT, 2020). L 22 Figura 1.Producción mundial de frutos rojos. El primer productor de fresas en Europa es España, cuya producción se encuentra reflejada en la Figura 2 (FAOSTAT, 2020). Según los datos estadísticos, en 2018 se exportó el 78% de las fresas producidas en España al resto de países de la Unión Europea (Pérez, 2019) . El 90% de la producción en España corresponde a la provincia de Huelva, que a su vez corresponde con el 99,7% de la producción de fresa en Andalucía (Junta de Andalucía, Consejería de Agricultura, Ganadería, 2019). Figura 2. Producción de frutos rojos en España. 0 2000 4000 6000 8000 10000 12000 2008 2009 2010 2011 2012 2013 2014 2015 2016 2017 2018 Producción (miles de toneladas) Fresa Frambuesa Arándano azul berries nes Grosellas Arándano rojo 0 50 100 150 200 250 300 350 400 450 500 2008 2009 2010 2011 2012 2013 2014 2015 2016 2017 2018 Producción (miles de toneladas) Fresa Frambuensa Arándano azul berries nes Grosellas Arándano rojo 23 1.2 Obtención del extrusionado de fresa residual La mayor parte de la producción de fresa se vende como fruta fresca, pero existe una alternativa para aquella fruta que no se pueda comercializar en el mercado fresco, por eso de los cultivos de fresa se destina un 21% para la transformación de productos derivados, como sería la producción de mermelada, yogur y saborizantes (MAPA, 2019; Siles, A., Guti, M.C., Angeles, M., Serrano, 2016). Dichos productos o subproductos son elaborados a partir del concentrado de fresa que se obtiene mediante un extrusionado de la misma. Para llegar a ese resultado se ha de realizar el siguiente proceso: La fresa llega a la fábrica con un camión frigorífico, ya que el periodo de conservación de la fresa es muy corto. La cámara ha de tener una temperatura de 0 ºC y mantener una humedad relativa de entre el 90- 95%. Una vez llega a la fábrica se produce el triaje y lavado de éstas para su posterior tamizado e inactivación enzimática (mediante un tratamiento térmico a 65 ºC) y así obtener el concentrado de fresa. Los tamices son los responsables de retener la fracción residual formada por la parte fibrosa y los aquenios. A este residuo se le llama extrusionado de fresa residual (EFR). Figura 3. Esquema de obtención del EFR. La mayor parte del EFR generado durante el proceso industrial se considera un residuo, y por consiguiente normalmente se deposita en vertedero. Es necesario destacar que los procedimientos llevados a cabo con la gestión de residuos ha de cumplir la legislación pertinente. 24 1.3 Gestión de los residuos agroalimentarios y posibles tratamientos Según la ley 22/2011 un residuo es toda aquella sustancia u objeto cuyo poseedor deseche o tenga la intención de desechar. El EFR es un residuo que podría considerarse subproducto. Se considera un subproducto a toda aquella sustancia u objeto resultante en un proceso de producción cuya finalidad no sea la producción de esa sustancia u objeto. Para considerarse un subproducto debe cumplir las siguientes restricciones: - Se debe tener la seguridad de que la sustancia y objeto va a ser utilizado ulteriormente. - La sustancia u objeto puede utilizarse directamente sin someterse a ninguna transformación posterior diferente a la utilizada en la práctica industrial habitual. - Su uso posterior debe cumplir todos los requisitos para que no produzca impactos adversos para la salud humana o del medio ambiente. En Europa se ha propuesto una gestión más sostenible de estos residuos, como la reutilización de estos recursos como materiales potenciales de alto valor añadido. Esto puede ser un beneficio social, económico y medio ambiental ya que de alguna forma se aspira a la eliminación progresiva de los vertidos y aumentar la eficiencia energética (Junta de Andalucía, Consejería de Agricultura, Ganadería, 2019b). Los residuos se gestionan mediante una valorización y eliminación. Las operaciones de valorización contienen un código identificado por la letra R, cuyo significado es la posible recuperación, regeneración, reutilización y reciclado, mientras que los residuos que se gestionan por operaciones de eliminación, se identifica por la letra D, que tiene como fin ser desechado y por tanto enviado a vertederos (Junta de Andalucía, Consejería de Agricultura, Ganadería, 2019b). Siguiendo estas directrices, se distinguen los siguientes tratamientos (Ley Orgánica, 2011): • Reutilización: proceso en el cual se recuperan los productos destinados como residuos para un nuevo uso sin sufrir transformaciones. • Reciclar: proceso en el que los residuos se convierten en un nuevo producto. De esta forma, la materia prima se vuelve a incorporar en un nuevo ciclo sin gasto energético y sin producirse un aumento de volumen de los residuos. • Reducción: proceso en el que se intenta minimizar la cantidad de residuos y el uso de energía durante la fabricación. Las autoridades ambientales promueven las medidas que ofrece el artículo 22 de la Directiva 2008/98/CE, cuyos planes y programas de gestión están previstos en el artículo 14, impulsando: - La recogida separada de biorresiduos para destinarlos al compostaje o a la digestión anaerobia, particularizando la fracción vegetal, los biorresiduos de grandes generadores y generados en hogares. 25 - El tratamiento de los biorresiduos recogidos separadamente, de forma que se proteja al medio ambiente y se lleve directamente a las instalaciones específicas sin que se produzcan alteraciones ni mezclas de residuos a lo largo del proceso. - Utilización del compost producido a partir de los biorresiduos que sean ambientalmente seguros para la reutilización en los sectores agrícolas, la jardinería y regeneración de áreas degradadas como sustituyentes de fertilizantes minerales. En la actualidad los métodos más comunes para la gestión de residuos alimentarios son la incineración y los vertederos. El principal inconveniente del cúmulo de biomasa es que puede haber fugas una vez depositado el residuo y provocar la contaminación del suelo o lixiviación y la ocupación del terreno. También puede provocar la contaminación atmosférica (Wang, J. Y., Liu, X. Y., Kao, J. C., & Stabnikova, 2006). En España, según Eurostat 2020 solamente se recicla 84 kilogramos per cápita al año de residuos biológicos mediante compostaje y digestión anaerobia. Para poder evitar la deposición de los residuos alimentarios en vertederos, como el EFR, se han propuesto una serie de opciones que seran beneficiosas para la economía circular y más sostenible (Hemmati et al., 2020): • Compostaje: proceso biológico que transforma residuos orgánicos en presencia de oxígeno en compost, siendo éste un fertilizante (Toledo, M., Siles, J., & Martín, 2018). • Biometanización/ Digestión anaerobia: este tratamiento transforma la materia orgánica gracias a microorganismos anaeróbicos (ausencia de oxígeno), para la producción de biogás y por tanto capaces de producir calor y electricidad (Trujillo-Reyes et al., 2019). • Incineración: proceso en el que se genera una reacción de combustión a elevadas temperaturas, cuyo objetivo principal es reducir el tamaño de los residuos hasta un 95%. Su principal problema es el elevado costo ya que necesita gran cantidad de energía eléctrica y personal cualificado. • Pirólisis: degradación térmica de los residuos con el mismo objetivo de la incineración, reducción del tamaño, pero en ausencia de oxígeno. Su resultado son gases o líquidos de naturaleza inerte (Stevens, M. D., Black, B. L., Lea-Cox, J. D., Sadeghi, A. M., Harman-Fetcho, J., Pfeil, E., ... & Hapeman, 2009). Una buena opción para la gestión de este residuo sería la digestión anaerobia. El mayor problema que se puede encontrar es que se perdería gran cantidad de compuestos de alto valor añadido que son beneficiosos para la salud, es por este motivo que se propone realizar un pretratamiento para así poder extraer estos compuestos y favorecer las reacciones producidas durante el proceso de la digestión anaerobia (Gagneten et al., 2019). 32 Anteriormente en el mismo laboratorio se han realizado adiciones de elementos traza al EFR en BMP (por lotes) en reactores de digestión anaerobia, obteniendo el níquel como uno de los elementos traza que mejoraban la producción de biogás (Alonso Segovia, 2019). 2 OBJETIVOS Y ALCANCE Este proyecto tiene dos objetivos principales, 1. En primer lugar, el estudio del efecto del EFR tras un pretratamiento hidrotérmico, y la extracción de compuestos de alto valor añadido en reactores de digestión anaerobia. 2. En segundo lugar, el estudio del rendimiento del proceso de digestión anaerobia tras la adición de metales traza, en este caso niquel. Para poder alcanzar esos objetivos, se han realizado los siguientes procesos: - Tratamientos hidrotérmicos a dos condiciones diferentes, se realiza a las temperaturas de 170 ºC a 5 bares durante 60 minutos y steam explotion 220 ºC a 32 bares durante 5 minutos. - Extracción de los compuestos fenólicos solubilizados en las fases liquidas después de la realización de los pretratamientos hidrotérmicos. - Caracterización del EFR, y de las fases obtenidas tras los pretratamientos hidrotérmicos y extracción de los compuestos fenolicos. - Proceso de digestión anaerobia a partir de la fase sólida y fase liquida desfenolizada tras los pretratamientos y evaluación de los parámetros de control del proceso de digestión anaerobia. - Adición de metales traza en el proceso de digestión anaerobia, concretamente Níquel (8 mg/l) y evaluación de los parámetros de control del proceso de digestión anaerobia. 34 Figura 5. Esquema del proceso. 35 3 MATERIALES Y MÉTODO 3.1 Extrusionado de fresa residual e inóculo La empresa que suministra el sustrato utilizado para los ensayos es HUDISA S.A, cuya localización se encuentra en Lepe (Huelva). Hudisa surge del conjunto de 19 cooperativas productoras de frutos rojos, sugiriendo la transformación de la fruta de industria. Esta empresa procesa y comercializa concentrados, purés y fruta congelada de frambuesa, mora arándano y fresa (HUDISA, 2020). Todos estos productos provienen de la misma provincia de Huelva, que como se ha dicho anteriormente, es la zona que produce la mayor parte de los frutos rojos de Europa y la segunda del mundo. El EFR se obtuvo el 18 de marzo del 2018, el cual se generó mediante una extrusión de tornillo doble y luego pasado por un tamiz de 0,5 mm. Su conservación se realiza en una cámara frigorífica cuya temperatura se encuentra a -20 ºC, almacenándose de forma individual, en bolsas de plástico herméticas para evitar su deterioro. Cuando es necesario la utilización del extrusionado, se almacena en una cámara frigorífica a 4 ºC para evitar su fermentación. Figura 6. Extrusionado de fresa EFR. En este estudio, como fuente de inóculo para la digestión anaerobia se ha empleado un lodo proveniente del tratamiento anaerobio de las aguas residuales, que fue sumistrado por el EDAR EL COPERO (EMASESA), localizada en Dos Hermanas (Sevilla). Esta estación depuradora de aguas residuales tiene una capacidad actual de tratamiento de 255.000 m3/día y depura las aguas de la cuenca sur de Sevilla, del polígono industríal La Isla y la población de Dos Hermanas. La muestra se obtuvo el 12 de marzo de 2019 y se conserva en garrafas de 5 litros en una cámara frigorífica a 4 ºC. 36 Figura 7. Inóculo Copero. 3.2 Pretratamiento hidrotérmico Se han propuesto dos pretratamientos hidrotérmicos diferentes a 170 ºC y a 220 ºC, los cuales han sido realizados en la planta piloto del Instituto de la Grasa, sede del CSIC en Sevilla. El reactor con el que se realiza el pretratamiento hidrotérmico a 170 ºC (Figura 8), opera por inyección de vapor (se calienta de forma directa e indirectamente debido a una camisa externa por la que circula vapor de agua), y en régimen discontínuo. Tiene una capacidad de 100 L y puede alcanzar una temperatura y presión máxima de 190 ºC y 12 bar. En el reactor se introducen 4,93 kilogramos de EFR durante 60 minutos a una presión de 8,7 bar dando como resultado un sustrato. Por otro lado, el reactor que opera a 220 ºC (Figura 9) es de “steam explosión”, el EFR se trata con vapor sobrecalentado provocando una perdida de carga tan elevada que desencadena una descomposición explosiva del extrusionado. El reactor opera en régimen discontínuo pudiendo alcanzar una temperatura y presión máxima de 240 ºC y 2,7 bar. Para el tratamiento realizado en esta experiencia de 220 ºC se introducen 4,239 kilogramos de fresa durante 5 minutos a una presión de 30 bar obteniéndose de nuevo otro sustrato. En la Tabla 2, se presentan los resultados obtenidos de ambos pretratamientos hidrotérmicos. Tabla 2. Datos generales de ambos pretratamientos hidrotérmicos. T [ºC] P [bar] Tiempo [min] Masa inicial [kg] Masa final FS [kg] Masa final FL [kg] Agua añadida Ratio FS Ratio FL Pretratamiento 1 170 8,7 60 4,93 2,36 12,72 10,15 16 84 Pretratamiento 2 220 30 5 4,239 3,50 11,98 11,241 23 77 37 Figura 8. Reactor inyección de vapor Figura 9. Reactor “Steam Explosion” 3.3 Preparacion de muestras La masa que se genera en el reactor durante el pretratamiento hidrotérmico se introduce en un equipo de centrifugación de eje vertical, cuya capacidad máxima es de 20 kg. En el interior de la centrífuga se encuentra un filtro de polipropileno donde el residuo sólido queda retenido, siendo ésta la fase sólida (FS). La fase líquida (FL) sale por una boca perpendicular como se puede ver en la Figura 10. Figura 10. Centrífuga de eje vertical. Para la caracterización de la FL, se eliminó el sólido que queda en suspensión. Una vez centrifugado, se filtra la muestra con microfiltros de nylon de 0,45 micrometros. Para la extracción de compuestos solubles de la FS, se introduce en un recipiente 20 g de FS diluyéndose con 160 g de agua, ésta mezcla se lleva a agitación y se deja durante 24 horas. Una vez pase el tiempo, se filtra 38 la muestra con los microfiltros de 0,45 micrometros (Thompson, W.H., Leege, P.B., Millner, P.D., Watson, 2001). 3.4 Extraccion de compuestos bioactivos Para la extracción de compuestos fenólicos se utiliza una columna de adsorción-desorción (Figura 11) de 4,5 centímetros de diámetro y 140 centímetros de altura. Esta columna se rellena de una resina adsorbente Amberlite XAD16, cuya función es adsorber los compuestos fenólicos ya que se quedan atrapados en sus poros. Esta resina es capaz de tratar 10 L de fase liquida por cada litro de resina introducida en la columna. Cuando se introduce la resina en la columna, es necesario realizar una limpieza de la columna y posteriormente activar la resina. Para ello se introducen 2 L de agua y a continuación 1 L de etanol al 96%. La columna se rellena de la fase líquida obtenida en el pretratamiento hidrotérmico que irá pasando a través de la resina y se obtendrá una fase líquida desfenolizada o extraida (FLE) (Figura 12). Esta extracción de compuestos se realiza de igual manera para los reactores de 170 ºC y los de 220 ºC. Por ultimo, se extraen los fenoles de la resina con 1 L de etanol 80 % y otro litro al 96 %, donde se concentran todos los fenoles que se han extraido. Figura 11. Columna de extracción de fenoles Figura 12. Fase líquida extraída de la columna. 3.5 Digestión anaerobia 3.5.1 Montaje de los reactores En primer lugar, se realizó el montaje de 6 reactores cuyo funcionamiento es en regimen semi-contínuo. Cada reactor tenía una capacidad de 2 L, pero su volumen útil era de 1,7 L. Todos los reactores estaban 39 fabricados de vidrio, los cuales tenían 2 orificios, uno de ellos se utilizaba para la alimentación y extracción de muestras y el otro para la extracción del biogás que se genera. Los reactores son de mezcla perfecta para así favorecer el flujo de materia, por ello a cada reactor se le añadió un imán y posteriormente se colocó encima de un agitador. Cada agitador tenía la opción de regular la velocidad de agitación, así se controlaba que no se produgesen espuma y se mantuviese homogeneo. Para tapar el orificio de la alimentación se colocó un tapón de goma, el cual se agujereó y se le introdujo un tubo que llegase a una profundidad media del reactor. A la salida de ese tubo se colocó una goma flexible que permitiese la entrada de la carga, teniendo en cuenta que no es posible la entrada de aire, cada vez que se alimentaba o se extraía la misma cantidad de muestra del reactor, se debía colocar una pinza metálica que estrangulase esta goma y así impedir la entrada de aire. La alimentación y la extracción se realizaban con jeringillas de 100 mL de capacidad. El otro orificio cuyo funcionamiento era la salida de biogas se enroscó un adaptador al reactor de forma que quedase conectado a un tubo de goma donde pasaba el biogas. Ese biogas producido (CH4+CO2) se desplazaba por el tubo de goma hasta una trampa y luego se dirigía a unos borboteadores de hidróxido de sodio (3 normal), cuya función era atrapar el CO2 en forma de carbonato y así permitir que solo cirsulase el CH4. A continuación, ese biogas llega a unos depósitos que contienen agua (gasificadores) y por diferencia de presión, hace que desplace el agua y caiga a un bidón vacío. El agua que cae en el bidón correspondería con la cantidad de CH4 producido por los reactores. En la Figura 13, se muestra una representación gráfica del proceso explicado. Figura 13. Esquema del proceso de producción de biogas. 40 Figura 14. Reactores de la planta piloto Figura 15. Borboteadores y gasómetros medidores de biogás 3.5.2 Operación de los reactores La digestion anaerobia de las fases obtenidas tras los pretratamientos hidrotérmicos de 170 y 220 ºC y posterior extracción de los compuestos fenólicos (FS+FLE) se ha llevado acabo durante 312 días. La digestion anaerobia tenia las siguientes condiciones, tenia un caudal de 70 mL/día y un tiempo de retención hidráulica (TRH) de 25 días, para asegurarse que los reactores se habían estabilizado a diferentes velocidades de carga orgánica (VCO) se realizaron tres veces cada THR, por tanto, su TRH final sería de 60 dias. En este trabajo se estudia a partir del día 209. A lo largo del ensayo de digestión anaerobia se ha ido modificando la VCO de la siguiente manera por orden cronológico: - Reactores de pretratamiento hidrotérmico a 170 ºC (1; 1,5; 1; 1,25; 1,5; 1 VCO). - Reactores de pretratamiento hidrotérmico a 220 ºC (1; 0,5; 1; 0,75; 1 VCO). Este TFG comienza el día 2 de diciembre de 2019 (día 209 del experimento) cuando al reactor de 170 ºC se le estaba añadiendo 1,25 VCO y al reactor de 220 ºC 0,75 VCO. El día 259 comenzó la inyecta de 5 mg/L de níquel a cada uno de los reactores. Para que esto fuese posible, se realizó una dilución de 8 mg/L de níquel en 100 mL con agua destilada. Como el reactor tiene un volumen útil de 1,7 L, para que la concentración de niquel se mantuviese constante se le añadió a cada reactor 8,5 mg, obteniéndose un resultado de 1.062,5 µL de 41 niquel que habría que inyectar el primer día. el primer día. La inyección de níquel se realiza diariamente para mantener constante los niveles y que no se consuma a lo largo del tiempo, por lo que habría que añadir todos los días el resultado de la (Ec. 1) Concentración diaria=1.062,55 µL níqueL 24 dias ·7dias semana 5 dias laborables=62µLníqueL día 𝐄𝐜.𝟏 Los valores de la velocidad de carga orgánica se han representado en las Tabla 2, junto con los resultados de fase sólida y fase líquida que habría que añadir para cada carga y tratamiento hidrotérmico. Tabla 3. Cálculo de Fase sólida y Fase líquida que hay que añadir diariamente a los reactores a partir de la VCO. 170 ºC 220 ºC VCO Fase sólida Fase líquida Fase sólida Fase líquida 0,75 - - 14,87 87,51 1 9,42 50,79 17,35 59,37 1,25 11,78 63,49 - - 1,5 14,14 76,19 - - Figura 16. Diagrama de Gantt de las operaciones del reactor a partir del día 209 del experimento. 48 debe a que uno de sus componentes principales como son los taninos realizaba un efecto adverso en la digestibilidad de las proteínas (García Martínez E. M., Fernández Segovia, I., & Fuentes López, 2015). Para la determinación de fenoles se ha utilizado el método colorimétrico o Folin-Cicocalteu. El reactivo utilizado es una mezcla de molibdato sódico con wolframato sódico. Estos reactivos reaccionan con los compuestos fenólicos que se encuentran en la muestra. El folin cuyo color es amarillo, cuando se reduce por los compuestos fenólicos da un color azul intenso. La intensidad de este color se mide en el biorad a 655 nm (Singleton, V.L., Rossi, 1965). Para la extracción de los compuestos fenólicos se introducen 10 mL de muestra en un bote opaco de 100 mL de capacidad. A continuación, se introducen 20 mL de metanol al 80%. Una vez hecha la solución se lleva al baño ya precalentado a 70ºC durante 1 hora. Transcurrido el tiempo, se sacarán los botes y cuando se enfríen se filtrarán y se depotaran a erpendors de 2 mL. Para realizar el análisis de las muestras se han preparado una dilución de carbonato sódico, y el reactivo folin-cicocalteu. En una microplaca (Figura 27) se realiza por triplicado cada muestra diluida, incorporando 20 µL de muestra, 80 µL de la dilución de carbonato sódico y 100 µL de Folin. Se esperan 10-15 minutos y se mide la absorbancia a 655 nm en el Bio-rad (Figura 26), cuyo modelo es iMark (Hércules, CA, EE. U). Figura 26. Biorad lector de microplacas. Figura 27. Microplaca de fenoles. 49 4 RESULTADOS Y DISCUSIONES En el siguiente apartado se van a mostrar los resultados del presente trabajao, cuya division va a ser por un lado el proceso del pretratamiento hidrotérmico y la extracción de compuestos bioactivos, y por otro lado el proceso de digestion anaerobia. 4.1 Efectos de los pretratamientos hidrotérmicos y posterior extracción de compuestos bioactivos. 4.1.1 Caracterización fisicoquímicas de los sustratos obtenidos En la Tabla 4 se muestran los valores de pH, sólidos totales, sólidos volátiles, sólidos minerales y la humedad del extrusionado de fresa. Tabla 4. Caracterización de los sustratos. Como se muestra en la Tabla 4 se puede observar que los valores de pH se encuentran en torno a 4, cuyo valor puede deberse a la degradación de los ácidos del EFR, este valor habrá que tenerlo en cuenta en los posteriores procesos biológicos. Del EFR el 96 % de los sólidos totales corresponde a sólidos volátiles. En el pretratamiento hidrotérmico de 170 ºC la cantidad total de sólidos volátiles presentes en FS+FL son de 123.940 mg/kg de EFR y en el pretratamiento hidrotérmico con la cantidad de sólidos volátiles presentes en el pretratamiento hidrotérmico de 220 ºC hay 130.587 mg/kg EFR, habiendo en ambos pretratamientos una cantidad inferior de aproximadamente del 10 %, esto quiere decir que el sustrato tiene gran cantidad de materia orgánica. El 4% restante de los sólidos totales corresponde con los sólidos minerales, los cuales pueden estar 50 presentes como sales y/o carbonatos El EFR tiene una humedad relativa bastante alta, en torno al 85%, si se compara la humedad de las fases sólidas de 170 ºC y 220 ºC se puede observar cómo la humedad de la fase sólida del pretratamiento hidrotérmico de 220 ºC tiene un 6 % más de humedad relativa que la fase sólida del pretratamiento hidrotérmico de 170 ºC esto es debido al tipo de tratamiento steam explotion a 220 ºC. De mismo modo, la humedad de la fase líquida de 220 ºC tiene un valor de 98,4%, que es mayor que en el tratamiento hidrotérmico de 170 ºC, cuyo valor es de 98,1%, siendo la diferencia el valor de los sólidos en suspensión. Por último, en la Tabla 4 se puede observar los datos obtenidos de la DQO total y soluble para cada una de las fases. Los valores más elevados de la DQOtotal corresponden con las fases sólidas, siendo la del pretratamiento hidrotérmico de 220 ºC mayor que el de 170 ºC un 37 %. Las fases líquidas de ambos tratamientos podrían considerarse prácticamente del mismo valor. Con respecto a la DQOsoluble, la FS+FL es 8 veces mayor que el extrusionado de fresa pasando a la fase liquida un 87% más que del extrusionado de fresa, esto se debe a que la materia orgánica se ha solubilizado más en la fase sólida de 170 ºC que en el EFR y en la de 220 ºC. En último lugar se representa el ratio DQOsoluble/DQOtotal. Las fases sólidas de 170 ºC y 220 ºC tienen valores del mismo orden que el ratio del EFR siendo muy pequeños, esto quiere decir que prácticamente el 90% de la materia orgánica no es soluble. Por el contrario, las fases líquidas de 170 ºC y 220 ºC tienen una relación DQOsoluble/DQOtotal igual a la unidad. Esto quiere decir que la materia orgánica en la FL es materia orgánica soluble, que podría ser más fácilmente degradable en el posterior tratamiento de digestión anaerobia. 4.1.2 Estudio de los fenoles totales en las fases obtenidas En la Figura 28 se van a mostrar todos los datos de los fenoles obtenidos en el EFR y en las fases obtenidas tras los pretratamientos hidrotérmicos. Figura 28. Fenoles solubles en el EFRy en las fases liquidas y solidas. 0 1000 2000 3000 4000 5000 6000 Extrusionado de fresa FS 170 ºC FL 170 ºC FLE 170 ºC FS 220 ºC FL 220 ºC FLE 220ºC mg ácido gálico/ kg extrusionado de fresa residual 51 Como se observa en la Figura 28, los fenoles que se obtienen de la suma FS+FL en el pretratamiento hidrotérmico de 170 ºC es de 7.978 mg ácido gálico/kg EFR, un 60 % más que en el extrusionado de fresa. Al realizarle el tratamiento hidrotérmico al EFR se liberan gran cantidad de compuestos solubles que se van a repartir posteriormente entre la fase sólida (36%) y la fase líquida (64%), por eso será necesario la extracción de compuestos bioactivos de la FL, cuyo resultado es la fase líquida extraida que en el caso del pretratamiento hidrotérmico de 170 ºC se elimina aproximadamente un 65% de estos compuestos bioactivos de la FL. En el caso del pretratamiento hidrotérmico de 220 ºC, si se compara la cantidad de fenoles que contiene la fase sólida más la fase líquida, con respecto a los fenoles del EFR es un 18 % mayor, aunque en este caso, la mayor parte de los compuestos fenólicos se han desplazado a la fase sólida siendo alrededor del 90%. Con respecto a la FLE tiene un rendimiento menor pusiendose extraer el 30% de los compuestos fenólicos de la FL. 4.1.3 Estudio de los azúcares solubles en las fases obtenidas En la Figura 29 se comparan los valores obtenido de azúcares solubles que contiene el EFR con las fases obtenidas tras el pretratamiento hidrotérmico. Figura 29. Comparación de azúcares solubles. Respecto a los azúcares solubles, como se observa en la Figura 29, tras la aplicación de ambos pretratamientos hidrotérmicos se puede observar que ambos aumentan considerablemente la cantidad de azúcares con respecto al extrusionado de fresa. En el caso del pretratamiento hidrotérmico de 170 ºC hay un 49 % más cantidad de azúcares que en el extrusionado de fresa, habiendose desplazado más cantidad de azúcares a la fase líquida, que, tras la eliminación de los compuestos bioactivos, la FLE disminuye un 15% con respecto a la fase líquida. En el caso del pretratamiento hidrotérmico de 220 ºC hay un 84% más de azúcares que en el extrusionado de fresa, desplazándose a la fase líquida la mayor parte de los azúcares. Tras la eliminación de los 0 5000 10000 15000 20000 25000 30000 Extrusionado de fresa FS 170 ºC FL 170 ºC FLE 170 ºC FS 220 ºC FL 220 ºC FLE 220ºC mg Glucosa eq/kg extrusionado de fresa 52 compuestos bioactivos, en este caso los azúcares, la FLE disminuye un 26% con respecto a la fase liquida de 220 ºC. 4.2 Estudio de la digestion anaerobia tras los pretratamientos hidrotérmicos de 170 ºC y 220 ºC 4.2.1 Estudio de la digestion anaerobia del extrusionado de fresa tras el pretratamiento hidrotérmico a 170 ºC y extracción de compuestos fenólicos. En este apartado se van a discutir los resultados obtenidos en los tres reactores a los cuales se les ha estado alimentando con el pretratamiento hidrotérmico de 170 ºC. 4.2.1.1 Estudio de la evolución del pH y alcalinidad En las Figuras 30 y 31 se muestran los resultados del pH y de la alcalinidad obtenidos durante la experiencia. Figura 30. Evolución del pH a lo largo de la experiencia en los reactores de 170 ⁰C. 0 0,5 1 1,5 2 3,5 4,5 5,5 6,5 7,5 8,5 9,5 209 229 249 269 289 309 329 VCO [g SV/L·dia] pH Tiempo [días] Reactor 1 Reactor 2 Reactor 3 1 VCO 1,5 VCO 1,25 VCO Adición de Niquel 53 Figura 31. Evolución de la alcalinidad en los reactores de 170 ºC a lo largo de la experiencia. Como se puede observar en la Figura 30, entre los días 209 y 250, los reactores se mantenían constantes con un pH entre 6,5 y 7,5 cuando su VCO era 1,25, por lo que se encontraban dentro de su pH óptimo, es decir, el reactor se mantenía estable. El pH óptimo de un reactor de digestión anaerobia oscila entre 6,6 y 7,6, que se logra a través de parámetros de proceso o adición de nutrientes (Lorenzo Acosta Yaniris, 2005). En la Figura 31, se muestra cómo para 1,25 VCO la alcalinidad se mantenía prácticamente estable, pero a partir del día 250 se cambió a 1,5 VCO para observar cómo actuarían los reactores a ese cambio de carga, comprobándose que su producción de biogás disminuía obteniéndose así un pH bastante ácido rondando los 4,5. Esto se podía deber a que al aumentar la velocidad de carga orgánica (VCO) se le está introduciendo al reactor más materia orgánica, por lo que podría saturarse y por lo tanto no le da tiempo a consumir toda la materia orgánica y favorecer a las bacterias acidogénicas provocando la acidificación del reactor (Pérez and Torres, 2008). Cuando las condiciones son favorables las bacterias metanogénicas son capaces de consumir los ácidos evitando su acumulación y por tanto garantizando la alcalinidad natural del medio y su pH óptimo, pero en el caso de que las condiciones en el reactor no sean favorables, provocan una rápida disminución de la alcalinidad y por consecuencia también disminuirá su pH (Pérez and Torres, 2008). A partir del dia 284, en la Figura 31 se observa una decandencia de la alcalinidad tras la inyección de bicarbonato sódico, ya que cae la concentración bruscamente indicando que la materia orgánica no es capaz de biodegradarse completamente por lo que se forman ácidos para completar esa biodegradación. También se puede observar en ambas figuras, que tras la adición de níquel no se produce ninguna mejora en el pH ni en la alcalinidad, sino que sigue descendiendo. Cuando se produjo la disminución del pH, se decidió cambiar su VCO a 1 para que se pudieran volver a recuperar las condiciones óptimas del reactor. Como se observaba que no mejoraban las condiciones se le inyectó a cada reactor bicarbonato sódico hasta conseguir un pH de 7,8 y así revivir los reactores. 0 0,5 1 1,5 2 0 2000 4000 6000 8000 10000 12000 14000 16000 18000 20000 209 229 249 269 289 309 329 VCO [g SV/L·dia] Alcalinidad [mg CaCO3/L] Tiempo [dias] Reactor 1 Reactor 2 Reactor 3 1,25 VCO 1,5 VCO 1 VCO Adición de niquel 54 4.2.1.2 Comparación de los sólidos en los reactores de digestion anaerobia En las Figuras 32 y 33 se representa la evolución de los sólidos totales y volátiles que se han generado a lo largo de la experiencia. Figura 32. Evolución de los sólidos totales de los reactores de 170 ºC. Figura 33. Evolución de la cantidad presente en los reactores de 170 ºC de sólidos volátiles. Como se observa en las Figuras 32 y 33, la cantidad de sólidos totales cuando la VCO era 1,25 se obtiene un valor medio de 19.347 ± 4.142 mg/kg mientras que los sólidos volátiles tienen un valor medio de 16.910 ± 4.211 mg/kg. Esto quiere decir que hay gran cantidad de materia orgánica tras el proceso de la digestión 0 0,5 1 1,5 2 0 10000 20000 30000 40000 50000 60000 70000 209 229 249 269 289 309 VCO [g SV/L·dia] Sólidos totales [mg/kg] Tiempo [días] Reactor 1 Reactor 2 Reactor 3 Adición de níquel 1,25 VCO 1,5 VCO 1 VCO 0 0,5 1 1,5 2 0 5000 10000 15000 20000 25000 30000 35000 209 229 249 269 289 VCO [g SV/L·dia] Sólidos Volátiles [mg/kg] Tiempo[días] Reactor 1 Reactor 2 Reactor 3 Adición de níquel 1,25 VCO 1,5 VCO 1 VCO 55 anaerobia cuando la VCO es de 1,25, ya que tienen una relación SV/ST del 87%. Cuando se produce el cambio a 1,5 VCO el valor medio de los sólidos totales aumenta con respecto a la VCO de 1,25, siendo su valor de 28.140 ± 2.700 mg/kg, de igual forma sucede con los sólidos volátiles, teniendo un valor medio de 26.271 ± 1.700 mg/kg, produciendose así una relación de SV/ST del 94%. Este aumento de sólidos en el reactor puede ser debido a una acumulación de materia orgánica, verificándose así los valores obtenidos mediante el decrecimiento del pH y de la alcalinidad. Por último, se produjo el cambio a 1 VCO dando una cantidad de sólidos totales de 46.042 ± 10.000 mg/kg y un valor de sólidos volátiles de 30.675 ± 4.614 mg/kg, obteniéndose así un incremento de sólidos en el reactor y teniendo una relación de SV/ST de más del 65%. La variación de los porcentajes que relacionan la cantidad de sólidos volátiles con respecto a los solidos totales aumenta de forma proporcional con la velocidad de carga orgánica, esto se debe a que a mayor VCO más alimentación se le añade al reactor (fase solida + fase liquida), y es por este motivo que aumenta la cantidad de sólidos en el reactor. Antes del cambio de VCO se produjo la inyecta de níquel, pero como se puede observar en ambas figuras no se detecta ninguna mejora en los reactores. En este último caso se produce un aumento de los sólidos en los reactores. En la Figura 32, se produce un cambio brusco a partir del dia 274 ya que se le añadió a cada uno de los reactores bicarbonato sódico hasta aumentar su pH a 7,8, por este motivo se pudo producir acumulación de bicarbonato sódicoen los reactores y aumentar así los sólidos totales. 4.2.1.3 Estudio de la evolución de la materia orgánica soluble en los reactores En la Figura 34 se muestran los valores de la DQO soluble, en las Figuras 35, 36 y 37 se muestran los ácidos grasos volátiles y en la Figura 38 los fenoles correspondientes a los reactores de pretratamiento hidrotérmico a 170 ºC. Figura 34. Evolución de la degradación química de oxígeno en los reactores de 170 ºC a lo largo de la experiencia. 0 0,5 1 1,5 0 2000 4000 6000 8000 10000 12000 14000 16000 18000 20000 209 229 249 269 289 VCO [g SV/L·dia] DQOsoluble [mg O2/kg extrusionado de fresa] Tiempo [días] Reactor 1 Reactor 2 Series3 1,25 VCO 1,5 VCO 1 VCO Adición de niquel 56 Figura 35. Totalidad de los ácidos grasos volátiles en el reactor 1 a lo largo de la experiencia. Figura 36. Ácidos grasos volátiles en el reactor 2 a lo largo de la experiencia. 0 0,5 1 1,5 2 0 2000 4000 6000 8000 10000 12000 14000 16000 18000 20000 212 222 232 242 252 262 272 282 292 VCO [g SV/L·dia] AGV [mg O2/L] Tiempo [dias] C2 C3 i-C4 n-C4 i-C5 n-C5 AGV totales R1 1,25 VCO 1,5 VCO 1 VCO 0 0,5 1 1,5 2 0 5000 10000 15000 20000 25000 212 222 232 242 252 262 272 282 292 VCO [g SV/L·dia] AGV [mg O2/L] Tiempo [dias] C2 C3 i-C4 n-C4 i-C5 n-C5 AGV totales R2 1,25 VCO 1.5 VCO 1 VCO 57 Figura 37. Ácidos grasos volátiles en el reactor 3 a lo largo de la experiencia En la Figura 34 se puede observar que a lo largo de la experiencia la DQOsoluble aumenta gradualmente a partir del cambio a 1,5 VCO. Esto quiere decir, que los microorganismos que se encuentran en el reactor no son capaces de consumir la materia orgánica, se encuentran saturados y por tanto se acumula en el reactor. Este motivo puede ser debido a la acidificación del reactor. A su vez se puede demostrar la acidificación en las Figuras 35, 36 y 37, donde se representan la la cantidad de ácidos grasos volátiles que hay en los reactores. En la Figura 35 se representa el reactor 1, que como se puede observar a partir del día 252, empiezan a aumentar concretamente los ácidos C3 (ácido propiónico) y n- C5 (ácido caproico), pero a medida que pasan los días aumentan todos los ácidos provocando la acidificación en el reactor cuando su VCO es 1,5 y así confirmando el aumento gradual de la DQOsoluble, la disminución del pH y una inhibición del proceso. Hay veces que los microorganismos no son capaces de asimilar el ácido propiónico tan eficientemente cómo el ácido acético debido a una inestabilidad y provocan una reducción de la etapa metanogénica provocando más acumulación de este ácido frente al resto de ácidos grasos volátiles (Rodicio, 2013). De mismo modo sucede en los reactores 2 y 3 como se pueden observar en las Figuras 36 y 37, aumentando en el reactor 2 prácticamente todos los ácidos por igual, y en el reactor 3 aumentando los ácidos C3 (ácido propiónico), C2 (ácido acético) y n-C5 (ácido caproico). Al realizar una media de los reactores se puede observar claramente la relación de AGV/DQOsoluble para cada una de las velocidades de carga orgánica y pudiéndose así comparar la Figura 34 con las Figuras 35, 36 y 37, por ejemplo, cuando los reactores se encuentran con una VCO de 1,25 hay un 6% de ácidos grasos volátiles totales en la DQOsoluble siendo este valor muy bajo y por tanto provocando un funcionamiento estable en los reactores. Cuando se cambia a 1,5 VCO se produce un cambio bastante brusco en la relación aumentando la cantidad de ácidos grasos volátiles con un 68% en la DQOsoluble, es por este motivo que los reactores comienzan a funcionar de forma inadecuada y corroborándose así la acidificación del reactor 0 0,2 0,4 0,6 0,8 1 1,2 1,4 1,6 0 1000 2000 3000 4000 5000 6000 212 222 232 242 252 262 272 282 292 VCO [g SV/L·dia] AGV [mg O2/L] Tiempo [dias] C2 C3 i-C4 n-C4 i-C5 n-C5 AGV totales R3 1,5 VCO 1,25 VCO 1 VCO 64 Figura 45. Evolución de la degradación química de oxígeno para los reactores de 220 ºC a lo largo de la experiencia. Figura 46. Ácidos grasos volátiles presentes en el reactor 4 a lo largo de la experiencia. 0 0,5 1 0 2000 4000 6000 8000 10000 12000 14000 16000 18000 20000 209 229 249 269 289 VCO [g SV/L·dia] DQOsoluble [mg O2/kg extrusionado de fresa] Tiempo [días] Reactor 4 Reactor 5 Reactor 6 0,75 VCO 1 VCO Adición de níquel 0 0,5 1 0 2000 4000 6000 8000 10000 12000 14000 212 222 232 242 252 262 272 282 292 VCO [g SV/L·dia] AGV [mg O2/L] Tiempo [dias] C2 C3 i-C4 n-C4 i-C5 n-C5 AGV totales R4 0,75 VCO 1 VCO 65 Figura 47. Ácidos grasos volátiles en el reactor 5 a lo largo de la experiencia. Figura 48. Ácidos grasos volátiles presentes en el reactor 6 a lo largo de la experiencia. En la Figura 45, se puede observar que a lo largo de la experiencia la DQO soluble aumenta gradualmente. En este pretratamiento térmico los reactores se encuentran inestables prácticamente en toda la experiencia. Al igual que sucede en los reactores de 170 ºC los reactores no son capaces de consumir la materia orgánica debido a la alta acidificación del reactor e inhibe el proceso. En las Figuras 45, 46 y 47 se representan los ácidos grasos volátiles de los reactores 4, 5 y 6. En todas las figuras se muestra que los ácidos no se han mantenido constantes en ningún momento, sino que los reactores han estado acidificados. Por eso se puede explicar el mal funcionamiento de los reactores a lo largo de toda la experiencia incluyendo así la acumulación de materia orgánica. En todos los reactores se ve que el ácido propiónico concretamente es el que se encuentra más descontrolado. En comparación con las Figuras 35, 36 y 0 0,5 1 0 2000 4000 6000 8000 10000 12000 14000 16000 18000 212 222 232 242 252 262 272 282 292 VCO [g SV/L·dia] AGV [mg O2/L] Tiempo [dias] C2 C3 i-C4 n-C4 i-C5 n-C5 AGV totales R5 0,75 VCO 1 VCO 0 0,5 1 0 2000 4000 6000 8000 10000 12000 14000 16000 18000 20000 212 222 232 242 252 262 272 282 292 VCO [g SV/L·dia] AGV [mg O2/L] Tiempo [dias] C2 C3 i-C4 n-C4 i-C5 n-C5 AGV totales R6 0.75 VCO 1 VCO 66 37 que los ácidos empiezan a aumentar a partir del día 252. Al aumentar los ácidos provocan la acidificación en el reactor y así confirmando el aumento gradual de la DQO soluble, la disminución del pH y una inhibición del proceso. Si se comparan los valores de los ácidos grasos volátiles totales con respecto a la DQOsoluble se observa que el 85% de AGV corresponden con la DQOsoluble cuando su VCO es de 0,75. Este valor es muy elevado, provocando el mal funcionamiento de los reactores. En el caso de 1 VCO se observa una disminución de AGV en la DQOsoluble, siendo este valor del 43%. Figura 49. Cantidad de fenoles formados en los reactores de 220 ºC a lo largo de la experiencia. La concentración de fenoles en los reactores de pretratamiento hidrotérmico de 220 ºC ha ido aumentando a lo largo de la experiencia. Esto se puede deber a que se han ido acumulando en los reactores, ya no se está biodegradando la materia orgánica completamente. Un reactor de digestión anaerobia se inhibe cuando llega a una concentración de 800 mg ácido gálico/L (Trujillo-Reyes et al., 2019). Como se observa en la Figura 49 a lo largo de la experiencia han ido aumentando la cantidad de fenoles, provocando una acumulación en los reactores debido a que no se está degradando completamente la materia orgánica. 4.2.2.4 Biodegradabilidad y producción de biogas A continunación, se muestra en la Figura 50 la cantidad de metano producido en los 3 reactores alimentados con las fases obtenidas del pretratamiento hidrotérmico a 220 ºC. 0 0,5 1 1,5 0 50 100 150 200 250 300 350 400 450 209 229 249 269 289 VCO [g SV/L·dia] Fenoles [mg Ácido gálico eq/L] Tiempo [dias] Reactor 4 Reactor 5 Reactor 6 0,75 VCO 1 VCO Adición de níquel 67 Figura 50. Producción de biogás en mL CH4/g SV. En la Figura 50, se muestra una media semanal de la producción de biogas de cada uno de los reactores que operaban con la alimentación del pretratamiento hidrotérmico de 220 ºC. Al principio cuando el reactor operaba con 0,75 VCO los valores de producción de biogas tenía un valor medio de 78±13,5 mL CH4/g SV siendo este valor más bajo que en el pretratamiento anterior. El día 258 del proceso se inyectó níquel, pero no se produjo ninguna mejora en la producción, al contrario, los valores de producción disminuyeron, pero no tiene porqué tener toda la responsabilidad el niquel, ya que como se ha comprobado con los otros datos de caracterización de los reactores, se estaban produciendo acumulaciones de materia orgánica y por tanto esto también pudo afectar al reactor. Una vez que se cambió a 1 VCO la producción media de los tres reactores fue de 136±76 debido a la alta desviación y a las respuestas generadas de la caracterización, el día 310 de la experiencia se desconectaron contemplando que no se iba a conseguir una recuperación. 0 0,5 1 0 50 100 150 200 250 300 209 229 249 269 289 309 VCO [gSV/L·dia] mL CH4/gSV Tiempo [días] Reactor 4 Reactor 5 Reactor 6 0,75 VCO 1 VCO Adición de níquel 0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 209 219 229 239 249 259 269 279 289 299 309 Biodegradabilidad [%] Tiempo [días] Reactor 4 Reactor 5 Reactor 6 Adición de níquel 68 Figura 51. Biodegradabilidad de la materia orgánica. Por último, en la Figura 51, se observa que durante toda la experiencia la materia orgánica no se ha degradado completamente, saliendo una biodegradabilidad del 16% cuando la VCO se encontraba en 0,75. Cuando se aumentó la velocidad de carga orgánica a 1 (día 287), la biodegradabilidad aumentó siendo un 7%, corroborando de esta forma que se estaba produciendo una acumulación en los reactores al no coincidir la relación entre la DQO del metano y la DQO soluble ya que no coincide su suma con la cantidad de DQOtotal. En este caso, ambas velocidades de carga orgánica se observan claramente que se producen acumulaciones ya que dan porcentajes muy superiores al 100%. Es por eso que en la Tabla 6 se representan las acumulaciones diarias de DQOsoluble en los reactores y la acumulación total de la DQOCH4. Tabla 6. Comprobación en porcentaje de la acumulación en los reactores. DQOsoluble en la DQOtotal [%] DQOCH4 en la DQOtotal [%] 220 ºC 0,75 78 16 1 24 7 69 5 CONCLUSIONES Tras los ensayos realizados al EFR y tras el posterior pretratamiento hidrotérmico y la extracción de los compuestos bioactivos se han obtenido las siguientes conclusiones: • Se ha obtenido una solubilización de la materia orgánica en DQO de un 42% en el pretratamiento hidrotérmico de 170 ºC y un 40% en el pretratamiento hidrotérmico de 220 ºC. • Tras los pretratamientos hidrotérmicos y extracción de compuestos fenólicos se ha obtenido un valor de 3.261 ± 187 mg ácido gálico/kg FLE en el pretratamiento de 170 ºC y un valor de 310± 221 mg ácido gálico/kg EFR en FLE tras el pretratamiento hidrotérmico de 220 ºC. Este proceso de extracción de compuesto fenólicos podría ser beneficioso ya que se podría sacar rentabilidad económica y tambien es beneficiosa para la digestión anaerobia, ya que estos compuestos a altas concentraciones son inhibitorios. • En el el estudio de la digestión anaerobia del pretratamiento hidrotérmico a 170 ºC tras probar las diferentes velocidades de cargas orgánicas se ha concluido que la mayor velocidad de carga orgánica que los reactores son capaces de soportar es 1,25 g SV/L·d obteniendose una producción de biogás de 242±31mL CH4/g SV·d. La biodegradabilidad para esa VCO es un 46% de metano y una acumulación diaria de DQOsoluble del 23% en el reactor. • En el caso del pretratamiento hidrotérmico a 220ºC tras las dos velocidades de carga orgánica se ha concluido que la mayor velocidad de carga orgánica que los reactores son capaces de soportar es 0,75 obteniéndose una producción de biogás de 109±36 mL CH4/g SV·d. La biodegradabilidad para esa VCO es un 16% de metano y una acumulación del 78%. • Tras la adición de metales traza en los reactores, concretamente 5 mg/L níquel, se pudo comprobar que a lo largo de la experiencia no produjo ninguna mejora en la producción de biogás en ninguno de los dos pretratramientos hidrotérmicos. De hecho, en el caso del pretratamiento hidrotérmico de 170 ºC, los valores de producción de metano medios antes de la inyección de níquel para 1,25 VCO estaban en torno a 221±32 mL/g SV·d y tras la inyección de níquel bajó a 47±56 mL/g SV·d, teniendo en cuenta cantidad de materia orgánica y la acumulación de la misma es probable que la adición del niquel no fuese la culpable de la decadencia en la producción. No se ha podido verificar este hecho, aunque convendría confirmar esta teoria. Por último, en el caso del pretratamiento hidrotérmico de 220 ºC los valores de producción de metano antes de la inyección de níquel para 0,75 VCO eran de 97 ± 32 mL/g SV y tras la inyección aumenta a 130 ± 45 mL/g SV·d. Quizás la adición de níquel no funcionase adecuadamente en los reactores ya que de por sí no estaban teniendo un buen 70 funcionamiento comprobándose con los parámetros medidos. En los reactores de pretratamiento hidrotérmico de 170 ºC si se hubiese adicionado cuando su velocidad de carga orgánica era de 1,25 es probable que si hubiera mejorado la producción ya que para esa VCO se podía considerar que los reactores trabajaban adecuadamente. En el caso del pretratamiento hidrotérmico a 220 ºC para 0,75 VCO los reactores podían considerarse estables y es por esta razón que al adicionar el níquel mejoró un poco la producción. • Si esta operación de digestión anaerobia se llevase a gran escala (volúmenes mayores a X, L), se disminuiría la cantidad de bioresiduos que se almacenan en los vertederos, por tanto, se podría producir gran cantidad de biogás, que podría ser utilizado como un combustible limpio, por lo que no provocaría tanta contaminación al medio ambiente. Sería conveniente para ver si este proceso es viable económica y medioambientalmente realizar un análisis económico y un análisis de ciclo de vida que corroboraría la eficacia del proceso. Además, si se implantase en el proceso la extracción de compuestos fenólicos en el análisis de ciclo de vida se comprobaría si es factible. Hay estudios realizados al EFR que confirman que económicamente sería factible. 71 6 REFERENCIAS Alarcón-Corredor, O, M., 2009. 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