Variabilidad natural de caracteres morfológicos y fisiológicos de la raíz de tomate: implicaciones en la mejora de la eficiencia del uso del agua

Directores: Mª Remedios Romero Aranda José Juan Reina Pinto MARINA RAMÍREZ TOLEDO Universidad de Málaga Facultad de Ciencias Programa de Doctorado de Biotecnología Avanzada 2015 Universidad de Málaga Facultad de Ciencias Programa de Biotecnología avanzada TESIS DOCTORAL Variabilidad natural de caracteres morfológicos y fisiológicos de la raíz de tomate: implicaciones en la mejora de la eficiencia del uso del agua AUTOR: Marina Ramírez Toledo http://orcid.org/0000-0002-4296-1497 EDITA: Publicaciones y Divulgación Científica. Universidad de Málaga Esta obra está bajo una licencia de Creative Commons Reconocimiento-NoComercialSinObraDerivada 4.0 Internacional: http://creativecommons.org/licenses/by-nc-nd/4.0/legalcode Cualquier parte de esta obra se puede reproducir sin autorización pero con el reconocimiento y atribución de los autores. No se puede hacer uso comercial de la obra y no se puede alterar, transformar o hacer obras derivadas. Esta Tesis Doctoral está depositada en el Repositorio Institucional de la Universidad de Málaga (RIUMA): riuma.uma.es FACULTAD DE CIENCIAS PROGRAMA DE DOCTORADO DE BIOTECNOLOGÍA AVANZADA Variabilidad natural de caracteres morfológicos y fisiológicos de la raíz de tomate: implicaciones en la mejora de la eficiencia del uso del agua Memoria de Tesis Doctoral presentada por la Licenciada en Biología Marina Ramírez Toledo para optar al grado de Doctora en Biología por la Universidad de Málaga Directores: Dra. Mª Remedios Romero Aranda Dr. José Juan Reina Pinto Instituto de Hortofruticultura Subtropical y Mediterránea “La Mayora” (IHSM-UMA-CSIC) Málaga, Noviembre de 2015 María Remedios Romero Aranda, Doctora en Ciencias (Biología) y Científico Titular del Departamento de Mejora Genética y Biotecnología del Instituto de Hortofruticultura Subtropical y Mediterránea “La Mayora”, instituto de carácter mixto entre la Universidad de Málaga y el Consejo Superior de Investigaciones Científicas (IHSM-UMA-CSIC) y José Juan Reina Pinto, Doctor en Ciencias (Biología) e investigador contratado del mismo departamento e instituto, CERTIFICAN: Que la Memoria titulada “Variabilidad natural de caracteres morfológicos y fisiológicos de la raíz de tomate: implicaciones en la mejora de la eficiencia del uso del agua”, que presenta la Licenciada en Biología, Marina Ramírez Toledo, para optar al grado de Doctora en Biología, ha sido realizada bajo su dirección. Y para que así conste y tenga los efectos que correspondan en cumplimiento de la legislación vigente, firman el presente escrito en Algarrobo-Costa a noviembre de 2015. Fdo.: Mª Remedios Romero Aranda Fdo.: José Juan Reina Pinto Antonio Heredia Bayona, Catedrático de Universidad del Departamento de Biología Molecular y Bioquímica de la Universidad de Málaga, RATIFICA: Que la tesis doctoral titulada “Variabilidad natural de caracteres morfológicos y fisiológicos de la raíz de tomate: implicaciones en la mejora de la eficiencia del uso del agua” ha sido realizada por Marina Ramírez Toledo, Licenciada en Biología, para optar al Título de Doctora en Biología, bajo la dirección de los Doctores Mª Remedios Romero Aranda, Científico Titular del IHSM-UMA-CSIC y José Juan Reina Pinto, investigador contratado del mismo instituto. Dicha tesis se presenta por el programa de doctorado de Biotecnología Avanzada de la Universidad de Málaga. Y para que así conste y tenga los efectos que correspondan en cumplimiento de la legislación vigente, firma la presente autorización en Málaga, a noviembre del 2015. Fdo.: Antonio Heredia Bayona Tutor de la Tesis Echo la vista atrás y creo que no tengo palabras suficientes para agradecer a todas aquellas personas que, de un modo u otro, me han ofrecido su ayuda para poder terminar este trabajo que es fruto de un gran esfuerzo y dedicación. En primer lugar quisiera agradecer a mi directora de tesis, la Dra. Mª Remedios Romero Aranda (Merce en el día a día), la oportunidad de poder trabajar en este proyecto. Gracias por todo el aprendizaje y la formación que he ido adquiriendo a lo largo de estos años, por el trato cercano que me hacía sentir como una más de la familia y por tu confianza y paciencia. Ha sido un verdadero placer entrar en tu despacho y ser recibida con una sonrisa. En segundo lugar, a mi co-director el Dr. José Juan Reina Pinto, por participar en este proyecto y por aguantar a una doctoranda un tanto pesada y preguntona. Gracias por todas tus enseñanzas moleculares y por tu gran ayuda en el trabajo diario. Por tu paciencia, amabilidad, disponibilidad y buen humor en todo momento. Por las grandes charlas que empezaban con ciencia y acaban intentando arreglar el mundo, por poner buena música en el laboratorio y por enseñarme los festivales del futuro. Agradecer al Dr. Antonio Heredia Bayona tanto su tutorización en este trabajo como la disponibilidad y amabilidad recibida en todo momento. Al Dr. Wieland Fricke por aceptarme bajo su tutela durante mi estancia en la University College of Dublin y por sus enseñanzas en el mundo de la conductividad hidráulica. Agradecer al Dr. Rafael Fernández Muñoz todos sus consejos y enseñanzas en gran cantidad de ámbitos (especialmente estadísticamente hablando) y por su gran mote “la flequi” que siempre me gustará. A la Dra. Eva Mª Domínguez Carmona, por su sabiduría con los colorantes que me llevaban por la calle de la amargura y por sus buenos consejos y a la Dra. Gloria López Casado por su disposición a escuchar y ayudar en todo momento, ¡Qué nos gusta una manualidad para despejar la mente! Gracias de corazón a todos, por las palabras de ánimos en los momentos más oportunos. Al resto de doctoras del departamento de Mejora de Genética y Biotecnología, Marisa GómezGuillamón, Anabel López-Sesé y Marian Viruel, gracias por vuestra amabilidad durante estos años. Agradecer a Marina Gil y a Oliva por su esfuerzo y trabajo en la realización de los experimentos. Sin vuestra colaboración sería imposible haber llegado hasta donde estamos hoy. A Inma Díaz, por tu ayuda durante tus prácticas, todo un placer haberte acompañado en tus primeros pasos en La Mayora. A Toñi, Luis y Ana Rico por ayudar a ubicarme en el laboratorio. A Manolo, por atenderme rápidamente y proveer las preciadas semillas. A Severiano, Miguel Ángel, Gonzalo, David, Álvaro y Sara por ser siempre tan amables y por vuestros imprescindibles cuidados de las plantas. Agradecer la ayuda recibida en el centro BIONAND. A la Dra. María Luisa García la posibilidad de conocer nuevas técnicas como la imagen de resonancia magnética (MRI) y en especial al Dr. John Pearson por su inestimable ayuda en el servicio de microscopía confocal y sus enseñanzas en el ámbito de análisis de imágenes. A los técnicos de Microscopía del SCAI de la Universidad de Málaga, Goyo Martín y David Navas, por su buena disposición y ayuda recibida. A la Dra. Olga Serra Figueras de la Universidad de Girona por sus consejos con las tinciones de suberina y por haber llevado a cabo junto con su estudiante de grado, Berta Mas Parés, el análisis cualitativo de la suberina presente en nuestras raíces. Al Dr. Niko Geldner de la Universidad de Lausanne por cedernos el Fluorol Yellow y darnos todos los consejos habidos y por haber. A mis compañeras de cuartito. A Ro y María José, daros las gracias por vuestro apoyo, consejos y por todas las conversaciones compartidas. A Laura España, por darme tan sabios consejos y guiarme en esta etapa como buena prima mayor. No tengo palabras para describir lo bien que me ha sentado tenerte cerca. A Rida, por traer alegría y entusiasmo cuando el cuartito más lo necesitaba. Gracias por surtirme de papers y por las palabras de ánimo. A Inma y Celes por empezar siendo compañeras y acabar siendo grandes amigas. Millones de gracias por todos los bucles vividos, por todos los bailes de ánimo, por todos los abrazos, por sacar siempre el lado positivo de todas las situaciones, por los miles de papers pedidos y en definitiva por todo este tiempo compartido. Y por último, pero no menos importante, a Laura Rueda, mi Zipi particular. Nuestros caminos se cruzaron en la facultad pero no fue hasta encontrarte aquí cuando descubrí la gran persona que eres. Gracias Zipi por estos cinco años, por ser tan buena compañera dispuesta siempre a ayudar, por reír y hasta llorar en situaciones insospechadas, pero siempre juntas. Eres todo un ejemplo de esfuerzo y superación y ha sido un placer compartir bancada de despacho y de laboratorio. A todas, gracias, gracias y gracias. No hubiera llegado hasta aquí sin vuestro cariño y sin nuestros desayunos, ¡Vivan los bocadillos de lomo y queso! A mis compañeros doctorandos y doctores de la Mayora: Caro, Davinia y Lourdes, compañeras de coche (nuestro Gran Hermano particular) en el que hemos compartido tantos kilómetros, risas y anécdotas. Muchas gracias por aceptarme como una más desde el principio. Nunca pensé que a las 8 de la mañana era capaz de reír tanto. A María y Nerea por ser tan majas y apañás. A Pao, Willi, Jota, Anabel, Anelise, Yazmín, Isa, Librada, Jorge, Vero, Eli y Paco, gracias por la disposición de ayudar en cualquier momento y por amenizar la hora de la comida. A los chicos de mantenimiento, Pablo y Pedro, por vuestra disposición a echar un cable en todo momento. A los compañeros de administración y gerencia, Amelia, José Antonio, Juan y Antonio Cordón por echarme una mano en cuanto a la temida burocracia se refiere. A Irene y Olaya, mil gracias por todos los arreglos informáticos que me han salvado más de una vez. A Cañi y Mariola, un placer haber compartido comidas y charlas interesantes con vosotras. Al resto de compañeros de la Mayora, Rosa, María Victoria, Reme, Rafa Gómez, Rafa “el rubio”, los niños del campo, Rocío Camero, Andrea, Antonio, Eduardo, Jero, Domingo, Yoli, Sonia y los que se me quedan en el tintero, gracias por tener siempre una sonrisa de vuelta al cruzarnos por los pasillos y/o laboratorios. A mis compañeros de Dublín, Ángel, Nuria y Phillip por hacer los días de laboratorio más divertidos. A María, Alberto, Raúl, Silvia, Dani y Jano por enseñarme cómo es la vida dublinesa. Gracias a todos por hacer de la estancia, una experiencia inolvidable que aunque fuera cortita, estuvo más que aprovechada. A todos mis amigos, por acompañarme en este periodo y ayudarme a levantarme en cada traspié. Al hexágono por vuestro apoyo incondicional y hacerme reír para olvidar las penas. A Dani y Mora, por vuestros grandes consejos. A Javi e Iris, por nuestras incontables charlas telefónicas que me sacaban del agujero más profundo. A Cande por calmarme en los momentos de estrés y animarme siempre a seguir un pasito más. A Paula, David, Nini, Son, Guille, Eva, Bego, Yiyi, Noe, Celia, Amaia, Jaime, Manuela, Elia, Nuria, Ana, Guillermo, Vivi, Ismael y Ramón por estar siempre pendientes. A todos, gracias por las palabras de ánimo y cariño, da gusto tener amigos como vosotros. A mis padres, por ser el gran ejemplo a seguir. Gracias a vuestro amor, consejos y risas he conseguido llegar a ser la persona que soy. Ni en un millón de años podré compensar todo lo que hacéis por mí. A mi familia por entender que esto de la tesis lleva más tiempo del deseado y en especial a Elvira, por ser un ejemplo de superación. A mi familia política, por tener siempre grandes palabras de apoyo y cariño. A Rodrigo, por ser el pilar de cada día. Por poner un poco de cordura en todos los momentos difíciles y sacarme una sonrisa hasta en los días más negros. Por tener esa santa paciencia de convivir con una doctoranda en periodo de escritura. Y por supuesto, por hacerme cada día un poco más feliz. ÍNDICE xxi RESUMEN ........................................................................................................... 1 INTRODUCCIÓN GENERAL ............................................................................ 7 I.1. Arquitectura y morfología de la planta de tomate .......................................... 9 I.2. Taxonomía, origen y domesticación del tomate .......................................... 16 I.3. Importancia económica del cultivo de tomate ............................................. 17 I.3.1. Producción en España .......................................................................... 18 I.4. Problemática del cultivo de tomate bajo invernadero en el área mediterránea ............................................................................................................................ 21 I.4.1. Estrés hídrico ambiental ....................................................................... 21 I.4.2. Estacionalidad y duración de los periodos de producción ................... 22 I.4.3. Escasez de los recursos hídricos y salinidad ........................................ 23 I.5. Cultivo hidropónico como estrategia frente a la escasez de agua ................ 25 OBJETIVOS ....................................................................................................... 29 CAPÍTULO 1: VARIABILIDAD EN EL CONSUMO DE AGUA Y PRODUCTIVIDAD DEL AGUA EN UNA POBLACIÓN DE LÍNEAS PURAS RECOMBINANTES DE TOMATE .................................................................. 33 1.1 Introducción ................................................................................................. 35 1.2. Materiales y Métodos .................................................................................. 39 1.2.1. Material vegetal ................................................................................... 39 1.2.2. Condiciones de cultivo ........................................................................ 40 1.2.3. Consumo de agua ................................................................................ 42 1.2.4. Parámetros biométricos ....................................................................... 43 1.2.5. Producción de biomasa........................................................................ 43 1.2.6. Variables de intercambio gaseoso ....................................................... 43 1.2.7. Rendimiento del fotosistema II ........................................................... 44 1.2.8. Contenido relativo de agua .................................................................. 45 xxii 1.2.9. Cálculo de WUEi y WP ...................................................................... 45 1.2.10. Análisis estadístico y cálculo de la heredabilidad ............................. 46 1.3. Resultados ................................................................................................... 48 1.3.1. Consumo de agua ................................................................................ 48 1.3.2. Parámetros biométricos ....................................................................... 49 1.3.3. Producción de biomasa........................................................................ 52 1.3.4. Variables de intercambio gaseoso ....................................................... 54 1.3.5. Rendimiento del fotosistema II ........................................................... 55 1.3.6. Contenido relativo de agua .................................................................. 56 1.3.7. Eficiencia transpiratoria (WUEi) y productividad del agua (WP) ...... 57 1.3.8. Relación entre WP y el consumo de agua con los parámetros biométricos y fisiológicos registrados ................................................................ 60 1.3.8.1. Análisis de correlación ................................................................ 61 1.3.8.2. Análisis de componentes principales (ACP) ............................... 62 1.3.8.3. Análisis de regresión lineal múltiple por pasos ........................... 64 1.3.9. Estimación de la heredabilidad ........................................................... 65 1.4. Discusión ..................................................................................................... 67 CAPÍTULO 2: CONDUCTIVIDAD HIDRÁULICA DE LA RAÍZ DE TOMATE ........................................................................................................... 71 2.1. Introducción ................................................................................................ 73 2.1.1. Movimiento del agua en la planta ....................................................... 73 2.1.2. Movimiento del agua en la raíz ........................................................... 76 2.1.3. Conductividad hidráulica de raíz ......................................................... 78 2.2. Materiales y Métodos .................................................................................. 81 2.2.1. Material vegetal y condiciones de cultivo ........................................... 81 2.2.2. Determinación de la Lpr en plantas de 21 días de edad ...................... 82 xxiii 2.2.3. Determinación de la Lpr en plantas de 40 días de edad ...................... 87 2.2.4. Análisis estadístico .............................................................................. 88 2.3. Resultados ................................................................................................... 89 2.3.1. Lpr en plantas de 21 días de edad ....................................................... 89 2.3.2. Lpr en plantas de 40 días de edad ....................................................... 97 2.4. Discusión ................................................................................................... 100 CAPÍTULO 3: ARQUITECTURA Y ANATOMÍA INTERNA DE LA RAÍZ DE TOMATE ................................................................................................... 105 3.1. Introducción .............................................................................................. 107 3.1.1. Arquitectura del sistema radicular ..................................................... 108 3.1.2. Anatomía interna de la raíz ............................................................... 109 3.1.3. Elección del método de estudio ......................................................... 113 3.2. Materiales y métodos ................................................................................. 114 3.2.1. Material vegetal y condiciones de cultivo ......................................... 114 3.2.2. Determinación de la tasa de elongación del sistema radicular .......... 116 3.2.3. Densidad de ramificación del sistema radicular ................................ 117 3.2.4. Anatomía interna de la raíz ............................................................... 118 3.2.4. Análisis estadístico ............................................................................ 118 3.3. Resultados ................................................................................................. 119 3.3.1. Longitud y tasa de elongación del sistema radicular ......................... 119 3.3.2. Ramificación del sistema radicular ................................................... 123 3.3.3. Anatomía interna de la raíz ............................................................... 127 3.4. Discusión ................................................................................................... 133 xxiv CAPÍTULO 4: TRANSPORTE RADIAL DE AGUA EN LA RAÍZ DE TOMATE: ACUAPORINAS Y BIOPOLÍMEROS DE BARRERA .............. 137 4.1. Introducción .............................................................................................. 139 4.1.1 Acuaporinas en plantas ...................................................................... 139 4.1.1.1 Clasificación de las AQPs .......................................................... 140 4.1.1.2 Estructura molecular de las AQPs .............................................. 143 4.1.1.3 Regulación de las AQPs ............................................................. 145 4.1.1.4 Condiciones ambientales y su efecto en la expresión de AQPs . 149 4.1.1.5 Las AQPs en el transporte de agua en la raíz ............................. 150 4.1.2 Biopolímeros de barrera en la raíz: suberina y lignina. ...................... 152 4.1.2.1 Composición química y localización ......................................... 153 4.1.2.2 Función en el transporte de agua ................................................ 154 4.2. Materiales y Métodos ................................................................................ 157 4.2.1. Material vegetal y condiciones de crecimiento ................................. 157 4.2.2. Tratamiento de las raíces con HgCl2 y DTT ..................................... 157 4.2.3. Identificación in silico de genes de acuaporinas de tomate (S. lycopersicum). ............................................................................................. 157 4.2.4. Alineamiento múltiple de secuencias y análisis filogenético de las AQPs ................................................................................................................ 158 4.2.5. Aislamiento y purificación de ARN y síntesis de ADN complementario (ADNc) ............................................................................................................. 159 4.2.6. Análisis de expresión de AQPs mediante PCR cuantitativa a tiempo real (Real Time qPCR) ..................................................................................... 159 4.2.7. Localización de depósitos de lignina y suberina ............................... 161 4.2.8. Análisis estadístico ............................................................................ 162 4.2.3. Resultados .............................................................................................. 163 4.3.1 Acuaporinas ........................................................................................ 163 xxxi SGN Base de datos Sol Genomics Network SIPs Proteínas intrínsecas pequeñas (del inglés, Small Intrinsic Proteins) TFG Base de datos Tomato Functional Genomics TIPs Proteínas intrínsecas del tonoplasnto (del inglés, Tonoplast Intrinsic Proteins) VE Volumen de exudado WP Productividad del agua (del inglés, Water Productivity) WUE Eficiencia del uso del agua (del inglés, Water Use Efficiency) WPPF Productividad del agua en base al peso fresco de la parte aérea WPPS Productividad del agua en base al peso seco de la parte aérea WUEa Eficiencia del uso del agua desde el punto de vista agronómico WUEi Eficiencia del uso del agua desde el punto de vista fisiológico XIPs Proteínas intrínsecas no categorizadas (del inglés, uncategorized X Intrinsic Proteins) ÍNDICE DE FIGURAS xxxv INTRODUCCIÓN Figura I.1. Sistema radicular de la planta de tomate donde se detallan las distintas raíces que lo conforman. ...................................................................... 10 Figura I.2. Sección transversal de una raíz de tomate con crecimiento secundario donde se detallan las diferentes zonas. ............................................. 11 Figura I.3. Desarrollo del tallo de tomate. ......................................................... 12 Figura I.4. Desarrollo secundario del tallo de tomate ...................................... 13 Figura I.5. Hoja de tomate compuesta e imparipinnada. Foliolos de tomate con diversa forma y tamaño. ..................................................................................... 14 Figura I.6. Sección de transversal de una hoja de tomate en la que se aprecia la anatomía interna ................................................................................................ 15 Figura I.7. Producción de tomate a nivel mundial ............................................ 17 Figura I.8. (A) Producción nacional de tomate (millones de toneladas) y (B) rendimiento del cultivo (T/Ha) durante el periodo 2003-2013. .......................... 19 Figura I.9. Producción del tomate en España y su superficie de cultivo. .......... 20 Figura I.10. Primeros cultivos hidropónicos de la historia. .............................. 26 CAPÍTULO 1 Figura 1.1. Morfología general de plantas de tomate ........................................ 40 Figura 1.2. Cultivo hidropónico en cámara de altas prestaciones ..................... 41 Figura 1.3. Evolución diaria en temperatura , humedad relativa y radiación (PAR) en el interior de la cámara de cultivo de altas prestaciones ............................................................................................................................ 41 Figura 1.4. Consumo de agua acumulado registrado durante 5 semanas en 38 líneas RILs seleccionadas derivadas del cruce interespecífico entre Solanum lycopersicum (cv. Moneymaker, MM) y Solanum pimpinellifolium (ac. TO-937). ............................................................................................................................ 48 Figura 1.5. Altura de la planta registrada en los dos genotipos parentales (MM y TO-937) y en las 38 líneas RILs seleccionadas .................................................. 49 xxxvi Figura 1.6. Diámetro del tallo registrado en los dos genotipos parentales (MM y TO-937) y en 38 líneas RILs seleccionadas ....................................................... 50 Figura 1.7. Número de hojas y superficie foliar total registrado en los dos genotipos parentales (MM y TO-937) y en las 38 líneas RILs seleccionadas .... 51 Figura 1.8. Contenido de agua en hojas y en tallos registrados en los dos genotipos parentales (MM y TO-937) y en las 38 líneas RILs seleccionadas .... 53 Figura 1.9. Rendimiento del fotosistema II (Fv/Fm) registrado en los dos genotipos parentales (MM y TO-937) y en las 38 líneas RILs seleccionadas .... 56 Figura 1.10. Contenido relativo de agua (CRA) foliar registrado en los dos genotipos parentales (MM y TO-937) y en las 38 líneas RILs seleccionadas .... 57 Figura 1.11. Eficiencia transpiratoria (WUEi) registrado en dos genotipos parentales (MM y TO-937) y en las 38 líneas RILs seleccionadas .................... 58 Figura 1.12. Productividad del agua calculada en base al peso fresco (WPPF) y al peso seco (WPPS) de la parte aérea registrada en los dos gentotipos parentales (MM y TO-937) y en las 38 líneas RILs seleccionadas.. ................................... 59 Figura 1.13. Relación entre productividad del agua calculada en base al peso fresco de la parte aérea de las plantas (WPPF) y consumo de agua registrado durante 5 semanas consecutivas en los dos genotipos parentales (MM y TO-937) y en las 38 líneas RILs seleccionadas ................................................................ 61 Figura 1.14. Análisis de componentes principales (ACP) ................................. 64 CAPÍTULO 2 Figura 2.1. Modelo continuo suelo-planta-atmósfera donde se representa el flujo de agua como un flujo dinámico continuo a lo largo de los distintos compartimentos de la planta ............................................................................... 74 Figura 2.2. Modelo compuesto del flujo radial de agua en el interior de la raíz. ............................................................................................................................ 78 Figura 2.3. Interior de las cámaras de cultivo utilizadas para el cultivo de las plantas ................................................................................................................. 82 xxxvii Figura 2.4. Estado de desarrollo de las plántulas de los dos genotipos parentales (MM y TO-937) y de las 13 líneas RILs seleccionadas antes de la medida de Lpr (21 DDG) ............................................................................................................ 83 Figura 2.5. Medida de la tasa de flujo osmótico en un sistema radicular mediante la técnica de libre exudado en plantas de 21 días de edad .................. 84 Figura 2.6. Evolución en el tiempo del volumen de savia producido por el exudado libre ...................................................................................................... 85 Figura 2.7. Detalle del sistema usado para la recogida del exudado en plantas de 40 días de edad ................................................................................................... 88 Figura 2.8. Tasa de flujo de exudado libre, Q, gradiente de potencial osmótico, Δπ; y conductancia hidráulica del sistema radicular, Lr obtenida en los dos genotipos parentales (MM y TO-937) y en las líneas 13 líneas RILs seleccionadas a los 21 DDG. .............................................................................. 90 Figura 2.9. Imágenes representativas del desarrollo de las raíces a 21 DDG, en los dos genotipos parentales Solanum lycopersicum (MM) y Solanum pimpinellifolium (TO-937) a 21 DDG y en las 13 líneas RILs derivadas de este cruce.. ................................................................................................................. 92 Figura 2.10. Parámetros biométricos de la raíz en los dos genotipos parentales (MM y TO-937) y en las 13 líneas RILs seleccionadas a los 21 DDG. ............. 93 Figura 2.11. Conductividad hidráulica del sistema radicular (Lpr) calculado en base a la longitud, a la superficie y al peso seco de la raíz en los dos genotipos parentales (MM y TO-937) y en las 13 líneas RILs seleccionadas, en plantas de 21 DDG. ............................................................................................................. 96 Figura 2.12. Tasa de flujo de exudado libre, Q; gradiente de potencial osmótico, Δπ; y conductancia hidráulica del sistema radicular (Lr) registrado en los genotipos parentales de la población RIL, en plantas de 40 DDG. .................... 97 Figura 2.13. Imágenes representativas del estado de desarrollo de la raíz de MM y de TO-937 en plantas de 40 DDG. Parámetros biométricos de la raíz ............ 98 xxxviii Figura 2.14. Conductividad hidráulica del sistema radicular (Lpr) calculado en base a la longitud, a la superficie, y al peso seco de la raíz registrado en los genotipos parentales de la población RIL, en plantas de 40 DDG. .................... 99 CAPÍTULO 3 Figura 3.1. Arquitectura del sistema radicular de tomate a los 14 días después de germinación ...................................................................................................... 109 Figura 3.2. Sección transversal de una raíz de tomate en la que se detallan las diferentes capas celualres ................................................................................. 110 Figura 3.3. Desarrollo de las plantas a los 4, 7, 11 y 14 DDG crecidas en cámara de cultivo tipo Fitotrón y medio hidropónico ................................................... 114 Figura 3.4. Desarrollo de las plantas utilizadas para el estudio de la anatomía interna de la raíz ............................................................................................... 116 Figura 3.5. Secuencia de desarrollo del sistema radicular del parental doméstico MM. .................................................................................................................. 119 Figura 3.6. Ajuste de la dinámica de elongación del sistema radicular durante los 14 DDG ....................................................................................................... 121 Figura 3.7. Tasas de elongación del sistema radicular en los dos genotipos parentales y en las 13 líneas RILs seleccionadas ............................................. 122 Figura 3.8. Fenotipo de raíz de las 13 líneas RILs seleccionadas derivadas del cruce interespecífico entre Solanum lycopersicum (MM) x Solanum pimpinellifolium (TO-937) a 14 DDG. ............................................................. 124 Figura 3.9. Distribución de la longitud correspondiente a las zonas de ramificación aparente y sin ramificación aparente de la raíz primaria en los dos genotipos parentales (MM y TO-937) y en las 13 líneas RILs seleccionadas a 14 DDG. ................................................................................................................ 125 Figura 3.10. Raíces laterales en los dos genotipos parentales (MM y TO-937) y en las 13 líneas RILs seleccionadas a 14 DDG ................................................ 126 xxxix Figura 3.11. Densidad de ramificación en los dos genotipos parentales (MM y TO-937) y en las 13 líneas RILs seleccionadas a 14 DDG. ............................. 127 Figura 3.12. Secciones transversales de raíces laterales en los dos genotipos parentales (MM y TO-937) y en 6 líneas RILs seleccionadas ......................... 128 Figura 3.13. Secciones transversales de raíces laterales en 7 líneas RILs seleccionadas .................................................................................................... 129 Figura 3.13. Anatomía interna del cilindro vascular en los dos genotipos parentales (MM y TO-937) y en las 13 líneas RILs seleccionadas .................. 131 CAPÍTULO 4 Figura 4.1. Estructura molecular de las AQPs ................................................ 144 Figura 4.2. Modelo de la estructura de SoPIP2;1 de espinaca (Spinacia oleracea) ........................................................................................................... 148 Figura 4.3. Conductividad hidráulica en raíces (Lpr) en respuesta al HgCl2. A los 21 DDG se calculó la Lpr en base a la superficie de la raíz en los gos genotipos parentales (MM y TO-937) y en las 13 líneas RILs seleccionadas con tres tratamientos diferentes: Lpr “control”, Lpr “HgCl2” y Lpr “HgCl2+DTT” .......................................................................................................................... 163 Figura 4.4. Potencial osmótico del exudado en los dos genotipos parentales (MM y TO-937) y en las 13 líneas RILs seleccionadas tratadas y sin tratar con HgCl2 a los 21 DDG. ....................................................................................... 165 Figura 4.5. Árbol filogenético de las 47 AQPs identificadas en tomate ......... 167 Figura 4.6. Ratio de la expresión normalizada entre raíz y hoja de los 14 genes PIP identificados en Solanum lycopersicum cultivar Heinz 1706 .................... 168 Figura 4.7. Cantidad relativa de ARNm de 4 PIPs con respecto al gen de referencia (SlCAC, Solyc08g006960) en los dos genotipos parentales (MM y TO-937) y en las 13 líneas RILs seleccionadas a los 21 DDG......................... 169 Figura 4.8. Tinción con Auramina O en los dos genotipos parentales (MM y TO-937) ............................................................................................................ 172 xl Figura 4.9. Tinción con Auramina O en dos líneas RILs seleccionadas por sus diferencias en Lpr (RIL 65 y RIL 121) ............................................................ 173 Figura 4.10. Tinción con Fluorol Yellow 088 en los dos genotipos parentales (MM y TO-937) y en dos líneas RILs seleccionadas por sus diferencias en Lpr (RIL 65 y RIL 121) ......................................................................................... 175 Figura 4.11. Tinción con Fluorol Yellow 088 que muestra una deposición de la suberina no continúa a lo largo de la longitud de la raíz. Secciones transversales en los genotipos parentales (MM y TO-937) y en dos líneas RIL seleccionadas (RIL 65 y RIL 121) pertenecientes a la misma planta ...................................... 177 Resumen 3 El principal objetivo de este trabajo de tesis ha sido generar información sobre los parámetros involucrados en la eficiencia del uso del agua en el cultivo de tomate con idea de poder introducir este carácter en programas de mejora genética. Para ello se ha abordado el estudio, centrado principalmente en la raíz, de caracteres fisiológicos, anatómico-morfológicos y moleculares de una población RIL derivada del cruce interespecífico entre la especie de tomate doméstico Solanum lycopersicum y la especie de tomate silvestre Solanum pimpinellifolium. El cultivo de tomate bajo invernadero es, económicamente, una de las actividades agrícolas más importantes en el área mediterránea. Este cultivo presenta una problemática asociada al clima de esta zona que induce altas tasas de transpiración y estrés hídrico en las plantas, lo que conlleva grandes pérdidas de calidad y cosecha. Conocer en detalle qué caracteres de la raíz están implicados en la captura de agua, ayudaría a desarrollar un programa de mejora orientado a una mayor eficiencia en el uso del agua en este cultivo. El estudio comenzó con la evaluación del consumo de agua y la producción de biomasa de 40 líneas de la población RIL, lo que permitió determinar la existencia de una alta variabilidad genética en ambos parámetros. La variabilidad existente en la producción de biomasa de la población RIL se manifestó en diversos parámetros como la superficie foliar, el diámetro del tallo o el peso seco de la raíces. Por otro lado, se observó una elevada variabilidad en la productividad del agua en términos de biomasa producida por volumen de agua consumida. Los análisis estadísticos llevados a cabo permitieron determinar que la variabilidad existente en la productividad del agua venía determinada, principalmente, por el diámetro del tallo, presentando este diámetro una alta correlación positiva con el contenido de agua en el mismo. Además, se encontró una alta variabilidad en transpiración de la planta entera, lo Resumen 4 que sugirió la existencia de diferencias en la capacidad de las raíces de absorber agua. Para llevar a cabo las medidas de conductividad hidráulica de la raíz (Lpr), se puso a punto un método que permitió determinar este parámetro en plantas jóvenes, de 21 días de edad. La Lpr determinada en líneas RILs que difieren en el consumo de agua y en la producción de biomasa, presentó también una alta variabilidad, registrándose diferencias de más del 80% entre algunas de ellas. Se continuó el estudio explorando distintos caracteres que pudieran explicar esta variabilidad en la Lpr. En un principio se pensó que estas diferencias podrían relacionarse con diferencias tanto en la longitud o absorción de agua de las raíces como en la distribución de dichos parámetros en tres categorías de grosor (raíces finas, medias y gruesas). Sin embargo, las diferencias registradas en estos parámetros fueron insuficientes para poder explicar la gran variabilidad registrada en la Lpr. La exploración de otros caracteres de la raíz que condicionan su arquitectura como pueden ser la tasa de elongación o el índice de ramificación y su anatomía interna como el grosor del córtex o el número y calibre de los vasos del xilema, entre otros parámetros, no permitieron observar correlaciones claras entre ellos y los valores de Lpr, a pesar de la gran variabilidad registrada en algunos de estos parámetros. Con idea de determinar la posible contribución de las acuaporinas al transporte radial de agua en la raíz por vía transcelular, se llevaron a cabo experimentos con cloruro de mercurio, un inhibidor reversible de la actividad de estos canales. En las líneas RILs analizadas, los resultados mostraron una disminución en los valores de Lpr de entre un 42% y un 80%. Por otro lado, se analizó la expresión relativa de cuatro genes que codifican para acuaporinas específicas de la raíz de tomate. Se observaron diferencias significativas entre Resumen 5 los genotipos analizados aunque no se encontró una correlación directa entre dicha expresión y la Lpr. La parte final de este trabajo consistió en llevar a cabo una exploración preliminar de la existencia de biopolímeros de barrera en ciertas zonas de la raíz, ya que podrían afectar al flujo radial del agua por la vía apoplástica y por tanto a los valores de Lpr. Se evalúo la deposición de suberina en los genotipos parentales y en dos líneas RILs cuyos valores de Lpr presentaban diferencias significativas. Se observó la ausencia de depósitos de suberina en la endodermis de las raíces y la existencia de una exodermis suberificada en los cuatro genotipos estudiados. Este estudio histológico preliminar establece una posible correlación entre los valores de Lpr y los depósitos de suberina en la exodermis, ya que los genotipos con mayores valores de Lpr fueron los que presentaron un mayor número de células de paso sin depósitos de suberina. Los resultados obtenidos en esta tesis muestran que existe una alta variabilidad en parámetros relacionados con la conductividad hidráulica de las raíces. No obstante, ninguno de estos parámetros permitiría explicar por sí solo la variabilidad registrada en la Lpr. La información generada ha permitido identificar algunos caracteres que presentan una mayor repercusión sobre la Lpr. Además, se han identificado genotipos contrastantes que constituyen un material muy útil en futuras investigaciones. . INTRODUCCIÓN GENERAL Introducción general 9 I.1. Arquitectura y morfología de la planta de tomate El tomate es una planta dicotiledónea, autógama, de porte arbustivo y perenne, aunque generalmente se cultiva como anual (Esquinas-Alcázar y Nuez, 1995). Puede desarrollarse de forma rastrera, semierecta o erecta, creciendo de manera indeterminada (crecimiento ilimitado) o determinada (limitado). Las plantas de tomate con crecimiento indeterminado, carácter silvestre de la especie y de aquellos genotipos que se cultivan principalmente en invernadero para consumo fresco, presentan un desarrollo nodal continuo con aparición de las inflorescencias de manera internodal lateral cada 3 hojas. A la porción de tallo que incluye 3 o 4 hojas y un racimo se le denomina «simpodio» (Chamarro, 1995). Por el contrario, en las de crecimiento determinado, que se cultivan al aire libre principalmente como tomate de industria, el tallo principal soporta un número inferior de hojas y termina en una inflorescencia, por lo que el crecimiento de la planta ha de seguir por los tallos laterales o secundarios desarrollados a partir de las yemas axilares, dando lugar a una planta de poca altura y aspecto arbustivo (Rick, 1978). La semilla de tomate es pequeña (~2-4 mm) y aplanada y está constituida por el embrión, el endospermo y la cubierta seminal, la cual se encuentra generalmente recubierta de pelos. Para su germinación es necesaria una buena disponibilidad de agua así como una oxigenación eficiente (Chamarro, 1995). El sistema radicular de la planta de tomate es alorrizo o pivotante y está constituido por la raíz principal o primaria (corta y débil), las raíces laterales (numerosas y potentes) y las raíces adventicias (Fig.I.1). La raíz primaria se desarrolla durante la embriogénesis y a partir de ella se producen las raíces laterales secundarias, que a su vez se pueden ramificar. Las raíces adventicias son aquellas que se desarrollan en el hipocótilo, epicótilo y/o tallo (Osmont et al., 2007). Introducción general 10 Figura I.1. Sistema radicular de la planta de tomate donde se detallan las distintas raíces que lo conforman. La raíz de tomate presenta un crecimiento primario y secundario que determina el incremento de su diámetro, debido principalmente al desarrollo del cilindro vascular. Cuando la raíz presenta crecimiento primario, seccionando transversalmente y de fuera hacia dentro se pueden observar: la epidermis, la exodermis, el córtex, la endodermis y el cilindro vascular, jugando cada una de estas capas un papel diferente en la absorción de agua y nutrientes (Esau, 1967). La arquitectura, morfología y anatomía de la raíz se describirán con más detalle en la introducción del capítulo 3. El crecimiento secundario de la raíz de tomate se inicia con divisiones periclinales del procambium vascular no diferenciado y de las células del periciclo opuestas al xilema. Estas divisiones producen una capa interna, considerada como el cambium vascular, que se encuentra rodeando al xilema y una capa externa que se mantiene como periciclo. El cambium vascular es una capa celular meristemática cuyas células pueden dividirse y diferenciarse en Introducción general 11 células xilemáticas y floemáticas, aumentando el diámetro de la raíz y su capacidad de transporte (McCully, 1995; Rich y Watt, 2013). En la figura I.2 se muestra el aspecto que puede tener una raíz de tomate en crecimiento secundario que tras diversas divisiones celulares y diferenciación de las mismas, se observan las mismas capas celulares que en el crecimiento primario con la principal diferencia de que los vasos xilemáticos presentan un mayor diámetro y no presentan una disposición de los mismos en estructuras poliarcas. Figura I.2. Sección transversal de una raíz de tomate con crecimiento secundario donde se detallan las diferentes zonas. Corte realizado a mano alzada (~0,3 mm de grosor) en los primeros 20 mm de la zona basal de la raíz primaria y posterior visualización con un microscopio confocal con luz transmitida. Barra equivale a 100 m. El tallo, en la parte apical de la planta de tomate, presenta sólo crecimiento primario y está constituido por la epidermis, el córtex, los tejidos vasculares y la médula (Fig.I.3A). La epidermis constituye la capa celular más externa, donde se desarrollan los tricomas glandulares y no glandulares. Debajo de la epidermis se localiza el córtex, cuyas células más externas presentan función fotosintética, mientras que las más internas son de tipo colenquimático y tienen una función Introducción general 12 estructural (Picken et al., 1986). Los haces vasculares, formados por el xilema primario, el floema primario y el procambium, presentan una disposición circular que encierra una médula de parénquima, lo que se conoce con el nombre de sifonostela (Rost, 1996; Ye, 2002). Figura I.3. Desarrollo del tallo de tomate. (A) Esquema de una sección transversal de tallo de tomate con crecimiento primario donde se detallan las diferentes zonas. (B) Formación del cambium vascular que marca el inicio del crecimiento secundario. Esquema tomado de Rost (1996). El crecimiento secundario del tallo comienza con la formación del cambium vascular, un tejido meristemático formado por el cambium fascicular (derivado del procambium) y del cambium interfascicular (derivado de la desdiferenciación del parénquima interfascicular) (Esau, 1967). Este tejido meristemático completamente desarrollado forma un cilindro continuo desde dónde se formará el xilema secundario (hacia el interior) y el floema secundario Introducción general 19 Figura I.8. (A) Producción nacional de tomate (millones de toneladas) y (B) rendimiento del cultivo (T/Ha) durante el periodo 2003-2013. (FAOSTAT, 2013). Cuando se escribió esta introducción, los datos disponibles en el Ministerio de Agricultura, Alimentación y Medio Ambiente (MAGRAMA) correspondientes al año 2012, muestran que Andalucía y Extremadura lideraron la producción de tomates a nivel nacional con 1,6 y 1,4 millones de toneladas respectivamente, lo que supuso el 75% de la producción nacional total (Fig.I.9A). Las comunidades restantes, produjeron el otro 25%, destacando Murcia con un 7% (289.355 toneladas), Navarra con un 4% (147.889 toneladas) o Canarias con un 3% (126.171 toneladas). En ese mismo año, la superficie de cultivo de tomate alcanzó las 48.617 Ha, de las cuales un 61% correspondieron a cultivos al aire libre, un 38% a cultivos bajo invernadero y sólo 1% a cultivo de secano (Fig.I.9B). Andalucía destinó el 89% de su superficie de cultivo de tomate a la modalidad bajo invernadero registrándose una superficie de 13.047 Ha, mientras que en Extremadura el 100% de superficie destinada al cultivo de tomate fue al aire libre, con una superficie de 17.190 Ha. Estos datos ponen de manifiesto que el cultivo de tomate bajo invernadero se localiza principalmente en Andalucía dónde destacan Almería con una producción de 925.743 toneladas en 9.013 Ha, seguido de Granada con 314.910 toneladas en 3.172 Ha y Málaga con 54.362 toneladas en 770 Ha. 2003 2004 2005 2006 2007 2008 2010 2009 2011 2012 2013 0 20 40 60 80 100 Rendimiento España (Toneladas/Ha) 2003 2004 2005 2006 2007 2008 2010 2009 2011 2012 2013 0 2 4 6 Producción España (Millones de Toneladas) AB Introducción general 20 Figura I.9. Producción de tomate en España y su superficie de cultivo. (A) Producción nacional de tomate (%) por comunidades autónomas. (B) Superficie de cultivo (Ha) dedicada a los distintos tipos de cultivo (MAGRAMA, 2012). A nivel mundial, España ocupa el tercer puesto en las exportaciones de tomate fresco, tras los Países Bajos y México, alcanzando un valor de 983 millones de euros (Hortoinfo, 2013), lo que supuso el 27% de la producción nacional (999.000 toneladas). El 94% de los tomates que exportó España en 2013 tuvo como destino países comunitarios. Alemania, Francia o Reino Unido importaron 517.000 toneladas, significando un ingreso total de 506 millones de euros. Andalucía fue la región que presentó una mayor exportación con un 65% del total (624.000 toneladas), destacando Almería con unas exportaciones de 550.000 toneladas que supusieron 512 millones de euros (Hortoinfo, 2013). En relación al destino de la producción de tomate, la mayor parte se emplea en consumo fresco (60%), mientras que el 40% restante va dirigido a la industria para obtener tomate triturado, concentrado, sopas, etc. El tomate dirigido a la industria es cultivado normalmente en período estival y al aire libre. Extremadura es la comunidad autónoma que encabeza la producción de este tipo de tomate con 1,4 millones de toneladas (casi el 100% de su producción), seguida de Andalucía donde este sector está cobrando cada vez más importancia gracias principalmente a la producción localizada en Sevilla. El tomate destinado Introducción general 21 a consumo fresco se cultiva mayoritariamente de manera intensiva y bajo invernadero y su producción se concentra en el levante almeriense. I.4. Problemática del cultivo de tomate bajo invernadero en el área mediterránea Existen diferentes factores que pueden afectar a la rentabilidad económica de los cultivos de invernadero en el área mediterránea, entre ellos el estrés hídrico ambiental (Romero-Aranda et al., 2002; Chaves y Oliveira, 2004; Jurado et al., 2009), la estacionalidad de la producción, la disponibilidad de agua para el riego (Aguilera, 2006) o el incremento de la salinidad en los suelos de cultivo (Cruz et al., 1990; Caro et al., 1991; Romero-Aranda et al., 2001; Romero-Aranda et al., 2002). I.4.1. Estrés hídrico ambiental A pesar de que en el cultivo de tomate bajo invernadero el riego suele suministrarse en exceso, las plantas sufren de forma periódica intensos episodios de estrés hídrico ambiental en las horas centrales del día (Romero-Aranda et al., 2002). Esto se debe a las características del clima mediterráneo que determinan en el interior de los invernaderos altas temperaturas y baja humedad relativa, incluso en días soleados de invierno, lo cual induce elevadas tasas de transpiración foliar (Romero-Aranda et al., 2001; Romero-Aranda et al., 2002). Esta intensa transpiración foliar, produce un desequilibrio en tiempo e intensidad, entre la cantidad de agua que las raíces son capaces de absorber y transportar a la parte aérea y la cantidad de agua que pierden las hojas por transpiración. Dicho desequilibrio entre los flujos de entrada y salida de agua en la planta produce un descenso del potencial hídrico foliar que conlleva el cierre estomático y la disminución de la tasa de fotosíntesis. Además, este descenso del potencial hídrico foliar cuando la planta está en fase de fructificación, puede inducir un reflujo de agua desde los frutos hacia las hojas, lo que ocasiona una Introducción general 22 reducción del tamaño de los mismos y que se traduce en una pérdida de cosecha (Guichard et al., 2005). Por otro lado, esta situación puede generar fallos en la fase reproductiva provocando un menor cuajado de frutos (Chaves et al., 2002) y el desarrollo de fisiopatías que afectan a la calidad de la cosecha, como la aparición de la podredumbre apical en los frutos (Saure, 2001). I.4.2. Estacionalidad y duración de los periodos de producción La estacionalidad de la producción y la duración de los periodos de cosecha son aspectos que determinan la rentabilidad del cultivo bajo invernadero en el área mediterránea. Las características del clima mediterráneo, favorece la producción del cultivo de tomate en primavera, verano y otoño en comparación con el cultivo de invierno (Aldanondo, 1995). Sin embargo, la radiación solar que se alcanza durante los meses de primavera y verano puede producir dentro del invernadero, condiciones térmicas estresantes y atmósferas de alta demanda evaporativa que afectan negativamente al crecimiento y desarrollo de las plantas. Como solución se han desarrollado distintas técnicas de climatización (sistemas de sombreado, nebulización o aspersión) que disminuyen los excesos térmicos y el déficit hídrico ambiental (Arbel et al., 1999; Lorenzo et al., 2003). La implantación en los invernaderos de estos sistemas de climatización permite alargar el calendario de producción, permitiendo cultivar de forma intensiva durante todo el año, lo que conlleva un aumento de la rentabilidad económica del sistema. La producción intensiva bajo invernadero ha puesto de manifiesto la necesidad de desarrollar genotipos altamente productivos durante un mayor periodo de tiempo. En este sentido ha sido determinante el desarrollo de portainjertos, una técnica cultural que combina en una misma planta la parte aérea de un genotipo (injerto), que puede incrementar el vigor de la planta o la calidad del fruto (Flores et al., 2010), con la raíz de otro diferente (porta-injerto) que puede ofrecer además de resistencia a ciertos patógenos de suelo, una alta Introducción general 23 capacidad de absorción de agua y nutrientes (Lee, 1994; Leonardi y Giuffrida, 2006). I.4.3. Escasez de los recursos hídricos y salinidad Las predicciones de cambio climático para los países mediterráneos proyectan una disminución sustancial de los recursos hídricos disponibles, con un aumento en las próximas décadas del estrés hídrico en las tierras de cultivo del sur de Europa (IPCC 2008). Si no se generan recursos hídricos no convencionales (agua regenerada procedente de depuradoras o de los lixiviados de cultivos, agua de mar desalinizada, etc), en el área mediterránea el escenario de escasez de agua a medio y largo plazo se verá fuertemente intensificado. Además, en esta zona, la agricultura debe afrontar el reto de abastecer la creciente demanda de alimentos como resultado de las tasas de crecimiento de la población (Schneider et al., 2011). En el área mediterránea la actividad agrícola actual consume entre el 60 y el 90% del agua dulce disponible, llegando al 87% en el sureste de España (Grindlay et al., 2011). Con este escenario es evidente la necesidad de potenciar programas de mejora que aumenten la eficiencia de uso del agua en los cultivos. La horticultura intensiva bajo invernadero destaca por sus altos valores de producción y por la calidad de las cosechas. Sin embargo, a pesar de que este tipo de agricultura es capaz de reducir en un 70% el consumo de agua con respecto al cultivo al aire libre (Tognoni, 2003), los requerimientos de riego siguen siendo muy elevados. En el caso del cultivo de tomate en estas condiciones en el litoral mediterráneo andaluz, se requiere unos 40-45 litros para producir un Kg de cosecha (Reina-Sanchez et al., 2005). Gran parte de los programas de mejora que se han abordado en el cultivo de tomate en los últimos 50 años se han centrado en el tamaño del fruto y en la resistencia a plagas y enfermedades. Estos programas se han desarrollado en situaciones de alto aporte de fertilizantes y riego, de manera que la mayoría de Introducción general 24 los genotipos de tomate de élite que ahora están siendo cultivados tienen poca adaptación a la sequía. Por todo lo anteriormente mencionado, el uso eficiente de agua (WUE, del inglés Water Use Efficiency) es un aspecto en el que hay que incidir de una manera ineludible para desarrollar una agricultura sostenible que permita mantener niveles altos de productividad y calidad de las cosechas. Para ello es necesario avanzar en el conocimiento de la planta en cuanto a la captación y utilización del agua de riego, con el fin de obtener sistemas radiculares que permitan un alto aprovechamiento de los recursos hídricos reduciendo a la vez las pérdidas por lixiviados. La identificación de genotipos con sistemas radiculares altamente eficientes en la captura de agua, permitiría su uso como portainjertos de variedades de interés comercial. El uso de portainjertos eficientes en la captura de agua permitiría mantener una alta producción con las características organolépticas y nutricionales que los mercados actuales demandan. En el sudeste español, la salinidad es uno de los problemas más importantes con los que actualmente se enfrenta la horticultura intensiva bajo invernadero. En estas zonas, la escasez de agua de lluvia y la alta demanda de agua que requieren los cultivos intensivos bajo invernadero está provocando una explotación excesiva de los acuíferos subterráneos. Esto está dando lugar a un aumento en la concentración de sales disueltas en el agua disponible para el riego, de manera que actualmente es frecuente encontrar en los pozos aguas con concentraciones de NaCl de entre 35 y 70 mM (Urdanoz et al., 2008). La salinización de los suelos puede tener un origen natural, por exposición a periodos prolongados de sequía o bajas tasas de precipitación (Flores-Díaz et al., 1996), o por el contrario ser inducida por el hombre a causa del riego con aguas salinas y/o el abuso de fertilizantes. En ambos casos el resultado es el mismo, la Introducción general 25 aparición de suelos no aptos para el cultivo (Alberto et al., 1983; McFarlane y Williamson, 2002). Las plantas de tomate cultivadas en suelos salinos o con aguas salinas sufren alteraciones en todo su metabolismo, produciendo diferentes efectos según el estado de desarrollo de las mismas (Cuartero et al., 1995). Sin embargo, desde el punto de vista estrictamente agronómico, la principal consideración a tener en cuenta es cómo afecta a la cosecha (Mittler y Blumwald, 2010). Por un lado, el número de frutos producidos suele disminuir debido a la reducción en el número de flores aparecidas y/o a la reducción en el cuajado de esas flores (Cruz et al., 1990). Por otro lado, la salinidad también puede provocar una disminución del tamaño del fruto así como una notable merma en la calidad del mismo por la aparición de fisiopatías como la podredumbre apical (Romero-Aranda et al., 2001; Romero-Aranda et al., 2002; Reina-Sanchez et al., 2005). Para combatir los efectos del estrés salino es necesario combinar diversas estrategias como la obtención de variedades de tomate tolerantes a la salinidad, el uso de injertos o incrementando la humedad relativa alrededor de las plantas (An et al., 2005; Cuartero et al., 2006). Además de estas estrategias, el uso de cultivo sin suelo o hidropónico puede considerarse también una alternativa muy útil para combatir el incremento de la salinidad en los suelos. I.5. Cultivo hidropónico como estrategia frente a la escasez de agua El cultivo hidropónico permite una mejor gestión del riego además de presentar la posibilidad de recogida de los drenajes para su posterior reciclado. La salinidad del suelo unido a la escasez de agua en zonas con una alta densidad de cultivos bajo invernadero, son factores que han propiciado la sustitución gradual del cultivo tradicional en suelo por el cultivo hidropónico en diferentes tipos de sustrato artificial. De este modo, en la zona costera del sureste español, concretamente en Almería, se está registrando un continuo aumento en la Introducción general 26 superficie dedicada a este tipo de cultivo, alcanzando unas 5.500 Ha de superficie dedicada a los cultivos hidropónicos (Urrestarazu, 2011). La hidroponía presenta una larga trayectoria ya que civilizaciones antiguas recurrieron a esta técnica cultural como medio de subsistencia en la que un sustrato (arenas de río) se humedecía con agua y materia orgánica en descomposición. Ejemplos de estos primeros cultivos hidropónicos los tenemos en los Jardines colgantes de Babilonia o los Jardines flotantes Aztecas (Fig.I.10). Las soluciones hidropónicas actuales se desarrollaron a partir del siglo XVII cuando diversos autores como van Helmont y Woodward, empezaron a entender que las plantas estaban compuestas por constituyentes que procedían del agua y no únicamente del suelo. Más de cien años después, Sachs y Knop consiguieron cultivar plantas terrestres en soluciones minerales y finalmente en 1936, Gericke acuñó el término hidroponía demostrando la aplicabilidad de este medio de cultivo tras realizar el primer cultivo comercial precisamente de tomate (Stradiot, 2003). Figura I.10. Primeros cultivos hidropónicos de la historia. (A) Jardines colgantes de Babilonia (pintura de Martin Heemskerck). (B) Jardines flotantes de los Aztecas (fotografía tomada de Arano (2007)). Desde un punto de vista práctico, los sistemas hidropónicos pueden clasificarse en: cultivo semi-hidropónico, en los que encontramos un sustrato inerte (lana de roca, fibra de coco, arena silícea o vermiculita); y cultivo Introducción general 27 hidropónico puro en el que la planta sumerge las raíces directamente en una solución con los distintos nutrientes necesarios, sin ningún tipo de soporte adicional. Inicialmente, la mayoría de los cultivos hidropónicos funcionaban como sistemas abiertos, en los que no existía una recirculación del riego y dónde la capacidad de retención de agua en los sustratos inertes era baja. El gran impacto medioambiental por posible contaminación de fuentes de agua dulce así como la necesidad de optimizar el uso del agua determinó el desarrollo de sistemas hidropónicos cerrados, en los que se produce una recirculación de las soluciones nutritivas (Stanghellini y Rasmussen, 1994). Capítulo 1 35 1.1 Introducción Uno de los principales puntos en los que se basa la sostenibilidad agrícola es la economía del agua, por lo que generar conocimiento que permita mejorar la eficiencia del uso del agua (WUE, del inglés Water Use Efficiency) es crítico para desarrollar una agricultura sostenible y respetuosa con el medio ambiente, que permita además producir los alimentos necesarios para abastecer las necesidades de una población en constante crecimiento (Alcamo et al., 2007; Chapagain y Hoekstra, 2008). En las últimas décadas se han desarrollado numerosas investigaciones sobre la mejora de la productividad del agua (WP, del inglés Water Productivity) en diversos cultivos, aunque el éxito de estos trabajos ha sido limitado. La principal causa de ello ha sido la falta de consideración de vinculaciones realistas entre las situaciones de estrés impuestas en estos estudios y la fisiología de la planta en una situación real de cultivo (Wuyts et al., 2015). Por ello, cada vez son más numerosas las manifestaciones acerca de la necesidad de estudios que aborden una visión integradora del desarrollo de las plantas y que tengan como objetivo el incremento de la producción antes que priorizar aspectos relacionados con la supervivencia de la planta en condiciones de estrés (Nelissen et al., 2014). Esto hace necesario conocer para cada cultivo los mecanismos en raíz y parte aérea que subyacen a la WUE y a la WP. En el caso del cultivo de tomate, esta información permitiría el desarrollo de nuevas variedades, adaptadas a escenarios específicos de cultivo en los que el estado hídrico del ambiente (suelo y atmósfera) puede variar de forma muy significativa, repercutiendo tanto en la captación de agua a nivel radicular como en las pérdidas por transpiración foliar. Los términos WUE y WP generan gran confusión debido principalmente a las diferencias de significado que tienen en agronomía y en fisiología. Desde un punto de vista agronómico la WUE (WUEa) es la capacidad que tienen las Capítulo 1 36 plantas para tomar de un modo efectivo el agua de riego aplicada (Perry et al., 2009; Heydari, 2014), y se expresa como:     󰇛1󰇜 Puesto que tanto el numerador como el denominador presentan las mismas unidades, WUEa es un parámetro adimensional. En los cultivos hidropónicos, donde las raíces no sufren una limitación por la disponibilidad de agua, la WUEa depende únicamente de la capacidad de las raíces para capturar e incorporar el agua dentro de la planta. En el presente trabajo, el volumen de agua consumido por las plantas se ha utilizado como un indicador de WUEa. Desde el punto de vista fisiológico, el término WUE también denominado eficiencia transpiratoria o WUE instantánea (WUEi) hace referencia a la ratio entre las tasas foliares de fotosíntesis y transpiración (Anyia y Herzog, 2004; Lovelli et al., 2007):   í󰇛μ󰇜 ó󰇛󰇜󰇛2󰇜 La WUEi así descrita no es un parámetro adimensional ya que describe el número de moléculas de CO2 incorporadas en el proceso fotosintético en función del número de moléculas de agua que difunden por transpiración a través de los estomas, durante el mismo periodo de tiempo y unidad de superficie foliar. La WP, no tiene homólogo en el ámbito fisiológico, y se acuñó como término agronómico que hace referencia a la cosecha producida por un cultivo determinado con respecto a la cantidad de agua consumida por el cultivo para obtener dicha producción (Perry et al., 2009; Ragab, 2014) y se expresa como:   ó󰇛󰇜 󰇛󰇜󰇛3󰇜 Capítulo 1 37 La correlación entre la WUEi y la cantidad de cosecha en cultivos como arroz, maíz o trigo, donde el contenido de materia seca en el grano es muy superior al contenido de agua, ha hecho que algunos autores utilicen las siglas WUE para referirse a la WP (Tambussi et al., 2007; Zhang et al., 2011). Por otro lado, a pesar de las diferencias de concepto que existen entre la WUEa y la WP, en la literatura hay numerosos ejemplos en los que las siglas WUEa se usan como sinónimo de WP (Chaves y Oliveira, 2004; Katerji et al., 2008; MolinaMontenegro et al., 2011; Medici et al., 2014; Osakabe et al., 2014), generando la confusión de la que se habló al inicio de este apartado. Es importante destacar que los términos producción y/o cosecha son diferentes dependiendo del tipo de cultivo, de manera que la cosecha final puede referirse al peso seco de semillas (cereales), al peso fresco de frutos (tomate) o incluso al peso fresco de hojas (lechuga, alfalfa, etc) (Heydari, 2014). En el cultivo de tomate, la cosecha está determinada por el peso fresco de los frutos, constituidos por aproximadamente entre un 5 y un 10% de materia seca y entre un 90 y un 95% de agua (Davies et al., 1981). Estos altos porcentajes de agua en los frutos de tomate manifiestan la relevancia que puedan llegar a tener pequeñas variaciones en el balance hídrico de la planta sobre la productividad de este cultivo. La WUEa ha aumentado en las últimas décadas gracias al desarrollo de las prácticas de riego (Katerji et al., 2008; Soto-García et al., 2013), lo que ha permitido un significativo ahorro de agua en agricultura. A pesar de ello, dichas prácticas por sí mismas no garantizan una alta WP (Bouman, 2007; Perry et al., 2009; Molden et al., 2010), por lo que sería importante considerar las particularidades de cada cultivo relacionadas con su capacidad para capturar el agua de riego, y así poder conseguir un incremento tanto de la WUEa como de la WP. Capítulo 1 38 Puesto que tanto WUEa como WP son parámetros complejos en los que intervienen muchos factores, antes de iniciar un programa de mejora es necesario identificar entre todos los posibles caracteres morfológicos y/o fisiológicos implicados, aquéllos que sean más fáciles de estudiar, y que al mismo tiempo sean estables y presenten una alta heredabilidad. La mayor parte de los programas orientados a la mejora de WUEa y WP se han llevado a cabo en cultivos de cereales, existiendo muy poca información para cultivos hortícolas como el del tomate (Davies et al., 2000; Romero-Aranda et al., 2001; Reina-Sanchez et al., 2005; Tahi et al., 2007) donde, como ya se ha comentado anteriormente, el componente principal de la cosecha es el contenido de agua en el fruto. Considerando todo lo expuesto, en esta primera fase de estudio se ha investigado la posible existencia de variabilidad en la WUEa (consumo de agua) y en la WP (productividad) de la población RIL. En la evaluación de la WP se partió de la hipótesis de que diferencias en producción de biomasa durante la fase vegetativa podrían conllevar diferencias de producción en la fase generativa de crecimiento y desarrollo de los frutos. Este supuesto se sustenta en estudios realizados en tomate que muestran que una reducción de biomasa durante la fase vegetativa afecta negativamente a todo el periodo reproductivo y por tanto a la producción total de frutos (Patanè et al., 2011). Para desarrollar este objetivo general, se han abordado los siguientes objetivos parciales: 1Determinar si en la población RIL existe variabilidad en la WUEa (cuantificada como el consumo de agua) y en la WP (cuantificada como la producción de biomasa producida por volumen de agua consumida). 2Analizar WUEa y WP en relación a varios parámetros biométricos y de estado hídrico de las plantas. Capítulo 1 39 1.2. Materiales y Métodos 1.2.1. Material vegetal En este trabajo se ha estudiado una población RIL derivada del cruce interespecífico entre la especie de tomate doméstico Solanum lycopersicum cultivar Moneymaker (en adelante MM) (Fig.1.1A, B, C) y la especie de tomate silvestre Solanum pimpinellifolium entrada TO-937 (en adelante TO-937) (Fig.1.1D, E, F). Esta población RIL, en generación F8, se ha desarrollado en el departamento de Mejora Genética y Biotecnología del Instituto de Hortofruticultura Subtropical y Mediterránea “La Mayora” (IHSM-UMA-CSIC) mediante el método del descendiente único (SDD del inglés, Single Seed Descent) (Alba, 2006) y ha sido utilizada en diversos estudios de resistencia a plagas (Alba, 2006; Alba et al., 2009; Escobar-Bravo, 2013). Del total de las 164 líneas que conforman la población RIL, para este estudio se seleccionaron 38 líneas cuyo conjunto refleja la variación existente en la población completa respecto a diversos parámetros de desarrollo vegetativo. Para realizar dicha selección se llevó a cabo un cultivo de primavera-verano en invernadero, durante el cual se realizaron medidas semanales de la altura de la planta, el número de hojas, la superficie de la hoja, la distancia entre inflorescencias y el diámetro de tallo. Las medidas se llevaron a cabo en 6 plantas por línea, desde el momento del trasplante a invernadero hasta que el cultivo entró en fructificación. Estos datos se sometieron a un análisis de conglomerados de k-medias que permitió agrupar las distintas líneas en función de la similitud existente entre ellas para un parámetro determinado y seleccionar una línea RIL representativa de cada uno de los grupos generados. Capítulo 1 40 Figura 1.1. Morfología general de plantas de tomate. (A, D) Aspecto general de la parte aérea, (B, E) de la raíz y (C, E) de los frutos de plantas de tomate de los dos genotipos utilizados como parentales de la población RIL, (A, B, C) Solanum lycopersicum cultivar Moneymaker y (D, E, F) Solanum pimpinellifolium entrada TO-937. 1.2.2. Condiciones de cultivo Las plantas de cultivaron en medio hidropónico en condiciones controladas de cámara de cultivo de altas prestaciones (Modelo Fitoclima 27000 EHHF, ARALAB, Lisboa, Portugal) (Fig.1.2) para minimizar el efecto que el ambiente pudiera tener en el fenotipo final. Los 40 genotipos se estudiaron en 5 ciclos de cultivo manteniendo siempre las mismas condiciones ambientales cada uno de ellos (Fig.1.3). Cada ciclo tuvo una duración de 5 semanas y en cada uno de ellos se crecieron y evaluaron los dos genotipos parentales y 4-5 RILs. Capítulo 1 41 Figura 1.2. Cultivo hidropónico en cámara de altas prestaciones. (A) Exterior e (B) interior de la cámara de cultivo de altas prestaciones (Modelo Fitoclima 27000 EHHF, ARALAB, Lisboa, Portugal), donde se llevó a cabo el estudio. La programación de las variables ambientales en el interior de la cámara de cultivo se definió en base a los datos climáticos registrados durante la primavera de los últimos 10 años, dentro de uno de los invernaderos del IHSM “La Mayora”. Esta programación de la cámara permitía reproducir de forma constante la evolución diaria de la temperatura, radiación y humedad relativa que de forma natural se presenta en el interior de un invernadero en días típicos de primavera (Fig. 1.3). Figura 1.3. Evolución diaria en temperatura , humedad Relativa y radiación (PAR) en el interior de la cámara de cultivo de altas prestaciones. Capítulo 1 42 Las semillas de los dos genotipos parentales (MM y TO-937) y de las 38 RILs seleccionadas se esterilizaron por inmersión en hipoclorito sódico al 2-5% (p/v) durante 30 minutos, seguido de varios lavados con agua, y se germinaron en placas de Petri sobre papel de filtro humedecido con agua, a una temperatura de 25ºC y en oscuridad. Cuando la radícula alcanzó unos 3-4 cm de longitud, las plántulas se colocaron en tubos Falcon con solución nutritiva hasta que desarrollaron 3-4 hojas verdaderas (18-24 días tras germinación). En este estadio, se seleccionaron de cada genotipo 12 plantas de tamaño y aspecto general similar para continuar su cultivo en medio hidropónico pero en recipientes de mayor volumen. Así, las plantas se cultivaron hasta el final del ensayo, individualmente en macetas de plástico con 2,9 L de solución nutritiva tipo Hoagland (Hoagland y Arnon, 1950). La solución nutritiva, modificada para tomate (Tabla1.1) y ajustada a un pH de 5,8 estaba en continua aireación, y se cambió semanalmente durante las 5 semanas que duró el ensayo para evitar desequilibrios en la proporción de los nutrientes. Tabla 1.1. Composición de la solución nutritiva tipo Hoagland y Arnon (1950) modificada para el cultivo de tomate. Macronutrientes mM Micronutrientes mM KNO3 6,6 H 3BO3 0,092 NH4H2PO4 1 MnCl 2 * 4 H2O 0,018 MgSO4 2,05 ZnSO 4 * 7 H2O 0,0016 CaCl2 * 2 H2O 4 CuSO4 * 5 H2O 0,0006 (NH4)6MoO24 * 4 H2O 0,0007 FeNaEDTA 0,058 1.2.3. Consumo de agua Semanalmente por gravimetría, se midió el volumen de agua consumido por la planta durante el periodo de estudio (5 semanas). Para ello, a primera hora del día 1 de medida (1 hora después de terminar el periodo de oscuridad en el interior de la cámara), se pesó la maceta con la solución nutritiva, sin la planta, Capítulo 1 43 en una balanza analítica con dos decimales de precisión. Tras la pesada, la planta volvía a colocarse en la maceta correspondiente. Transcurrida una semana, y a primera hora del día 2 de medida, se repitió el procedimiento. Tras esta segunda pesada, la solución nutritiva se desechaba y se sustituía por una nueva, volviendo a colocar cada planta en su maceta correspondiente. El consumo de agua se obtenía por la diferencia de peso entre la medida 2 y la medida 1. Este proceso se repitió semanalmente en 12 plantas por genotipo lo que permitió obtener el consumo de agua total acumulado durante un periodo de 5 semanas consecutivas. La pérdida de agua por evaporación se minimizó utilizando tapaderas de plástico en cada maceta. 1.2.4. Parámetros biométricos Al final del periodo de ensayo, tras 5 semanas de cultivo en medio hidropónico y en condiciones ambientales estables y óptimas para el cultivo de tomate, se determinó, en 12 plantas por genotipo, la altura de la planta, el número de hojas, el diámetro del tallo entre el primer y segundo entrenudo (usando un pie de rey) y la superficie foliar de todos los foliolos mediante un integrador de área (Delta-T Devices Ltd., Cambridge, UK). 1.2.5. Producción de biomasa En las mismas plantas se determinó el peso fresco de hojas, tallos y raíces por separado. También se determinó el peso seco de cada una de las partes tras 48 h de secado a 70ºC. La diferencia entre el peso fresco y el peso seco permitió determinar el contenido de agua en cada órgano. 1.2.6. Variables de intercambio gaseoso Las variables de intercambio gaseoso: tasa de fotosíntesis neta (A, mol CO2 m2 s-1), tasa de transpiración (E, mmol agua m2 s-1) y conductancia estomática al vapor de agua (gs, mmol agua m2 s-1) se midieron al final del periodo de ensayo con un sistema portátil de analizadores IRGA (modelo LI-6400; LI-COR, Inc., Capítulo 1 44 Lincoln, NE, USA) equipado con una fuente de iluminación LED Roja/Azul (6400-02B, LI-COR). Las medidas se realizaron durante el periodo de máxima iluminación en el interior de la cámara de cultivo, correspondiente a una radiación fotosintéticamente activa (PAR) de 800 µmol de fotones m-2 s-1. Se muestrearon dos foliolos terminales de las hojas 8ª y 9ª contadas desde el ápice, en 6 plantas por genotipo. Las condiciones en el interior de la cámara foliar de medida del sistema LI-COR (temperatura del aire y PAR) fueron establecidas de acuerdo con los valores registrados para estos parámetros en el interior de la cámara de cultivo en el momento de realizar las medidas. 1.2.7. Rendimiento del fotosistema II Se determinó el rendimiento del fotosistema II midiendo la fluorescencia de las clorofilas con un fluorímetro de fluorescencia modulada (Handy PEA, Hansatech Instruments Ltd. Nortfolk, UK). Se muestrearon los mismos foliolos en los que previamente se habían tomado las medidas de intercambio gaseoso. Los parámetros de fluorescencia (F0, Fm) se determinaron por el método de pulso de luz saturante (Schreiber et al., 1995) y para ello, antes de realizar las medidas, los foliolos se adaptaron a oscuridad durante 40-50 minutos. A continuación se expusieron a una secuencia de luz modulada de baja intensidad, seguida de un pulso de luz saturante. La aplicación de luz modulada de baja intensidad después del periodo de oscuridad permite determinar la fluorescencia basal (F0) que refleja el estado de oxidación de los centros de reacción del fotosistema II, cuando están oxidados y disponibles para la transferencia de electrones. La aplicación posterior de un pulso de luz saturante permite determinar la fluorescencia máxima (Fm) provocada por la completa reducción de los centros de reacción, que bloquean la transferencia de electrones entre plastoquinonas A y B. La diferencia entre Fm y F0 permite el cálculo de la fluorescencia variable (Fv) asociada a alteraciones químicas en el fotosistema II. La ratio Fv/Fm es un indicador robusto de la eficiencia máxima de este fotosistema (Murchie y Lawson, 2013), por lo que se consideró conveniente Capítulo 1 51 similares en el número de hojas, presentó una superficie foliar un 30% superior a la de MM y un 40% superior a la de la RIL 88. Figura 1.7. (A) Número de hojas y (B) superficie foliar total registrado en los dos genotipos parentales (MM y TO-937) y en las 38 líneas RILs seleccionadas. Datos representados como media ± SE (n = 12 plantas por genotipo). Los asteriscos indican diferencias significativas con respecto a MM según el test de Dunnet, p ≤ 0,05. RIL 175 TO-937 RIL 121 RIL 124 RIL 179 RIL 120 RIL 85 RIL 12 RIL 9 RIL 68 RIL 20 RIL 111 RIL 73 RIL 178 RIL 92 RIL 82 RIL 143 RIL 65 RIL 77 RIL 114 RIL 115 RIL 59 RIL 151 RIL 88 RIL 70 RIL 45 RIL 30 RIL 17 RIL 66 MM RIL 164 RIL 109 RIL 91 RIL 161 RIL 2 RIL 94 RIL 14 RIL 112 RIL 98 RIL 38 0 20 40 60 80 100 120 140 160 180 200 220 * * ** * ** * * ** * * * * * * * * ** * * * * * * * Genotipos Superficie foliar (% relativo a MM) RIL 175 RIL 121 RIL 68 RIL 9 RIL 85 RIL 88 RIL 70 RIL 111 RIL 124 RIL 120 RIL 59 TO-937 MM RIL 82 RIL 179 RIL 77 RIL 92 RIL 115 RIL 143 RIL 178 RIL 65 RIL 17 RIL 109 RIL 91 RIL 73 RIL 20 RIL 114 RIL 14 RIL 30 RIL 94 RIL 12 RIL 112 RIL 98 RIL 151 RIL 66 RIL 45 RIL 164 RIL 161 RIL 2 RIL 38 0 20 40 60 80 100 120 140 160 180 *** ********** * Genotipos Número hojas (% relativo a MM) A B Capítulo 1 52 1.3.3. Producción de biomasa Con respecto a la producción de biomasa de la parte aérea, se registró una variación significativa entre las líneas RILs, registrándose diferencias en los valores de peso freso y peso seco de más de un 80% entre algunas de ellas. La mayoría de las líneas presentaron un valor de biomasa inferior o similar a MM, a excepción de las RILs 98, 112 y 38 que presentaron valores de peso fresco y seco más de un 20% superiores al del parental MM (Tabla 1.2). El peso fresco de las raíces no se consideró dada la dificultad en conseguir un secado completo del agua superficial de las mismas. Como consecuencia, sólo se presentan los datos de peso seco de la raíz, que al igual que en la parte aérea muestran una variación significativa entre las líneas RILs (Tabla 1.2). Algunas de las líneas presentaron valores de peso seco de raíz en torno a un 40% (RIL 98, 164, 77 y 38), un 60% (RIL 2, 30 y 112) e incluso un 90% (RIL 14) superiores al registrado en MM. También hubo líneas en las que se registraron valores de peso seco significativamente inferiores a los registrados en MM, siendo esta reducción de aproximadamente un 73% (RILs 121 y 124), un 64% (RILs 175 y 68), un 56% (RILs 88, 179 y TO-937), un 45% (RILs 9, 85, 151, 92 y 59) y un 34% (RILs 20, 120 y 65). El contenido de agua en hojas y tallos estimado como la diferencia entre los pesos fresco y seco de estos órganos, presentó una gran variación entre las líneas analizadas (Fig.1.8). Con respecto al contenido de agua en la hoja, alrededor de un tercio de las líneas analizadas presentaron valores inferiores al de MM, llegando a tener algunas de ellas en torno a un 33% menos de agua que MM (RILs 12, 179 y 175) (Fig.1.8A). En relación al contenido de agua en el tallo, alrededor de una cuarta parte de las líneas analizadas presentaron valores significativamente inferiores al registrado en MM, siendo esta reducción de más de un 20% en algunas de ellas (RILs 115, 77 y 9). 7 líneas RILs presentaron valores de contenido de agua en los tallos significativamente superiores al Capítulo 1 53 registrado en MM, alcanzando en torno a un 20% más de agua en las líneas RILs 88, 161, 45,66 y 124 e incluso más de un 30% en las RILs 179 y 151 (Fig.8B). Figura 1.8. (A) Contenido de agua en hojas y (B) en tallos registrado en los dos genotipos parentales (MM y TO-937) y en las 38 líneas RILs seleccionadas. Datos representados como media ± SE (n = 12 plantas por genotipo). Los asteriscos indican diferencias significativas con respecto a MM según el test de Dunnet, p ≤ 0,05. RIL 115 RIL 77 RIL 9 RIL 82 RIL 111 RIL 65 RIL 30 TO-937 RIL 143 RIL 68 RIL 164 RIL 121 RIL 14 RIL 112 RIL 59 RIL 120 RIL 70 RIL 2 RIL 73 RIL 175 RIL 178 RIL 91 RIL 114 MM RIL 92 RIL 109 RIL 85 RIL 38 RIL 17 RIL 94 RIL 12 RIL 98 RIL 20 RIL 88 RIL 161 RIL 45 RIL 66 RIL 124 RIL 179 RIL 151 0 20 40 60 80 100 120 140 ******** ******* Genotipos Contenido agua tallo (% relativo a MM) RIL 12 RIL 179 RIL 175 RIL 124 RIL 30 RIL 20 TO-937 RIL 73 RIL 77 RIL 178 RIL 143 RIL 65 RIL 2 RIL 112 RIL 120 RIL 164 RIL 88 RIL 98 RIL 66 RIL 161 RIL 85 RIL 111 RIL 17 RIL 45 RIL 151 RIL 14 RIL 94 RIL 70 RIL 114 RIL 92 RIL 109 RIL 91 RIL 82 RIL 68 MM RIL 121 RIL 9 RIL 59 RIL 38 RIL 115 0 20 40 60 80 100 120 140 *********************** Genotipos Contenido agua hoja (% relativo a MM) A B Capítulo 1 54 Tabla 1.2. Producción de biomasa registrada en los dos genotipos parentales (MM y TO-937) y en las 38 líneas RILs seleccionadas (% relativo a MM). Datos representados como media ± SE (n = 12 plantas por genotipo. Los asteriscos indican diferencias significativas con respecto a MM según el test de Dunnet, p ≤ 0,05. T, Tallo. H, Hojas. R, Raíz. Genotipos Peso Fresco Peso Seco Genotipos Peso Fresco Peso Seco T + H T + H R T + H T + H R MM 100 ± 4 100 ± 3 100 ± 3 RIL 88 69 ± 8* 54 ± 8* 42 ± 9* TO-937 23 ± 1* 32 ± 2* 44 ± 3* RIL 91 94 ± 9 98 ± 14 124 ± 21 RIL 2 89 ± 7 117 ± 11 167 ± 19* RIL 92 48 ± 5* 39 ± 8* 56 ± 6* RIL 9 41 ± 4* 41 ± 5* 52 ± 6* RIL 94 86 ± 6 84 ± 6 95 ± 6 RIL 12 55 ± 4* 65 ± 6* 106 ± 13 RIL 98 122 ± 6* 136 ± 7* 140 ± 6* RIL 14 109 ± 5 110 ± 8 191 ± 11* RIL 109 94 ± 6 83 ± 6 98 ± 9 RIL 17 77 ± 6* 90 ± 10 109 ± 13 RIL 111 41 ± 1* 42 ± 1* 68 ± 5 RIL 20 54 ± 3* 63 ± 3* 64 ± 13* RIL 112 126 ± 3* 127 ± 5* 174 ± 10* RIL 30 70 ± 4* 88 ± 5 173 ± 15* RIL 114 78 ± 15 79 ± 14 72 ± 4 RIL 38 155 ± 15* 148 ± 12* 152 ± 17* RIL 115 59 ± 3* 69 ± 4* 87 ± 6 RIL 45 73 ± 5* 80 ± 3 79 ± 7 RIL 120 48 ± 1* 55 ± 2* 66 ± 1* RIL 59 53 ± 5* 43 ± 5* 59 ± 4* RIL 121 28 ± 2* 31 ± 3* 24 ± 2* RIL 65 51 ± 4* 45 ± 5* 67 ± 7* RIL 124 39 ± 5* 41 ± 4* 28 ± 2* RIL 66 87 ± 9 84 ± 9 77 ± 10 RIL 143 55 ± 3* 58 ± 5* 94 ± 7 RIL 68 42 ± 5* 39 ± 5* 36 ± 4* RIL 151 73 ± 6* 63 ± 3* 56 ± 4* RIL 70 75 ± 5* 81 ± 6 90 ± 6 RIL 161 110 ± 8 104 ± 7 110 ± 11 RIL 73 56 ± 4* 67 ± 5* 80 ± 3 RIL 164 80 ± 2 98 ± 6 143 ± 9* RIL 77 51 ± 3* 67 ± 5* 147 ± 18* RIL 175 22 ± 2* 30 ± 2* 35 ± 4* RIL 82 49 ± 6* 59 ± 7* 82 ± 12 RIL 178 79 ± 5 81 ± 5 105 ± 7 RIL 85 44 ± 3* 47 ± 2* 53 ± 4* RIL 179 49 ± 2* 38 ± 3* 47 ± 5* 1.3.4. Variables de intercambio gaseoso Las tasas de fotosíntesis (A) y transpiración (E) y la conductancia estomática (gs) se utilizaron junto con los valores de superficie foliar para estimar la fotosíntesis (Ap), la transpiración (Ep) y la conductancia estomática (gsp) de la planta entera. Más de la mitad de las líneas analizadas presentan valores inferiores a los obtenidos en MM (Tabla 1.3). Únicamente las líneas RIL 112, 98 y 38 mostraron unos valores de Ap y Ep significativamente superiores a los Capítulo 1 55 calculados para MM, siendo este incremento de un 35%, un 60% y un 100% respectivamente. Con respecto a la conductancia estomática estimada para la planta entera, las líneas RIL 98 y 38 mostraron valores superiores al registrado en MM, siendo este incremento un 91% y un 118% respectivamente. Tabla 1.3. Variables de intercambio gaseoso (% relativo a MM) registradas al final del periodo de estudio en los dos genotipos parentales (MM y TO-937) y en las 38 líneas RILs seleccionadas. Datos representados como media ± SE (n = 6 plantas por genotipo). Los asteriscos indican diferencias significativas con respecto a MM según el test de Dunnet, p ≤ 0,05. A, fotosíntesis. E, transpiración. gs, conductancia estomática. Genotipos A planta E planta gs planta Genotipos A planta E planta gs planta MM 100 ± 4 100 ± 4 100 ± 5 RIL 88 63 ± 6* 43 ± 8* 31 ± 8* TO-937 27 ± 1* 24 ± 2* 21 ± 2* RIL 91 106 ± 14 90 ± 13 84 ± 18 RIL 2 120 ± 12 103 ± 10 106 ± 17 RIL 92 46 ± 6* 38 ± 5* 29 ± 5* RIL 9 56 ± 5* 59 ± 6* 63 ± 8 RIL 94 97 ± 5 70 ± 6* 55 ± 7* RIL 12 54 ± 5* 38 ± 4* 30 ± 5* RIL 98 153 ± 10* 169 ± 14* 191 ± 21* RIL 14 105 ± 9 84 ± 8 57 ± 7* RIL 109 102 ± 12 98 ± 15 102 ± 19 RIL 17 83 ± 10 72 ± 8 59 ± 8* RIL 111 49 ± 3* 45 ± 4* 40 ± 6* RIL 20 58 ± 6* 38 ± 5* 29 ± 5* RIL 112 139 ± 5* 130 ± 5* 126 ± 9 RIL 30 90 ± 6 76 ± 5 74 ± 6 RIL 114 67 ± 10* 49 ± 8* 39 ± 7* RIL 38 206 ± 19* 197 ± 21* 228 ± 29* RIL 115 54 ± 9* 51 ± 8* 42 ± 8* RIL 45 90 ± 6 87 ± 6 97 ± 14 RIL 120 42 ± 3* 42 ± 2* 33 ± 3* RIL 59 68 ± 9* 64 ± 10* 56 ± 11* RIL 121 36 ± 4* 32 ± 3* 31 ± 3* RIL 65 62 ± 6* 53 ± 7* 50 ± 9* RIL 124 35 ± 5* 27 ± 3* 23 ± 2* RIL 66 110 ± 12 121 ± 16 138 ± 25 RIL 143 46 ± 7* 54 ± 5* 51 ± 7* RIL 68 49 ± 9* 36 ± 7* 29 ± 7* RIL 151 61 ± 9* 56 ± 9* 45 ± 8* RIL 70 78 ± 4 81 ± 4 81 ± 4 RIL 161 116 ± 12 119 ± 15 139 ± 28* RIL 73 65 ± 6* 69 ± 8* 77 ± 11 RIL 164 103 ± 11 85 ± 7 66 ± 8 RIL 77 76 ± 5 59 ± 5* 62 ± 8 RIL 175 15 ± 2* 18 ± 2* 17 ± 2* RIL 82 62 ± 7* 53 ± 4* 46 ± 3* RIL 178 71 ± 5* 68 ± 7* 73 ± 11 RIL 85 48 ± 3* 42 ± 4* 35 ± 5* RIL 179 40 ± 3* 48 ± 4* 50 ± 5* 1.3.5. Rendimiento del fotosistema II La ratio Fv/Fm fue similar, con valores en torno a 0,83, con variaciones del 2-3% con respecto al de MM (Fig.1.9). Aunque en algunos casos estas diferencias fueron significativas, no debe considerarse que tengan relevancia Capítulo 1 56 fisiológica puesto que se encuentran dentro de los límites óptimos descritos en la literatura, esto es, entre 0,75 y 0,85 (Bolhàr-Nordenkampf y Öquist, 1993; Murchie y Lawson, 2013). Figura 1.9. Rendimiento del fotosistema II (Fv/Fm) registrado en los dos genotipos parentales (MM y TO-937) y en las 38 líneas RILs seleccionadas. Datos representados como media ± SE (n = 6 plantas por genotipo). Los asteriscos indican diferencias significativas con respecto a MM según el test de Dunnet, p ≤ 0,05. 1.3.6. Contenido relativo de agua El contenido relativo de agua en la hoja (CRA), es una medida del contenido de agua respecto del agua total que el tejido puede contener cuando está totalmente hidratada. Por tanto este parámetro permite conocer el estado hídrico foliar como resultado del balance entre absorción y transporte de agua desde la raíz y la difusión por transpiración hacia la atmósfera. Los valores de CRA mostraron diferencias significativas entre las distintas líneas, siendo estos valores en torno a un 8% superior (RILs 124, 65, 98 y 68) y un 9% inferiores (RILs 2, 30, 77, 38 y 12) al registrado en MM (Fig.1.10). RIL 175 RIL 151 RIL 30 RIL 66 RIL 161 RIL 98 RIL 120 RIL 124 RIL 14 RIL 109 RIL 73 RIL 85 RIL 164 TO-937 RIL 111 RIL 94 RIL 45 RIL 143 RIL 20 RIL 92 RIL 70 RIL 2 RIL 17 RIL 179 RIL 112 RIL 38 MM RIL 91 RIL 12 RIL 121 RIL 77 RIL 68 RIL 88 RIL 9 RIL 59 RIL 65 RIL 178 RIL 82 RIL 115 RIL 114 0 20 40 60 80 100 120 * *** ********* Genotipos Fv/Fm (% relativo a MM) Capítulo 1 57 Figura 1.10. Contenido relativo de agua (CRA) foliar registrado en los dos genotipos parentales (MM y TO-937) y en las 38 líneas RILs seleccionadas. Datos representados como media ± SE (n = 12 plantas por genotipo). Los asteriscos indican diferencias significativas con respecto a MM según el test de Dunnet, p ≤ 0,05. 1.3.7. Eficiencia transpiratoria (WUEi) y productividad del agua (WP) Desde un punto de vista fisiológico los resultados obtenidos en el cálculo de la ratio fotosíntesis/transpiración (WUEi), mostraron diferencias significativas en la población RIL (Fig.1.11). La mayoría de las líneas mostraron valores similares a los registrados en el parental doméstico MM, sin embargo en 9 líneas el valor de WUEi fue significativamente superior al obtenido en MM. Este incremento osciló entre aproximadamente un 30% (RILs 12, 114, 94, 68, 124, 77 y 14) y un 57% (RILs 20 y 88). RIL 2 RIL 30 RIL 77 RIL 38 RIL 12 RIL 111 RIL 151 RIL 175 RIL 98 RIL 143 RIL 45 RIL 120 RIL 20 RIL 161 RIL 115 TO-937 RIL 94 RIL 88 RIL 164 RIL 14 RIL 114 RIL 85 MM RIL 179 RIL 9 RIL 178 RIL 73 RIL 66 RIL 112 RIL 109 RIL 121 RIL 82 RIL 70 RIL 17 RIL 91 RIL 59 RIL 124 RIL 65 RIL 92 RIL 68 0 20 40 60 80 100 120 * ***** ** * Genotipos CRA foliar (% relativo a MM) Capítulo 1 58 Figura 1.11. Eficiencia transpiratoria (WUEi) registrado en los dos genotipos parentales (MM y TO-937) y en las 38 líneas RILs seleccionadas. Datos representados como media ± SE (n = 12 plantas por genotipo). Los asteriscos indican diferencias significativas con respecto a MM según el test de Dunnet, p ≤ 0,05. Desde un punto de vista agronómico, la productividad del volumen de agua consumido en términos de cantidad de biomasa producida (WP) también mostró una variación significativa entre las líneas RILs evaluadas (Fig.1.12). La WP calculada en base al peso fresco (WPPF, Fig.1.12A) mostró, en más de la mitad de las líneas analizadas, valores significativamente inferiores a los registrados en el parental doméstico MM, oscilando esta reducción entre un 20%, caso de la RIL 73, y un 57%, como la RIL 175. RIL 143 RIL 175 RIL 179 RIL 98 RIL 66 RIL 70 RIL 73 RIL 9 RIL 120 RIL 161 MM RIL 45 RIL 111 RIL 38 RIL 151 RIL 112 RIL 178 RIL 115 RIL 59 RIL 109 RIL 121 RIL 85 RIL 17 RIL 82 RIL 2 TO-937 RIL 30 RIL 92 RIL 91 RIL 65 RIL 164 RIL 14 RIL 77 RIL 124 RIL 68 RIL 94 RIL 114 RIL 12 RIL 20 RIL 88 0 20 40 60 80 100 120 140 160 180 ***** ** * * Genotipos WUEi (% relativo a MM) Capítulo 1 59 Figura 1.12. Productividad del agua calculada en base (A) al peso fresco (WPPF) y (B) al peso seco (WPPS) de la parte aérea registrada en los dos genotipos parentales (MM y TO-937) y en las 38 líneas RILs seleccionadas. Datos representados como media ± SE (n = 12 plantas por genotipo). Los asteriscos indican diferencias significativas con respecto a MM según el test de Dunnet, p ≤ 0,05. Cuando WP se calculó en base al peso seco (WPPS) (Fig.1.12B) se observó que las líneas que presentaron valores de WPPF significativamente inferiores a RIL 59 RIL 179 RIL 175 RIL 92 RIL 65 RIL 111 RIL 143 TO-937 RIL 82 RIL 68 RIL 124 RIL 14 RIL 17 RIL 85 RIL 88 RIL 151 RIL 91 RIL 120 RIL 121 RIL 45 RIL 164 RIL 161 RIL 70 RIL 9 RIL 115 RIL 112 RIL 12 RIL 178 RIL 77 RIL 109 RIL 73 RIL 20 RIL 38 RIL 30 MM RIL 114 RIL 94 RIL 2 RIL 98 RIL 66 0 20 40 60 80 100 120 140 160 ******* ******* Genotipos WPPS (% relativo a MM) * RIL 175 TO-937 RIL 143 RIL 111 RIL 82 RIL 17 RIL 59 RIL 65 RIL 124 RIL 77 RIL 85 RIL 179 RIL 120 RIL 164 RIL 14 RIL 92 RIL 12 RIL 115 RIL 121 RIL 30 RIL 73 RIL 91 RIL 68 RIL 45 RIL 20 RIL 2 RIL 70 RIL 112 RIL 178 RIL 9 RIL 151 RIL 161 MM RIL 114 RIL 98 RIL 38 RIL 88 RIL 109 RIL 94 RIL 66 0 20 40 60 80 100 120 140 160 * ****************** Genotipos WPPF (% relativo a MM) * * A B Capítulo 1 60 MM (RILs 77, 120, 164, 12, 115, 121, 30 y 73), presentaban valores de WPPS similares a MM. Por otro lado, líneas que presentaron igual valor que MM para WPPF (RILs 68 y 88), mostraron valores significativamente inferiores a MM en WPPS. 1.3.8. Relación entre WP y el consumo de agua con los parámetros biométricos y fisiológicos registrados Como ya se ha dicho anteriormente, dado que en la fase inicial del desarrollo de las plantas no hay frutos, la WP se calculó en base a producción de biomasa vegetativa. Además, como el contenido de agua del fruto es el principal componente del índice de cosecha en el cultivo de tomate (Davies et al., 1981), en el análisis de productividad agronómica se consideró la productividad calculada en base al peso fresco de la parte aérea de las plantas (WPPF). En la figura 1.13 se muestra la relación entre WPPF y el consumo de agua. Puede observarse que, a igualdad de consumo de agua, los valores de WPPF difieren en más de un 50% entre algunas de las líneas analizadas (RIL 66, 94, 114, 151, 115 y 59). Además, un número de RILs (RIL 38, 98, 114 y 88) presentaron diferentes valores de consumo de agua aunque similares valores de WPPF. Estos resultados indican que el mismo valor de WPPF puede alcanzarse con diferentes cantidades de consumo de agua. Capítulo 1 67 1.4. Discusión El sistema de cultivo hidropónico adoptado en este estudio y las condiciones ambientales controladas en cámara de cultivo, garantizaron para todos los genotipos un 100% de disponibilidad de agua y las mismas condiciones de demanda evaporativa en el medio que rodeaba la parte aérea de las plantas. En estas condiciones, los datos obtenidos mostraron una variación significativa en el consumo de agua de más del 70% entre algunas de las líneas RILs (Fig.1.4). Al tratarse de un cultivo hidropónico, donde las raíces no sufren una limitación por la disponibilidad del agua, las diferencias de consumo podrían atribuirse a diferencias asociadas a la capacidad de la raíz para absorber agua y/o a diferencias en la demanda de agua de la parte aérea. Los resultados obtenidos muestran una elevada correlación entre el consumo de agua y el peso seco de la raíz (r = 0,83**), pudiendo significar que un mayor desarrollo del sistema radicular puede favorecer una mayor entrada de agua en la planta. Sin embargo, a pesar de la elevada correlación entre el consumo de agua y el peso seco de la raíz, se dio el caso de líneas que aun mostrando un valor de peso seco de raíz superior (RILs 30, 2, 77 y 164) con respecto al parental MM (73%, 67%, 47% y un 43%, respectivamente) , registraron un consumo de agua un 29% inferior (RIL 77) o en torno a un 18% superior (RILs 30, 2 y 164) con respecto al registrado en MM. Por otro lado, también se observaron líneas que a pesar de consumir un 18% más de agua con respecto al parental MM (RILs 161 y 17), registraron un valor de peso seco de raíz similar a MM. Por tanto, las diferencias en el consumo de agua encontradas en la población RIL deben atribuirse, además de a las diferencias registradas entre RILs en su capacidad para absorber agua, a otros factores, lo que pone de manifiesto la necesidad de avanzar en el conocimiento acerca de qué parámetros determinan dicho consumo de agua. Capítulo 1 68 Se observó una correlación positiva entre el consumo de agua y los parámetros que determinan un mayor desarrollo de la parte aérea como son los parámetros de crecimiento y de intercambio gaseoso. Sin embargo, las diferencias registradas en estos parámetros, no siempre explicaban la variabilidad presenten en el consumo de agua. Para ello se realizó un análisis de regresión múltiple que desveló que fue el peso seco de la parte aérea el parámetro que mejor explicaba la variabilidad presente en el consumo de agua (Tabla 1.4). Este peso seco de la parte aérea es considerado como un parámetro integrativo a lo largo del tiempo, ya que incluye diferentes órganos (hojas y tallos) y procesos (como la fotosíntesis y transpiración) (Tambussi et al., 2007). Además, nuestro estudio demostró que este parámetro presentó una alta heredabilidad en sentido amplio (Tabla 1.7). Todo esto parece indicar que el peso seco de la parte aérea es uno de los parámetros candidatos para ser introducido en un posible programa de mejora de la WUEa. El análisis de la productividad del agua (WP) es complejo de abordar debido a la cantidad de procesos involucrados, entre los que se incluyen la capacidad de las raíces para capturar el agua y de los órganos para almacenarla, la pérdida de agua por transpiración foliar, así como la competencia que surge entre distintos órganos (hojas, tallos y frutos) en periodos concretos del desarrollo de las plantas y/o en periodos de estrés hídrico ambiental. En esta primera evaluación de la WP en la población RIL el estudio se basó en los trabajos de Patanè et al. (2011) que muestran que un mayor desarrollo vegetativo condiciona una mayor producción en el cultivo de tomate. Los resultados obtenidos mostraron una alta variabilidad de la WPPF, que presentaban una correlación positiva con los parámetros que determinaron tanto la producción de materia seca (fotosíntesis) como el flujo de agua hacia la parte aérea de la planta (superficie foliar y transpiración). Pero la alta variabilidad observada en el consumo de agua no explicaba la variabilidad registrada en la WPPF. Todo ello indicaba que además del consumo de agua, la fotosíntesis y Capítulo 1 69 transpiración foliar, en la WPPF de tomate había que tener en cuenta la cantidad de agua retenida en la planta. En este sentido el diámetro del tallo fue el parámetro que mejor explicaba la varianza observada en WPPF (Tabla 1.6). A su vez, el diámetro del tallo presentó una correlación positiva con el contenido de agua en el mismo. Así, RILs como la RIL 66 que presentó los valores más altos de WPPF, también mostró los valores más elevados de diámetro de tallo y su contenido en agua. La capacidad de las plantas para almacenar agua en los tallos es considerada como un buen indicador de su potencial para combatir la sequía en ambientes semi-áridos, evitando la deshidratación foliar (Chirino et al., 2011). En situaciones de alta demanda evaporativa, un mayor contenido de agua almacenada en el tallo podría evitar desequilibrios en el suministro de agua a las hojas asociados al tiempo necesario para que el agua llegue desde las raíces. En el cultivo de tomate está documentado que la alta demanda transpiratoria, frecuente a mediodía en el interior de los invernaderos, determina deshidratación foliar y significativas pérdidas de cosecha (Romero-Aranda et al 2002). También hay estudios que apuntan la existencia de competencia por el agua entre hojas y frutos en situaciones de alta demanda evaporativa (Guichard et al., 2005). Un mayor contenido de agua en el tallo de las plantas de tomate podría facilitar un mayor y más rápido suministro de agua a las hojas y frutos, evitando la deshidratación foliar y manteniendo el flujo hídrico necesario tanto para la fisiología foliar como para el crecimiento el fruto. Pequeñas reducciones en el aporte de agua a los frutos, ocasionadas por la competencia con la transpiración foliar de mediodía, puede determinar a lo largo del tiempo un menor crecimiento del fruto y por tanto pérdida de cosecha. Algunas de las limitaciones en el desarrollo de programas de mejora están relacionadas con el volumen de trabajo que supone la medida de los parámetros indicadores del carácter que se quiere mejorar. La medida de estos parámetros debe ser rápida, fácil de llevar a cabo y con un alto grado de heredabilidad. El Capítulo 1 70 presente trabajo muestra que todos los parámetros presentaron una heredabilidad elevada, a excepción del contenido relativo de agua que mostró una heredabilidad media (Tabla 1.7). Tanto la alta heredabilidad del diámetro del tallo (H2 = 0,76) como el hecho de que fuese el parámetro que mejor explicaba la variabilidad presente en la WPPF, lo señalan como un carácter susceptible der ser considerado en futuros programas de mejora de la WP de tomate. Los resultados presentados a lo largo de este capítulo muestran que la mejora de WP en el cultivo de tomate debería orientarse a mantener un elevado nivel de reserva de agua cerca de las hojas para evitar la deshidratación foliar en situaciones de aumento repentino de transpiración foliar, así como maximizar la absorción de agua por las raíces para compensar la pérdida por transpiración. Partiendo del hecho de que esta población RIL presenta una alta variabilidad en el consumo de agua y en otros parámetros asociados de la parte aérea como son la transpiración, se plantea la hipótesis de que todo ello debe estar sustentado en una variabilidad de la conductividad hidráulica de las raíces. El estudio de la conductividad hidráulica y algunos parámetros que pueden estar condicionándola, se exponen en los siguientes capítulos de la presente memoria. CAPÍTULO 2 CONDUCTIVIDAD HIDRÁULICA DE LA RAÍZ DE TOMATE Capítulo 2 73 2.1. Introducción 2.1.1. Movimiento del agua en la planta Una de las funciones básicas de la raíz es suministrar el agua que requiere la parte aérea para su propio crecimiento y para compensar las pérdidas por transpiración (Steudle y Peterson, 1998; Nardini et al., 2011). De esta forma, la raíz es el primer eslabón en el modelo «continuo suelo-planta-atmósfera» (modelo CSPA, en inglés SPAC) (van den Honert, 1948). Según este modelo, donde se introdujo la ley de Ohm como analogía para el flujo de agua, la planta actúa como un conductor, en el que dicho flujo se enfrenta a diferentes resistencias localizadas en el sistema radicular, en la unión entre la raíz y el tallo y en la parte aérea (Fig.2.1). La fuerza que permite superar las resistencias al flujo de agua y favorece tanto la captación de agua en la raíz como el transporte a larga distancia hacia tallos y hojas, se origina por gradientes en el potencial hídrico (ΔΨw). Por definición, el potencial hídrico (Ψw) es la energía libre que presentan las moléculas de agua para su desplazamiento (Nobel, 1999). A presión atmosférica y a 25ºC de temperatura, estado de referencia del Ψw donde todas las moléculas pueden moverse libremente, esta energía corresponde a 0 MPa. La diferencia de Ψw entre dos puntos determina su desplazamiento, de manera que el flujo del agua es directamente proporcional a la magnitud del ΔΨ, siendo la dirección del movimiento del agua desde potenciales hídricos altos a potenciales hídricos más bajos (Kramer y Tejada, 1974; Steudle, 2001). El potencial hídrico (Ψw) depende de la suma de todas las fuerzas que pueden actuar en una determinada parte del sistema y que se recogen en la siguiente fórmula:         󰇛8󰇜 Capítulo 2 74 Figura 2.1. Modelo continuo suelo-planta-atmósfera donde se representa el flujo del agua como un flujo dinámico continuo a lo largo de distintos compartimentos de la planta, desde la fuente (medio de cultivo) hasta el sumidero final (atmósfera). En este movimiento, el flujo del agua se enfrenta a la resistencia presente en la raíz (Rraíz), en la unión raíz-tallo (Rraíz-tallo) y en la parte aérea (Rtallo-hoja). Se presenta una plántula de tomate (25 días de edad) con la representación esquemática de la planta como un conductor. La presión hidrostática o de turgencia (Ψp) hace referencia a la presión física hidrostática que el agua ejerce en un determinado punto del sistema pudiendo tomar valores positivos cuando se genera en el interior de la célula debido a la rigidez de la pared celular, o valores negativos en el interior del xilema debido a la tensión generada por la transpiración (Tyree y Jarvis, 1982; Taiz y Zeiger, 2010). La presión osmótica (Ψπ) hace referencia al potencial químico del agua en una solución que presenta sustancias disueltas. El Ψπ presenta siempre valores negativos puesto que las sustancias disueltas interfieren en el desplazamiento de las moléculas de agua y su valor depende de la concentración de solutos en solución, siendo este más negativo cuanto mayor sea la concentración de solutos (Passioura, 1982). Capítulo 2 75 La presión matricial (Ψm) representa los mecanismos de retención del agua en el suelo (Passioura, 1982), por lo que puede considerarse nulo para el cultivo hidropónico utilizado en esta memoria. Por otro lado, la presión gravitacional (Ψg) también se omite en plantas herbáceas porque este componente afecta al valor del Ψw en 0,1 MPa cada 10 metros de desplazamiento en vertical y por lo tanto sólo se considera en plantas de gran altura y/o raíces profundas (Connor et al., 1977; Tyree, 2003). En situaciones de bajas tasas de transpiración (días muy húmedos y con baja radiación o durante la noche), los gradientes de Ψπ son el principal componente que determina el movimiento del agua desde el medio exterior hacia el interior de la raíz y de ahí hacia el resto de la planta (Passioura, 1982; Kramer, 1983). En situaciones de transpiración elevada, es la presión negativa en el interior del xilema (Ψp) el principal componente que determina el movimiento del agua a través de la planta. Esta presión o tensión negativa se origina como consecuencia de la evaporación del agua en las paredes celulares de las cavidades subestomáticas de la hoja. La tensión se transmite a lo largo de la columna de agua en el xilema, gracias a la elevada fuerza de cohesión que presentan las moléculas de agua y la rigidez de los vasos xilemáticos (Steudle, 2001). A pesar de que las características estructurales del xilema son bien conocidas, el conocimiento de la dinámica del flujo del agua en él es limitado (Kim et al., 2014). De forma general, el xilema proporciona una vía de baja resistencia para el movimiento de agua a larga distancia desde el suelo hacia las hojas, siendo aquellos vasos que presenten un mayor diámetro y una mayor longitud los que proporcionen un mayor flujo de agua (Jeje y Zimmermann, 1979). En situaciones de tasas de transpiración elevada, el xilema es vulnerable a procesos de embolismo (o cavitación) que llevan a una interrupción en el flujo del agua (Tyree y Sperry, 1989; Zimmermann et al., 2004), y/o a una posible reducción de las tasas de fotosíntesis y de la producción de biomasa debido al cierre estomático (Hölttä et al., 2009; Nardini et al., 2011). La presión radicular es un Capítulo 2 76 parámetro clave para reparar embolismos y evitar la cavitación en los vasos xilemáticos (Tyree y Sperry, 1989). En los últimos años se ha propuesto que la reparación de los procesos de embolismo puede estar mediada por unas proteínas transmembranales que producen el co-transporte de agua y sustratos (iones y/o azúcares) desde el apoplasto colindante hacia el vaso xilemático dañado. Dichos iones y/o azúcares serían transportados de nuevo hacia el apoplasto, manteniendo así el gradiente de concentración necesario que impulsaría el cotransporte de agua (Wegner, 2014). 2.1.2. Movimiento del agua en la raíz El movimiento de agua en la raíz presenta dos componentes: el radial y el axial (Steudle y Peterson, 1998). El movimiento radial se produce desde el medio externo hacia el interior del cilindro vascular atravesando distintas membranas celulares (células de la epidermis y exodermis, del córtex y de la endodermis) (Passioura, 1988). Una vez que el agua y los solutos disueltos en ella, que constituye lo que se denomina savia, alcanza el interior del cilindro vascular, tiene lugar el movimiento axial a través de los lúmenes de los vasos xilemáticos hacia la parte aérea de la planta. En las dos trayectorias que debe seguir el agua en su movimiento a través de la raíz se presentan resistencias que limitan su desplazamiento, siendo esta resistencia mayor en el movimiento radial que en el axial (Steudle, 1989; Steudle y Frensch, 1996). El movimiento radial de agua en la raíz puede producirse por tres vías (apoplástica, simplástica y transmembranal) según el «modelo compuesto del transporte radial de agua» propuesto por Steudle y Peterson (1998). Este modelo propone que el agua puede desplazarse por una: vía apoplástica en la que el agua se mueve a través de las paredes celulares y los espacios intercelulares; por una vía simplástica en la que el movimiento del agua se produce de unas células a otras a través del citoplasma, sin tener que atravesar membranas, mediante los plasmodesmos que comunican células contiguas; y Capítulo 2 83 Figura 2.4. Estado de desarrollo de las plantas de los dos genotipos parentales (MM y TO-937) y de las 13 líneas RILs seleccionadas antes de la medida de Lpr (21 DDG). Todas ellas presentaban los cotiledones, el primer par de hojas verdaderas y el ápice. Tras eliminar la parte aérea de la planta (cortando 3-4 cm correspondientes al hipocótilo, por encima del comienzo de la raíz propiamente dicha) (Fig.2.5C), se procedió a la obtención de la tasa de flujo osmótico (Q) del sistema radicular completo. Para ello, el tallo de la planta se insertó en un tubo de silicona flexible (diámetro interno de 2 mm), que llevaba acoplado otro tubo flexible de silicona (diámetro interno de 1 mm) (Fig.2.5D), y se selló con pegamento (Loctite super glue 3 ® ) para asegurar que no hubiera ninguna pérdida del exudado (Fig.2.5F). A continuación, por el tubo de silicona de menor diámetro se introduce un capilar de vidrio (diámetro interno de 0,58 mm) (Fig.2.5G). Una vez dispuesto todo el sistema horizontalmente, con la raíz sumergida en la solución nutritiva, cada 5 minutos se registró el avance del exudado en el interior del capilar durante un periodo máximo de 70 minutos hasta obtener 20 l de exudado (Fig.2.5H). Capítulo 2 84 Figura 2.5. Medida de la tasa de flujo osmótico en un sistema radicular mediante la técnica de libre exudado en plantas de 21 días de edad. (A) Tubos de silicona flexible (B) Planta de 21 DDG antes de la medida de Lpr con la raíz sumergida en la solución nutritiva. (C) Eliminación de la parte aérea de la planta. (D) Colocación del tubo de silicona en el tallo de la planta. (E) Vista de la planta con los tubos de silicona acoplados. (F) Sellado del tubo de silicona a la planta mediante pegamento cianocrilato. (G) Inserción del capilar de vidrio en el tubo de silicona flexible de 1 mm de diámetro interior. (H) Raíz preparada para la medida de Lpr. La raíz se mantendrá en la solución nutritiva y el capilar de vidrio en horizontal. Capítulo 2 85 El volumen del exudado (VE) en cada intervalo de tiempo se calculó a partir del radio del capilar de vidrio (r) y del incremento en la longitud de avance del exudado por el capilar (h) según la fórmula del volumen de un cilindro donde π es el número 3,1416:      󰇛11󰇜 La tasa de flujo del exudado libre (Q, m3 s-1) se calculó en la fase lineal (con una r2 superior a 0,9 siendo en este caso de 0,99) a partir de las medias de los flujos en los distintos intervalos (Qn) acorde al incremento de volumen de exudado (VE n – VE n-1) en un intervalo de tiempo determinado (t final – t inicial) (Fig.2.6). Figura 2.6. Evolución en el tiempo del volumen de savia producido por el exudado libre. Tras el cálculo de la tasa de flujo por exudado libre (Q), para cada planta se determinó la presión osmótica en el exudado recogido y en una muestra de la solución nutritiva Hoagland que bañaba a la raíz correspondiente. Estas medidas se hicieron mediante el método de punto de congelación con un osmómetro (modelo Advanced Multimuestra 2020, Advanced Instruments, Needham Heights, MA). La diferencia entre el valor del potencial osmótico registrado en el exudado y el valor del potencial osmótico registrado en la solución nutritiva 0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 2 4 6 8 10 12 Tiempo (min) Volumen exudado (10 -8 m 3 ) VE5 VE6 )12( titf VEVE Qn 1-nn    VE4 VE3 VE2 VE1 VE7 VE8 VE9 VE10 VE11 r 2 = 0,99 y = 0,20x - 0,34 Capítulo 2 86 que bañaba a la raíz es lo que determina el gradiente osmótico, también conocido como fuerza osmótica (Δπ = π en el exudado – π en la solución nutritiva). Realizadas estas medidas, se escanearon las raíces (Escáner Epson 1680, Epson America, Long Beach, Canada) en escala de grises y 400 dpi. Posteriormente, se eliminó el ruido de fondo tratando las imágenes con Adobe Photoshop (versión CS4, Adobe System). Estas imágenes se analizaron con el programa WinRhizo Pro (v. 2009, Regent Instruments, Québec, Canada) para obtener los valores de longitud y superficie total de cada una de las raíces, así como el porcentaje de longitud y superficie correspondiente a raíces finas (diámetro menor de 0,2 mm), raíces medias (diámetro entre 0,2 y 0,4 mm) y raíces gruesas (diámetro mayor de 0,4 mm). Por último se determinó el peso seco de las raíces después de un tiempo de secado de 48h a 65ºC. Utilizando las variables registradas la conductancia hidráulica (Lr, m 3 s -1 MPa-1) se calculó mediante la siguiente fórmula: Lr  Q σ  ΔΨπ󰇛9󰇜 Donde Q es la tasa de flujo del exudado libre (m3 s -1), σ corresponde al coeficiente de reflexión de los solutos en las membranas y paredes celulares de la raíz (es adimensional y suele tomar el valor de 1) y ΔΨπ es la fuerza osmótica (MPa) determinada por la diferencia de potencial osmótico entre el exudado y el medio que rodea a la raíz. Finalmente, se calculó la conductividad hidráulica (Lpr) mediante la siguiente fórmula:   Lr  1 󰇛10󰇜 Donde D es la dimensión de la raíz (longitud, superficie o peso seco). Capítulo 2 87 2.2.3. Determinación de la Lpr en plantas de 40 días de edad La Lpr se determinó a primera hora de la mañana (tras el periodo de oscuridad) mediante pesada del volumen total de exudado (Carvajal et al., 2000) en plantas de 40 días de edad. Para ello, se eliminó la parte aérea de la planta mediante un corte por debajo de los cotiledones. Inmediatamente, se colocó un tubo flexible de silicona en el tallo (diámetro interior de 0,8 - 1,5 cm), prestando especial cuidado en evitar pérdidas de exudado cubriendo con Parafilm® la parte interior de contacto entre el tubo de silicona y el tallo (Fig.2.7). Se descartó el exudado de los 15 primeros minutos para eliminar posibles contaminaciones procedentes del floema y restos de tejido al realizar el corte. Se recogió y pesó el volumen total de exudado que se produjo durante la siguiente hora, considerando que 1 g corresponde a 10-6 m3, se calculó la tasa de flujo de exudado libre (Q) mediante la siguiente fórmula:  󰇛󰇜 󰇛󰇜 󰇛13󰇜 Las medidas de potencial osmótico, dimensiones de la raíz, clasificación en las tres clases de diámetro así como el cálculo de Lr y Lpr, se realizaron del mismo modo ya descrito para las plantas de 21 días de edad. Capítulo 2 88 Figura 2.7. Detalle del sistema usado para la recogida del exudado en plantas de 40 días de edad. 2.2.4. Análisis estadístico El análisis estadístico de los datos se llevó a cabo utilizando el paquete informático SPSS versión 18. Previamente a este análisis, se identificaron y eliminaron valores atípicos (extremos) obtenidos en las medidas mediante el análisis gráfico de diagramas de cajas simples. El conjunto final de datos se analizó mediante modelos lineales generalizados (GLM, del inglés Generalized Linear Model) utilizando la función de enlace y la distribución conveniente para cada caso. El post hoc aplicado fue la corrección de Bonferroni (p < 0.05). Capítulo 2 89 2.3. Resultados 2.3.1. Lpr en plantas de 21 días de edad Los volúmenes de exudado medidos en plantas de 21 días de desarrollo aumentaron de forma lineal con el tiempo en todos los genotipos analizados. No obstante, el tiempo requerido para obtener los 20 l necesarios para llevar a cabo las medidas de potencial osmótico varió según el genotipo, siendo el mínimo de 35 minutos en el parental MM y el máximo de 70 minutos en la RIL 98. Este hecho hizo que las tasas de flujo calculadas (Q) en el rango lineal mostrasen una gran variación entre las distintas líneas. MM, RIL 59 y RIL 65 tuvieron valores de Q ~3,5 veces superiores a los calculados para las líneas RIL 121, 98 y 73. Por otro lado, el valor de Q registrado en el parental doméstico fue un 40% superior al registrado en el parental silvestre TO-937 (Fig. 2.8A). Para calcular la Lr y la Lpr es necesario conocer el gradiente de potencial osmótico (Δπ) entre el exudado de la raíz y el medio externo que la rodea. Dicho potencial en la solución nutritiva fue de 0,049 ± 0,0002 MPa, mientras que en el exudado de la raíz se registraron diferencias entre los distintos genotipos analizados. Como resultado, el Δπ mostró variaciones significativas entre los genotipos, siendo en torno a un 27% mayor en el parental silvestre TO-937 y en las líneas RIL 121, 2, 175, 38, 115 y 94 con respecto a la RIL 73 y al parental doméstico MM (Fig.2.8B). Los valores de conductancia hidráulica de la raíz (Lr), también mostraron una alta variabilidad entre genotipos (Fig.2.8C). Se registraron diferencias de hasta aproximadamente un 87% entre los valores máximos obtenidos en el parental doméstico MM y la RIL 59 y los valores mínimos registrados en la RIL 121. Capítulo 2 90 Figura 2.8. (A) Tasa de flujo de exudado libre, Q; (B) gradiente de potencial osmótico registrado por diferencia entre los valores de potencial osmótico en el exudado y en la solución nutritiva que bañaba a las raíces, Δπ; y (C) conductancia hidráulica del sistema radicular (Lr) obtenida en los dos genotipos parentales (MM y TO-937) y en las líneas 13 líneas RILs seleccionadas a los 21 DDG. Datos representados como media ± SE (n = 11-43 plantas por genotipo). Diferencias significativas entre los valores están expresadas por las distintas letras (GLM, p ≤ 0,05 con corrección de Bonferroni). El desarrollo de la raíz de las plantas a los 21 DDG mostró una gran variabilidad entre genotipos (Fig.2.9), siendo significativas las diferencias registradas tanto en la longitud como en la superficie (Fig.2.10). La mayor longitud y superficie se registró en las raíces de la RIL 68, siendo sus valores más de un 40% superiores a los registrados en las raíces de la línea RIL 121. Con respecto a los genotipos parentales, no se encontraron diferencias significativas entre ellos, mostrando una longitud de 1,8 ± 0,1 m para TO-937 y RIL 73 MM RIL 59 RIL 68 RIL 66 RIL 65 RIL 98 RIL 112 RIL 94 RIL 115 RIL 38 RIL 175 RIL 2 TO-937 RIL 121 0.00 0.05 0.10 0.15 0.20 a a a a a a a ab ab ab ab ab ab b b Genotipos  (MPa) RIL 121 RIL 98 RIL 73 RIL 112 RIL 175 RIL 115 TO-937 RIL 2 RIL 68 RIL 66 RIL 94 RIL 38 RIL 65 MM RIL 59 0 5 10 15 a ab abc bcd cd cde cde cde de de de ef fg fg g Genotipos Q (10 -12 m 3 s -1 ) AB C RIL 121 RIL 98 RIL 112 RIL 73 RIL 115 TO-937 RIL 2 RIL 175 RIL 68 RIL 66 RIL 38 RIL 94 RIL 65 RIL 59 MM 0 5 10 15 a ab bc cd cde cde cde cde cde cde cdef def ef fg g Genotipos Lr (10 -11 m 3 s -1 MPa -1 ) Capítulo 2 91 de 1,6 ± 0,1 m para MM y una superficie de 0,0014 ± 0,0001 m2 para TO-937 y de 0,0013 ± 0,0001 m2 para MM (Fig.2.10A/2.10B). Sin embargo, sí se registraron diferencias significativas entre los parentales y algunas de las RILs analizadas, presentando el parental silvestre TO-937 una longitud de raíz un 25% superior a la registrada en la RIL 121, mientras que el parental doméstico MM presentó una longitud un 29% menor que en la RIL 68 (Fig.2.10A). En relación a la superficie de la raíz, de nuevo la RIL 68 registró una superficie en torno a un 32% mayor que ambos parentales (Fig.2.10B). El peso seco de la raíz también mostró una variabilidad, siendo el valor medio de la RIL 59 el doble del registrado en la RIL 121 (Fig.2.10C). Al igual que se observó en la longitud y superficie, los genotipos parentales no mostraron diferencias entre sí en el peso seco de raíz alcanzando este un valor de 6,0 ± 0,4 mg para TO-937 y de 5,5 ± 0,3 mg para MM. Estos valores de peso seco registrado en los genotipos parentales fueron inferiores a la mayoría de los valores de peso seco registrado en el conjunto de las líneas RILs evaluadas. Cabe destacar que la RIL 121 fue la que presentó los valores más bajos en todos los parámetros biométricos. Capítulo 2 92 Figura 2.9. Imágenes representativas del desarrollo de las raíces a 21 DDG, en los dos genotipos parentales Solanum lycopersicum (MM) y Solanum pimpinellifolium (TO-937) a 21 DDG y en las 13 líneas RILs derivadas de este cruce. Barra equivale a 5cm. Capítulo 2 99 un 53% de raíces finas (diámetro menor que 0,2 mm), un 27% de raíces de grosor medio (diámetro entre 0,2 y 0,4 mm) y un 21% de raíces gruesas (diámetro mayor que 0,4 mm) (Fig.2.13B). Tampoco se registró una diferencia significativa en la superficie de raíces finas, medias y gruesas entre los parentales, presentando un 23%, un 28% y un 49%, respectivamente (Fig.2.13C). En cuanto al peso seco de las raíces no se observaron diferencias significativas entre los parentales, obteniendo un peso medio de 114 ± 6 mg (Fig.2.13D). Se calculó la conductividad hidráulica (Lpr) en base a la longitud (Fig.2.14A), a la superficie (Fig.2.14B), y al peso seco de la raíz (Fig.2.14C). De nuevo, el parental doméstico MM mostró los mayores valores, con una Lpr de 11,1 ± 0,6 x 10-11 m2 s-1 MPa-1 (calculada en base a la longitud de la raíz), una Lpr de 12,4 ± 0,6 x 10-8 m s-1 MPa-1 (calculada en base a la superficie de la raíz) y una Lpr de 21,1 ± 0,9 x 10-9 m3 s-1 MPa-1 g-1 (calculada en base al peso seco de la raíz). En los tres casos, la Lpr obtenida en MM fue 3 veces superior a la obtenida en TO-937. Figura 2.14. Conductividad hidráulica del sistema radicular (Lpr) calculado en base a (A) la longitud, (B) a la superficie, y (C) al peso seco de la raíz registrado en los genotipos parentales de la población RIL, en plantas de 40 DDG. Datos representados como media ± SE (n = 9 plantas por genotipo). Diferencias significativas entre los valores están expresadas por las distintas letras (GLM, p ≤ 0,05 con corrección de Bonferroni). MM T O-937 0 5 10 15 20 25 a b Genotipos Lpr (10 -9 m 3 s -1 MPa -1 g -1 ) MM T O-937 0 5 10 15 a b Genotipos Lpr (10 -8 m s -1 MPa -1 ) MM T O-937 0 5 10 15 a b Genotipos Lpr (10 -11 m 2 s -1 MPa -1 ) AB C Capítulo 2 100 2.4. Discusión Se observó una gran variabilidad en los valores de Lpr entre las distintas líneas, registrándose diferencias de más del 80% entre algunas de ellas (Fig.2.11). En algunas líneas, estas diferencias pueden ser debidas a la variabilidad registrada en el desarrollo del sistema radicular (Fig.2.10). Por ejemplo, la RIL 59, que presentó un sistema radicular con unos valores de longitud, superficie y peso seco superiores en más de un 25% a los registrados en la RIL 121, presentó un valor de Lpr superior en un 75% al de dicha RIL. Este tipo de resultados pone de manifiesto que un mayor desarrollo del sistema radicular puede proporcionar una mayor capacidad de absorción de agua por parte del mismo (Orians y Solbrig, 1977; Suku et al., 2014). No obstante, hubo genotipos que a pesar de no presentar diferencias significativas de longitud, superficie o peso seco de la raíz, registraron valores de Lpr significativamente diferentes. De este modo, el parental doméstico MM presentó un valor de Lpr 2,3 veces superior al de TO-937 sin que hubiera diferencias en los parámetros mencionados. Por otro lado, no siempre diferencias en el desarrollo radicular determinaron diferencias en la Lpr. Así, las RILs 115 y 121 que presentaron diferencias significativas en el desarrollo del sistema radicular (1,7 veces superior en la RIL 115), registraron valores de Lpr similares. Por tanto, de estos resultados se puede concluir que la variabilidad existente en los parámetros de longitud, superficie y peso seco de la raíz, fueron insuficientes para explicar las grandes diferencias encontradas en los valores de Lpr y que debe de haber otros factores implicados. De los datos que se pueden encontrar en la bibliografía sobre la Lpr muchos se han calculado en base al peso seco de la raíz (Carvajal et al., 2000; Aroca et al., 2003; Martínez-Ballesta et al., 2003; Morales et al., 2003; Thompson et al., 2007). Dado que desde un punto de vista funcional la longitud y/o la superficie determinan el contacto con el medio, en el presente trabajo se quiso comparar los valores de Lpr en base a estos 3 indicadores del desarrollo del sistema Capítulo 2 101 radicular. De forma general, los resultados mostraron que el tipo de parámetro biométrico usado para el cálculo de la Lpr no modifica las diferencias encontradas en este parámetro (Fig.2.11). Por ejemplo, el parental doméstico MM presentó una Lpr en torno a 2,5 veces superior al parental silvestre TO-937 y a la RIL 2 sin importar si el valor de Lpr fue calculado en base a la longitud o a la superficie. Sin embargo cuando la Lpr se calculó en base al peso seco de la raíz, hubo líneas en las que la proporción con respecto al parental doméstico varió con valores entre aproximadamente un 20% mayor (RILs 38 y 59) y un 30% menor (RIL 68). Estos resultados ponen de manifiesto que es aconsejable calcular la Lpr en base a la longitud y a la superficie, siendo la superficie más adecuada ya que tiene en cuenta el diámetro de la raíz, y por tanto siendo más representativa de la resistencia radial que puede limitar el flujo del agua (Suku et al., 2014). Por el contrario, la Lpr calculada en base al peso seco de la raíz debiera utilizarse únicamente cuando no exista posibilidad de obtener las medidas de superficie o longitud de una manera precisa. El diámetro de la raíz es un parámetro importante en la absorción de agua y en algunos trabajos desarrollados en plantas herbáceas se ha mostrado que es inversamente proporcional a la Lpr (Hummel et al., 2007). En especies leñosas como el álamo se ha observado que las raíces finas tienen un papel muy relevante en la captación del agua (Xi et al., 2013), y en cítricos se ha determinado que las raíces gruesas están menos implicadas en esta función (Eissenstat, 1992). A pesar de que los genotipos evaluados en el presente trabajo mostraron variabilidad en la longitud y superficie de raíces finas y gruesas (Tabla 2.2), los resultados no fueron del todo consistentes con esta teoría. Por un lado, se observaron líneas, como la RIL 68 y 2, que presentaron los valores más altos de longitud y/o superficie de raíces finas y sin embargo no fueron los que presentaron los mayores valores de Lpr. Por otro lado, líneas con alta longitud y superficie de raíces gruesas (como la línea RIL 59) mostraron valores elevados de Lpr. Además, genotipos que no presentaron diferencias significativas en Capítulo 2 102 relación a la superficie y longitud de raíces finas y gruesas, como los parentales, mostraron diferencias significativas en la Lpr. El gradiente de potencial osmótico causante de la presión radicular positiva según el «modelo compuesto del transporte radial de agua», sería la fuerza motriz que promueve el movimiento de agua desde el medio que rodea a la raíz hacia el interior de los vasos xilemáticos (Steudle y Peterson, 1998). Sin embargo, los datos registrados muestran que un mayor gradiente osmótico no siempre se corresponde con una mayor Lpr. Así en la línea RIL 121 y el parental TO-937 que presentaron los valores más altos del gradiente de potencial osmótico (Fig.2.8B), no se registraron los valores más elevados de Lpr. Por tanto, cabe considerar que al menos en estos genotipos, el mayor gradiente osmótico es consecuencia de una mayor concentración de sales en el xilema. Estos resultados sugieren que otros factores como los co-transportadores KCC, que como ya se comentó en la introducción de este capítulo son capaces de cotransportar iones y agua hacia el interior del xilema (Kong et al., 2011), podrían estar contribuyendo a las diferencias registradas en la Lpr (Wegner, 2014). Los valores de conductividad hidráulica (Lpr) pueden variar con la edad de la planta (Huang y Nobel, 1993) disminuyendo, como consecuencia de los procesos de suberización y maduración de los vasos xilemáticos (Huang y Eissenstat, 2000) o aumentando, a causa de una mayor actividad de las acuaporinas (Chaumont y Tyerman, 2014). Otros autores proponen que la Lpr puede mantenerse constante a lo largo del desarrollo si el sistema radicular es capaz de absorber agua de manera uniforme a lo largo de toda la longitud de sus raíces. Así, aumentando dicha longitud, aumentaría la conductancia hidráulica (Lr) mientras que la conductividad hidráulica (Lpr) permanecería estable (Bramley et al., 2009). Los datos obtenidos en el presente trabajo confirman este hecho: los valores registrados en los genotipos parentales en dos estadios de crecimiento (21 DDG y 40 DDG) mostraron un incremento de la biomasa del Capítulo 2 103 sistema radicular del 90%, lo que conllevó un incremento de la Lr manteniendo constantes los valores de Lpr. A pesar de los pocos estudios enfocados al análisis de Lpr en plantas de tomate, no existe una concordancia en los resultados ya que los valores de Lpr mostrados en este capítulo, obtenidos por el método de libre exudado, fueron inferiores a los registrados por Maggio y Joly (1995) y superiores a los mostrados por Fernández-García et al. (2002), ambos obtenidos por el método de cámara de presión. Las diferencias encontradas podrían deberse a los diferentes métodos utilizados para obtener los valores de Lpr (Knipfer et al., 2007). Mediante el método de cámara de presión, la presión ejercida puede forzar el transporte de agua a través del apoplasto y de los espacios intercelulares, pudiendo disminuir la resistencia radial y por tanto aumentando los valores de Lpr (Suku et al., 2014). Por otro lado, este método puede inducir flujos de agua que superan, por varios órdenes de magnitud, a los valores causados por la transpiración (Knipfer, 2010). Como consecuencia se puede producir una acumulación de solutos en el medio que rodea a la raíz, lo que disminuiría el gradiente de potencial osmótico entre los vasos xilemáticos de la raíz y el medio externo, o procesos de cavitación en el xilema. Ambos tipos de respuesta pueden dar lugar a una subestimación en los valores de Lpr (Kolb et al., 1996; Knipfer, 2010). Por último, la aplicación de una presión positiva externa no permite determinar la capacidad de captación de agua de forma activa por parte del sistema radicular, algo que sí es posible determinar con el método de libre exudado. En conclusión, la puesta a punto del método de libre exudado para determinar la Lpr en raíces de plantas de tomate de 21DDG y su aplicación en la determinación de dicho parámetro, han permitido obtener unos resultados que muestran una gran variabilidad en los valores de Lpr registrados en los dos genotipos parentales y en las 13 líneas RILs evaluadas. Sin embargo, ni las diferencias registradas en la longitud y superficie de las raíces, ni la proporción Capítulo 2 104 de raíces finas, medias o gruesas, son suficientes para explicar la alta variabilidad encontrada en Lpr. El análisis de los datos desvela que la Lpr es un parámetro complejo que requiere de un estudio más pormenorizado del sistema radicular. Cambios en la anatomía y/o morfología de la raíz (Steudle y Peterson, 1998; Hummel et al., 2007), diferencias en la expresión de acuaporinas (proteínas de membrana implicadas principalmente en el flujo del agua (Maurel, 1997; Tyerman et al., 1999)) o diferencias en la deposición y/o composición de barreras apoplásticas en forma de depósitos de suberina en la matriz de la pared celular (Schreiber et al., 1999), podrían estar implicadas en las diferencias de Lpr registrada entre RILs. Por ello, se abordó el estudio de algunos de estos factores cuyos resultados se presentan en los capítulos siguientes. CAPÍTULO 3 ARQUITECTURA Y ANATOMÍA INTERNA DE LA RAÍZ DE TOMATE Capítulo 3 107 3.1. Introducción Numerosos trabajos confirman la estrecha relación que existe entre la arquitectura de la raíz y la productividad (Landi et al., 2001; Tuberosa et al., 2002; Manschadi et al., 2006; Steele et al., 2007; Wasson et al., 2012; Comas et al., 2013; Lobet et al., 2014). Esta arquitectura está determinada por el número de raíces primarias, secundarias, etc., su longitud y distribución en las 3 direcciones del espacio. Todo ello delimita la capacidad del sistema radicular de un determinado genotipo para explorar el suelo, y por tanto establece los límites de volumen de agua potencialmente accesibles por el mismo (Landi et al., 2010; Wasson et al., 2012; Comas et al., 2013; Lynch, 2013; Lobet et al., 2014). Con respecto a la productividad también se ha demostrado que está relacionada con una menor resistencia en el transporte radial y axial del agua en la raíz. La resistencia a dicho flujo radial, entre otros aspectos, depende del grosor del córtex, mientras que el número de vasos del xilema y su calibre son los principales aspectos que condicionan el flujo axial de savia hacia la parte aérea de las plantas (Uga et al., 2008; Tombesi et al., 2010). El análisis funcional de la arquitectura y anatomía de la raíz en relación a la captura de agua y nutrientes, ha sido ampliamente estudiado en Arabidopsis y en algunos cultivos de cereales como trigo, arroz o maíz (Zimmermann et al., 2000; Lux et al., 2004; Chen et al., 2006; Armengaud et al., 2009; Bramley et al., 2009; Werner et al., 2010; Palta et al., 2011), pero del que apenas hay información para el cultivo de tomate (Ron et al., 2013). Además, dicha información es incompleta y en ocasiones contradictoria. Esto se debe a que a pesar de que los caracteres que condicionan la morfo-arquitectura del sistema radicular están gobernados genéticamente (Hochholdinger et al., 2004; de Dorlodot et al., 2007; Hodge et al., 2009), existe una elevada plasticidad de los mismos frente a factores ambientales (Osmont et al., 2007; Monzón et al., 2012; Comas et al., 2013). Capítulo 3 108 3.1.1. Arquitectura del sistema radicular La arquitectura del sistema radicular hace referencia a la configuración espacial que presentan las raíces de edad y orden diferentes, así como a la tasa de elongación de dichas raíces, la cual determina su longitud total (Werner et al., 2010; Rich y Watt, 2013). Este término engloba a la morfología, haciendo referencia a las características superficiales de la raíz (diámetro de la raíz, presencia o no de pelos radiculares o patrón de aparición de las raíces laterales) y la topología, referida a la conexión entre los distintos ejes de la raíz (ramificación de la raíz) (Lynch, 1995). La arquitectura de la raíz es fundamental para la asimilación de los recursos presentes en el medio de cultivo, ya que determina su capacidad para explorar un determinado volumen de sustrato (Fitter, 2002). En la etapa inicial del crecimiento, las plantas dicotiledóneas, como el tomate o Arabidopsis, presentan un sistema radicular alorrizo o pivotante (Fig.3.1) compuesto únicamente por la raíz primaria y las raíces laterales (Esau, 1967). Existe una dominancia apical que adquiere la raíz primaria, a partir de la cual se desarrollan las raíces laterales secundarias de origen post-embrionario, que se forman desde el periciclo de la raíz primaria, generalmente adyacente a los polos xilemáticos (Casero et al., 1995; Casimiro et al., 2001). Estas raíces laterales secundarias pueden formar raíces laterales de mayor orden: raíces laterales terciarias (cuando se producen a partir de las secundarias), cuaternarias (cuando se producen a partir de las terciarias), y así sucesivamente. Cuando el sistema radicular está más desarrollado emergen las raíces adventicias desde el hipocótilo, epicótilo y/o el tallo (Osmont et al., 2007) que pueden ser inducidas de forma natural (como una adaptación a los cambios ambientales) o de forma artificial (mediante la aplicación de hormonas) (Visser et al., 1996; Ahkami et al., 2009). Bibliografía 211 Cholewa EM (2000) Calcium transport and delivery to the xylem in onion (Allium cepa L.) roots. Chrispeels MJ, Maurel C (1994) Aquaporins: the molecular basis of facilitated water movement through living plant cells? Plant Physiology 105: 9-13. Dalla Vecchia F, Cuccato F, La Rocca N, Larcher W, Rascio N (1999) Endodermis-like Sheaths in the Submerged Freshwater MacrophyteRanunculus trichophyllusChaix. Annals of Botany 83: 93-97. Daniels MJ, Chaumont F, Mirkov TE, Chrispeels MJ (1996) Characterization of a new vacuolar membrane aquaporin sensitive to mercury at a unique site. The Plant Cell 8: 587-599. Daniels MJ, Mirkov TE, Chrispeels MJ (1994) The Plasma Membrane of Arabidopsis thaliana Contains a Mercury-Insensitive Aquaporin That Is a Homolog of the Tonoplast Water Channel Protein TIP. Plant Physiology 106: 1325-1333. Danielson JÅ, Johanson U (2008) Unexpected complexity of the aquaporin gene family in the moss Physcomitrella patens. BMC Plant Biology 8: 45. Darwin SC, Knapp S, Peralta IE (2003) Taxonomy of tomatoes in the Galápagos Islands: native and introduced species of Solanum section Lycopersicon (Solanaceae). Systematics and Biodiversity 1: 29-53. Davies JN, Hobson GE, McGlasson WB (1981) The constituents of tomato fruit — the influence of environment, nutrition, and genotype. C R C Critical Reviews in Food Science and Nutrition 15: 205-280. Davies WJ, Bacon MA, Stuart Thompson D, Sobeih W, González Rodríguez L (2000) Regulation of leaf and fruit growth in plants growing in drying soil: exploitation of the plants' chemical signalling system and hydraulic architecture to increase the efficiency of water use in agriculture. Journal of Experimental Botany 51: 1617-1626. De Boer AH, Volkov V (2003) Logistics of water and salt transport through the plant: structure and functioning of the xylem. Plant, Cell & Environment 26: 87-101. De Candolle A (1885) Origin of cultivated plants. New York.Hafner Publishing Company. de Dorlodot S, Forster B, Pagès L, Price A, Tuberosa R, Draye X (2007) Root system architecture: opportunities and constraints for genetic improvement of crops. Trends in Plant Science 12: 474-481. Bibliografía 212 De Simone O, Haase K, Müller E, Junk WJ, Hartmann K, Schreiber L, Schmidt W (2003) Apoplasmic Barriers and Oxygen Transport Properties of Hypodermal Cell Walls in Roots from Four Amazonian Tree Species. Plant Physiology 132: 206-217. De Smet I, Signora L, Beeckman T, Inzé D, Foyer CH, Zhang H (2003) An abscisic acid-sensitive checkpoint in lateral root development of Arabidopsis. The Plant Journal 33: 543-555. Deak KI, Malamy J (2005) Osmotic regulation of root system architecture. The Plant Journal 43: 17-28. Dubrovsky JG, Forde BG (2012) Quantitative analysis of lateral root development: pitfalls and how to avoid them. The Plant Cell Online 24: 4-14. Dubrovsky JG, Napsucialy-Mendivil S, Duclercq J, Cheng Y, Shishkova S, Ivanchenko MG, Friml J, Murphy AS, Benková E (2011) Auxin minimum defines a developmental window for lateral root initiation. New Phytologist 191: 970-983. Eckert M, Biela A, Siefritz F, Kaldenhoff R (1999) New aspects of plant aquaporin regulation and specificity. Journal of Experimental Botany 50: 1541-1545. Eissenstat DM (1992) Costs and benefits of constructing roots of small diameter. Journal of Plant Nutrition 15: 763-782. Enstone D, Peterson C, Ma F (2003) Root Endodermis and Exodermis: Structure, Function, and Responses to the Environment. Journal of Plant Growth Regulation 21: 335-351. Esau K (1967) Plant anatomy. New York.Wiley and Sons, Inc. Escobar-Bravo R (2013) Genetics and control of the pest resistance found in the wild tomato species Solanum pimpinellifolium based on type IV glandular trichomes and their associated secretions. Tesis Doctoral. Facultad de Ciencias, Universidad de Málaga.España. Escobar I, Berenguer JJ, Navarro M, Cuartero J (2012) La calidad gustativa y nutricional como atributos para liderar el mercado de tomate en fresco. Granada.Caja Rural de Granada, Gabinete Técnico. Espelie KE, Kolattukudy PE (1979) Composition of the Aliphatic Components of Suberin of the Endodermal Fraction from the First Internode of Etiolated Sorghum Seedlings. Plant Physiology 63: 433-435. Bibliografía 213 Esquinas-Alcázar J, Nuez F (1995) Situación taxonómica, domesticación y difusión del tomate en el cultivo de tomate. En: Nuez F (ed). El cultivo del tomate. Mundi-Prensa. Madrid, España. pp 13-42. Esquinas-Alcazar JT (1981) Genetic resources of tomatoes and wild relatives: A global report. International Board for Plant Genetics resources, Rome. Expósito-Rodríguez M, Borges AA, Borges-Pérez A, Pérez JA (2008) Selection of internal control genes for quantitative real-time RT-PCR studies during tomato development process. BMC Plant Biology 8: 131. Falah M, Wajima T, Yasutake D, Sago Y, Kitano M (2010) Responses of root uptake to high temperature of tomato plants (Lycopersicon esculentum Mill.) in soil-less culture. Journal of Agricultural Technology 6: 543-558. FAOSTAT (2012) Base de datos estadísticos de la Organización de las Naciones Unidas para la Alimentación y la Agricultura. http://faostat3.fao.org. FAOSTAT (2013) Base de datos estadísticos de la Organización de las Naciones Unidas para la Alimentación y la Agricultura. http://faostat3.fao.org. Fernández-García N, Martínez V, Cerdá A, Carvajal M (2002) Water and nutrient uptake of grafted tomato plants grown under saline conditions. Journal of Plant Physiology 159: 899-905. Fetter K, Van Wilder V, Moshelion M, Chaumont F (2004) Interactions between Plasma Membrane Aquaporins Modulate Their Water Channel Activity. The Plant Cell 16: 215-228. Fitter A (2002) Characteristics and functions of root systems. En: Waisel Y, Eshel A ,Kafkafi U (eds). Plant roots: the hidden half. Marcel Dekker Inc. Basel, Switzerland. pp 21-50. Flores-Díaz A, Gálvez-Valcárcel V, Hernández-Lara O (1996) Salinidad un nuevo concepto.Universidad de Colima. México. Flores FB, Sanchez-Bel P, Estañ MT, Martinez-Rodriguez MM, Moyano E, Morales B, Campos JF, Garcia-Abellán JO, Egea MI, Fernández-Garcia N, Romojaro F, Bolarín MC (2010) The effectiveness of grafting to improve tomato fruit quality. Scientia Horticulturae 125: 211-217. Foolad MR (2007) Genome mapping and molecular breeding of tomato. International Journal of Plant Genomics 2007: 64358 Fortin MG, Morrison NA, Verma DPS (1987) Nodulin-26, a peribacteroid membrane nodulin is expressed independently of the development of the peribacteroid compartment. Nucleic Acids Research 15: 813-824. Bibliografía 214 Franke R, Höfer R, Briesen I, Emsermann M, Efremova N, Yephremov A, Schreiber L (2009) The DAISY gene from Arabidopsis encodes a fatty acid elongase condensing enzyme involved in the biosynthesis of aliphatic suberin in roots and the chalaza-micropyle region of seeds. The Plant Journal 57: 8095. Freundl E, Steudle E, Hartung W (2000) Apoplastic transport of abscisic acid through roots of maize: effect of the exodermis. Planta 210: 222-231. Frick A, Jarva M, Ekvall M, Uzdavinys P, M N, Tornroth-Horsefield S (2013) Mercury increases water permeability of a plant aquaporin through a noncysteine-related mechanism. Biochemical Journal 454: 491-499. Fritz M, Ehwald R (2011) Mannitol permeation and radial flow of water in maize roots. New Phytologist 189: 210-217. Fujiyoshi Y, Mitsuoka K, de Groot BL, Philippsen A, Grubmüller H, Agre P, Engel A (2002) Structure and Function of Water Channels. Current Opinion in Structural Biology 12: 509-515. Gambetta GA, Fei J, Rost TL, Knipfer T, Matthews MA, Shackel KA, Walker MA, McElrone AJ (2013) Water Uptake along the Length of Grapevine Fine Roots: Developmental Anatomy, Tissue-Specific Aquaporin Expression, and Pathways of Water Transport. Plant Physiology 163: 1254-1265. Geldner N (2013a) Casparian strips. Current Biology 23: R1025-R1026. Geldner N (2013b) The Endodermis. Annual Review of Plant Biology 64: 531558. Gerbeau P, Amodeo G, Henzler T, Santoni V, Ripoche P, Maurel C (2002) The water permeability of Arabidopsis plasma membrane is regulated by divalent cations and pH. The Plant Journal 30: 71-81. Gilroy S, Jones DL (2000) Through form to function: root hair development and nutrient uptake. Trends in plant science 5: 56-60. Gorin MB, Yancey SB, Cline J, Revel J-P, Horwitz J (1984) The major intrinsic protein (MIP) of the bovine lens fiber membrane: Characterization and structure based on cDNA cloning. Cell 39: 49-59. Grindlay AL, Zamorano M, Rodríguez MI, Molero E, Urrea MA (2011) Implementation of the European Water Framework Directive: Integration of hydrological and regional planning at the Segura River Basin, southeast Spain. Land Use Policy 28: 242-256. Bibliografía 215 Gruber BD, Giehl RFH, Friedel S, von Wirén N (2013) Plasticity of the Arabidopsis Root System under Nutrient Deficiencies. Plant Physiology 163: 161-179. Guenther JF, Chanmanivone N, Galetovic MP, Wallace IS, Cobb JA, Roberts DM (2003) Phosphorylation of Soybean Nodulin 26 on Serine 262 Enhances Water Permeability and Is Regulated Developmentally and by Osmotic Signals. The Plant Cell 15: 981-991. Guichard S, Gary C, Leonardi C, Bertin N (2005) Analysis of Growth and Water Relations of Tomato Fruits in Relation to Air Vapor Pressure Deficit and Plant Fruit Load. Journal of Plant Growth Regulation 24: 201-213. Gustavsson S, Lebrun A-S, Nordén K, Chaumont F, Johanson U (2005) A Novel Plant Major Intrinsic Protein in Physcomitrella patens Most Similar to Bacterial Glycerol Channels. Plant Physiology 139: 287-295. Hacke UG, Sperry JS, Pockman WT, Davis SD, McCulloh KA (2001) Trends in wood density and structure are linked to prevention of xylem implosion by negative pressure. Oecologia 126: 457-461. Hachez C, Moshelion M, Zelazny E, Cavez D, Chaumont F (2006) Localization and Quantification of Plasma Membrane Aquaporin Expression in Maize Primary Root: A Clue to Understanding their Role as Cellular Plumbers. Plant Molecular Biology 62: 305-323. Hachez C, Veselov D, Ye Q, Reinhardt H, Knipfer T, Fricke W, Chaumont F (2012) Short-term control of maize cell and root water permeability through plasma membrane aquaporin isoforms. Plant, Cell & Environment 35: 185198. Henry A, Gowda VRP, Torres RO, McNally KL, Serraj R (2011) Variation in root system architecture and drought response in rice (Oryza sativa): Phenotyping of the OryzaSNP panel in rainfed lowland fields. Field Crops Research 120: 205-214. Henzler T, Steudle E (1995) Reversible closing of water channels in Chara internodes provides evidence for a composite transport model of the plasma membrane. Journal of Experimental Botany 46: 199-209. Heydari N (2014) Water productivity in agriculture: challenges in concepts, terms and values. Irrigation and Drainage 63: 22-28. Bibliografía 216 Hirano Y, Okimoto N, Kadohira I, Suematsu M, Yasuoka K, Yasui M (2010) Molecular Mechanisms of How Mercury Inhibits Water Permeation through Aquaporin-1: Understanding by Molecular Dynamics Simulation. Biophysical Journal 98: 1512-1519. Hoagland DR, Arnon DI (1950) The water-culture method for growing plants without soil. Circular California Agricultural Experiment Station 347. Hochholdinger F, Park WJ, Sauer M, Woll K (2004) From weeds to crops: genetic analysis of root development in cereals. Trends in Plant Science 9: 42-48. Hodge A, Berta G, Doussan C, Merchan F, Crespi M (2009) Plant root growth, architecture and function. Plant and Soil 321: 153-187. Holm L, Jahn T, Møller AB, Schjoerring J, Ferri D, Klaerke D, Zeuthen T (2005) NH3 and NH4+ permeability in aquaporin-expressing Xenopus oocytes. Pflugers Archiv - European Journal of Physiology 450: 415-428. Hölttä T, Cochard H, Nikinmaa E, Mencuccini M (2009) Capacitive effect of cavitation in xylem conduits: results from a dynamic model. Plant, Cell & Environment 32: 10-21. Hortoinfo (2013) Diario digital de la Actualidad Hortofrutícola. http://www.hortoinfo.es/. Hose E, Clarkson DT, Steudle E, Schreiber L, Hartung W (2001) The exodermis: a variable apoplastic barrier. Journal of Experimental Botany 52: 2245-2264. Huang B, Eissenstat DM (2000) Linking hydraulic conductivity to anatomy in plants that vary in specific root length. Journal of the American Society for Horticultural Science 125: 260-264. Huang B, Nobel PS (1993) Hydraulic conductivity and anatomy along lateral roots of cacti: changes with soil water status. New phytologist: 499-507. Hummel I, Vile D, Violle C, Devaux J, Ricci B, Blanchard A, Garnier É, Roumet C (2007) Relating root structure and anatomy to whole-plant functioning in 14 herbaceous Mediterranean species. New Phytologist 173: 313-321. Ishikawa F, Suga S, Uemura T, Sato MH, Maeshima M (2005) Novel type aquaporin SIPs are mainly localized to the ER membrane and show cellspecific expression in Arabidopsis thaliana. FEBS Letters 579: 5814-5820. Bibliografía 217 Javot H, Lauvergeat V, Santoni V, Martin-Laurent F, Güçlü J, Vinh J, Heyes J, Franck KI, Schäffner AR, Bouchez D, Maurel C (2003) Role of a Single Aquaporin Isoform in Root Water Uptake. The Plant Cell 15: 509-522. Javot H, Maurel C (2002) The Role of Aquaporins in Root Water Uptake. Annals of Botany 90: 301-313. Jeje AYA, Zimmermann MH (1979) Resistance to Water Flow in Xylem Vessels. Journal of Experimental Botany 30: 817-827. Jenkins J (1948) The origin of the cultivated tomato. Economic Botany 2: 379392. Johanson U, Karlsson M, Johansson I, Gustavsson S, Sjövall S, Fraysse L, Weig AR, Kjellbom P (2001) The Complete Set of Genes Encoding Major Intrinsic Proteins in Arabidopsis Provides a Framework for a New Nomenclature for Major Intrinsic Proteins in Plants. Plant Physiology 126: 1358-1369. Johansson I, Karlsson M, Shukla VK, Chrispeels MJ, Larsson C, Kjellbom P (1998) Water Transport Activity of the Plasma Membrane Aquaporin PM28A Is Regulated by Phosphorylation. The Plant Cell 10: 451-459. Johansson I, Larsson C, Ek B, Kjellbom P (1996) The major integral proteins of spinach leaf plasma membranes are putative aquaporins and are phosphorylated in response to Ca2+ and apoplastic water potential. The Plant Cell 8: 1181-1191. Jonston JS, Pepper AE, Hall AE, Chen ZJ, Hodnett G, Drabek J, Lopez R, Price HJ (2005) Evolution of Genome Size in Brassicaceae. Annals of Botany 95: 229-235. Jung JKH, McCouch S (2013) Getting to the roots of it: Genetic and hormonal control of root architecture. Frontiers in Plant Science 4: 186. Jung JS, Preston GM, Smith BL, Guggino WB, Agre P (1994) Molecular structure of the water channel through aquaporin CHIP. The hourglass model. The Journal of Biological Chemistry 269: 14648-14654. Jurado O, Albacete A, Martínez-Ballesta MC, Carvajal M, Pérez-Alfocea F, Dodd IC, Romero-Aranda MR (2009) Water relations of the tos1 tomato mutant at contrasting evaporative demand. Physiologia Plantarum 137: 3643. Kaldenhoff R, Grote K, Zhu J-J, Zimmermann U (1998) Significance of plasmalemma aquaporins for water-transport in Arabidopsis thaliana. The Plant Journal 14: 121-128. Bibliografía 218 Kammerloher W, Fischer U, Piechottka GP, Schäffner AR (1994) Water channels in the plant plasma membrane cloned by immunoselection from a mammalian expression system. The Plant Journal 6: 187-199. Katerji N, Mastrorilli M, Rana G (2008) Water use efficiency of crops cultivated in the Mediterranean region: Review and analysis. European Journal of Agronomy 28: 493-507. Kim HK, Park J, Hwang I (2014) Investigating water transport through the xylem network in vascular plants. Journal of Experimental Botany 65: 18951904. Knipfer T (2010) Involvement of aquaporins in water uptake of seminal and adventitious roots of barley (Hordeum vulgare L.) and their role in wholeplant water flow. Thesis. School of Biology and Environmental Science, University College Dublin, Ireland. Knipfer T, Das D, Steudle E (2007) During measurements of root hydraulics with pressure probes, the contribution of unstirred layers is minimized in the pressure relaxation mode: comparison with pressure clamp and high‐pressure flowmeter. Plant, cell & environment 30: 845-860. Knipfer T, Fricke W (2010) Root pressure and a solute reflection coefficient close to unity exclude a purely apoplastic pathway of radial water transport in barley (Hordeum vulgare). New Phytologist 187: 159-170. Knipfer T, Fricke W (2011) Water uptake by seminal and adventitious roots in relation to whole-plant water flow in barley (Hordeum vulgare L.). Journal of Experimental Botany 62: 717-733. Knipfer T, Fricke W (2014) Root Aquaporins. En: Morte A ,Varma A (eds). Root Engineering. Springer. Berlin, Heidelberg. Germany. pp 269-296. Kolb KJ, Sperry JS, Lamont BB (1996) A method for measuring xylem hydraulic conductance and embolism in entire root and shoot systems. Journal of Experimental Botany 47: 1805-1810. Kong X-Q, Gao X-H, Sun W, An J, Zhao Y-X, Zhang H (2011) Cloning and functional characterization of a cation–chloride cotransporter gene OsCCC1. Plant Molecular Biology 75: 567-578. Kramer P (1983) Water relations of plants. Academic Press. London, United Kingdom. Kramer PJ, Tejada L (1974) Relaciones hídricas de suelo y plantas: una síntesis moderna. Edutex. Mexico Bibliografía 219 Krishnamurthy P, Ranathunge K, Franke R, Prakash HS, Schreiber L, Mathew MK (2009) The role of root apoplastic transport barriers in salt tolerance of rice (Oryza sativa L.). Planta 230: 119-134. Lambers H, Atkin OK, Millenaar FF (2002) Respiratory patterns in roots in relation to their functioning. En: Waisel Y, Eshel A ,Kafkafi U (eds). Plant Roots The Hidden Half (Third Edition). Marcel Dekker, INC. Basel, Switzerland. pp 521-552. Landi P, Giuliani M, Darrah L, Tuberosa R, Conti S, Sanguineti M (2001) Variability for root and shoot traits in a maize population grown in hydroponics and in the field and their relationships with vertical root pulling resistance. Maydica 46: 177-182. Landi P, Giuliani S, Salvi S, Ferri M, Tuberosa R, Sanguineti MC (2010) Characterization of root-yield-1.06, a major constitutive QTL for root and agronomic traits in maize across water regimes. Journal of Experimental Botany 61: 3553-3562. Laraus J (2004) The problems of sustainable water use in the Mediterranean and research requirements for agriculture. Annals of Applied Biology 144: 259272. Lee J-M (1994) Cultivation of grafted vegetables I. Current status, grafting methods, and benefits. HortScience 29: 235-239. Lee SH, Singh AP, Chung GC (2004) Rapid accumulation of hydrogen peroxide in cucumber roots due to exposure to low temperature appears to mediate decreases in water transport. Journal of Experimental Botany 55: 1733-1741. Leonardi C, Giuffrida F (2006) Variation of Plant Growth and Macronutrient Uptake in Grafted Tomatoes and Eggplants on Three Different Rootstocks. European Journal of Horticultural Science 71: 97-101. Lilley JM, Kirkegaard JA (2011) Benefits of increased soil exploration by wheat roots. Field Crops Research 122: 118-130. Liu F, VanToai T, Moy LP, Bock G, Linford LD, Quackenbush J (2005) Global Transcription Profiling Reveals Comprehensive Insights into Hypoxic Response in Arabidopsis. Plant Physiology 137: 1115-1129. Liu L-H, Ludewig U, Gassert B, Frommer WB, von Wirén N (2003) Urea Transport by Nitrogen-Regulated Tonoplast Intrinsic Proteins in Arabidopsis. Plant Physiology 133: 1220-1228. Lobet G, Couvreur V, Meunier F, Javaux M, Draye X (2014) Plant Water Uptake in Drying Soils. Plant Physiology 164: 1619-1627. Bibliografía 220 López‐Pérez L, Fernández‐García N, Olmos E, Carvajal M (2007) The Phi Thickening in Roots of Broccoli Plants: An Acclimation Mechanism to Salinity? International Journal of Plant Sciences 168: 1141-1149. Lopez D, Bronner G, Brunel N, Auguin D, Bourgerie S, Brignolas F, Carpin S, Tournaire-Roux C, Maurel C, Fumanal B, Martin F, Sakr S, Label P, Julien JL, Gousset-Dupont A, Venisse JS (2012) Insights into Populus XIP aquaporins: evolutionary expansion, protein functionality, and environmental regulation. Journal of Experimental Botany 63: 2217-2230. Lopez F, Bousser A, Sissoëff I, Gaspar M, Lachaise B, Hoarau J, Mahé A (2003) Diurnal Regulation of Water Transport and Aquaporin Gene Expression in Maize Roots: Contribution of PIP2 Proteins. Plant and Cell Physiology 44: 1384-1395. Lorenzo P, Sánchez-Guerrero M, Medrano E, García M, Caparrós I, Giménez M (2003) El sombreado móvil esterior: efecto sobre el clima del invernadero, la producción y la eficiencia en el uso del agua y la radiación. En: Fernández M, Lorenzo P ,Cuadrado I (eds). Mejora de la eficiencia en el uso de agua en cultivos protegidos. Dirección General de Investigación y Formación Agraria de la Juanta de Andalucía, Cajamar. Almería. pp 207-229. Lovelli S, Perniola M, Ferrara A, Di Tommaso T (2007) Yield response factor to water (Ky) and water use efficiency of Carthamus tinctorius L. and Solanum melongena L. Agricultural Water Management 92: 73-80. Lucena MA, Romero-Aranda R, Mercado JA, Cuartero J, Valpuesta V, Quesada MA (2003) Structural and physiological changes in the roots of tomato plants over-expressing a basic peroxidase. Physiologia Plantarum 118: 422-429. Luu D-T, Maurel C (2013) Aquaporin Trafficking in Plant Cells: An Emerging Membrane-Protein Model. Traffic 14: 629-635. Lux A, Luxov, aacute, Miroslava, Abe J, Morita S (2004) Root cortex: structural and functional variability and responses to environmental stress. Root Research 13: 117-131. Lux A, Morita S, Abe J, Ito K (2005) An Improved Method for Clearing and Staining Free-hand Sections and Whole-mount Samples. Annals of Botany 96: 989-996. Lynch J (1995) Root Architecture and Plant Productivity. Plant Physiology 109: 7-13. Lynch JP (2013) Steep, cheap and deep: an ideotype to optimize water and N acquisition by maize root systems. Annals of Botany 112: 347-357. Bibliografía 227 Rančić D, Quarrie SP, Pećinar I (2010) Anatomy of tomato fruit and fruit pedicel during fruit development. Microscopy: Science, Technology, Applications and Education 2: 851-861. Reina-Sanchez A, Romero-Aranda R, Cuartero J (2005) Plant water uptake and water use efficiency of greenhouse tomato cultivars irrigated with saline water. Agricultural water management 78: 54-66. Reinhardt DH, Rost TL (1995) Salinity accelerates endodermal development and induces an exodermis in cotton seedling roots. Environmental and Experimental Botany 35: 563-574. Reuscher S, Akiyama M, Mori C, Aoki K, Shibata D, Shiratake K (2013) Genome-Wide Identification and Expression Analysis of Aquaporins in Tomato. PLoS ONE 8: e79052. Rick C, Holle M (1990) Andean Lycopersicon esculentum var. cerasiforme: genetic variation and its evolutionary significance. Economic Botany 44: 6978. Rick CM (1978) The tomato. Scientific American 239: 76-87. Rich SM, Watt M (2013) Soil conditions and cereal root system architecture: review and considerations for linking Darwin and Weaver. Journal of Experimental Botany 64: 1193-1208. Richards RA, Watt M, Rebetzke GJ (2007) Physiological traits and cereal germplasm for sustainable agricultural systems. Euphytica 154: 409-425. Riederer M, Schreiber L (2001) Protecting against water loss: analysis of the barrier properties of plant cuticles. Journal of experimental botany 52: 20232032. Rieger M, Litvin P (1999) Root system hydraulic conductivity in species with contrasting root anatomy. Journal of Experimental Botany 50: 201-209. Ristova D, Busch W (2014) Natural variation of root traits: from development to nutrient uptake. Plant Physiology 166: 518-527. Rivers RL, Dean RM, Chandy G, Hall JE, Roberts DM, Zeidel ML (1997) Functional Analysis of Nodulin 26, an Aquaporin in Soybean Root Nodule Symbiosomes. Journal of Biological Chemistry 272: 16256-16261. Robbins NE, Trontin C, Duan L, Dinneny JR (2014) Beyond the barrier: communication in the root through the endodermis. Plant physiology 166: 551-559. Bibliografía 228 Romero-Aranda R, Soria T, Cuartero J (2001) Tomato plant-water uptake and plant-water relationships under saline growth conditions. Plant Science 160: 265-272. Romero-Aranda R, Soria T, Cuartero J (2002) Greenhouse mist improves yield of tomato plants grown under saline conditions. Journal of the American Society for Horticultural Science 127: 644-648. Ron M, Dorrity MW, de Lucas M, Toal T, Hernandez RI, Little SA, Maloof JN, Kliebenstein DJ, Brady SM (2013) Identification of Novel Loci Regulating Interspecific Variation in Root Morphology and Cellular Development in Tomato. Plant Physiology 162: 755-768. Roppolo D, De Rybel B, Tendon VD, Pfister A, Alassimone J, Vermeer JEM, Yamazaki M, Stierhof Y-D, Beeckman T, Geldner N (2011) A novel protein family mediates Casparian strip formation in the endodermis. Nature 473: 380-383. Rost TL (1996) Tomato, an anatomy atlas. http://wwwplb.ucdavis.edu/labs/rost/tomato/tomhome.html. Russell RS (1977) The growth and form of root systems. En: Plant root systems: their function and interaction with the soil. McGraw-Hill. Maidenheadm Berkshire, England. pp 30-61. Sade N, Vinocur BJ, Diber A, Shatil A, Ronen G, Nissan H, Wallach R, Karchi H, Moshelion M (2009) Improving plant stress tolerance and yield production: is the tonoplast aquaporin SlTIP2;2 a key to isohydric to anisohydric conversion? New Phytologist 181: 651-661. Sadok W, Sinclair TR (2010) Transpiration response of ‘slow-wilting’ and commercial soybean (Glycine max (L.) Merr.) genotypes to three aquaporin inhibitors. Journal of Experimental Botany 61: 821-829. Saitou N, Nei M (1987) The neighbor-joining method: a new method for reconstructing phylogenetic trees. Molecular Biology and Evolution 4: 406425. Sakurai J, Ahamed A, Murai M, Maeshima M, Uemura M (2008) Tissue and Cell-Specific Localization of Rice Aquaporins and Their Water Transport Activities. Plant and Cell Physiology 49: 30-39. Sakurai J, Ishikawa F, Yamaguchi T, Uemura M, Maeshima M (2005) Identification of 33 Rice Aquaporin Genes and Analysis of Their Expression and Function. Plant and Cell Physiology 46: 1568-1577. Bibliografía 229 Sato-Nara K, Nagasaka A, Yamashita H, Ishida J, Enju A, Seki M, Shinozaki K, Suzuki H (2004) Identification of genes regulated by dark adaptation and farred light illumination in roots of Arabidopsis thaliana. Plant, Cell & Environment 27: 1387-1394. Saure MC (2001) Blossom-end rot of tomato (Lycopersicon esculentum Mill.) — a calciumor a stress-related disorder? Scientia Horticulturae 90: 193-208. Schäffner AR (1998) Aquaporin function, structure, and expression: are there more surprises to surface in water relations? Planta 204: 131-139. Schneider UA, Havlík P, Schmid E, Valin H, Mosnier A, Obersteiner M, Böttcher H, Skalský R, Balkovič J, Sauer T, Fritz S (2011) Impacts of population growth, economic development, and technical change on global food production and consumption. Agricultural Systems 104: 204-215. Schreiber L (1996) Chemical composition of Casparian strips isolated from Clivia miniata Reg. roots: evidence for lignin. Planta 199: 596-601. Schreiber L (2010) Transport barriers made of cutin, suberin and associated waxes. Trends in Plant Science 15: 546-553. Schreiber L, Franke R, Hartmann K (2007) Chemical compositon of apoplastic transport barriers in roots. En: Sattelmacher B ,Horst W (eds). The Apoplast of Higher Plants: Compartment of Storage, Transport and Reactions. Springer. Heidelberg, Germany. pp 109-117. Schreiber L, Hartmann K, Skrabs M, Zeier J (1999) Apoplastic barriers in roots: chemical composition of endodermal and hypodermal cell walls. Journal of Experimental Botany 50: 1267-1280. Schreiber U, Hormann H, Neubauer C, Klughammer C (1995) Assessment of photosystem II photochemical quantum yield by chlorophyll fluorescence quenching analysis. Functional Plant Biology 22: 209-220. Secchi F, Zwieniecki MA (2010) Patterns of PIP gene expression in Populus trichocarpa during recovery from xylem embolism suggest a major role for the PIP1 aquaporin subfamily as moderators of refilling process. Plant, Cell & Environment 33: 1285-1297. Serra O, Soler M, Hohn C, Sauveplane V, Pinot F, Franke R, Schreiber L, Prat S, Molinas M, Figueras M (2009) CYP86A33-Targeted Gene Silencing in Potato Tuber Alters Suberin Composition, Distorts Suberin Lamellae, and Impairs the Periderm's Water Barrier Function. Plant Physiology 149: 10501060. Bibliografía 230 Siefritz F, Tyree MT, Lovisolo C, Schubert A, Kaldenhoff R (2002) PIP1 Plasma Membrane Aquaporins in Tobacco: From Cellular Effects to Function in Plants. The Plant Cell 14: 869-876. Soto-García M, Martínez-Alvarez V, García-Bastida PA, Alcon F, MartinGorriz B (2013) Effect of water scarcity and modernisation on the performance of irrigation districts in south-eastern Spain. Agricultural Water Management 124: 11-19. Stanfield W (1971) Genética. Teoría y 400 problemas resueltos. Serie Schaum. McGraw Hill. México. Stanghellini M, Rasmussen S (1994) Hydroponics: a solution for zoosporic pathogens. Plant disease 78: 1129-1138. Steele KA, Virk DS, Kumar R, Prasad SC, Witcombe JR (2007) Field evaluation of upland rice lines selected for QTLs controlling root traits. Field Crops Research 101: 180-186. Steudle E (1989) Water flow in plants and its coupling to other processes: An overview. Methods in Enzymology 174: 183-225. Steudle E (2000) Water uptake by plant roots: an integration of views. Plant and Soil 226: 45-56. Steudle E (2001) The cohesion-tension mechanism and the acquisition of water by plant roots. Annual Review of Plant Biology 52: 847-875. Steudle E, Frensch J (1996) Water transport in plants: Role of the apoplast. Plant and Soil 187: 67-79. Steudle E, Peterson CA (1998) How does water get through roots? Journal of Experimental Botany 49: 775-788. Stradiot P (2003) Cultivos sin suelos: evolución y situación actual en Europa y la región mediterránea. En: Fernández M, Lorenzo P ,Cuadrado I (eds). Mejora de la eficiencia en el uso del agua en cultivos protegidos. Dirección General de Investigación y Formación Agraria de la Juanta de Andalucía, Cajamar. Almería. pp 37-54. Suga S, Maeshima M (2004) Water Channel Activity of Radish Plasma Membrane Aquaporins Heterologously Expressed in Yeast and Their Modification by Site-Directed Mutagenesis. Plant and Cell Physiology 45: 823-830. Bibliografía 231 Suku S, Knipfer T, Fricke W (2014) Do root hydraulic properties change during the early vegetative stage of plant development in barley (Hordeum vulgare)? Annals of botany 113: 385-402. Tahi H, Wahbi S, Wakrim R, Aganchich B, Serraj R, Centritto M (2007) Water relations, photosynthesis, growth and water-use efficiency in tomato plants subjected to partial rootzone drying and regulated deficit irrigation. Plant Biosystems 141: 265-274. Taiz L, Zeiger E (2010) Plant Physiology (5th Edn). Sinauer Associates Inc. Sunderland, Massachusetts, USA. Takano J, Wada M, Ludewig U, Schaaf G, von Wirén N, Fujiwara T (2006) The Arabidopsis Major Intrinsic Protein NIP5;1 Is Essential for Efficient Boron Uptake and Plant Development under Boron Limitation. The Plant Cell 18: 1498-1509. Takase T, Ishikawa H, Murakami H, Kikuchi J, Sato-Nara K, Suzuki H (2011) The Circadian Clock Modulates Water Dynamics and Aquaporin Expression in Arabidopsis Roots. Plant and Cell Physiology 52: 373-383. Tambussi EA, Bort J, Araus JL (2007) Water use efficiency in C3 cereals under Mediterranean conditions: a review of physiological aspects. Annals of Applied Biology 150: 307-321. Tamura K, Stecher G, Peterson D, Filipski A, Kumar S (2013) MEGA6: Molecular Evolutionary Genetics Analysis Version 6.0. Molecular Biology and Evolution 30: 2725-2729. Tazawa M, Ohkuma E, Shibasaka M, Nakashima S (1997) Mercurial-sensitive water transport in barley roots. Journal of Plant Research 110: 435-442. The Tomato Genome Consortium (2012) The tomato genome sequence provides insights into fleshy fruit evolution. Nature 485: 635-641. Thomas R, Fang X, Ranathunge K, Anderson TR, Peterson CA, Bernards MA (2007) Soybean Root Suberin: Anatomical Distribution, Chemical Composition, and Relationship to Partial Resistance to Phytophthora sojae. Plant Physiology 144: 299-311. Thompson AJ, Andrews J, Mulholland BJ, McKee JMT, Hilton HW, Horridge JS, Farquhar GD, Smeeton RC, Smillie IRA, Black CR, Taylor IB (2007) Overproduction of Abscisic Acid in Tomato Increases Transpiration Efficiency and Root Hydraulic Conductivity and Influences Leaf Expansion. Plant Physiology 143: 1905-1917. Bibliografía 232 Thompson JD, Higgins DG, Gibson TJ (1994) CLUSTAL W: improving the sensitivity of progressive multiple sequence alignment through sequence weighting, position-specific gap penalties and weight matrix choice. Nucleic Acids Research 22: 4673-4680. Thompson NP, Heimsch C (1964) Stem anatomy and aspects of development in tomato. American Journal of Botany: 7-19. Tognoni F (2003) El desarrollo de los sistemas de cultivo en horticultura protegida. En: Fernández M, Lorenzo P ,Cuadrado I (eds). Mejora de la eficiencia en el uso del agua en cultivos protegidos. Dirección General de Investigación y Formación Agraria de la Junta de Andalucía, Cajamar. Almeria. pp 11-24. Tombesi S, Johnson RS, Day KR, DeJong TM (2010) Relationships between xylem vessel characteristics, calculated axial hydraulic conductance and sizecontrolling capacity of peach rootstocks. Annals of Botany 105: 327-331. Törnroth-Horsefield S, Wang Y, Hedfalk K, Johanson U, Karlsson M, Tajkhorshid E, Neutze R, Kjellbom P (2006) Structural mechanism of plant aquaporin gating. Nature 439: 688-694. Tournaire-Roux C, Sutka M, Javot H, Gout E, Gerbeau P, Luu D-T, Bligny R, Maurel C (2003) Cytosolic pH regulates root water transport during anoxic stress through gating of aquaporins. Nature 425: 393-397. Tuberosa R, Salvi S, Sanguineti M, Maccaferri M, Giuliani S, Landi P (2003) Searching for quantitative trait loci controlling root traits in maize: a critical appraisal. En: Abe J (ed). Roots: The Dynamic Interface between Plants and the Earth. Springer Heidelberg, Germany. pp 35-54. Tuberosa R, Sanguineti M, Landi P, Michela Giuliani M, Salvi S, Conti S (2002) Identification of QTLs for root characteristics in maize grown in hydroponics and analysis of their overlap with QTLs for grain yield in the field at two water regimes. Plant Molecular Biology 48: 697-712. Tyerman SD, Bohnert HJ, Maurel C, Steudle E, Smith JAC (1999) Plant aquaporins: their molecular biology, biophysics and significance for plant water relations. Journal of Experimental Botany 50: 1055-1071. Tyerman SD, Niemietz CM, Bramley H (2002) Plant aquaporins: multifunctional water and solute channels with expanding roles. Plant, Cell & Environment 25: 173-194. Tyree MT (2003) Plant hydraulics: The ascent of water. Nature 423: 923-923. Bibliografía 233 Tyree MT, Ewers FW (1991) The hydraulic architecture of trees and other woody plants. New Phytologist 119: 345-360. Tyree MT, Jarvis PG (1982) Water in Tissues and Cells. En: Lange OL, Nobel PS, Osmond CB ,Ziegler H (eds). Physiological Plant Ecology II. Springer. Heidelberg, Germany. pp 35-77. Tyree MT, Sperry JS (1989) Vulnerability of xylem to cavitation and embolism. Annual review of plant biology 40: 19-36. Tyree MT, Velez V, Dalling J (1998) Growth dynamics of root and shoot hydraulic conductance in seedlings of five neotropical tree species: scaling to show possible adaptation to differing light regimes. Oecologia 114: 293-298. Uehlein N, Otto B, Hanson DT, Fischer M, McDowell N, Kaldenhoff R (2008) Function of Nicotiana tabacum Aquaporins as Chloroplast Gas Pores Challenges the Concept of Membrane CO2 Permeability. The Plant Cell 20: 648-657. Uga Y, Okuno K, Yano M (2008) QTLs underlying natural variation in stele and xylem structures of rice root. Breeding Science 58: 7-14. Urdanoz V, Amezketa E, Laborda IC, Ochoa V, Lafarga RA (2008) Mobile and georeferenced electromagnetic sensors and applications for salinity assessment. Spanish Journal of Agricultural Research: 469-478. Urrestarazu M (2011) State of the Art and new Trends of Soilless culture in Spain and in emerging countries. International Symposium on Growing Media, Composting and Substrate Analysis 1013. 305-312. van den Honert T (1948) Water transport in plants as a catenary process. Discussions of the Faraday Society 3: 146-153. Vandeleur RK, Mayo G, Shelden MC, Gilliham M, Kaiser BN, Tyerman SD (2009) The Role of Plasma Membrane Intrinsic Protein Aquaporins in Water Transport through Roots: Diurnal and Drought Stress Responses Reveal Different Strategies between Isohydric and Anisohydric Cultivars of Grapevine. Plant Physiology 149: 445-460. Vandeleur RK, Sullivan W, Athman A, Jordans C, Gilliham M, Kaiser BN, Tyerman SD (2014) Rapid shoot-to-root signalling regulates root hydraulic conductance via aquaporins. Plant, Cell & Environment 37: 520-538. Visser E, Cohen JD, Barendse G, Blom C, Voesenek L (1996) An EthyleneMediated Increase in Sensitivity to Auxin Induces Adventitious Root Formation in Flooded Rumex palustris Sm. Plant Physiology 112: 16871692. Bibliografía 234 Volokita M, Rosilio-Brami T, Rivkin N, Zik M (2011) Combining Comparative Sequence and Genomic Data to Ascertain Phylogenetic Relationships and Explore the Evolution of the Large GDSL-Lipase Family in Land Plants. Molecular Biology and Evolution 28: 551-565. Wachsman G, Sparks EE, Benfey PN (2015) Genes and networks regulating root anatomy and architecture. New Phytologist 208: 26-38. Wallace IS, Roberts DM (2004) Homology Modeling of Representative Subfamilies of Arabidopsis Major Intrinsic Proteins. Classification Based on the Aromatic/Arginine Selectivity Filter. Plant Physiology 135: 1059-1068. Wan X, Zwiazek JJ (1999) Mercuric chloride effects on root water transport in aspen seedlings. Plant Physiology 121: 939-946. Wasson AP, Richards RA, Chatrath R, Misra SC, Prasad SVS, Rebetzke GJ, Kirkegaard JA, Christopher J, Watt M (2012) Traits and selection strategies to improve root systems and water uptake in water-limited wheat crops. Journal of Experimental Botany 63: 3485-3498. Wegner LH (2014) Root pressure and beyond: energetically uphill water transport into xylem vessels? Journal of Experimental Botany 65: 381-393. Werner T, Nehnevajova E, Köllmer I, Novák O, Strnad M, Krämer U, Schmülling T (2010) Root-Specific Reduction of Cytokinin Causes Enhanced Root Growth, Drought Tolerance, and Leaf Mineral Enrichment in Arabidopsis and Tobacco. The Plant Cell 22: 3905-3920. Wuyts N, Dhondt S, Inzé D (2015) Measurement of plant growth in view of an integrative analysis of regulatory networks. Current Opinion in Plant Biology 25: 90-97. Xi B, Wang Y, Jia L, Bloomberg M, Li G, Di N (2013) Characteristics of fine root system and water uptake in a triploid Populus tomentosa plantation in the North China Plain: Implications for irrigation water management. Agricultural Water Management 117: 83-92. Ye Q, Steudle E (2006) Oxidative gating of water channels (aquaporins) in corn roots. Plant, Cell & Environment 29: 459-470. Ye Z-H (2002) Vascular tissue differentiation and pattern formation in plants. Annual Review of Plant Biology 53: 183-202. Zeier J, Goll A, Yokoyama M, Karahara I, Schreiber L (1999) Structure and chemical composition of endodermal and rhizodermal/hypodermal walls of several species. Plant, Cell & Environment 22: 271-279. Bibliografía 235 Zeier J, Schreiber L (1997) Chemical Composition of Hypodermal and Endodermal Cell Walls and Xylem Vessels Isolated from Clivia miniata (Identification of the Biopolymers Lignin and Suberin). Plant Physiology 113: 1223-1231. Zelazny E, Miecielica U, Borst JW, Hemminga MA, Chaumont F (2009) An Nterminal diacidic motif is required for the trafficking of maize aquaporins ZmPIP2;4 and ZmPIP2;5 to the plasma membrane. The Plant Journal 57: 346-355. Zeuthen T (2010) Water-transporting proteins. Journal of Membrane Biology 234: 57-73. Zhan A, Schneider H, Lynch J (2015) Reduced lateral root branching density improves drought tolerance in maize. Plant Physiology 168: 1603-1615. Zhang WH, Tyerman SD (1999) Inhibition of Water Channels by HgCl2 in Intact Wheat Root Cells. Plant Physiology 120: 849-858. Zhang Z, Xu P, Shao H, Liu M, Fu Z, Chu L (2011) Advances and prospects: Biotechnologically improving crop water use efficiency. Critical Reviews in Biotechnology 31: 281-293. Zhu C, Schraut D, Hartung W, Schäffner AR (2005) Differential responses of maize MIP genes to salt stress and ABA. Journal of Experimental Botany 56: 2971-2981. Zimmermann HM, Hartmann K, Schreiber L, Steudle E (2000) Chemical composition of apoplastic transport barriers in relation to radial hydraulic conductivity of corn roots (Zea mays L.). Planta 210: 302-311. Zimmermann HM, Steudle E (1998) Apoplastic transport across young maize roots: effect of the exodermis. Planta 206: 7-19. Zimmermann U, Schneider H, Wegner LH, Haase A (2004) Water ascent in tall trees: does evolution of land plants rely on a highly metastable state? New Phytologist 162: 575-615.