Caracterización físico-químico y sensorial de nabiza y grelo (Brassica rapa L.)

UNIVERSIDAD DE SANTIAGO DE COMPOSTELA Departamento de Química Analítica, Nutrición y Bromatología CARACTERIZACIÓN FÍSICO-QUÍMICO Y SENSORIAL DE NABIZA Y GRELO (Brassica rapa L.) Mª DOLORES ARIAS CARMONA TESIS DOCTORAL 2009 Dr. ALBERTO CEPEDA SAEZ, Director del Departamento de Química Analítica, Nutrición y Bromatología de la Universidad de Santiago de Compostela INFORMA QUE: Mª Dolores Arias Carmona ha realizado en este departamento, bajo la dirección de la Dra. Mª LOURDES VÁZQUEZ ODERÍZ y la Dra. Mª ÁNGELES ROMERO RODRÍGUEZ, el trabajo titulado “Caracterización físico-químico y sensorial de nabiza y grelo (Brassica rapa L.)”, que presenta para optar al grado de Doctora en Farmacia. Y para que así conste, firma la presente en Santiago de Compostela, en Junio de 2009. Fdo. Dr. Alberto Cepeda Saez Dra. Mª LOURDES VÁZQUEZ ODERÍZ y Dra. Mª ÁNGELES ROMERO RODRÍGUEZ, Profesoras Titulares del Departamento de Química Analítica Nutrición y Bromatología de la Universidad de Santiago de Compostela AUTORIZAN: A Mª DOLORES ARIAS CARMONA a la presentación de la memoria titulada “Caracterización físico-químico y sensorial de nabiza y grelo (Brassica rapa L.)”, realizada bajo su dirección en los laboratorios de Tecnología de los Alimentos y de Nutrición y Bromatología del Campus de Lugo, para optar al grado de Doctora en Farmacia. Y para que conste, firmamos la presente en Lugo, en Junio de 2009. Fdo. Dra. Mª Lourdes Fdo. Dra. Mª Ángeles Vázquez Oderíz Romero Rodríguez Fdo. Mª Dolores Arias Carmona AGRADECIMIENTOS Deseo expresar mi agradecimiento a las Directoras de este trabajo, Dra. Mª Lourdes Vázquez Odériz y Dra. Mª Ángeles Romero Rodríguez por su constante asesoramiento y orientación a lo largo de estos años. A Nieves Muñoz, del Departamento de Estadística e Investigación Operativa por la ayuda prestada en el tratamiento estadístico de los datos obtenidos. A la Secretaría Xeral de Investigación e Desenvolvemento de la Xunta de Galicia por financiar el proyecto PGIDT01PXI26204PR. A los productores de Terra Chá, en especial a José Manuel y al Servicio de Extensión Agraria de Santiago, por haberme proporcionado una gran parte de las muestras utilizadas en este estudio. Quisiera, asimismo hacer una mención muy especial a los miembros del panel de cata por su colaboración inestimable y desinteresada. Al Dr. Juan Manuel Mesas Mesas, del Área de Tecnología de los Alimentos por su amabilidad y por su ayuda material en el desarrollo de este trabajo. Al Área de Química Analítica por el análisis de metales, en especial a Julia Barciela García y Rosa Peña Crecente. A los laboratorios de Higiene e Inspección de Alimentos y Producción Animal de la Facultad de Veterinaria de Lugo, por el apoyo material y colaboración durante todo este tiempo. A Lucía y Marién del Área de Apoyo a la Investigación Agrobiológica por su ayuda con el liofilizador y a Verónica Piñeiro del Área de Apoyo a la Investigación Físico-química y de Tecnología de Alimentos por su asesoramiento. A las Dras. Chus Sainz Oesés, Rosa Romero Franco y María Elvira López Mosquera del Departamento de Producción Vegetal por darme la oportunidad de poder colaborar con vosotras en el estudio de la echinacea y del pimiento. A Ruth y a Isabel por vuestra colaboración en el procesado de la echinacea, por vuestra ayuda y amabilidad. Gracias a mis primeras compañeras y amigas de laboratorio, Encarna y Mónica, por toda la ayuda prestada en los primeros pasos de esta tesis, por compartir su tiempo y sus conocimientos conmigo. Así como a los demás compañeros del Departamento Belén, Sonia, Estíbaliz, Silvia, Jeannette, Cristina, Alicia, Luis Eduardo, Marlene, Arantxa y José por el cordial ambiente de trabajo que en todo momento me han brindado. A mi familia, por prestarme ayuda y ánimo a lo largo de todos estos años para que yo pudiera llegar hasta este momento. ÍNDICE Abreviaturas I Índice de figuras II Índice de tablas VI 1. Introducción 1 1.1. Hortalizas 3 1.2. Especies cultivadas del género Brassica 4 1.3. Especie Brassica rapa L. 7 1.3.1. Origen 7 1.3.2. Importancia económica 9 1.3.3. Clasificación científica 11 1.3.4. Descripción botánica 11 1.3.5. Requerimientos de la planta 13 1.3.5.1 Exigencias de clima y suelo 13 1.3.5.2. Condiciones de cultivo 13 1.3.5.3 Almacenamiento 15 1.3.6. Estado actual del cultivo (Brassica rapa L.) 16 1.3.7. Composición química 19 1.3.8. Características organolépticas y parámetros físico-químicos 23 1.3.8.1. Características organolépticas 23 1.3.8.1.1. Color 23 1.3.8.1.2. Olor, sabor y aroma 25 1.3.8.1.3. Textura 28 1.3.8.2. Parámetros físico-químicos 30 1.3.8.2.1. pH 30 1.3.8.2.2. Humedad 30 1.3.8.2.3. Vitamina C 31 1.3.8.2.4. Ácidos orgánicos 35 1.3.8.2.5. Compuestos fenólicos 38 1.3.8.2.6. Elementos minerales 42 1.4. Tratamiento térmico de las hortalizas 46 1.5. Reglamentación “nabizas y grelos de Galicia” 55 1.6. Evaluación sensorial 57 1.6.1. Etapas de desarrollo del análisis sensorial 59 1.6.2. Aspectos metodológicos del análisis sensorial 62 1.6.2.1. El entorno de la medida sensorial 62 1.6.2.2. El director y las muestras 64 1.6.2.3. El grupo de sujetos 67 1.6.2.4. Las pruebas 70 2. Objetivos 75 3. Material y métodos 79 3.1. Muestras 81 3.1.1. Preparación de las muestras 107 3.2. Análisis sensorial 108 3.2.1. Pruebas de perfil 112 3.3. Análisis físico-químico 114 3.3.1. Determinación de pH 114 3.3.2. Determinación de acidez titulable 115 3.3.3. Determinación de la humedad 117 3.3.4. Determinación de los parámetros de color CIE L*a*b* 118 3.3.5. Determinación de la actividad de agua 119 3.3.6. Determinación de vitamina C y ácidos orgánicos 120 3.3.7. Determinación de cenizas 124 3.3.8. Determinación de grasa 125 3.3.9. Determinación de elementos minerales 127 3.3.10. Determinación de fenoles totales 128 4. Resultados y discusión 131 4.1. Validación de métodos físico-químicos 133 4.1.1. Vitamina C y ácidos orgánicos 133 4.1.2. Fenoles totales 145 4.2. Validación de la metodología sensorial 146 4.2.1. Optimización del proceso de cocción 147 4.2.2. Generación de descriptores y desarrollo de la ficha de cata 147 4.2.3. Control de la eficacia del grupo de catadores 162 4.3. Análisis de las condiciones de cultivo en las dos zonas de producción (Lugo y Santiago) 164 4.4. Caracterización físico-química y sensorial de nabiza y grelo fresco y cocinado 166 4.4.1. Estudio de correlación entre las variables de color CIEL*a*b* 166 4.4.2. Caracterización físico-química de nabizas y grelos frescos y cocinados 191 4.4.3. Caracterización sensorial de nabiza y grelo cocinado 237 4.5. Influencia de la zona de producción y del estado de la planta sobre las características físico-químicas en fresco y cocinado 251 4.6. Influencia de la zona de producción y del estado de la planta sobre las características sensoriales 299 4.7. Influencia del tratamiento térmico sobre las características físico-químicas de nabiza y grelo 310 4.8. Análisis multivariante de las determinaciones físico-químicas 340 5. Conclusiones 347 6. Bibliografía 353 ABREVIATURAS AA ácido ascórbico ác. ácido ANOVA análisis de la varianza AOAC Association of Official Analytical Chemists a w actividad de agua C* cromaticidad CDF coeficientes estandarizados de las funciones discriminantes canónicas CIE Commission Internationale de L´Eclairage Cód. código Col. Colaboradores CV coeficiente de variación DHAA ácido dehidroascórbico DS desviación estándar ENNA Estudio Nacional de Nutrición y Alimentación Hº tono ha hectárea HPLC High Performance Liquid Chromatography L* luminosidad LC límite de cuantificación LD límite de detección m metro min minuto Nº número PDA photo diode array detector Kg Kilogramo r coeficiente de correlación r 2 coeficiente de regresión Sig. significación t tonelada UNE una norma española UV ultravioleta VIS visible I Tabla 42. Matriz de componentes rotados 152 Tabla 43. Valores de F obtenidos al aplicar ANOVA de 3 factores (catador, producto, repetición) con interacción sobre los datos sensoriales 163 Tabla 44. Resultados de las variables de color CIE L*a*b* (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 1 (Lugo) 167 Tabla 45. Resultados de las variables de color CIE L*a*b* (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 2 (Lugo) ) 168 Tabla 46. Resultados de las variables de color CIE L*a*b* (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 3 (Lugo) 169 Tabla 47. Resultados de las variables de color CIE L*a*b* (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 4 (Lugo) 170 Tabla 48. Resultados de las variables de color CIE L*a*b* (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 5 (Lugo) 171 Tabla 49. Resultados de las variables de color CIE L*a*b* (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 6 (Lugo) 172 Tabla 50. Resultados de las variables de color CIE L*a*b* (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 7 (Lugo) 173 Tabla 51. Resultados de las variables de color CIE L*a*b* (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 8 (Lugo) 174 Tabla 52. Resultados de las variables de color CIE L*a*b* (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 9 (Lugo) 175 Tabla 53. Resultados de las variables de color CIE L*a*b* (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 10 (Lugo) 176 Tabla 54. Resultados de las variables de color CIE L*a*b* (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 11 (Lugo) ) 177 Tabla 55. Resultados de las variables de color CIE L*a*b* (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 12 (Lugo) 178 Tabla 56. Resultados de las variables de color CIE L*a*b* (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 13 (Lugo) 179 Tabla 57. Resultados de las variables de color CIE L*a*b* (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 1 (Santiago) 180 Tabla 58. Resultados de las variables de color CIE L*a*b* (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 2 (Santiago) 181 Tabla 59. Resultados de las variables de color CIE L*a*b* (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 3 (Santiago) 182 Tabla 60. Resultados de las variables de color CIE L*a*b* (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 4 (Santiago) 183 Tabla 61. Resultados de las variables de color CIE L*a*b* (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 5 (Santiago) 184 Tabla 62. Resultados de las variables de color CIE L*a*b* (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 6 (Santiago) 185 VIII Tabla 63. Resultados de las variables de color CIE L*a*b* (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 7 (Santiago) 186 Tabla 64. Resultados de las variables de color CIE L*a*b* (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 8 (Santiago) 187 Tabla 65. Resultados de las variables de color CIE L*a*b* (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 9 (Santiago) 188 Tabla 66. Resultados del estudio de correlación para las variables de color CIE L*a*b* en las muestras de nabizas y grelos frescos 189 Tabla 67. Resultados del estudio de correlación para las variables de color CIE L*a*b* en las muestras de nabizas y grelos cocinadas 190 Tabla 68. Resultados de las variables físico-químicas (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 1 (Lugo) 192 Tabla 69. Resultados de las variables físico-químicas (media ± desviación estándar) del productor 2 (Lugo) 193 Tabla 70. Resultados de las variables físico-químicas (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 3 (Lugo) 194 Tabla 71. Resultados de las variables físico-químicas (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 4 (Lugo) 195 Tabla 72. Resultados de las variables físico-químicas (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 5 (Lugo) 196 Tabla 73. Resultados de las variables físico-químicas (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 6 (Lugo) 197 Tabla 74. Resultados de las variables físico-químicas (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 7 (Lugo) 198 Tabla 75. Resultados de las variables físico-químicas (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 8 (Lugo) 199 Tabla 76. Resultados de las variables físico-químicas (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 9 (Lugo) 200 Tabla 77. Resultados de las variables físico-químicas (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 10 (Lugo) 201 Tabla 78. Resultados de las variables físico-químicas (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 11 (Lugo) 202 Tabla 79. Resultados de las variables físico-químicas (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 12 (Lugo) 203 Tabla 80. Resultados de las variables físico-químicas (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 13 (Lugo) 204 Tabla 81. Resultados de las variables físico-químicas (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 1 (Santiago) 205 Tabla 82. Resultados de las variables físico-químicas (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 2 (Santiago) 206 Tabla 83. Resultados de las variables físico-químicas (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 3 (Santiago) 207 IX Tabla 84. Resultados de las variables físico-químicas (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 4 (Santiago) 208 Tabla 85. Resultados de las variables físico-químicas (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 5 (Santiago) 209 Tabla 86. Resultados de las variables físico-químicas (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 6 (Santiago) 210 Tabla 87. Resultados de las variables físico-químicas (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 7 (Santiago) 211 Tabla 88. Resultados de las variables físico-químicas (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 8 (Santiago) 212 Tabla 89. Resultados de las variables físico-químicas (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 9 (Santiago) 213 Tabla 90. Resultados del contenido mineral (media) de nabiza y grelo del productor 1 (Lugo) 214 Tabla 91. Resultados del contenido mineral (media) de nabiza y grelo del productor 2 (Lugo) 215 Tabla 92. Resultados del contenido mineral (media) de nabiza y grelo del productor 3 (Lugo) 216 Tabla 93. Resultados del contenido mineral (media) de nabiza y grelo del productor 4 (Lugo) 217 Tabla 94. Resultados del contenido mineral (media) de nabiza y grelo del productor 5 (Lugo) 218 Tabla 95. Resultados del contenido mineral (media) de nabiza y grelo del productor 6 (Lugo) 219 Tabla 96. Resultados del contenido mineral (media) de nabiza y grelo del productor 7 (Lugo) 220 Tabla 97. Resultados del contenido mineral (media) de nabiza y grelo del productor 8 (Lugo) 221 Tabla 98. Resultados del contenido mineral (media) de nabiza y grelo del productor 9 (Lugo) 222 Tabla 99. Resultados del contenido mineral (media) de nabiza y grelo del productor 10 (Lugo) 223 Tabla 100. Resultados del contenido mineral (media) de nabiza y grelo del productor 11 (Lugo) 224 Tabla 101. Resultados del contenido mineral (media) de nabiza y grelo del productor 12 (Lugo) 225 Tabla 102. Resultados del contenido mineral (media) de nabiza y grelo del productor 13 (Lugo) 226 Tabla 103. Resultados del contenido mineral (media) de nabiza y grelo del productor 1 (Santiago) 227 Tabla 104. Resultados del contenido mineral (media) de nabiza y grelo del productor 2 (Santiago) 228 X Tabla 105. Resultados del contenido mineral (media) de nabiza y grelo del productor 3 (Santiago) 229 Tabla 106. Resultados del contenido mineral (media) de nabiza y grelo del productor 4 (Santiago) 230 Tabla 107. Resultados del contenido mineral (media) de nabiza y grelo del productor 5 (Santiago) 231 Tabla 108. Resultados del contenido mineral (media) de nabiza y grelo del productor 6 (Santiago) 232 Tabla 109. Resultados del contenido mineral (media) de nabiza y grelo del productor 7 (Santiago) 233 Tabla 110. Resultados del contenido mineral (media) de nabiza y grelo del productor 8 (Santiago) 234 Tabla 111. Resultados del contenido mineral (media) de nabiza y grelo del productor 9 (Santiago) 235 Tabla 112. ANOVA de dos factores, zona de producción (Z) y estado de la planta (E) con interacción, realizado con los datos físico-químicos obtenidos en las muestras frescas y cocinadas 236 Tabla 113. ANOVA de dos factores, zona de producción (Z) y estado de la planta (E) con interacción, realizado con los datos obtenidos de elementos minerales para las muestras frescas y cocinadas 237 Tabla 114. Resultados de los descriptores sensoriales (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 1 (Lugo) 238 Tabla 115. Resultados de los descriptores sensoriales (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del Productor 2 (Lugo) 239 Tabla 116. Resultados de los descriptores sensoriales (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 3 (Lugo) 239 Tabla 117. Resultados de los descriptores sensoriales (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 4 (Lugo) 240 Tabla 118. Resultados de los descriptores sensoriales (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 5 (Lugo) 240 Tabla 119. Resultados de los descriptores sensoriales (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 6 (Lugo) 241 Tabla 120. Resultados de los descriptores sensoriales (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 7 (Lugo) 241 Tabla 121. Resultados de los descriptores sensoriales (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 8 (Lugo) 242 Tabla 122. Resultados de los descriptores sensoriales (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 9 (Lugo) 242 Tabla 123. Resultados de los descriptores sensoriales (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 10 (Lugo) 243 Tabla 124. Resultados de los descriptores sensoriales (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 11 (Lugo) 243 XI Tabla 125. Resultados de los descriptores sensoriales (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 12 (Lugo) 244 Tabla 126. Resultados de los descriptores sensoriales (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 13 (Lugo) 244 Tabla 127. Resultados de los descriptores sensoriales (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 1 (Santiago) 245 Tabla 128. Resultados de los descriptores sensoriales (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 2 (Santiago) 245 Tabla 129. Resultados de los descriptores sensoriales (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 3 (Santiago) 246 Tabla 130. Resultados de los descriptores sensoriales (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 4 (Santiago) 246 Tabla 131. Resultados de los descriptores sensoriales (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 5 (Santiago) 247 Tabla 132. Resultados de los descriptores sensoriales (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 6 (Santiago) 247 Tabla 133. Resultados de los descriptores sensoriales (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 7 (Santiago) 248 Tabla 134. Resultados de los descriptores sensoriales (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 8 (Santiago) 248 Tabla 135. Resultados de los descriptores sensoriales (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 9 (Santiago) 249 Tabla 136. ANOVA de dos factores, zona de producción (Z) y estado de la planta (E) con interacción, realizado con los datos sensoriales obtenidos en las muestras cocinadas 250 Tabla 137. Resultados test t-Student (parámetros físico-químicos) para muestras independientes en función de la zona de producción para el producto fresco y cocinado 252 Tabla 138. Resultados test t-Student (elementos minerales) para muestras independientes en función de la zona de producción para el producto fresco y cocinado 253 Tabla 139. Resultados test t-Student (parámetros físico-químicos) para muestras independientes en función del estado de la planta para el producto fresco y cocinado 254 Tabla 140. Resultados test t-Student (elementos minerales) para muestras independientes en función del estado de la planta para el producto fresco y cocinado 255 Tabla 141. Matriz de componentes rotados de los descriptores de color CIE L*a*b* 266 Tabla 142. ANOVA de dos factores, zona de producción (Z) y estado de la planta (E) con interacción, realizado con las variables de color CIE L*a*b* 269 XII Tabla 143. Resultados del test t-Student para muestras independientes en función de la zona de producción de la planta 300 Tabla 144. Resultados del test t-Student para muestras independientes en función del estado de la planta 305 Tabla 145. Resultados del test t-Student para muestras relacionadas: nabiza de Lugo y Santiago, en función del tratamiento térmico 311 Tabla 146. Resultados del test t-Student para muestras relacionadas: grelo de Lugo y Santiago, en función del tratamiento térmico 312 Tabla 147. Autovalores, porcentaje de varianza, correlación canónica, Lambda de Wilks y significación para las 3 funciones discriminantes 342 Tabla 148. Coeficientes estandarizados de las funciones discriminantes canónicas CDF 1 y CDF 2 y coeficiente de correlación (r) entre las funciones canónicas y las variables en las muestras frescas 343 Tabla 149. Funciones en los centroides de los grupos 344 Tabla 150. Resultados de clasificación mediante validación cruzada 346 XIII Introducción - 3 - 1.1. HORTALIZAS Según el Código Alimentario Español (2006), con la denominación genérica de «Hortaliza» se designa a “cualquier planta herbácea hortícola en sazón que se puede utilizar como alimento, ya sea en crudo o cocinada”. La denominación de «Verdura» distingue a un grupo de hortalizas en las que la parte comestible está constituida por sus órganos verdes (hojas, tallos o inflorescencias). Figura 1. Productos hortícolas de la familia Brassicaceae Según el Código Alimentario Español (2006), se clasifican las hortalizas en tres categorías: a) Por la parte de la planta a la que pertenecen: 1-Frutos: berenjena, guindilla, maíz dulce, pimiento dulce, pimiento picante. 2-Bulbos: ajo, cebolla, puerro, cebolleta francesa. 3-Coles: berza, bróculi, bróculi americana, col de Bruselas, coliflor, col de Milán, lombarda, repollo, «bordes» (híbridos de coliflor y de bróculi). Introducción - 4 - 4-Hojas y tallos tiernos: acedera, acelga, achicoria, berro, borraja, cardo, endivia, escarola, espinaca, grelo, lechuga, mastuerzo. 5-Inflorescencia: alcachofa. 6-Legumbres verdes: guisante, haba, judía, tirabeque. 7-Pepónides: calabacín, calabaza, calabaza de cidra o confitera, pepino. 8-Raíces: achicoria, apio, colinabo, colirrábano, chirivia, escorzonera, nabo, nabo gallego o redondo, rabanito, rábano, remolacha de mesa, salsifi, zanahoria. 9-Tallos jóvenes: apio, espárrago de huerta y triguero. b) Por la forma de presentación al consumidor: Hortaliza fresca, desecada, deshidratada y congelada. c) Por su calidad comercial: Las que determine la reglamentación correspondiente. 1.1. ESPECIES CULTIVADAS DEL GÉNERO Brassica El género Brassica pertenece a la familia Cruciferae que incluye más de 350 géneros y 3500 especies silvestres y cultivadas, distribuidas por todo el mundo debido a su capacidad de adaptación a un amplio rango de condiciones climáticas (Heimler y col., 2005). La importancia económica se centra de manera casi exclusiva en seis especies, tres de ellas diploides, Brassica oleracea L., Brassica rapa L., y Brassica nigra L., y tres anfidiploides derivadas de las primeras, Brassica juncea L., Brassica carinata L., y Brassica napus L. (Tabla 1) (Vilar, 2006). Introducción - 5 - Tabla 1. Especies y variedades del género Brassica de importancia económica ESPECIE VARIEDAD NOMBRE COMÚN acephala Berza costata Asa de cántaro capitata capita alba Repollo de hojas lisas capitata capitata rubra Lombarda capitata sabauda Repollo de hojas rizadas (col de Milán) gongylodes Colirrábano botrytis botrytis Coliflor botrytis italica Bróculi Brassica oleracea gemmifera Col de Bruselas oleífera Nabina rapifera o rapa Nabo, nabiza, grelo Brassica rapa pekinensis Repollo chino chinensis Col china Brassica nigra Mostaza negra Brassica juncea Mostaza india Brassica carinata Mostaza etíope oleífera Colza rapifera o napobrassica Colinabo o rautabaga Brassica napus pabularia Nabicol Las relaciones filogenéticas entre estas especies fueron descubiertas por U en 1935, a través de una figura conocida como triangulo de U (Figura 2), en cuyos vértices se disponen las tres especies cuyos genomas se denominan básicos, y los anfidiploides, producto de la hibridación de las especies con genomas básicos, en los laterales (Baladrón, 1991). Trabajos posteriores ampliaron estas relaciones al resto de las especies del género y a géneros afines basándose en caracteres morfológicos, citogenéticos, mediante recuento cromosómico o a través del estudio del apareamiento cromosómico durante la meiosis en híbridos interespecíficos e intergenéricos. De estos trabajos surgieron agrupaciones y filogenias muy distintas, reflejo de la dificultad clasificatoria del grupo como consecuencia de Introducción - 12 - exteriores de la corteza (http://www.puc.cl/sw_educ/hort0498/html, 02/01/08). El tallo es robusto y con una altura que puede sobrepasar 1.5 m (Díaz, 1974). Las hojas son de color verde claro, las inferiores pecioladas y profundamente lobuladas; las superiores lanceoladas y con borde dentado (Díaz, 1974). Las flores están dispuestas en inflorescencias racimosas, son pequeñas, amarillas, tienen un cáliz de cuatro sépalos, cuatro pétalos opuestos dos a dos (característica de la familia) y seis estambres (Tamaro, 1968; Díaz, 1974), de los cuales 2 son más cortos (Bonnier y de Layens, 1993). Figura 5. Flor de Brassica rapa L. Los frutos, de forma alargada, están formados por una especie de vaina casi cilíndrica de 5 a 10 cm de longitud, con pico de 1 a 2 cm, pedicelo de 1 a 3 cm y hasta 20 semillas por lóbulo. Las semillas presentan forma globosa, tienen de 2.0 a 2.5 mm de diámetro, ligeramente angulosas y reticuladas o recubiertas de alvéolos, de un color que varía del castaño-rojizo al negruzco (Gispor, 1990), siendo su capacidad germinativa media de cuatro años (Maroto, 1995; Marín, 2004). Introducción - 13 - 1.3.5. Requerimientos de la planta 1.3.5.1 Exigencias de clima y suelo Es una hortaliza de clima fresco, pero no soporta heladas repetidas (Gisport, 1990). Las temperaturas elevadas provocan una floración precoz a costa del desarrollo y calidad de la raíz (Mainardi, 1995). El mismo efecto pueden producirlo las bajas temperaturas por lo que necesita un emplazamiento abrigado durante el invierno en zonas muy frías (Maroto, 1995; Noguera, 1996). Los mejores resultados se obtienen en las regiones templado-frías y en lugares no demasiado soleados. El suelo requiere una textura media y buen drenaje (Yuste, 1997). Deben ser suelos ricos en materia orgánica, frescos, no encharcados, sueltos y fértiles (Cordeiro y col., 1998), siendo la llanura la situación más conveniente (Tamaro, 1968). El pH aconsejado para el suelo oscila entre 6.0 y 6.9 (Yuste, 1997). 1.3.5.2. Condiciones de cultivo Para la siembra de Brassica rapa L. se requieren suelos bien mullidos por lo que interesa efectuar un laboreo adecuado. En primer lugar, se hace una labor profunda, seguida de un pase con rotovador para desmenuzar bien el terreno. A continuación, se procede a surcar el terreno, de forma que se abren surcos a una distancia entre sí de 0.35-0.4 m y poco profundos, de 2 a 3 cm (Figura 6); también se pueden distribuir a voleo y enterrar las semillas mediante pase de rastrillo (Parrilla, 1991; Maroto, 1995; Noguera, 1996; Cordeiro y col., 1998). Introducción - 14 - Figura 6. Cultivo de Brassica rapa L. La siembra se realiza a finales de agosto o principios de septiembre, después de caer las primeras lluvias o los primeros rocíos fuertes (Díaz, 1974; Rodríguez, 1997; Cordeiro y col., 1998). No son necesarios cuidados excesivos para el cultivo, tan sólo escardas eventuales para mantener el suelo limpio de malas hierbas (Mainardi, 1985; Hessayon, 1988; Maroto, 1995; Noguera, 1996), riegos en la primera fase del ciclo y, posteriormente, sólo en casos de necesidad (Mainardi, 1985; Hessayon, 1988). Una vez emergidas las plantas, se procede a realizar un aclareo, dejándolas a una distancia sobre los surcos comprendida entre 0.10 y 0.25 m en función del desarrollo del cultivar utilizado (Maroto, 1995). El ciclo de cultivo varía entre 40 y 100 días (Maroto, 1995), de 40 a 60 días para variedades tempranas y de 70 a 100 días para variedades tardías (Yuste, 1997). Las nabizas se recogen en otoño, transcurrido entre un mes y medio y dos meses desde la siembra. Las hojas exteriores se utilizan para la alimentación animal, mientras que las más tiernas se emplean para la alimentación humana (Cordeiro y col., 1998). Introducción - 15 - Los grelos se recogen manualmente (Figura 7), los meses de enero, febrero y marzo, aunque el nabo plantado en agosto (nabo tardío o “mouro”) produce grelos hasta abril (Parrilla, 1991). Figura 7. Recolección de grelos Figura 8. Comercialización de grelos 1.3.5.3 Almacenamiento El almacenamiento debe asegurar el mantenimiento de la calidad del producto hasta el momento de su empleo. En el caso de las hortalizas que son generalmente ácidas, las bacterias no constituyen gran problema, pero los mohos lo son, especialmente en las zonas tisulares dañadas (Coenders, 1996). Los principales requisitos para el almacenamiento de las hortalizas consisten en el control de la temperatura y de la humedad relativa (Arthey y Dennis, 1991). Durante el almacenamiento ocurre una degradación causada principalmente por desecación de las células de la planta. La pérdida de líquidos celulares concentra los enzimas que empiezan a romper las paredes celulares y se inicia la alteración o podredumbre. Las frutas y hortalizas, se almacenan a 0 ºC, temperatura a la que su líquido tisular no tiene oportunidad de congelarse gracias a los azúcares y sales disueltos. Introducción - 16 - La refrigeración es un método suave de conservación de alimentos y ejerce pocos efectos adversos sobre el sabor, textura y valor nutritivo, salvo cierta pérdida de vitamina C. No obstante, al tratarse de productos perecederos, el período de almacenamiento es muy breve, por lo que una vez recolectada la hortaliza debe ponerse lo antes posible en el mercado para su venta y consumo (Figura 8). En general, las hortalizas frescas en los frigoríficos caseros, con una temperatura interna de 5-6 ºC y sin control de humedad, se mantienen durante 4-6 días (Coenders, 1996). 1.3.6. Estado actual del cultivo (Brassica rapa L.) En España el cultivo de Brassica rapa L. es un sector de importancia, así en los últimos 10 años existe una tendencia al aumento del rendimiento por unidad de superficie y una tendencia a una gran subida de la superficie destinada a este cultivo (Ordás, 2001). En España, el principal productor y consumidor de Brassica rapa L. es Galicia, donde este cultivo ocupa el 6º lugar en importancia, con una doble finalidad: alimentación animal y humana (Díaz, 1974). En Galicia se recogen cada año alrededor de 100000 t de grelos. En todo el territorio gallego se calcula que hay sembradas más de 6500 ha de esta hortaliza, solamente entre las destinadas a consumo humano, por lo que la superficie total es superior a esta cifra al haber otras plantaciones en las que se utiliza como complemento en la alimentación del ganado (http://www.galiciae.com/nova/24656.html, 23/03/2009). La importancia de este cultivo en Galicia ha llevado a la Real Academia de la Lengua Gallega a la inclusión del término “greleiro” como “persona o entidad que se dedica al cultivo de los grelos o que negocia con Introducción - 17 - ellos”. También se emplea como adjetivo “relativo al grelo” (http://www.galiciae.com/nova/5873.html?lang=es, 25/02/2009). La palabra “greleiro” aparece en la campaña de publicidad de la televisión gallega: “vivamos como gallegos”, en la que se exaltan las costumbres y la idiosincrasia de los gallegos para dar valor a una parte importante de los agricultores que se dedican al cultivo de un producto tan típico de la gastronomía y de la cultura gallega como es el grelo (http://www.galiciae.com/nova/5873.html?lang=es, 25/02/2009). Por comarcas, en la Tabla 2, se puede observar como Santiago es la que mayor superficie de cultivo dedica a su plantación, seguida por Terra Chá (Lugo) (Consellería do Medio Rural, 2009). Tabla 2. Superficie (ha) dedicada al cultivo de nabizas y grelos en Galicia. Datos 2002 COMARCAS SUPERFICIE (ha) Santiago (A Coruña) 1444 Terra Cha (Lugo) 1014 Ordes (A Coruña) 844 Lugo 711 A Limia (Ourense) 599 Allariz-Maceda (Ourense) 358 Arzúa (A Coruña) 352 Betanzos (A Coruña) 211 Terra de Melide (A Coruña) 166 Eume (A Coruña) 40 En la Tabla 3 se puede observar el consumo de alimentos de la Comunidad Autónoma de Galicia según los datos publicados del ENNA (Estudio Nacional de Nutrición y Alimentación) correspondientes a 1991. Galicia destaca en las estadísticas de alimentación, por el consumo de grelos ya que mientras que el consumo medio en España es de 1.04 Introducción - 18 - g/persona/día, esta cifra se dispara en Galicia hasta alcanzar los 6.72 g/persona/día (Llamazares, 2000; http://www.nutriserver.com/Divulgacion. Consumo_de_alimentos_ENNA_91/Galicia/Galicia.html, 07/01/2009; http://www.nutriserver.com/Divulgacion/Consumo_de_alimentos_ENNA_ 91/Madrid/Madrid2.html, 07/01/2009). Tabla 3. Consumo de verduras y hortalizas en g/persona/día (http://www.nutriserver.com/Divulgacion/Consumo_de_alimentos_ENNA_91/Madrid/ Madrid2.html, 07/01/2009). VERDURAS Y HORTALIZAS CONSUMO NACIONAL GALICIA Acelgas 5.65 1.92 Ajos 2.54 1.95 Alcachofas 4.09 0.22 Apios 0.32 0.04 Berenjenas 1.55 0.12 Calabazas y Calabacines 1.85 0.29 Cardos 1.04 6.72 Cebollas, Cebolletas y Puerros 16.80 16.50 Coles y Repollos 7.35 24.60 Coliflores 4.25 3.37 Champiñones y Setas 1.36 0.58 Espárragos 1.48 0.42 Espinacas 1.69 0.63 Grelos y nabizas 1.04 6.72 Guisantes Verdes 1.78 0.44 Habas 1.13 1.39 Judías Verdes 13.30 11.40 Lechugas y Escarolas 23.50 22.30 Nabos 0.16 0.02 Patatas 145.00 301.00 Pepinos 4.64 0.57 Pimientos 10.90 11.50 Rábanos 0.16 0.02 Remolachas 1.08 0.36 Tomates 40.30 24.50 Zanahorias 10.10 9.70 Introducción - 19 - 1.3.7. Composición química El contenido de nutrientes en los vegetales puede variar dentro de unos rangos muy amplios, dependiendo de diversos factores tales como variedad, grado de madurez, tipo de suelo, uso de fertilizantes, intensidad y duración de la luz solar, temperatura y/o pluviosidad. En efecto, la concentración de los nutrientes depende, en gran parte, del contenido en minerales del suelo en el que se ha cultivado o producido el alimento. Esto hace que la composición de una misma variedad cultivada en distintas regiones sea diferente en su valor nutritivo (Macias de Costa y col., 2003). La familia Brassicaceae tiene un valor calórico bajo (24-34 kcal/100 g), la materia seca es del 10-20%, el contenido en carbohidratos del 3-20%, el de proteínas del 1.44-2.82%, el de grasas del 0.12-0.37% y el de fibra del 2.5%. Son vegetales ricos en K, Ca, Mg y P, vitaminas C, E, K y carotenoides (β-caroteno, luteína y zeaxantina) (Belitz y Grosch, 2004; Heimler y col., 2005). El principal valor nutricional de verduras y frutas radica en su contribución a la ingesta diaria de vitamina C, β-caroteno, ácido fólico, hierro y otros minerales, fibra dietética y su aporte en antioxidantes naturales (Vázquez y López-Nomdedeu, 1998; Bayoumi y col., 2007; Jagdish y col., 2007; Molay y col., 2007; Podsedek, 2007; Oliveira y col., 2008 b ; Faller y Fialho, 2009). Las nabizas y los grelos son hortalizas con alto contenido en agua por lo que su valor calórico es muy bajo (Tabla 4), además debido a su aporte en fibra constituyen una alternativa muy apropiada para formar parte de platos sanos y ligeros. También son importantes en la dieta por el aporte de compuestos con capacidad antioxidante como la vitamina A, C, E, K, Introducción - 20 - flavonoides, ácidos hidroxicinámicos, minerales esenciales y glucosinolatos (http://www.natureduca.com/blog/?p=283/htlm, 25/02/2009). Tabla 4. Composición nutricional de nabizas y grelos (en 100 g de materia fresca) según distintos autores COMPONENTE (1) (2) (3) Agua (g) 92.00 N N Energía (Kcal)* 11.18 11.00 11.00 Proteínas (g) 2.70 2.70 2.70 Grasa (g) 0.00 N N Hidratos de carbono (g) 0.10 0.10 0.10 Fibra (g) 3.90 N 3.90 Colesterol (mg) 0.00 N N Calcio (mg) 98.00 98.00 98.00 Hierro (mg) 3.10 3.10 3.10 Yodo (µg) 0.05 2.00 N Magnesio (mg) 10.00 10.00 N Zinc (mg) 0.40 0.40 N Sodio (mg) 10.00 N 10.00 Potasio (mg) 80.00 N 80.00 Fósforo (mg) 35.00 N N Piridoxina (B 6 ) (mg) 0.16 40.00 N Vitamina E (mg) 1.00 0.06 N Tiamina (B 1 ) (mg) 0.06 0.06 N Riboflavina (B 2 ) 0.20 0.20 N Equiv. de niacina (mg) 1.10 N N Ácido fólico (µg) 110.00 N N Ácido ascórbico (mg) 40.00 40.00 N Vitamina A (µg) 1000.00 2500.00 1000 Vitamina D (µg) 0.00 N N Vitamina E (mg) 2.00 2.50 N N (No disponible), *1 Kcal=4.18kJ (1) Mataix y col. (2003) (2) Vázquez y López-Nomdedeu (1998) (3).http://www.dietas.net/tablas-y-calculadoras/tabla-de-composicion-nutricional-de-los- alimentos/verduras-y-hortalizas/htlm (07/01/2009) Introducción - 21 - Numerosos estudios epidemiológicos indican que estos micronutrientes, están entre los componentes de la dieta a los que se les atribuye un efecto beneficioso en la prevención de enfermedades cardiovasculares, circulatorias y neurológicas, así como actividad antinflamatoria, antialérgica, antimicrobiana y antineoplásica (Vinson y col., 1998; Goffman y Moollers, 2000; Young y col., 2002; Llorach y col., 2003; Shivashankara y col., 2004; Kuskoski y col., 2005; Balasundram y col., 2006; Bunea y col., 2008; Llorach y col., 2008; Oliveira y col., 2008 a ; Volden y col., 2009). La efectividad de estos antioxidantes naturales en prevenir las enfermedades oncológicas, radica en la capacidad de neutralizar los radicales libres generados durante la demanda oxidativa de diferentes moléculas tales como lípidos, proteínas y ácidos nucleicos que se ven involucradas en las fases iniciales de ciertas enfermedades degenerativas (Kaur y Kapoor 2001; Kourilich y col., 2002; García y col., 2004; Podsedek, 2007; Machado y col., 2008; Oliveira y col., 2008 b ; Faller y Fialho, 2009). Otros componentes importantes en el valor nutricional de las brásicas son los glucosinolatos (Cartea y col., 2007; Ferreres y col. 2008; Oliveira y col., 2008 b ; Volden y col., 2009). Los glucosinolatos son β-tio-glucopiranósidos aniónicos, químicamente estables, que se localizan en el líquido intersticial celular de las semillas, raíces y partes verdes de las plantas. Se biosintetizan a partir de aminoácidos y según del aminoácido del que deriven se clasifican en alifáticos (metionina), indólicos (triptófano) y aromáticos (fenilalanina). Los productos de degradación de los mismos, en concreto tiocianatos, isotiocianatos, oxazolidinas y nitrilos, son los responsables de efectos tanto perjudiciales como beneficiosos para la salud (Vilar y col., 2007). Se ha relacionado el Introducción - 28 - repercute en el pH, que oscila, aproximadamente, entre 5.5 y 7.0 (Primo, 1997). El metabolismo de los ácidos orgánicos a partir de acetil-Co-A en el ciclo de Krebs también se relaciona con la síntesis de compuestos fenólicos, lípidos y de las sustancias volátiles responsables del aroma (Fennema, 2000). La concentración de los compuestos volátiles en los vegetales varía con el estado de desarrollo, la localización en la parte comestible y la intensidad del procesado que han sufrido (Fennema, 2000; Shu-Yao y col., 2009). Los compuestos fenólicos son metabolitos secundarios en las plantas, los cuales están relacionados con el sabor y el color de las frutas y vegetales (Granado y col., 1996; Lopaczynski y Zeisel, 2001; Hunter y Fletcher, 2002; Andlauer y col., 2003; Cheung y col., 2003; Manach y col., 2004; Nilsson y col., 2004). 1.3.8.1.3. Textura Según la Norma UNE 87001-94 (1994) la textura es el “conjunto de propiedades mecánicas, geométricas y de superficie de un producto perceptibles por los mecano-receptores, los receptores táctiles y, en ciertos casos, los visuales y los auditivos”. Las propiedades o características de textura se clasifican en tres categorías: -Las propiedades mecánicas que son aquellas relacionadas con la reacción del producto a una fuerza. Hay cinco características elementales: dureza, cohesión, viscosidad, elasticidad y adherencia. -Las propiedades geométricas que son aquellas relacionadas con el tamaño, forma y distribución de las partículas en el producto. Introducción - 29 - -Las propiedades de superficie que son aquellas relacionadas con las sensaciones producidas por el contenido de agua o de grasa del producto. En la cavidad bucal también se relacionan con el modo en que los constituyentes se liberan (UNE 87001-94, 1994). Anzaldúa-Morales (1994) la define como “la propiedad sensorial de los alimentos que es detectada por los sentidos del tacto, la vista y el oído, y que se manifiesta cuando el alimento sufre una deformación”. La textura se puede evaluar con métodos instrumentales y sensorialmente. Los métodos instrumentales están basados en el estudio del comportamiento mecánico de los alimentos al someterlos a una fuerza, ya sea de compresión, corte, punción o extrusión y posterior observación de la deformación producida por el esfuerzo correspondiente. La medición instrumental de la textura es propuesta como una alternativa a la evaluación sensorial (Bourne y col., 1975). Sin embargo, la evaluación sensorial sigue siendo la mejor forma de apreciar la textura siendo necesario que las medidas obtenidas por métodos instrumentales puedan correlacionarse con las respuestas de los jueces de análisis sensorial para que una técnica instrumental sea válida y fiable (Anzaldúa-Morales, 1994). Autores como Stojceska y col. (2008) y Rico y col. (2008) han empleado métodos instrumentales y la evaluación sensorial en el estudio de la textura de lechugas y coliflores procesadas. Chun-Hsien y Chi-Yue (2004) estudiaron los cambios en las características de textura y en las propiedades antioxidantes del bróculi al someterlo a distintos tratamientos de cocción. Introducción - 30 - 1.3.8.2. Parámetros físico-químicos 1.3.8.2.1. pH El pH de las hortalizas, con algunas excepciones, es ligeramente ácido. Esto se debe a que estos productos contienen una escasa proporción de ácidos libres, encontrándose en su mayoría en forma de sales, lo que los diferencia de las frutas las cuales suelen presentar un valor de pH más ácido (Belitz y Grosch, 2004). Desde el punto de vista tecnológico, el pH es importante en relación con la esterilización de las conservas: cuanto menor es el pH más eficaz es el tratamiento térmico y menor el problema de botulismo. En el caso de las hortalizas al ser menos ácidas que las frutas son de más difícil conservación (Primo, 1997). 1.3.8.2.2. Humedad La mayor parte de la hortalizas contienen más de un 80% de agua, en algunas como los pepinos y la lechuga esta cifra se eleva hasta valores próximos al 95%; en otras, como los tubérculos amiláceos, el contenido en agua es menor pero incluso en ellos se eleva con frecuencia por encima del 50% (Wills y col., 1984 a ). El contenido en agua de las hortalizas puede variar considerablemente, incluso dentro de una misma especie y a lo largo del día, si existen variaciones diurnas de temperatura; esto se debe tener en cuenta a la hora de proceder a la recolección del vegetal (Wills y col., 1984 a ). El agua en las hortalizas, al igual que en otros alimentos, se presenta en distintos estados: Introducción - 31 - -Agua libre, representa la mayor parte del agua de los alimentos frescos -Agua débilmente ligada -Agua fuertemente ligada, que forma una capa monomolecular de agua fija a grupos polares de ciertos compuestos, especialmente los grupos NH 3+ y COO - de las proteínas y los grupos OH - de los almidones. El agua de esta capa no está disponible para actuar como disolvente y constituye una fracción muy pequeña del agua total de un producto alimenticio de alta humedad (Cheftel y Cheftel, 1976). Bajo el punto de vista químico y biológico, un concepto esencial es el de actividad de agua (a w ), que se corresponde a su disponibilidad para intervenir en reacciones de cualquier tipo. Es el cociente entre la presión de vapor del alimento y la del agua pura, a la que se le atribuye el valor de uno, medidas ambas a la misma temperatura. Por regla general, las reacciones químicas tienen lugar a actividades de agua bajas, de 0.2 a 0.4; las reacciones enzimáticas comienzan a niveles del orden de 0.4 a 0.5; la proliferación de levaduras y mohos a 0.7 y la de bacterias a partir de 0.9 (Adrian y Frangne, 1990). 1.3.8.2.3. Vitamina C La riqueza en vitamina C en los vegetales está condicionada al tiempo de exposición del vegetal a la luz del sol (Vázquez y López-Nomdedeu, 1998; Llorach y col., 2008; Martínez y col., 2008); a factores genéticos, ambientales, climáticos, condiciones de cultivo, localización, etc. (Simonetti y col., 1991; Jagdish y col., 2007; Podsedek, 2007). Las frutas, verduras y hortalizas constituyen la principal fuente de vitamina C en la dieta. Las referencias sobre el contenido de vitamina C en Introducción - 32 - Brassica rapa L. son escasas, siendo fácil encontrar referencias de dicho contenido en otras hortalizas (Tabla 5). Tabla 5. Contenido en vitamina C de diferentes hortalizas (mg/100 g peso fresco) HORTALIZA ÁCIDO ASCÓRBICO Alcachofas 12 Berenjenas 5 Coliflor 78 Bróculi 113 Col 186 Pepino 11 Lechuga 10 Zanahoria 8 Pimiento 128 Puerro 17 Rábano 26 Col de Bruselas 102 Remolacha roja 10 Lombarda 61 Apio 8 Espárragos 33 Espinacas 51 Tomate 23 (Belitz y Grosch, 2004). La vitamina C está compuesta por dos formas activas: ácido ascórbico (AA) y ácido dehidroascórbico (ADHA). En los seres vivos funciona como un sistema redox, con acción antioxidante. En un vegetal fresco aproximadamente el 95% del contenido se encuentra como AA (Martínez y col., 2008) (Figura 11), el cual una vez cosechado el alimento tiende a oxidarse a ADHA que es muy inestable (Rossi y col., 2003). Esta oxidación de ácido ascórbico a ácido dehidroascórbico es reversible, por lo que ambas formas se encuentran en la naturaleza. Introducción - 33 - Figura 11. Estructura del ácido ascórbico El ácido ascórbico (AA) es un excelente agente reductor. La pérdida de un electrón da lugar a la formación de un radical relativamente estable, denominado ácido semidehidroascórbico (también denominado ascorbato o monodehidroascorbato), el cual sufre una segunda oxidación generando ácido dehidroascórbico (ADHA). Si el ácido dehidroascórbico es hidratado se transforma en dicetogluconato, no activo biológicamente, siendo esta transformación irreversible (Figura 12) (Mataix y Ochoa, 2002). Ascorbato Radical ascorbilo Ácido Dehidroascórbico 2,3-Dicetogluconato Figura 12. Oxidación del ácido ascórbico El ácido ascórbico (AA) es una sustancia cristalina, hidrosoluble, blanca, estable en forma seca. Sin embargo, en solución, AA y ADHA son altamente oxidables (Gökmen y col., 2005). El AA es muy soluble en agua, medianamente soluble en acetonitrilo, ácido acético, y alcoholes de cadena Introducción - 34 - corta (metanol y etanol). Es insoluble en éter, cloroformo, benceno, éter de petróleo, aceites y grasas (Russell, 2000). La vitamina C interviene en la generación y mantenimiento del colágeno en los tejidos finos como la piel y en los tejidos cartilaginoso y conectivo (Furusawa, 2001), ayuda a prevenir la oxidación de las moléculas solubles en agua, indirectamente protege a las vitaminas A y E de la oxidación, así como a algunas vitaminas del grupo B, tales como la riboflavina, tiamina, ácido fólico y ácido pantoténico (Tauguinas y col., 2004). Es utilizada como indicador en el control de la calidad durante el procesado y almacenamiento de los vegetales (Borges y col., 2004). También se utiliza la degradación del ácido ascórbico como indicador general de las alteraciones sufridas por los alimentos (Belitz y Grosch, 2004). Tiene múltiples funciones como coenzima o cofactor, es estimulante de la absorción de hierro y bloqueante de la degradación de ferritina a hemosiderina, participa en la cicatrización de heridas, fracturas y hemorragias, reduce el riesgo de infecciones y promueve la resistencia a infecciones mediante la actividad inmunológica de los leucocitos, es esencial para la oxidación de ciertos aminoácidos (fenilalalnina y tirosina) e interviene en el metabolismo del triptófano y en la síntesis de noradrenalina (Belitz y Grosch, 2004). Los reactivos más utilizados en la extracción son los ácidos: metafosfórico, tricloroacético y oxálico, solos o en combinación con otros ácidos o alcoholes de cadena corta, tales como el metanol y el etanol (Russell, 2000; Volden y col., 2009). La determinación de la vitamina C por diferentes técnicas analíticas ha sido ampliamente estudiada. Uno de los reactivos más empleados es el 2,6- diclorofenolindofenol (Lisiewska y Kmiecik, 1996; Favell, 1998; Zhihang y Introducción - 35 - Da-Wen, 2006) determinando mediante una medida volumétrica la cantidad de reactivo necesaria para la oxidación del ácido ascórbico. Esta técnica mide sólo la forma reducida o la vitamina total si el ADHA ha sido previamente reducido (Adrian y col., 2000). Otras técnicas analíticas recurren a métodos fotométricos mediante reacciones de oxidación-reducción para obtener compuestos coloreados o fluorescentes o métodos enzimáticos para cuantificar la forma reducida o AA (Adrian y col., 2000). Los métodos cromatográficos presentan una especificidad incrementada por el hecho de separar eficazmente las sustancias interferentes, la forma reducida (AA) se determina directamente por su absorción a 245 nm (de la Cruz y col., 1999; Gil y col., 1992; Oliveira y col., 2008 b ; Volden y col., 2009) y la forma oxidada de forma indirecta después de una reacción post-columna con la o-fenilendiamina (Adrian y col., 2000). 1.3.8.2.4. Ácidos orgánicos Las plantas contienen pequeñas cantidades de ácidos orgánicos, metabolitos intermediarios de diversos procesos (ciclo del ácido tricarboxílico, del ácido glioxilato o del ácido siquímico) que se acumulan en vacuolas y confieren a los tejidos un sabor ácido o amargo (Fennema, 2000). El contenido de ácidos orgánicos depende de la especie vegetal, variando desde niveles muy bajos (en productos como el maíz dulce) a concentraciones muy altas, como en espinacas y algunas frutas: fresas, grosellas, etc. (Fennema, 2000). Los principales ácidos orgánicos presentes en las hortalizas son el cítrico y el málico, si bien el ácido oxálico se presenta en algunas de ellas en elevadas cantidades (Tabla 6). Introducción - 36 - Tabla 6. Contenido en ácidos orgánicos de diferentes hortalizas (mg/100 g peso fresco) HORTALIZA ÁCIDO MÁLICO ÁCIDO CÍTRICO ÁCIDO OXÁLICO Alcachofas 17 100 Berenjenas 170 Coliflor 390 210 Judías verdes 112 34 20-45 Bróculi 120 210 Guisantes verdes 75 142 Col 50 350 13-125 Zanahoria 240 90 0-60 Puerro 59 0-89 Ruibarbo 910 137 230-500 Col de Bruselas 200 240 37 Remolacha roja 110 30-138 Acedera 360 Col 100 140 Cebolla 170 20 (Belitz y Grosch, 2004) El contenido en ácidos orgánicos varía entre los distintos tipos de hortalizas e incluso en un mismo vegetal según el grado de desarrollo o maduración (Belitz y Grosch, 2004; Oliveira y col., 2008 a ). Tras la recolección de los tejidos vegetales y durante su senescencia, los ácidos orgánicos tienden a disminuir su contenido, atribuyéndose este descenso a la oxidación en el metabolismo respiratorio (Fennema, 2000). Entre ellos, el ácido cítrico (Figura 13) es el mayoritario en hortalizas de hoja, remolacha o tomate, guisantes verdes, coles de bruselas, etc. Actúa como supresor del pardeamiento de frutas y hortalizas y como agente sinérgico de los antioxidantes (Fennema, 2000). Introducción - 37 - Figura 13. Estructura del ácido cítrico El ácido málico (Figura 14) es el mayoritario en otras hortalizas como cebolla, bróculi, zanahoria o lechuga. Figura 14. Estructura del ácido málico El ácido oxálico (Figura 15) se encuentra en grandes cantidades en vegetales de hoja verde como, por ejemplo, las espinacas (Oliveira y col., 2008 a ). Es un compuesto indeseable por su acción descalcificante, ya que da lugar a la formación de un complejo con el calcio y cuando la relación ácido oxálico/calcio es mayor de 2.25 puede llegar a ocasionar problemas de descalcificación. Figura 15. Estructura del ácido oxálico Introducción - 44 - relajación de los músculos (Belitz y Grosch, 2004; Tresguerres, 2005; Guyton, 2006). El calcio actúa como mediador intracelular interviniendo, por ejemplo, en la contracción de los músculos. También está implicado en la regulación de algunas enzimas quinasas que realizan funciones de fosforilación, por ejemplo la creatina fosfoquinasa (CPK), y, realiza algunas funciones enzimáticas similares a las del magnesio en procesos de transferencia de fosfato (por ejemplo, la enzima fosfolipasa A 2 ). Otra función del calcio está relacionada con la coagulación de la sangre, a través de su relación con la proteína protrombina (Belitz y Grosch, 2004; Tresguerres, 2005; Guyton, 2006). El magnesio participa en la trasmisión de los impulsos nerviosos, en la contracción y relajación de los músculos y en el transporte de oxígeno a nivel tisular (Belitz y Grosch, 2004). El sodio regula el balance hidro-electrolítico del cuerpo humano, es necesario para la excitabilidad de los músculos y de los nervios y activa algunas enzimas como la amilasa (Belitz y Grosch, 2004). Entre los microelementos o elementos traza, el cinc es esencial para la salud humana, es componente de enzimas como la alcohol deshidrogenasa, lactatodeshidrogenasa, malatodeshidrogenasa, glutamatodeshidrogenasa, carboxipeptidasas A y B, y carbonicoanhidrasa, otras enzimas como dipeptidasas, fosfatasas alcalinas, lecitinasa y enolasa son activadores de este metal (Belitz y Grosch, 2004; Ayaz y col., 2005). El cinc fue reconocido como un co-factor de la enzima superóxido dismuta, la cual interviene en la protección frente a procesos oxidativos. También juega un papel importante en la estabilización de las membranas plasmáticas. El hierro, es un microelemento esencial en la nutrición humana. El hierro de origen animal se encuentra en una forma llamada hierro-hemo, Introducción - 45 - mientras el hierro de origen vegetal, está en forma de hierro-no hemo, que se absorbe con menos facilidad (Somsub y col., 2008). Los agentes reductores como la vitamina C aumentan la absorción de este metal (Vázquez y López- Nomdedeu, 1998; Fennema, 2000; Belitz y Grosch, 2004). El hierro en el hombre se encuentra principalmente formando parte de la hemoglobia, es un componente esencial de un gran número de enzimas (peroxidasa, catalasa, hidrolasa, enzimas flavínicas) y forma parte de la mioglobina, proteína muscular que almacena el oxígeno en el músculo (Belitz y Grosch, 2004; Ayaz y col., 2005). El manganeso participa en el funcionamiento de 70 enzimas, entre ellas: piruvatocarboxilasa, arginasa, aminopeptina, fosfatasa alcalina, lecitinasa, enolasa, así como otras del metabolismo de carbohidratos, proteínas y grasas, en la síntesis de insulina, de ADN y ARN. Es un elemento traza necesario para el crecimiento de los recién nacidos, está relacionado con la formación de los huesos, el desarrollo de tejidos, la coagulación de la sangre y la síntesis de colesterol (Belitz y Grosch, 2004; Ayaz y col., 2005). El litio y el rubidio son elementos traza de los que se desconoce su función biológica, si bien se presentan como acompañantes de elementos esenciales para el organismo, el litio como acompañante del sodio y el rubidio como acompañante del potasio (Belitz y Grosch, 2004). Autores como, Khader y Rama (1999), Khan y col. (1999), Aletor y col. (2002), Santonoceto y col. (2002), Ibrikci y col. (2003), Kala y Prakash (2004), Gupta y col. (2005), Alajaji y El-Adawy (2006), Majkowska- Gadomska y Wierzbicka (2008), Mensah y col. (2008) y Turan y Elkoa (2008) han estudiado el contenido mineral en distintos vegetales, entre ellos, Brassica rapa L. y Brassica oleracea L. Introducción - 46 - 1.4. TRATAMIENTO TÉRMICO DE LAS HORTALIZAS El tratamiento térmico se realiza para convertir el producto en comestible, reducir el contenido en toxinas vegetales y conservarlo, es decir, para evitar su alteración como consecuencia de autolisis o ataque microbiano (Arthey y Dennis, 1991). Los objetivos principales del cocinado de los vegetales son ablandar los tejidos de la planta y gelatinizar el almidón para que sean más fácilmente digeridos, hidrolizar la hemicelulosa y solubilizar las protopectinas mediante despolimerización (Arthey y Dennis, 1991; Vázquez y López-Nomdedeu, 1998; Oliveira y col., 2008 b ). La aplicación de calor puede realizarse mediante distintas técnicas: -Escaldado: El escaldado es un tratamiento térmico suave para inactivar enzimas, reducir la carga microbiana y disminuir los gases intersticiales antes del procesado térmico (Coenders, 1996; Jesse, 2000). -La cocción, se define como la operación que transforma física y químicamente el aspecto, la textura, la composición y el valor nutricional de los alimentos, por acción del calor, con objeto de mejorar sus características organolépticas. La adición de ácido en la cocción de las hortalizas hace que los enzimas sean más lábiles y tiende a reducir la duración del tratamiento (Instituto Internacional del Frío, 1990). Concluido el proceso de cocción, la materia prima exhibe una alta temperatura, tras este proceso se impone el principio de consumo inmediato o refrigeración inmediata a temperaturas inferiores a 10 ºC (Lyon y Churchill, 1992). Introducción - 47 - La cocción puede realizarse de varias formas: -Cocción con agua: Las hortalizas previamente troceadas, deben cocerse en el tiempo más breve posible con agua hirviendo (Coenders, 1996). Es el método más habitual para cocinar las verduras, pero presenta la desventaja de que pierden sus sales en el agua. Durante el cocinado alrededor del 35% de los glúcidos, vitaminas hidrosolubles y sales minerales pasan al líquido de cocción. Si el agua está hirviendo cuando se sumerge el alimento las pérdidas por difusión son menores (Vázquez y López-Nomdedeu, 1998). -Cocción a vapor: Este procedimiento de cocción no produce pérdidas de elementos nutritivos por difusión en el líquido (Armendariz, 2001), por lo cual no se producen modificaciones químicas en los tejidos de los vegetales, sino únicamente el reblandecimiento de las fibras, es decir, modificaciones físicas, que facilitan además la acción de los jugos gástricos durante la digestión. -Cocción a presión: Se trata de una cocción a vapor a temperatura más elevada y durante menos tiempo y que, por lo tanto, produce una menor difusión de elementos nutritivos como las vitaminas (Vázquez y López-Nomdedeu, 1998). Otra forma de tratamiento térmico de las hortalizas es la cocción al horno mediante aire caliente a altas temperaturas (Coenders, 1996). La cocción por medio de horno microondas, es una forma de cocción diferente que se realiza por ondas electromagnéticas que actúan sobre las moléculas de agua que contienen los alimentos y las agitan a alta velocidad. Sea cual sea el tratamiento térmico aplicado a los vegetales, éstos van a sufrir una serie de modificaciones a nivel sensorial (color, olor, sabor y textura), de tipo físico (volumen y peso) y desde el punto de vista nutricional Introducción - 48 - (biodisponibilidad y contenido de vitaminas, minerales, fibra y proteínas) (Ferracane y col., 2008; Oey y col., 2008). Color El cambio de color en los vegetales depende de la naturaleza de sus pigmentos, del grado de acidez del medio de cocinado (pH), así como de la acción de ciertas enzimas presentes en sus tejidos (por ejemplo, las oxidasas) (Candela y Astiasarán, 2000). El tiempo y el método de cocinado también son factores que condicionan el color en los vegetales cocinados (Vaclavik, 2002). Durante el tratamiento térmico de ciertos vegetales la pérdida de la intensidad del color verde es el cambio más importante. El ión central de magnesio ligado al anillo pirrólico de la molécula de clorofila es remplazado por dos iones de hidrógeno formándose feofitinas que confieren una coloración verde oliva, oscura y opaca (Weemaes y col., 1999; Palma y col., 2000; Oliveira y col., 2008 b ). A pesar de sus ventajas, en otros aspectos, la adición de ácido en la cocción de las hortalizas no puede aplicarse de forma generalizada pues favorece la transformación de la clorofila en feofitina lo que ejerce una influencia negativa sobre el color de los vegetales verdes (Canet y Álvarez, 2000). Ponne y col. (1994), evalúan sensorialmente muestras de espinacas sometidas a distintos tratamientos térmicos y relacionan los resultados obtenidos con el análisis de color y vitamina C. Turkmen y col. (2006) evalúan el efecto de distintos tratamientos térmicos sobre el color y el contenido en clorofilas y feofitinas de distintos vegetales verdes, entre ellos, el bróculi, el guisante y la espinaca. Introducción - 49 - Olor, sabor, aroma y flavor El cocinado puede liberar ciertas sustancias aromáticas volátiles, sobre todo relacionadas con el aroma. Los compuestos volátiles que están formando parte de las estructuras celulares, difunden al interior de los tejidos y líquidos celulares, y pueden disolverse en el medio de cocción (Armendariz, 2001). Los compuestos del flavor se forman por procesos enzimáticos en los tejidos destruidos y por cocción. Así, en los tejidos frescos los compuestos responsables del flavor son principalmente los isotiocianatos resultantes de la acción de glucosinolasas sobre los tioglicósidos precursores. La concentración de estos isotiocianatos es función de la intensidad del tratamiento que han sufrido. Por otra parte, el procesado a temperaturas elevadas tiende a destruir los isotiocianatos pero estimula la formación de nitrilos y la degradación y reestructuración de otros compuestos que contienen azufre (Fennema, 2000), y que son en este caso los responsables del flavor. Según la técnica utilizada, la cocción refuerza o atenúa el sabor de los alimentos. Ciertos compuestos sápidos y solubles en agua (aminoácidos procedentes de la hidrólisis de proteínas, azúcares, sales minerales) migran por la acción del calor, bien hacia el interior del alimento (fenómeno de concentración) o bien hacia el exterior (fenómeno de expansión) (Candela y Astiasarán, 2000). Textura La textura de las hortalizas cocinadas depende de la duración del cocinado, la composición del agua, la temperatura y el pH. Así, la cocción en agua alcalina hirviendo ablanda drásticamente la textura a medida que se rompen las hemicelulosas, la celulosa se ablanda, y las pectinas se disuelven (Vaclavik, 2002). Los alimentos correctamente cocinados son, por lo general, Introducción - 50 - más tiernos, más jugosos y más digeribles. Las modificaciones producidas por el calor son la coagulación de las proteínas y el reblandecimiento de la celulosa. Los iones calcio presentes en el agua dura de cocción mantienen la textura del tejido vegetal cocido al formar sales insolubles con los polisacáridos (Vaclavik, 2002). Las modificaciones a nivel sensorial de los vegetales como consecuencia del tratamiento térmico, han sido evaluadas en distintos estudios mediante análisis sensorial y físico-químico. Así, Borges y col. (2004), Nyambaka y Ryley (2004) y Kala y Prakash (2006) para evaluar los cambios en cuanto al color, sabor y textura resultantes de los métodos de cocción de las hortalizas utilizan el análisis sensorial. Canet y col. (1990) y Oliveira y col., (2008 b ) también estudian el efecto de diferentes tratamientos térmicos en la textura en coles de bruselas congeladas para obtener una textura más uniforme y más aceptable. Chun-Hsien y Chi-Yue (2004), evalúan los cambios en la textura y las propiedades antioxidantes del bróculi al ser sometido a distintos tratamientos térmicos y lo relacionan con la aceptación por los consumidores. Otros autores como Abott (1998), Gallali y col. (2000); Kala y Prakash (2004); Teles y col. (2005); Rico y col. (2008) y Stojceska y col. (2008) también evalúan atributos sensoriales (color, sabor y textura) y la composición nutritiva en vegetales. Vitaminas Las condiciones en las que se realizan los tratamientos térmicos son de fundamental importancia en la preservación de la calidad de los alimentos, Introducción - 51 - pues un tiempo de cocción o un volumen de agua excesivo pueden llevar a una disminución del contenido de vitaminas de los mismos (Borges y col., 2004; Bunea y col., 2008). En general, durante el almacenamiento y el cocinado se pierde entre un tercio y la mitad de las vitaminas contenidas en el producto fresco y crudo (Arthey y Dennis, 1991). La vitamina C, es la vitamina menos estable de todas; además de ser hidrosoluble, se destruye rápidamente por la acción del aire. Esta destrucción se ve acelerada por el calor, las condiciones alcalinas y por la presencia de ciertos metales, como el cobre o el hierro y enzimas como la ácido ascórbico oxidasa. Las verduras foliares, con gran superficie de contacto con el agua, experimentan durante la cocción pérdidas de vitamina C que oscilan entre el 50 y el 75% (Tabla 8) (Vázquez y López-Nomdedeu, 1998; Candela y Astiasarán, 2000). Tabla 8. Comparación del contenido en vitamina C de algunas hortalizas antes y después de hervirlas (mg/100 g) HORTALIZA CRUDA HERVIDA EBULLICIÓN CORTA EBULLICIÓN A GRAN PRESIÓN Espinacas 25.4 15.2 19.1 19.2 Guisantes frescos 33.7 16.6 25.2 22.9 Judias verdes 24.9 16.6 19.9 19.4 Patatas 15.5 12.5 14.1 14.8 Coles de Bruselas 130.5 56.4 85.7 90.4 Col de hoja rizada 92.3 15.7 48.3 40.5 Diversos autores han evaluado la eficacia de distintos tratamientos térmicos en la conservación de la vitamina C. Entre ellos, de la Cruz y col. (1999), comprueban que la cocción a vapor y la cocción a presión causan Introducción - 52 - menos pérdidas de vitamina C en guisantes que la cocción mediante ebullición y microondas. Canet y col. (1990) estudian el efecto de diferentes tratamientos térmicos en el contenido en ácido ascórbico en coles de bruselas congeladas, proponiendo un método mixto consistente en un calentamiento en microondas seguido con un tratamiento con agua a ebullición para obtener menor pérdida de ácido ascórbico. Entre las vitaminas hidrosolubles, la vitamina B 1 o tiamina, es relativamente resistente al calor en los alimentos ácidos, pero las pérdidas pueden ser cuantiosas en condiciones alcalinas. La vitamina B 2 o riboflavina también se pierde en el agua de cocción, es inestable en condiciones alcalinas y es especialmente sensible a la acción de la luz. La niacina es una vitamina especialmente estable y sus pérdidas se deben exclusivamente a su solubilidad en el agua. La vitamina B 6 , el ácido fólico y el ácido pantoténico son también termolábiles, por lo que se pueden producir pérdidas durante el cocinado (Vázquez y López-Nomdedeu, 1998). La vitamina C y, más recientemente, la tiamina y el ácido fólico, se utilizan como indicadores de la severidad del proceso de escaldado, de forma que si el porcentaje de retención de las mismas es elevado, se supone que el porcentaje de retención de otros nutrientes es igual o más alto (Sanjuán y col., 1996). Para aumentar la estabilidad del ácido ascórbico y de la tiamina se emplea la adición de ácido en la cocción de las hortalizas (Fenema, 2000). Mondragón (2006) analiza el contenido en vitamina B 1 y B 2 en muestras de grelos frescos y tras la cocción, encontrando una pérdida importante de estos nutrientes tras el tratamiento térmico (58.3% para la vitamina B 1 y del 62.5% para la vitamina B 2 ). Introducción - 53 - Minerales Las pérdidas de minerales por contacto con el agua, especialmente durante la cocción y escaldado dependen de la solubilidad del mineral (Tabla 9) (Fennema, 2000). Tabla 9. Pérdidas de minerales durante la cocción y escaldado de las espinacas MINERAL SIN ESCALDADO 1 CON ESCALDADO 1 PÉRDIDA (%) Potasio 6.9 3.0 56 Sodio 0.5 0.3 43 Calcio 2.2 2.3 0 Magnesio 0.3 0.2 36 Fósforo 0.6 0.4 36 Nitrato 2.5 0.8 70 1 g/100g Las muestras cocinadas de espinacas presentan aproximadamente un 50% del potasio que presentan las muestras frescas. Dicho mineral es el que más se cede a los líquidos de cocción, lo que puede ser debido a que se encuentre en el vegetal en forma de sales solubles en agua. Por el contrario, el calcio, es el macroelemento que menos se cede al líquido de cocción, con valores medios de retención de 97.22% (Peñuela y col., 1997). El calentamiento de los tejidos vegetales a temperaturas de 60-70 ºC, provoca la rotura de las membranas y la descompartimentalización de los componentes celulares, como consecuencia de lo cual, se produce la liberación de calcio; la activación de la pectinmetilesterasa; la desesterificación de la pectina; y el establecimiento de puentes iónicos entre el calcio y/o magnesio y los grupos carboxílicos de las pectinas. La redistribución de calcio también Introducción - 60 - Surge la necesidad de llevar a cabo un conocimiento del proceso por el que el hombre evalúa la calidad del alimento que incluye: la percepción del estímulo, tanto en su aspecto fisiológico como psicológico, la elaboración de la sensación y la comunicación verbal de esa sensación. Ante el desarrollo del análisis sensorial, también surgen dificultades en la puesta a punto de las pruebas sensoriales, sobre la validez y aplicabilidad de los resultados obtenidos y en la cuantificación de las sensaciones. Además continúa sin resolverse el dilema de si la calidad y atributos sensoriales se miden mejor sensorialmente o instrumentalmente. -Cuarta etapa: Se inicia sobre 1970 y se caracteriza principalmente por la revisión y modificación del concepto de calidad sensorial. En esta etapa se plantean dos cuestiones: ¿Se puede continuar considerando a los atributos sensoriales como características propias del alimento? ¿Se pueden medir con métodos sensoriales e instrumentales indistintamente? (Costell y Durán, 1981) Se plantea que la calidad no es una característica propia del alimento, sino el resultado de la interacción entre el alimento y el hombre y se puede definir como la sensación humana provocada por determinados estímulos procedentes del alimento (Figura 16). Introducción - 61 - Esta sensación depende, por tanto, no solo de la clase e intensidad del estímulo, sino también, de las condiciones fisiológicas, psicológicas y sociológicas de la persona o grupo de personas que la evalúan. En principio, su medida y análisis debe realizarse sensorialmente, ya que los métodos químicos e instrumentales sólo son útiles para cuantificar y controlar las características o propiedades de los alimentos que originan el estímulo percibido por el hombre (Figura 17). Figura 17. Esquema del concepto actual de calidad sensorial (Costell y Durán, 1981) Figura 16. Esquema de la medida de la calidad sensorial en el periodo 1950-1970 (Costell y Durán, 1981) Introducción - 62 - Actualmente se dispone de un importante número de Normas Internacionales (ISO) y Nacionales (UNE) que facilitan la realización de las diferentes pruebas sensoriales; de varios sistemas informáticos para la recogida y análisis sistemático de datos, lo que reduce y simplifica el trabajo experimental y de nuevos métodos estadísticos aplicables a los datos sensoriales que permiten extraer de los mismos una información interesante para resolver determinados problemas prácticos cuya solución resultaba complicada con los métodos estadísticos convencionales (Costell y Durán, 1981). El análisis sensorial es hoy una herramienta imprescindible para evaluar y analizar la calidad sensorial de los alimentos; los inconvenientes y los riesgos que conlleva son, en la mayoría de los casos, de menor entidad que las ventajas que aporta si se utiliza correctamente. 1.6.2. Aspectos metodológicos del análisis sensorial Para realizar un análisis sensorial correcto existen cinco elementos fundamentales: el entorno, el director o responsable, las muestras, el grupo de sujetos y el tipo de pruebas que se van a realizar. 1.6.2.1. El entorno de la medida sensorial Las condiciones externas que rodean a los jueces durante la evaluación sensorial influyen en sus juicios, por ello es importante que estas condiciones ambientales estén normalizadas. La norma UNE 87004-79 (1979) recoge las directrices generales para la instalación de los locales destinados al análisis sensorial. Introducción - 63 - Dentro del entorno de la medida sensorial se incluye: -El material necesario para la preparación y distribución de las muestras (carritos, bandejas, etc.). -El material informático utilizado en la recogida y tratamiento de datos así como en la elaboración de las fichas. -Los locales; que incluyen el local en el que se realizará la cata, y el de preparación de las muestras. La sala en la que se realicen las catas debe reunir las siguientes condiciones: -Ser un lugar tranquilo y confortable. Se consideran condiciones óptimas una temperatura de 20-22 ºC y una humedad relativa del 60-70%. -Tener una iluminación uniforme y controlable. -Las paredes y el techo deben ser de un material que ni emita ni absorba olores y el color debe ser neutro para no modificar el de las muestras y ser relajante para los sujetos. Se pueden emplear sistemas de aire acondicionado con filtros de carbón activo para evitar la entrada de olores de los locales adyacentes. -El suelo debe ser fácil de limpiar y poco ruidoso (UNE 87004- 79, 1979). En casi todas las pruebas se pide que los juicios se emitan individualmente, y ello obliga a separar físicamente a los catadores para evitar los comentarios, por lo que las cabinas que se encuentran en la sala de evaluación deben ser individuales y cerradas, aunque pueden tener las paredes desmontables de modo que puedan ser utilizadas para el trabajo o discusión en grupo. Introducción - 64 - Las cabinas deben poseer lavabos, escupideras y recipientes para la retirada de residuos sólidos. Es muy importante la iluminación, generalmente se utiliza una luz fluorescente que debe estar dirigida verticalmente sobre los productos para evitar las sombras y tiene suficiente intensidad para permitir la evaluación del aspecto y del color. Si es necesario enmascarar alguna diferencia en la muestra, se utilizan luces de color, generalmente, roja y verde (Figura 18). Figura 18. Estructura de cada cabina UNE 87004-79 (1979) Además, es conveniente que la preparación de las muestras se realice en un área separada de la destinada a la realización de la cata, para que así no persistan los olores que podrían influir en las valoraciones de los catadores. 1.6.2.2. El director y las muestras La función del director del panel consiste en dar la información imprescindible a los catadores sobre las muestras a analizar, dirigir la sesión y, finalmente, interpretar los resultados. Introducción - 65 - Se recomienda que la selección de los catadores, las pruebas previas y todo lo que contribuya a que el panel esté motivado sea labor de la misma persona. Una vez realizadas las pruebas, los resultados se deben comentar con los miembros del panel con el objetivo de que todos y cada uno de ellos adquieran un mayor conocimiento de las técnicas empleadas y, en general, de su trabajo. Esto suele proporcionar una gran satisfacción al verificar la utilidad de sus esfuerzos por realizar la evaluación sensorial de forma objetiva (Sancho y col., 1999). La preparación de una sesión de cata se divide en: a) Preparación preliminar: Consiste en determinar el número de muestras que cada catador debe analizar en cada sesión, el orden de presentación de las mismas y el número de repeticiones necesario, teniendo en cuenta la intensidad del atributo que se va a medir y el aumento de precisión que se puede obtener si se realizan repeticiones. En la preparación preliminar hay que establecer: -Las condiciones de preparación y presentación de las muestras, de modo que se asemejen lo más posible a su modo de utilización habitual. En los alimentos que se precisa un tratamiento culinario, antes del ensayo se deben hacer pruebas para que el producto se evalúe en las condiciones más adecuadas. Así pues, se ha de establecer, por ejemplo, el tiempo y temperatura de cocción, la cantidad de agua a utilizar, etc. -El tiempo de preparación y presentación de las muestras de modo que no se produzca el deterioro de las mismas. -La elaboración de la ficha de cata. Es necesario que sea clara y que se utilicen términos simples pero precisos, que tengan el mismo significado para Introducción - 66 - el juez y el director, con lo cual es importante establecer un léxico, por ejemplo, aplicando la norma UNE 87001-94 (1994) sobre el vocabulario, las definiciones del diccionario, etc. La ficha de cata debe incluir: -Datos generales: nombre, edad, número de cabina, día de realización de la prueba, etc. -Las instrucciones que el catador debe seguir para la realización del test. En las pruebas descriptivas además se incluirán los términos (descriptores) que describen las características sensoriales del producto en función de los atributos que se perciben del mismo y las escalas, que permiten al juez cuantificar y calificar cada descriptor. b) Preparación y presentación de las muestras Las muestras deben ser anónimas y homogéneas, y la cantidad distribuida a cada catador debe ser igual para todos. Además, las muestras se deben presentar en recipientes idénticos y codificados de forma diferente para cada sujeto, con números de tres dígitos elegidos al azar. La codificación de cada muestra no debe proporcionar al catador ninguna información sobre su identidad. c) Preparación de la sala de degustación La sala de degustación tiene que estar preparada cuando los sujetos lleguen. En cada cabina, debe haber un vaso con agua, un trozo de pan y/o manzana, servilletas de papel, etc. Introducción - 67 - 1.6.2.3. El grupo de sujetos El equipo de catadores es el instrumento utilizado en el análisis sensorial (Damasio y Costell, 1991). Las Normas UNE 87024-1 (1995) y UNE 87024-2 (1996) dividen a los grupos de personas destinados a realizar análisis sensorial en los tres tipos siguientes: -Jueces: Pueden ser “jueces legos en la materia”, que no responden a ningún criterio definido y sufren una selección preliminar antes del entrenamiento, o “jueces iniciados”, que conocen ya el análisis sensorial. -Catadores: Son jueces elegidos por su habilidad para llevar a cabo la prueba sensorial. -Expertos: Son jueces competentes, que por sus conocimientos en torno a un producto, son capaces de efectuar individualmente o en grupo, el análisis y valoración sensorial de dicho producto. Hay dos tipos de expertos: los “jueces expertos” y los “jueces expertos especializados”. Para formar un panel de catadores o jurado capaz de realizar el análisis sensorial de los alimentos de forma correcta, se recomienda seguir el procedimiento recogido en la Norma UNE 87024-1 (1995) y que comprende las siguientes etapas: a) Reclutamiento, selección previa e iniciación de los jueces legos Cada candidato se somete a una entrevista en la que se toma nota de sus datos personales y otras cuestiones relacionadas con el trabajo que van a desarrollar. La edad, el sexo y determinados hábitos (fumar, etc.,) se consideran secundarios (Sauvageot, 1980; Durr, 1986). Introducción - 68 - Se han de considerar unas condiciones básicas: interés, disponibilidad, salud, normalidad en la percepción fisiológica y habilidad discriminatoria. En el caso de catadores destinados a realizar pruebas descriptivas, se debe considerar también su capacidad para desarrollar e interpretar un vocabulario específico, la consistencia y reproducibilidad de su juicio y una cierta concordancia en la interpretación de los descriptores y en la evaluación de la magnitud de los atributos (Damasio y Costell, 1991). La selección se puede realizar con distintas pruebas tales como las discriminativas, de ordenación, etc. (Cross y col., 1978; Durán y Calvo, 1982). El objetivo de esta etapa es conocer la sensibilidad de los candidatos y, a veces, obtener una información previa sobre la consistencia y reproducibilidad de sus juicios. Se debe contar inicialmente con un número de candidatos dos o tres veces superior al del número de jueces necesario para formar un equipo. b) Entrenamiento de los jueces legos En esta fase se entrena a los candidatos con objeto de: -Familiarizarlos con las pruebas. -Mejorar las posibilidades de reconocer las diferencias en las características de las muestras. -Aumentar la capacidad de identificar correctamente los diferentes atributos o características del alimento. -Aumentar su vocabulario descriptivo. -Aprender a dar juicios cualitativos y cuantitativos, sin tener en cuenta sus preferencias. Introducción - 69 - c) Selección de jueces iniciados Se trata de la elección de los jueces más idóneos para un método determinado. La selección se lleva a cabo en función de las pruebas a realizar. Es preciso controlar periódicamente la eficacia y comportamiento de los jueces seleccionados o catadores. El objetivo de este control es examinar cada comportamiento individual para comprobar si con los catadores se pueden obtener resultados apropiados y reproducibles (Costell y Durán, 1981; Powers, 1988; Sinesio y col., 1990; Setser, 1994). Para comprobar periódicamente la consistencia de cada catador y el funcionamiento del grupo, Costell (1983) propone introducir en la serie de muestras a medir una o varias muestras control y analizar la varianza individual y la del grupo, de las calificaciones correspondientes a distintos días y sesiones. Gacula y Kubala (1972), Cornell y Knapp (1972 y 1974), Cornell y Schreckengost (1975), Kwan y Kowalski (1980), Morton (1980), Pastor y col. (1996), Piggott y col. (1998), Ibáñez y Barcina (2001), Carpenter y col. (2002) y Montouto y col. (2002) proponen distintos métodos estadísticos en función del diseño de la experiencia utilizado. d) Selección de los catadores Para la obtención de los jueces expertos, se pueden seleccionar personas con aptitudes sensoriales específicas dentro de un grupo de catadores, o bien entre personas con conocimientos sobre los productos, los procedimientos de fabricación o de comercialización y que, asimismo, deberán satisfacer los criterios de selección especificados en la Norma UNE 87024-1 (1995). Material y Métodos - 81 - 3.1. MUESTRAS Para la realización del presente estudio se han analizado nabizas y grelos (Brassica rapa L.) procedentes de diferentes comarcas de la provincia de Lugo y A Coruña. Ambas áreas geográficas representan las zonas de mayor producción de nabizas y grelos de la Comunidad Autónoma. Las muestras proceden de fincas situadas en 2 zonas, Lugo (municipios de Villalba y Abadín) y Santiago (municipios de Trazo y Val do Dubra) (Figura 19). Figura 19. Localización de los puntos de muestreo de nabiza y grelo Material y Métodos - 82 - La siembra se realizó en los meses de agosto y septiembre de 2003. Para la recogida y selección de las muestras se ha contado con la colaboración de los propios productores de las dos zonas, los cuales además de facilitar las muestras proporcionaron los datos solicitados en la ficha de identificación de las mismas (Figura 20). Las nabizas de estos productores se recogieron entre los meses de octubre y diciembre de 2003 y de estos mismos productores, se recogieron los grelos entre los meses de marzo y mayo de 2004. Las muestras una vez recogidas fueron transportadas hasta el laboratorio en manojos de peso aproximado de 1 kg. Todas las muestras fueron analizadas en estado fresco y después de ser sometidas a un proceso de cocción. Material y Métodos - 83 - FICHA IDENTIFICACIÓN Fecha recogida muestra: ....../....../...... NOMBRE PRODUCTOR: LOCALIDAD: MUNICIPIO: PROVINCIA: SUPERFICIE MEDIA PARCELA (m 2 ): VARIEDAD GRELO: Santiago: Lugo: Otros (especificar): PROCEDENCIA SEMILLA: Reempleo Casa comercial (especificar): MES DE SIEMBRA DE LA MUESTRA RECOGIDA: MÉTODO DE SIEMBRA: A voleo En línea ABONADO DE FONDO: Estiércol Purín NPK Superfosfatos Otros (indicar): ABONADO DE COBERTURA: Nitrógeno Otros RIEGO: No Sí (indicar): Aspersión Otros OTROS TRATAMIENTOS: Herbicidas Plaguicidas Otros RECOLECCIÓN: A mano y/o cuchillos A máquina Figura 20. Ficha de identificación para cada una de las muestras de Brassica rapa L. Material y Métodos - 84 - Se analizaron, por tanto, un total de 88 muestras: 13 de nabizas y 13 de grelos de Lugo; y 9 de nabizas y 9 de grelos de Santiago, en estado fresco y cocinado, con una periodicidad de tres muestras por semana (Tabla 10). Tabla 10. Origen de las muestras analizadas de Brassica rapa L. Nº DE MUESTRAS LOCALIDAD MUNICIPIO PROVINCIA 5 Goiriz Villalba Lugo 7 Baroncelle Abadín Lugo 1 Moscarán Villalba Lugo 3 Alta de Trazo Trazo A Coruña (Santiago) 6 Arabexo Val do Dubra A Coruña (Santiago) A continuación se recogen las fichas de identificación de los productores de Lugo (Tablas 11-23) y de Santiago (Tablas 24-32) con el código de identificación de las muestras suministradas. Material y Métodos - 85 - Tabla 11. Ficha de identificación del productor 1 de Lugo para la muestra de nabiza (306) y grelo (833) FICHA IDENTIFICACIÓN Fecha recogida muestra nabiza: 13/10/2003 Fecha recogida muestra grelo: 29/03/2004 NOMBRE PRODUCTOR: Encarnación Vázquez Castro LOCALIDAD: Goiriz MUNICIPIO: Villalba PROVINCIA: Lugo SUPERFICIE MEDIA PARCELA (m 2 ): 1100 VARIEDAD: Santiago Lugo Otros PROCEDENCIA SEMILLA: Reempleo Casa comercial (especificar): MES DE SIEMBRA DE LA MUESTRA RECOGIDA: 30 de Agosto MÉTODO DE SIEMBRA: A voleo En línea ABONADO DE FONDO: Estiércol Purín NPK Superfosfatos Otros (indicar): ABONADO DE COBERTURA: Nitrógeno Otros RIEGO: No Sí (indicar): Aspersión Otros OTROS TRATAMIENTOS: Herbicidas Plaguicidas Otros RECOLECCIÓN: A mano y/o cuchillos A máquina Material y Métodos - 86 - Tabla 12. Ficha de identificación del productor 2 de Lugo para la muestra de nabiza (951) y grelo (333) FICHA IDENTIFICACIÓN Fecha recogida muestra de nabiza: 13/10/2003 Fecha recogida muestra de grelo: 29/03/2004 NOMBRE PRODUCTOR: Eladio Dante LOCALIDAD: Goiriz MUNICIPIO: Villalba PROVINCIA: Lugo SUPERFICIE MEDIA PARCELA (m 2 ): 350 VARIEDAD: Santiago Lugo Otros PROCEDENCIA SEMILLA: Reempleo Casa comercial (especificar): MES DE SIEMBRA DE LA MUESTRA RECOGIDA: 16 de Agosto MÉTODO DE SIEMBRA: A voleo En línea ABONADO DE FONDO: Estiércol Purín NPK Superfosfatos Otros (indicar): ABONADO DE COBERTURA: Nitrógeno Otros RIEGO: No Sí (indicar): Aspersión Otros OTROS TRATAMIENTOS: Herbicidas Plaguicidas Otros RECOLECCIÓN: A mano y/o cuchillos A máquina Material y Métodos - 87 - Tabla 13. Ficha de identificación del productor 3 de Lugo para la muestra de nabiza (214) y grelo (120) FICHA IDENTIFICACIÓN Fecha recogida muestra de nabiza: 13/10/2003 Fecha recogida muestra de grelo: 08/03/2004 NOMBRE PRODUCTOR: Hermitas LOCALIDAD: Goiriz MUNICIPIO: Villalba PROVINCIA: Lugo SUPERFICIE MEDIA PARCELA (m 2 ): 2000 VARIEDAD: Santiago Lugo Otros PROCEDENCIA SEMILLA: Reempleo Casa comercial (especificar): MES DE SIEMBRA DE LA MUESTRA RECOGIDA: 29 de Agosto MÉTODO DE SIEMBRA: A voleo En línea ABONADO DE FONDO: Estiércol Purín NPK Superfosfatos Otros (indicar): ABONADO DE COBERTURA: Nitrógeno Otros RIEGO: No Sí (indicar): Aspersión Otros OTROS TRATAMIENTOS: Herbicidas Plaguicidas Otros RECOLECCIÓN: A mano y/o cuchillos A máquina Material y Métodos - 88 - Tabla 14. Ficha de identificación del productor 4 de Lugo para la muestra de nabiza (602) y grelo (002) FICHA IDENTIFICACIÓN Fecha recogida muestra de nabiza 20/10/2003 Fecha recogida muestra de grelo: 15/03/2004 NOMBRE PRODUCTOR: Sergio Alvariño LOCALIDAD: Baroncelle MUNICIPIO: Abadín PROVINCIA: Lugo SUPERFICIE MEDIA PARCELA (m 2 ): 1000 VARIEDAD: Santiago Lugo Otros PROCEDENCIA SEMILLA: Reempleo Casa comercial (especificar): MES DE SIEMBRA DE LA MUESTRA RECOGIDA: 3 de Septiembre MÉTODO DE SIEMBRA: A voleo En línea ABONADO DE FONDO: Estiércol Purín NPK Superfosfatos Otros (indicar): ABONADO DE COBERTURA: Nitrógeno Otros RIEGO: No Sí (indicar): Aspersión Otros OTROS TRATAMIENTOS: Herbicidas Plaguicidas Otros RECOLECCIÓN: A mano y/o cuchillos A máquina Material y Métodos - 89 - Tabla 15. Ficha de identificación del productor 5 de Lugo para la muestra de nabiza (583) y grelo (399) FICHA IDENTIFICACIÓN Fecha recogida muestra de nabiza: 20/10/2003 Fecha recogida muestra de grelo: 01/03/2004 NOMBRE PRODUCTOR: Maribel Josefa Galdo Fernández LOCALIDAD: Baroncelle MUNICIPIO: Abadín PROVINCIA: Lugo SUPERFICIE MEDIA PARCELA (m 2 ): 1500 VARIEDAD: Santiago Lugo Otros PROCEDENCIA SEMILLA: Reempleo Casa comercial (especificar): MES DE SIEMBRA DE LA MUESTRA RECOGIDA: 30 de Agosto MÉTODO DE SIEMBRA: A voleo En línea ABONADO DE FONDO: Estiércol Purín NPK Superfosfatos Otros (indicar): ABONADO DE COBERTURA: Nitrógeno Otros RIEGO: No Sí (indicar): Aspersión Otros OTROS TRATAMIENTOS: Herbicidas Plaguicidas Otros RECOLECCIÓN: A mano y/o cuchillos A máquina Material y Métodos - 90 - Tabla 16. Ficha de identificación del productor 6 de Lugo para la muestra de nabiza (967) y grelo (555) FICHA IDENTIFICACIÓN Fecha recogida muestra de nabiza: 20/10/2003 Fecha recogida muestra de grelo: 15/03/2004 NOMBRE PRODUCTOR: Jesús Fernández LOCALIDAD: Baroncelle MUNICIPIO: Abadín PROVINCIA: Lugo SUPERFICIE MEDIA PARCELA (m 2 ): 2000 VARIEDAD: Santiago Lugo Otros PROCEDENCIA SEMILLA: Reempleo Casa comercial (especificar): MES DE SIEMBRA DE LA MUESTRA RECOGIDA: 16 de Agosto MÉTODO DE SIEMBRA: A voleo En línea ABONADO DE FONDO: Estiércol Purín NPK Superfosfatos Otros (indicar): ABONADO DE COBERTURA: Nitrógeno Otros RIEGO: No Sí (indicar): Aspersión Otros OTROS TRATAMIENTOS: Herbicidas Plaguicidas Otros RECOLECCIÓN: A mano y/o cuchillos A máquina Material y Métodos - 97 - Tabla 23. Ficha de identificación del productor 13 de Lugo para la muestra de nabiza (172) y grelo (532) FICHA IDENTIFICACIÓN Fecha recogida muestra de nabiza: 10/11/2003 Fecha recogida muestra de grelo: 08/03/2004 NOMBRE PRODUCTOR: Lidia Souto Seijas LOCALIDAD: Acibeiro-Goiriz MUNICIPIO: Villalba PROVINCIA: Lugo SUPERFICIE MEDIA PARCELA (m 2 ): 3150 VARIEDAD: Santiago Lugo Otros PROCEDENCIA SEMILLA: Reempleo Casa comercial (especificar): MES DE SIEMBRA DE LA MUESTRA RECOGIDA: 29 de Agosto MÉTODO DE SIEMBRA: A voleo En línea ABONADO DE FONDO: Estiércol Purín NPK Superfosfatos Otros (indicar): ABONADO DE COBERTURA: Nitrógeno Otros RIEGO: No Sí (indicar): Aspersión Otros OTROS TRATAMIENTOS: Herbicidas Plaguicidas Otros RECOLECCIÓN: A mano y/o cuchillos A máquina Material y Métodos - 98 - Tabla 24. Ficha de identificación del productor 1 de Santiago para la muestra de nabiza (203) y grelo (153) FICHA IDENTIFICACIÓN Fecha recogida muestra de nabiza: 09/12/2003 Fecha recogida muestra de grelo: 10/05/2004 NOMBRE PRODUCTOR: Asunción Casas Villar LOCALIDAD: Alta de Trazo MUNICIPIO: Trazo PROVINCIA: A Coruña SUPERFICIE MEDIA PARCELA (m 2 ): 1300 VARIEDAD GRELO: Santiago Lugo Otros PROCEDENCIA SEMILLA: Reempleo Casa comercial (especificar): MES DE SIEMBRA DE LA MUESTRA RECOGIDA: 29 de Agosto MÉTODO DE SIEMBRA: A voleo En línea ABONADO DE FONDO: Estiércol Purín NPK Superfosfatos Otros (indicar): ABONADO DE COBERTURA: Nitrógeno Otros: Cal RIEGO: No Sí (indicar): Aspersión Otros OTROS TRATAMIENTOS: Herbicidas Plaguicidas Otros RECOLECCIÓN: A mano y/o cuchillos A máquina Material y Métodos - 99 - Tabla 25. Ficha de identificación del productor 2 de Santiago para la muestra de nabiza (625) y grelo (331) FICHA IDENTIFICACIÓN Fecha recogida muestra de nabiza: 09/12/2003 Fecha recogida muestra de grelo: 03/05/2004 NOMBRE PRODUCTOR: Andrés Vázquez Becerra LOCALIDAD: Alta de Trazo MUNICIPIO: Trazo PROVINCIA: A Coruña SUPERFICIE MEDIA PARCELA (m 2 ): 1600 VARIEDAD GRELO: Santiago Lugo Otros PROCEDENCIA SEMILLA: Reempleo Casa comercial (especificar): MES DE SIEMBRA DE LA MUESTRA RECOGIDA: 29 de Agosto MÉTODO DE SIEMBRA: A voleo En línea ABONADO DE FONDO: Estiércol Purín NPK Superfosfatos Otros (indicar): ABONADO DE COBERTURA: Nitrógeno Otros RIEGO: No Sí (indicar): Aspersión Otros OTROS TRATAMIENTOS: Herbicidas Plaguicidas Otros RECOLECCIÓN: A mano y/o cuchillos A máquina Material y Métodos - 100 - Tabla 26. Ficha de identificación del productor 3 de Santiago para la muestra de nabiza (897) y grelo (648) FICHA IDENTIFICACIÓN Fecha recogida muestra de nabiza: 09/12/2003 Fecha recogida muestra de grelo: 10/05/2004 NOMBRE PRODUCTOR: Genaro García Rivas LOCALIDAD: Arabexo MUNICIPIO: Val do Dubra PROVINCIA: A Coruña SUPERFICIE MEDIA PARCELA (m 2 ): 1300 VARIEDAD: Santiago Lugo Otros PROCEDENCIA SEMILLA: Reempleo Casa comercial (especificar): MES DE SIEMBRA DE LA MUESTRA RECOGIDA: 29 de Agosto MÉTODO DE SIEMBRA: A voleo En línea ABONADO DE FONDO: Estiércol Purín NPK Superfosfatos Otros (indicar): ABONADO DE COBERTURA: Nitrógeno Otros RIEGO: No Sí (indicar): Aspersión Otros OTROS TRATAMIENTOS: Herbicidas Plaguicidas Otros: Insecticida contra la mosca blanca RECOLECCIÓN: A mano y/o cuchillos A máquina Material y Métodos - 101 - Tabla 27. Ficha de identificación del productor 4 de Santiago para la muestra de nabiza (600) y grelo (952) FICHA IDENTIFICACIÓN Fecha recogida muestra de nabiza: 14/12/2003 Fecha recogida muestra de grelo: 10/05/2004 NOMBRE PRODUCTOR: Manuel Muiño Rey LOCALIDAD: Arabexo MUNICIPIO: Val do Dubra PROVINCIA: A Coruña SUPERFICIE MEDIA PARCELA (m 2 ): 1300 VARIEDAD: Santiago Lugo Otros PROCEDENCIA SEMILLA: Reempleo Casa comercial (especificar): MES DE SIEMBRA DE LA MUESTRA RECOGIDA: 29 de Agosto MÉTODO DE SIEMBRA: A voleo En línea ABONADO DE FONDO: Estiércol Purín NPK Superfosfatos Otros (indicar): ABONADO DE COBERTURA: Nitrógeno Otros RIEGO: No Sí (indicar): Aspersión Otros OTROS TRATAMIENTOS: Herbicidas Plaguicidas Otros RECOLECCIÓN: A mano y/o cuchillos A máquina Material y Métodos - 102 - Tabla 28. Ficha de identificación del productor 5 de Santiago para la muestra de nabiza (430) y grelo (835) FICHA IDENTIFICACIÓN Fecha recogida muestra de nabiza: 14/12/2003 Fecha recogida muestra de grelo: 10/05/2004 NOMBRE PRODUCTOR: Juan Manuel García LOCALIDAD: Arabexo MUNICIPIO: Val do Dubra PROVINCIA: A Coruña SUPERFICIE MEDIA PARCELA (m 2 ): 1300 VARIEDAD: Santiago Lugo Otros PROCEDENCIA SEMILLA: Reempleo Casa comercial (especificar): MES DE SIEMBRA DE LA MUESTRA RECOGIDA: 29 de Agosto MÉTODO DE SIEMBRA: A voleo En línea ABONADO DE FONDO: Estiércol Purín NPK Superfosfatos Otros (indicar): ABONADO DE COBERTURA: Nitrógeno Otros RIEGO: No Sí (indicar): Aspersión Otros OTROS TRATAMIENTOS: Herbicidas Plaguicidas Otros RECOLECCIÓN: A mano y/o cuchillos A máquina Material y Métodos - 103 - Tabla 29. Ficha de identificación del productor 6 de Santiago para la muestra de nabiza (104) y grelo (480) FICHA IDENTIFICACIÓN Fecha recogida muestra de nabiza: 14/12/2003 Fecha recogida muestra de grelo: 10/05/2004 NOMBRE PRODUCTOR: Estrella Viqueira LOCALIDAD: Alta de Trazo MUNICIPIO: Trazo PROVINCIA: A Coruña SUPERFICIE MEDIA PARCELA (m 2 ): 1200 VARIEDAD: Santiago Lugo Otros PROCEDENCIA SEMILLA: Reempleo Casa comercial (especificar): MES DE SIEMBRA DE LA MUESTRA RECOGIDA: 29 de Agosto MÉTODO DE SIEMBRA: A voleo En línea ABONADO DE FONDO: Estiércol Purín NPK Superfosfatos Otros (indicar): ABONADO DE COBERTURA: Nitrógeno Otros RIEGO: No Sí (indicar): Aspersión Otros OTROS TRATAMIENTOS: Herbicidas Plaguicidas Otros RECOLECCIÓN: A mano y/o cuchillos A máquina Material y Métodos - 104 - Tabla 30. Ficha de identificación del productor 7 de Santiago para la muestra de nabiza (745) y grelo (740) FICHA IDENTIFICACIÓN Fecha recogida muestra de nabiza: 11/01/2004 Fecha recogida muestra de grelo: 03/05/2004 NOMBRE PRODUCTOR: José María García García LOCALIDAD: Arabexo MUNICIPIO: Val do Dubra PROVINCIA: A Coruña SUPERFICIE MEDIA PARCELA (m 2 ): 3195 VARIEDAD: Santiago Lugo Otros PROCEDENCIA SEMILLA: Reempleo Casa comercial (especificar): MES DE SIEMBRA DE LA MUESTRA RECOGIDA: Septiembre MÉTODO DE SIEMBRA: A voleo En línea ABONADO DE FONDO: Estiércol Purín NPK Superfosfatos Otros (indicar): ABONADO DE COBERTURA: Nitrógeno Otros RIEGO: No Sí (indicar): Aspersión Otros OTROS TRATAMIENTOS: Herbicidas Plaguicidas: Insecticida contra la mosca blanca Otros RECOLECCIÓN: A mano y/o cuchillos A máquina Material y Métodos - 105 - Tabla 31. Ficha de identificación del productor 8 de Santiago para la muestra de nabiza (459) y grelo (910) FICHA IDENTIFICACIÓN Fecha recogida muestra de nabiza: 11/01/2004 Fecha recogida muestra de grelo: 03/05/2004 NOMBRE PRODUCTOR: Juan García Otero LOCALIDAD: Arabexo MUNICIPIO: Val do Dubra PROVINCIA: A Coruña SUPERFICIE MEDIA PARCELA (m 2 ): 2556 VARIEDAD GRELO: Santiago Lugo Otros PROCEDENCIA SEMILLA: Reempleo Casa comercial (especificar): MES DE SIEMBRA DE LA MUESTRA RECOGIDA: 29 de Agosto MÉTODO DE SIEMBRA: A voleo En línea ABONADO DE FONDO: Estiércol Purín NPK Superfosfatos Otros (indicar): ABONADO DE COBERTURA: Nitrógeno Otros RIEGO: No Sí (indicar): Aspersión Otros OTROS TRATAMIENTOS: Herbicidas Plaguicidas: Insecticida contra la mosca blanca Otros RECOLECCIÓN: A mano y/o cuchillos A máquina Material y Métodos - 106 - Tabla 32. Ficha de identificación del productor 9 de Santiago para la muestra de nabiza (260) y grelo (736) FICHA IDENTIFICACIÓN Fecha recogida muestra de nabiza: 11/01/2004 Fecha recogida muestra de grelo: 03/05/2004 NOMBRE PRODUCTOR: Dolores Bellón García LOCALIDAD: Arabexo MUNICIPIO: Val do Dubra PROVINCIA: A Coruña SUPERFICIE MEDIA PARCELA (m 2 ): 3000 VARIEDAD: Santiago Lugo Otros PROCEDENCIA SEMILLA: Reempleo Casa comercial (especificar): MES DE SIEMBRA DE LA MUESTRA RECOGIDA: Finales de Agosto MÉTODO DE SIEMBRA: A voleo En línea ABONADO DE FONDO: Estiércol Purín NPK Superfosfatos Otros (indicar): ABONADO DE COBERTURA: Nitrógeno Otros:Cal RIEGO: No Sí (indicar): Aspersión Otros OTROS TRATAMIENTOS: Herbicidas Plaguicidas Otros RECOLECCIÓN: A mano y/o cuchillos A máquina Material y Métodos - 113 - - términos cuantitativos - términos que describen el producto en si mismo, como olor a grelo - términos no pertinentes El responsable del panel, tiene que explicar porqué se consideran inadecuados dichos términos. Reducción del número de descriptores utilizando técnicas estadísticas Para reducir, en esta fase, el número de descriptores, éstos se clasifican por su media geométrica M, que es la raíz cuadrada del producto de la frecuencia, F, y de la intensidad relativa, I de cada descriptor. De este modo se tienen en cuenta tanto los descriptores poco mencionados pero que son importantes debido a la intensidad percibida, como los que son citados a menudo pero su intensidad es baja. A continuación, se realiza una segunda reducción mediante análisis multivariante. Esta reducción permite agrupar sinónimos o antónimos y eliminar descriptores de contribución muy pequeña. Finalmente, se proporciona una definición a cada descriptor, entendida por todos los jueces, y se deciden las escalas a utilizar Entrenamiento del panel con la ficha definitiva Para entrenar al panel correctamente, se usa la ficha generada sobre los productos para los que se va a establecer el perfil. Si es posible, se eligen productos de referencia para cada descriptor. La calidad del perfil sensorial dependerá de la calidad del panel, por lo que es importante que los jueces estén correctamente entrenados, siendo necesario que éstos sigan regularmente las sesiones de entrenamiento. Se considera que el entrenamiento es satisfactorio si cada juez repite convenientemente los datos generados para cada producto. Material y Métodos - 114 - Control de la eficacia del grupo de catadores Periódicamente es necesario realizar el control de la eficacia del grupo de catadores para lo cual se presentan muestras repetidas a los catadores que son evaluadas utilizando la ficha descrita. Con los datos obtenidos de la evaluación de estas muestras sobre la ficha de cata se realiza el tratamiento estadístico para estudiar la reproducibilidad y repetibilidad de cada catador. 3.3. ANÁLISIS FÍSICO-QUÍMICO 3.3.1. Determinación de pH Referencia: Método 981.12 AOAC (2005). Principio Para la determinación del pH se realiza la medida del potencial eléctrico creado en la membrana del electrodo de vidrio, que es función de la actividad de los iones hidrógeno a ambos lados de la membrana, usando un medidor automático de pH calibrado con patrones primarios de pH. Material y aparatos • •• • Agitador termomagnético, Velp Scientifica. • •• • Balanza electrónica de precisión, Scaltec modelo SBA 31. • •• • Electrodo de pH, Crison modelo 52-02. • •• • Material de vidrio de uso en laboratorio. • •• • Medidor automático de pH, Crison modelo GLP 21. • •• • Picadora, Moulinex Luxe modelo D56. Material y Métodos - 115 - Reactivos • •• • Disolución tampón pH 7.00 a 25 ºC, Crison Cód. 23-111-02. • •• • Disolución tampón pH 4.01 a 25 ºC, Crison Cód. 23-112-02. Procedimiento Previamente se calibra el medidor de pH con dos soluciones tampón de pH 7.00 y pH 4.01. A continuación, se pesan aproximadamente 5 g de muestra, previamente picada, en un vaso de precipitados y se mezclan con 25 mL de agua destilada hasta obtener una disolución uniforme. Posteriormente, se sumergen los electrodos del medidor de pH en la misma y se realiza la lectura. 3.3.2. Determinación de acidez titulable Referencias: Método 942.15 AOAC (2005). Principio Se determina mediante valoración potenciométrica de la muestra con NaOH hasta pH 8.1, expresándose el resultado en porcentaje de ácido málico. Material y aparatos • •• • Agitador termomagnético, Velp Scientifica. • •• • Balanza electrónica de precisión, Scaltec modelo SBA 31. • •• • Bureta de 10 mL, Pyrex. • •• • Electrodo de pH, Crison modelo 52-02. • •• • Material de vidrio de uso en laboratorio. • •• • Medidor automático de pH, Crison modelo GLP 21. Material y Métodos - 116 - Reactivos • •• • Agua Milli-Q, obtenida de un sistema purificador de agua Millipore Milli-Q plus. • •• • Hidróxido de sodio, Panreac Cód. 141687.1214. • •• • Solución de hidróxido de sodio 0.1 N. Procedimiento Se pesan aproximadamente 5 g de muestra, previamente picada, en un vaso de precipitados y se mezclan con unos 25 mL de agua destilada hasta obtener una disolución uniforme. Se determina el pH de esta solución y, posteriormente, se titula con hidróxido de sodio 0.1 N, hasta llegar a pH 8.1. Cálculos N*V*F Acidez total (% ácido málico)= * 100 P Siendo: N: normalidad del NaOH. V: mL de NaOH consumidos en la valoración. F: factor de conversión del ácido málico 0670 1000 .=      Pe P: peso en g de la muestra. Material y Métodos - 117 - 3.3.3. Determinación de la humedad Referencia: Método 930.15 AOAC (2005). Principio La técnica empleada es la liofilización, que consiste en la eliminación del agua tras su congelación y posterior sublimación del hielo formado. Material y aparatos • •• • Balanza analítica, Adam Equipment modelo ADP 3100/L. • •• • Equipo de liofilización, Labconco modelo 77535/01 con bomba de vacío RVS, Bo Edwards. • •• • Recipientes de plástico. Procedimiento Una vez homogeneizada la muestra, se introduce en recipientes de plástico previamente tarados (P 1 ), se pesan con la muestra (P 2 ) y se realiza a continuación el proceso de liofilización. Una vez finalizado el mismo, se pesan de nuevo los recipientes conteniendo la muestra liofilizada (P 3 ). Por diferencia de peso, antes y después de la liofilización, se determina el porcentaje de agua. Cálculos P 2 – P 3 % Humedad = * 100 P 2 – P 1 Material y Métodos - 118 - Siendo: P 1 = peso en g del recipiente vacío. P 2 = peso en g del recipiente con la muestra fresca. P 3 = peso en g del recipiente con la muestra liofilizada. 3.3.4. Determinación de los parámetros de color CIE L*a*b* Referencia: Artigas y col. (1985). Principio Se mide el color directamente sobre la muestra, con un espectrofotómetro de reflexión, que realiza medidas de reflectancia espectral entre 400 y 770 nm (iluminante D 65 , observador 10º), en intervalos de 20 nm, proporcionando datos colorimétricos en diversos espacios de color. Aparatos • •• • Espectrofotómetro de reflexión, X-RITE 948/698 (Color measurement Instruments). Procedimiento Previamente a la realización de las medidas, se calibra el espectrofotómetro con un blanco de referencia para lo cual se emplea una placa estándar de cerámica que presenta valores de 94.69 para L*, -1.19 para a* y 1.42 para b*. Posteriormente, se realizan las medidas en el espacio de color CIE L*a*b* , por el haz y por el envés de la hoja. Material y Métodos - 119 - Cálculos Con las medidas realizadas se obtienen los parámetros L* o luminosidad, a* y b*. A partir de las coordenadas a* y b* del espacio de color CIE L*a*b* , se pueden calcular otras magnitudes psicofísicas como la cromaticidad (C*) y el tono (Hº): C*= ( ) ( ) 22 ** ba + Hº= arctan ) * * ( a b Valores altos de cromaticidad (C*) indican una alta saturación y valores bajos indican una baja saturación. Los valores del tono (Hº) se corresponden con términos como rojo, verde, amarillo, etc. 3.3.5. Determinación de la actividad de agua Referencia: Método 978.18 AOAC (2005). Principio La medida de la actividad de agua (a w ) se define como la relación entre la presión de vapor del agua en un producto y la presión de vapor del agua pura, a la misma temperatura. Se realiza la medida del agua disponible mediante un medidor automático. Material y aparatos • •• • Cubetas de plástico de 4 cm de diámetro. • •• • Picadora, Moulinex Luxe modelo D56. • •• • Sistema medidor de a w , Aqua Lab. CX-2 (Decagen decives, Inc). Material y Métodos - 120 - Procedimiento En primer lugar, se estabiliza el medidor encendiéndolo 15-30 minutos antes de su uso. Posteriormente, se introduce la muestra homogeneizada en la cubeta de plástico con ayuda de una espátula hasta lograr una capa uniforme que cubra el fondo, sin sobrepasar la mitad de su altura. La cubeta con la muestra se introduce en la cámara de medida y se espera a que el equipo proporcione los valores de a w y temperatura. 3.3.6. Determinación de vitamina C y ácidos orgánicos Referenicia: Vázquez y col. (1994). Principio Determinación de la concentración de vitamina C y ácidos orgánicos mediante cromatografía líquida de alta resolución (HPLC) en fase reversa con detector de Diodo - Array. Materiales y aparatos • Balanza electrónica de precisión, Scaltec modelo SBA 31. • Columna C 18 , Spherisorb ODS2, Waters, con dimensiones de 250 mm x 4.60 mm, empacada con partículas de 5 µm. • Precolumna C 18 , Spherisorb ODS2, Waters, con dimensiones de 10 mm x 4.60 mm, empacada con partículas de 5 µm. • Cromatógrafo líquido de alta resolución, que consta de: ⇒ Bomba para HPLC, Jasco modelo PU-1580. ⇒ Detector UV/VIS (diodo array), Jasco modelo MD-1515. ⇒ Horno de columna, Jetstream Plus serie 90305-2. Material y Métodos - 121 - ⇒ Inyector manual Rheodyne con bucle de inyección de 20 µm ⇒ Software Borwin Chromatography, Jasco versión 1.50. ⇒ Software Borwin PDA, Jasco versión 1.50. ⇒ Software HSS-2000 control Server, Jasco versión 1.50. ⇒ Unidad de gradiente ternario (mezclador), Jasco modelo LG- 2080-02. ⇒ Unidad LC-Net II/ADC, Jasco. • Filtros de jeringa de nylon de 0.2 µm, Waters. • Jeringa de 50 µL, SGE. • Material de vidrio de uso en laboratorio. • Papel filtro, Albet 135. • •• • Picadora, Moulinex Luxe modelo D56. Reactivos • Agua Mili-Q, obtenida mediante un sistema purificador de agua Millipore Milli-Q plus. • Ácido L-(+)-ascórbico 99%, Acros Cód. 401471000. • Ácido L-málico, Acros Cód. 155059-0250. • Ácido cítrico anhidro, Panreac Cód. 131808. • Ácido oxálico, Panreac Cód. 131041.1210. • Ácido sulfúrico 96%, Panreac Cód. 131058. • Ácido metafosfórico, Merk Cód. 1.00546.05000. • Solución de ácido metafosfórico al 4.5%. Material y Métodos - 122 - Condiciones de trabajo • Fase móvil: H 2 O-MilliQ llevada a pH 2.2 con ácido sulfúrico. • Flujo: 0.4 mL/min. • Modo: Isocrático • Longitud de onda de detección: ⇒ Ácido ascórbico: 245 nm. ⇒ Ácido málico, cítrico y ácido oxálico: 215 nm. • Temperatura del horno de columna: 25 ºC. Preparación de los patrones Se prepara una solución madre de concentración conocida para cada uno de los ácidos orgánicos y vitamina C en ácido metafosfórico (4.5%) la cual se protege de la luz y se mantiene a 4 ºC. A partir de la misma, se toman los volúmenes necesarios para establecer una escala de soluciones patrón, de tal forma que la concentración de ácidos orgánicos y vitamina C presentes en la muestra queden dentro del rango establecido. Preparación de la muestra Se pesan aproximadamente 20 g de grelos, previamente picados y homogenizados, en un vaso de precipitados de 200 mL. Se adicionan 60 mL de ácido metafosfórico al 4.5% (p/v). El vaso de precipitados se cubre con papel de aluminio y se mantiene en agitación mecánica durante 15 minutos, a continuación la muestra es filtrada a través de un filtro Albet 135, y el filtrado se lleva a un volumen final de 100 mL con la misma solución de ácido metafosfórico al 4.5% (p/v). Una alícuota del filtrado se pasa a través de un filtro de jeringa Waters de 0.2 µm inyectándose 20 µL en el HPLC. En las Material y Métodos - 129 - • Papel filtro, Albet 135. • Vortex, Velp Scientifica. Reactivos • Acetona, grado analítico, Scharlau Cód. AC0311. • Ácido tánico purísimo, Riedel-deHaen Cód. 16201. • Agua Milli-Q, obtenida de un sistema purificador de agua, Millipore MilliQ plus. • Carbonato de sodio anhidro, Panreac Cód. 131648.1210. • Reactivo Folin-Ciocalteu´s phenol 2 N, Sigma Cód. F9252. • Solución de acetona al 70%. • Solución de carbonato de sodio 75 g/L. • Solución del Reactivo Folin-Ciocalteu´s phenol 2 N 1/10, se diluye en agua Milli-Q. • Solución patrón de ácido tánico, se diluye en agua Milli-Q. Preparación de patrones Se prepara una solución madre de ácido tánico (usada como patrón) de concentración conocida. A partir de la misma, se toman los volúmenes necesarios para establecer una escala, de tal forma que las concentraciones equivalentes de ácido tánico en las muestras se encuentren en el rango de la escala establecida. Se toman 2 mL de cada concentración, se tratan como una muestra y, posteriormente, se analizan espectrofotométricamente. Las lecturas de absorbancia obtenidas se expresan frente a las concentraciones respectivas, para obtener una recta de calibración. Material y Métodos - 130 - Procedimiento Para la extracción de los fenoles totales se pesan aproximadamente 0.03 g de muestra liofilizada, finamente molida, y se le añaden 20 mL de acetona al 70% conservada a 4 ºC. Se mezcla en el Vortex y se deja en reposo a 4 ºC durante toda la noche. La solución obtenida se filtra a través de papel Abet 135. Del filtrado anterior, se toman 2 mL y se le adicionan 10 mL de una solución 1/10 de Reactivo Folin-Ciocalteu’s 2 N. Se mezcla cuidadosamente en el Vortex, se deja en reposo durante 3 minutos y, a continuación, se agregan 8 mL de una solución de carbonato de sodio (75 g/L). Nuevamente, se mezcla en Vortex y se lleva a incubar a 25 ºC durante 90 minutos. Finalizado ese tiempo las muestras exhibirán un color azul, cuya absorbancia se mide a 760 nm. Cada lectura se realiza por triplicado. Resultados y Discusión - 133 - 4.1. VALIDACIÓN DE MÉTODOS FÍSICO-QUÍMICOS Para la determinación de la vitamina C y los ácidos orgánicos en las muestras de nabiza y grelo, fue necesario poner a punto la técnica de extracción y detección mediante HPLC y, posteriormente, validar el método. En lo que se refiere a la determinación de fenoles totales, se realizó la recta de calibración correspondiente y se calculó la precisión. 4.1.1. Vitamina C y ácidos orgánicos Puesta a punto del método analítico En el desarrollo del método, el primer paso fue separar e identificar los ácidos orgánicos conjuntamente con la vitamina C, obteniéndose la separación de los ácidos cítrico, málico, oxálico y vitamina C. La identificación de los mismos se realiza por comparación de los tiempos de retención de los picos correspondientes con los obtenidos al analizar los patrones. a) Condiciones cromatográficas El análisis se lleva a cabo en condiciones isocráticas utilizando como fase móvil agua Milli-Q acidificada con ácido sulfúrico al 96% hasta un pH de 2.2 y a una velocidad de flujo de 0.4 mL/min. Esta fase móvil se prepara diariamente y se pasa a través de un filtro de membrana de 0.45 µm de tamaño de poro. El volumen de inyección es de 20 µL. Todos los patrones y las muestras se inyectan por triplicado. La columna utilizada es una C 18 termostatizada a 25 ºC. La longitud de onda óptima para la detección de los ácidos orgánicos es de 215 nm y de 245 nm para la vitamina C en las condiciones del ensayo. El análisis cromatográfico se lleva a cabo en 20 minutos (Figura 24 y 25). Resultados y Discusión - 134 - Figura 24. Cromatograma del una muestra de Brassica rapa L. a 245 nm. Figura 25. Cromatograma de una muestra de Brassica rapa L. a 215 nm. (1) (2) (3) (1) Ácido oxálixo (2) Ácido málico (3) Vitamina C (4) Ácido cítrico (4) (1) (1) Vitamina C Resultados y Discusión - 135 - b) Influencia del tipo de columna Se probaron dos columnas en fase reversa: una columna Phenomenex Luna C 18 (5 µm, 250 mm x 4.60 mm) y una columna Spherisorb ODS (5 µm, 250 mm x 4.6 mm). Con la columna Phenomenex Luna C 18 (5 µm, 250 mm x 4.60 mm) se producían solapamientos entre los ácidos orgánicos, por lo que se seleccionó la columna Spherisorb ODS (5 µm, 250 mm x 4.6 mm) para llevar a cabo el desarrollo del método propuesto para la determinación de los ácidos orgánicos y vitamina C conjuntamente. c) Influencia de la temperatura de la columna Para conocer el efecto que ejercía la temperatura en la retención de los ácidos, se termostatizó la columna a diferentes temperaturas. Como era previsible los tiempos de retención disminuían a medida que la temperatura aumentaba, lo que implica una reducción en el tiempo de análisis. Sin embargo, si esta temperatura era elevada la resolución empeoraba. Los mejores resultados se obtuvieron con la columna a una temperatura de 25 ºC. d) Influencia de la fase móvil En la bibliografía consultada, se utilizan principalmente dos fases móviles para la determinación por HPLC de los ácidos orgánicos y vitamina C en alimentos: -Agua acidificada con ácido sulfúrico (Vázquez y col., 1994). -Agua acidificada con ácido meta-fosfórico (de la Cruz y col., 1999; Suárez-Luque y col., 2001; Jagdish y col., 2007). El ácido sulfúrico es más estable y económico que el ácido metafosfórico y además el ácido meta-fosfórico presenta un frente de solvente que interfiere en la determinación de los ácidos orgánicos con tiempos de retención cortos, principalmente con el ácido oxálico. Por estas razones se eligió agua acidificada con ácido sulfúrico como fase móvil. Resultados y Discusión - 136 - Para determinar la influencia del pH, se ensayaron diferentes valores comprendidos entre 2.2 y 3.0 usando como fase móvil agua Milli-Q acidificada con ácido sulfúrico. Los mejores resultados se obtuvieron con un pH de 2.2. Hay que destacar la importancia de este valor de pH ya que con una columna C 18 no es recomendable trabajar a pH inferior a 2.0 porque se deteriora su relleno al perderse las cadenas C 18 unidas a la sílice. Por el contrario, a valores elevados de pH, disminuyen los tiempos de retención y, por tanto, la resolución, apareciendo solapamientos entre los distintos ácidos (Mato, 2004). Otro factor que influye en la separación es la velocidad de flujo pues al aumentar éste, los tiempos de retención disminuyen. Se ensayaron velocidades de flujo de la fase móvil entre 0.2 y 1.0 mL/min, obteniéndose los mejores resultados a 0.4 mL/min. e) Extracción del ácido ascórbico Inicialmente se probó a extraer el ácido ascórbico (AA) de las muestras de nabiza y grelo con agua desionizada (Gökmen y col., 2000; Shu-Yao y col., 2009). Los resultados obtenidos estaban por debajo de los encontrados al realizar la extracción con ácido metafosfórico. Asimismo, se observó que a lo largo de unos cuantos minutos de almacenamiento (sin luz y en refligeración) de los patrones de AA y de las muestras, se producía una reducción del contenido de AA, lo cual indicaba que el agua desionizada no era el solvente de extracción ni el estabilizante más adecuado. Una vez seleccionado el ácido metafosfórico como solvente de extracción (Vázquez y col., 1994), se analizó el tiempo necesario para la extracción, para lo cual se probaron 10, 15 y 20 minutos. Se encontró que a los 10 minutos no había una extracción completa y a los 20 minutos se degradaba la vitamina C, por lo tanto, se seleccionó el tiempo de 15 minutos para la Resultados y Discusión - 137 - extracción de los ácidos orgánicos y de la vitamina C en muestras de Brassica rapa L. Una vez ya seleccionado el tiempo de extracción de los ácidos orgánicos y de la vitamina C, se observó que la concentración de vitamina se mantenía estable durante 24 horas (sin luz y en refrigeración) y para los ácidos orgánicos durante 5 días en las mismas condiciones (sin luz y en refrigeración). Además, y tal como se indica a continuación, los porcentajes de recuperación obtenidos en estas condiciones son excelentes. Parámetros de validación del método analítico a) Linealidad Es la relación entre la concentración de analito y la respuesta del método, relación que se denomina comúnmente, recta de calibrado. La cuantificación de los ácidos orgánicos y la vitamina C se ha llevado a cabo mediante un método de calibración externa. Estas rectas de calibrado se han construido con concentraciones crecientes de cada patrón, inyectándose cada uno por triplicado. Las rectas de calibrado para cada ácido orgánico y para la vitamina C se han obtenido representando las áreas de los picos frente a las concentraciones y aplicando el método de mínimos cuadrados. Las rectas de calibrado se expresan como líneas de regresión del tipo (y = ax + b), donde y, representa el área del pico mientras que x, representa la concentración del ácido orgánico y/o de la vitamina C (mg/100 g). En la Tabla 33 se recogen los parámetros (a y b) y los coeficientes de regresión (r 2 ) de las rectas obtenidas. Resultados y Discusión - 138 - Tabla 33. Parámetros y coeficientes de regresión (r 2 ) de las rectas de calibrado del método propuesto de HPLC para la determinación de los ácidos orgánicos y vitamina C en Brassica rapa L. Ácidos orgánicos y vitamina C a b r 2 Ácido ascórbico 22734.92 123922721.28 0.9995 Ácido cítrico 6515.10 2527592.50 0.9991 Ácido málico 208.25 1482480.62 0.9975 Ácido oxálico 6314.68 12199530.60 0.9996 Ácido ascórbico: La concentración del ácido ascórbico (mg/100 g de materia fresca) en las muestras se determina a partir de la recta de calibrado (r 2 = 0.9995) obtenida de seis alícuotas de 1.0, 2.5, 6.0, 11.0, 15.0 y 20.0 mL de una solución madre (0.22 mg/mL) enrasada a 25 mL con ácido metafosfórico al 4.5% (p/v), el séptimo punto corresponde a la solución madre (Figura 26). Figura 26. Recta de calibración del ácido ascórbico r 2 = 0.9995 0 5000000 10000000 15000000 20000000 25000000 30000000 0.00 0.05 0.10 0.15 0.20 0.25 mg de ácido ascórbico/mL Área Resultados y Discusión - 139 - Ácido cítrico: La recta obtenida para el ácido cítrico, utilizando cuatro alícuotas de 1.5, 5.5, 12.5 y 20.0 mL de una solución madre de 0.4 mg/mL enrasada a 25 mL con ácido metafosfórico al 4.5% (p/v) y la solución madre, presenta un r 2 = 0.9991 (Figura 27). Figura 27. Recta de calibración del ácido cítrico Ácido málico: La recta obtenida para el ácido málico, utilizando cuatro alícuotas de 1.25, 5.75, 11.0 y 17.0 mL de una solución madre (0.81 mg/mL) enrasada a 25 mL con ácido metafosfórico y la solución madre, presenta un r 2 = 0.9975 (Figura 28). r 2 = 0.9991 0 200000 400000 600000 800000 1000000 1200000 0.00 0.10 0.20 0.30 0.40 0.50 mg de ácido cítrico/mL Área Resultados y Discusión - 140 - Figura 28. Recta de calibración del ácido málico Ácido oxálico: La recta obtenida para el ácido oxálico con cinco alícuotas de 2.0, 9.0, 12.5, 16.5 y 21.0 mL de una solución madre de 0.06 mg/mL enrasada a 25 mL con ácido metafosfórico y la solución madre, presenta un r 2 = 0.9996 (Figura 29). Figura 29. Recta de calibración del ácido oxálico r 2 = 0.9975 0 200000 400000 600000 800000 1000000 1200000 1400000 0.00 0.20 0.40 0.60 0.80 1.00 mg de ácido málico/mL Área r2 = 0.9996 0 100000 200000 300000 400000 500000 600000 700000 800000 0.00 0.01 0.02 0.03 0.04 0.05 0.06 0.07 mg de ácido oxálico/mL Área Resultados y Discusión - 243 - Tabla 123. Resultados de los descriptores sensoriales (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 10 (Lugo) variables Nabiza (743) Grelo (305) color de la hoja 5.1±1.3 6.5±1.3 brillo 5.2±1.2 5.0±1.5 intensidad del olor 6.2±0.9 5.5±1.8 firmeza del tallo 5.8±2.9 8.7±0.9 firmeza de la hoja 4.6±1.8 5.8±1.9 resistencia al corte del tallo 6.7±1.3 3.8±2.1 humedad en boca 6.1±1.8 6.8±1.8 fibrosidad en boca 7.4±1.2 5.1±1.8 aspereza en boca 5.8±1.7 4.9±1.8 adhesión al paladar 4.0±1.4 3.7±1.7 sabor amargo 5.2±1.4 6.1±1.9 sabor ácido 3.2±1.7 2.9±2.3 sabor dulce 2.5±1.6 2.4±1.8 sabor salado 3.0±1.8 3.3±2.3 duración del regusto 7.0±2.1 6.3±1.9 Tabla 124. Resultados de los descriptores sensoriales (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 11 (Lugo) variables Nabiza (159) Grelo (401) color de la hoja 6.2±1.7 5.8±1.2 brillo 5.6±1.6 5.8±1.3 intensidad del olor 4.7±1.7 6.4±1.1 firmeza del tallo 6.6±2.3 9.1±0.8 firmeza de la hoja 5.6±0.9 7.0±1.5 resistencia al corte del tallo 5.9±2.0 4.9±2.8 humedad en boca 7.4±1.8 7.4±1.5 fibrosidad en boca 5.9±1.7 5.5±2.3 aspereza en boca 4.5±2.0 4.3±2.0 adhesión al paladar 4.4±2.1 3.1±1.9 sabor amargo 5.2±1.6 5.5±2.0 sabor ácido 3.1±1.9 2.2±1.2 sabor dulce 2.5±1.9 2.1±1.3 sabor salado 3.3±2.0 2.6±1.6 duración del regusto 5.8±1.9 6.1±2.1 Resultados y Discusión - 244 - Tabla 125. Resultados de los descriptores sensoriales (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 12 (Lugo) variables Nabiza (524) Grelo (202) color de la hoja 6.8±1.5 5.8±1.1 brillo 5.7±0.6 5.5±1.5 intensidad del olor 5.3±0.7 5.6±1.4 firmeza del tallo 5.3±2.4 8.2±1.1 firmeza de la hoja 4.1±1.9 6.0±1.8 resistencia al corte del tallo 5.7±2.1 5.1±2.3 humedad en boca 6.5±1.9 7.3±1.0 fibrosidad en boca 5.7±1.7 5.4±2.1 aspereza en boca 4.5±2.1 5.2±1.7 adhesión al paladar 4.2±1.7 3.9±2.1 sabor amargo 5.8±0.9 5.8±1.6 sabor ácido 3.0±1.3 3.0±2.0 sabor dulce 2.6±1.9 2.1±1.4 sabor salado 3.0±1.8 2.8±1.7 duración del regusto 6.3±1.6 6.3±2.4 Tabla 126. Resultados de los descriptores sensoriales (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 13 (Lugo) variables Nabiza (172) Grelo (532) color de la hoja 6.2±0.8 5.0±1.2 brillo 5.5±1.3 4.9±1.7 intensidad del olor 5.4±1.4 5.4±1.2 firmeza del tallo 8.0±1.2 8.1±1.3 firmeza de la hoja 7.0±1.0 6.1±2.4 resistencia al corte del tallo 4.1±1.8 4.2±1.6 humedad en boca 7.4±1.6 7.3±1.2 fibrosidad en boca 4.8±2.2 5.3±1.4 aspereza en boca 3.9±1.9 4.8±1.5 adhesión al paladar 4.1±1.7 4.0±1.5 sabor amargo 6.1±2.1 6.1±1.9 sabor ácido 3.4±2.4 3.6±2.3 sabor dulce 2.2±1.7 2.2±2.0 sabor salado 3.6±2.5 3.2±2.4 duración del regusto 7.2±1.8 5.7±1.5 Resultados y Discusión - 245 - Tabla 127. Resultados de los descriptores sensoriales (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 1 (Santiago) variables Nabiza (203) Grelo (153) color de la hoja 7.1±1.0 6.9±1.0 brillo 5.7±1.4 4.9±1.8 intensidad del olor 6.2±0.9 5.7±1.3 firmeza del tallo 6.3±2.6 7.1±1.3 firmeza de la hoja 4.9±1.9 4.6±2.2 resistencia al corte del tallo 6.6±1.5 4.6±1.9 humedad en boca 7.4±1.0 7.1±0.5 fibrosidad en boca 6.0±1.3 5.5±1.7 aspereza en boca 4.3±1.7 4.8±1.7 adhesión al paladar 3.9±1.7 4.2±1.9 sabor amargo 7.0±1.4 6.7±1.0 sabor ácido 3.5±1.4 3.0±2.1 sabor dulce 2.0±1.3 2.1±2.2 sabor salado 3.3±2.1 3.6±2.4 duración del regusto 7.1±1.3 6.7±1.7 Tabla 128. Resultados de los descriptores sensoriales (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 2 (Santiago) variables Nabiza (625) Grelo (331) color de la hoja 6.4±1.1 5.1±1.6 brillo 6.2±0.9 5.2±1.8 intensidad del olor 6.3±1.4 5.5±1.2 firmeza del tallo 5.6±2.0 6.5±2.5 firmeza de la hoja 5.1±1.5 5.1±1.9 resistencia al corte del tallo 6.9±1.4 5.9±2.3 humedad en boca 7.6±0.9 6.7±1.8 fibrosidad en boca 6.0±1.3 5.8±2.1 aspereza en boca 4.1±1.7 4.4±2.2 adhesión al paladar 3.9±1.4 3.5±1.6 sabor amargo 6.8±1.1 5.8±1.5 sabor ácido 3.0±1.6 3.3±2.8 sabor dulce 2.1±1.3 2.2±2.2 sabor salado 3.7±2.2 3.5±2.7 duración del regusto 6.3±1.6 6.9±2.3 Resultados y Discusión - 246 - Tabla 129. Resultados de los descriptores sensoriales (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 3 (Santiago) variables Nabiza (897) Grelo (648) color de la hoja 6.7±1.5 6.1±0.8 brillo 6.0±1.0 4.9±1.7 intensidad del olor 6.3±1.4 6.3±1.1 firmeza del tallo 6.2±2.5 5.8±2.1 firmeza de la hoja 3.9±2.0 4.0±2.9 resistencia al corte del tallo 6.6±1.9 5.7±2.1 humedad en boca 7.7±1.4 7.1±1.3 fibrosidad en boca 6.2±1.4 6.3±1.1 aspereza en boca 4.2±1.4 6.2±1.5 adhesión al paladar 3.4±1.3 3.9±1.8 sabor amargo 6.2±1.3 7.0±1.3 sabor ácido 3.0±1.7 3.1±2.3 sabor dulce 2.0±1.3 1.9±2.0 sabor salado 3.4±2.0 3.5±2.3 duración del regusto 6.3±1.9 7.2±2.1 Tabla 130. Resultados de los descriptores sensoriales (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 4 (Santiago) variables Nabiza (600) Grelo (952) color de la hoja 7.0±1.2 5.1±2.7 brillo 6.1±1.2 4.9±1.7 intensidad del olor 5.8±1.4 5.8±1.5 firmeza del tallo 8.4±0.6 6.3±1.6 firmeza de la hoja 4.8±2.4 3.7±1.7 resistencia al corte del tallo 4.8±2.6 5.1±1.4 humedad en boca 8.1±1.3 7.3±1.3 fibrosidad en boca 5.3±2.2 6.5±1.5 aspereza en boca 3.8±1.0 4.6±1.9 adhesión al paladar 3.6±0.7 4.2±1.9 sabor amargo 6.3±1.5 7.8±0.9 sabor ácido 3.6±1.8 3.1±2.0 sabor dulce 2.2±1.5 1.3±0.6 sabor salado 3.7±2.0 2.3±1.6 duración del regusto 6.3±1.9 7.6±1.7 Resultados y Discusión - 247 - Tabla 131. Resultados de los descriptores sensoriales (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 5 (Santiago) variables Nabiza (430) Grelo (835) color de la hoja 7.0±0.9 4.6±1.6 brillo 5.9±0.9 4.7±1.7 intensidad del olor 6.3±1.4 5.1±1.9 firmeza del tallo 8.3±0.9 6.8±1.7 firmeza de la hoja 5.3±2.7 3.4±2.0 resistencia al corte del tallo 5.9±2.3 5.9±1.7 humedad en boca 7.9±0.9 7.0±1.4 fibrosidad en boca 6.3±1.4 6.0±1.6 aspereza en boca 3.9±1.5 5.2±1.6 adhesión al paladar 3.3±1.4 4.0±2.1 sabor amargo 7.1±1.2 6.1±2.1 sabor ácido 3.9±1.7 2.3±1.3 sabor dulce 2.0±1.6 1.3±0.7 sabor salado 3.8±2.0 1.9±1.7 duración del regusto 6.7±1.6 6.0±2.5 Tabla 132. Resultados de los descriptores sensoriales (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 6 (Santiago) variables Nabiza (104) Grelo (480) color de la hoja 7.4±1.4 5.7±2.4 brillo 6.0±1.5 5.8±1.8 intensidad del olor 6.1±1.6 5.3±2.3 firmeza del tallo 6.9±1.5 6.7±2.7 firmeza de la hoja 4.7±1.8 4.9±3.2 resistencia al corte del tallo 5.7±2.3 5.6±1.9 humedad en boca 7.6±0.9 7.3±1.4 fibrosidad en boca 5.7±1.8 5.0±2.2 aspereza en boca 4.1±1.6 3.5±1.9 adhesión al paladar 3.6±1.0 3.7±1.7 sabor amargo 6.7±1.4 6.1±2.2 sabor ácido 3.6±1.6 2.5±1.8 sabor dulce 2.2±1.6 1.6±0.9 sabor salado 3.4±1.9 2.1±1.4 duración del regusto 6.5±1.8 6.2±1.9 Resultados y Discusión - 248 - Tabla 133. Resultados de los descriptores sensoriales (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 7 (Santiago) variables Nabiza (745) Grelo (740) color de la hoja 6.6±1.1 5.9±1.4 brillo 5.5±1.4 5.1±1.5 intensidad del olor 5.6±1.5 5.3±1.3 firmeza del tallo 6.1±2.7 6.2±2.6 firmeza de la hoja 4.5±2.2 5.5±2.3 resistencia al corte del tallo 6.4±2.1 4.9±2.0 humedad en boca 7.4±1.8 6.7±1.8 fibrosidad en boca 5.1±1.9 5.7±1.8 aspereza en boca 4.9±1.7 4.6±1.7 adhesión al paladar 4.2±1.7 3.4±1.6 sabor amargo 5.5±2.0 5.3±1.8 sabor ácido 2.8±1.5 3.4±2.3 sabor dulce 1.4±1.4 1.8±1.2 sabor salado 2.6±2.0 3.1±1.9 duración del regusto 6.5±1.8 7.1±1.4 Tabla 134. Resultados de los descriptores sensoriales (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 8 (Santiago) variables Nabiza (459) Grelo (910) color de la hoja 6.5±1.4 6.1±1.6 brillo 5.5±1.3 5.2±1.4 intensidad del olor 5.4±1.2 5.3±1.9 firmeza del tallo 6.0±2.1 7.8±1.1 firmeza de la hoja 4.7±2.7 5.5±1.9 resistencia al corte del tallo 6.0±2.5 5.3±2.3 humedad en boca 7.6±1.3 6.9±1.7 fibrosidad en boca 5.7±2.1 5.4±2.1 aspereza en boca 4.8±1.6 3.8±2.0 adhesión al paladar 4.3±1.7 3.7±1.8 sabor amargo 5.9±1.4 6.0±2.2 sabor ácido 3.3±2.3 3.1±2.1 sabor dulce 1.7±1.3 2.1±2.0 sabor salado 3.0±2.0 3.1±2.0 duración del regusto 6.5±1.7 7.1±1.5 Resultados y Discusión - 249 - Tabla 135. Resultados de los descriptores sensoriales (media ± desviación estándar) de nabiza y grelo del productor 9 (Santiago) variables Nabiza (260) Grelo (736) color de la hoja 7.7±1.0 6.0±1.3 brillo 5.6±1.5 5.6±1.4 intensidad del olor 5.6±1.3 5.5±1.6 firmeza del tallo 5.4±2.9 6.4±2.5 firmeza de la hoja 4.6±3.0 4.0±1.8 resistencia al corte del tallo 5.3±2.5 5.3±2.5 humedad en boca 7.5±1.5 6.6±1.9 fibrosidad en boca 5.4±2.2 5.7±2.1 aspereza en boca 4.9±2.2 4.6±1.8 adhesión al paladar 3.7±1.4 3.8±1.9 sabor amargo 5.5±1.8 5.8±1.5 sabor ácido 2.9±1.9 3.5±2.3 sabor dulce 1.4±1.04 1.9±1.6 sabor salado 2.7±1.7 3.6±2.2 duración del regusto 5.9±1.3 7.1±1.5 Además de los descriptores citados en la ficha de cata, existen dos descriptores que no se cuantifican, éstos son, presencia/ausencia de olores extraños y defectos/observaciones. En cuanto a la presencia/ausencia de olores extraños, los catadores coinciden en la ausencia de olores distintos a los propios de la nabiza y del grelo. En cuanto a los defectos/observaciones, los jueces incluyen comentarios puntuales tales como la presencia de flores propias del grelo, de hojas punteadas, de un tallo más grueso que la media, etc. Con los datos obtenidos, se aplicó el tratamiento estadístico ANOVA (análisis de la varianza) de 2 factores, siendo éstos la zona de producción (Lugo y Santiago) y el estado de la planta (nabiza y grelo) con interacción. Los resultados se recogen en la Tabla 136. Resultados y Discusión - 250 - Tabla 136. ANOVA de dos factores, zona de producción (Z) y estado de la planta (E) con interacción, realizado con los datos sensoriales obtenidos en las muestras cocinadas Zona (Z) Estado (E) Z*E variables F Sig F Sig F Sig color de la hoja 0.355 0.551 39.684 0.000 3.933 0.048 brillo 1.819 0.178 0.001 0.973 0.308 0.579 intensidad del olor 0.954 0.329 1.361 0.244 3.306 0.070 firmeza del tallo 22.954 0.000 7.639 0.006 3.441 0.064 firmeza de la hoja 17.257 0.000 4.098 0.044 6.260 0.013 resistencia al corte del tallo 21.004 0.000 18.526 0.000 0.247 0.619 humedad en boca 0.019 0.891 4.403 0.037 6.085 0.014 fibrosidad en boca 0.185 0.668 3.040 0.082 2.278 0.132 aspereza en boca 2.299 0.130 0.083 0.774 0.801 0.371 adhesión al paladar 0.001 0.973 1.849 0.175 2.013 0.157 sabor amargo 5.239 0.023 0.861 0.354 3.314 0.069 sabor ácido 0.013 0.909 0.000 0.999 0.500 0.480 sabor dulce 3.245 0.072 0.270 0.604 0.557 0.456 sabor salado 0.554 0.457 0.189 0.664 0.535 0.465 duración del regusto 3.208 0.074 4.717 0.030 0.153 0.696 En la Tabla 136 se observa que para el color de la hoja, firmeza de la hoja y humedad en boca la interacción Z*E es estadísticamente significativa. Con los resultados sensoriales se decide seguir el mismo criterio y considerar a la nabiza y al grelo como dos productos independientes. Resultados y Discusión - 251 - 4.5. INFLUENCIA DE LA ZONA DE PRODUCCIÓN Y DEL ESTADO DE LA PLANTA SOBRE LAS CARACTERÍSTICAS FÍSICOQUÍMICAS EN FRESCO Y COCINADO Para conocer el efecto de la zona de producción sobre las diferentes variables tanto para nabiza como para grelo, se aplicó el test t-Student sobre los resultados obtenidos tras las determinaciones realizadas en el producto fresco y cocinado (Tablas 137 y 138). Además se utiliza el test t-Student para conocer si cuando existen diferencias en los parámetros analizados en nabiza y grelo éstas son significativas (Tabla 139 y 140). Resultados y Discusión - 252 - Tabla 137. Resultados test t-Student (parámetros físico-químicos) para muestras independientes en función de la zona de producción para el producto fresco y cocinado FRESCO COCINADO variables ESTADO t Sig ESTADO t Sig L* Nabiza -0.016 0.988 Nabiza 1.624 0.109 Grelo -1.150 0.256 Grelo -2.343 0.022 a* Nabiza -3.929 0.000 Nabiza -9.590 0.000 Grelo 2.579 0.013 Grelo -3.205 0.002 b* Nabiza -0.779 0.439 Nabiza -2.687 0.010 Grelo -0.502 0.617 Grelo -3.527 0.001 a*/b* Nabiza -3.908 0.000 Nabiza -8.912 0.000 Grelo 3.319 0.002 Grelo 0.499 0.619 C* Nabiza 0.877 0.385 Nabiza -3.077 0.004 Grelo -0.670 0.505 Grelo -3.583 0.001 Hº Nabiza 3.879 0.000 Nabiza 8.901 0.000 Grelo -3.333 0.001 Grelo -0.513 0.610 Nabiza 2.897 0.006 Nabiza 3.177 0.003 Humedad Grelo -1.096 0.279 Grelo -3.365 0.002 a w Nabiza -1.686 0.099 Nabiza -0.990 0.328 Grelo 0.863 0.393 Grelo 1.856 0.070 Cenizas Nabiza 0.906 0.370 Nabiza -3.633 0.001 Grelo 0.504 0.617 Grelo -2.928 0.005 Grasa Nabiza -3.310 0.002 Nabiza -1.840 0.074 Grelo 0.466 0.643 Grelo 0.890 0.377 Fenoles totales Nabiza -0.167 0.868 Nabiza -0.650 0.520 Grelo 0.567 0.573 Grelo 0.700 0.487 Nabiza -8.994 0.000 Nabiza 2.401 0.021 Ácido ascórbico Grelo 7.213 0.000 Grelo -2.533 0.015 Nabiza 6.257 0.000 Nabiza 7.355 0.000 Ácido málico Grelo -0.385 0.702 Grelo 0.752 0.456 Ácido cítrico Nabiza 0.270 0.788 Nabiza -0.900 0.373 Grelo -6.963 0.000 Grelo -7.030 0.000 Nabiza 2.570 0.014 Nabiza 2.187 0.034 Ácido oxálico Grelo 0.127 0.900 Grelo -0.581 0.565 Nabiza -5.225 0.000 Nabiza 0.862 0.394 pH Grelo 0.834 0.409 Grelo 0.578 0.566 Nabiza 3.276 0.002 Nabiza -5.596 0.000 Acidez Grelo -0.914 0.366 Grelo -1.473 0.148 Resultados y Discusión - 259 - Figura 34. Valor cromático a* (fresco) Figura 35. Valor cromático a* (cocinado) El componente de color azul-amarillo, b*, de las muestras frescas analizadas presenta valores entre 34.20 y 22.24 (Tablas 68-89) y en las muestras cocinadas varía entre 47.43 y 30.10 (Tablas 68-89). Palma y col. (2000) han obtenido valores inferiores para este parámetro en muestras de guisantes frescos (7.48) y en escaldados a 76º C y posteriormente congelados (12.27). Weemaes y col. (1999) también obtienen valores inferiores a los obtenidos en este estudio en muestras de bróculi cocinado (27.5). Ferracane y col. (2008) obtienen valores comprendidos entre 29.7-2.3, 24.1-16.0 y 17.8-11.4 en muestras de alcachofas frescas, cocinadas en agua y al vapor respectivamente. Estadísticamente, en función de la zona de producción no se han encontrado diferencias significativas en fresco ni para las nabiza (Lugo: 26.77, NABIZA GRELO ESTADO -10,00 -5,00 0,00 5,00 10,00 a* ZONA LUGO SANTIAGO NABIZA GRELO ESTADO -10,00 -5,00 0,00 5,00 10,00 a* ZONA LUGO SANTIAGO a* Resultados y Discusión - 260 - Santiago: 27.28) ni para el grelo (Lugo: 29.81, Santiago: 30.15) (Tabla 137 y Figura 36). En el producto cocido, en función de la zona de producción de las muestras, se han encontrado diferencias significativas para los dos productos, nabiza (Lugo: 33.48, Santiago: 36.77) y grelo (Lugo: 39.32, Santiago: 42.69) (Tabla 137 y Figura 37). Los valores superiores de b* en el grelo difieren estadísticamente de los obtenidos en la nabiza en las dos zonas de producción (Tabla 139). Figura 36. Valor cromático de b* (fresco) Figura 37. Valor cromático de b* (cocinado) La relación a*/b* de las muestras frescas presenta valores comprendidos entre -0.68 y -0.26 (Tablas 68-89) y en las muestras cocinadas entre -0.24 y 0.24 (Tablas 68-89). NABIZA GRELO ESTADO 25,00 30,00 35,00 40,00 45,00 b* ZONA LUGO SANTIAGO NABIZA GRELO ESTADO 25,00 30,00 35,00 40,00 45,00 b* ZONA LUGO SANTIAGO Resultados y Discusión - 261 - La relación a*/b* obtenida en el presente estudio en muestras frescas de nabizas y grelos fue similar a la obtenida por Palma y col. (2000) en muestras de guisantes (-0.52). El test t-Student señala diferencias significativas en el producto fresco tanto para nabiza (Lugo: -0.41, Santiago: -0.30) como para grelo (Lugo: -0.29, Santiago: -0.30) en función de la zona de producción (Tabla 137 y Figura 38). En las muestras cocinadas, el test t-Student, en función de la zona de producción, indica diferencias significativas en las muestras de nabizas (Lugo: 0.007, Santiago: 0.21), pero no en las muestras de grelo (Lugo: 0.20, Santiago: 0.20) (Tabla 137 y Figura 39). Las nabizas de Lugo son las que presentaron valores significativamente inferiores de la relación a*/b* a los del grelo de la misma zona (tanto en fresco como en cocido) (Tabla 139), lo cual se correlaciona con el valor de mayor contribución del tono verde en estas muestras. Figura 38. Relación a*/b* (fresco) Figura 39. Relación a*/b* (cocinado) NABIZA GRELO ESTADO -0,60 -0,40 -0,20 0,00 0,20 0,40 a*/b* ZONA LUGO SANTIAGO NABIZA GRELO ESTADO -0,60 -0,40 -0,20 0,00 0,20 0,40 a*/b* ZONA LUGO SANTIAGO Resultados y Discusión - 262 - La cromaticidad o croma C*, indica el grado de saturación o la intensidad del matiz. En las muestras frescas analizadas varía entre 35.59 y 25.02 (Tablas 68-89) y en las muestras cocinadas oscila entre 48.21 y 30.65 (Tablas 69-90). Ferracane y col. (2008) obtienen valores comprendidos entre 29.8-7.6, 24.2-14.2 y 17.8-11.7 en muestras de alcachofas frescas, cocinadas en agua y al vapor respectivamente. Estadísticamente, no se han encontrado diferencias significativas en función de la zona de producción para nabiza fresca (Lugo: 28.13, Santiago: 25.56) y grelo fresco (Lugo: 31.07, Santiago: 31.53) (Tabla 137 y Figura 40). En las muestras cocidas al aplicar el tratamiento estadístico test t- Student, en función de la zona de producción de las muestras, se detectaron diferencias significativas para los dos productos, nabiza (Lugo: 33.79, Santiago: 37.61) y grelo (Lugo: 40.14, Santiago: 43.57) (Tabla 137 y Figura 41). Oliveira y col., (2008 b ) al evaluar el efecto del escaldado (2, 3 y 4 minutos) en el valor de C* en muestras de coles de Bruselas no indica diferencias significativas. Los valores superiores de C* en el grelo en las dos zonas de producción difieren estadísticamente de los obtenidos en la nabiza (Tabla 139). Resultados y Discusión - 263 - Figura 40. C* (fresco) Figura 41. C* (cocinado) El tono (Hº) de las muestras frescas evaluadas varía entre 123.73 y 104.64 (Tablas 68-89) y en las muestras cocinadas oscila entre 103.65 y 76.48 (Tablas 68-89). Lemoine y col. (2007) obtienen valores comprendidos entre 127.72 y 126.46 en muestras procesadas de bróculi, valores superiores a los obtenidos en el presente estudio. Ferracane y col. (2008) obtienen valores comprendidos entre 93.7- 80.2, 98.6-94.1 y 88.0-77.5 en muestras de alcachofas frescas, cocinadas en agua y al vapor respectivamente. El test t-Student señala diferencias significativas en los dos productos en fresco, nabiza (Lugo: 111.94, Santiago: 107.15) y grelo (Lugo: 106.36, Santiago: 107.01) en función de la zona de producción (Tabla 137 y Figura 42). NABIZA GRELO ESTADO 25,00 30,00 35,00 40,00 45,00 C* ZONA LUGO SANTIAGO NABIZA GRELO ESTADO 25,00 30,00 35,00 40,00 45,00 C* ZONA LUGO SANTIAGO Resultados y Discusión - 264 - En las muestras cocidas, al aplicar el tratamiento estadístico test t- Student, en función de la zona de producción de las muestras, se detectaron diferencias significativas en las muestras de nabizas (Lugo: 89.58, Santiago: 77.95) pero no en las muestras de grelos (Lugo: 78.37, Santiago: 78.50) (Tabla 137 y Figura 43). Las muestras de nabiza de Lugo son las que presentan valores significativamente superiores (Tabla 139). Figura 42. Tono (fresco) Figura 43. Tono (cocinado) Sobre estos parámetros de color CIE L*a*b* (L*, a*, b*, a*/b*, C* y Hº) se realizó un Análisis de Componentes Principales (ACP). El ACP es una técnica estadística que trata de transformar un conjunto de variables interrelacionadas en un conjunto de variables no correlacionadas llamadas factores, analizando la estructura de dependencia y correlación que existe entre las variables, y especificando cómo éstas explican parte de la información que NABIZA GRELO ESTADO 70,00 80,00 90,00 100,00 110,00 120,00 Hº ZONA LUGO SANTIAGO NABIZA GRELO ESTADO 70,00 80,00 90,00 100,00 110,00 120,00 Hº ZONA LUGO SANTIAGO Resultados y Discusión - 265 - contienen los factores. En cuanto a su procedimiento de cálculo, trata de ajustar matemáticamente de la manera más óptima una nube de puntos sobre un espacio de dimensión reducida. El producto final es una matriz transformada, cuyas columnas son los vectores propios de la matriz de correlaciones, y que define los componentes principales como una combinación lineal de las variables observadas (Díaz de Rada, 2002). Mediante la interpretación del Análisis de Componente Principales (ACP) se puede observar: -La importancia relativa de cada eje (combinación lineal de variables de color CIE L*a*b* ) en relación con la nube total de datos. -La contribución de cada variable en relación a los ejes principales. En la Tabla 141, se presentan los resultados del Análisis de Componentes Principales (ACP) realizado con las variables: L*, a*, b*, a*/b*, C* y Hº en el producto fresco y cocinado. Los dos componentes principales explican el 96.98% de la varianza total en el producto fresco y el 95.48% en el producto cocinado. En el producto fresco y cocinado las variables que tienen mayor peso en el primer componente son a* y la relación a*/b* con valores positivos, y Hº con valores negativos. En el segundo componente las variables que tienen mayor peso son C*, b* y L* (Tabla 141). Resultados y Discusión - 266 - Tabla 141. Matriz de componentes rotados de los descriptores de color CIE L*a*b* Componente 1 2 Hº -0.980 -0.198 a*/b* 0.980 0.195 a* 0.979 -0.175 C* -0.037 0.973 b* 0.309 0.928 FRESCO L* -0.007 0.866 a* 0.988 0.153 Hº -0.988 -0.153 a*/b* 0.948 0.312 C* 0.204 0.957 b* 0.227 0.953 COCINADO L* 0.143 0.893 Como se aprecia en la Figura 44, es posible agrupar las muestras evaluadas de nabiza y grelo por zona de producción según los valores de color CIE L*a*b* . Resultados y Discusión - 267 - FACTOR 1 1,000,00-1,00-2,00-3,00-4,00 FACTOR 2 3,00 2,00 1,00 0,00 -1,00 -2,00 1,00 1,00 1,00 1,00 G N estado Figura 44. Diagrama de dispersión simple de las variables de color CIE L*a*b* para las muestras frescas por zona de producción Para las muestras frescas, se observa en el eje x de la Figura 44 que los valores más altos de Hº y los valores más bajos de a*/b* se corresponden con cuatro muestras de la provincia de Lugo (1). En cuanto al eje y (2º componente), se observa que los valores de C*, b* y L* son mayores en las muestras de grelo que de nabiza. Para las muestras cocinadas en la Figura 45, se observa mayor dispersión para las variables de color CIE L*a*b* por zona de producción. 1 1 1 1 Resultados y Discusión - 268 - Figura 45. Diagrama de dispersión simple de las variables de color CIE L*a*b* para las muestras cocinadas por zona de producción Los valores más altos de Hº y los valores más bajos de a* y a*/b* se corresponden con muestras de la provincia de Lugo (1) pertenecientes a los productores 1, 2, 3, 7, 8, 9, 10, 11, 12 y 13. En cuanto al eje y (2º componente), al igual que en las muestras frescas, se observa que los valores de C*, b* y L* son mayores en las muestras de grelo que de nabiza (Figura 45). Se decide repetir el tratamiento estadístico ANOVA (análisis de la varianza) de 2 factores, siendo éstos la zona de producción (Lugo y Santiago) y el estado de la planta (nabiza y grelo) con interacción con las variables de color CIE L*a*b* eliminando las cuatro muestras de nabiza de Lugo de los productores 7, 8, 9 y 10 para comprobar si son dichos productores los FACTOR 1 1,000,00-1,00-2,00-3,00-4,00 FACTOR 2 2,00 1,00 0,00 -1,00 -2,00 1,00 1,00 1,00 1,00 1,00 1,00 1,00 1,00 1,00 1,00 G N Estado 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 Resultados y Discusión - 275 - Figura 52. Grasa (%) fresco Figura 53. Grasa (%) cocinado Los fenoles totales de las muestras frescas analizadas se encuentran entre 21.14 y 4.34 mg ácido tánico/100 g de materia fresca (Tablas 68-89). Ninfali y Bacchiocca (2003) realizaron un estudio en distintas hortalizas obteniendo valores de 0.48, 0.56, 0.43, 0.14, 0.18, 0.10 mg ácido tánico/g para acelga, espinaca, bróculi, zanahoria, cebolla y apio, respectivamente. Bunea y col. (2008) evaluaron el contenido en fenoles totales en muestras de espinacas (200 mg/100 g), obteniendo valores superiores a los recogidos por Ninfali y Bacchiocca (2003). Jagdish y col. (2007) evalúan el contenido en fenoles totales en vegetales del género Brassica indicando los valores más altos en el bróculi (44.5-82.9 mg/100 g). Podsedeck (2007) también evalúa el contenido en fenoles totales en vegetales del género Brassica indicando valores comprendidos de 15.3 mg/100 g en la col blanca y entre 34.5-337.0 mg/100 g en el bróculi. NABIZA GRELO ESTADO 0,04 0,08 0,12 0,16 0,20 0,24 0,28 0,32 GRASA ZONA LUGO SANTIAGO NABIZA GRELO ESTADO 0,04 0,08 0,12 0,16 0,20 0,24 0,28 0,32 GRASA ZONA LUGO SANTIAGO Resultados y Discusión - 276 - El contenido en fenoles de las muestras cocinadas oscila entre 15.47 y 4.85 mg/100 g (Tablas 68-89). Ninfali y Bacchiocca (2003) en su estudio en hortalizas en estado fresco y tras un posterior escaldado y congelación, observaron que el contenido en fenoles era mayor en las muestras frescas, excepto en muestras de cebolla. Estadísticamente, en este estudio no se han encontrado diferencias significativas en función de la zona de producción ni para las muestras de nabizas frescas (Lugo: 10.33 mg/100 g, Santiago: 11.06 mg/100 g) ni para las de grelos frescos (Lugo: 15.60 mg/100 g, Santiago: 14.54 mg/100 g) ni tras la cocción (nabizas Lugo: 5.86 mg/100 g, nabizas Santiago: 6.09 mg/100 g, grelos Lugo: 10.94 mg/100 g y grelos Santiago: 10.76 mg/100 g) (Tabla 137, Figuras 54 y 55). Llorach y col. (2008) han encontrado diferencias significativas al evaluar el contenido en fenoles totales en distintas variedades de lechuga y escarola con valores comprendidos entre 18.2-259.1 mg/100 g. Las muestras de grelo presentan valores significativamente superiores en el contenido en fenoles totales que las muestras de nabizas de ambas zonas de producción (Tabla 139). Resultados y Discusión - 277 - Figura 54. Fenoles totales Figura 55. Fenoles totales (mg ác. tánico/100 g) fresco (mg ác. tánico/100 g) cocinado El contenido de ácido ascórbico en las muestras frescas analizadas se encuentra entre 85.43 y 21.31 mg/100 g de materia fresca (Tablas 68-89) y entre 16.71 y 4.74 mg/100 g en las cocinadas (Tablas 68-89). Vázquez y López-Nomdedeu (1998) y Mataix y col. (2003) al evaluar en contenido en ácido ascórbico en nabizas y grelos obtienen valores de 40 mg/100 g. Bajaj y Gurdeep (1981) determinaron el contenido en ácido ascórbico en vegetales siendo los que presentaron mayores valores la coliflor (67.0-58.0 mg/100g) y el repollo (46.3-42.1 mg/100g). Pokluda (2007) al evaluar el contenido en ácido ascórbico en distintas muestras de mostaza obtiene valores de 70 mg/100 g de materia fresca. Por su parte, Bushway y col. (1989) estudiaron el contenido en ácido ascórbico en distintos vegetales, entre ellos, coliflor, repollo, bróculi y NABIZA GRELO ESTADO 0,10 0,15 0,20 0,25 0,30 0,35 0,40 FENOLES ZONA LUGO SANTIAGO 15,00 10,00 5,00 NABIZA GRELO ESTADO 0,10 0,15 0,20 0,25 0,30 0,35 0,40 FENOLES ZONA LUGO SANTIAGO 15,00 10,00 5,00 Resultados y Discusión - 278 - espinacas obteniendo la mayor concentración de ácido ascórbico en las muestras de bróculi (98.5-93.8 mg/100g) y coliflor (70.3-64.9 mg/100g). En estos estudios se emplea el ácido ascórbico como indicador del contenido en vitamina C total ya que el contenido en ácido dehidroascórbico en vegetales frescos es muy bajo. Otros estudios determinan el ácido ascórbico total (ácido ascórbico + ácido dehidroascórbico), entre ellos, Finley y Duang (1981), Wimalasiri y Wills (1983), Wills y col. (1984 b ), Behrens y Madere (1994), Favell (1998), Rossi y col. (2003), Borges y col. (2004), Llorach y col. (2008) y Martínez y col. (2008). Llorach y col. (2008) al estudiar el contenido en vitamina C en muestras de lechuga y escarola obtienen valores comprendidos entre 2.2-12 mg/100 g de ácido ascórbico y entre 1.3 y 7.2 de ácido dehidroascórbico. Martínez y col. (2008) evalúan el contenido en vitamina C en distintas especies del género Brassica obteniendo valores comprendidos entre 64 y 100 mg/100 g. En el presente estudio, la especificidad del método para la determinación del ácido ascórbico en muestras de nabizas y grelos fue verificada por la ausencia de respuesta del ácido dehidroascórbico a la longitud de onda de trabajo (245 nm), por la ausencia de picos en los cromatogramas de la muestras una vez destruida la vitamina C tras 12 horas de exposición de las muestras a radiación UV. La zona de producción de las muestras afecta estadísticamente al contenido en vitamina C para los dos estados de la planta, nabiza y grelo, en fresco y cocinado (Tabla 137). Los valores medios obtenidos para los dos estados de la planta en función de la zona de producción fueron los siguientes, grelo de Lugo fresco Resultados y Discusión - 279 - (70.01 mg/100 g), grelo de Santiago fresco (54.02 mg/100 g), nabiza de Lugo fresca (28.32 mg/100 g) y nabiza de Santiago fresca (49.86 mg/100 g) y tras la cocción: nabizas de Lugo: 9.47 mg/100 g, nabizas de Santiago: 7.75 mg/100 g, grelos de Lugo: 11.05 mg/100 g y grelos de Santiago: 13.54 mg/100 g (Figuras 56 y 57). Majkowska-Gadomska y Wierzbicka (2006) al analizar el contenido en vitamina C en distintas variedades de Brassica oleracea L. también han encontrado diferencias significativas. Jagdish y col. (2007) y Podsedek (2007) al evaluar el contenido en vitamina C en muestras de bróculi, repollo y coliflor también han encontrado diferencias significativas, obteniendo la mayor concentración en las muestras de bróculi (82.3 mg/100g, 120 mg/100g, respectivamente). Es importante tener en cuenta que el contenido vitamínico en las hortalizas, es dependiente de numerosos factores, como por ejemplo el cultivar, el método de recolección o el índice de madurez. Por ejemplo, en hojas de bróculi y espinacas se incrementó con la maduración de las plantas (Botero y col., 2003; Yamada y col., 2003). Las muestras de grelo de Lugo y Santiago presentan un mayor contenido en vitamina C que las muestras de nabizas de ambas zonas de producción siendo estas diferencias, en general, estadísticamente significativas (Tabla 139). Resultados y Discusión - 280 - Figura 56. Ác. ascórbico (mg/100 g) fresco Figura 57. Ác. ascórbico (mg/100 g) cocinado El ácido málico en el producto fresco varía entre 167.32 y 20.22 mg/100 g de materia total (Tablas 68-89) y entre 67.59 y 10.45 mg/100 g de materia total tras el cocinado (Tablas 68-89). Belitz y Grosch (2004) recogen resultados similares en muestras de col (100 mg/100 g materia fresca) y guisantes verdes (75 mg/100 g materia fresca) a los obtenidos en este estudio para nabizas, y superiores a los de muestras de coliflor, zanahoria y ruibarbo (390, 240 y 910 mg/100 g materia fresca, respectivamente). Ayaz y col. (2005) analizaron el contenido en ácidos orgánicos en muestras de col obteniendo valores de ácido málico (10.57 mg/100 g) inferiores a los obtenidos en muestras de nabizas y grelos en el presente estudio. NABIZA GRELO ESTADO 6,00 12,00 18,00 24,00 30,00 36,00 42,00 48,00 54,00 60,00 66,00 72,00 ÁCIDO ASCÓRBICO ZONA LUGO SANTIAGO NABIZA GRELO ESTADO 6,00 12,00 18,00 24,00 30,00 36,00 42,00 48,00 54,00 60,00 66,00 72,00 ÁCIDO ASCÓRBICO ZONA LUGO SANTIAGO Resultados y Discusión - 281 - Vrchovska y col. (2006) identifican y cuantifican distintos ácidos orgánicos (cítrico, málico, quínico y fumárico, entre otros) en Brassica oleracea L. var. costata obteniendo el mayor contenido en ácido málico. En la Tabla 137 se observa que la zona de producción afecta estadísticamente al contenido en ácido málico en las muestras de nabizas siendo muy superiores los valores obtenidos en las muestras procedentes de Lugo (110.90 mg/100 g frente a 58.18 mg/100 g de las muestras de Santiago). La zona de producción no afecta en el caso de los grelos. Al aplicar el test t-Student, en función de la zona de producción para las nabizas cocidas, se han encontrado al igual que en las muestras frescas diferencias significativas (Lugo: 51.12 mg/100 g, Santiago: 28.79 mg/100 g). En el caso de los grelos (Lugo: 25.20 mg/100 g, Santiago: 23.19 mg/100 g) al igual que ocurría en el producto fresco no se han encontrado diferencias significativas (Tabla 137). Los grelos de ambas zonas de producción presentaron valores significativamente inferiores en el contenido en ácido málico a los de las nabizas (Tabla 139, Figuras 58 y 59). Resultados y Discusión - 282 - Figura 58. Ác. málico (mg/100 g) fresco Figura 59. Ác. málico (mg/100 g) cocinado Las muestras de nabizas y grelos frescas presentan un contenido de ácido cítrico comprendido entre 170.75 y 20.69 mg/100 g de materia fresca (Tablas 68-89) y en las cocinadas oscila entre 156.42 y 18.29 mg/100 g (Tablas 68-89). Belitz y Grosch (2004) obtienen valores similares en alcachofa (100 mg/100 g de materia fresca), zanahoria (90 mg/100 g de materia fresca), ruibarbo (137 mg/100 g de materia fresca), remolacha roja (110 mg/100 g de materia fresca) y col (140 mg/100 g de materia fresca) en comparación con los resultados obtenidos en este estudio para algunas muestras de grelos. Ayaz y col. (2005) obtienen valores de ácido cítrico en muestras de coles (154 mg/100 g de materia fresca) superiores a los encontrados en este estudio en muestras de nabizas y grelos. NABIZA GRELO ESTADO 20,00 40,00 60,00 80,00 100,00 120,00 140,00 ÁCIDO MÁLICO ZONA LUGO SANTIAGO NABIZA GRELO ESTADO 20,00 40,00 60,00 80,00 100,00 120,00 140,00 ÁCIDO MÁLICO ZONA LUGO SANTIAGO Resultados y Discusión - 283 - Ferreres y col. (2007) identifican y cuantifican distintos ácidos orgánicos (cítrico, málico, quínico y fumárico, entre otros) en Brassica oleracea L. var. costata obteniendo el mayor contenido en ácido cítrico. Oliveira y col. (2008 a ) al evaluar el contenido en ácidos orgánicos en Cydonia oblonga L. obtienen el mayor contenido en ácido quínico (72.2%) y cítrico (13.6%). La zona de producción influye en el contenido de ácido cítrico en las muestras de grelo fresco (Lugo: 77.55 mg/100 g, Santiago: 135.89 mg/100 g) y cocido (Lugo: 55.80 mg/100 g, Santiago: 117.51 mg/100 g) y no afecta en el caso de las nabizas ni frescas (Lugo: 57.64 mg/100 g, Santiago: 55.45 mg/100) ni cocidas (Lugo: 39.28 mg/100 g, Santiago: 45.20 mg/100 g) (Tabla 137). En las Figuras 60 y 61 se observa que las muestras de grelos de Santiago son las que presentan mayor concentración de ácido cítrico y las muestras de nabiza de esta misma zona las que menor contenido presentan, siendo estas diferencias significativas (Tabla 139). Figura 60. Ác. cítrico (mg/100 g) fresco Figura 61. Ác. cítrico (mg/100 g) cocinado NABIZA GRELO ESTADO 20,00 40,00 60,00 80,00 100,00 120,00 140,00 160,00 ÁCIDO CÍTRICO ZONA LUGO SANTIAGO NABIZA GRELO ESTADO 20,00 40,00 60,00 80,00 100,00 120,00 140,00 160,00 ÁCIDO CÍTRICO ZONA LUGO SANTIAGO Resultados y Discusión - 284 - El contenido en ácido oxálico en las muestras frescas analizadas se encuentra entre 255.86 y 34.27 mg/100 g de materia fresca (Tablas 68-89) y entre 204.15 y 20.37 mg/100 g en las cocidas (Tablas 68-89). El ácido oxálico es un ácido orgánico que se encuentra en algunas hortalizas en grandes cantidades, entre ellas destacan las judías verdes, la col, el ruibarbo, la remolacha roja y la acedera (Belitz y Grosch, 2004). Entre estas hortalizas mencionadas con alto contenido en ácido oxálico también cabe destacar las nabizas y grelos según los resultados obtenidos en este estudio (Tablas 68-89). Estadísticamente, se han encontrado diferencias en función de la zona de producción de la planta para las muestras de nabiza fresca (Lugo: 154.19 mg/100 g, Santiago: 115.58 mg/100 g) y cocida (Lugo: 121.22 mg/100 g, Santiago: 94.52 mg/100 g) y no se han encontrado diferencias para las muestras de grelo fresco (Lugo: 84.64 mg/100 g, Santiago: 82.80 mg/100 g) ni cocido (Lugo: 52.25 mg/100 g, Santiago: 57.51 mg/100 g) (Tabla 137). Las muestras de nabiza presentaron un contenido en ácido oxálico significativamente más elevado que las muestras de grelo (Tabla 139, Figuras 62 y 63). Resultados y Discusión - 291 - nabizas (Lugo: 0.07 mg/100 g, Santiago: 0.06 mg/100 g) y grelos (Lugo: 0.02 mg/100 g, Santiago: 0.02 mg/100 g) (Figuras 72 y 73). Al aplicar el test t-Student en función de la zona de producción de las muestras no se han encontrado diferencias estadísticamente significativas en el contenido en Fe para los dos estados de la planta, nabiza y grelo, en fresco y cocinado (Tabla 138). Las diferencias encontradas en el contenido de Fe en función del estado de la planta son significativas excepto para el producto fresco procedente de Santiago (Tabla 140). En general, la nabiza presenta mayor contenido en Fe que el grelo (Figuras 72 y 73). Figura 72. Fe (mg/100 g) fresco Figura 73. Fe (mg/100 g) cocinado NABIZA GRELO ESTADO 0,00 0,02 0,04 0,06 0,08 0,10 0,12 0,14 Fe ZONA LUGO SANTIAGO NABIZA GRELO ESTADO 0,00 0,02 0,04 0,06 0,08 0,10 0,12 0,14 Fe ZONA LUGO SANTIAGO Resultados y Discusión - 292 - El contenido en Li en las muestras frescas analizadas se encuentra entre 2.61 y 0.27 y µg/100 g de materia fresca (Tablas 90-111) y entre 1.40 y 0.26 µg/100 g en las cocinadas (Tablas 90-111). Los valores medios obtenidos para los dos estados de la planta en función de la zona de producción fueron los siguientes, en fresco: grelo de Lugo (1.03 µg/100 g), grelo de Santiago (0.97 µg/100 g), nabiza de Lugo (0.70 µg/100 g) y nabiza de Santiago (0.85 µg/100 g) y tras la cocción: nabizas (Lugo: 0.59 µg/100 g, Santiago: 0.54 µg/100 g) y de grelos (Lugo: 0.73 µg/100 g, Santiago: 0.81 µg/100 g) (Figuras 74 y 75). No se han encontrado diferencias significativas al aplicar el test t- Student en función de la zona de producción de las muestras para los dos estados de la planta, nabiza y grelo, en fresco y cocinado (Tabla 138). Las pequeñas diferencias encontradas en el contenido en Li en función del estado de la planta no son significativas (Tabla 140). Figura 74. Li (µg/100 g) fresco Figura 75. Li (µg/100 g) cocinado NABIZA GRELO ESTADO 0,20 0,40 0,60 0,80 1,00 1,20 1,40 Li ZONA LUGO SANTIAGO NABIZA GRELO ESTADO 0,20 0,40 0,60 0,80 1,00 1,20 1,40 Li ZONA LUGO SANTIAGO Resultados y Discusión - 293 - El contenido en Mg de las muestras frescas analizadas se encuentra entre 7.26 y 1.53 mg/100 g de materia fresca (Tablas 90-111) y en las cocinadas oscila entre 5.61 y 1.12 mg/100 g de materia fresca (Tablas 90- 111). Los resultados obtenidos en este estudio para las muestras de nabizas y grelos frescos son inferiores a los indicados por Vázquez y López-Nomdedeu (1998) para nabizas y grelos (10 mg/100 g de materia fresca) y por Belitz y Grosch (2004) para hortalizas en general. Macías de Costa y col. (2003) han obtenido valores situados entre 52 y 30 mg/100 g de materia fresca en muestras de acelgas, valores también superiores los obtenidos en las muestras de nabizas y grelos. Peñuela y col. (1997) obtienen valores entre 54.89 y 48.20 mg/100 g en muestras de espinaca fresca y valores entre 44.43 y 29.35 mg/100 g en cocinado. Kawashima y col. (2003) al analizar el contenido mineral en distintos vegetales, entre ellos, la lechuga, la col, la berza y la escarola, indican el valor más alto en Mg en las muestras de col y espinacas. En la Tabla 138, se aprecia en cuanto a la zona de producción de las muestras, que estadísticamente existen diferencias significativas en las muestras frescas de nabizas (Lugo: 3.69 mg/100 g, Santiago: 2.43 mg/100 g) y no afecta a las muestras frescas de grelo (Lugo: 4.98 mg/100 g, Santiago: 5.04 mg/100 g) (Figura 76). En las muestras cocidas (Tabla 138) no se han encontrado diferencias significativas ni en nabiza (Lugo: 2.40 mg/100 g, Santiago: 2.02 mg/100 g) ni en grelo (Lugo: 3.61 mg/100 g, Santiago: 3.33 mg/100 g) (Figura 77). Resultados y Discusión - 294 - En función del estado de la planta únicamente existen diferencias significativas en las muestras procedentes de Santiago ya que el grelo presenta valores claramente superiores a la nabiza (Tabla 140) (Figuras 76 y 77). Figura 76. Mg (mg/100 g) fresco Figura 77. Mg (mg/100 g) cocinado El contenido en Mn en las muestras frescas analizadas se encuentra entre 0.18 y 0.02 mg/100 g de materia fresca (Tablas 90-111) y entre 0.16 y 0.01 mg/100 g en las cocinadas (Tablas 90-111). Peñuela y col. (1997) obtienen valores comprendidos entre 0.58 y 0.56 mg/100 g en muestras de espinaca fresca y valores de 0.38 y 0.31 mg/100 g en espinaca cocinada. Macías de Costa y col. (2003) obtienen resultados situados entre 3.30 y 0.63 mg/100 g de materia fresca en muestras de acelgas, todos ellos valores superiores a los obtenidos en las muestras de nabizas y grelos. Los valores medios obtenidos para los dos estados de la planta en función de la zona de producción fueron los siguientes, en fresco: grelo de Lugo (0.05 mg/100 g), grelo de Santiago (0.06 mg/100 g), nabiza de Lugo NABIZA GRELO ESTADO 0,00 2,00 4,00 6,00 8,00 Mg ZONA LUGO SANTIAGO NABIZA GRELO ESTADO 0,00 2,00 4,00 6,00 8,00 Mg ZONA LUGO SANTIAGO Resultados y Discusión - 295 - (0.07 mg/100 g) y nabiza de Santiago (0.06 mg/100 g) y tras la cocción: nabizas (Lugo: 0.06 mg/100 g, Santiago: 0.06 mg/100 g) y grelos (Lugo: 0.04 mg/100 g, Santiago: 0.04 mg/100 g) (Figuras 78 y 79). Al aplicar el test t-Student en función de la zona de producción de las muestras no se han encontrado diferencias estadísticamente significativas en el contenido en Mn para los dos estados de la planta, nabiza y grelo, en fresco y cocinado (Tabla 138). Únicamente existen diferencias significativas en el contenido en Mn en función del estado de la planta en las muestras procedentes de Lugo ya que la nabiza presenta mayores valores que el grelo (Tabla 140) (Figuras 78 y 79). Figura 78. Mn (mg/100 g) fresco Figura 79. Mn (mg/100 g) cocinado NABIZA GRELO ESTADO 0,00 0,02 0,04 0,06 0,08 0,10 0,12 Mn ZONA LUGO SANTIAGO NABIZA GRELO ESTADO 0,00 0,02 0,04 0,06 0,08 0,10 0,12 Mn ZONA LUGO SANTIAGO Resultados y Discusión - 296 - El contenido en K de las muestras frescas analizadas se encuentra entre 42.83 y 14.12 mg/100 g de materia fresca (Tablas 90-111). El contenido en K de las muestras cocinadas oscila entre 24.35 y 7.02 mg/100 g de materia fresca (Tablas 90-111). Peñuela y col. (1997) obtienen valores superiores en muestras de acelgas tanto frescas como cocinadas, Macías de Costa y col. (2003) también obtienen valores superiores en muestras de espinacas. Vázquez y López-Nomdedeu (1998) y Belitz y Grosch (2004) también obtienen valores superiores en coliflor, col, guisante verde, espinaca y acelgas, en comparación con los resultados obtenidos en este estudio para nabizas y grelos. Estadísticamente, en este estudio no se han encontrado diferencias significativas en función de la zona de producción ni para las muestras de nabizas (Lugo: 24.80 mg/100 g, Santiago: 22.34 mg/100 g) ni para las de grelos frescos (Lugo: 35.91 mg/100 g, Santiago: 34.29 mg/100 g), tampoco se han encontrado diferencias significativas para las muestras de nabiza (Lugo: 12.98 mg/100 g, Santiago: 14.93 mg/100 g) y de grelo (Lugo: 13.91 mg/100 g, Santiago: 13.06 mg/100 g) tras la cocción (Tabla 138, Figuras 80 y 81). En función del estado de la planta las diferencias se encuentran en el contenido en K en el producto cocinado para las dos zonas de producción (Tabla 140). Resultados y Discusión - 297 - Figura 80. K (mg/100 g) fresco Figura 81. K (mg/100 g) cocinado El contenido en Rb en el producto fresco varía entre 0.06 y 0.01 mg/100 g de materia fresca (Tablas 90-111) y entre 0.03 y 0.01 mg/100 g en el cocinado (Tablas 90-111). En la Tabla 138 se observa que la zona de producción de las muestras afecta estadísticamente al contenido en Rb en las muestras de nabizas (Lugo: 0.02 mg/100 g, Santiago: 0.01 mg/100 g) al ser superiores los valores obtenidos en las muestras procedentes de Lugo. No afecta en el caso de los grelos (Lugo: 0.04 mg/100 g, Santiago: 0.03 mg/100 g). Para las muestras cocidas, se han encontrado al igual que en las muestras frescas diferencias significativas en las muestras de nabizas (Lugo: 0.01 mg/100 g, Santiago: 0.01 mg/100 g); en el caso de los grelos (Lugo: 0.01 mg/100 g, Santiago: 0.01 mg/100 g), al igual que ocurría en el producto fresco, no se han encontrado diferencias significativas (Tabla 138, Figuras 82 y 83). NABIZA GRELO ESTADO 10,00 15,00 20,00 25,00 30,00 35,00 40,00 K ZONA LUGO SANTIAGO NABIZA GRELO ESTADO 10,00 15,00 20,00 25,00 30,00 35,00 40,00 K ZONA LUGO SANTIAGO Resultados y Discusión - 298 - En función del estado de la planta únicamente existen diferencias significativas para el producto fresco procedente de Santiago ya que el grelo presenta mayores valores de Rb que la nabiza (Tabla 140, Figuras 82 y 83). Figura 82. Rb (mg/100 g) fresco Figura 83. Rb (mg/100 g) cocinado En cuanto al contenido en Na de las muestras frescas analizadas los valores medios oscilan entre 102.20 y 17.97 mg/100 g de materia fresca (Tablas 90-111). Estos valores son similares a los obtenidos por Peñuela y col. (1997) en muestras de espinacas (99.84-59.51 mg/100 g de materia fresca). Macías de Costa y col. (2003) obtienen valores superiores en muestras de espinacas (235-150 mg/100 g de materia fresca). El contenido en Na de las muestras cocinadas se encuentra entre 87.61 y 10.16 mg/100 g de materia fresca (Tablas 90-111). Estadísticamente, no se han encontrado diferencias significativas en función de la zona de producción para ninguno de los dos estados de la planta, ni en fresco (nabizas de Lugo: 42.78 mg/100 g, nabiza de Santiago: 32.11 NABIZA GRELO ESTADO 0,00 0,01 0,02 0,03 0,04 0,05 Rb ZONA LUGO SANTIAGO NABIZA GRELO ESTADO 0,00 0,01 0,02 0,03 0,04 0,05 Rb ZONA LUGO SANTIAGO Resultados y Discusión - 299 - mg/100 g; grelo de Lugo: 54.72 mg/100 g, grelo de Santiago: 35.36 mg/100 g), ni tras la cocción (nabiza de Lugo: 27.76 mg/100 g, nabiza de Santiago: 31.90 mg/100 g; grelo de Lugo: 37.40 mg/100 g, grelo de Santiago: 22.53 mg/100 g) (Tabla 138, Figuras 84 y 85). En función del estado de la planta no existen diferencias significativas en el contenido en Na (Tabla 140). Figura 84. Na (mg/100 g) fresco Figura 85. Na (mg/100 g) cocinado 4.6. INFLUENCIA DE LA ZONA DE PRODUCCIÓN Y DEL ESTADO DE LA PLANTA SOBRE LAS CARACTERÍSTICAS SENSORIALES Para conocer el efecto de la zona de producción sobre las distintas variables sensoriales tanto para la nabiza como para el grelo, se aplicó el test t- Student (Tabla 143). NABIZA GRELO ESTADO 10,00 20,00 30,00 40,00 50,00 60,00 70,00 Na ZONA LUGO SANTIAGO NABIZA GRELO ESTADO 10,00 20,00 30,00 40,00 50,00 60,00 70,00 Na ZONA LUGO SANTIAGO Resultados y Discusión - 300 - Tabla 143. Resultados del test t-Student para muestras independientes en función de la zona de producción de la planta Variables ESTADO t Sig Nabiza -1.960 0.051 color de la hoja Grelo 0.875 0.383 Nabiza -1.600 0.111 brillo Grelo -0.918 0.360 Nabiza -2.074 0.039 intensidad del olor Grelo 0.566 0.572 Nabiza 1.992 0.048 firmeza del tallo Grelo 4.638 0.000 Nabiza 1.225 0.222 firmeza de la hoja Grelo 4.486 0.000 Nabiza -3.037 0.003 resistencia al corte del tallo Grelo -3.414 0.001 Nabiza -1.819 0.070 humedad en boca Grelo 1.798 0.074 Nabiza 0.809 0.419 fibrosidad en boca Grelo -1.292 0.198 Nabiza 1.751 0.081 aspereza en boca Grelo 0.429 0.668 Nabiza 1.158 0.248 adhesión al paladar Grelo -0.922 0.358 Nabiza -3.048 0.003 sabor amargo Grelo -0.316 0.753 Nabiza -0.487 0.627 sabor ácido Grelo 0.525 0.601 Nabiza 0.804 0.422 sabor dulce Grelo 1.668 0.097 Nabiza -1.090 0.277 sabor salado Grelo -0.009 0.993 Nabiza -1.055 0.293 duración del retrogusto Grelo -1.445 0.150 En la Tabla 143, se observa que en las nabizas existen diferencias estadísticamente significativas en función de la zona de producción para las variables sensoriales: intensidad del olor, firmeza del tallo, resistencia al corte del tallo y sabor amargo. En las muestras de grelos (Tabla 143), se observa Resultados y Discusión - 307 - Figura 89. Perfil sensorial de la nabiza y grelo de Santiago A continuación, se analizarán las distintas variables sensoriales en las que se han encontrado diferencias significativas en función del estado de la planta (Tabla 144): En la Tabla 144, se aprecia, en cuanto al color de la hoja, que el estado de la planta tiene un efecto significativo para las dos zonas de producción, Lugo (nabiza: 6.5, grelo: 5.9) y Santiago (nabiza: 6.6, grelo: 5.5). Las muestras de nabiza de Santiago presentaron los valores más altos en color de hoja (Figura 89). El estado de la planta tiene un efecto significativo en el brillo en las muestras producidas en Santiago y no afecta a las producidas en Lugo (Tabla 144). Las muestras de grelo de Santiago presentaron valores más altos de brillo (6.0) que las de nabiza (5.8) (Figura 89). 0 1 2 3 4 5 6 7 8 color de la hoja brillo intensidad del olor firmeza del tallo firmeza de la hoja resistencia al corte del tallo humedad en boca fibrosidad en bocaaspereza en boca adhesión al paladar sabor amargo sabor ácido sabor dulce sabor salado duración del retrogusto NABIZA GRELO Resultados y Discusión - 308 - Se observa que el valor más alto de brillo (6.1) lo presentan los grelos de Santiago que son los que a su vez presentan el valor más alto de L* (50.94). También se puede relacionar el brillo con la humedad de las muestras, así, los valores más bajos en el contenido en humedad y en brillo se corresponde con las muestras de grelo de Lugo (106.36 y 5.3, respectivamente). Para el descriptor firmeza del tallo, el estado de la planta tiene un efecto significativo en las muestras producidas en Lugo (nabiza: 7.0, grelo: 8.0) y no afecta a las producidas en Santiago (Tabla 144). Las muestras de grelo de Lugo presentaron valores más altos (8.0) que las muestras de nabiza (7.0) (Figura 88). En la Tabla 144, se aprecia que el estado de la planta afecta estadísticamente a la firmeza de la hoja de las muestras producidas en Lugo (nabiza: 5.1, grelo: 6.0) y no a las producidas en Santiago. Las muestras de grelo de Lugo presentaron valores más altos (6.0) que las muestras de nabiza (5.1) (Figura 88). El estado de la planta tiene un efecto significativo en la resistencia al corte del tallo para las muestras de las dos zonas de producción, Lugo (nabiza: 5.3, grelo: 4.3) y Santiago (nabiza: 6.1, grelo: 5.3) (Tabla 144), presentando las muestras de nabiza valores más altos que las muestras de grelo en cada zona de producción (Figura 88 y 89). Para el descriptor humedad en boca, el estado de la planta tiene un efecto significativo en las muestras procedentes de Santiago y no en las de Lugo (Tabla 144). Las muestras de nabiza de Santiago presentaron valores más altos (7.6) que los de grelo (6.9) (Figura 89). El estado de la planta tiene un efecto significativo en la fibrosidad en boca en las muestras producidas en Lugo (nabiza: 6.0, grelo: 5.4) y no en las Resultados y Discusión - 309 - de Santiago (Tabla 144). Las nabizas de Lugo presentaron una mayor fibrosidad (6.0) que las de grelo (5.4) (Figura 88). El estado de la planta tiene un efecto significativo en la adhesión al paladar en las muestras de la zona de producción de Lugo y no en las de Santiago (Tabla 144). La nabiza de Lugo presentó valores más altos (4.0) para este descriptor que el grelo (3.6) (Figura 88). En la Tabla 144, se observa que el estado de la planta tiene un efecto significativo en el sabor amargo en las muestras de la zona de producción de Lugo (nabiza: 5.6, grelo: 6.1) y no afecta a las de la zona de producción de Santiago (nabiza: 6.3, grelo: 6.2). Las muestras de grelo de Lugo presentaron valores ligeramente más altos (6.1) que las de nabiza (5.6) (Figura 88). El sabor amargo se relaciona con el contenido en fenoles ya que el valor más bajo en sabor amargo se corresponde con las muestras de nabiza de Lugo (5.6) que son las que presentaban el valor más bajo en el contenido en fenoles. En cuanto al sabor ácido, no se han encontrado diferencias significativas en función del estado de la planta para las dos zonas de producción (Lugo y Santiago), si bien se observa que las muestras con mayor sabor ácido son las nabizas de Santiago (3.2) que a su vez son las que presentaban los valores más altos de acidez (0.06 % de ácido málico). Resultados y Discusión - 310 - 4.7. INFLUENCIA DEL TRATAMIENTO TÉRMICO SOBRE LAS CARACTERÍSTICAS FÍSICO-QUÍMICAS DE NABIZA Y GRELO Para evaluar el efecto del tratamiento térmico sobre las características físico-químicas de la nabiza y el grelo, se utiliza el test t-Student para muestras relacionadas. Los datos se recogen en las Tablas 145 y 146, para cada uno de los estados de la planta, nabiza y grelo, respectivamente. Resultados y Discusión - 311 - Tabla 145. Resultados del test t-Student para muestras relacionadas: nabiza de Lugo y Santiago, en función del tratamiento térmico LUGO SANTIAGO variables t Sig t Sig L* 12.024 0.000 11.643 0.007 a* -14.112 0.000 -64.428 0.000 b* -10.744- 0.000 -7.385 0.000 a*/b* -14.693 0.000 -98.939 0.000 C* -7.343 0.000 -6.940 0.000 Hº 15.515 0.000 99.412 0.000 Humedad -6.051 0.000 -4.801 0.000 a w -4.912 0.000 -3.073 0.000 Ceniza 23.063 0.000 27.574 0.000 Grasa 14.700 0.000 11.026 0.000 Fenoles totales 10.141 0.000 5.198 0.000 Acido ascórbico 17.843 0.000 18.940 0.000 Acido málico 8.687 0.000 6.811 0.000 Acido cítrico 9.180 0.000 5.731 0.000 Acido oxálico 8.692 0.000 6.450 0.000 pH -18.977 0.000 -11.546 0.000 Acidez 14.732 0.000 6.168 0.000 Ca 3.248 0.007 1.683 0.131 Zn 3.367 0.006 2.051 0.074 Fe 1.496 0.160 1.323 0.227 Li 2.038 0.066 1.931 0.090 Mg 4.818 0.000 1.223 0.256 Mn 1.484 0.164 -0.028 0.979 K 7.515 0.000 4.562 0.002 Rb 3.691 0.004 2.265 0.053 Na 1.805 0.096 -0.378 0.715 Resultados y Discusión - 312 - Tabla 146. Resultados del test t-Student para muestras relacionadas: grelo de Lugo y Santiago, en función del tratamiento térmico LUGO SANTIAGO variables t Sig t Sig L* 16.207 0.000 12.718 0.007 a* -114.217 0.000 -109.740 0.000 b* -13.008 0.000 -12.571 0.000 a*/b* -151.594 0.000 -152.142 0.000 C* -12.454 0.000 -11.869 0.000 Hº 156.787 0.000 156.794 0.000 Humedad -8.429 0.000 -5.639 0.000 a w -8.372 0.000 -2.583 0.000 Ceniza 19.406 0.000 10.018 0.000 Grasa 7.520 0.000 7.990 0.000 Fenoles totales 4.303 0.000 2.929 0.000 Acido ascórbico 29.735 0.000 29.162 0.000 Acido málico 9.263 0.000 7.411 0.000 Acido cítrico 7.089 0.000 6.882 0.000 Acido oxálico 6.924 0.000 7.139 0.000 pH -8.105 0.000 -7.320 0.000 Acidez 10.505 0.000 15.026 0.000 Ca 2.760 0.020 2.080 0.071 Zn 4.623 0.001 5.055 0.001 Fe 2.590 0.029 1.969 0.106 Li 2.183 0.050 1.939 0.088 Mg 4.024 0.002 4.724 0.001 Mn 1.696 0.116 4.024 0.004 K 14.215 0.000 13.124 0.000 Rb 5.163 0.000 5.168 0.001 Na 2.816 0.016 2.081 0.071 Tras la aplicación del test t-Student entre los datos obtenidos para las muestras de nabiza de Lugo y Santiago frescas y cocinadas (Tabla 145) y grelo de Lugo y Santiago fresco y cocinado (Tabla 146), se observa que Resultados y Discusión - 313 - existen diferencias significativas para la práctica totalidad de las variables estudiadas. A continuación, se analizarán cada uno de los parámetros estudiados en los que existen diferencias significativas: El atributo cromático L* se reduce de forma significativa (Tabla 145 y 146) tras el tratamiento térmico tanto en nabiza como en grelo de las dos zonas (Figura 90 y 91). Figura 90. Valor cromático L* (nabiza) Figura 91. Valor cromático L* (grelo) Diversos autores indican descensos en el valor de L* de distintos vegetales con el tratamiento térmico, entre ellos, Lin y Schyvens (1995); Steet y Tong (1996); Kidmose y Hansen (1998); Gnanasekharan y col. (1992); Palma y col. (2000); Ismail y Revathi (2006); Oliveira y col. (2008 b ) y Volden y col. (2009). Nisha y col. (2004) al estudiar la pérdida de color verde de espinacas con el tratamiento térmico a distintas temperaturas (50, 60, 70, 80, 90, 100 y LUGO SANTIAGO ZONA 35,00 40,00 45,00 50,00 L* L* FRESCO L* COCINADO LUGO SANTIAGO ZONA 35,00 40,00 45,00 50,00 L* L* FRESCO L* COCINADO Resultados y Discusión - 314 - 120 ºC) y a distintos tiempos (20, 40 y 60 minutos) observaron que el valor de L* disminuía a medida que se aumentaba la temperatura y el tiempo de cocción. Volden y col. (2009) indican descensos significativos en el valor de L* en el escaldado en muestras de col (entre 7-16%). La tendencia general para el valor cromático, a*, tanto para las nabizas como para los grelos es a presentar valores positivos de a* tras el tratamiento térmico. En las Figuras 92 y 93 se observa como los valores negativos del parámetro de color a* en las muestras frescas de nabiza y grelo evolucionan a valores positivos lo que implica una menor contribución del verde, siendo estos cambios significativos (Tablas 145 y 146). Figura 92.Valor cromático a* (nabiza) Figura 93. Valor cromático a* (grelo) LUGO SANTIAGO ZONA -15,00 -10,00 -5,00 0,00 5,00 10,00 a* a* FRESCO a* COCINADO LUGO SANTIAGO ZONA -15,00 -10,00 -5,00 0,00 5,00 10,00 a* a* FRESCO a* COCINADO Resultados y Discusión - 315 - Palma y col. (2000) y Tijskens y col. (2001) indican que el procesamiento en muestras de guisantes y bróculi produce la pérdida del color verde brillante al transformarse en verde oliva. Nisha y col. (2004) en el estudio de la pérdida de color verde con el tratamiento térmico de espinacas a distintas temperaturas y a distintos tiempos observan que a medida que se incrementa la temperatura y el tiempo de cocción el valor de a* se hace menos negativo, desde valores de -9.52 hasta - 2.16. Oliveira y col., (2008 b ) indican incrementos significativos en el valor de a* en muestras procesadas de coles de Bruselas en relación a la muestra fresca. Al igual que en el parámetro a*, la tendencia general tanto en las nabizas como en los grelos, es a aumentar los valores de b* de forma significativa (Tablas 145 y 146) tras el tratamiento térmico, tal y como se observa en las Figuras 94 y 95. Figura 94. Valor cromático b* (nabiza) Figura 95. Valor cromático b* (grelo) LUGO SANTIAGO ZONA 25,00 30,00 35,00 40,00 45,00 b* b* FRESCO b* COCINADO LUGO SANTIAGO ZONA 25,00 30,00 35,00 40,00 45,00 b* b* FRESCO b* COCINADO Resultados y Discusión - 316 - En las Figuras 96 y 97 se recogen los valores de la relación a*/b* en muestras frescas y cocinadas de nabiza y grelo de Lugo y Santiago, observándose que en los dos estados de la planta y en las dos zonas de producción durante el proceso de cocción la relación a*/b* aumenta de forma significativa (Tablas 145 y 146). Figura 96. Relación a/*b* (nabiza) Figura 97. Relación a*/b* (grelo) Nisha y col. (2004), en un estudio del tratamiento térmico de espinacas, obtienen valores similares en la relación a*/b* a los obtenidos en el presente estudio (0.52). Mondragón (2006) también estudia la relación a*/b* en muestras de de grelos frescos, escaldados y cocinados, obteniendo incrementos en los valores de esta relación. LUGO SANTIAGO ZONA -0,60 -0,40 -0,20 0,00 0,20 0,40 a*/b* a*/b* FRESCO a*/b* COCINADO LUGO SANTIAGO ZONA -0,60 -0,40 -0,20 0,00 0,20 0,40 a*/b* a*/b* FRESCO a*/b* COCINADO Resultados y Discusión - 323 - Las Figuras 110 y 111 muestran el descenso significativo producido en el contenido de fenoles totales en nabizas y grelos de Lugo y Santiago tras la cocción (Tablas 145 y 146). Figura 110. Fenoles totales Figura 111. Fenoles totales (mg ác. tánico/100 g) nabiza (mg ác. tánico/ 100 g) grelo Los resultados obtenidos indican una pérdida en fenoles totales durante el tratamiento térmico del 43.28% para la nabiza de Lugo y del 44.91% para la nabiza de Santiago, 30.08% para los grelos de Lugo y 25.99% para los grelos de Santiago. Ninfali y Bacchiocca (2003) analizaron igualmente la pérdida en fenoles totales durante el procesado (escaldado y congelado) de distintas hortalizas. Los resultados obtenidos por estos autores en las muestras de espinaca, zanahoria y apio son similares a los obtenidos en el presente estudio en muestras de nabizas y grelos. Mondragón (2006) estudió el contenido en fenoles totales en muestras de grelo escaldadas y almacenadas en estado congelado, detectando LUGO SANTIAGO ZONA 0,10 0,15 0,20 0,25 0,30 0,35 0,40 FENOLES FENOLES FRESCO FENOLES COCINADO 15,00 10,00 5,00 FENOLES LUGO SANTIAGO ZONA 0,10 0,15 0,20 0,25 0,30 0,35 0,40 FENOLES FENOLES FRESCO FENOLES COCINADO 15,00 10,00 5,00 FENOLES Resultados y Discusión - 324 - igualmente pérdidas significativas (entre 20-30%) en relación a las muestras en estado fresco. Podsedek (2007) al evaluar la pérdida en fenoles totales durante el procesado (escaldado y congelado) en distintos vegetales del género Brassica también ha encontrado pérdidas significativas (del 12% en la col y en la coliflor y del 58% en el bróculi). Oliveira y col. (2008 b ) y Volden y col. (2009) indican que el escaldado reduce significativamente el contenido en fenoles totales en muestras de col (entre 10-21%). Wachtel y col. (2008) evalúan 3 tratamientos térmicos (escaldado, cocinado y microondas) en vegetales del género Brassica indicando que la cocción llevó a una mayor pérdida en fenoles totales, seguido del escaldado y microondas. En las Figuras 112 y 113 se recogen los valores del contenido en vitamina C en muestras frescas y cocinadas de nabiza y grelo de Lugo y Santiago, se observa que para los dos estados de la planta y para las dos zonas de producción durante el proceso de cocción se produce un descenso significativo en el contenido en vitamina C (Tablas 145 y 146). Resultados y Discusión - 325 - Figura 112. Ác. ascórbico (mg/100 g) nabiza Figura 113. Ác. ascórbico (mg/100 g) grelo Los resultados obtenidos indican una pérdida en vitamina C durante el tratamiento térmico del 66.53% para la nabiza de Lugo y del 84.45% para la nabiza de Santiago, 84.21% para los grelos de Lugo y 74.92% para los grelos de Santiago. Lisiewska y Kmiecik (1996) indican que el escaldado reduce el contenido en vitamina C en el bróculi y en la coliflor (41-42% y 28-32% respectivamente). Volden y col. (2009) en muestras de col indican que las pérdidas en vitamina C durante el escaldado son del 13-23%. Podsedek (2007) indica pérdidas en vitamina C durante el escaldado en distintos vegetales del género Brassica (16% para la coliflor y del 30% en la col). Ponne y col. (1994) estudian el efecto de distintos métodos de escaldado (en agua y al vapor) en endivias y espinacas previamente congeladas, indicando que el escaldado en agua produce mayor pérdida en vitamina C. LUGO SANTIAGO ZONA 0,00 20,00 40,00 60,00 80,00 ÁCIDO ASCÓRBICO ÁCIDO ASCÓRBICO FRESCO ÁCIDO ASCÓRBICO COCINADO LUGO SANTIAGO ZONA 0,00 20,00 40,00 60,00 80,00 ÁCIDO ASCÓRBICO ÁCIDO ASCÓRBICO FRESCO ÁCIDO ASCÓRBICO COCINADO Resultados y Discusión - 326 - Vázquez y López-Nomdedeu (1998) indican que la pérdida de vitamina C en verduras foliares durante la cocción oscila entre el 50 y 75%. De la Cruz y col. (1999) expusieron muestras de Phaseolus vulgaris L. a distintos tratamientos térmicos y evaluaron la eficacia del tratamiento culinario en la conservación de la vitamina C indicando que aunque todos los tratamientos térmicos aplicados causan pérdida de vitamina C la cocción a vapor es la técnica culinaria que menor pérdida produce. Borges y col. (2004) encontraron diferencias significativas entre los métodos de cocción (ebullición, microondas y al vapor) del bróculi, en los que la cocción por ebullición llevó a una mayor pérdida de vitamina C. Estos autores afirman que la cocción al vapor es considerada como un método de cocción que promueve mayor retención de vitamina C, debido al hecho de que las hortalizas no entran en contacto con el agua durante la cocción. Sin embargo, si el tiempo de cocción es prolongado se incrementa la pérdida, en este sentido señalan que los porcentajes de retención de la vitamina C utilizando métodos de cocción a ebullición y al vapor pueden ser semejantes. Kala y Prakash (2004) evalúan el efecto de distintos tratamientos térmicos (cocción convencional, a presión y en microondas) en vegetales verdes, entre ellos, la espinaca, indicando que la cocción causa pérdidas significativas en el contenido en vitamina C. Kala y Prakash (2006) analizaron distintos métodos de cocción en vegetales (berzas, guisantes y rábanos) indicando que aunque todos los tratamientos térmicos aplicados causan pérdida de vitamina C la cocción a presión produce la mayor pérdida. Miglio y col. (2008) evalúan el efecto de la cocción a vapor y en agua en distintos vegetales, indicando que para las zanahorias y para los calabacines Resultados y Discusión - 327 - la cocción en agua es la técnica que mejor mantiene el contenido en vitamina C. Oliveira y col., (2008 b ) al evaluar distintos tiempos (3 y 4 minutos) de escaldado en muestras de coles de Bruselas indican descensos significativos en el contenido en ácido ascórbico. En las Figuras 114 y 115 se observa el descenso en el contenido en ácido málico en muestras de nabiza y grelo de Lugo y Santiago tras el tratamiento térmico. Figura 114. Ác. málico (mg/100 g) nabiza Figura 115. Ác. málico (mg/100 g) grelo Los resultados obtenidos indican una pérdida significativa de ácido málico (Tablas 145 y 146) durante el tratamiento térmico del 53.90% para la nabiza de Lugo y del 50.52% para la nabiza de Santiago, 30.97% para los grelos de Lugo y 38.95% para los grelos de Santiago. LUGO SANTIAGO ZONA 20,00 40,00 60,00 80,00 100,00 120,00 ÁCIDO MÁLICO ÁCIDO MÁLICO FRESCO ÁCIDO MÁLICO COCINADO LUGO SANTIAGO ZONA 20,00 40,00 60,00 80,00 100,00 120,00 ÁCIDO MÁLICO ÁCIDO MÁLICO FRESCO ÁCIDO MÁLICO COCINADO Resultados y Discusión - 328 - De la Cruz y col. (1999) indican que el ácido málico es el ácido orgánico que se encuentra en mayor proporción en Phaseolus vulgaris L. y al igual que en la vitamina C, la pérdida de ácido málico varía entre los distintos tratamientos térmicos aplicados, indicando que aunque todos los tratamientos causan pérdida de ácido málico la cocción a vapor y a presión son las técnicas que menor pérdida producen. Los resultados obtenidos indican una pérdida de ácido cítrico durante el tratamiento térmico (Figuras 116 y 117), del 31.85% para la nabiza de Lugo y del 18.37% para la nabiza de Santiago, 28.04% para los grelos de Lugo y 13.52% para los grelos de Santiago, descensos estadísticamente significativos según el test t-Student (Tablas 145 y 146). Figura 116. Ác. cítrico (mg/100 g) nabiza Figura 117. Ác. cítrico (mg/100 g) grelo LUGO SANTIAGO ZONA 20,00 40,00 60,00 80,00 100,00 120,00 140,00 160,00 ÁCIDO CÍTRICO ÁCIDO CÍTRICO FRESCO ÁCIDO CÍTRICO COCINADO LUGO SANTIAGO ZONA 20,00 40,00 60,00 80,00 100,00 120,00 140,00 160,00 ÁCIDO CÍTRICO ÁCIDO CÍTRICO FRESCO ÁCIDO CÍTRICO COCINADO Resultados y Discusión - 329 - En las Figuras 118 y 119 se observa para las muestras frescas de nabiza y grelo de Lugo y Santiago, que durante el proceso de cocción se produce un descenso descensos estadísticamente significativos según el test t- Student en el contenido en ácido oxálico (Tablas 145 y 146). Figura 118. Ác. oxálico (mg/100 g) nabiza Figura 119. Ác. oxálico (mg/100 g) grelo Durante el tratamiento térmico se producen pérdidas significativas (Tablas 145 y 146) de ácido oxálico, en un 21.38% para la nabiza de Lugo y un 18.22% para la nabiza de Santiago, un 38.26% para los grelos de Lugo y un 30.54% para los grelos de Santiago. De la Cruz y col. (1999) evalúan la pérdida de ácido oxálico en muestras de guisante al aplicar distintos tratamientos térmicos, indicando que al igual que con la vitamina C y el ácido málico, todos los tratamientos térmicos aplicados causan pérdida de ácido oxálico, si bien la cocción a vapor y a presión son las técnicas que producen la menor pérdida de ácido oxálico. LUGO SANTIAGO ZONA 40,00 60,00 80,00 100,00 120,00 140,00 160,00 180,00 ÁCIDO OXÁLICO ÁCIDO OXÁLICO FRESCO ÁCIDO OXÁLICO COCINADO LUGO SANTIAGO ZONA 40,00 60,00 80,00 100,00 120,00 140,00 160,00 180,00 ÁCIDO OXÁLICO ÁCIDO OXÁLICO FRESCO ÁCIDO OXÁLICO COCINADO Resultados y Discusión - 330 - En las Figuras 120 y 121 se observa que para los dos estados de la planta y para las dos zonas de producción durante el proceso de cocción se produce un ligero aumento aunque significativo en el valor de pH (Tablas 145 y 146). Figura 120. pH (nabiza) Figura 121. pH (grelo) LUGO SANTIAGO ZONA 6,00 6,10 6,20 6,30 6,40 6,50 PH PH FRESCO PH COCINADO LUGO SANTIAGO ZONA 6,00 6,10 6,20 6,30 6,40 6,50 PH PH FRESCO PH COCINADO Resultados y Discusión - 331 - En las Figuras 122 y 123 se recogen los valores medios de acidez en muestras frescas y cocinadas de nabiza y grelo de Lugo y Santiago, para los dos estados de la planta y para las dos zonas de producción. Se observa que durante el proceso de cocción se produce un ligero aunque significativo descenso en la acidez de las muestras (Tablas 145 y 146). Figura 122. Acidez (nabiza) Figura 123. Acidez (grelo) LUGO SANTIAGO ZONA 0,04 0,06 0,08 0,10 0,12 0,14 ACIDEZ ACIDEZ FRESCO ACIDEZ COCINADO LUGO SANTIAGO ZONA 0,04 0,06 0,08 0,10 0,12 0,14 ACIDEZ ACIDEZ FRESCO ACIDEZ COCINADO Resultados y Discusión - 332 - En las Figuras 124 y 125 se observa para las muestras frescas de nabiza y grelo de Lugo y Santiago, que durante el proceso de cocción se producen descensos estadísticamente significativos según el test t-Student para las muestras de nabiza y grelo de Lugo en el contenido en Ca (Tablas 145 y 146). Figura 124. Ca (mg/100 g) nabiza Figura 125. Ca (mg/100 g) grelo Durante el tratamiento térmico se producen pérdidas en el contenido en Ca, en un 22.62% para la nabiza de Lugo y un 28.40% para la nabiza de Santiago, un 15.11% para los grelos de Lugo y un 15.57% para los grelos de Santiago. Kmiecik y col. (2007) al evaluar el contenido mineral en distintas especies de Brassicas, indican que el escaldado y cocinado no produce cambios significativos en el contenido en Ca. Peñuela y col. (1997) indican que el Ca es el mineral que menos se cede en el líquido de cocción en espinacas, ya que los valores medios de LUGO SANTIAGO ZONA 2,00 4,00 6,00 8,00 10,00 12,00 Ca Ca FRESCO Ca COCINADO LUGO SANTIAGO ZONA 2,00 4,00 6,00 8,00 10,00 12,00 Ca Ca FRESCO Ca COCINADO Resultados y Discusión - 339 - resultados coinciden con los obtenidos en este estudio ya que el K es uno de los minerales que se cede en mayor porcentaje al agua de cocción. Kmiecik y col. (2007) al evaluar el contenido en K en distintas especies de Brassicas indican que el procesado (escaldado o cocinado) causa descensos estadísticamente significativos. En las Figuras 138 y 139 se observa para las muestras frescas de nabiza y grelo de Lugo y Santiago, que durante el proceso de cocción se producen descensos estadísticamente significativos según el test t-Student para todas las muestras, excepto para las de nabiza de Santiago en el contenido en Rb (Tablas 145 y 146). Figura 138. Rb (mg/100 g) nabiza Figura 139. Rb (mg/100 g) grelo Durante el tratamiento térmico se producen pérdidas de un 54.96% para la nabiza de Lugo y un 25.82% para la nabiza de Santiago, un 70.57% para los grelos de Lugo y un 50.90% para los grelos de Santiago. LUGO SANTIAGO ZONA 0,00 0,01 0,02 0,03 0,04 0,05 Rb Rb FRESCO Rb COCINADO LUGO SANTIAGO ZONA 0,00 0,01 0,02 0,03 0,04 0,05 Rb Rb FRESCO Rb COCINADO Resultados y Discusión - 340 - Los resultados obtenidos indican una pérdida de Na durante el tratamiento térmico (Figuras 140 y 141). Los descensos encontrados son estadísticamente significativos según el test t-Student para las muestras de nabiza y grelo de Lugo (Tablas 145 y 146), en las que se produce una pérdida del 35.13 y 31.65%, respectivamente. Figura 140. Na (mg/100 g) nabiza Figura 141. Na (mg/100 g) grelo 4.8. ANÁLISIS MULTIVARIANTE DE LAS DETERMINACIONES FÍSICO-QUÍMICAS El análisis discriminante es una técnica estadística multivariante cuya finalidad es analizar si existen diferencias significativas entre grupos respecto a un conjunto de variables medidas sobre los mismos para, en el caso de que existan, explicar en qué sentido se dan y proporcionar procedimientos de clasificación sistemática de nuevas observaciones de origen desconocido en uno de los grupos analizados (Visauta, 2003; Guisande y col., 2006). LUGO SANTIAGO ZONA 20,00 30,00 40,00 50,00 60,00 70,00 80,00 Na Na FRESCO Na COCINADO LUGO SANTIAGO ZONA 20,00 30,00 40,00 50,00 60,00 70,00 80,00 Na Na FRESCO Na COCINADO Resultados y Discusión - 341 - Para llevar a cabo el análisis discriminante se consideraron cuatro grupos, que fueron: nabiza de Lugo (1), nabiza de Santiago (2), grelo de Lugo (3) y grelo de Santiago (4). Para estos cuatro grupos se seleccionaron en estado fresco las siguientes variables físico-químicas como variables discriminantes: L*, a*, b*, a*/b*, C*, Hº, humedad, a w , cenizas, grasa, fenoles totales, vitamina C, ácido málico, ácido cítrico, ácido oxálico, pH, acidez, Ca, Fe, Mg, Mn y Rb. Se eligieron estas variables por ser las que presentan diferencias significativas en función de la zona de producción (Z), estado de la planta (E) y/o en la interacción Z*E (Tabla 112 y 113). Al aplicar el análisis discriminante con los 4 grupos descritos y con las 22 variables seleccionadas el proceso define 3 funciones canónicas discriminantes y las variables C* y Hº se presentan como variables que no pasan la prueba de tolerancia, es decir, no aportan importancia a la formación de los grupos. En cuanto al resumen de procesamiento para el análisis de casos, de los 44 casos de partida el análisis considera como válidos 41 casos y 3 son considerados como pérdida de variable discriminante. En la Tabla 147 se recoge el resumen de las funciones canónicas discriminantes, el porcentaje de varianza, el valor de Lambda de Wilks, la significación y, en primer lugar, los autovalores para las 3 funciones discriminantes. Resultados y Discusión - 342 - Tabla 147. Autovalores, porcentaje de varianza, correlación canónica, Lambda de Wilks y significación para las 3 funciones discriminantes Función Autovalores % de varianza Correlación canónica Lambda de Wilks Sig 1 50.223 87.3 0.990 0.001 0.000 2 4.180 7.3 0.898 0.046 0.000 3 3.158 5.5 0.872 0.240 0.002 Las funciones discriminantes son expresiones matemáticas que permiten la separación de los grupos, indicando el porcentaje de la varianza de los datos explicado por estas funciones discriminantes (Guisande y col., 2006). En las tres funciones, la primera explica el 87.3% de la varianza, la segunda el 7.3%, y la tercera el 5.5%. Entre las dos primeras funciones discriminantes se explica el 87.3% de la varianza, por lo que para la representación gráfica en dos dimensiones y la interpretación sencilla de los datos se seleccionan las dos primeras funciones (Tabla 147). En dicha tabla también se incluyen los autovalores (cociente entre la variación entre grupos y la de dentro de cada grupo) (Guisande y col., 2006). Los autovalores permiten conocer la capacidad de discriminación de cada función, si bien este valor no es fácil de comparar al no tener valor máximo (el mínimo es cero), por lo cual, se ha empleado el estadístico Lambda de Wilks. Lambda de Wilks es un estadístico que identifica las mejores funciones discriminantes, va de 0 a 1, a menor valor del estadístico, mayor capacidad de discriminación. En la Tabla 147 se observa que las dos primeras funciones, que absorbían la mayor variabilidad de los casos, presentan también valores Resultados y Discusión - 343 - mayores de autovalores (la variabilidad explicada es proporcional a los autovalores). En la Tabla 147 se observa que las funciones 1 y 2 son las que discriminan mejor y ambas son significativas (p<0.001). La correlación canónica indica el poder de discriminación de las variables, un valor alto muestra que las variables son capaces de discriminar entre grupos. En la Tabla 147 se observa que son mayores para las dos primeras funciones discriminantes. El análisis discriminante a partir de los 4 grupos selecciona 6 variables discriminativas, L, a w , grasa, cenizas, fenoles y vitamina C. En la siguiente tabla se recogen los coeficientes estandarizados de las funciones discriminantes canónicas CDF 1 y CDF 2 y el coeficiente de correlación (r) entre las funciones canónicas y las 6 variables seleccionadas. Tabla 148. Coeficientes estandarizados de las funciones discriminantes canónicas CDF 1 y CDF 2 y coeficiente de correlación (r) entre las funciones canónicas y las variables en las muestras frescas variables CDF 1 r CDF 2 r L* -0.588 -0.182 0.010 -0.129 a w 0.920 0.362 0.178 0.210 grasa -1.128 -0.215 -0.031 -0.014 cenizas 0.369 0.127 0.176 0.030 fenoles -0.599 -0.121 0.016 0.024 vitamina C 0.343 -0.256 1.124 0.453 En la Tabla 148 se observa que las variables L*, a w , grasa, cenizas y fenoles son las que tienen mayor correlación con la primera función discriminante y la vitamina C con en la segunda función discriminante. Resultados y Discusión - 344 - Las funciones en los centroides de los grupos, que se muestran en la Tabla 149, indican el punto medio de cada uno de los grupos con respecto a las distintas funciones discriminantes. Tabla 149. Funciones en los centroides de los grupos Función Grupo discriminante 1 2 3 1 7.135 -0.862 -1.541 2 5.509 2.033 2.593 3 -7.692 1.874 -1.182 4 -5.801 -2.853 1.366 En la siguiente figura se observa la posición de los centroides de cada uno de los grupos (cuadrados oscuros con borde oscuro) sobre las dos funciones discriminantes canónicas (Figura 142). Función 1 1050-5-10 Función 2 10 5 0 -5 -10 4 32 1 funciones discriminantes canónicas Centroide de grupo 4 3 2 1 grupo_discriminante Figura 142. Gráfico de las funciones discriminantes canónicas Resultados y Discusión - 345 - Según se observa en la Figura 142 la primera función canónica permite separar entre los dos estados de la planta (nabiza y grelo), mientras que la segunda función canónica permite diferenciar entre zonas (Lugo y Santiago). En la primera función de la Figura 142 que se define fundamentalmente con las variables L*, a w , grasa, cenizas y fenoles (Tabla 148), se observa que separa las agrupaciones, 1 (nabiza de Lugo) y 2 (nabiza de Santiago) de la 3 (grelo de Lugo) y 4 (grelo de Santiago), siendo las muestras de nabiza las que tienen mayor a w y cenizas y menor contenido en grasa, fenoles y menor luminosidad. La segunda función que se determina en mayor medida con la variable vitamina C (Tabla 148), permite separar las agrupaciones 2 y 3 de la 1 y 4, siendo las muestras de grelo de Lugo las que presentan mayor contenido en vitamina C (Figura 142). En la Tabla 150 se recogen los resultados de clasificación mediante validación cruzada. Se muestra el número de casos y el porcentaje de los mismos correctamente clasificados para cada grupo y a que grupo han sido asignados los casos mediante análisis discriminante. Resultados y Discusión - 346 - Tabla 150. Resultados de clasificación mediante validación cruzada Grupo de pertenencia pronosticado Grupo discriminante 1 2 3 4 Total 1 11 2 0 0 13 2 1 7 0 0 8 3 0 0 10 1 11 Recuento 4 0 0 2 7 9 1 84.6 15.4 0 0 100.0 2 12.5 87.5 0 0 100.0 3 0 0 90.9 9.1 100.0 Validación cruzada % 4 0 0 22.2 77.8 100.0 En el caso del grupo 1 el análisis le asigna 11 casos (el 84.6%) y 2 casos al grupo 2 (15.4%). En el grupo 2, le asigna el 87.5% de los casos (7) y 1 caso (12.5%) al grupo 1. En el caso del grupo 3 le asigna el 90.9% de los casos (10) y 1 caso (9.1%) al grupo 4. En el grupo 4 el 77.8% de los casos (7) se clasifican en este grupo y 2 casos (22.2%) en el grupo 3 (Tabla 150). En cuanto a los resultados globales de la clasificación (% de casos correctamente clasificados del total de casos introducidos en el análisis), el 85.4% de los casos fueron clasificados correctamente mediante la validación cruzada. Esto indica que a partir de una muestra de Brassica rapa L. en la que se efectuasen las determinaciones de L*, a w , grasa, cenizas, fenoles y vitamina C, este procedimiento permitiría clasificar correctamente en uno de los cuatro grupos, con una probabilidad del 85.4% de que esté bien clasificada. Tabla 41. Intensidad relativa (I) %, frecuencia (F) % y media geométrica (M) % para cada descriptor Parámetro D1 D2 D3 D4 D5 D6 D7 D8 D9 D10 I (%) 68.47 54.85 54.33 56.14 54.57 4.14 27.85 35.66 40.38 39.95 F (%) 100 71.42 71.42 80.95 85.71 14.28 52.38 52.38 66.66 66.66 M (%) 82.74 62.58 62.29 67.41 68.39 7.68 38.19 43.21 51.88 51.60 Parámetro D11 D12 D13 D14 D15 D16 D17 D18 D19 D20 I (%) 10.04 17.71 27.66 41.38 61.47 42.33 46.38 32.14 21.85 52.38 F (%) 14.28 28.57 38.09 57.14 85.71 57.14 76.19 66.66 38.09 95.23 M (%) 11.97 22.49 32.45 48.62 72.58 49.18 59.44 46.28 28.84 70.62 Parámetro D21 D22 D23 D24 D25 D26 D27 D28 D29 D30 I (%) 11.38 29.09 26.80 22.00 32.76 44.23 40.80 65.28 65.33 32.09 F (%) 38.09 57.14 52.38 52.38 66.66 66.66 57.14 100 95.23 47.61 M (%) 20.81 40.77 37.46 33.94 46.73 54.29 48.28 80.79 78.87 39.08 Parámetro D31 D32 D33 D34 D35 D36 D37 D38 D39 I (%) 54.66 40.19 29.71 29.04 20.66 59.42 33.81 4.38 77.71 F (%) 85.71 66.66 47.61 47.61 42.85 95.23 42.85 14.28 100 M (%) 68.44 51.75 37.60 37.18 29.75 75.03 38.05 7.90 88.15 Parámetro D40 D41 D42 D43 D44 D45 D46 D47 D48 I (%) 73.04 53.38 62.95 61.09 62.47 72.23 56.52 2.71 1.09 F (%) 100 100 100 100 85.71 100 76.19 4.76 4.76 M (%) 85.46 73.06 79.34 78.16 73.17 84.98 65.62 3.59 2.27 Conclusiones - 350 - 7. En función de la zona de producción en las nabizas frescas se han encontrado diferencias estadísticamente significativas en las variables de color CIE L*a*b* (a*, a*/b y Hº), la humedad, la grasa, el ácido ascórbico, el ácido málico, el ácido oxálico, el pH, la acidez, el Mg y el Rb. 8. En las muestras de grelos frescos, las diferencias estadísticamente significativas, en función de la zona de producción, se han encontrado en las variables de color CIE L*a*b* (a*, a*/b y Hº), el ácido ascórbico, el ácido cítrico y el Ca. 9. En las nabizas cocinadas se han encontrado diferencias estadísticamente significativas, en función de la zona de producción, en todos los parámetros analizados, excepto, L*, la actividad de agua, la grasa, los fenoles totales, el ácido cítrico y el pH. En el contenido en minerales se han encontrado diferencias significativas en el Rb. 10. En los grelos cocinados, las diferencias estadísticamente significativas en función de la zona de producción se han encontrado en las variables de color CIE L*a*b* (L*, a*, b* y C*), la humedad, las cenizas, el ácido ascórbico, el ácido cítrico, el Ca y el Zn. 11. En cuanto al estado de la planta, en la zona de producción de Lugo existen diferencias estadísticamente significativa para las variables sensoriales: color de la hoja, firmeza del tallo, firmeza de la hoja, resistencia al corte del tallo, fibrosidad en boca, adhesión al paladar y sabor amargo, y en las muestras de Santiago las diferencias se sitúan en las variables: color de la hoja, brillo, resistencia al corte del tallo y humedad en boca. Conclusiones - 351 - 12. En las nabizas cocinadas se han encontrado diferencias estadísticamente significativas, en función de la zona de producción, en las variables sensoriales: intensidad del olor, firmeza del tallo, resistencia al corte del tallo y sabor amargo. 13. En los grelos cocinados las diferencias estadísticamente significativas, en función de la zona de producción, se han encontrado en las variables sensoriales: firmeza del tallo, firmeza de la hoja y resistencia al corte del tallo. 14. El tratamiento térmico tiene una influencia clara sobre prácticamente todas las variables físico-químicas analizadas en nabiza y grelo. 15. El análisis discriminante indica que realizando en una muestra las determinaciones físico-químicas de L*, a w , grasa, cenizas, fenoles y vitamina C se podría clasificar correctamente la misma en uno de los cuatro grupos (nabiza de Lugo, nabiza de Santiago, grelo de Lugo y grelo de Santiago) con una probabilidad del 85.4%. Bibliografía - 355 - Abbott, J.A. (1998). Quality measurement of fruits and vegetables. Postharvest Biology and Technology, 15, 207-225. Adrian, J. y Frangne, R. (1990). La ciencia de los alimentos de la A a la Z. Ed. Acribia, S.A. Zaragoza. España. Adrian, J., Potus, J. y Poiffait, A. (2000). 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