Medicina tranfusional en perros: avances y aplicaciones prácticas

Adrián Polo Fraga Medicina tranfusional en perros: avances y aplicaciones prácticas Facultad de Veterinaria Grado en Veterinaria Año 2023 Modalidad del Trabajo: Revisión Bibliográfica Trabajo de Fin de Grado Licencia Excepto donde se haga constar explícitamente, esta obra pertenece a Adrián Polo Fraga y está bajo una licencia de “Creative Commons Reconocimiento 4.0 Internacional”. 1 RESUMEN La medicina transfusional en perros es una práctica clínica ampliamente utilizada y que ha experimentado un rápido desarrollo en las últimas décadas. A partir de la sangre de un animal donante podemos obtener diferentes hemoderivados tales como sangre entera, concentrados de eritrocitos, plasma fresco-congelado, concentrado de plaquetas, crioprecipitado y criosobrenadante. Cada uno de estos productos sanguíneos difiere del otro en su composición, características de almacenamiento e indicaciones clínicas. Durante el almacenamiento, las unidades experimentan cambios físicos y bioquímicos (acidificación, pedida de ATP, depleción del calcio…) que pueden afectar a la viabilidad celular, así como aumentar la incidencia de reacciones transfusionales. Además, para evitar incompatibilidades es importante determinar el grupo sanguíneo del receptor, especialmente después de una primera transfusión. En los perros se han identificado 10 grupos sanguíneos (DEA 1, 3, 4, 5, 6, 7 y 8, Dal, Kai 1 y Kai 2) siendo el más común y con mayor poder inmunogénico el DEA 1. Las pruebas de compatibilidad cruzadas permiten detectar posibles incompatibilidades entre la sangre del donante y la del receptor debidas a la presencia de anticuerpos frente al antígeno eritrocitario del donante. Cuando una de esas incompatibilidades ocurre, se producen reacciones transfusionales que dan lugar a pirexia, hemólisis, reacciones de hipersensibilidad aguda, reacciones respiratorias agudas y la hipocalcemia. Palabras clave: Transfusión, perros, hemoderivados, antígenos, reacciones transfusionales. 2 RESUMO A medicina transfusional en cans é unha práctica clínica moi empregada e que sufriu unha acelerada evolución nas últimas décadas. A partir do sangue dun animal doante podemos obter diferentes hemoderivados tales como sangue enteiro, concentrados de eritrocitos, plasma frescoconxelado, concentrado de plaquetas, crioprecipitado e criosobrenadante. Cada un destes produtos sanguíneos difire do outro na súa composición, características de almacenamento e indicacións. Durante o almacenamento, as unidades sofren cambios físicos e bioquímicos (acidificación, pedida de ATP, depleción do calcio…) que poden afectar á viabilidade celular, así como aumentar a incidencia de reaccións transfusionais. Ademais, para evitar incompatibilidades é importante determinar o grupo sanguíneo do paciente, sobre todo tras unha primeira transfusión. En cans identificáronse 10 grupos sanguíneos (DEA 1, 3, 4, 5, 6, 7 e 8, Dal, Kai 1 e Kai 2) sendo o máis común e con maior poder inmunoxénico o DEA 1. As probas de compatibilidade cruzadas permiten detectar posibles incompatibilidades entre o sangue do doante e do receptor debido á presenza de anticorpos fronte ao antíxeno eritrocitario do doante. Cando unha desas incompatibilidades ocorre, prodúcense reaccións transfusionais que dan lugar a pirexia, hemólise, reaccións de hipersensibilidade aguda, reaccións respiratorias agudas e a hipocalcemia. Palabras chave: Transfusión, cans, hemoderivados, antíxenos, reaccións transfusionais. ABSTRACT Transfusion medicine in dogs is a widely used clinical practice that has experienced rapid evolution in recent decades. Various blood derivatives, including whole blood, packed red blood cells, fresh-frozen plasma, platelet concentrate, cryoprecipitate and cryosupernatant, can be obtained from donor animals. Each of these blood products differs in terms of composition, storage characteristics, and indications. Throughout storage, the units undergo physical and biochemical changes (acidification, ATP loss, calcium depletion...) that can affect cellular viability and increase the ocurrence of transfusion reactions. Additionally, determine the patient's blood type is crucial, especially after an initial transfusion, to prevent incompatibilities. Dogs have 10 blood groups (DEA 1, 3, 4, 5, 6, 7, and 8, Dal, Kai 1, and Kai 2), with DEA 1 being the most prevalent and immunogenic. Cross-matching tests allow us the identification of incompatibilities between the donor's and the recipient's blood due to the presence of antibodies against the donor's red blood cell antigen. Incompatibilities results in transfusion reactions, which can lead to fever, hemolysis, acute hypersensitivity reactions, acute respiratory reactions, hypocalcemia. Key words: Transfusion, dogs, blood products, antigen, transfusion reactions. 3 ÍNDICE INTRODUCCIÓN Y OBJETIVOS .............................................................................................. 5 MATERIAL Y MÉTODOS .......................................................................................................... 7 DESARROLLO .......................................................................................................................... 10 1. Tipos de hemoderivados .................................................................................................. 10 2. Obtención de productos ................................................................................................... 14 3. Indicaciones de transfusiones .......................................................................................... 20 4. Grupos sanguíneos y pruebas cruzadas ........................................................................... 23 5. Procedimiento ................................................................................................................. 31 6. Reacciones transfusionales .............................................................................................. 36 CONCLUSIONES ...................................................................................................................... 43 BIBLIOGRAFÍA ......................................................................................................................... 44 4 ÍNDICE DE FIGURAS Figura 1: Esquema de búsqueda de fuentes bibliográficas ............................................................ 9 Figura 2: Esquema productos sanguíneos ................................................................................... 10 Figura 3: Distribución grupos sanguíneos a nivel mundial ......................................................... 26 Figura 4: Distribución grupos sanguíneos a nivel europeo ......................................................... 26 Figura 5: Esquema compatibilidad tipo de sangre ...................................................................... 28 Figura 6: Tarjeta de aglutinación ................................................................................................ 29 Figura 7: Tira de inmunocromatografía ...................................................................................... 29 Figura 8: Tubo de gel .................................................................................................................. 29 Figura 9: Escala colorimétrica del nivel de hemólisis ................................................................. 31 Figura 10: Sistema de administración por goteo ......................................................................... 33 Figura 11: Filtro de micro-agregados de línea ............................................................................ 33 ÍNDICE DE TABLAS Tabla 1: Criterios de donación .................................................................................................... 14 5 INTRODUCCIÓN Y OBJETIVOS La medicina transfusional en perros se refiere al estudio y la práctica de transfusiones de sangre con el objetivo de tratar y prevenir diversas afecciones médicas. Consiste en el proceso de administrar sangre o componentes sanguíneos específicos a perros que requieren soporte o corrección de trastornos hematológicos o hemostáticos. Este proceso implica la cuidadosa selección de donantes de sangre compatibles y la administración segura de productos sanguíneos, como glóbulos rojos, plasma y plaquetas. Estos productos sanguíneos se pueden utilizar para tratar casos de anemia severa, pérdida aguda de sangre, trastornos de la coagulación o enfermedades autoinmunes que afectan a los componentes de la sangre. El primer reporte de una trasfusión sanguínea exitosa en animales fue realizado por Richard Lower en 1665. En la actualidad, ha habido grandes avances en este ámbito, gracias a las continuas mejoras en el procesamiento y almacenamiento de la sangre, así como a la evolución de las prácticas transfusionales. En los últimos 20 años se ha convertido en una herramienta clínica esencial que conlleva el conocimiento de diferentes aspectos que la hacen una técnica única. El principal objetivo de este Trabajo de Fin de Grado es la realización de una revisión bibliográfica actualizada, desde el año 2000 hasta la actualidad, intentando servir como guía teórica y clínica para la medicina transfusional en veterinaria. A su vez, esta premisa puede dividirse en objetivos más específicos: • El primer objetivo es plasmar la variedad de productos sanguíneos disponibles en el mercado, explicando los componentes e indicaciones de cada uno. • Otro de los objetivos es explicar cómo se realiza la obtención de los hemoderivados, desde la extracción de sangre del animal donante hasta la separación en componentes y posterior almacenamiento de cada producto. • Una de las claves para la correcta realización de una transfusión es que la sangre del donante y del receptor sea compatible, por lo que el siguiente objetivo es conocer los diferentes antígenos que conforman los grupos sanguíneos caninos y su distribución, así como que métodos para la detección de grupos o incompatibilidades están disponibles en el mercado hoy en día. • Para una correcta realización de la transfusión es necesario entender las diferentes etapas del procedimiento, por lo que el cuarto objetivo es explicar desde la preparación del paciente, preparación de los productos, cálculos de volumen a transfundir, hasta la monitorización del receptor. 6 • Dado que en veterinaria hay una incidencia relativamente elevada de reacciones adversas ocasionadas por transfusiones, el último objetivo es reconocer las principales reacciones transfusionales en perros, así como su origen, signos clínicos y tratamiento. 7 MATERIAL Y MÉTODOS Para la elaboración del siguiente Trabajo de Fin de Grado, se ha realizado una revisión bibliográfica actualizada sobre la terapia transfusional en perros, avances en las últimas décadas y sus aplicaciones prácticas. Para ello, se ha utilizado el motor de búsqueda de artículos científicos: ➢ Pubmed: https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov La estrategia de búsqueda empleada se agrupa en 3 ramas claramente diferenciadas (Figura 1): La primera rama de búsqueda se centró en la medicina transfusional per se, buscando artículos científicos que asentasen la base de dicha técnica médica, así como permitiesen conocer el proceder a la hora de realizarla. Esta búsqueda también tenía como pretensión la de conocer los diferentes tipos de productos sanguíneos, al igual que las lesiones que pueden aparecer en los mismos tras su almacenamiento. Por lo tanto, se procedió con el siguiente esquema de búsqueda: Transfusión sanguínea “Transfusion medicine”: 65.730 resultados “Transfusion medicine”, “dog”: 528 resultados “Transfusion medicine”, “dog”, “blood transfusion”: 489 resultados “Transfusion medicine”, “dog”, “blood transfusion”, “blood product”: 89 resultados Dado que uno de los intereses de este Trabajo de Fin de Grado es analizar los avances en la medicina transfusional en las últimas décadas, se añade un filtro temporal a la búsqueda, el cual la limita a artículos publicados a partir del año 2000, inclusive. “Transfusion medicine”, “dog”, “blood transfusion”, “blood product”, >2000: 72 resultados → 8 artículos Dentro de esos 72 resultados, se realiza un cribado leyendo las introducciones de aquellos artículos de interés, descartando artículos compartidos con otras ramas de búsqueda, sin información relevante o estudios experimentales no aplicables al ámbito clínico. Tras este proceso, se obtienen un total de 8 artículos. Además, se adiciona una palabra clave (“storage lesion”), que permite filtrar los resultados a aquellos relacionados con las lesiones que sufre la sangre durante su almacenamiento. “Transfusion medicine”, “dog”, “blood transfusion”, “blood product”, “storage lesion”, >2000: 6 resultados → 3 artículos 14 2. Obtención de productos Donantes (requisitos) A la hora de seleccionar un donante se prioriza ante todo el bienestar del mismo, eligiendo individuos con unas características que reduzcan la posibilidad de aparición de cualquier complicación durante el proceso de extracción de sangre. La sangre del donante debe coincidir con la del receptor, aunque en perros esto sólo adquiere importancia tras la primera transfusión (Helm & Knottenbelt, 2010b). A continuación, podemos encontrar una tabla donde se especifican los requisitos que han de cumplir los animales para poder ser donantes de sangre (Tabla 1) (Helm & Knottenbelt, 2010b; Lanevschi & Wardrop, 2001; Stefani et al., 2021). Tabla 1: Criterios de donación Criterios de donación Sano y con buen carácter Exploración física normal Peso >25kg Edad de 1 a 8 años Sin gestaciones previas. Las hembras deben estar castradas. Hematocrito >35% Vacunado y desparasitado Sin enfermedades infecciosas e, idealmente, sin historial de viajes al extranjero o en contacto con animales que lo hayan hecho DEA 1.1 o 1.2 negativo Como muestra la Tabla 1, los donantes no pueden haber tenido gestaciones. Esto es debido a que algunos estudios afirman que la madre presenta riesgo de sensibilización a antígenos del grupo sanguíneo de los fetos, de tal forma que se generan anticuerpos de forma natural que pueden interferir con la sangre del receptor y provocar una reacción transfusional (Blais et al., 2009). La selección de animales libres de enfermedades infecciosas es otro de los criterios básicos para actuar como donante. De forma general, se debe testar a los animales frente a los siguiente patógenos: Bartonella spp., Babesia spp., Ehrlichia canis, Mycoplasma haemocanis, Leishmania spp., Anaplasma spp., Hepatozoon spp., Brucella canis, Neorickettsia risticii, Rickettsia felis, y Trypanosoma cruzi. Se debe considerar además el cribado para otras especies de Bartonella, Babesia, Erlichia o Mycoplasma (Abrams-Ogg & Blois, 2022b). A su vez, a la hora de realizar las pruebas de detección de unos u otros patógenos, se debe tener en cuenta la prevalencia de los diferentes agentes en función del área o región de donde procederán los donantes. 15 Obtención de sangre ➢ La extracción La sangre puede provenir de un banco de sangre, el cual se encarga de dicha extracción y división en los diferentes componentes utilizados en medicina transfusional, o realizarse directamente en centros veterinarios a partir de animales que actúen como donantes. Es decir, mediante donantes internos o a través de un programa de donantes externos. Ambas opciones tienen ventajas y desventajas, y la elección debe tener en cuenta las necesidades y recursos del centro (Lanevschi & Wardrop, 2001). De forma general, la extracción de sangre se realizará con el animal despierto, aunque en algunas ocasiones puede valorase el uso de fármacos relajantes. Algunos autores mencionan que si el animal es muy nervioso puede emplearse butorfanol (0,1-0,3mg/kg IV o IM), o en caso de querer un efecto más potente, puede combinarse con acepromazina (0,1-0,3 mg/kg IV), teniendo precaución por su efecto hipotensor (Helm & Knottenbelt, 2010b). Sin embargo, no es recomendable emplear a este tipo de animales como donantes, puesto que uno de los criterios de selección es el carácter apacible del animal, pudiendo estar violando el bienestar animal en nuestro ejercicio clínico (Lanevschi & Wardrop, 2001). Las guías recomiendan que este procedimiento sea realizado por tres miembros del personal, los cuales van a presentar funciones bien diferenciadas. Una de las personas se encargará de la sujeción del donante, una segunda será la responsable de mantener fijada la aguja en el punto de extracción y una última comprobará el peso de la bolsa de sangre a la vez que la balancea, asegurándose de que el anticoagulante se mezcle con la sangre y haciendo presión con la jeringuilla (Helm & Knottenbelt, 2010b). El perro debe de posicionarse en decúbito lateral, con el cuello en extensión. y la cabeza sujeta por un miembro del personal. A continuación, se debe tratar el área del punto de extracción, con antiséptico y analgésico local. El acceso venoso empleado en este procedimiento es la vena yugular. Una vez tratada el área de punción, se procede a introducir la aguja o catéter a través de la zona de proyección de la vena yugular. Cabe destacar, que dicho catéter está conectado a una bolsa de recolección de sangre ubicada por debajo del animal, permitiendo gracias a la gravedad que la sangre fluya hacia la misma. Al mismo tiempo, dicha bolsa debe ser balanceada para asegurar una correcta mezcla del anticoagulante con la sangre y pesada para llegar al objetivo de 450-500g (corresponden a 450-500 ml) (Helm & Knottenbelt, 2010b). En lo referido al volumen de sangre que se puede extraer de un donante sin que se produzcan graves repercusiones en su organismo, se pueden encontrar 3 intervalos (Helm & Knottenbelt, 2010b): 16 ➢ <10% del volumen total sanguíneo: el animal no sufre ningún efecto adverso. ➢ 10-20% del volumen total sanguíneo: no se produce una anemia con importancia clínica, aunque si se puede apreciar una hipovolemia al poco tiempo de la extracción ➢ >20% del volumen total sanguíneo: el animal sufre una hipovolemia severa que puede poner en riesgo la salud del donante. Es importante tener en cuenta que el volumen sanguíneo total es dependiente del peso corporal del animal, por lo que hay que tener precaución en animales que presenten sobrepeso (Helm & Knottenbelt, 2010b). De forma general, a los donantes se le suele extraer un 20% de su volumen sanguíneo total, dando volúmenes aproximados de 450-500ml, aunque puede variar según el peso del animal (Helm & Knottenbelt, 2010b). ➢ El procesado La sangre entera es conducida a un sistema que presenta un mecanismo de autolavado que permite que dicha sangre entre de forma estéril en las diferentes bolsas de recolección (Stefani et al., 2021). Además, ésta puede ser sometida a un proceso de leucoreducción que consiste en la eliminación de los glóbulos blancos residuales de la sangre entera del donante, generalmente, haciéndola pasar por un filtro con un tamaño de poro que retenga en su matriz a los leucocitos, pero no a los eritrocitos. Gracias a este proceso se elimina >99,9% de glóbulos blancos, lo que permite disminuir la producción de citoquinas proinflamatorias liberadas por parte de los glóbulos blancos en la sangre almacenada (Bosch Lozano et al., 2019). Los componentes de la sangre entera son separados mediante centrifugación a una temperatura de 4ºC, la cual debe realizarse acto seguido a la extracción (Kisielewicz & Self, 2014). Posteriormente se conduce al plasma a una bolsa satélite, dando lugar al plasma fresco congelado. En la bolsa inicial se encontraría un concentrado de eritrocitos, el cual ha de ser resuspendido con 100ml de salino-adenina-glucosa-manitol (SAGM) que aporta los componentes necesarios para la vitalidad celular (Stefani et al., 2021). El producto obtenido presenta un hematocrito del 60- 90% según la técnica de centrifugación empleada (Helm & Knottenbelt, 2010a), siendo recomendable una centrifugación de la sangre entera a 4.100 rpm durante 10 minutos (Chiaramonte, 2004). Una unidad de concentrado de eritrocitos canino de 200-250 ml tiene la misma capacidad de transporte de O2 que una de sangre entera canina (450 ml) (Helm & Knottenbelt, 2010a). En veterinaria, la obtención de concentrados de plaquetas a partir de unidades de sangre entera se realiza mediante el método de capa leucocitaria (buffy coat derived PC method). Éste consiste en 17 una centrifugación rápida (5.000 rpm durante 5 min) en la que unas placas refrigerantes (con butanodiol) dentro de contenedores de almacenamiento enfrían rápidamente y mantienen la sangre entera a 22ºC un máximo de 24h antes de procesarla, consiguiendo así un concentrado del 90-95% de plaquetas junto con células blancas en la capa leucocitaria (Callan et al., 2009). Otra opción menos empleada en veterinaria, es obtener concentrados de plaquetas mediante plaquetoféresis directamente de la sangre de un donante. Para ello, la sangre es extraída del donante y anticoagulada (ácido-citrato-dextrosa) en un sistema extracorporal cerrado que mediante centrifugación separa los componentes de la sangre, permitiendo la producción de un concentrado de plaquetas, mientras que el resto de los componentes sanguíneos son devueltos al torrente sanguíneo del donante (Callan et al., 2009). Los separadores de células sanguíneas automáticos disponibles en veterinaria son el AS104, MCS Plus y el COBE Spectra, aunque su uso aún no se encuentra extendido en España, en otros países como Reino Unido se emplea frecuentemente (Callan et al., 2009). Un estudio en 14 perros sanos sometidos a plaquetoféresis mediante el dispositivo COBE Spectra, demostró que mediante este método se obtienen concentrados plaquetarios elevados, pero a la larga provoca una elevación de la concentración sanguínea de anticoagulante citrato dentro del donante, produciendo descensos del calcio sanguíneo llegando a producir sintomatología como temblores o arritmias cardiacas (Callan et al., 2009). Además, los concentrados de plaquetas frescos deben ser almacenados de forma que la bolsa sufra un constante balanceo, evitando así que ocurra la agregación plaquetaria. Esto hace que el almacenamiento de estos productos en fresco solo sea rentable en las instalaciones de los propios bancos de sangre (Helm & Knottenbelt, 2010a). Por otra parte, el crioprecipitado es obtenido mediante la descongelación controlada del plasma fresco congelado y separación del material precipitado. Ese precipitado blanco en el plasma es separado mediante centrifugación (porción crioprecipitada). El sobrenadante que se extrae durante la preparación del crioprecipitado se denomina criosobrenadante (Chiaramonte, 2004). Almacenamiento ➢ Condiciones de almacenamiento Tras la extracción de sangre del donante es importante almacenarla de forma adecuada para que llegue al paciente en su mejor estado. Un mal almacenamiento puede dar lugar a reacciones transfusionales en el receptor (Helm & Knottenbelt, 2010a). La sangre entera almacenada se extrae de un animal donante y es transferida a una bolsa o jeringa que contenga citrato-fosfato-dextrosa (CPD), citrato-fosfato-dextrosa-adenina (CPDA-1) o ácido- 18 citrato-dextrosa (ACD). El citrato cumple la función de anticoagulante, mientras que la dextrosa y la adenina sirven como nutrientes para las células contenidas (Kisielewicz & Self, 2014). Esta debe de ser almacenada en un refrigerador a 1-6ºC, siendo viable durante 21-28 días (Chiaramonte, 2004). El concentrado de eritrocitos canino contiene como anticoagulante una solución de citratofosfato-dextrosa (DPD) y como conservante de los eritrocitos una de NaCl-adenina-glucosa- manitol (Ferreira & Mesa Sánchez, 2017). El tiempo de almacenamiento máximo es de 35-42 días en refrigeración entre 1-6ºC (Helm & Knottenbelt, 2010a; Kisielewicz & Self, 2014). Una vez expuesto durante más de 15 min a temperatura ambiente, el concentrado debe ser empleado en las siguientes 6 horas o volver a refrigerarlo para su uso en 24h (Ferreira & Mesa Sánchez, 2017). El plasma fresco congelado puede almacenarse durante 1 año a -18ºC, momento a partir del cual pasa a ser denominando plasma congelado, extendiendo su vida útil a 4 años. Cuando el plasma fresco congelado es descongelado en refrigerador durante un tiempo inferior a 24h, puede volver a ser congelado, reduciéndose su vida útil a la mitad de la restante. Si se descongela a temperatura ambiente no se puede volver a congelar, siendo obligado su uso en las siguientes 6 o 24h según si se refrigera o no (Ferreira & Mesa Sánchez, 2017). El almacenamiento del concentrado de plaquetas va a diferir dependiendo de si se trata de un concentrado fresco o uno congelado. En el primero de los casos, el almacenamiento puede ser a temperatura ambiente, pero con una constante agitación del producto, de tal forma que no se formen agregados plaquetarios. El tiempo máximo de almacenamiento es de 5 días (Ferreira & Mesa Sánchez, 2017). Si hablamos de concentrado de plaquetas congelado, una de las opciones de almacenamiento es la criopreservación a -80ºC durante un tiempo máximo de 2 años. En este caso, además del concentrado de plaquetas, el producto lleva consigo una solución conservante de dimetilsulfóxido (DMSO) al 6% (Abrams-Ogg & Blois, 2022a). El crioprecipitado se almacena entre -18ºC y -20ºC durante un máximo de 1 año (Chiaramonte, 2004; Ferreira & Mesa Sánchez, 2017; Helm & Knottenbelt, 2010a). El criosobrendante puede almacenarse durante 5 años a -18C, si la intención es utilizarlo como fuente de albúmina y globulinas; o durante 1 año cuando los factores de coagulación son requeridos (Ferreira & Mesa Sánchez, 2017). 19 ➢ Lesiones por almacenamiento El propio almacenamiento de los productos hemoderivados puede provocar cambios en la composición o alteraciones fisicoquímicas que pueden tener cierto impacto en la calidad de los productos, así como en el paciente que los recibe. La presencia de lesiones por almacenamiento y su potencial negativo en la salud humana y veterinaria, recomiendan que se emplee sangre que haya sido almacenada el menor tiempo posible (<14-21 días) o sangre fresca, sobre todo en pacientes críticos (Kisielewicz & Self, 2014). En los primeros 7 días de almacenamiento de la sangre, el lactato comienza a acumularse, lo cual mediante un mecanismo de tamponación sanguínea deriva en una liberación excesiva de CO2 que se convertirá en ácido carbónico que, junto al ácido láctico y ácido pirúvico, contribuirán a la bajada del pH sanguíneo (Coll et al., 2022). Esa acidificación de la sangre provoca disminuciones de hasta el 54% de los niveles de 2,3 Difosfoglicerato (2,3 DPG), necesario para un correcto intercambio de gases en los tejidos (Kisielewicz & Self, 2014). En personas estos niveles vuelven a la normalidad en 72h tras la transfusión, mientras que en perros no está determinado (Kisielewicz & Self, 2014). El impacto clínico de la depleción del 2,3 DPG es difícil de probar y se piensa que los niveles son restaurados rápidamente en el animal in vivo (receptor), no mostrando una gran diferencia, en lo que a beneficios se refiere, el empleo de sangre almacenada o fresca en animales críticos (Helm & Knottenbelt, 2010a). Sin embargo, hay estudios que indican que el empleo de sangre almacenada más de 42 días puede llegar a empeorar el cuadro clínico de pacientes en los que el intercambio gaseoso está comprometido (Rodrigues et al., 2020). Los niveles de ATP intracelular en concentrados de eritrocitos se reducen un 60% tras 5 semanas de almacenamiento. Dicho ATP protege la membrana de los eritrocitos de la microvesiculación, por lo que su disminución conduce a una acumulación extracelular de factores proinflamatorios con carga negativa y micropartículas procoagulantes (Kisielewicz & Self, 2014). Otra de las modificaciones que se han observado tras el almacenamiento de los productos hemoderivados es un incremento de los niveles de potasio tanto intra como extracelular (Rodrigues et al., 2020). Son varios los factores que contribuyen a este incremento: la reducción del pH, el proceso de refrigeración que provoca efectos negativos sobre la función enzimática de la bomba de sodio-potasio, así como el propio descenso de los niveles de ATP provocado por el almacenamiento (Coll et al., 2022). Se emplean diferentes métodos para reducir la acumulación de lesiones por almacenamiento, mejorando la salud de los eritrocitos, y prologando la supervivencia de las células sanguíneas en el receptor, así como, reducir el riesgo y gravedad de las reacciones transfusionales. La 20 leucoreducción y la disminución de plaquetas se realiza antes del almacenamiento, consiguiendo así que se reduzca la presencia de mediadores de la inflamación y lesiones de almacenamiento (Coll et al., 2022). Sin embargo, provocan un incremento en las concentraciones de tromboxano B2 (TXB2) y no elimina 6-ketoprostaglandin F1alpha (6-keto-PGF1α) en la sangre entera canina, provocando desequilibrios en la coagulación (Coll et al., 2022). Un estudio del año 2021 buscaba evaluar la calidad in vitro de sangre entera canina y concentrado de eritrocitos canino tras 35 días de almacenamiento, y analizar así el posible efecto de la leucoreducción sobre los parámetros bioquímicos y hematológicos de la sangre. Los resultados de dicho estudio demuestran como la leucoreducción produce casi una completa depleción de las plaquetas (99% en unidades de sangre canina) haciéndola inservible en casos de trombocitopenia (Stefani et al., 2021). La irradiación de concentrados de eritrocitos (pRBCs) para inactivar los linfocitos no tiene un gran impacto en el desarrollo de lesiones por almacenamiento, pero sin embargo no son muy empleados en la práctica (Abrams-Ogg & Blois, 2022b; Coll et al., 2022). El lavado de células rojas antes de la trasfusión permite eliminar el 95% del plasma o sobrenadante, proteínas, citoquinas, micropartículas, anticuerpos, detritus celulares y otras lesiones de almacenamiento que contiene la sangre del donante, reduciendo así el riesgo de reacciones transfusionales. Sin embargo, puede aumentar la fragilidad de los eritrocitos, produciendo hemolisis (Coll et al., 2022). Los avances en soluciones que permitan mantener la viabilidad y salud de los eritrocitos han conseguido que los tiempos de almacenamiento sean mayores, aunque no han eliminado la existencia de lesiones debidas a dicho almacenamiento (Coll et al., 2022). 3. Indicaciones de transfusiones Son múltiples las indicaciones para realizar una transfusión en pacientes caninos, y cada hemoderivado será utilizado en situaciones diferentes. Sangre entera La sangre entera se usa en pacientes que requieren múltiples componentes sanguíneos o han perdido más del 50% de su volumen sanguíneo total. Su administración está dirigida a reponer la capacidad de transporte de oxígeno y la actividad oncótica. La sangre entera fresca, con factores de coagulación lábiles, se usa en casos de hemorragia debida a diversas afecciones, mientras que la sangre entera almacenada, que preserva los factores de coagulación estables, se usa en casos de intoxicación por rodenticidas antagonistas de la vitamina K. Sin embargo, la sangre entera no es la más adecuada cuando se necesita una reoxigenación específica de tejidos y no hay necesidad de expansión del volumen plasmático (Lanevschi & Wardrop, 2001). En tales casos, se prefiere 21 la transfusión de concentrado de glóbulos rojos puesto que evitamos el riesgo de sobrecarga circulatoria (Callan, 2022). En pacientes con hemorragia aguda de menos del 50% de la pérdida total de volumen sanguíneo, la expansión del volumen y la reoxigenación tisular se pueden lograr con soluciones cristaloides y glóbulos rojos concentrados, respectivamente (Lanevschi & Wardrop, 2001). Concentrado de eritrocitos Este producto sanguíneo es empleado en casos de anemias hemolíticas (anemias inmunomediadas, parásitos sanguíneos, fármacos, tóxicos…), anemias por perdida de sangre, anemias no regenerativas (enfermedad renal, patologías en médula ósea…), cirugía (para corrección del hematocrito previo al procedimiento o en cirugías con gran pérdida de sangre) y en reanimaciones cardiopulmonares de tal forma que aumentamos la capacidad de oxigenación del paciente (Helm & Knottenbelt, 2010ª; Kisielewicz & Self, 2014; Ferreira & Mesa Sánchez, 2017). A la hora de tomar una decisión en cuanto si está indicado o no la trasfusión de concentrado de eritrocitos se hace basándonos en el hematocrito del paciente, así como en su evaluación clínica. Sin embargo, los valores umbral no están del todo definidos en medicina veterinaria (Callan, 2022). Algunos autores mencionan que está indicada la transfusión de concentrado de eritrocitos cuando el paciente muestra los siguientes valores: ➢ Hematocrito < 21% ➢ Hematocrito < 28% en pacientes críticos que vayan a recibir anestesia ➢ Hematocrito < 35% en animales con otras enfermedades y signos de hipoperfusión Estos valores hay que entenderos en conjunto con la situación del paciente, dando importancia a la presencia de signos clínicos de hipoperfusión, tales como: depresión, anorexia, debilidad, hipotensión, hipotermia, aumento del TRC, taquicardia y/o taquipnea (Ferreira & Mesa Sánchez, 2017). Por lo tanto, no en todos los pacientes con un hematocrito menor del 21% está indicada una transfusión, sino que es necesaria la evaluación completa del mismo. Plasma fresco-congelado Habitualmente se emplea en pacientes que presentan déficits en los factores de coagulación ya sea de forma adquirida (fallo hepático, intoxicación por rodenticidas o coagulación intravascular diseminada (CID)) como congénita (enfermedad Von Willebrand, hemofilia A -déficit en factor VIII- y hemofilia B -déficit en factor IX) (Chiaramonte, 2004). Al año de su almacenamiento, sufre una degradación de los factores termolábiles (factor V yVIII), factor von Willebrand y proteínas plasmáticas, pasando a denominarse plasma congelado (Chiaramonte, 2004; Ferreira & Mesa Sánchez, 2017; Helm & Knottenbelt, 2010a). Éste mantiene los factores dependientes de la 22 vitamina K (factor II, VII, IX, X), por lo que su uso está indicado en casos de intoxicación por rodenticidas (Ferreira & Mesa Sánchez, 2017; Helm & Knottenbelt, 2010a). Algunas fuentes afirman que el empleo de plasma fresco congelado mejora el pronóstico de los pacientes que sufren pancreatitis (Kisielewicz & Self, 2014; Ferreira & Mesa Sánchez, 2017). Sin embargo, esta información es controversial puesto que se basa en la premisa de que durante las pancreatitis se agotan las reservas de antiproteasas (como la alfa-2-macroglobulina) que se utilizan para inhibir las proteasas pancreáticas que se han activado prematuramente. La intención es reponer las proteínas agotadas y las antiproteasas de origen natural, como la AT III, la antichimotripsina y la alfa-2-macroglobulina. Se ha observado que en humanos a medida que la pancreatitis es más grave, la concentración de alfa-2-macroglobulina en el suero es menor. Sin embargo, esta correlación específica no se ha demostrado en perros, por lo que el extrapolarlo a la especie canina no se encuentra realmente apoyado por la evidencia científica (Chiaramonte, 2004). De igual forma, el empleo de plasma fresco congelado para el aporte de inmunoglobulinas en enfermedades como la parvovirosis, sepsis o endotoxemia, también es controvertido debido a que la evidencia científica al respecto no es conclusiva (Chiaramonte, 2004; Helm & Knottenbelt, 2010a). Se basa en la administración de plasma fresco congelado a un paciente con la intención de conseguir una sustitución de la inmunidad pasiva y aumentar la presión oncótica, ayudando a mejorar la sintomatología del paciente (Ferreira & Mesa Sánchez, 2017). En un estudio realizado en 12 pacientes caninos que recibieron plasma fresco congelado como suplemento de inmunoglobulinas, no se pudo determinar si el plasma fresco congelado, proveniente de donantes vacunados de forma habitual, proporcionaba suficientes inmunoglobulinas como para tener un efecto beneficioso en perros con infección por parvovirus, sepsis o endotoxemia (Chiaramonte, 2004). El empleo de plasma fresco congelado en casos de hipoalbuminemia está en desuso (Chiaramonte, 2004) puesto que se necesitan volúmenes muy altos (10 ml/kg) para conseguir elevar 0,2 g/dl la albúmina plasmática (Ferreira & Mesa Sánchez, 2017). Algunos autores afirman que la dosis de plasma fresco congelado para tratar casos hipoalbuminemia deben ser incluso superiores, llegando a administrarse 45ml/kg para aumentar 1 g/dl de albúmina, lo cual no es viable en un sentido práctico (Chiaramonte, 2004). Concentrado de plaquetas Estos productos son destinados a casos donde hay un déficit en la formación del coagulo primario. En las trombocitopenias graves, cuando la falta de plaquetas es debida a un secuestro (esplenomegalia) o aumento de consumo (CID), los beneficios de la transfusión no son tan evidentes (Ferreira & Mesa Sánchez, 2017). Cuando se trata de una trombocitopenia 23 inmunomediada puede estar contraindicada la transfusión de plaquetas concentradas puesto que serán destruidas rápidamente en hígado y bazo (Abrams-Ogg & Blois, 2022). Su uso está indicado en casos de sangrado activo por trombopatía (Abrams-Ogg & Blois, 2022) o previo a cirugías sangrantes/invasivas. Es importante tener en cuenta, que el uso de transfusiones consecutivas está desaconsejado puesto que se producen aloanticuerpos frente a las plaquetas y leucocitos, siendo responsable de reacciones transfusionales en el paciente (Ferreira & Mesa Sánchez, 2017). Las mayores tasas de éxito se han obtenido en casos de fallos en la médula ósea (tras quimioterapia), trombocitopenia por disminución de la producción (leucemia o anemia aplásica) y trombopatías hereditarias (Ferreira & Mesa Sánchez, 2017). Crioprecipitado Su uso está indicado en casos de enfermedad de von Willebrand, hemofilia A (factor VIII), leucemias linfoides (presenta efecto neoplásico), CID (por la presencia de factores de coagulación y fibrinógeno) (Chiaramonte, 2004; Ferreira & Mesa Sánchez, 2017) e hipofibrinogenemia (Kuo & McMichael, 2020). Además, también se emplea como hemostasia tópica en cirugías que cursan con hemorragias locales severas y en shock/deshidrataciones causadas por quemaduras o sepsis (Ferreira & Mesa Sánchez, 2017). Criosobrenadante Pese a que su uso no es muy habitual, el criosobrenadante presenta prácticamente las mismas indicciones que el plasma fresco congelado, a excepción de casos de hemofilia A (carece de factor VIII), enfermedad de von Willebrand y CID (plaquetas no viables) (Ferreira & Mesa Sánchez, 2017). 4. Grupos sanguíneos y pruebas cruzadas Grupos sanguíneos Los grupos sanguíneos son determinados por antígenos heredables que se encuentran en la superficie de los eritrocitos, los cuales presentan especificidad especie-individuo por lo que tienen la capacidad de inducir la formación de anticuerpos cuando no son compatibles con el individuo en cuestión (Tocci & Ewing, 2009). 30 Existen diferentes técnicas a partir de las cuales realizar las pruebas cruzadas. Entre ellas destacan la prueba cruzada mayor en tubo con solución salina, el método de aglutinación en gel y el método por inmunocromatografía. ➢ Aglutinación en tubo con solución salina Esta técnica de prueba cruzada mayor presenta los siguientes pasos (Tocci, 2016; Wardrop, 2022): 1. Preparar una suspensión del 3-5% de eritrocitos del donante en solución salina. 2. Preparar una suspensión del 3-5% de eritrocitos lavados del paciente en solución salina. 3. Etiquetar correctamente cada tubo. 4. Añadir 2 gotas de suero o plasma del paciente. 5. Añadir una gota de la suspensión de eritrocitos del donante. 6. Centrifugar durante 15-20 segundos a 3500rpm. 7. Evaluar en busca de hemólisis, resuspendiendo suavemente para observar bien la aglutinación (en caso de haberla). 8. Evaluar resultados. Un resultado positivo y, por lo tanto, una incompatibilidad entre la sangre del donante y del receptor, es aquel en el que encontramos hemólisis o aglutinación. Mientras que un resultado negativo, el cual indica que inicialmente la sangre del receptor no presenta anticuerpos frente a los eritrocitos del donante, se aprecia como una suspensión suave de los eritrocitos (Tocci, 2016). ➢ Método por aglutinación en gel En esta prueba, se utilizan microtubos que contienen un gel de dextrano-acrilamida que actúa como un tamiz, permitiendo separar las células sanguíneas que se aglutinan de aquellas que no lo hacen. Se colocan volúmenes medidos de suero del receptor y células rojas del donante en la parte superior del tubo. Luego, se realiza una centrifugación, lo que significa que el tubo se somete a una rotación rápida. Después de la centrifugación, si se produce aglutinación, las células aglutinadas quedan suspendidas en el gel, lo que indica que hay incompatibilidad entre el receptor y el donante. Si no se produce aglutinación, las células no aglutinadas se separan y se depositan en la parte inferior del tubo, lo que indica que hay compatibilidad entre el receptor y el donante (Blais et al., 2007). Se trata de una prueba estandarizada, que se realiza de forma rápida y sencilla, y que no requiere la interpretación inmediata por un especialista veterinario, ya que la reacción es estable. Además, 31 se ha observado una buena concordancia con los otros métodos utilizados para las reacciones de aglutinación caninas (Seth et al., 2012). ➢ Método por inmunocromatográfica Se trata de kits comerciales que presentan un reactivo específico de anticuerpos caninos que, al igual que el método de tipificación sanguínea, se basa en la migración de los glóbulos rojos en la membrana que contiene el reactivo. Cuando existe interacción anticuerpo-antígeno aparece una banda roja en la membrana, que indica la positividad en el test y, por lo tanto, la incompatibilidad entre las sangres sometidas a la prueba (Tocci, 2016; Wardrop, 2022). Al igual que el método de gel, es fácil de realizar, estandarizado y las reacciones son estables, lo que permite que sean interpretadas por varias personas (Tocci, 2016). 5. Procedimiento Cuando estamos ante un paciente que necesita una transfusión sanguínea, debemos tener claro que es igual de importante un correcto almacenamiento de los productos como un correcto procedimiento de preparación y administración de éstos. Errores cometidos durante la administración pueden conllevar una pérdida de funcionalidad de los componentes, pudiendo llevar al fracaso terapéutico. El proceso de administración de productos sanguíneos puede dividirse en varias etapas: Evaluación de los productos sanguíneos Antes de comenzar con la transfusión es de vital importancia comprobar que los componentes a administrar se encuentran en un estado óptimo y que no han sufrido lesiones durante su almacenamiento. Por ello, debemos comprobar que las unidades de sangre o concentrados de eritrocitos no presentan hemólisis, descartando aquellas en las que visualicemos coágulos y coloraciones anómalas. Generalmente los bancos de sangre suministran unas escalas colorimétricas que nos ayudan a determinar el porcentaje de hemólisis que tiene dicha unidad sanguínea. En el caso de productos congelados debemos comprobar que durante su congelación la bolsa no haya sufrido ningún daño que pueda poner en riesgo su esterilidad (Ferreira & Mesa Sánchez, 2017). Si el sobrenadante del concentrado de eritrocitos presenta una coloración igual o superior a la del nivel 6, la unidad deberá descartarse debido a su alto grado de hemólisis (Figura 9). Figura 9: Escala colorimétrica del nivel de hemólisis 32 Preparación de los productos sanguíneos Los productos sanguíneos deben ser manejados y preparados para su administración de la mejor manera posible. La mayoría las unidades de productos sanguíneos almacenados incluyen ya en su interior una solución aditiva que sirve como diluyente además de como conservante (Callan, 2022). También se debe tener en cuenta es el atemperado de los productos sanguíneos. En el caso de aquellos que se conservan en refrigeración, los autores recomiendan que se sometan a temperatura ambiente durante 30 min y no a una fuente de calor externa, evitando así una posible desnaturalización de los componentes y el sobrecrecimiento bacteriano. Es decir, el calentamiento de productos refrigerados mediante “baño María” está desaconsejado en animales normotérmicos (Ferreira & Mesa Sánchez, 2017; Callan, 2022). Sin embargo, en pacientes con hipotermia o neonatos está indicado el empleo de calentadores de vía, los cuales calientan la sangre que pasa a través de la línea de infusión sin necesidad de calentar directamente la unidad, consiguiendo no reducir la temperatura de aquellos pacientes en los que la regulación térmica se encuentra comprometida y no emplear temperaturas demasiado elevadas (Fung et al., 2014). Algunos estudios en humana comparan la temperatura que alcanza la sangre al entrar al organismo con y sin calentador de línea, revelando que en el primer caso la sangre ingresa al paciente entorno a unos 21ºC mientras que con el calentador a 35ªC aproximadamente (Callan, 2022). En el caso de productos congelados como el plasma congelado o el crioprecipitado, la unidad debe ser descongelada al “baño María” a 30-35ºC durante 20-30 minutos, introduciéndola previamente en una bolsa hermética que evitará la entrada de bacterias a través de las vías de salida de la unidad. En todos los casos está contraindicado calentar las unidades mediante microondas ya que no produce una descongelación homogénea, hay riesgo de sobrecalentamiento y de rotura de la bolsa (Helm & Knottenbelt, 2010b; Ferreira & Mesa Sánchez, 2017). Preparación del sistema de administración La administración de sangre o productos sanguíneos debe ser realizada mediante sistemas de administración específicos (Figura 10) que contienen unos filtros que retienen agregados celulares y microtrombos que puedan encontrarse en la unidad almacenada (Helm & Knottenbelt, 2010b). Estos sistemas presentan un tamaño de poro de 170-260 µm, permitiendo atravesar solo a células de interés, siendo el sistema que genera menor hemólisis traumática (Callan, 2022). En contraposición, también existen filtros externos (Figura 11) que se colocan en la línea de transfusión que presentan un tamaño de poro más reducido (18µ), estando más indicados cuando el paciente es un gato dada la diferencia de tamaño de eritrocitos entre ambas especies (Fe: 5.5– 6.3μm; Ca: 7µm) (Yagi & Holowaychuk, 2016). 33 Además, es importante tener en cuenta qué mecanismo de infusión empleamos. Muchas bombas de infusión presentan sistemas de pistones que ejercen presión sobre la línea para conseguir el avance de la sangre. Esto puede llegar a producir lesiones a los eritrocitos que derivan en un menor tiempo de vida e incluso en hemólisis, por lo que no es recomendable su empleo. Los sistemas de perfusión por jeringa y la infusión por goteo/gravitacional generan menos daños a los eritrocitos por lo que son los sistemas que cuentan con el apoyo de las organizaciones de bancos de sangre animal (Helm & Knottenbelt, 2010). Existe una excepción al uso de bombas de infusión en lugar del sistema por goteo y es en aquellos animales con menos de 3kg de peso corporal, en los que el cálculo de gotas por minuto es complejo e impreciso (Yagi & Holowaychuk, 2016; Ferreira & Mesa Sánchez, 2017). En 2011 se realizó un estudio comparativo entre los tres métodos en el que se marcaron con biotina eritrocitos con la intención de transfundirlos y comparar la supervivencia in vivo de los mismos. Éste reveló que el sistema donde un mayor número de glóbulos rojos marcados eran encontrados en las primeras 24h tras la transfusión era el método por goteo/gravitacional. Sin embargo, a las 24h los recuentos tendían a igualarse. Esto puede deberse a que el sistema por goteo aporta una mayor supervivencia a los eritrocitos al ser el método que menos lesiones genera y, por lo tanto, donde los eritrocitos sobreviven más tiempo (Mcdevitt et al., 2011). Cálculo de volumen y velocidad de transfusión El volumen de sangre que requiere un paciente dependerá de diversos factores entre los que destacan el porcentaje de hematocrito o grado de anemia, los signos clínicos y el tamaño del animal. Además, es importante tener en cuenta que no existen unos valores generales óptimos de hematocrito tras una transfusión, sino que dependerá de cada paciente y sus patologías subyacentes (Callan, 2022). Algunos autores afirman que a una dosis de transfusión de 10- 20ml/kg se consiguen aumentos del hematocrito de hasta el 7-10% (Chiaramonte, 2004; Ferreira & Mesa Sánchez, 2017). Figura 11: Filtro de micro-agregados de línea Figura 10: Sistema de administración por goteo Imágenes extraídas de: Yagi, K., & Holowaychuk, M. K. (2016). Recipient Monitoring. In Manual of Veterinary Transfusion Medicine and Blood Banking (pp. 172–185). 34 Por lo tanto, es importante calcular el volumen sanguíneo que necesita cada paciente. Para ello existen numerosas fórmulas que podemos emplear. Un estudio comparó hasta 4 fórmulas diferentes, concluyendo que la más precisa en perros es la desarrollada por Pincher y Turnwald en 1985:(Helm & Knottenbelt, 2010a). 𝑉𝑜𝑙𝑢𝑚𝑒𝑛 𝑎 𝑎𝑑𝑚𝑖𝑛𝑖𝑠𝑡𝑟𝑎𝑟 (𝑚𝑙)=𝑃𝑒𝑠𝑜(𝑘𝑔) × 90×(𝐻𝑡𝑐 𝑑𝑒𝑠𝑒𝑎𝑑𝑜− 𝐻𝑡𝑐 𝑑𝑒𝑙 𝑝𝑎𝑐𝑖𝑒𝑛𝑡𝑒 𝐻𝑡𝑐 𝑑𝑒𝑙 𝑑𝑜𝑛𝑎𝑛𝑡𝑒 ) Generalmente el hematocrito deseado suele ser un 10% mayor del que presenta el paciente antes de la transfusión (entorno a un 25-30%) (Ferreira & Mesa Sánchez, 2017). En cuanto a la velocidad de transfusión, la mayoría de los autores coinciden en que durante los 15-30 primeros minutos, el flujo debe ser lento (0,25-0,5 ml/kg/h) para poder apreciar posibles signos de reacción transfusional y detener el procedimiento sin que se generen grandes consecuencias en el paciente (Fung et al., 2014; Ferreira & Mesa Sánchez, 2017). A partir de ese momento la velocidad puede aumentarse progresivamente sin sobrepasar unos límites máximos. Cuando estamos ante un animal normovolémico el límite máximo se sitúa en 5-20 ml/kg/h según el autor. Si el paciente presenta problemas de sobrecarga, ya sea por insuficiencia cardiaca, insuficiencia real o por hipertensión, el flujo debe aumentarse lentamente sin superar los 1- 4ml/kg/h. Sin embargo, en animales en estado de shock hipovolémico puede administrarse el volumen que se necesite (Ferreira & Mesa Sánchez, 2017; Fung et al., 2014), siempre y cuando no se superen los 22 ml/kg/día puesto que puede producirse una tetania refleja a la quelación del calcio por parte del citrato (anticoagulante) (Ferreira & Mesa Sánchez, 2017). A la hora de administrar plasma congelado o la dosis total sería de 10 ml/kg cada 12-24h (20ml/kg en pacientes hipotensos) comenzando a velocidades bajas de 0,25ml/kg/h durante los 15-30 primeros minutos, aumentándolo a 5-10 ml/kg/h en animales normovolémicos, 1-3 ml/kg/h en pacientes con riesgo de sobrecarga circulatoria y hasta 22 ml/kg/h en casos de hipovolemia por hemorragia (Ferreira & Mesa Sánchez, 2017; Helm & Knottenbelt, 2010a). En el crioprecipitado la dosis es de 4-5 ml/kg y, al igual que en el plasma congelado, debemos comenzar a una velocidad reducida, de máximo 0,25ml/kg/h, durante los primeros 15-30 minutos para poder observar si ocurre alguna reacción transfusional. Tras esto, la velocidad de transfusión no debe superar los 2-4 ml/kg/h dada su elevada viscosidad. El criosobrenadante al igual que el plasma congelado se administra una la dosis total de 10 ml/kg cada 12-24h, 20ml/kg en el caso de pacientes hipotensos (Ferreira & Mesa Sánchez, 2017). En el concentrado de plaquetas se debe de transfundir una unidad de 40-60ml/10kg cada 8-12 horas. Esperamos un aumento de 30-40x103 plaquetas/L tras cada transfusión de concentrado de 35 plaquetas. La velocidad de administración sigue las mismas normas que el resto de los productos, siendo un poco menos permisivos y estableciendo el límite máximo 5 ml/kg/h (Ferreira & Mesa Sánchez, 2017). Administración al paciente El acceso venoso de elección, a través del cual se debe realizar la transfusión es la vena yugular, reservando las venas periféricas únicamente a casos donde los tiempos de sangrado estén aumentados y la colocación de un catéter a nivel central pueda suponer un riesgo para el paciente (Callan, 2022; Chiaramonte, 2004). Sin embargo, en un sentido práctico, la mayoría de los centros veterinarios emplean la vena cefálica dada su facilidad de cateterización y fijación. Es importante que no hayan pasado más de 24h desde la colocación del catéter, siendo ideal que la colocación haya sido previa al momento de transfusión (Ferreira & Mesa Sánchez, 2017). A través de ese catéter no puede administrarse ningún fármaco ni fluidoterapia que contenga lactato, glucosa o calcio (por esta razón nunca debemos combinarlo con Ringer Lactato) (Helm & Knottenbelt, 2010b). Si el paciente precisa una rápida expansión del volumen sanguíneo, el fluido más seguro sería el NaCl 0,9%, pero sólo debe emplearse en casos de estricta necesidad (Ferreira & Mesa Sánchez, 2017). En pacientes pediátricos o muy hipotensos también puede administrarse vía intraósea mediante una aguja de 18-20 gauges (Helm & Knottenbelt, 2010b), consiguiendo que el 80-95% de las células transfundidas pasen a circulación sanguínea en 5 minutos (Chiaramonte, 2004). Con la administración intraperitoneal obtenemos muy bajos rendimientos ya que solo el 40-50% de las células transfundidas entraran en torrente sanguíneo en las primeras 24h. Esto, unido con el riesgo de sepsis que supone acceder a cavidad peritoneal, lleva a muchos autores a no recomendar esta vía de administración (Helm & Knottenbelt, 2010b). La transfusión no debe de alargarse en el tiempo más de 4 horas para poder asegurar la viabilidad de los componentes transfundidos, así como evitar que ocurran contaminaciones bacterianas ascendentes (Chiaramonte, 2004). Durante el tiempo de transfusión el animal no debe alimentarse ni beber, puesto que en ocasiones se generan nauseas momentáneas que podrían desencadenar en vómitos (Helm & Knottenbelt, 2010b). Monitorización del paciente Para prevenir una reacción transfusional es importante la monitorización del paciente, la cual comienza antes de iniciar el procedimiento de transfusión. Los valores de estado mental, pulso, frecuencia respiratoria y cardiaca, color de mucosas, temperatura, presiones y hematocrito han de 36 ser medidos momentos previos a la transfusión para obtener un valor de referencia con el trabajar (Yagi & Holowaychuk, 2016). Cada 15-20 minutos durante la primera hora de transfusión, el paciente debe ser reevaluado atendiendo a que cualquier cambio que suponga un riesgo para la vida del mismo o un indicio de reacción transfusional es señal suficiente para detener la transfusión e implementar el tratamiento pertinente. Si en los primeros 15-30 minutos no ocurre ninguna alteración en el paciente, el flujo de transfusión puede aumentarse a los valores mencionados en el apartado anterior. Tras la primera hora de transfusión, si el paciente no muestra ningún signo alarmante y todo acontece con normalidad, las reevaluaciones pasan a hacerse cada 60 minutos (Chiaramonte, 2004). El hematocrito y las proteínas plasmáticas totales han de ser medidos tanto una o dos horas después de la transfusión como a las 24 horas, lo cual nos permite observar si la transfusión ha conseguido mantener el hematocrito en el nivel que deseábamos, así como, en caso de una destrucción masiva a las pocas horas, nos indica que está ocurriendo un proceso hemolítico. También se aconseja determinar si hay presencia o no de hemoglobina en orina. Es recomendable que el paciente sea monitorizado durante al menos 24h puesto que algunas reacciones transfusionales tardan cierto tiempo en mostrar signos clínicos en el paciente (Yagi & Holowaychuk, 2016; Callan, 2022). 6. Reacciones transfusionales De igual forma que una transfusión sanguínea puede salvar la vida de nuestro paciente también pueden dar a lugar a reacciones transfusionales que pongan en riesgo al animal. Las reacciones transfusionales las entendemos como cualquier evento adverso asociado con una transfusión de sangre o componente sanguíneo (Weinstein, 2022). Hablar de incidencias de forma genérica es complicado debido a su origen multifactorial. Algunos autores mencionan tasas de entre el 3% y el 28% (Weinstein, 2022). Las reacciones que ocurren 24h después de la administración se les llaman reacciones agudas, mientras que las que ocurren tras 24h de su administración se denominan reacciones retrasadas (Helm & Knottenbelt, 2010b). A su vez, son clasificadas según si presentan un origen inmunológico o no inmunológico. Pirexia La fiebre es la reacción transfusional más común suponiendo el 60-90% de las mismas (Blois, 2016), la cual se caracteriza por un paciente con una temperatura superior a los 39ºC y por un aumento de la temperatura >1ºC respecto a la temperatura pre-transfusional, que ocurre durante o después de las primeras 4h post transfusión (Davidow et al., 2021). 37 Generalmente, la fiebre comienza en los 30 min siguientes de haber empezado la transfusión y puede continuar hasta 8 horas (Helm & Knottenbelt, 2010b). Estas reacciones transfusionales presentan un origen multifactorial, pudiendo ser clasificadas tanto como reacciones inmunológicas como no inmunológicas. La pirexia no hemolítica es la más frecuente, y no suele requerir de tratamiento puesto que es autolimitante (Helm & Knottenbelt, 2010b; Blois, 2016). Esta es atribuida a una respuesta de los anticuerpos del paciente frente a antígenos presentes en los linfocitos, granulocitos o plaquetas de la sangre del donante. Además, durante el proceso de almacenamiento de las unidades sanguíneas, los leucocitos y las plaquetas del donante liberan citoquinas y factores proinflamatorios que están implicados en este tipo de reacciones (Weinstein, 2022). Estudios en humanos afirman que la sangre que ha sido sometida a un proceso de leucorredución, al ser eliminados el 99% de los glóbulos blancos, reduce la aparición de fiebre no hemolítica. Sin embargo, en veterinaria continúa en debate, puesto que estudios recientes indican que la probabilidad de que se produzcan dichas reacciones adversas no se ve disminuida (Bosch Lozano et al., 2019). Además, mediante la leucorredución no se produce una eliminación de las plaquetas, por lo que eliminar el riesgo al completo no es posible (Davidow et al., 2021). Como tratamiento para las reacciones de fiebre no hemolítica, los autores recomiendan una reducción de la velocidad o una detención completa de la transfusión, junto con la aplicación de medidas de enfriamiento al paciente cuando presente una temperatura superior a 40ªC. Una vez que el paciente alcance de nuevo una temperatura menor a 39,5ºC se deben detener las medidas de frío, evitando así una posible hipotermia (Blois, 2016). No se encuentra evidencia que indique que el empleo de antipiréticos sea beneficioso frente a este tipo de reacciones, por lo que al tratarse de una consecuencia autolimitante no se recomienda tratamiento farmacológico (Odunayo et al., 2021). Debido a que la fiebre por reacción no hemolítica es un diagnóstico de exclusión, el desarrollo de fiebre a menudo conduce a la interrupción de la transfusión y a una serie de pruebas diagnósticas. Se debe descartar una infección subyacente, una reacción hemolítica aguda, y que haya ocurrido una contaminación bacteriana de la unidad de sangre (Odunayo et al., 2021). Esta última puede deberse a una incorrecta recolección o almacenamiento de la sangre entera del donante, que resulta en una contaminación bacteriana previa a la transfusión. Las bacterias sobreviven a la refrigeración y vuelven a multiplicarse tras el aumento de temperatura de la sangre. La fiebre bacteriana se constata que se desarrolla en 15 min tras el inicio de la transfusión, pudiendo generar signos clínicos como: shock, dolor abdominal, vómitos y diarrea. Si se sospecha de contaminación deben analizarse las bolsas de sangre ya sea girándola para ver indicios de hemolisis o mediante 38 cultivo y test de sensibilidad de una muestra de sangre de la bolsa. Los animales afectados deben ser tratados con antibióticos y la terapia de soporte necesaria (Helm & Knottenbelt, 2010b). Reacciones respiratorias agudas En medicina humana, las reacciones respiratorias post-transfusionales son las que conllevan una mayor tasa de mortalidad por lo que han sido estudiadas en profundidad. Sin embargo, en veterinaria no se han conseguido realizar grandes estudios al respecto debido a la baja casuística, por lo que se tiende a extrapolar la información de humana para veterinaria (Blois, 2016; Davidow et al., 2021). En humana, dentro de reacciones respiratorias engloban tres reacciones diferentes: Disnea asociada a la transfusión, sobrecarga circulatoria asociada a la transfusión y lesión pulmonar aguada asociada a la transfusión (Davidow et al., 2021). ➢ Disnea asociada a la transfusión (TAD) Aunque no se trata de un término ampliamente empleado en veterinaria, algunos estudios reportan casos de perros que sufren de distrés respiratorio después de una transfusión, sin poder relacionarse con otro ente clínico, por lo que fueron clasificados como TAD. Se define como una reacción aguda que ocurre durante o después de las 24h contiguas a la transfusión, en animales en los que se ha descartado una sobrecarga de volumen por transfusión, una reacción alérgica y problemas respiratorios subyacentes (Davidow et al., 2021). ➢ Sobrecarga circulatoria asociada a la transfusión (TACO) Es una complicación transfusional relativamente habitual, presentando una incidencia del 4,7% (Davidow et al., 2021), asociada a ritmos rápidos de transfusión en animales con problemas cardiacos, fallo renal o anemias normovolémicas (Helm & Knottenbelt, 2010b). Se define como una reacción transfusional no inmunológica secundaria a un aumento del volumen sanguíneo ocasionado durante la transfusión. Esta sobrecarga conlleva a un distrés respiratorio agudo y a un edema pulmonar, signos que son acompañados de taquicardia, taquipnea, disnea y tos. Es común que su aparición ocurra durante o después de 6 horas de la transfusión (Davidow et al., 2021). El diagnóstico definitivo, además de en la presencia de signos clínicos asociados a distrés respiratorio, se basa el diagnóstico por imagen. En radiografía podemos encontrar infiltrados pulmonares bilaterales, efusión pleural, edema pulmonar, congestión venosa pulmonar y cardiomegalia. Mientras que mediante ecocardiografía se puede observar un agrandamiento del atrio y ventrículo izquierdos y una reducción de la fracción de eyección (Davidow et al., 2021; Murphy & Roubinian, 2015).. 39 De forma preventiva, en pacientes con factores de riesgo como patologías cardiacas o pulmonares se recomienda el uso de concentrados eritrocitarios en lugar de sangre entera, reduciendo así el volumen transfundido y, por lo tanto, el riesgo de sobrecarga circulatoria (Weinstein, 2022). Una vez es detectada la sobrecarga circulatoria, la transfusión debe detenerse y tratar al paciente con furosemida y oxigeno hasta el control de la sintomatología (Helm & Knottenbelt, 2010b). Las guías clínicas indican que en veterinaria no hay grandes estudios que demuestren los beneficios del empleo de la furosemida para el tratamiento del TACO. Sin embargo, se emplea de forma empírica por extrapolación de casos de edema pulmonar e insuficiencia cardiaca descompensada. Se recomienda un tratamiento menos agresivo que en los casos anteriores, empleando dosis iniciales de 1-2 mg/kg vía intravenosa (Odunayo et al., 2021). ➢ Lesión pulmonar aguda asociada a la transfusión (TRALI) Se define como una reacción inmunológica aguda que ocurre como resultado de interacciones entre antígenos y anticuerpos en los pulmones. TRALI se caracteriza por una disminución repentina de los niveles de oxígeno en la sangre, acompañada de la presencia de un edema pulmonar no cardiogénico, detectable en radiografías de tórax, durante o dentro de las 6 horas posteriores a una transfusión de sangre. Los pacientes diagnosticados con TRALI no presentan lesiones pulmonares previas, no sufren de hipertensión en atrio izquierdo y carecen de factores de riesgo asociados al síndrome de distrés respiratorio agudo (Davidow et al., 2021). Aunque no son muchos los estudios en los que se analiza la prevalencia de este tipo de reacciones, en la medicina veterinaria se piensa que rondan el 3,7% (Davidow et al., 2021; Thomovsky & Bach, 2014). Las guías indican que debido a la poca evidencia del empleo de furosemida en casos de TRALI, una vez diagnosticado, no es recomendado su uso (Odunayo et al., 2021). Hemólisis ➢ Reacción de hemólisis aguda Es definida como reacción aguda, no infecciosa, inmunológica o no inmunológica, que ocurre debido a la destrucción acelerada de los eritrocitos transfundidos o del propio receptor, caracterizada por una hemólisis aguda (Davidow et al., 2021). Las reacciones agudas de transfusión hemolítica ocurren durante o dentro de las 24 horas posteriores a la administración de productos sanguíneos (Blois, 2016). Generalmente suelen producirse por incompatibilidades de tipo sanguíneo u otras causas de daño a los glóbulos rojos transfundidos. Las causas inmunológicas son las más frecuentes y en ellas lo 46 Kisielewicz, C., & Self, I. A. (2014). Canine and feline blood transfusions: controversies and recent advances in administration practices. Veterinary Anaesthesia and Analgesia, 41(3), 233–242. https://doi.org/https://doi.org/10.1111/vaa.12135 Kuo, K. W., & McMichael, M. (2020). Small Animal Transfusion Medicine. The Veterinary Clinics of North America. Small Animal Practice, 50(6), 1203–1214. https://doi.org/10.1016/J.CVSM.2020.07.001 Lanevschi, A., & Wardrop, K. J. (2001). Principles of transfusion medicine in small animals. The Canadian Veterinary Journal, 42(6), 447. /pmc/articles/PMC1476557/?report=abstract Lee, J. H., Giger, U., & Kim, H. Y. (2017). Kai 1 and Kai 2: Characterization of these dog erythrocyte antigens by monoclonal antibodies. PLOS ONE, 12(6), e0179932-. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0179932 Mangiaterra, S., Rossi, G., Antognoni, M. T., Cerquetella, M., Marchegiani, A., Miglio, A., & Gavazza, A. (2021). Canine Blood Group Prevalence and Geographical Distribution around the World: An Updated Systematic Review. Animals, 11(2), 342. https://doi.org/10.3390/ani11020342 Mcdevitt, R. I., Ruaux, C. G., & Baltzer, W. I. (2011). Influence of transfusion technique on survival of autologous red blood cells in the dog. Journal of Veterinary Emergency and Critical Care (San Antonio, Tex. : 2001), 21(3), 209–216. https://doi.org/10.1111/J.1476- 4431.2011.00634.X Murphy, E., & Roubinian, N. (2015). Transfusion-associated circulatory overload (TACO): prevention, management, and patient outcomes. International Journal of Clinical Transfusion Medicine, 2015. https://doi.org/10.2147/IJCTM.S77343 Odunayo, A., Nash, K. J., Davidow, E. B., Blois, S. L., Goy-Thollot, I., Harris, L., Humm, K., Musulin, S., Sharp, C. R., Spada, E., Thomason, J., Walton, J., & Jane Wardrop, K. (2021). Association of Veterinary Hematology and Transfusion Medicine (AVHTM) transfusion reaction small animal consensus statement (TRACS). Part 3: Diagnosis and treatment. Journal of Veterinary Emergency and Critical Care (San Antonio, Tex. : 2001), 31(2), 189– 203. https://doi.org/10.1111/VEC.13043 Rodrigues, R. R., Kayano, C. Y., dos Santos, V. P., Moroz, L. R., Fantoni, D. T., & Ambrósio, A. M. (2020). Evaluation of hematologic, biochemical, and blood gas variables in stored canine packed red blood cells, and the impact of storage time on blood recipients. Veterinary Clinical Pathology, 49(2), 198–206. https://doi.org/10.1111/VCP.12865 47 Seth, M., Jackson, K. V, Winzelberg, S., & Giger, U. (2012). Comparison of gel column, card, and cartridge techniques for dog erythrocyte antigen 1.1 blood typing. American Journal of Veterinary Research, 73(2), 213–219. https://doi.org/10.2460/ajvr.73.2.213 Stefani, A., Capello, K., Carminato, A., Wurzburger, W., Furlanello, T., Bertazzo, V., Marsilio, E., Albertin, E., La Pietra, G., Bozzato, E., Mutinelli, F., & Vascellari, M. (2021). Effects of leukoreduction on storage lesions in whole blood and blood components of dogs. Journal of Veterinary Internal Medicine, 35(2), 936–945. https://doi.org/10.1111/JVIM.16039 Thomovsky, E. J., & Bach, J. (2014). Incidence of acute lung injury in dogs receiving transfusions. Journal of the American Veterinary Medical Association, 244(2), 170–174. https://doi.org/10.2460/javma.244.2.170 Tocci, L. J. (2016). Canine Recipient Screening. In Manual of Veterinary Transfusion Medicine and Blood Banking (pp. 115–128). https://doi.org/https://doi.org/10.1002/9781118933053.ch9 Tocci, L. J., & Ewing, P. J. (2009). Increasing patient safety in veterinary transfusion medicine: an overview of pretransfusion testing. Journal of Veterinary Emergency and Critical Care, 19(1), 66–73. https://doi.org/https://doi.org/10.1111/j.1476-4431.2009.00387.x Urban, R., Guillermo Couto, C., & Cristina Iazbik, M. (2013). Evaluation of Hemostatic Activity of Canine Frozen Plasma for Transfusion by Thromboelastography. Journal of Veterinary Internal Medicine, 27(4), 964–969. https://doi.org/10.1111/JVIM.12097 Wardrop, K. J. (2022). Clinical Blood Typing and Crossmatching. In Schalm’s Veterinary Hematology (pp. 964–968). https://doi.org/https://doi.org/10.1002/9781119500537.ch107 Wardrop, K. J., Birkenheuer, A., Blais, M. C., Callan, M. B., Kohn, B., Lappin, M. R., & Sykes, J. (2016). Update on Canine and Feline Blood Donor Screening for Blood-Borne Pathogens. Journal of Veterinary Internal Medicine, 30(1), 15–35. https://doi.org/https://doi.org/10.1111/jvim.13823 Weinstein, N. M. (2022). Transfusion Reactions. In Schalm’s Veterinary Hematology (pp. 940– 947). https://doi.org/https://doi.org/10.1002/9781119500537.ch104 Yagi, K., & Holowaychuk, M. K. (2016). Recipient Monitoring. In Manual of Veterinary Transfusion Medicine and Blood Banking (pp. 172–185). https://doi.org/https://doi.org/10.1002/9781118933053.ch12 Zaremba, R., Brooks, A., & Thomovsky, E. (2019). Transfusion Medicine: An Update on Antigens, Antibodies and Serologic Testing in Dogs and Cats. Topics in Companion Animal Medicine, 34, 36–46. https://doi.org/10.1053/J.TCAM.2018.12.005 48