Colocación de implantes inmediatos con y sin colgajo en el perro Beagle, análisis comparativo clínico e histomorfométrico

FACULTAD DE MEDICINA Y ODONTOLOGÍA DEPARTAMENTO DE ESTOMATOLOGÍA COLOCACIÓN DE IMPLANTES INMEDIATOS CON Y SIN COLGAJO EN EL PERRO BEAGLE. ANÁLISIS COMPARATIVO CLÍNICO E HISTOMORFOMÉTRICO Mª Vanesa Núñez Otero Santiago de Compostela, febrero de 2008 FACULTAD DE MEDICINA Y ODONTOLOGÍA DEPARTAMENTO DE ESTOMATOLOGÍA D. Juan Blanco Carrión, Profesor del Departamento de Estomatología de la Facultad de Medicina y Odontología de la Universidad de Santiago de Compostela, HACE CONSTAR: Como Director de la Tesis Doctoral que lleva por título “Colocación de implantes inmediatos con y sin colgajo en el perro beagle. Análisis comparativo clínico e histomorfométrico”, realizada por la Licenciada en Odontología, Dña. Mª Vanesa Núñez Otero, que cumple todos los requisitos para ser presentada y defendida ante el oportuno Tribunal para optar al Grado de Doctor en Odontología. Fdo.: Dr. D. Juan Blanco Carrión Santiago de Compostela, febrero de 2008 “Nobody said it was easy” The Scientist, Coldplay AGRADECIMIENTOS Me gustaría dar las gracias a todas las personas que han permitido la realización de esta tesis doctoral, en especial: Al director de esta tesis, el Dr. D. Juan Blanco Carrión, por permitirme formar parte de este proyecto de investigación, por transmitirme la importancia de la adecuada formación y por su continua confianza y ayuda. Al equipo de veterinarios del Hospital Clínico Veterinario Rof Codina de Lugo, especialmente al Dr. D. Fernando Muñoz Guzón y a la Dra. Natalia Miño Fariña por su hospitalidad y disponibilidad. A mi amiga la Dra. Silvia Novío Mallón porque su constante motivación y apoyo han sido fundamentales para la realización de esta tesis. A mi familia, en especial a mi hermano Juan por dedicarme parte de su tiempo y porque con su compañía las visitas a las bibliotecas se convirtieron en viajes de placer. A Miguel por su ayuda y sus buenos consejos, por su generosidad y comprensión y sobre todo por su paciencia y compañía. A mis padres, por su apoyo incondicional  Definición de implantes inmediatos ............................ 86  Clasificación en relación con el tiempo de colocación.................................................................... 90  Ventajas y desventajas................................................. 94  Indicaciones y contraindicaciones............................... 98  Influencia de la realización de un colgajo................... 99 II. JUSTIFICACIÓN Y OBJETIVOS............................................ 103 III. MATERIAL Y MÉTODOS........................................................ 109 1. Material........................................................................................ 111 1.1. Animales de experimentación ................................................ 111 1.2. Implantes dentales .................................................................. 112 2. Métodos........................................................................................ 113 2.1. Manejo de los animales .......................................................... 113 2.2. Diseño del estudio................................................................... 114 2.3. Grupos de estudio ................................................................... 115 2.4. Procedimiento experimental................................................... 117 2.4.1. Día 0: exodoncia y colocación de implantes .............. 117  Procedimiento anestésico .......................................... 117  Procedimiento quirúrgico .......................................... 118  Registros clínicos....................................................... 126  Cuidados postoperatorios .......................................... 129 2.4.2. Evaluación a los tres meses de cicatrización ............... 130  Registros clínicos....................................................... 130  Sacrificio de los perros .............................................. 133 2.4.3. Preparación histológica de las muestras ...................... 134 2.4.4. Análisis histomorfométrico.......................................... 145  Mediciones en la zona de los implantes .................... 146  Mediciones en las zonas desdentadas........................ 150 2.4.5. Análisis estadístico....................................................... 152 IV. RESULTADOS ............................................................................ 153 1. Resultados clínicos en el día 0.................................................... 155 2. Resultados clínicos a los 3 meses ............................................... 159 2.1. Zona de implantes................................................................... 159 2.2. Zona de los alveolos desdentados........................................... 168 3. Resultados histológicos............................................................... 169 3.1. Zona de implantes................................................................... 169 3.2. Zona de los alveolos desdentados........................................... 173 4. Resultados histomorfométricos ................................................. 177 4.1. Zona de implantes................................................................... 177 4.2. Zona de los alveolos desdentados........................................... 185 V. DISCUSIÓN ................................................................................. 189 1. Zona de implantes....................................................................... 191 1.1. Estudio clínico ........................................................................ 191 1.2. Estudio histológico ................................................................. 203 1.3. Estudio histomorfométrico ..................................................... 210 2. Zona de los alveolos desdentados .............................................. 225 2.1. Estudio clínico e histológico................................................... 225 2.2. Estudio histomorfométrico ..................................................... 227 VI. CONCLUSIONES........................................................................ 233 VII. BIBLIOGRAFÍA.......................................................................... 237 ÍNDICE DE FIGURAS Figura 1: Sección buco-lingual del proceso alveolar de la región premolar mandibular del perro Beagle ........................................ 54 Figura 2: Imagen radiográfica de la región premolar mandibular del perro Beagle................................................................................. 56 Figura 3: Representación del desarrollo dentario y del periodonto en el estadio de casquete................................................................... 58 Figura 4: Imagen clínica de los alveolos desdentados del 3º y 4º premolar en el perro Beagle......................................................... 61 Figura 5: Corte histológico del hueso alveolar maduro de la tabla lingual de la apófisis alveolar de la región premolar mandibular del perro Beagle........................................................ 65 Figura 6: Corte histológico de la pared lingual de la apófisis alveolar de la región premolar del perro Beagle.......................... 67 Figura 7: Imagen clínica del área experimental...................................... 112 Figura 8: Radiografía del área experimental........................................... 112 Figura 9: Características de los implantes dentales del estudio ............. 113 Figura 10: Representación del grupo control y experimental................. 116 Figura 11 a y b: Imágenes tomadas el día de la cirugía de colocación de implantes en las que se observa cómo eran preparados los perros para la cirugía ......................................... 119 Figura 12: Incisión para el diseño del colgajo ........................................ 120 Figura 13: Despegamiento del colgajo.................................................... 120 Figura 14: Odontosección, grupo sin colgajo ......................................... 121 Figura 15: Odontosección, grupo con colgajo........................................ 121 Figura 16: Exodoncia tras la odontosección........................................... 121 Figura 17: Raíces del 3º y 4º premolar.................................................... 121 Figura 18 a, b, c y d: Imágenes clínicas que describen la colocación de implantes en el grupo “sin colgajo........................................ 124 Figura 19 a, b, c y d: Imágenes clínicas que describen la colocación de implantes en el grupo “con colgajo”..................................... 125 Figura 20: Imagen clínica tras la exodoncia de ambos premolares en el grupo sin colgajo en el momento de la medición con sonda milimetrada del diámetro de los alveolos posextracción ............................................................................. 126 Figura 21: Imagen clínica tras la exodoncia de ambos premolares en el grupo sin colgajo en el momento de la medición con sonda milimetrada de la altura de la mucosa............................. 127 Figura 22: Radiografía postoperatoria donde se observa la colocación de los implantes en los alveolos distales de ambos premolares, así como los alveolos mesiales desdentados de dichos premolares............................................. 128 Figura 23: Imagen clínica a los tres meses de cicatrización en la que se observa la medición de la profundidad de sondaje con sonda milimetrada manual en uno de los implantes.................. 132 Figura 24: Imagen de la mandíbula tras su disección............................. 134 Figura 25: Radiografía (proyección buco-lingual) de una de las hemimandíbulas en la que se marcaron las líneas de referencia.................................................................................... 135 Figura 26: La flecha señala los bloques óseos identificados en formol......................................................................................... 136 Figura 27: Batería de alcoholes bajo agitación constante....................... 137 Figura 28: Imagen del sistema de deshidratación e infiltración EXAKT 510............................................................................... 138 Figura 29: Imagen de la unidad de reinfiltración Exakt 530 .................. 138 Figura 30: Exakt 401 Vacuum Adhesive Press ...................................... 140 Figura 31: Bloques unidos con resina a la lámina acrílica ..................... 141 Figura 32: Muestra de implante sobre lámina acrílica ........................... 142 Figura 33: Prensa de fotopegado Exakt 402 ........................................... 142 Figura 34: Exakt 300 System.................................................................. 143 Figura 35: Exakt 400CS-Micro Grinding System .................................. 143 Figura 36: Cámara digital Olympus DP12 acoplada al estereomicroscopio Olympus SZX9.......................................... 145 Figura 37: Sección buco-lingual de la zona de implantes tras tres meses de curación en la que se marcaron los puntos de interés en la zona lingual............................................................ 148 Figura 38: Sección buco-lingual en la zona de los implantes en la que se representan las líneas trazadas para calcular la anchura de la pared bucal y lingual (líneas rojas) a 1 y 3 milímetros de la cresta ósea bucal ............................................. 149 Figura 39: Sección buco-lingual del alveolo desdentado a los tres meses de cicatrización en la que se marcan las líneas que permiten el cálculo de la diferencia de altura entre bucal y lingual de los alveolos................................................................ 150 Figura 40: Sección buco-lingual del alveolo desdentado a los tres meses de cicatrización en la que se marcan las líneas que permiten el cálculo de la anchura ósea de los alveolos a 1 y a 3 mm de la cresta ósea ............................................................ 151 Figura 41: Imagen clínica a los tres meses de cicatrización del cuadrante donde se perdió el implante en el grupo con colgajo; la elipse de la imagen señala la zona donde se colocara el implante perdido...................................................... 159 Figura 42: Imagen histológica del implante fracasado en el grupo sin colgajo donde se observa la falta de osteointegración......... 160 Figura 43 a y b: Imagen del área experimental a los 3 meses de cicatrización ............................................................................... 161 Figura 44: Imagen histológica de la zona de implante a los 3 meses de curación................................................................................. 170 Figura 45: Imagen histológica de la zona de implantes a los tres meses de curación donde se observa la osteointegración del implante y la diferente coloración entre el hueso maduro (color marrón) y el hueso neoformado (color azul)................... 171 Figura 46 a y b: Sección buco-lingual de la zona de implantes a los tres meses de cicatrización en el grupo con colgajo y sin colgajo........................................................................................ 172 Figura 47: Imagen histológica de la zona desdentada (3R31) a los tres meses de cicatrización......................................................... 174 Figura 48 a y b: Imagen histológica de los alveolos desdentados, 2L41, sin colgajo y 2R41, con colgajo, a los tres meses de cicatrización ............................................................................... 175 Figura 49 a, b, c y d: Imágenes histológicas de los alveolos desdentados que presentaban restos radiculares........................ 176 ÍNDICE DE TABLAS Tabla 1: Resultados medios en milímetros de los diámetros mesiodistal (M-D) y buco-lingual (B-L) de los alveolos posextracción del premolar 3 y del premolar 4 ........................ 155 Tabla 2: Resultado medio en milímetros del sondaje a hueso total y en cada perro, en bucal y en lingual, en el grupo SIN colgajo y CON colgajo el día de la colocación de los implantes inmediatos ................................................................ 156 Tabla 3: Resultado medio en milímetros de la DIM total y en cada perro, en bucal y lingual, en el grupo SIN colgajo y CON colgajo el día de la colocación de los implantes inmediatos.... 157 Tabla 4: Resultado medio en milímetros de la DIB total y en cada perro, en bucal y lingual, en el grupo SIN colgajo y CON colgajo el día de la colocación de los implantes inmediatos.... 158 Tabla 5: Resultado medio del IPL total y en cada perro en cada superficie de los implantes en el grupo SIN colgajo y CON colgajo....................................................................................... 161 Tabla 6: Resultado medio del ISS total y en cada perro, en cada superficie de los implantes del grupo SIN colgajo y CON colgajo....................................................................................... 163 Tabla 7: Resultado medio en milímetros de la profundidad de sondaje total y en cada perro, en bucal y en lingual, en el grupo SIN colgajo y CON colgajo ........................................... 164 Tabla 8: Resultado medio en milímetros del sondaje a hueso total y en cada perro, en bucal y lingual, en el grupo SIN colgajo y CON colgajo a los tres meses de cicatrización...................... 165 Tabla 9: Resultado medio en milímetros de la DIM en bucal y en lingual, en el grupo SIN colgajo y CON colgajo a los tres meses de cicatrización .............................................................. 166 Tabla 10: Resultado medio en milímetros de la DIB en bucal y en lingual, en el grupo SIN colgajo y CON colgajo a los tres meses de cicatrización .............................................................. 167 Tabla 11: Resultado medio del porcentaje de contacto huesoimplante total y en cada perro, en el grupo SIN y CON colgajo a los tres meses de cicatrización .................................. 177 Tabla 12: Distancia media en milímetros desde el margen de la mucosa periimplantaria al extremo apical del epitelio de unión en bucal y en lingual, en el grupo SIN y CON colgajo, a los tres meses de cicatrización............................................... 178 Tabla 13: Resultado medio en milímetros de la distancia desde el extremo apical del epitelio de unión al primer contacto óseo con el implante en bucal y en lingual, en el grupo SIN y CON colgajo, a los tres meses de cicatrización..................... 179 Tabla 14: Resultado de la distancia media en milímetros desde el margen de la mucosa periimplantaria al primer contacto óseo coronal con la superficie del implante en bucal y en lingual, en el grupo SIN y CON colgajo a los tres meses de cicatrización.............................................................................. 180 Tabla 15: Resultado de la distancia media en milímetros desde el hombro del implante al primer contacto óseo coronal con la superficie del implante en bucal y en lingual, en el grupo SIN y CON colgajo a los tres meses de cicatrización .............. 181 Tabla 16: Resultado de la distancia media en milímetros desde el hombro del implante a la cresta ósea en bucal y en lingual en el grupo SIN y CON colgajo a los tres meses de cicatrización.............................................................................. 181 Tabla 17: Resultado de la distancia media en milímetros desde el hombro del implante al margen de la mucosa periimplantaria en bucal y en lingual en el grupo SIN y CON colgajo a los tres meses de cicatrización......................... 182 Tabla 18: Resultado de la anchura media en milímetros de las paredes óseas periimplantarias bucal y lingual a 1 mm de la porción más coronal de la cresta ósea bucal y lingual en el grupo SIN y CON colgajo a los tres meses de cicatrización.............................................................................. 183 Tabla 19: Resultado de la anchura media en milímetros de las paredes óseas periimplantarias bucal y lingual a 3 mm de la porción más coronal de la cresta ósea bucal y lingual en el grupo sin y con colgajo a los tres meses de cicatrización .... 184 Tabla 20: Resultado de la diferencia de altura media en milímetros entre las paredes óseas bucal y lingual de los alveolos desdentados en el grupo SIN y CON colgajo a los tres meses de cicatrización .............................................................. 185 Tabla 21: Resultado de la anchura media en milímetros de la cresta ósea en los alveolos desdentados a 1 y a 3 milímetros de la porción más coronal de la mandíbula en el grupo SIN y CON colgajo a los tres meses de cicatrización......................... 186 Tabla 22: Resumen de los resultados histomorfométricos medios en milímetros en la zona de los implantes en ambos grupos ........ 187 Tabla 23: Resumen de los resultados histomorfométricos medios en milímetros de los alveolos desdentados en ambos grupos ....... 188 4 Introducción 1. Sustancia fundamental La sustancia fundamental es un material translúcido en el que están incluidas las células y las fibras del tejido conjuntivo. Presenta consistencia de un gel intensamente hidratado cuya fase acuosa es el medio a través del cual los productos de desecho transitan entre la sangre y las células parenquimatosas de los órganos (Fawcett, 1995)1. Está compuesta por glucosaminoglucanos, proteoglucanos y por glucoproteínas estructurales o con función de adhesión (Junqueira, 2005)2:  Los principales glucosaminoglucanos del tejido conjuntivo son el condroitán sulfato, el heparán sulfato, el queratán sulfato y el ácido hialurónico que presenta una elevada viscosidad en solución acuosa lo que contribuye a la consistencia de gel de la sustancia fundamental (Fawcett, 1995)1.  Los proteoglucanos están constituidos por un eje proteico asociado a varios tipos de glucosaminoglucanos excepto al ácido hialurónico, dando lugar a moléculas de mayor tamaño. Actúan como componentes estructurales de la matriz extracelular, sirven de anclaje entre las células y la matriz extracelular y se unen a factores de crecimiento. Introducción 5  Las glucoproteínas estructurales o con función de adhesión, como la laminina, la tromboespondina y la fibronectina, participan en la unión de las células a las fibras del tejido conjuntivo o forman capas que sirven de soporte a los epitelios. 2. Fibras del tejido conjuntivo El componente fibrilar conjuntivo está integrado por las fibras de colágeno, las fibras reticulares y las fibras que forman el sistema elástico:  Las fibras de colágeno están constituidas por subunidades que son fibrillas colágenas que se disponen en paralelo y la unidad proteica que se polimeriza para formarlas es una molécula denominada tropocolágeno que estructuralmente presenta tres cadenas polipeptídicas dispuestas en hélice. Las diferencias en la estructura química de estas cadenas son las responsables de los diferentes tipos de colágeno (Fawcett, 1999)3. El colágeno tipo I es el que está más ampliamente distribuido pudiéndose observar en la dermis, en los tendones y en el hueso. Puede ser sintetizado por fibroblastos, odontoblastos, osteoblastos y condroblastos y su función principal es la resistencia a la tracción. En el tejido conectivo gingival las fibras colágenas son las predominantes y constituyen el componente esencial del periodonto. También son las fibras predominantes en el 6 Introducción ligamento periodontal y en el cemento radicular (Lindhe et al. 2005)4. En el estudio de Berglundh et al. (1991)5 se demuestra que la mayoría de los haces de fibras de colágeno del tejido conectivo supracrestal de la encía se originan en el cemento radicular, pudiendo distinguir entre fibras dentogingivales, dentoperiostales y fibras circulares, mientras que en el tejido conectivo supracrestal de la mucosa periimplantaria la mayoría de los haces de fibras de colágeno se inician en la cresta ósea marginal y están alineados en paralelo a la superficie del implante (Berglundh et al. 1991, 1994)5, 6. Además la porción marginal de la mucosa periimplantaria contiene más cantidad de colágeno y menos de fibroblastos que el tejido gingival correspondiente.  Las fibras reticulares están constituidas principalmente por colágeno tipo III (Fawcett, 1995)1 que se asocia a un elevado contenido de glucoproteínas y proteoglucanos (Fawcett, 1999)3. Se denominan fibras argirófilas por tener afinidad por las sales de plata. Son fibras muy delicadas que forman una red extensa que sirve de armazón que sostiene las células de determinados órganos que sufren modificaciones fisiológicas de forma y volumen. En el tejido conectivo gingival abundan en las partes del tejido adyacentes a la membrana basal y en el tejido conectivo que rodea a los vasos Introducción 7 sanguíneos (Lindhe et al. 2005)4. En el ligamento periodontal representan el 20% de las fibras conectivas (Ferguson, 1999)7.  El sistema elástico está constituido por tres tipos de fibras: oxitalánicas, elaunínicas y elásticas (Junqueira, 2005)2. La estructura del sistema de fibras elásticas se desarrolla a través de tres estadios sucesivos. En el primer estadio, las fibras oxitalánicas están formadas por haces de microfibrillas constituidos por diversas glucoproteínas entre las cuales se encuentra la fibrilina. Estas fibras son abundantes en el ligamento periodontal, donde tienen un recorrido principalmente paralelo al eje mayor del diente (Lindhe et al. 2005)4. En un segundo estadio de desarrollo tiene lugar el depósito irregular de la elastina entre las microfibrillas oxitalánicas, con formación de las fibras elaunínicas. Durante el tercer estadio, la elastina se sigue acumulando gradualmente y se forman las fibras elásticas, que son el componente más numeroso del sistema elástico estando compuestas principalmente de la elastina que es sintetizada esencialmente por los fibroblastos. Son fibras muy delgadas que presentan un diámetro pequeño y uniforme y tienden a ramificarse y reunirse formando una trama laxa. Se disponen entre las fibras de colágeno y están presentes en los tejidos conjuntivos de todo el cuerpo, aunque son más abundantes en los órganos que deben 8 Introducción soportar la aplicación de fuerzas internas o externas para retornar más tarde a su forma original como sucede en los pulmones (Fawcett, 1995)1. En el tejido conectivo de la encía y el ligamento periodontal sólo están presentes en asociación con los vasos sanguíneos. La mucosa alveolar contiene gran cantidad de fibras elásticas (Lindhe et al. 2005)4. 1.2.2. Células del tejido conjuntivo El tejido conjuntivo se origina del mesénqima cuyas células se diferencian hacia los fibroblastos. Hasta la vida postnatal persiste una pequeña proporción de estas células pluripotenciales y son el origen de otros tipos celulares que aparecen según las necesidades del organismo. Las células mesenquimales son de pequeño tamaño y de configuración fusiforme o estrellada y no se pueden distinguir fácilmente de los fibroblastos. En el tejido conjuntivo existen dos categorías de células: las fijas y las libres (Fawcett, 1995)1:  Las células fijas constituyen una población relativamente estable de elementos celulares de ciclo vital largo, en la que se incluyen los fibroblastos, que secretan y mantienen los componentes Introducción 9 extracelulares y, las células adiposas cuya función es el almacenamiento y la liberación de los lípidos que son utilizados como fuente de energía para el metabolismo de otras células en todo el organismo.  Las células libres son una población cambiante de células móviles que proceden de la sangre y se introducen en el tejido conjuntivo, desplazándose a través de su sustancia fundamental. Tienen un ciclo vital corto y son reemplazadas continuamente por células de reserva del mismo tipo que circulan en la sangre, como los macrófagos, monocitos, eosinófilos, neutrófilos, linfocitos, células plasmáticas y células cebadas. Son células cuya función está relacionada con la respuesta inmunitaria. 1. Células fijas del tejido conjuntivo  Los fibroblastos son células fijas del tejido conectivo cuya función es elaborar los componentes extracelulares de dicho tejido en desarrollo. Se suelen disponer a lo largo de los haces de fibras de colágeno y su aspecto morfológico es de células fusiformes de extremos afilados o bien de células estrelladas planas con varias prolongaciones finas. Tienen capacidad para desplazarse a través de la matriz extracelular. En el tejido conjuntivo normal no se suelen 10 Introducción observar fibroblastos en fase de división, pero, en respuesta a lesiones, proliferan y aumentan su actividad sintética de componentes de la matriz.  Las células adiposas son células fijas del tejido conjuntivo que están especializadas en la síntesis y en el almacenamiento de lípidos. Pueden aparecer aisladas, aunque se suelen observar en grupos de tamaño variable y tienden a concentrarse siguiendo el curso de los vasos sanguíneos de pequeño calibre. 2. Células libres del tejido conjuntivo  Los macrófagos del tejido conjuntivo son células móviles con capacidad de fagocitosis cuya función es el mantenimiento de los tejidos debido a que ingieren las células muertas y los restos de las mismas, así como otras partículas, y los degradan por medio de sus enzimas lisosomales. También tienen una función defensiva ya que constituyen la primera línea de defensa frente a la infección y además presentan los antígenos a los linfocitos para que elaboren los anticuerpos. Son células que se originan de los monocitos de la médula ósea, que circulan en la sangre durante uno o dos días y que posteriormente migran a través del endotelio hasta alcanzar el tejido conjuntivo en el que, finalmente, se diferencian en macrófagos. Introducción 11 Forman parte del sistema mononuclear fagocítico que incluye además los monocitos de la sangre, los macrófagos de los órganos linfoides y la médula ósea, los fagocitos alveolares de los pulmones, las células de Kupffer del hígado y los osteoclastos del tejido óseo. Todos los miembros pertenecen al mismo linaje celular y se originan a partir de un precursor común situado en la médula ósea, distribuyéndose posteriormente a través de la sangre hasta las diferentes localizaciones en las que llevan a cabo sus respectivas funciones. No es frecuente observar monocitos en el tejido conjuntivo ya que, cuando salen del torrente sanguíneo, se diferencian rápidamente en macrófagos.  Los leucocitos eosinófilos son componentes normales del tejido conjuntivo que se originan en la médula ósea y a través de la circulación llegan al tejido conjuntivo. Su función está relacionada con los mecanismos de defensa y su número se incrementa durante las reacciones alérgicas.  Los leucocitos neutrófilos no suelen estar presentes en el tejido conjuntivo normal, pero pueden ser muy numerosas en las zonas de inflamación. 12 Introducción  Los linfocitos están presentes en pequeñas cantidades en el tejido conjuntivo de todo el cuerpo, siendo las células principales del sistema inmunitario. Se distinguen dos tipos, T y B que presentan características morfológicas similares pero funciones muy diferentes. Los linfocitos B se pueden diferenciar en células plasmáticas que están ampliamente distribuidas en el tejido conjuntivo y producen gran cantidad de anticuerpos.  Las células cebadas o mastocitos son las células libres más grandes del tejido conjuntivo y se pueden identificar por la presencia de numerosos gránulos basófilos en su citoplasma que contienen histamina y otros mediadores de la inflamación. Poseen receptores de membrana para las inmunoglobulinas. Se originan en la médula ósea y se diferencian en células cebadas en el propio tejido conjuntivo al que llegan a través de los vasos sanguíneos. 1.3. Funciones Las principales funciones del tejido conjuntivo en el organismo son (Fawcett, 1995; 1999)1, 3: 1. Sostén mecánico, siendo el componente fibrilar el más importante para llevar a cabo esta función de soporte mecánico. Introducción 13 2. Intercambio de metabolitos entre la sangre y los tejidos a través del tejido conectivo que rodea a los vasos sanguíneos. 3. Almacenamiento de reservas energéticas, tanto de lípidos en las células adiposas como de proteínas. 4. Protección frente a la infección, mediante el sistema inmunitario de defensa, conteniendo células fagocíticas (macrófagos) y células productoras de anticuerpos (células plasmáticas). El material extracelular, siendo un gel viscoso, representa una barrera que se opone a la penetración de las bacterias. Además, el tejido conjuntivo, es el responsable de la inflamación. 5. Reparación tras una lesión, en cualquier parte del organismo, los fibroblastos del tejido conjuntivo local responden mediante su proliferación y el incremento de la fibrogénesis. Son capaces de reparar lesiones en el propio tejido conectivo y también responder a lesiones de otros órganos. 20 Introducción mineralizada y presenta mayor porcentaje de osteocitos que el tejido óseo maduro (Junqueira, 2005)9. 2.5. Características histológicas óseas El tejido óseo se caracteriza por estar formado por una matriz ósea extracelular que se encuentra mineralizada y por las células óseas. 2.5.1. Matriz ósea extracelular La matriz extracelular del tejido óseo está constituida por dos componentes principales, una matriz orgánica que representa el 35% de la misma, y las sales inorgánicas que comprenden el 65% de su peso seco (Fawcett, 1995)8. 1. La matriz orgánica La matriz orgánica está compuesta por fibras de colágeno y por sustancias no colágenas:  El colágeno constituye el 90% de la porción orgánica de la matriz ósea y es predominantemente de tipo I (Fawcett, 1995)8, aunque también contiene pequeñas proporciones de colágeno tipo III y IV (Gómez de Ferraris & Campos, 2002)11. En el hueso laminar maduro las fibras colágenas presentan una disposición muy ordenada Introducción 21 disponiéndose paralelas entre sí, en el hueso embrionario o inmaduro se disponen desordenadamente.  Las sustancias no colágenas constituyen el 10% restante de la matriz orgánica; de ellas el 8% son glucoproteínas (como son la osteopontina, la osteonectina, las proteínas morfogenéticas óseas (BMP) o la sialoproteína ósea), proteínas con ácido ɣcarboxiglutámico (como la osteocalcina) y proteoglucanos (como el condroitán-sulfato, el dermatán-sulfato, el heparán-sulfato, el ácido hialurónico, la decorina y el biglicano). El 2% restante está representado por enzimas (como la fosfatasa alcalina y la colagenasa), productos extravasados de la sangre y por factores de crecimiento (como el factor osteoinductor también denominado osteogenina) (Gómez de Ferraris & Campos, 2002)11. 2. El componente inorgánico El componente inorgánico de la matriz ósea está constituido en su mayor parte (80%) por fosfato cálcico en forma de cristales de hidroxiapatita (Ca10[PO4]6[OH]2) que se distribuyen regularmente sobre y dentro de las fibras colágenas de la matriz. También presenta carbonato cálcico (15%) y otras sales minerales (5%) (Gómez de Ferraris & Campos, 2002)11. 22 Introducción La matriz ósea inicialmente no está calcificada y se denomina osteoide que está formado principalmente de fibras de colágeno que actúan como una estructura entrelazada que permite el depósito de los cristales de hidroxiapatita (Junqueira, 2005)9. 2.5.2. Células óseas En el tejido óseo están presentes varios tipos de células que son responsables de la formación, la reabsorción y el mantenimiento de la arquitectura ósea. Se pueden diferenciar dos linajes celulares, el osteoblástico y el osteoclástico (Nanci et al. 2003)10: 1. Linaje osteoblástico El linaje osteoblástico está formado por células que representan diferentes etapas de maduración (Nanci et al. 2003)10 cuya función es formar y mantener el tejido óseo. Forman parte de este linaje celular las células osteoprogenitoras, los preosteoblastos, los osteoblastos, los osteocitos y las células de revestimiento: Introducción 23  Células osteoprogenitoras Las células osteoprogenitoras derivan de células mesenquimales primitivas y forman una población de células madre que pueden dividirse y diferenciarse a células formadoras de hueso (Stevens & Lowe, 2000)12. Persisten hasta la vida postnatal y son más activas durante la fase de crecimiento de los huesos, aunque también se reactivan durante la vida adulta cuando se inicia la reparación de las fracturas óseas u otro tipo de lesión (Fawcett, 1995)8. Histológicamente, se caracterizan por poseer núcleos pálidos con configuración ovoidea o alargada y con escaso citoplasma que es acidófilo o débilmente basófilo. Friedenstein (1973)13 dividió las células osteoprogenitoras en células determinadas y en células inducibles como precursoras osteogénicas: - Las células osteoprogenitoras determinadas están presentes en la médula ósea, en el endostio y en el periostio y se caracterizan por poseer capacidad intrínseca para proliferar y diferenciarse a osteoblastos. - Las células inducibles como precursoras osteogénicas representan células mesenquimáticas presentes en otros órganos y tejidos que 24 Introducción pueden convertirse en células formadoras de hueso cuando se las expone a estímulos específicos.  Preosteoblastos Los preosteoblastos son las células precursoras de los osteoblastos y están cercanas a las superficies óseas pero separadas de estas por otros tipos celulares como las células del endostio y los osteoblastos (Serrano, 1998)14. Tienen aspecto fibroblástico y al igual que los osteoblastos, exhiben en la superficie externa de su membrana plasmática niveles altos de fosfatasa alcalina (Ferguson, 1999)15.  Osteoblastos Los osteoblastos son las células que sintetizan las proteínas óseas colágenas y no colágenas de la matriz ósea y son los responsables del depósito de los minerales durante la mineralización. Además pueden producir factores de crecimiento y mostrar sobre su superficie receptores para diversas hormonas, vitaminas y citocinas. Se hallan en contacto directo con las superficies óseas formando grupos compactos de una sola capa de espesor. Tienen forma cúbica, citoplasma basófilo y son ricas en una isoenzima específica de la fosfatasa alcalina (Serrano, 1998)14. Son células Introducción 25 mononucleadas cuyo núcleo se sitúa en el extremo que se halla más alejado de la superficie ósea sobre la que se asientan y presentan abundantes y desarrolladas organelas que sintetizan proteínas y así, entre el núcleo y la superficie de contacto con el hueso, se sitúa un prominente aparato de Golgi, un amplio retículo endoplasmático rugoso con abundantes cisternas y con gran número de ribosomas (Young et al. 2006)16. Los osteoblastos pasan sucesivamente por tres estadios funcionales (Serrano, 1998)14: a. Proliferación celular y síntesis de los componentes orgánicos de la matriz ósea. b. Maduración de la matriz ósea que supone cambios en la composición y en la organización de la matriz que la hacen competente para ser mineralizada. c. Depósito de los minerales. Los osteoblastos pueden permanecer en las superficies óseas o quedar rodeados por la matriz que sintetizan. Cuando los osteoblastos que han permanecido en la superficie finalizan la síntesis de la matriz se aplanan y se convierten en células de revestimiento. 26 Introducción  Células de revestimiento Las células de revestimiento forman una capa de células planas en la superficie del hueso en reposo. Mantienen uniones con los osteocitos y con ellos forman una red que funciona para controlar la homeostasis mineral y asegurar la vitalidad ósea y producen factores locales (Interleucina-6, Interleucina-11) que desarrollan un papel importante en el control del remodelado óseo y en el intercambio de calcio entre el hueso y el tejido intersticial (Serrano, 1998)14.  Osteocitos Los osteocitos son células de aspecto estrellado cuyo origen son los osteoblastos que quedan atrapados dentro de la matriz ósea que sintetizan. El número de osteoblastos que llegan a ser osteocitos varía dependiendo de la velocidad de formación del hueso, así cuanto más rápida sea la formación de hueso más osteocitos estarán presentes por unidad de volumen. En general el hueso embrionario y el de reparación tienen más osteocitos que el hueso maduro o laminar (Nanci et al. 2003)10. Después de su formación, los osteocitos reducen su tamaño y el espacio que ocupa el osteocito en la matriz ósea se denomina laguna osteocitaria. Las lagunas presentan extensiones estrechas que forman Introducción 27 canales cerrados o canalículos denominados conductos calcóforos y que alojan las prolongaciones de los osteocitos. A través de estos canales los osteocitos mantienen contacto con los osteocitos adyacentes y con los osteoblastos o con las células de revestimiento de las superficies óseas (Nanci et al. 2003)10. Aunque los osteocitos reducen gradualmente muchas de las organelas que permiten la síntesis proteica, todavía tienen la capacidad para sintetizar matriz proteica (Nanci et al. 2003)10, presentando un aparato de Golgi y un retículo endoplasmático rugoso menos desarrollado que los osteoblastos, que se disponen alrededor del núcleo. La conservación de la escasa actividad metabólica es necesaria para el mantenimiento de las propiedades biomecánicas óseas (Serrano, 1998)14. 2. El linaje osteoclástico Está formado por los preosteoclastos y los osteoclastos que son células óseas cuyo origen embriológico es hematopoyético derivando de la célula madre hematopoyética a través de células formadoras de colonias de granulocitos y macrófagos (CFU-GM) (Riancho & Gutiérrez, 2003)17. 28 Introducción  Preosteoclastos Los preosteclastos son las células precursoras de los osteoclastos y están dotadas de un solo núcleo. Se adhieren a las superficies óseas y al fusionarse entre sí dan lugar a los osteoclastos (Serrano, 1998)14, (Riancho & Gutiérrez, 2003)17. Se parecen a los monocitos pero contienen lisosomas que son ricos en fosfatasa ácida resistente al tartrato que es específica de los lisosomas de los osteoclastos.  Osteoclastos Los osteoclastos son células óseas multinucleadas y se caracterizan por presentar citoplasma acidófilo y ser ricas en anhidrasa carbónica y fosfatasa ácida resistente al tartrato dentro de las vesículas citoplasmáticas y en las vacuolas (Nanci et al. 2003) 10. Son de mayor tamaño que el resto de las células óseas y se disponen sobre las superficies óseas de manera aislada o en grupos poco numerosos. Son células polarizadas en las que los núcleos se sitúan en el extremo que se halla más alejado de la superficie ósea sobre la que asientan (Serrano, 1998)14. El número de núcleos y el tamaño de los osteoclastos están en relación con el grado de mineralización que presenta la matriz que va a ser reabsorbida. Por este motivo, los osteoclastos que reabsorben el Introducción 29 tejido óseo maduro son de mayor tamaño que los que reabsorben el tejido óseo inmaduro. Típicamente los osteoclastos se encuentran ubicados contra la superficie ósea ocupando estrechas depresiones llamadas lagunas de Howship, creadas por los propios osteoclastos. La microscopía electrónica de las superficies donde se reabsorbe hueso muestra que las lagunas de Howship no son meras profundizaciones locales, sino extensiones largas, poco profundas y con forma irregular, lo que refleja la actividad y la movilidad de los osteoclastos durante la reabsorción activa (Nanci et al. 2003)10. Los osteoclastos se caracterizan morfológicamente por presentar un contorno liso en su superficie libre, mientras que la superficie adyacente al hueso presenta una estriación radial denominada borde plegado que está formada por profundos pliegues de la membrana que delimitan un gran número de prolongaciones celulares. El borde plegado muestra una intensa actividad y está cambiando continuamente su configuración, además sus prolongaciones presentan frecuentes movimientos de extensión y retracción. Alrededor del borde plegado, la membrana está fuertemente pegada al hueso y en esta zona el citoplasma subyacente muestra una cantidad elevada de filamentos de actina. Esta región se denomina zona de sellado o clara y delimita un compartimiento subosteoclástico cerrado entre 36 Introducción tejido conjuntivo vecino. Estas células, que se agrandan y adquieren una forma cuboide o cilíndrica, se disponen sobre la superficie de las trabéculas y se denominan osteoblastos. Los osteoblastos, por medio de su actividad sintética y secretora, van depositando nueva matriz ósea y las trabéculas se hacen cada vez mayores y más gruesas. Los osteoblastos segregan proteoglucanos de la matriz y moléculas de colágeno las cuales forman un gran número de fibrillas colágenas entrelazadas al azar a lo largo de las trabéculas de la matriz ósea (Ferguson, 1999)7. Este hueso inicial intramembranoso se denomina hueso reticular. En una fase muy inicial de la sustitución de la sustancia intercelular del tejido conjuntivo primitivo por la matriz ósea, ésta se convierte en lugar de depósito de fosfato cálcico. Toda la matriz secretada posteriormente por los osteoblastos se calcifica después de un corto periodo de tiempo. A medida que las trabéculas se engruesan algunos osteoblastos quedan atrapados en la matriz ósea y se denominan osteocitos. A medida que los osteoblastos se convierten en osteocitos, el número de osteoblastos se restaura por la diferenciación de nuevos osteoblastos a partir de células primitivas del tejido conjuntivo vecino. En las áreas de la esponjosa primitiva que están destinadas a convertirse en hueso compacto, las trabéculas continúan engrosándose a expensas del tejido conjuntivo interpuesto, hasta que desaparecen Introducción 37 prácticamente los espacios que rodean a los vasos sanguíneos. En aquellos lugares donde persistirá el hueso esponjoso, se termina el engrosamiento de las trabéculas y el tejido vascular interpuesto se transforma en tejido hematopoyético. El tejido conjuntivo que rodea la masa de hueso en crecimiento persiste y se condensa para formar el periostio. Los osteoblastos situados sobre la superficie del hueso durante el desarrollo se convierten en elementos osteoprogenitores los cuales en determinadas situaciones pueden reactivarse. En la siguiente fase de desarrollo, el primitivo hueso reticular se transforma en hueso maduro o laminar (Resnick et al. 2001)18. 2. Osificación endocondral Este tipo de osificación se caracteriza porque el tejido cartilaginoso derivado del mesénqima es reemplazado por hueso (Resnick et al. 2001)18. Los puntos iniciales de formación ósea se denominan núcleos de osificación. En los huesos largos, el núcleo primario de osificación se localiza en la porción central del molde cartilaginoso, mientras que los núcleos secundarios se localizan en los extremos de los moldes, en el interior de las epífisis. El tejido mesenquimatoso vascular o pericondrio, 38 Introducción cuyas capas más profundas contienen células con potencial osteogénico, rodea el molde cartilaginoso. Las modificaciones iniciales que se producen en el núcleo primario de osificación son la hipertrofia de las células cartilaginosas, el depósito de glucógeno y la reducción de la matriz intermedia. Más tarde estas células degeneran y se calcifican. De forma simultánea, se activa la capacidad osteogénica de las células del pericondrio y se deposita una delgada capa de hueso denominada banda perióstica. Simultáneamente el tejido perióstico se transforma en una serie de canales vasculares y estos canales perforan la corteza ósea atravesando los focos cartilaginosos en degeneración. Los vasos se ramifican y crecen hacia los centros de osificación. A través de estos vasos son transportadas las células osteoprogenitoras y las células pluripotenciales hematopoyéticas hacia el interior del cartílago. Las células osteoprogenitoras se transforman en osteoblastos y empiezan a depositar tejido osteoide en la matriz cartilaginosa. Más tarde, los osteoblastos quedan aprisionados en el seno del hueso en desarrollo como osteocitos. A partir del centro del hueso largo, la osificación progresa hacia los extremos óseos. El anillo perióstico se extiende hacia los extremos óseos. La reabsorción de algunas de las trabéculas inicialmente formadas crea un espacio medular y mediante un proceso de deposición ósea subperióstica se Introducción 39 hace evidente una corteza, que se va engrosando y en la que el tejido se va disponiendo longitudinalmente rodeado por canales vasculares formándose así los sistemas de Havers. El límite de la osificación endocondral que avanza hacia el extremo del hueso aparece más delimitado y se aprecia en forma de lámina de actividad celular. Finalmente, esta lámina se localiza entre la epífisis y la diáfisis del hueso largo, constituyendo la lámina de crecimiento denominada lámina cartilaginosa o fisis que representa el principal punto de crecimiento longitudinal del hueso. La lámina presenta varias zonas bien delimitadas: la porción epifisaria que posee una zona en reposo de células aplanadas e inmaduras, y la porción metafisaria o diafisaria que presenta zonas de crecimiento celular e hipertrofia y de transformación con calcificación y osificación provisional. En los extremos de los huesos largos se produce osificación endocondral, creándose núcleos secundarios de osificación en las epífisis. El núcleo epifisario de osificación se desarrolla inicialmente con rapidez, aunque posteriormente el proceso se hace más lento. Debido a la maduración continua de ambas epífisis y diáfisis, se produce un adelgazamiento de la lámina de crecimiento que con el tiempo desaparecerá permitiendo la fusión de los núcleos de osificación epifisarios y diafisarios (Resnick et al. 2001)18. 40 Introducción 2.8. Dinamismo óseo El tejido óseo es un tejido dinámico que experimenta continuos cambios. Las principales transformaciones en el tamaño y la forma del hueso se conocen como modelado óseo y predomina en el esqueleto inmaduro; las modificaciones menos evidentes que afectan a la naturaleza ósea se denominan remodelado óseo (Resnick et al. 2001)18. Además ante una lesión, el tejido óseo tiene capacidad de curación. 1. Modelado óseo El modelado óseo es el mecanismo que permite que los distintos huesos conserven su forma durante el proceso de crecimiento y además permite una renovación constante del esqueleto antes de que cese el crecimiento (Serrano, 1998)14; (Riancho & Gutiérrez, 2003) 17. Se produce de forma continua a lo largo del periodo de crecimiento, en distintos grados y afecta a todas las superficies del hueso (Resnick et al. 2001)18. Se lleva a cabo mediante un proceso combinado de reabsorción, que predomina en una porción ósea, y de aposición, que predomina en la otra. Aunque el modelado está programado genéticamente, hay gran variedad de factores (Frost, 1982)19, como medicamentos y procesos Introducción 41 patológicos, que pueden alterar el equilibrio entre la reabsorción y la formación ósea. En el tejido óseo formado, el modelado representa un proceso que permite un cambio en la arquitectura inicial del hueso que se puede iniciar como respuesta a las demandas externas como las cargas sobre el tejido óseo (Lang et al. 2005)20. 2. Remodelado óseo El remodelado óseo representa un cambio que ocurre dentro del hueso mineralizado sin una alteración concomitante de la arquitectura del tejido (Lang et al. 2005)20. A lo largo de la vida del adulto, todo el esqueleto se renueva de una manera lenta y constante siendo la intensidad del proceso variable en las diferentes regiones del esqueleto, siendo mayor a nivel del hueso trabecular que en el compacto (Ferguson, 1999)15, así el 5% del hueso compacto del adulto es renovado anualmente, mientras que en el hueso esponjoso el porcentaje es mayor, alcanzando el 20% en algunos huesos. 42 Introducción Las funciones del remodelado óseo son las siguientes (Riancho & Gutiérrez, 2003)17: 1. Renovar el hueso que acumula lesiones de fatiga o microfractura. 2. Efectuar pequeñas modificaciones estructurales que permitan una mejor adaptación a estímulos mecánicos cambiantes. 3. Permite disponer en todo momento de una cantidad de calcio y fósforo intercambiables entre el hueso y el medio extracelular que permite mantener la homeostasis fosfocálcica y una calcemia normal. Además, durante la formación de hueso, el remodelado posibilita la sustitución del hueso inmaduro en hueso laminar que, aunque predomina en los huesos en crecimiento, continúa en pequeño grado durante toda la vida (Lang et al. 2005)20. El remodelado óseo se lleva a cabo mediante la acción sucesiva o acoplamiento de osteoclastos y osteoblastos sobre una misma superficie ósea. Cada ciclo de remodelado consta de tres fases: reabsorción, reposo o inversión y formación (Serrano, 1998)14: 1. En la fase de reabsorción, un grupo de osteoclastos se diferencia a partir de sus precursores y erosiona una superficie ósea dando lugar a imágenes en sacabocados que se denominan lagunas de Howship. Introducción 43 Una vez finalizada la reabsorción los osteoclastos son eliminados por apoptosis. 2. La fase de reposo o inversión es un periodo de aparente inactividad. 3. Durante la fase de formación un grupo de osteoblastos se diferencia a partir de sus precursores y rellena con hueso nuevo la zona excavada por los osteoclastos. Los osteoblastos depositan en primer lugar matriz ósea no mineralizada que forma una capa denominada ribete de osteoide. Entre el depósito de osteoide y su mineralización existe un tiempo de demora (Serrano & Mariñoso, 1990)21 de unos diez a veinte días. Durante este periodo la matriz ósea sufre cambios en su composición y estructura que la hacen apta para el depósito de mineral (maduración de la matriz). La mineralización se inicia en la interfase entre el osteoide y el hueso mineralizado preexistente y avanza hacia la superficie a lo largo de un plano de barrido de dos a tres micras de espesor. Este plano, integrado en parte por mineral amorfo, se denomina frente de mineralización (Serrano & Mariñoso, 1990)21. A medida que este frente se desplaza va dejando tras de sí matriz ósea mineralizada en forma de cristales de hidroxiapatita. Una vez completado el depósito de hueso los osteoblastos que no se han incorporado a la matriz se aplanan y pasan a formar parte del endostio (células de revestimiento). 44 Introducción El conjunto de osteoclastos y osteoblastos que de manera coordinada actúan en una superficie ósea durante un ciclo de remodelado recibe el nombre de unidades multicelulares básicas o unidades de remodelado (Eriksen et al. 1994)22. Estas se activan de manera asincrónica, por lo que mientras unos ciclos de remodelado se hallan en fase de reabsorción, otros se encuentran en fase de reposo o de formación. El nuevo segmento de tejido óseo que resulta de la acción de cada unidad multicelular básica se denomina unidad estructural ósea. El límite entre el hueso preexistente y la nueva unidad estructural ósea es identificable morfológicamente como una línea ondulada y recibe el nombre de superficie de inversión o de cemento (Von Ebner, 1875)23. En la remodelación del hueso compacto los osteoclastos, partiendo de un canal de Havers o de Volkmann, excavan un túnel de sección circular. Por esta razón las unidades estructurales óseas corticales, llamadas también osteonas, tienen forma cilíndrica. En la remodelación del hueso esponjoso los osteoclastos labran, en la superficie de las trabéculas, excavaciones poco profundas y de base ancha. Por esta razón las unidades estructurales óseas trabeculares llamadas también paquetes trabeculares tienen forma de lente plano-convexa. El volumen total de hueso que es renovado por unidad de tiempo mediante el remodelado se denomina recambio óseo (Serrano & Mariñoso, Introducción 45 1990)21 y es directamente proporcional al número de ciclos de remodelado en curso. La diferencia entre el volumen de hueso formado y el de hueso reabsorbido, por unidad de tiempo, se denomina balance óseo (Serrano & Mariñoso, 1990)21. Si la reabsorción y la formación son idénticas, el balance es igual a cero y el volumen total del hueso o masa ósea no variará en función del tiempo. Si la formación y la resorción no son iguales, la masa ósea se modificará en sentido positivo o negativo. El remodelado óseo está regulado por diversos factores (Riancho & Gutiérrez, 2003)17: 1. En primer lugar, hay un componente genético, de tal manera que los factores familiares explican un 50-80% de la variabilidad de la masa ósea. 2. Los factores nutricionales son también importantes y la malnutrición calórico-proteica, la falta de calcio y la deficiencia de vitamina D tienen efectos negativos sobre el hueso. 3. Entre los factores físicos los mejor conocidos son los mecánicos. El aumento de las fuerzas que inciden sobre el esqueleto tiende a provocar un balance positivo. Por el contrario, la disminución de los 52 Introducción  Las hormonas gonadales Los estrógenos y andrógenos, influyen en la velocidad de maduración esquelética. Los estrógenos estimulan la formación de hueso por acción directa de los osteoblastos (Fawcett, 1995)8. Tanto los osteoblastos como los osteoclastos expresan receptores para los estrógenos. En el esqueleto adulto sus efectos se traducen en una disminución de la reabsorción ósea. Además de una influencia directa sobre los osteoclastos, los estrógenos modulan la secreción de citocinas estimuladoras de la reabsorción ósea por los osteoblastos como la IL-1, la IL-6 o el factor de necrosis tumoral (Riancho & Gutiérrez, 2003)17.  La hormona de crecimiento hipofisaria o somatotropina La hormona de crecimiento tiene gran influencia en el desarrollo esquelético durante el crecimiento (Fawcett, 1995)8. Además en los últimos años, se sugiere que la GH puede estar implicada en la regulación del remodelado óseo del hueso adulto (Riancho & Gutiérrez, 2003)17.  Los glucocorticoides Deprimen la actividad de las células del linaje osteoblástico mediante la inhibición de la replicación de sus precursores y favoreciendo su Introducción 53 apoptosis. Además tienden a incrementar la reabsorción ósea (Riancho & Gutiérrez, 2003)17.  Las hormonas tiroideas Las hormonas tiroideas aumentan la frecuencia de activación de las unidades de remodelado óseo provocando la aceleración de la velocidad del recambio. Tanto los osteoblastos como los osteoclastos parecen expresar receptores para estas hormonas (Riancho & Gutiérrez, 2003)17. 54 Introducción 3. HUESO ALVEOLAR 3.1. Definición El hueso alveolar es el hueso que conforma la apófisis o proceso alveolar de los maxilares (Nanci & Somerman, 2003)26. El proceso o apófisis alveolar es la parte de los maxilares que contiene los alveolos de los dientes que son las cavidades óseas cónicas que alojan las raíces de los dientes (Lindhe et al. 2005)4 (Figura 1). Figura 1: Sección buco-lingual del proceso alveolar de la región premolar mandibular del perro Beagle. B: pared ósea bucal; L: pared ósea lingual; Dte: diente. (Tinción Levai- Laczkó; 6,3x, estereomicroscopio). El hueso alveolar se desarrolla y remodela en conjunto con la formación y erupción de los dientes (Sperber, 1989)27, siendo un tejido que depende de los dientes (Cho & Garant, 2000)28. B L Dte Introducción 55 Schroeder (1986)29 afirma que el volumen y la forma del hueso alveolar están determinados por la forma, el eje de erupción y la inclinación final de los dientes. El hueso alveolar consta de dos componentes: el hueso alveolar propiamente dicho y el hueso alveolar de la apófisis alveolar (Lindhe et al. 2005)4: 1. El hueso alveolar propiamente dicho El hueso alveolar propiamente dicho también se denomina hueso alveolar fascicular, fasciculado o bundle bone y se define como el hueso que reviste los alveolos y en el que se insertan los haces de fibras colágenas del ligamento periodontal denominadas fibras de Sharpey (Ten Cate, 1997)30. También se denomina placa cribiforme porque está perforado por conductos de Volkmann por donde pasan vasos sanguíneos, vasos linfáticos y fibras nerviosas, que conectan los espacios medulares del hueso alveolar con el ligamento periodontal (Ten Cate, 1997)30. Radiográficamente se caracteriza porque presenta una radiopacidad aumentada debido a que está formado por hueso compacto y no contiene trabéculas. Por este motivo se le denomina lámina dura (Lindhe et al. 2005)4 (Figura 2). 56 Introducción Figura 2: Imagen radiográfica de la región premolar mandibular del perro Beagle en la que las flechas señalan la lámina dura (LD). 2. El hueso alveolar de la apófisis alveolar Es el componente del proceso alveolar que se continúa de forma ininterrumpida, por una parte, con el hueso alveolar propiamente dicho, con el que forma una unidad anatómica (Saffar et al. 1997)31, y por la otra, con el hueso basal de los maxilares. Sobre su superficie ósea externa se insertan las fibras del periostio, las cuales permiten una unión firme entre dicha superficie ósea y el periostio. 3.2. Desarrollo embriológico alveolar El hueso alveolar es un tejido de origen mesodérmico (Sperber, 1989)32 y el proceso de formación del tejido óseo que conforma la apófisis alveolar es por osificación intramembranosa (Ferguson, 1999)33, es decir, el LD Introducción 57 hueso se desarrolla directamente dentro de una membrana de tejido conectivo blando. La formación de la apófisis alveolar está en relación con la formación y erupción de los dientes (Sperber, 1989)27. La apófisis alveolar está formada por un tejido óseo cuyo origen embriológico son parte de las células del folículo dental, el hueso alveolar propiamente dicho, y por un tejido óseo que se origina a partir de células mesenquimáticas que son independientes de la formación de las estructuras dentarias, el hueso alveolar de la apófisis alveolar (Lindhe et al. 2005)4. 1. Desarrollo embriológico del hueso alveolar propiamente dicho El origen del hueso alveolar propiamente dicho son células del ectomesénquima del folículo dentario que se diferencian en osteoblastos que producen el hueso alveolar propiamente dicho (Lindhe et al. 2005)4. Durante el desarrollo del diente, en el estadio de casquete, se pueden reconocer tres componentes: el órgano dental, la papila dental y el folículo dental (Ten Cate et al. 2006)34. El folículo o saco dental es una capa celular del ectomesénquima bien definida que rodea el germen dentario y que se continúa con la papila dental. Anatómicamente se compone del folículo dental propio, una banda de células yuxtapuesta a la papila dental y a la 58 Introducción superficie externa del órgano del esmalte, y el mesénqima perifolicular, una población de células que bordean las trabéculas óseas en desarrollo (Cho & Garant, 2000)28. Ambas zonas se encuentran separadas por una zona de tejido conectivo (Figura 3)28. Figura 3: Representación del desarrollo dentario y del periodonto en el estadío de casquete28. El folículo dental propio origina el cemento, el ligamento periodontal y el hueso alveolar propiamente dicho. Así parte de las células ectomesenquimáticas del folículo dentario se diferencian en cementoblastos que empiezan a formar cementoide, otra parte se diferencian en fibroblastos periodontales que forman las fibras del ligamento periodontal y otra parte se transforman en osteoblastos que producen el hueso alveolar propiamente dicho (Ten Cate et al. 2003)34. Los estudios experimentales de Ten Cate Introducción 59 (Ten Cate et al. 1971)35, (Ten Cate & Mills, 1972)36 demostraron que a partir de las células del folículo dental derivan los siguientes tejidos del periodonto: el cemento, el ligamento periodontal y el hueso alveolar propio, es decir que los tejidos que soportan al diente derivan del folículo dental (Ten Cate, 1997)30 y la formación del hueso alveolar propiamente dicho está íntimamente relacionado con la formación del ligamento periodontal y el cemento durante la formación y erupción dentaria (Cho & Garant, 2000)28. 2. Desarrollo embriológico del hueso alveolar de la apófisis alveolar: Este hueso se forma a partir de células mesenquimáticas perifoliculares que son independientes del desarrollo dentario, por un proceso de formación ósea periostal (Cho & Garant, 2000)28. Se empieza a formar durante la vida fetal con depósito de minerales en pequeños focos de la matriz mesenquimática que rodea a los brotes dentarios. Estas pequeñas áreas mineralizadas aumentan de tamaño, se fusionan y son resorbidas y remodeladas hasta que se forma una masa ósea continua en torno de los dientes totalmente erupcionados (Lindhe et al. 2005)4. 60 Introducción 3.3. Anatomía macroscópica alveolar El hueso alveolar consta de una tabla cortical externa, una esponjosa central y de hueso cortical que bordea el alveolo que es el denominado hueso fascicular. Las tablas corticales externas y el hueso que bordea el alveolo se encuentran en la cresta alveolar, usualmente 1,5 a 2 milímetros por debajo del nivel de la unión amelocementaria del diente que aloja (Nanci & Somerman, 2003)26. En cada alveolo se pueden distinguir dos tipos de paredes (Gómez de Ferraris & Campos, 2002)11: 1. Las tablas alveolares libres (vestibular o bucal y palatina o lingual) Se aprecian si se realiza un corte vestíbulo/buco-lingual/palatino del proceso alveolar y cada una presenta una cara alveolar que se denomina cortical periodóntica y otra libre que se denomina cortical perióstica. Entre las tablas corticales se encuentra el tejido trabecular o esponjoso. En el maxilar superior las tablas vestibulares son mucho más delgadas que las palatinas, en especial a nivel de los incisivos y los caninos. En el maxilar inferior las tablas vestibulares son bastante más delgadas que las linguales en la zona de incisivos y premolares, mientras que en la región molar el hueso alveolar es más grueso por la región vestibular. Introducción 61 2. Los tabiques alveolares Se pueden apreciar en un corte mesio-distal del proceso alveolar, y se denominan tabiques interdentarios cuando separan los alveolos de dos dientes vecinos e interradiculares si separan dos divertículos de un mismo alveolo (Figura 4). Los tabiques siempre presentan una abundante cantidad de tejido óseo esponjoso revestido por dos corticales compactas, ambas periodónticas. Figura 4: Imagen clínica de los alveolos desdentados del 3º y 4º premolar en el perro beagle. El hueso esponjoso del hueso alveolar contiene trabéculas óseas cuya arquitectura y dimensiones están determinadas en parte genéticamente y en parte como resultado de las fuerzas a las cuales están expuestos los dientes durante su función (Lindhe et al. 2005)4. Las cavidades del hueso esponjoso están ocupadas por la médula ósea. En el recién nacido la médula ósea tiene un elevado contenido en hematíes y es activa en la producción de células sanguíneas. Con la edad va siendo infiltrada por Tabique interdentario Tabique interradicular 68 Introducción Los alveolos dentales son un elemento estructural que no está nunca estable ya que los dientes migran para compensar la atrición dentaria y para hacer frente a este movimiento, el hueso alveolar va a sufrir en un lado proceso de reabsorción, mientras que en el lado opuesto se producirá aposición ósea. Esta deformación es bastante similar al proceso fisiológico de modelado óseo (Saffar et al. 1997)31. El hueso alveolar es un tejido muy sensible a las fuerzas que generan presión, las cuales provocan reabsorción de la matriz y las fuerzas que generan tensión, las cuales estimulan la producción de nuevo tejido óseo. Cuando un diente soporta un trabajo intenso, por ejemplo cuando existe un trauma oclusal, se produce ensanchamiento de las corticales, condensación del tejido óseo esponjoso y reorientación de las trabéculas, para adaptarse a las modificaciones de las fuerzas a las que están sometidas. Si el diente no recibe trabajo, el efecto que se produce es un adelgazamiento de las corticales con disminución de la extensión y el espesor de las trabéculas (Gómez de Ferraris & Campos, 2002)11. 2. El remodelado óseo alveolar El remodelado óseo alveolar representa un cambio que ocurre dentro del hueso alveolar mineralizado sin una alteración de la arquitectura del tejido (Lang et al. 2005)20. Introducción 69 El proceso de remodelado alveolar es importante durante la formación de hueso alveolar ya que posibilita la sustitución del hueso alveolar primario o reticular, que tiene poca capacidad para soportar las cargas, por hueso alveolar laminar que es más resistente a las cargas y cuando el hueso alveolar viejo es reemplazado por hueso alveolar nuevo (Lang et al. 2005)20. El proceso de remodelado afecta tanto al hueso cortical como al hueso esponjoso alveolar y es un proceso similar al descrito para el tejido óseo. 3.7. Cambios en el proceso alveolar tras la pérdida dentaria En el adulto, tras la pérdida dentaria se inicia un proceso de cicatrización en los alveolos dentarios. Durante este proceso de curación suceden una serie de eventos biológicos que dan lugar a cambios cuantitativos y cualitativos en el proceso alveolar. Proceso de cicatrización del alveolo dentario tras la extracción dental Tras la extracción de un diente se origina una herida cuyo proceso de cicatrización ha sido analizado y estudiado en biopsias humanas por diferentes autores como son Amler et al. (1960)40, Boyne (1966)41, Amler (1969)42 o Evian et al. (1982)43 y, en animales de experimentación como se 70 Introducción expone en los estudios de Huebsch & Hansen (1969)44, Kuboki et al. (1988)45, Bodner et al. (1991)46, Ohta (1993)47, Lin et al. (1994)48, Cardaropoli et al. (2003)38, Araújo & Lindhe (2005)39, Araújo et al. (2005)49 y Cardaropoli et al. (2005)50. En estos estudios se monitorizó la curación de los alveolos dentales después de la extracción dental en diversos intervalos de tiempo y el análisis de sus resultados permitió establecer una secuencia temporal de la curación normal en los alveolos dentales después de la pérdida dentaria. En el estudio de Amler (1969)42 se monitorizó el proceso de curación de los alveolos posextracción en 185 biopsias de humanos sanos entre treinta y cincuenta años. En la toma de las biopsias, generalmente se evitó el hueso alveolar y se tomaron muestras de tejidos sólo hasta los cincuenta días por lo que sólo se produjo una mineralización parcial de los tejidos y se seccionaron las muestras sin realizar una descalcificación previa aplicándoles varias pruebas histoquímicas. La secuencia temporal de la curación en los alveolos posextracción en humanos sanos descrita por Amler (1969)42 fue la siguiente: 1. Algunos días tras la extracción Se produjo el cese de la hemorragia y se formó un coágulo sanguíneo. Introducción 71 2. A los siete días tras la extracción Se produjo el recambio del coágulo sanguíneo por un tejido de granulación y en la base del alveolo apareció osteoide. 3. A los veinte días tras la extracción El tejido de granulación fue reemplazado por tejido conectivo. 4. A los treinta y ocho días tras la extracción Al menos las dos terceras partes del alveolo se rellenaron con hueso trabecular. 5. Entre los veinte y cuatro y los treinta cinco días o más tras la extracción Se produjo el cierre del epitelio, aunque la primera evidencia de formación de epitelio fue a los cuatro días después de la extracción. Este estudio estaba limitado ya que las muestras sólo correspondían a la parte marginal del alveolo y sólo se podían analizar los eventos que eran anteriores a la formación de los tejidos duros porque las muestras no eran desmineralizadas antes de ser seccionadas. En el estudio de Evian et al. (1982)43, se estudiaron muestras de hueso que se tomaron de alveolos en humanos vivos tras una extracción a las cuatro, seis, ocho, diez, doce y dieciséis semanas. Los resultados de este 72 Introducción estudio revelaron que se pueden diferenciar diferentes fases de formación de hueso: 1. De la cuarta a la octava semana tras la extracción Es una fase osteogénica progresiva en la que se produce proliferación de células osteogénicas y formación de hueso inmaduro. 2. De la octava a la duodécima semana tras la extracción En esta fase la osteogénesis se ralentiza y las trabéculas óseas maduran y aumentan su volumen. 3. De la duodécima a la decimasexta semana tras la extracción El hueso parece estabilizarse y está presente un hueso alveolar trabecular. En esta fase se produce muy poca actividad osteogénica. En un estudio posterior, Cardaropoli et al. (2003)38 evaluaron en el modelo animal la cronología de los distintos acontecimientos biológicos incluidos en la cicatrización de los alveolos posextracción de las raíces distales de los cuartos premolares mandibulares en toda su altura (marginal, central y apical), desde la formación de un coágulo sanguíneo a la formación de tejido óseo y el remodelado del hueso nuevo formado. Las biopsias estudiadas representaron períodos de curación desde un día hasta los seis meses y la unidad experimental eran los alveolos distales que Introducción 73 incluían los tejidos blandos y los tejidos mineralizados. Los resultados indican que la cicatrización alveolar después de una extracción dental incluye varias fases: 1. Fase inicial de cicatrización Se produce la formación de un coágulo que durante los tres primeros días ocupa la mayor parte del alveolo. 2. A los tres días tras la extracción En la parte marginal del alveolo pequeñas porciones de coágulo son reemplazadas por un tejido de granulación altamente vascularizado. 3. A los siete días tras la extracción El coágulo es parcialmente sustituido por una matriz provisional formada por tejido conectivo que incluye gran cantidad de células mesenquimáticas alojadas en una matriz fibrosa. En la zona apical del alveolo el 100% del coágulo es sustituido por matriz provisional, mientras que en la zona media sólo el 36% y en la zona marginal sólo el 8% siendo el porcentaje restante coágulo (79%) y tejido de granulación (13%). Sobre el hueso alveolar fasciculado se inicia el proceso de remodelado. 4. Después de catorce días, La parte marginal del alveolo se cubre con tejido conectivo rico en vasos y células inflamatorias. Este tejido mesenquimal está en parte recubierto con 74 Introducción células epiteliales. Este período se caracteriza por la ausencia de ligamento periodontal, porque el hueso alveolar fasciculado es prácticamente inexistente y por la presencia de grandes cantidades de tejido óseo de nueva formación que es rico en células y que se forma alrededor de nuevos vasos sanguíneos. La proporción de hueso mineralizado es mayor en la zona apical y media que en la zona marginal. También está presente tejido conectivo provisional, cuya proporción es mayor en las zonas marginales que en las zonas apicales y en la zona marginal todavía está presente tejido de granulación. 5. A los treinta días de cicatrización La porción marginal del alveolo alberga un tejido conectivo fibroso que está cubierto con un epitelio queratinizado produciéndose el cierre de los tejidos blandos. Parte de los alveolos están rellenos de hueso de nueva formación que contiene gran cantidad de osteonas primarias. En algunas áreas, sobre el tejido óseo inmaduro se observa reabsorción osteoclástica que significa que el proceso de modelado/remodelado del hueso alveolar inmaduro había empezado. También se observan osteoclastos en la región crestal. 6. Entre los días sesenta y noventa de curación Se forma una cortical en la zona coronal de la cresta a modo de puente cerrando el alveolo formado principalmente por hueso inmaduro. En este Introducción 75 intervalo de tiempo una parte del tejido inmaduro apical a este puente cortical es sustituido por médula ósea que incluye vasos sanguíneos, células inflamatorias y adipocitos. A los tres meses de curación, en muchas áreas el tejido óseo inmaduro es reemplazado por hueso laminar, mientras que el hueso original de las paredes del alveolo manifiestan signos de remodelado. 7. A los cuatro y seis meses de curación El puente de hueso cortical que cubre la porción marginal del alveolo está formado por hueso laminar y sobre el hueso cortical se establece un periostio. 8. Después de seis meses de curación El alveolo posextracción se caracteriza por su contenido de médula ósea que está bien organizada y contiene gran cantidad de adipocitos y pocas células inflamatorias. Dentro de la médula ósea está presente un número limitado de trabéculas de hueso laminar. La conclusión de este estudio38 fue que en el proceso de cicatrización del alveolo posextracción se producen cambios cualitativos en el proceso alveolar ya que a nivel óseo se observa que: 1. Después de un mes de curación el alveolo se rellena con un tejido óseo inmaduro. 76 Introducción 2. Después de tres meses se forma un puente de tejido óseo cortical en la zona coronal de la cresta y en el interior del alveolo el tejido óseo inmaduro es reemplazado de forma gradual por médula ósea y por trabéculas óseas con estructura laminar. Sin embargo, en el estudio de Cardaropoli et al. (2003)38 no se hizo referencia a los cambios óseos que se producen en el exterior del alveolo dental, es decir los cambios cuantitativos: la reabsorción y atrofia ósea. Los estudios de Atwood (1957)51, Lam (1960)52, Hedegard (1962)53, Carlsson et al. (1967)54, Atwood & Coy (1971)55, Tallgren (1972)56 y Pietrokovski (1975)57 demuestran que como consecuencia de la extracción dentaria en el adulto, el hueso alveolar sufrirá un proceso de reabsorción y de atrofia. Asimismo, en los estudios de Atwood (1962)58, de Carlsson & Persson (1967)59 y de Tallgren (1972)56 se afirma que dicha reabsorción y atrofia ósea varía considerablemente entre individuos. Atwood (1962)58 definió el proceso de reabsorción ósea alveolar como un proceso biofísico complejo y clasificó los factores clínicos relacionados con la tasa de reabsorción en cuatro categorías: factores anatómicos, metabólicos, funcionales y protésicos, estando todos ellos interrelacionados entre sí. Introducción 77 En los estudios clínicos y/o radiográficos de Johnson (1963)60, (1969)61; Pietrokovski & Massler (1967)62; Lekovic et al. (1997)63, (1998)64; Camargo et al. (2000)65; Iasella et al. (2003)66 ; Schropp et al. (2003)67 y Botticelli et al. (2004c)68 y, en los estudios en animales de experimentación de Araújo & Lindhe (2005)39 y Araújo et al. (2005)49 se han demostrado marcadas reducciones de altura y anchura de la cresta alveolar tras la extracción dentaria unitaria o múltiple. En el estudio retrospectivo de Pietrokovski & Massler (1967)62 se estudiaron los cambios morfológicos que suceden en los procesos alveolares maxilares y mandibulares tras la extracción dental. En este estudio62, para medir la cantidad de reabsorción bucal y lingual tras la extracción dental unitaria y unilateral, compararon las dimensiones del área desdentada con las dimensiones del área dentada contralateral. Estas mediciones se realizaron sobre modelos de escayola lo que implica que en las mediciones se tuvieron en cuenta los tejidos duros y los blandos. En la primera parte del estudio examinaron sobre modelos de escayola del maxilar superior y de la mandíbula la dentición natural completa de treinta pacientes. En los modelos, midieron la anchura de varios segmentos dentales y observaron que las dimensiones buco-lingual/palatina del proceso alveolar derecho e izquierdo eran casi idénticas. Posteriormente examinaron ciento cuarenta y nueve modelos dentales que se caracterizaron 84 Introducción la cavidad ósea permite que el coágulo sanguíneo que se forma en la cavidad sea ocupado solamente por células formadoras de hueso. Finalmente, el coágulo sanguíneo es transformado completamente en tejido óseo de nueva formación (Buser et al. (1990)80, Dahlin et al. (1988)88). Las membranas han sido utilizadas para cubrir los alveolos inmediatamente tras la extracción dentaria. Así el coágulo sanguíneo en la curación del alveolo posextracción es protegido del crecimiento del tejido conectivo y epitelio de la mucosa oral (Adriaens, 1999)72. Lekovic et al. (1997)63 realizaron un estudio clínico en diez pacientes que requerían exodoncias de dientes anteriores. En primer lugar elevaron un colgajo de espesor total en bucal y en lingual y a continuación realizaron las exodoncias. En los sitios experimentales usaron una técnica quirúrgica basada en los principios de la regeneración ósea guiada utilizando membranas de barrera no reabsorbibles (membranas de PTFE-e) para cubrir los alveolos posextracción, mientras que las áreas anatómicas que actúan como control no recibieron membranas. A continuación, realizaron el cierre primario de la herida. Después de seis meses las membranas no reabsorbibles eran retiradas (excepto si se producía su exposición, que en este caso las membranas se retiraban a los tres meses), y se midieron una serie de parámetros en los sitios en los que se colocaba una membrana sobre los alveolos posextracción (sitio experimental) y se compararon con Introducción 85 los parámetros medidos en los alveolos posextracción los cuales no se cubrían con membrana (sitio control). Los parámetros medidos fueron el relleno óseo en la base del alveolo, el remodelado óseo vertical de la porción marginal del alveolo y la distancia buco-lingual entre los márgenes coronales del alveolo. El relleno vertical óseo a los seis meses en los sitios experimentales fue de 5,4 ± 1,1 milímetros y significativamente más alto que en los sitios control que fue de 2,9 ± 1,6 milímetros. El remodelado vertical en los márgenes del alveolo en los sitios experimentales fue de 0,3 ± 0,2 milímetros de pérdida de altura ósea que era significativamente menor que en los sitios control (1,0 ± 0,0 milímetros). El remodelado bucolingual en los sitios experimentales fue de 1.7 ± 0,7 milímetros mientras que en los sitios control se perdieron 4,4 ± 0,7 milímetros de anchura ósea, siendo la diferencia estadísticamente significativa. En un estudio posterior, Lekovic et al. (1998)64 utilizaron una técnica regenerativa similar a la utilizada en el estudio del año 199763 pero con membranas reabsorbibles (de ácido glicólico y láctico) obteniendo unos resultados casi similares a los conseguidos con membranas no reabsorbibles y obteniendo las ventajas de las membranas reabsorbibles que no necesitan una segunda cirugía para su retirada y reducen el riesgo de infección al no producirse su exposición durante el periodo de curación de seis meses. 86 Introducción Los resultados de estos estudios63, 64 sugieren que el tratamiento de los alveolos posextracción con membranas, reabsorbibles y no reabsorbibles, es beneficioso para la conservación del hueso alveolar en dichos alveolos y así prevenir los defectos óseos. 4.2. Colocación de implantes inmediatos 1. Definición de implantes inmediatos La colocación de implantes inmediatos se define como la técnica quirúrgica en la cual se insertan los implantes dentales en el alveolo posextracción en el mismo acto quirúrgico e inmediatamente a continuación de la extracción dental (Wilson & Weber, 1993)89. El primer trabajo sobre implantes inmediatos fue publicado en el año 1978 (Schultze et al. 1978)90 y desde entonces el interés por esta técnica ha ido aumentando en los últimos años (Schwartz-Arad & Chaushu, (1997)91, Mayfield, (1999)92, Chen et al. (2004)93, Quirynen et al. (2007)94). La eficacia de los implantes inmediatos ha sido investigada en estudios clínicos por diferentes autores como Lazzara (1989)95; Werbitt & Goldberg (1992)96; Gelb (1993)97; Becker et al. (1994)98, (1998)99; Lang et al. (1994)100; Watzek et al. (1995)70; Rosenquist & Grenthe (1996)101; Schwartz-Arad & Chaushu (1997)102; Schwartz et al. (2000)103 y Botticelli Introducción 87 et al. (2004c)68. Igualmente se realizaron estudios histológicos en humanos (Wilson et al. (1998)104 y Paolantonio et al. (2001)71) y en diferentes animales de experimentación como monos (Anneroth et al. (1985)105; Barzilay et al. (1988)106, (1990)107, (1991)108, (1996)109; Warrer et al. (1991)110; Kohal et al. (1997)111), ratas (Todescan et al. 1987)112 y perros (Woolfe et al. (1989)113, Nail et al. (1990)114, Becker et al. (1991)85, Lundgren et al. (1992)115, Gotfredsen et al. (1993)84, Parr et al. (1993)116, Karabuda et al. (1999)117). Schwartz-Arad & Chaushu (1997)91 hicieron una revisión de la literatura relevante hasta esa fecha sobre implantes inmediatos y establecieron las siguientes conclusiones: 1. La colocación de implantes en los alveolos posextracción tienen un alto porcentaje de supervivencia, entre el 93,9% y el 100%. 2. Los implantes deben ser colocados entre tres y cinco milímetros más allá del ápice para conseguir el máximo grado de estabilidad. Esta afirmación es confirmada en los estudios de Nemcovsky et al. (2002)118 y de Juodzbalys (2003)119. 3. Los implantes deben ser colocados lo más próximos al nivel de la cresta alveolar, entre cero y tres milímetros. 88 Introducción 4. No hay consenso con respecto a la necesidad de rellenar el gap o espacio resultante entre la porción coronal del implante y las paredes óseas y sobre cual es el mejor material de relleno. 5. El uso de membranas no implica mejores resultados, sin embargo su exposición puede implicar complicaciones en el tratamiento. 6. La necesidad del cierre primario del colgajo debe ser determinado. En el estudio posterior de Chen et al. (2004)93, se hizo una revisión de la literatura de artículos que hacían referencia a la supervivencia y al porcentaje de éxito, así como los procedimientos clínicos y los resultados asociados con la colocación inmediata y retardada de implantes. En dicho estudio se concluyó que la tasa de supervivencia y los resultados clínicos, a corto plazo, de los implantes inmediatos son comparables a los obtenidos en los implantes colocados sobre hueso cicatrizado. Hämmerle et al. (2004)120 establecieron una serie de propuestas clínicas para la colocación adecuada de implantes inmediatos en los alveolos posextracción: 1. En relación con la técnica usada en la extracción dental previa a la colocación del implante, debe ser tal que produzca el menor trauma a los tejidos duros y blandos del lugar de la extracción. Los dientes multiradiculares deben ser seccionados y las raíces remanentes serán Introducción 89 luxadas para su posterior extracción. Tras la extracción, se eliminará el tejido de granulación del alveolo mediante un curetaje cuidadoso. Estas recomendaciones están de acuerdo con las propuestas en el estudio previo de Schwart-Arad & Chaushu (1997)91. 2. Se debe realizar una evaluación del lugar donde se va a realizar la cirugía para determinar la modalidad de tratamiento adecuado. Así se deben tener en cuenta el plan de tratamiento global del paciente, las expectativas estéticas, la calidad, cantidad y morfología de los tejidos blandos y del tejido óseo, la presencia de patología y las características de los dientes adyacentes y de sus estructuras de soporte. 3. El implante no se podrá colocar de forma inmediata tras la exodoncia si la morfología del alveolo residual no asegura la estabilidad primaria del implante. 4. Se debe valorar el biotipo periodontal de cada paciente, ya que en los pacientes con biotipo periodontal fino tras la colocación de implantes inmediatos existe un riesgo alto de reabsorción de la pared ósea bucal y de retracción de los tejidos blandos, en comparación con los que presentan un biotipo periodontal grueso. 90 Introducción 2. Clasificación de los implantes en relación con el tiempo de colocación La mayoría de estudios de la bibliografía describen a los implantes inmediatos como los que se colocan en el mismo procedimiento quirúrgico tras la extracción dental pero existen excepciones que definen a los implantes inmediatos como los que se colocan entre los tres y quince días tras la extracción (Schropp et al. 2003)121 o bien otros autores que consideran que los implantes inmediatos son los colocados entre el día cero y el séptimo tras la extracción (Gómez-Román et al. 1997)122. En la literatura existen diferentes clasificaciones que agrupan a los implantes según el tiempo de su colocación tras la extracción dental. En la clasificación de Wilson y Weber (1993)89 se usan los términos inmediato, reciente, retardado y maduro para describir el tiempo de colocación de los implantes en relación a la curación de los tejidos blandos. En esta clasificación no se dan intervalos de tiempo asociados a los términos propuestos. En la clasificación de Mayfield (1999)92, se usan los términos inmediato, retardado y tardío para describir los intervalos de tiempo en los que se colocan los implantes tras la extracción: Introducción 91 1. Implantes inmediatos, si se colocan en el intervalo de la primera semana. 2. Implantes retardados, si se colocan entre la sexta y la décima semana tras la extracción. 3. Implantes tardíos, cuando se colocan tras seis o más meses tras la extracción. El intervalo entre las diez semanas y los seis meses no se incluye en la clasificación. En la última clasificación de Hämmerle et al. (2004)120 sobre la colocación de implantes según el momento después de la extracción dentaria en el que se colocan se pueden dividir en cuatro tipos que reflejan los cambios morfológicos, dimensionales e histológicos observados en la curación de los tejidos duros y blandos tras la extracción dental: 1. En el tipo 1 la colocación del implante es inmediatamente después de la extracción dental, formando parte del mismo procedimiento quirúrgico. 2. En el tipo 2 se produce el cierre total de los tejidos blandos que cubren el alveolo; típicamente sucede entre las cuatro y ocho semanas después de la extracción dental. 92 Introducción 3. En el tipo 3 existe un importante relleno óseo del alveolo, valorado clínica y/o radiográficamente. Normalmente se produce entre las 12- 16 semanas tras la extracción dental. 4. En el tipo 4 la zona de la extracción está cicatrizada. Normalmente tras más de 16 semanas tras la extracción dental. En esta clasificación120 se describen las ventajas y las desventajas para cada tipo: Las ventajas para el tipo 1 son: a) El reducido número de procedimientos quirúrgicos necesarios. b) La reducción del tiempo global del tratamiento. c) Una óptima disponibilidad ósea. Las desventajas del tipo 1 son: a) La morfología del sitio de la extracción puede complicar la colocación óptima y el anclaje del implante. b) El resultado del tratamiento puede comprometerse si existe un biotipo periodontal fino. c) Dificultad para la adaptación del colgajo si existe ausencia de mucosa queratinizada. d) Pueden ser requeridos procedimientos quirúrgicos adicionales. e) El procedimiento es muy sensible a la técnica. Introducción 93 Las ventajas del tipo 2 son: a) El incremento del área y del volumen del tejido blando lo que facilita el manejo del colgajo. b) La resolución de la patología local puede ser evaluada. Las desventajas del tipo 2 son: a) La morfología del sitio de la extracción puede dificultar la colocación adecuada y el anclaje del implante. b) El tiempo de tratamiento se incrementa. c) Las paredes óseas del alveolo exhiben cantidades variables de reabsorción. d) Pueden ser necesarios procedimientos quirúrgicos adicionales. e) El acto quirúrgico es sensible a la técnica. En el tipo 3, las ventajas son: a) El relleno óseo del alveolo facilita la colocación de los implantes. b) Los tejidos blandos maduros facilitan el manejo del colgajo. Las desventajas del tipo 3 son: a) El tiempo de tratamiento está aumentado. b) Pueden ser necesarios procedimientos quirúrgicos adicionales. c) Las paredes óseas del alveolo exhiben cantidades variables de reabsorción. 100 Introducción La elevación de un colgajo mucoperióstico o de espesor total implica la separación del periostio y la ruptura de la inserción del tejido conectivo del tejido óseo subyacente lo que permite su evaluación y acceso directo (Kohler & Ramfjord, (1960)145, Wolf et al. (2005)146). Sin embargo, este procedimiento se considera un trauma quirúrgico ya que provoca un daño vascular y una respuesta inflamatoria aguda que implica la reabsorción de la superficie ósea expuesta (Wilderman et al. (1960)147, (1963)148; Staffileno et al. (1966)149; Tavtigian (1970)150; Wood et al. (1972)151; Bragger et al. (1988)152 y Nobuto et al. (2005b)153). En el estudio de Yaffe et al. (1994)154 se expone que dicha reabsorción es superior cuando el colgajo mucoperióstico se levanta por bucal y por lingual que si sólo se realiza por bucal. Los estudios de Wood et al. (1972)151 y de Bragger et al. (1988)152 revelan que el trauma quirúrgico que incluye la separación del periostio de la superficie ósea subyacente induce el remodelado de la superficie alveolar expuesta. En el estudio de Araújo & Lindhe (2005)39 se señala que uno de los factores responsables de la reabsorción ósea que ocurre en la parte más externa de las paredes óseas bucal y lingual de los alveolos dentales tras la exodoncia es el trauma quirúrgico provocado por la elevación de un colgajo Introducción 101 mucoperióstico. Tras la elevación del colgajo mucoperióstico se produce la sección de los vasos sanguíneos que irrigan al hueso de las paredes bucal y lingual lo que provoca la muerte de los osteocitos y la necrosis del tejido mineralizado circundante. Posteriormente el tejido óseo necrótico es eliminado por los osteoclastos dando lugar a la reabsorción ósea alveolar. Araújo et al. (2006b)155 afirman que este remodelado óseo de la parte más externa de las paredes alveolares bucal y lingual sucede en el primer mes de curación tras la exodoncia en el modelo animal y confirman que, en parte, se produce como consecuencia del trauma quirúrgico que incluye la elevación del colgajo. En el modelo experimental, Araújo et al. (2005)49 estudiaron el efecto de la elevación de un colgajo mucoperióstico sobre el remodelado de los tejidos blandos y duros del periodonto comparando dos grupos de dientes. Uno de los grupos estaba representado por dientes que habían sido sometidos a un procedimiento quirúrgico que incluía el levantamiento de un colgajo mucoperióstico y el otro grupo que incluía dientes que no fueron sometidos a ningún trauma durante el experimento. El examen histológico demostró que en el grupo no afectado por el colgajo los dientes presentaban un periodonto normal, mientras que en el grupo afectado por el colgajo los dientes exhibían signos de pérdida de inserción y de pérdida ósea tras tres meses de curación. Introducción 103 II. JUSTIFICACIÓN Y OBJETIVOS Justificación y objetivos 105 1. JUSTIFICACION Está demostrado que después de la extracción dentaria se produce un fenómeno de cicatrización de la herida con unas características histológicas y morfológicas bien definidas. Cabe destacar la maduración interna del alveolo en hueso laminar y las alteraciones de las dimensiones horizontal y vertical en los primeros meses por la reabsorción y atrofia ósea, tanto interna como externa del propio alveolo dental. Las alteraciones cuantitativas y cualitativas que se producen en el proceso alveolar tras la pérdida dentaria pueden alterar el resultado estético de la rehabilitación oral, e incluso en situaciones de reabsorción ósea avanzada la imposibilidad de rehabilitar al paciente con implantes osteointegrados sin regeneración ósea. Es por ello que se hace necesario el desarrollo y la utilización de técnicas que impidan o minimicen este deterioro. Las técnicas más innovadoras con la colocación de implantes inmediatos en el mismo acto quirúrgico que la extracción dental podrían minimizar dicha reabsorción ósea siempre que la cirugía sea cuidadosa y lo más atraumática posible, siendo más favorable realizarla sin levantar colgajo ni para la extracción, ni para la colocación del implante inmediato, 106 Justificación y objetivos ya que está demostrado que la elevación de un colgajo mucoperióstico supone un trauma que induce la reabsorción de la superficie ósea expuesta. Por los motivos expuestos, proponemos un estudio comparativo y controlado, en el modelo animal perro de raza Beagle, que evalúe el proceso de cicatrización alveolar tras la extracción dental y la colocación de implantes dentales en el mismo acto quirúrgico en dos grupos: el grupo control o con colgajo y el grupo experimental o sin colgajo. 2. OBJETIVOS En el presente trabajo se plantea los siguientes objetivos: 9 Describir y comparar los resultados de los registros clínicos que valoran la reabsorción vertical de las tablas óseas bucal y lingual y la retracción de los tejidos blandos después de la extracción dentaria y colocación de implantes inmediatos en dos grupos: cirugía con colgajo y cirugía sin colgajo, a los tres meses de cicatrización, en el modelo animal (perro Beagle). 9 Estudiar histológicamente la respuesta tisular tras la colocación de implantes inmediatos a la extracción dental y en los alveolos posextracción en ambos grupos y a los tres meses de cicatrización. Justificación y objetivos 107 9 Analizar y comparar mediante técnicas histomorfométricas en ambos grupos: - El porcentaje de contacto hueso-implante. - La distancia desde el margen de la mucosa periimplantaria al extremo apical del epitelio de unión. - La distancia desde el extremo apical del epitelio de unión al contacto hueso-implante más coronal. - La distancia desde el margen de la mucosa periimplantaria al contacto hueso-implante más coronal. - La distancia desde el hombro del implante al contacto huesoimplante más coronal. - La distancia desde el hombro del implante a la cresta ósea. - La distancia desde el margen gingival al hombro del implante. - La diferencia de altura entre las tablas óseas bucal y lingual en los alveolos desdentados donde no se colocan implantes. - La anchura de la cresta ósea a 1 y 3 milímetros del inicio de la superficie SLA del implante y de la porción más coronal de la cresta ósea en los alveolos donde no se colocan implantes. Justificación y objetivos 109 III. MATERIAL Y MÉTODOS 116 Material y métodos Al grupo control pertenecían los implantes inmediatos colocados en los alveolos distales del tercer y cuarto premolar y los alveolos desdentados de las raíces mesiales del tercer y cuarto premolar del cuadrante mandibular en el que se realizaba colgajo (con colgajo). Al grupo experimental pertenecían los implantes inmediatos colocados en los alveolos distales del tercer y cuarto premolar y los alveolos desdentados de las raíces mesiales del tercer y cuarto premolar del cuadrante mandibular en el que no se realizaba colgajo (sin colgajo). Se colocaron 4 implantes por perro, 2 en el grupo control o con colgajo y 2 en el experimental o sin colgajo, por lo que el número total de implantes fue de 20, 10 en cada grupo. Figura 10: Representación del grupo control y experimental. En los perros 1, 3 y 5 el lado con colgajo es el izquierdo y el lado sin colgajo es el derecho. En los perros 2 y 4 se alternaron los lados (estudio a boca partida). Material y métodos 117 2.4. PROCEDIMIENTO EXPERIMENTAL 2.4.1. Día 0: Exodoncia y colocación inmediata de implantes dentales 1. Procedimiento anestésico La realización de la cirugía tuvo lugar bajo anestesia general y todo el procedimiento anestésico estuvo bajo la supervisión del cirujano veterinario. El protocolo anestésico (Hedenqvist & Hellebrkers, 2003)160 fue el siguiente: 1. La premedicación de los perros se realizó con acepromacina (0,05 mg/Kg./IM). 2. El control del dolor se realizó con la administración de morfina (0,3 mg/Kg./IV). 3. La inducción de la anestesia se realizó con propofol (2mg/Kg.). 4. El mantenimiento durante la cirugía fue con isofluorano a una concentración entre el 2,5-4%. Durante el proceso anestésico los perros se mantuvieron monitorizados. Los parámetros medidos fueron la frecuencia cardiaca, la frecuencia respiratoria, la saturación de oxígeno, la espiración respiratoria de dióxido de carbono y la presión arterial. 118 Material y métodos 2. Procedimiento quirúrgico De acuerdo a las normas descritas para la cirugía en animales de experimentación161, esta se desarrolló en la zona quirúrgica del Hospital Clínico Veterinario “Rof Codina” de la Facultad de Veterinaria de Lugo de la Universidad de Santiago de Compostela que incluía las siguientes áreas separadas: 1. Área para la preparación de los animales. 2. Área para la limpieza de las manos. 3. Quirófano. 4. Área de recuperación de los animales. 5. Área de almacenamiento, lavado y esterilización de los instrumentos. El quirófano preservó las condiciones de esterilidad y asepsia necesarias para la realización de la cirugía y todas las superficies que pudiesen entrar en contacto con el cirujano, operadores y/o material estéril se cubrieron con paños quirúrgicos estériles (Peñarrocha et al. 2001)162. El equipo quirúrgico estuvo formado por el cirujano principal, dos operadores auxiliares y el cirujano veterinario. El procedimiento quirúrgico era realizado siempre por el mismo cirujano principal siguiendo el mismo protocolo. El cirujano veterinario se encargó del proceso anestésico de los Material y métodos 119 perros durante la cirugía así como de los cuidados en el periodo de recuperación posquirúrgico. La preparación del cirujano y sus operadores auxiliares incluyó el cepillado quirúrgico de las manos y el uso de ropa estéril. Para la preparación de los animales para la cirugía, los animales anestesiados se colocaron sobre la mesa quirúrgica y se cubrieron con paños quirúrgicos estériles dejando descubierta la zona quirúrgica (Figura 11a). Para permitir la visibilidad del área quirúrgica se les colocó un abrebocas apoyado sobre los caninos superior e inferior del lado contrario al que iban a ser intervenidos (Figura 11b). Figura 11 a y b: Imágenes tomadas el día de la cirugía de colocación de implantes en las que se observa cómo eran preparados los perros para la cirugía. El procedimiento quirúrgico se inició con la exodoncia de los premolares. La técnica quirúrgica de exodoncia de los premolares fue similar en el grupo control y en el grupo experimental, sin embargo en el grupo control, previamente a la exodoncia de los premolares se levantó un a b 120 Material y métodos colgajo mucoperióstico vestibular y lingual. Para realizar el colgajo se utilizó un bisturí de corte frío con hoja del número quince y realizando una incisión de trazo continuo, intrasulcular desde la raíz distal del segundo premolar hasta mesial del primer molar, tanto por vestibular como por lingual (Figura 12). A continuación, con ayuda de un periostotomo Hu- Frieday® (Hu-Frieday, Chicago, IL, USA), se procedió a la disección y posterior levantamiento de un colgajo de espesor total o mucoperióstico (Figura 13). Figura 12: Incisión para el diseño del colgajo Figura 13: Despegamiento del colgajo La técnica de exodoncia tenía como objetivo minimizar el trauma sobre los tejidos duros y blandos. Así para la exodoncia del tercer y cuarto premolar, se realizó la odontosección de los premolares con el objetivo de separar y hacer independientes las raíces mesiales y distales de cada premolar para posteriormente extraer cada una de las raíces por separado. La odontosección se inició con el fórceps de pico de loro haciendo coincidir las puntas de las valvas del fórceps en la zona de bifurcación de Material y métodos 121 las raíces mesial y distal y con movimientos suaves del fórceps en sentido vestíbulo-lingual se conseguía una ligera luxación de los premolares. A continuación con una fresa de fisura en turbina con abundante refrigeración y haciendo coincidir el eje longitudinal de la fresa en la zona de la bifurcación de los premolares, se procedió a la sección de los premolares (Figura 14 y 15) Figura 14: Odontosección, grupo sin colgajo Figura 15: Odontosección, grupo con colgajo Una vez que las raíces se habían separado, con la ayuda de un fórceps de raíces se realizó la exodoncia de cada una de las raíces independientes conservando íntegras las paredes óseas alveolares (Figuras 16 y 17). Figura 16: Exodoncia tras la odontosección Figura 17: Raíces del 3º y 4º premolar 122 Material y métodos A continuación se procedió a la preparación del lecho receptor de los implantes y su posterior colocación. Los implantes inmediatos se colocaron en los alveolos de las raíces distales del tercer y cuarto premolar de ambos cuadrantes, colocando cuatro implantes en cada perro, veinte en total. En los alveolos mesiales posextracción del tercer y cuarto premolar de ambos cuadrantes no se colocaron implantes. El procedimiento quirúrgico para la elaboración del lecho receptor de los implantes se desarrolló de acuerdo al procedimiento estándar del sistema de implantes dentales Straumann® (Straumann®, Waldenburg, Suiza) y consistió en la utilización secuencial de fresas quirúrgicas específicas de dicho sistema163: 1. En primer lugar con la fresa redonda de 1,4 mm de diámetro se señaló la posición del implante antes de comenzar a configurar el lecho implantario. 2. A continuación se efectuó una perforación con la fresa piloto de diámetro de 2,2 milímetros hasta la profundidad de ocho milímetros y se comprobó con el verificador de dirección que la profundidad de inserción era la correcta. Material y métodos 123 3. Por último se perforó el hueso con la fresa piloto con un diámetro de 2,8 milímetros hasta la profundidad de ocho milímetros. Para la conformación del lecho implantario se tuvieron en cuenta una serie de factores recomendados por el fabricante y que ayudan a reducir el trauma sobre el tejido óseo tal como se describe en los artículos de Buser et al. (2000)164 y Buser et al. (2004)165: 1. Abundante refrigeración externa, con solución de cloruro sódico al 0,9% prerrefrigerada (5ºC). 2. Empleo de instrumentos de corte con diámetro ascendente y bien afilados. 3. El número de revoluciones del fresado óseo no superó al límite marcado por el fabricante. 4. El fresado se realizó sin ejercer excesiva presión y con movimientos de perforación intermitente. Una vez preparado el lecho receptor del implante se procedió a la inserción de los implantes con ayuda del contraángulo del sistema de Straumann® (Straumann®, Waldenburg, Suiza). La colocación de los implantes, en ambos grupos, se realizó haciendo coincidir el inicio de la superficie SLA del implante con la cresta ósea. 124 Material y métodos A continuación se colocaron en los implantes los tornillos de cicatrización para permitir una cicatrización no sumergida (Cochran, 2000)166 en ambos grupos. Por último, en el cuadrante en donde se realizó colgajo se procedió a su reposición y se suturó con material reabsorbible (Vicryl de cuatro ceros) mediante puntos simples e independientes. Figura 18: Imágenes clínicas que describen la colocación de implantes en el grupo “sin colgajo”: (a) Imagen inmediata a la exodoncia de las raíces de ambos premolares. (b) Imagen en el momento de la inserción del implante en la raíz distal del 4º premolar. (c) Imagen tras la colocación de ambos implantes en los correspondientes alveolos. (d) Imagen de ambos implantes con los tornillos de cicatrización. a b c d Material y métodos 125 Figura 19: Imágenes clínicas que describen la colocación de implantes en el grupo “con colgajo”: (a) Imagen inmediata a la exodoncia de las raíces de ambos premolares en la que se observa el colgajo de espesor total tanto en bucal y en lingual exponiendo el tejido óseo mandibular; (b) Imagen en el momento de la inserción del implante con el contraángulo; (c) Imagen tras la colocación de ambos implantes en los correspondientes alveolos; (d) Imagen de ambos implantes con los tornillos de cicatrización y la sutura correspondiente. c d d a b b 228 Discusión  Fase 1: Esta fase se caracteriza porque tras la extracción dental el hueso fasciculado pierde su función y es reabsorbido y sustituido por hueso inmaduro. Esta reabsorción temprana del hueso fasciculado ocurre entre la primera y la cuarta semana de cicatrización y explica la reducción en altura de las paredes óseas. La reabsorción vertical es considerablemente mayor en la tabla ósea bucal que en la correspondiente lingual debido a que la región de la cresta ósea en la pared bucal está formada únicamente por hueso fasciculado, mientras que la región crestal lingual está formada por hueso cortical y hueso fasciculado.  Fase 2: Esta fase incluye la reabsorción del exterior de ambas superficies óseas y la razón de esta reabsorción adicional no está claramente dilucidada y se le atribuyen varias causas posibles, como son el efecto sobre la vascularización del tejido óseo por levantar un colgajo mucoperióstico durante la cirugía, la adaptación a la falta de función continuada y el reestablecimiento de la forma de la cresta ósea determinada genéticamente en la ausencia de los dientes. Debido a que la pared ósea bucal es más delgada que la lingual, esta reabsorción horizontal podría causar reducción vertical de la pared bucal. Discusión 229 En base a los resultados obtenidos en el presente estudio se puede afirmar que la realización de un colgajo mucoperióstico no modifica este patrón de reabsorción ósea, más pronunciada en bucal que en lingual. Por otra parte, si se realiza un colgajo previo a la exodoncia la cresta ósea bucal se encuentra en una posición más apical con respecto a la correspondiente lingual, que en el caso que no se eleve un colgajo. Sin embargo, aunque la diferencia media de altura buco-lingual es mayor en el grupo con colgajo (1,40) que en el sin colgajo (1,18), no existe diferencia estadísticamente significativa. Por otra parte, en ambos grupos, la diferencia de altura media de la cresta ósea entre las paredes bucal y lingual a los tres meses de cicatrización, fue bastante similar en la zona de implantes (1,01mm en el grupo sin colgajo y 1,33mm en el grupo con colgajo) que en los alveolos desdentados (1,18mm en el grupo sin colgajo y 1,40 en el grupo con colgajo), por lo que cuando se colocan implantes inmediatos con o sin colgajo se debe tener en cuenta la reabsorción ósea que ocurre en los alveolos como consecuencia de la extracción dental y que dicha reabsorción es más pronunciada en bucal que en lingual. Sin embargo, los datos obtenidos en el presente estudio sobre la diferencia media de altura entre las tablas óseas bucal y lingual en el grupo con colgajo son menores a los relatados en estudios previos, en los que a 230 Discusión las ocho (Araújo & Lindhe, 2005)39 o doce semanas (Araújo et al. 2005)49 de la extracción dental con colgajo, la terminación marginal de la pared ósea bucal estaba localizada sobre 2 milímetros apical a la correspondiente lingual, mientras que en nuestro estudio a los tres meses se localizó a 1,40mm. Las posibles causas que podrían explicar este hallazgo son la variabilidad en la anatomía del animal de cada estudio, la técnica de extracción empleada y que el operador es diferente. Diferencia de anchura de la cresta ósea alveolar Los datos obtenidos en este estudio revelan que a 1 mm de la parte más coronal de la mandíbula la anchura media buco-lingual de la cresta ósea de los alveolos desdentados es mayor estadísticamente significativa en el grupo sin colgajo que en el grupo con colgajo. La razón de que la reabsorción ósea horizontal, a 1 milímetro, sea mayor en los alveolos desdentados del grupo con colgajo puede ser una consecuencia del efecto de la elevación del colgajo mucoperióstico sobre las paredes óseas. La elevación de un colgajo mucoperióstico previo a la exodoncia, se menciona en los artículos de Araújo & Lindhe, (2005)39 y Araújo et al. (2006 b)155 como una de las posibles causas de la reabsorción externa de las paredes alveolares tras la extracción dental. Discusión 231 Sin embargo, a 3 milímetros de la parte más coronal de la mandíbula la anchura media buco-lingual de la cresta ósea de los alveolos desdentados es prácticamente similar en el grupo sin colgajo (4,15mm) que en el grupo con colgajo (4,18mm). Discusión 233 VI. CONCLUSIONES Conclusiones 235 Las conclusiones del presente trabajo son las siguientes: 1. El estudio clínico en la zona de los implantes inmediatos indicó que a los tres meses de cicatrización la reabsorción ósea vertical y la retracción bucal de los tejidos blandos fueron menores en el grupo sin colgajo que en el grupo con colgajo sin existir, en ambos casos, diferencias estadísticamente significativas. 2. Las características histológicas en la zona de los implantes inmediatos y en la de los alveolos desdentados fueron similares en el grupo con y sin colgajo a los tres meses de cicatrización. 3. Tras el estudio histomorfométrico realizado en la zona de los implantes inmediatos y de los alveolos desdentados a los tres meses de cicatrización, se pudo concluir que:  El porcentaje de contacto hueso-implante fue similar para ambos grupos. .  La longitud de la anchura biológica fue estadísticamente mayor en el grupo de los implantes inmediatos con colgajo que sin colgajo. 236 Conclusiones  El primer contacto óseo con la superficie del implante y la cresta ósea se localizaron en una posición más apical con respecto al hombro del implante en el grupo con colgajo que en el sin colgajo, sin existir diferencias estadísticamente significativas entre ambos grupos.  La retracción de los tejidos blandos, en ambos grupos, fue mínima sin existir diferencias significativas.  La anchura de las paredes óseas periimplantarias, a 1 y a 3 milímetros de la superficie SLA del implante, no presentó diferencias significativas entre ambos grupos.  En los alveolos desdentados, la diferencia de altura entre la tabla ósea bucal y la lingual fue mayor en el grupo con colgajo que en el grupo sin colgajo, sin existir diferencias significativas entre ambos grupos. Por otra parte, la anchura ósea de los alveolos desdentados a 1 milímetro de la cresta ósea fue estadísticamente mayor en el grupo sin colgajo que en el grupo con colgajo, mientras que a 3 milímetros no hubo diferencias significativas. Conclusiones 237 VII. BIBLIOGRAFÍA 244 Bibliografía 36. Ten Cate, A.R. & Mills, C. (1972) The development of the periodontium: the origin of alveolar bone. Anatomical Record 173, 69- 71. 37. Schenk, R. & Buser, D. (2000) Osseointegration: a reality. Periodontology 2000 17, 22-35. 38. Cardaropoli, G., Araújo, M. & Lindhe, J. (2003) Dynamics of bone tissue formation in tooth extraction sites. An experimental study in dogs. Journal of Clinical Periodontology 30, 809-818. 39. Araújo, M.G., & Lindhe, J. (2005) Dimensional ridge alterations following tooth extraction. An experimental study in the dog. Journal of Clinical Periodontology 32, 212-218. 40. Amler, M.H., Johnson, P.L. & Salman, I. 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