Inducción de la fijación en moluscos bivalvos. Genes homeobox y su conservación en bivalvos
Abstract
Los problemas de la pesca extractiva en los últimos años han favorecido el crecimiento de la actividad acuícola en el mundo, y particularmente en España. El desarrollo del cultivo de diversas especies de moluscos bivalvos, ha adquirido gran importancia debido a su valor comercial. Entre las dificultades presentadas en su cultivo se encuentra la superación de dos procesos, la fijación y la metamorfosis, siendo ambos críticos para su producción a nivel industrial. El desarrollo larvario y la inducción de la fijación y metamorfosis generan cambios en la expresión de ciertos genes que son necesarios para la regulación del desarrollo, la transformación completa del individuo de su forma larvaria a la forma adulta y, su diferenciación. En el primer capítulo de esta investigación, larvas competentes de Mimachlamys varia y Ostrea edulis fueron inducidas a la fijación a través de la exposición a diversos neurotransmisores en condiciones de laboratorio.
Full text
UNIVERSIDAD DE SANTIA GO DE COMPOSTELA
DEPARTAMENTO DE BIOQUÍMI CA Y BIOLOGÍA MOLECULAR
INSTITUTO DE ACUICULTURA
TESIS DOCTORAL
INDUCCIÓN DE LA FIJACIÓN EN MOLUSCOS
BIVALVOS. GENES HOMEOBOX Y SU CONSERVACIÓN
EN BIVALVOS
Trabajodeinvestigaciónpresentad oporDña.CrimgiltMesíasGa nsbillerpara
optaraltítulodeDoctoraenBi ología,enelMarcodelProgram adeDoctorado
deBiologíaMarinayAcuicultura ,porlaUniversidaddeSa ntiag odeCompostela.
CRIMGILT MESÍAS GANSBILLER
SantiagodeCompostela,Diciembrede2012
La Doctora MARÍA DE LA LUZ PÉREZ ‐ PARALLE MERA , Profesora Titular
d e l D e p a r t a m e n t o d e B i o q u í m i c a y Biología Molecular de la Unive rsidad de
SantiagodeCompostela,
CERTIFICA:
Que el trabajo titulado “ INDUCCIÓN DE LA FIJACIÓN EN MOLUSCOS
BIVALVOS. GENES HOMEOBOX Y SU CONSERVACIÓN EN BIVALVOS ”
realizado po r Dña. CRIMGILT MESÍAS GANSBILLER para optar al título de
D o c t o r a e n B i o l o g í a , h a s i d o e j e c u t a d o b a j o m i d i r e c c i ó n e n e l Laboratorio de
B i o l o g í a M o l e c u l a r y d e l D e s a r r o l l o e n e l I n s t i t u t o d e A c u i c u l t ura de la
UniversidaddeSantiagodeCompostela.
Consideran dola finalizacióndelindicadotrabajo,autorizosu presentación
paraqueasípuedaserjuzgadoa nteelTribunalcorrespondiente .
Y p a r a q u e a s í c o n s t e , f i r m o l a p r e s e n t e e n S a n t i a g o d e C o m p o s t e l a , a 3 d e
diciembrede2012.
Fdo.: MARÍA DE LA LUZ PÉREZ ‐ PARALLE MERA
Este trabajo de investigaciónfue posible gracias a una Beca de Estudios de
Postgrado otorgada por la Agencia Española de Cooperación Inter nacional‐A ECI
d e n t r o d e l m a r c o d e l P r o g r a m a d e B E C A S M A E / A E C I , d u r a n t e l o s c u rsos
académicos2004‐2005; 2005‐2006;2006‐2007.
U n a ñ o d e s p u é s , l a U n i v e r s i d a d d e S a n t i a g o d e C o m p o s t e l a m e o t o rgó una
Bolsa Predoctoral destinada a es tudiantes Iberoamericanos, cofi nanciada por la
Vicerrectoría de Relaciones Institucionales y el Instituto de A cuicultura, durante
elcursoacadémico2008‐2009.
Asimismo, una parte de los resultados de esta Tesis Doctoral ha n formado
parte del Proyecto “ Bivalve con ditioning and settlement ‐ keys to competitive
hatchery production ‐ SETTLE ” , f i n a n c i a d o p o r l a U n i ó n E u r o p e a d u r a n t e e l
período2009‐2010.
A MI ADORADA FAMILIA
AGRADECIMIENTOS
A l o l a r g o d e t o d o e l t i e m p o q u e n e c es i t é p a r a e l a b o r a r y p r e s e ntar mi trabajo de
investigación y culminar un camino intenso de estudio, han sido muchas las vivencias,
aprendizajes, sentimientos de fe licidad y nostalgias manifestad as. Durante este camino ,
han sido numerosas las personas q ue han contribuido de diversas m a n e r a s a s u
realizaciónyaquienese xpresomimásprofunda gratitud.
Quiero agradecer de manera especial a mi directora d e Tesis, la Dra. María de la
L u z P é r e z ‐ P a r a l l é M e r a , P r o f e s o r a T i t u l a r d e l D e p a r t a m e n t o d e B ioquímica y Biología
Molecularde laUniversidadde S ant iago deCom poste la,p orla d irecciónde estetrabajo
y por haberme brindado la oportu nidad de trabajar en su grupo de investigación, así
comopordepositarsuco nfianzaenmí,apoyarme yaconsejarme.
A l D r . J o s é L u i s S á n c h e z L ó p e z , P r o f e s o r T i t u l a r d e l D e p a r t a m e n to de Bioquímica
y Biología Molecular d e l a U niversidad d e Santi ago d e Co mpostel a, el cual , junto a l a
Profesora Pérez‐Parallé, me dio l a oportunidad de realizar esta i n v e s t i g a c i ó n
acogiéndome en su eq uipo de inve stigación, así como por aportar l o s m e d i o s
necesariosparasuelaboración.
A l D r . O s c a r G a r c í a M a r t í n , P r o f e s o r T i t u l a r d e l D e p a r t a m e n t o d e Bioquímica y
Biología Molecular de la U nivers i d a d d e S a n t i a g o d e C o m p o s t e l a , p o r d a r m e l a
oportunidad de iniciar mis estudios de Doctorado en Biología Ma rina y Acuicultura e
iniciar así mi carrera investigadora, así como por orientarme c omo tutor durante las
primerasetapasdeesteestudio yportodoslosconsejosyela poyoofrecid o.
Al Dr. Guille rmo Román Cabello, Investigador Principal del Inst ituto Español de
O c e a n o g r a f í a d e l C e n t r o O c e a n o g r á f i c o d e L a C o r u ñ a ( I E O ) , p o r d arme la oportunidad
de realizar el trabajo de invest igación tutelado (T.I.T) en las i n s t a l a c i o n e s d e l I E O e n L a
Coruña y por proporcionarme parte del material biológico necesa rio para el desarrollo
del segundo capítulo de esta investigación, así como por sus co nocimientos científicos
aportados.
Al Dr. Arturo Silva Abuín, Direc tor Técnico de la Cofradía d e P escadores San
Bartolomé de Noia, por suministr a r m e p a r t e d e l m a t e r i a l b i o l ó g i co r equerido para el
desarrollo del primer capítulo d e esta investigación, así como por contribuir con sus
conocimientosysugerenciasen el apartadosobrefijacióndeos tra.
Amiscompañeros queintegranel grupode investigación“ Bioloxía molecular e do
desenvolvemento na acuicultura ‐ ACUIBIOMOL ” del Laboratorio de BiologíaMolecular y
del Desarrollo del Instituto de Acuicultura, con los cuales he logrado trabajar la m ayor
parte de este estudio y a los q ue a continuaci ón menciono. A Ós car Mauriz y Joana
Gonçalves (en su momento), por e nseñarme c ada una de las t écnic as de biologí a
molecular empleadas, as í como po r l os consejos en la realizació n del segundo capítul o
de esta investigación. A Vanessa Lozano y Roi Martínez, por su constante apoyo y
colaboración diaria en el labora torio y a Verónica Maneiro por l a a y u d a e n c i e r t a s
o c a s i o n e s d u r a n t e e l c o n t a j e d e l a r v a s d e o s t r a . G r a c i a s p o r l o s buen os momentos
vividos durante todos estos años y p or los famosos “cafecitos” y “ c e n a s ” e n t r a ñ a b l e s
q u e a l e g r a b a n e l d í a a d í a , y a q u e a v e c e s e l t r a b a j o e n e l l a b or atorio se tornab a
monótono y tenso. De i gual modo, quiero hacer extensivo mi agr a decimiento al Dr.
Antonio Pazos, Profesor Titular del Departamento de Bioquímica y Biología Molecular
de la Universidad de Santiago de Compostela e integr ante de est e importante grupo de
investigación,porsus conocimientosyamabilidadofrecida.
Asimismo, quiero expresar mi gratitud a dos grandes amigos que aportaron su
granito de arena en la realización de esta investi gación. A Mar í a Z a m a r r o “ m i a m i g a , l a
Doctorcita” del Laboratorio de B iodiversidad y Recursos Marinos y a R o n n i e G a v i l á n ,
I n v e s t i g a d o r d e l L a b o r a t o r i o d e C e p a s P a t ó g e n a s , m i s v e c i n o s m á s cercanos del
InstitutodeAcuicultura,porel apoyobrindadoyporestarahí c uandolosnecesité.
A M a r i c a r m e n V á s q u e z , Á n g e l e s L o u r o y P a u l a d e “ f i t o p l a c t o n ” , personal d el
Centro Oceanogr áfico de La C oruña, por el apoyo brindado d urant e los inicios de esta
investigación. De manera muy esp ec ial a un buen amigo, Amine Bendimerad (bec ario
en el IEO en su momento), por toda la ayuda recibida durante mi estancia en el Centro
Oceanográficoyporculmi narconéxitolasprimer asinvesti gaci onesdeestet rabajo.
A mi gran amiga Katty Yamamot o, por su linda amistad, apoyo y c onsejos
ofrecidos durante todos estos años de estancia en Galicia. Po r haber estado ahí en los
b u e n o s y m a l o s m o m e n t o s , p o r e s c u c h a r m e c u a n d o n e c e s i t a b a d e s a h o g a r m e y p o r
compartirmuchasvivenciasjuntas.
Alolargodemie stanciaentierra sgallega shetenidolaopor tunidaddeconocera
personas su mamente agradables, sin ceras y cariñ osas que me abri eron las puertas d e
sus hogares acogiéndome y hacién dome sentir como en familia. A m i b u e n a a m i g a
Miriam y a su bella familia Quiño nez, Ana, Constante Vilar, la abuela Jesusa, el abuelo
ManuelyLupe,asíco moalafamiliaB otanadeLa Coruña,muya gradecida.
L o s a m i g o s y l a s b u e n a s a m i s t a d e s s o n e l a p o y o q u e n e c e s i t a m o s cuand o nos
encontramos lejos de nuestra tierra y de nuestro s seres queri do s. Aquellos amigos que
t e a n i m a n y a l e g r a n l a v i d a y t e h a c e n v e r q u e “ la tesis no es lo único ” y que hay que
relajarse y desconectar de vez en cuando, a mis amigos p eruanos Katty, Ronnie, Jose y
Víctor, por las ricas cenas con nuestros potajes típicos “ nuestras comilonas ” y buenos
m o me n t o s v iv i d o s .A m i s a m i g a s M ir i am , M a r í a , I ri a y E d e n ,p o r vuestra bella amistad y
por todos aquellos instantes compartidos “ cafecitos y tertulias, consejos, cenas, bailes y
algunas noches locas, ja,ja,ja ”. Graciñas Mozas!!!.
Quiero agradecer de manera especial a una bellísima persona que e n t r ó h a c e
poco tiempo en mi vida de manera o c a s i o n a l , a t i R o d o l f o . M U C H A S GRACIAS! por todo
el apoyo y el soporte que me brindaste cada día y por los ánimo s que necesité para
c o n t i n u a r e n e s o s m o m e n t o s e n q u e m e s e n t í a d e c a í d a , c a n s a d a y desanimada por las
circunstancias, pero sobre todo, por tu enor me c omprensión en l o s ú l t i m o s m e s e s d e
trabajo“ Obrigado Rodolfinho ”,porayudarmeac ulminarconéxitomisestudios.
Tomar l a gran decisión de cambiar el rumbo de mi vida por compl eto aquel día,
atravesando el vasto océan o y dejando atrás el amor de mi famil ia, el calor de mis
a m i g o s y m i s c o s t u m b r e s p o r c o n s e g u i r u n a d e m i s m a y o r e s m e t a s , estudiar un
Doctorado, no fue nada fácil. Sin embargo, ha sido posible grac ias al apoyo
incondicional de mi familia. Quiero agradecer de manera muy esp ecial a una de las
personas má s importantes en mi vida , a mi madre Rosario Gansbil ler. A ti mamita, te
dedico este trabajo y te agrad ezco por todo el apoyo i ncondicio nal que me brindaste
desde el primer momento en que decidí cumplir una de mis metas, así como por tus
ánimos constantes, tus sa bios consejos, por enseñarme a luchar por lo que quiero y por
los grandes valores que me inculcaste. A mi padre Alfredo Mesía s, que m e aconsejó a
s e r m e j o r c a d a d í a y a s u s b u e n o s c o n s e j o s . A m i t í o M i g u e l A n g e l y a m i h e r m a n a
Fiorella, que a pesar de la distancia me apoyaron, aconsejaron y animaron
constantemente aseguiradelant e.AmiabuelitaY olandayami queridatíaFine,por sus
valiosos co nsejos, preocupación, el gran cariño que me ti enen y p or las bellas palabras
que me expresan y me motivan siempre, “ estamos orgullosas de ti Crimgiltcita ”. Del
m i s m o m o d o , q u i e r o a g r a d e c e r a m i s t í o s y p r i m o s p o r l o s b u e n o s deseos y por el
alientocontinúo.
Atodoselloslesdigo:
Lo hice, cumplí mi meta!!!.
A mis amigos peruanos del Ministerio de la Producción, los que me apoyaron y
animaronsiempre ypor labella amistadque hemossabido cultiv ard urantetodos estos
a ñ o s . A u n a d e m i s m e j o r e s a m ig a s , J o s e f i n a D í a z , p o r s e r c o m o es, por ayudarme y por
estarahí siempre,inclusive en la distancia.A Ezio, César,Ma ría y Jorge,por cada uno de
los consejos ofrecidos y por los ánimos constantes, así co mo de aquellos que me
animarondecierta manerayalo s querecuerdoconcariño.
También quiero a gradecer de mane ra especial a mi querida amiga de antaño,
Mariella Quintana, por el apoyo incondicional brindado to dos es tos años, por sus
constantes palabras de ánimo, por aquellos li ndos momentos comp artidos y los
innumerables viajes realizados. Asimismo, quiero extender mi ag rade cimien to a la s
c h i c a s d e l c o l e g i o N u e s t r a S e ñ o r a d e l P a t r o c i n i o , d e l 5 º “ B ” , e n e s p e c i a l a L u z O l i v a r e s ,
por el apoyo, los cariñosos mensajes y los gratos recuerdos con seguidos producto de la
b o n i t a a m i s t a d q u e m a n t e n e m o s d e s d e h a c e m u c h o t i e m p o , y a l a p rofesora María
ElenaNúñezporsuv aliosaenseñanz aybuenoscon sejostrasmiti dos.
Asimismo, agradezco a mis amigos d e l a U n i v e r s i d a d N a c i o n a l A g r aria La Molina
“los molineros”, aquellos que me animaron const antemente y me d ieron las fuerz as
necesariasparacul minarconesta grantravesía,asícomopors usbuenosdeseos.
Además d e las personas citadas me gustaría agradecer la cont rib ución de c iertas
institucionesenlarealización de estetrabajodeinvestigació n:
‐ AlaAgenciaEspañoladeCooperaci ónInternacion al‐AECI
‐ AlaUniversidaddeSantia godeComp ostela‐USC
Y por último, a todas aquellas personas que de una m anera u otr a contribuyeron
con su granito de arena en la r ealización de esta investigación y p i d o m i l d i s c u l p a s p o r
aquellasquehayansidoomitida senestosagradecimientos.
AtodosMUCHASGRACIAS.
ÍNDICE
Índice
iii
ÍNDICE
I. INTRODUCCIÓN GENERAL……………………… ……………………………………
.
3
1.1. LAACUICULTURAEN ELMUNDO………………………………………… …………………… 3
1.2. LAACUICULTURAEN ESPAÑA………………………………………………………………..… 8
1.3. LAACUICULTURADEMOLUSCOSBIVALVOSEN GALICIA…………………………
…
11
II. OBJETIVOS GENERALES…………………… …………………………………………
…
23
III. CAPITULO I: INDUCCIÓN DE LA FIJACIÓN EN MOLUSCOS
BIVALVOS………………………… ……………………………………..
.
25
3.1. INTRODUCCIÓN……………………………… ………………… ………………… ………………. 27
3.1.1.ESPECIESOBJETODE ESTUDIO…………………………………… ………....…...….. 2 7
3.1.2.SISTEMÁTICA……………………… ……………………………………………….... ............ 2 7
3.1.3.JUSTIFICACIÓNDE LASESPECIES………………………………………………… …. 28
3.1.4.HÁBITATY DISTRIBUCIÓNGEOGRÁFICA………………………………………… 28
3.1.5.MORFOLOGÍAYA NATOMÍA…………………………………………………………….. 30
3.1.6.CICLOBIOLÓGICO…………………………………………………………………………… 3 6
3.1.6.1.REPRODUCCIÓN………………………………………………………………….. 3 6
3.1.6.2.MORFOLOGÍADELAP ARATOREPRODUCTOR……………………… 38
3.1.6.3.CICLOREPRODUCTIVO………………………………………………………… 41
3.1.6.4.PUESTA……………………………………………………………………………….. 4 5
3.1.6.5.DESARROLLOEMBRIONARIO………………………………………………. 47
A.Maduración………………………………………………………. ........... ......... 47
B.Fertilización………………………………………………………………….....
.
47
C.Segmentación………………………………………………………………..… 48
3.1.6.6.DESARROLLOLARVARIO……………………………………………………
…
49
3.1.6.7.FIJACIÓN…………………………………………………………………………...… 5 2
3.1.6.8.METAMORFOSIS………………………………………………………………..... 56
3.1.6.9.FACTORESENDÓGENOSYEXÓGENOSQUEINDUC EN
LAFIJACIÓNYME TAMORFOSIS……………. ................ ....... ........ ....... .... 59
3.1.7.COMPUESTOSQUÍMICOSINDUCTORES…………………………..………………. 61
3.1.7.1.ÁCIDOγ‐AMINO‐N‐BUTÍRICO(GABA)……………………………….… 62
3.1.7.2.EPINEFRINA………………………………………………………………………... 63
3.1.7.3.3‐ISOBUTIL‐1‐METI LXANTINA(IBMX)……………………………..… 63
3.1.7.4. L‐3,4‐DIHIDROXIFENILALANINA(L‐DOPA)………………………… 64
3.1.7.5.NOREPINEFRINA…………………………………………………….…. ……..... 64
Índice
iv
3.2. OBJET IVOS ESPECÍFICOS……………………… ………………………… ………………… …..... . 69
3.3. MATERIALES Y MÉTODOS………………………………… ………………… ………………… …. 73
3.3.1.INDUCCIÓNDEL AFIJACIÓNDELARVAS DE MIMACHLAMYS
VARIA ………………………………………………………………………………………………….. 73
3.3.1.1.MATERIALES………………………………………………………………………….. 7 3
A. Materialbiológico……………………………………………………………… 7 3
B. Reactivoseinstrum entalempleado……………………………………. 7 3
C. Sustanciasinductoras………………………………………………………
…
74
D. Cultivolarvario…………………………………………………………………. 75
3.3.1.2.METODOLOGÍADETRABAJO…………………………………………………. 79
3.3.2. INDUCCIÓNDELAFIJAC IÓNDELARVASDE OSTREA EDULIS … …………… 83
3.3.2.1.MATERIALES………………………………………………………………………… 8 3
A. Materialbiológico……………………………………………………………… 83
B. Reactivoseinstrum entalempleado……………………………………. 83
C.Sustanciasinductoras………………………………………………………… 84
D.Cultivolarvario…………………………………………………………………. 8 5
3.3.2.2.METODOLOGÍADETRABAJO………………………………………………… 86
3.3.3. ANÁLISISESTADÍSTICO………………………………………………………… ……………. 91
3.4. RESULTADOS………………………………… ……………………… ………………… ………….…… . 95
3.4.1.INDUCCIÓNDELA FIJACIÓNDELARVASDE MIMACHLAMYS
VARIA …………………………………………………………………………………………………. 95
3.4.1.1.INDUCCIÓNDELAFIJA CIÓNLARVARIACONGABA…………………. 95
3.4.1.2.INDUCCIÓNDELAFIJACIÓNLARVARIACONEPINEFRINA……… 9 6
3.4.1.3.INDUCCIÓNDELAFIJA CIÓNLARVARIACONIBMX………………….. 9 7
3.4.1.4.COMPARACIÓND ELOS PORCENTAJESDEFIJACIÓN
LARVARIA OBTENIDOSCON LOSTRESINDUCTORES……………… 98
3.4.1.5.PORCENTAJEDE MORTALIDADLAR VARIADE
MIMACHLAMYS VARIA …………………………………………………………….. 100
3.4.2.INDUCCIÓNDELA FIJACIÓNDELARVASDE OSTREA EDULIS ………………. 1 02
3.4.2.1.INDUCCIÓNDELAFIJA CIÓNLARVARIACONGABA…………………. 10 2
3.4.2.2.INDUCCIÓNDELAFIJACIÓNLARVARIACONEPINEFRINA……… 1 03
3.4.2.3.INDUCCIÓNDELAFIJA CIÓNLARVARIACONIBMX…………………. 10 4
3.4.2.4.INDUCCIÓNDELAFIJA CIÓNLARVARIACONL‐DOPA……………… 10 5
3.4.2.5.INDUCCIÓNDE LAFIJACIÓNLARVARIACONNOREPINEFRINA.. 107
Índice
v
3.4.2.6.COMPARACIÓND ELOS PORCENTAJESDEFIJACIÓN
LARVARIAOBTENIDOSMEDIA NTELOSCIN COINDUCTORES.. 108
3.4.2.7.PORCENTAJE DEMORTALIDADLARVAR IADE OSTREA
EDULIS ………………………………………………………………………………… 110
3.5. DISCUSIÓN………………………………… ………………… ………………… …………….… ……... 115
3.5.1.INDUCCIÓNDELA FIJACIÓNDELARVASDE MIMACHLAMYS
VARIA Y OSTREA EDULIS …………………………………………… ……………………… 1 15
3.5.1.1.INDUCCIÓNDELAFIJA CIÓNLARVARIACONGABA……………….. 11 5
3.5.1.2.INDUCCIÓNDE LAFIJACIÓNLARVARIACONEPINEFRINA
YNOREPINEFRINA……………………… ……………………………………….. 120
3.5.1.3.INDUCCIÓNDELAFIJA CIÓNLARVARIACONIBMX……………….. 12 2
3.5.1.4.INDUCCIÓNDELAFIJA CIÓNLARVARIACONL‐DOPA…………… 124
3.5.2.MORTALIDADDELARVAS DE MIMACHLAMYS VARIA Y OSTREA
EDULIS ……………………………………………………………… ……………………………… 1 25
3.6. CONCLUSIONES………………… ………………… ………………… …………….… ………………. 131
IV. CAPITULO II: GENES HOMEOBOX Y SU CONSERVACIÓN
EN BIVALVOS…………………………………………………………….. 133
4.1. INTRODUCCIÓN……………………………… ………………… ………………… ………..…… .… 135
4.1.1. ESTRUCTURAYFUNCIÓNDE LOSGENESHOMEOBOX……………………… 138
4.1.2. PATRONESDEEXPRESIÓNDE LOSGENESHOMEOBOX……………………. 14 0
4.1.3. ORIGENYEVOLUCIÓNDEL OSCOMPLEJOSHOMEOBOX………………….. 14 3
4.1.3.1.ELCOMPLEJOHOX……………………………………………………………….. 1 4 6
4.1.3.2. ELCOMPLEJOPARAHOX………………………………………………………. 1 4 7
4.1.3.3. ELCOMPLEJONKL………………………………………………………………... 1 4 8
4.1.3.4. ELCOMPLEJOEHGBOX…………………………………………………………. 1 4 9
4.1.4. LOSGENESDELCOMPLEJOHOX………………………………………………………. 1 49
4.1.4.1. CLASEANTERIOR……………………………………………… ………………….. 1 5 0
A.Elgen lab ial ……………………………………………………………………….. 1 5 1
B.Elgen proboscipedia …………………………………………………………… 1 5 2
4.1.4.2.CLASEDELGRUPOPARÁLOGO3…………………………………………… 1 5 3
A.Elgen zerknüllt …………………………………………………………………... 1 5 3
B.Elgen bicoid ………………………………………………………………………. 1 5 4
4.1.4.3.CLASECENTRAL……………………………………………………………………. 1 5 4
A.Elgen Deformed …………………………………………………………………. 1 5 5
Índice
vi
B.Elgen Sex combs reduced ……………………………………………...... 1 5 5
C.ELgen Lox5 / ftz …………………………… ………………………………… 1 5 6
D.Elgen Antennapedia ……………………………………………………… 1 5 7
E.Elgen Lox2 / Ubx …………………………………………………………….. 1 5 7
F.Elgen Lox4 / abd ‐ A …………………………………………………………. 1 5 8
4.1.4.4.CLASEPOSTERIOR……………………………………………………………. 1 5 8
4.1.5. LOSGENESDELCOMPLEJOPARAHOX…………………………………………. 1 5 9
4.1.6.LOSGENES DELCOMPLEJONK L…………………………………………………... 1 6 2
4.1.7. LOSGENESDELCOMPLEJOEHGBOX……………………………………………. 1 6 6
4.1.8. LOSGENESHOMEOBOXENLOSMOLUSCOS…………………………………. 1 6 8
4.1.9.LOSGENESHOM EOBOXENLOSMOLUSCOSBIVALVOS………………… 1 7 4
4.2. OBJETIVOS ESPECÍFICOS…………………… ………………………………………
.
179
4.3. MATERIALES Y MÉTODOS…………………… …………………………………….
.
183
4.3.1. MATERIALES……………………………………………………………………… ………
…
183
4.3.1.1.MATERIALBIOLÓGICO………………………………………………………... 1 8 3
4.3.1.2. SISTEMÁTICA……………… ……………………………………………………… 1 8 4
4.3.2. MÉTODOS…………………………………………………………………………… ……….. 1 8 4
4.3.2.1.EXTRACCIÓNDELDNAGENÓMICO……………………………………... 1 8 6
4.3.2.2.AMPLIFICACI ÓNDELDNAGENÓMICOPORPCR………………….. 1 9 0
4.3.2.3.ELECTROFORESISEN GELDEAGAROSA……………………………… 1 9 4
4.3.2.4.PURIFICACIÓNDELOSP RODUCTOSAMPLIFICADOS…………... 1 9 9
4.3.2.5.REAMPLIFI CACIÓNDELPRODUCTODEPCR………………………. 2 0 3
4.3.2.6.CLONACIÓNDELOSP RODUCTOSDEPCR…………………………… 2 0 5
A. Ligación………………………………………………………………………….. 2 0 5
B. Trans formación……………………………………………………………… 2 0 6
4.3.2.7.AISLAMI ENTOYC ULTIVODELA SBACTERIAS
RECOMBINANTES……………………………………………………………….. 210
4.3.2.8.AISLAMI ENTOYPURIFICACIÓNDEL PLÁSMIDO
RECOM BINANTE………………… ……………………………………………… 211
4.3.2.9.AMPLIFICAC IÓNMEDIANTEPCRCONCEBADORES
ESPECÍFICOSM13…………………………………………………………….… . 216
4.3.2.10.SECUENCIACIÓNDEMUESTRAS……………………………………….. 2 1 9
4.3.2.11.ANÁLISISBIOI NFORMÁTICO……………………………………………... 2 1 9
Índice
vii
4.3.2.12. ANALISISFIL OGENÉTICO………………………………… ………….. 226
4.3.2.13. ALMACENAMIENTO DEMUESTRAS “STABS”………………... 227
4.4. RESULTAD OS Y DISCUSIÓN………………………… ………………… ………………. 233
4.4.1.EXTRACCIÓNDELDNAGENÓMICO…………………………………………… 233
4.4.2.AMPLIFICACIÓND ELDNAGENÓMICOPOR PCRY
ELECTROFORESISENGELDEAGARO SA……………………………………. 235
4.4.3.PURIFICACIÓNDELOSP RODUCTOSAMPLIFICADOS…………………. 238
4.4.4.REAMPLIFICACIÓNDE LPRODUCTODEPCR……………………………... 238
4.4.5.CLONACIÓNDELOSPRODUCTOSDEPCR………………………………….. 241
4.4.6.AISLAMIEN TOYC ULTIVOD ELASBACTERIASRECOMBINANTES. 24 1
4.4.7.AISLAMIEN TOYPURIFICAC IÓNDEL PLÁSMIDO
RECOMBINANTE……………………………………………………………………….. 242
4.4.8.AMPLIFICAC IÓNMEDIANTEP CRCONCEBADORESESP ECÍFICOS
M13…………………………………………………………………………………… ……… 242
4.4.9. SECUENCIACIÓNDEMUESTRAS………………………………………………… 244
4.4.10.ANÁLISISBIOI NFORMÁTICO………………………………………………….... 246
A. GENES DEL COMPLEJO HOX……………………… ………………… ………. 260
A.1.GENESDELA CLASEANTERIOR……………………………………….. 260
a.Genes labial …………………………………………………………………. 260
Análisisfilogenético……………………………………………….... 265
b. Genesdel Grupo Parálog o 2 …………………………………………. 270
Análisisfilogenético………………………………………………… 274
A.2.GENESDELACLASED ELGRUPOPARÁLOGO3…………………. 279
Análisisfilogenético……………………………………………….... 284
A.3.GENESDELACLASECEN TRAL…………………………………………. 288
a. Genesdel Grupo Parálog o 4 …………………………………………. 289
Análisisfilogenético………………………………………………… 293
b. Genesdel Grupo Parálog o 5 …………………………………………. 298
Análisisfilogenético………………………………………………... 303
c. Genes Lox5 ………………………………………………………………….. 308
Análisisfilogenético………………………………………………... 313
d. Genes Hox7/Lox2 ……………………………………………… ……….. 318
Análisisfilogenético………………………………………………... 321
e. Gen Lox4 …………………………………………………………………….. 325
Análisisfilogenético………………………………………………... 329
A.4.GENESDELACLASEPOSTERIOR……………………………………... 334
Análisisfilogenético………………………………………………... 338
Índice
viii
B. GENES DEL COMPLEJO PARAHOX… ……………………… …………. ...... .. 343
b.1.Genes Caud al …………………………………………………………………......... 343
Análisisfilogenétic o………………………………………………….......... 351
C. GENES DEL COMPLEJO NKL……………… …………… ………………… ……. 358
c.1.Genes Tlx ……………………………………………………………………….......... 358
Análisisfilogenético………………………………………………………… 3 63
c.2.Genes Nk2 ……………… ……………………………………………………… ……. 3 68
Análisisfilogenético………………………………………………………… 3 71
D. GENES DEL COMPLEJO EHGBOX……… ………………… …………….. ...... . 376
d.1.Genes Gbx ……………………………………………………………………… ……. 376
Análisisfilogenético……………………………………………………...… 384
4.5. CONCLUSIONES………………… ………………… ………………… ………………… ………… 393
V. CONCLUSIONES GENERALES……………… ………………………………………
…
397
VI. BIBLIOGRAFÍA……………………… …………………………………………………….
.
401
VII. APÉNDICES……………………………………… ………………………………………..... 433
7.1. APÉNDICE I………………………… …………… ………………… …………… ……………. ..... .. 435
7.1.1. COMPOSICIÓNDETAMPONE SYOTRASSOLUCIONES……………………... 435
7.1.2. TABLASCONLOSRESU LTADOS DELASMINIPREPARACION ES
(MINIPREPS)………………………………… …………………………………… ……......... 439
7.1.3. ELECTROFEROGR AMAS……………………………………………………… ……......... 451
7.2. APÉNDICE II: P UBLICACION ES……… ………………… ………………… …………... ...... 453
7.2.1.ARTÍCULOS………… …………………………………… ……………………………….......... 4 55
7.2.2OTRASPUBLICACI ONES……………………………………………… ……………......... 471
ABREVIATURAS
Abreviaturas
xi
ABREVIATURAS
ANOVA Testdeanálisis devariancia
ATP Adenosinatrifosfato
C GradosCel sius
cel Célula
cm Centímetro
CO 2 Dióxidodecarbono
CSIC ConsejoSuperio rdeInvestigacionesCientíficas
DNA Ácidodesoxirribonucleico
DTT D i t i o t r e i t o l
dATP Desoxiadenosinatrifosfato
dCTP Desoxicitidinatrifosfato
dGTP Desoxiguanosinatrifosfato
dTTP Desoxitimidinatrifosfato
EDTA Etilendiam inotetraacético
FAO Organización de las Naciones Un i d a s p a r a l a A g r i c u l t u r a y
laAlimentación
Fig Figura
g Gramo
h Hora
HCl Ácidoclorhídrico
KCl Clorurodepotasio
kg Kilogramo
kpb Kiloparesdebases
L Litro
M Molar
m M e t r o
MARM MinisteriodeMedioAmbien teyMedioRuralyMarino
mg Miligramo
min Minuto
ml Mililitro
mM MiliMolar
mm Milímetro
N Normal
NaCl Clorurodesodio
ng Nanogramo
nm Nanómetro
pb Paresdebases(basepair ‐bp)
PCR ReacciónenCadenadelaPolimerasa
ppm Partespormillón
p/v P e s o / v o l u m e n
RNA Ácidoribonucleico
rpm Revolucionesporm inuto
Rxn Reacciones
s Segundo
Abreviaturas
xii
SEM Errorestándar delamedia
SPSS Programa estadístico informático (Soluciones E stadísticas
deProductosyServicios)
Tris Trishidroximetilaminometano
U U n i d a d e s
UFC UnidadesFormador asdeColonias
g Microgramo
l Micro litro
µM MicroMolar
m Micrómetro
UV Ultr avioleta
RESUMEN
Resumen
xv
RESUMEN
Los problemas de la pesca extractiva en los últimos años han fa vorecido el
crecimiento de la actividad acuíc ola en el mundo, y particularm ente en España. El
desarrollo del cultivo de diversas especies de moluscos bivalvo s, ha adquirido gran
importancia debido a su valor comercial. Entre las dificultades p r e s e n t a d a s e n s u c u l t i v o
se encuentra la superación de dos p rocesos, la fijación y la me t amorfosis, siendo ambos
críticos para su producción a nivel industrial. El desarrollo l arvario y la inducción de la
fijación y metamorfosis generan cambios en la expresión de cier tos genes que son
necesarios para la regulación del desarrollo, la transformación completa del individuo de
suformal arvariaala formaa dultay,sudiferenciación.
En el primer capítulo de esta investigación, larvas competentes d e Mimachlamys
varia y Ostrea edulis fueron inducidas a la fijación a través de la exposición a div ersos
neurotransmisores en condicion es de laboratorio. Las larvas com petentes de
Mimachlamys varia fu eron tratadas con GABA, epinefrina e IBMX a diferent es
concentraciones y tiempos de exposición. Después de 24 horas, el máximo porcentaje de
f i j a c i ó n ( 3 0 % ) f u e i n d u c i d o p o r e p i n e f r i n a a 1 0 ‐5 M . A s i m i s m o , a l a s 4 8 h o r a s y a l a m i s m a
concentración, la epinefrina indujo altos valores de fijación ( 55%). La exposición a l a
concentración de 10 ‐6 M de epinefrina y GABA también indujo aumentos significativos, el
p o r c e n t a j e d e f i j a c i ó n e r a d e l 2 6 % ( 2 4 h ) y d e l 5 0 % ( 4 8 h ) , r e s pectivamente. Por el
contrario, IBMX no produjo cambios significativos en el porcent aje de fijación larv aria. En
relación a Ostrea edulis , podemos indicar que las larvas competentes fueron inducidas a l a
fijación con los neurotr ansmisores G ABA, epinefrina, IBMX, L‐DO P A y n o r e p i n e f r i n a , e n
condiciones de laborator io. Al cabo de 24 hor as, los máximos porcentajes de fijació n
larvaria fueron inducidos por IBMX (10 ‐4 M), L‐DOPA (10 ‐4 M ) y G A B A ( 1 0 ‐5 M) con valores
del 19, 16 y 14%, respectivamente. Transcurridas 48 horas, los valores más significativos
frente al control fueron hallados utilizando GABA (67%, 52% y 4 5%, con las
concentraciones de 10 ‐4 , 10 ‐5 y 1 0
‐6 M, respectivamente), epinefrina ( 47%, con l a
concentración 10 ‐6 M), IBMX (42%, con 10 ‐4 M) y L‐DOPA (44%, con 10 ‐4 M). GABA fue
considerado como el inductor más efectivo de la fijación larvar ia, mientras que
norepinefrina no produjo efectos significativos sobre este proc e s o . N i n g u n o d e l o s
neurotransmisores utilizados d em ostraron efecto tóxico alguno s o b r e l a s l a r v a s d e
Mimachlamys varia y Ostrea edulis a l a s c o n c e n t r a c i o n e s y t i e m p o s d e e x p o s i c i ó n
e n s a y a d o s . G A B A h a d e m o s t r a d o s u g r a n p o t e n c i a l c o m o i n d u c t o r a ctivo sobre la fijación
Resumen
xvi
delarvasenamba sespeciesdebival vos,conlocualesunbuen candidatoparasu uso enel
cultivodeestasespecies anivelindustrial.
En el segundo capítulo de este estudio se abor da la identificac ión de genes que
contienen homeobox y q u e i n t e r v i e n e n e n l o s p r o c e s o s d e d e s a r r o l l o e n s e i s e s p e c i es d e
moluscos bivalvos, Mi machlamys varia , Pecten maximus , Ostrea edulis , Mytilus
galloprovincialis , Venerupis pullastra y Solen marginatus , representantes de cinco de las
principales familias de bivalvos : los pectínidos, los ostreidos , los mitílidos, los venéridos y
los solénidos. Los genes con homeobox c o d i f i c a n p a r a u n g r u p o d e f a c t o r e s d e
transcripción que contienen un motivo altament e conservado, el homeodominio , y actúan
s o b r e l a e x p r e s i ó n d e o t r o s g e n e s s i t u a d o s e n u n a p o s i c i ó n i n f e rior en la cascada de
expresión durante el d esarrollo y la metamorfosis. Estos genes con homeobox s e
encuentran agrupados en cuatro imp ortantes complejos, Hox, Para H o x , N K L y E H G b o x . E l
c o m p l e j o H o x e s t á e s t r u c t u r a d o s e g ú n e l a r q u e t i p o d e l o s o r g a n i smos Lophotrochozoa en
once genes: Grupo Parálogo 1 ( PG ‐ 1 ), Grupo Parálogo 2 ( PG ‐ 2 ), Grupo Parálogo 3 ( PG ‐ 3 ),
Grupo Parálogo 4 ( PG ‐ 4 ), Grupo Parálogo 5 ( PG ‐ 5 ), Lox5 , Antp , Lo x2 , Lox4 , Posterior 1 ( Post ‐
1 )y Posterior 2 ( Post ‐ 2 )y ,a su ve z ag rup ad os e ncu at ro cl a se s:A n te ri or ,G ru po Pa rá l ogo 3,
CentralyPosterior.Enrelación alc omplejoParaHox,dentrode losclados Deuterostomia y
Protostomiaseencu entraconstitu idoportrestiposdegenes, Gsx , Xlox y Caudal ( Cad / Cdx ).
E l co m p l e j oN K L, un od e l o s c o m p l e j o sm ás a n ti g uo sq ue d a t a de la base de los bilateral es,
e s t á i n t e g r a d o a l m e n o s p o r c i n c o g e n e s : Nk1 , Tlx , Lbx , Nk3 y Nk4 . En cuanto al compl ejo
E H G b o x p o d e m o s d e c i r q u e s e e n c u entra compuesto por tres clases d e g e n e s : Mnx ( HB9 ),
engrailed y Gbx ,enloscladosDeuteros tomiayEcdysozoa.
E m p l e a n d o l a t é c n i c a d e P C R y c e b a d o r e s d e g e n e r a d o s e s p e c í f i c o s hemos
identificado 50 diferentes fragm entos génicos homeo box ortólogo s d e l o s g e n e s d e l o s
cuatro compl ejos anteriormente c itados. El complejo Hox de biva l v o s e s t a r í a f o r m a d o p o r
al menos nueve genes, los mismos que se ident ificaron como gen e s labial ( lab ), Grupo
Parálogo 2 ( PG ‐ 2/pb ), Grupo Parálogo 3 ( PG ‐ 3/zen ), Grupo Parálogo 4 ( PG ‐ 4/Deformed ),
Grupo Parálogo 5 ( PG ‐ 5/Scr ), Lox5/ftz , Hox7/Lox 2 , Lox4 y Posterio r ( Post ) . E n c u a n t o a l
complejo ParaHox, fragmentos génicos del grupo Caudal fu eron aislados en M. varia , P.
maximus , O. edulis , M. galloprovincialis y V. pullastra . Asimismo, fragmentos génicos
miembros de los grupos Tlx y Nk ‐ 2 del complejo NKL fueron identificados en O. edulis y V.
pullastra y p or último, genes del complejo EHGbo x, concretamente del gru po Gbx f u e r o n
identificados en M. varia , O. edulis , M. galloprovincialis , V. pullastra y S. marginatus . Cabe
r e s a l t a r q u e m u c h o s d e l o s g e n e s q u e i n t e g r a n e l c o m p l e j o H o x , así como aquellos de los
grupos Caudal , Tlx , Nk ‐ 2 y Gbx h a n s i d o a i s l a d o s e i d e n t i f i c a d o s p o r p r i m e r a v e z e n l o s
Resumen
xvii
bivalvosestudiadosyen losmoluscosengene ral,comoeselca sodelosgruposgénicos Tlx
y Nk ‐ 2 . Los análisis filogenéticos por medio de los métodos de Neighbor ‐ Joining , Evolución
Mínima, UPGMA, Máxima Parsimonia y Máxima Likelihood , han confirmado la asignació n
deestosgenesysucons ervaciónen moluscos.
I. INTRODUCCIÓN GENERAL
I. Introducción general
‐3 ‐
I. INTRODUCCIÓN GENERAL
1.1. LA ACUICULTURA EN EL MUNDO
L a a c u i c u l t u r a e n e l c o n t e x t o m u n d i a l es un sector de producción
d e a l i m e n t os jo v e nq u e ha cr ec i d o mu y r á pi do f re nt e ao tr o s s ec tores de
e l a b o r a c i ó n d e p r o d u c t o s d e o r i g e n a n i m a l e n l o s ú l t i m o s 5 0 a ñ o s. Este
sectoractualmentesigue siendoun sectorproductivode aliment osricos
en proteínas, creciente, vigoros o e importante (FAO, 2010), deb ido a
que existe una creciente tendencia global en el consumo de prod uctos
m a r i n o s y q u e v a a c o n t i n u a r e n e l f u t u r o , y a q u e d e b i d o a q u e lo s
productos de la pesca forman par t e e s e n c i a l d e l a d i e t a a l i m e n t icia de
muchospaísesyconstituyenun afuenteimportantedeproteínaa nimal.
La producción acuícola mundial según los datos comunicados por
la FAO (2010), ha ido incrementándose notablemente, desdemenos d e 1
millón de tonelada s anuales en 1950 hasta los 68,3 millones de
toneladas en 2008, con un valor estimado de 106.000 millones de
dólares, incluyéndose a esta producción, la de las plantas acuá ticas. De
este total producido el 59,9% correspondió a la producción acuí cola en
agua dulce, seguido de un 32,3% por la acuicultura en agua de m ar (la
m a r i n a y e n e s t a n q u e s ) , l a q u e p r o d u c e m u c h a s e s p e c i e s d e p e c e s d e
aleta, crustáceos y or ejas de mar, de alto valor, pero también una gran
cantidad de ostras, mejillones, a lmejas, berbe rechos y pectíni d os,
mientras que la producción acuíc ola en agua salobre constituyó
únicamente el 7,7 % de la prod ucción mundial en 2008, reflejand o l a
predominan cia deloscrustáceosy pecesde aletade valorrelat ivamente
elevadocriadosenaguasalobre.
Deacuerdo a losdatos publicado spor laFAO (2010),la producc ión
acuícola mundial en 2008 estuvo encabezada por el cultivo de pe ces de
a g u a d u l c e e n u n 5 4 , 7 % , c u y a p r o d u c c i ó n a s c e n d i ó a 2 8 , 8 m i l l o n e s de
toneladas, generando 40.500 millones de dólares (41,2%). El seg undo
mayor grupo, con el 24,9% de la producción tota l, estaba consti tuido
por los moluscos con 13,1 millones de toneladas, valoradas en 1 3.100
millones de dólare s (13,3%). El tercer grupo lo constituyeron l os
c r u s t á c e o s c u y a p r o d u c c i ó n s u p u s o e l 9 , 5 % d e l t o t a l y a l c a n z ó l os 5
I. Introducción general
‐4 ‐
millones de tonela das con un valor estimado de 22.700 millones de
euros (23,1%), seguidos en menor porcentaje de pro ducción, pero e n
mayor valor económico, con el grupo de los peces diádromos (ent re los
que destacan el salmón del A tlántico, la trucha a rco iris y la anguila )
(6,3%) con 3,3 millones de ton eladas valoradas en 13.100 millon es de
dólares(13,3%)y,porúltimo encontramosalos pecesmarinos( 3,4%)y
o t r o s a n i m a l e s a c u á t i c o s ( 1 , 2 % ) c o n p r o d u c c i o n e s d e 1 , 8 y 0 , 6 m illon es
de toneladas gene rando 6.600 (6,7%) y 2.400 (2,4%) millones de
dólaresrespec tivamente,ta lcom oseapreciaenlasiguientefi gura.
54,7%Pec esdeaguadulce
(28,8mill onesdetoneladas)
24 ,9% Molu sc os
(13,1mill onesdetoneladas)
9,5%Crustác eos
(5,0mill onesdetoneladas)
6,3%Pe cesdiádromos
(3,3mill onesdetoneladas)
3,4%Pe cesmarin os
(1,8mill onesdetoneladas)
1,2%A nimalesacu áticosN IP
(0,6mill onesdetoneladas)
A
41,2 % Pe c esd e ag u ad ulc e
(40.500millones dedólares)
13,3 % Mo lu sco s
(13.100millones dedólares)
23 ,1% C rust áceo s
(22.700millones dedólares)
13 ,3% Pe ces d iá drom o s
(13.100millones dedólares)
6,7%P ecesmarinos
(6.600mil lone sdedól ares)
2,4%An imalesacuát icosNIP
(2.400mil lone sdedól ares)
B
Figura 1. Producción acuícola mundial de l o s p r i n c i p a l e s g r u p o s d e e s p e c ies durante el
2008. A. Cantidades obtenidas en millones de toneladas de los p rincipales grupos de
especies. B. Valor conseg uido en miles de millones de dólares c orre spondiente a l as
cantidades obtenidas de los principales grupos de especies. NIP : aquellas especies no
incluidasenningunodelos gruposmostr ados.
I. Introducción general
‐5 ‐
En ese sentido , los prin cipales compon entes de la produc ción de
moluscos en 2008 fueron las ostras (31,8%), seguido por las alm ejas
b a b o s a s y o t r a s d i f e r e n t e s e s p e c i e s d e a l m e j a s ( 2 4 , 6 % ) , l u e g o l os
mejillones (12,4%) y por último l os pectínidos (10,7%). Mientra s que la
producción de molu scos en su conjunto aumentó a un ritmo anual del
3,7% en el período 2000‐2008, la pr oducción del grupo “de lujo” c o m o
las orejas d e mar (abalones) se incrementó de 2.800 a 40.800 to neladas
enelmismoperíodo ,aunritmoanualdel 39,9%.
L a p r o d u c c i ó n d e m o l u s c o s , e s p e c i a l m e n t e d e b i v a l v o s ( o s t r a s ,
mejillones, almejas y pectínidos), constituye una parte importa nte del
c r e c i m i e n t o y e x p a n s i ó n d e d i c h a a c t i v i d a d , y p o d r í a t e n e r u n p apel
esencialalahoradesatisfacer lacrecientedemandaproteica mundial.
Los moluscos bivalvos son ideales para la acuicultura debido a que
suscostes d e producciónno son muy elevadosen relación a la i nversión
r e q u e r i d a , s i n m e n c i o n a r q u e s u c u l t i v o s e h a v e n i d o d e s a r r o l l a ndo
durante siglos. Sus inicios en Europa se remontan al siglo XVII I con el
descubrimiento casual de un cultivo de mejillón en l a bahía fra ncesa de
Aiguillonpor partedel navegante irlandésPatrick Walton, tras o b se r v a r
cómo crecía este bi valvo en una red sostenida por e stacas (Coch ard,
1990). Esta actividad se logró de sarrollar en Francia a partir de 1850,
gracias a las primeras capturas de semilla de ostra plana y a l a
introducción de una estructura de batea como viveros flotantes en sus
costas.
D e a c u e r d o a d a t o s i n d i c a d o s p o r l a F A O , e n t o d o e l m u n d o s e
producen alrededor de 1.500.000 tonela das de mejillón al año, d e las
cuales, la Unión E uropea produce alrededor de 600.000 toneladas ,
representando así el 40% de la pro ducción mundial. España,
concretamenteGalicia, ocupael primerpuesto europeoen la pro ducc ión
de dicha especie por delante d e países como Holanda, Dinamarca,
Francia e Italia, y ocupa el segundo puesto a nivel mundial sup erada
únicamenteporChina.
El mejillón que se cultiva corresponde al género Mytilus y presenta
tres especies principales con diferente s distribuciones a lo la rgo de
toda la costa continental europea. La principal especie y objet o del
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I. Introducción general
‐7 ‐
Ruditapes seguido de Venerup is . En lo que se ref iere al género Tapes ,
Japón es el princip al país produ ctor, seguido de Francia y Esta dos
U n i d o s . E l c u l t i v o d e e s t e g r u p o se originó en Japón, existiend o
referencias de que en el siglo V III, se hacían trasvases de alm ejas de las
áreas nativas a otras donde se d esa rrollaban rápidamente. Este cultivo
prosperó, pero se siguen utilizando bás icamente los mismos méto dos
que se aplicaban en el siglo XVIII, que fue cuando se estable ci ó
formalmentesucultivo.
E l s i g u i e n t e g r u p o e n i m p o r t a n c i a a c u í c o l a e s e l d e l o s p e c t í n i dos.
Los pectínidos son un grupo de moluscos biv alvos ampliamente
d i s t r i b u i d o s e n e l m u n d o y d e g r an interés para el consumo huma no. En
el mundo hay más de 400 especies r e partidas por casi todos los mares,
de ellas unas 30 especie s (con tallas comprendidas entre 4 y 15 c m ) ,
presentancarácter comercial.Las especies de mayor interéscom ercial a
nivel mundial son las concernientes a lo s géneros Pl acopecten,
Argopecten, Patinop ecten, Amusium , Pe cten, Mimachlamys y Aequi pecten .
Actualmente, se producen en el mundo más de 1.500.000 toneladas d e
pectínidos procedentes de la acuicultura y sólo 4 especies repr esentan
más del 99% de la producc ión total de pectínidos . China, con la s
especies Chl amys farre ri (Jones et Preston, 1904) y Argopecten irradians
(Lamarck, 1819), se presenta como el mayor productor de pectíni dos en
el mundo con 1.000.000 toneladas, seguida por Japón con la espe cie
Patinopecten yessoens is (Jay, 1857), con 500 000 toneladas; continuando
en menor proporció n Perú y Chile con la especie Argope cten purpuratus
(Lamarck, 1819), mostrando prod ucciones entre 30.000 y 20.00 0
toneladas, respectivamente. Por último, producciones de 1.000
toneladas,pertenecie ntealase species restantes delrestode l mund o.
Los solénidos son otro de los gru pos de importancia acuícola
d e n t r o d e l o s m o l u sc os bi va lv o s . L o s g én er os má sr e p r e s e n t a ti vo s: Ensis
y Solen , son relativamente abundantes y se distribuyen en determinadas
zonas formando bancos naturales. Su dist ribución depen de de las
característ icas del medio,es así como Ensis arcuatus (Jeffreys, 1865), se
d i s t r i b u y e d e s d e N o r u e g a h a s t a e l s u r d e E s p a ñ a , a p a r e c i e n d o p o r toda
l a c o s t a i n g l e s a . E n l o q u e r e s p e c t a a Ensis siliqua (Linneo, 1758), la
distribuciónse extiendedeNoruegahasta la costaoccidentald eEuropa,
I. Introducción general
‐8 ‐
pasando por toda la costa inglesa. Sin embargo, Solen marginatus
(Pennánt, 1777), se distribuye desde Noruega hasta el Mediterráneo y
n o r t e d e Á f r i c a , a p a r e c i e n d o e n I n g l a t e r r a s ó l o e n l a s c o s t a s s udes te y
oeste. Los primero s registros de cap turas en Europa regist radas
concretamente por España, datan del período 1981‐1983 perteneci ente
a los géneros Ensis y Solen y figuran por encima de las 800 toneladas
(FAO, 2005).Elfuertedescenso delascapturas enelperíodo1984‐1986
llevó posteriormente a la cuasi desaparición del recurso. Sin e mbargo,
en el período 1995‐1997, Portugal registró valores de captura p or
e n c i m a d e l a s 2 . 5 0 0 t o n e l a d a s . D e s d e e n t o n c e s l a s c a p t u r a s s e h an
mantenido en una media de 700 toneladas anuales y actualmente,
Irlanda y Portugal son los países que encabezan las capturas de e s t a s
especies.
1.2. LA ACUICULTURA EN ESPAÑA
E l s e c t o r d e l a p e s c a e n E s p a ñ a h a o c u p a d o u n l u g a r i m p o r t a n t e
desde el punto d e vista económico y s o c i a l a t r a v é s d e l o s t i e m pos. La
actual política europea, con el fin de m ejorar dicha actividad, h a
determinado medidas regula dora s para un mejor manejo de la
productividad, oca sionando un dec recimiento de la pesca. Ante e st a
s i t u a c i ó n , l a a c u i c u l t u r a s e p r e s e n t a c o m o u n o d e l o s g r a n d e s r etos
frentealsectordela pesca.
España ofrece condiciones naturales favorables para el desarrol lo
de la acuicultura . Su gran número de recursos hídricos existent es,
amplitud de kilómetros de costa y gran abundancia de zonas natu rales
que podrían acondicionarse para l a acuicultura como las marisma s,
ensenadas, lagunas, salinas, ría s y deltas, la c atalogan de eno rme
potencial acuícola; sin deja r de mencionar, la fuerte tradición d e
consumo de productos pesq ueros que c onstituye un elemento princ ipal
enladietaespañola.
Sin embargo, frente a este panorama favorable, en la actualidad l a
acuicultura española se e ncuentra r e d u c i d a a d o s ú n i c o s t i p o s d e
cultivos bien consolidados: el m ejil lón y la t rucha. Por ot ro l ado, existe
otra acuicultu ra en desarro llo que prete nde por u n lado, re prod ucir l os
I. Introducción general
‐9 ‐
é x i t o s d e l a m i t i c u l t u r a h a c i a o t r a s e s p e c i e s d e m o l u s c o s y ; p o r otro,
iniciar cultivos piscí colas tomando como modelo el cultivo de l a trucha.
Los últimos datos registra dos en el 2008 en rela ción a la produ cción
total acuícola española, la sitúan en 254.127 toneladas por un valor
aproximado de 414 millones de euros. Del total mencionado, 68.0 00
toneladas corresponden al grupo de peces; 186.000 toneladas al grupo
de moluscos; 113 toneladas al g rupo de crustáceos y las 14 tone ladas
restantesalgrupo delasalgas(MARM,2010).
L a m a y o r p r o d u c c i ó n r e g i s t r a d a d e l g r u p o d e m o l u s c o s l a e n c a b e z a
el cultivo d el mejillón con 180. 000 toneladas anuales, valorada s en 90
millones de euros. A ctualmente, el sect or mejillonero es un sec tor muy
consolidado con más de 60 años de historia y con una excelente calidad
empresarial, cuenta con la aceptación a nivel social y comercia l de su s
productos que se encuentran en continua evolución. Su cultivo s e sitúa
principalm ente en Galicia, que concentra las mayores p roduccion es a
nivelnacionalymundial.
En España, otro s ector poco desa rrollado ‐f rente al sector
miticultor ‐ que merece ser mencionado e s el de la ostri cultura. L a
principal especie que se cultiva es la ostra p lana Ostrea eduli s ,
concentrándose el 99% de su producción en las rías gallegas. O. edulis
e s u n a e s p e c i e c o n o c i d a d e s d e h a c e m u c h o t i e m p o e n l a s c o s t a s
peninsulares,prueba de elloes la constatación de la presencia d er e st o s
d e v a l v a s e n l o s “ concheiros” de los castros celtas. En el año 2002, la
p r o d u c c i ó n e s p a ñ o l a d e e s t a e s p e c i e a l c a n z ó e l 6 7 % d e l a p r o d u c ción
europea, alcanzando 4.565 toneladas y convirtiéndose así en el mayor
productor de esta especie,debido engran medidaa l a disminuci ón de la
p r o d u c c i ó n f r a n c e s a . S i n e m b a r g o , h o y e n d í a e s t a e s p e c i e v i e n e
sufriendounnotable retrocesoensucu ltivo.
E n l o q ue r e s pe c t a al g r u p o d e l os venéridos,podemos decir que e n
Galicia so n tradicionalmente productos del marisqueo típico. Ex iste n
alrededor de 1.134 parques de cul tivo de almejas y berberechos, d e l o s
cuales unos 988 están situados en Carril (V ilagarcía de Arousa) , en
régimen de concesión administrativa a entidades privadas (Labar ta,
2000). De acuerdo a los datos pro porcionados por la FAO, en 199 8 se
I. Introducción general
‐1 0 ‐
registraron48.000 toneladas.Italiadestacacomo elmayor prod uctorde
a l m e j a e n e l m u n d o ; s i n e m b a r g o , E s p a ñ a s e p r e s e n t a c o m o e l p r i nc ipal
i m p o r t a d o r n e t o y s e c a r a c t e r i z a p o r s e r e l m e r c a d o e u r o p e o m á s
importante (Monfort, 1999). A pesar de ello, este cultivo s e ve a f e c t a d o
por una serie de limitaciones reflejadas principa lmente en la c arencia
d e s e m i l l a y a q u e s u p r o d u c c i ó n es insuficiente y presenta una serie de
problemastecnológicosasolu cionar.
En relación a los pectínidos podemos indicar que, a pesar de qu e la
p r o d u c c i ó n m u n d i a l p o r a c u i c u l t u r a h a i d o e n a u m e n t o c o n t i n u o e n los
últimos años, su p roducción en España sigue siendo insu ficiente . E l
problema de su cultivo radica en la carencia de semillas, motiv o
ocasionado por el debilitamiento de los stocks d ebido a la sobrepesca.
L a a l t e r n a t i v a a e s t a i n s u f i c i e n c i a e s l a o b t e n c i ó n d e s e m i l l a s q u e
podrían conseguirse a través de do s caminos. E l primero sería por
medio de la captación natural empleándose para ello colectores
localizados en zonas adecuadas; sin embargo en España estas zon as no
son abundantes. El segundo camino sería por medio de la producc ión de
las mismas en cria deros especializado s (hatchery), en los cuale s el
mayorinconvenientevienesiendo losele vadoscostesdeproducción.
Entrelas especiesde pectínidosdeinteréscomercialdestacada sen
España, concretamente en G alicia, se encuentran Pecten maximus
(Linneo, 1758) (vieira), Aequipe cten opercularis (Linneo, 1758)
(volandeira) y Mimachlamys vari a (Linneo, 1758) (zamburiña); Pecten
maximus y Mimachlamys varia , e n e l M a r d e A l b o r á n y Pecten jacobaeus
(Linneo,1758)enelMediterrá neo.
En lo que respecta al gru po de s olénido s, los prime ros registro s de
capturaporpartedelaFAOda tandelperíodo1981‐1983yperte necena
España con valores por encima de las 800 toneladas. Estos valor es
registrados corres pondieron en aquel tiempo a captura s realizad as
completamente en Galicia. Asimismo, en 1998 los registros obten idos
r e p r e s e n t a r o n e l 2 5 % d e l a p r o d u c c i ó n t o t a l d e E u r o p a . L a d i s t r ibución
d e l a s p r i n c i p a l e s e s p e c i e s q u e integran este grupo, abarca
prácticamente todo el litora l español. Investigaciones de da Co sta
(2009), indicaron que en el año 20 04 el mercado importador de
I. Introducción general
‐1 1 ‐
solénidos más significativo de la Unión Europea fue el mercado español,
importando navajas de más de 40 países principalmente de Argent ina,
Italia, Perú, Ch ile y Francia, l o que supone alrededor del 43% de los
s o l é n i d o s q u e i m p o r t a l a U n i ó n E u r o p e a . A s i m i s m o , e l a u t o r m a n i fiesta
quelasáreasdedistribuciónde estegrupoabarcaprácticament etodoel
litoral español. En Asturias en 2004 se capturaron 2.2 kg de S.
marginatus . L a m i s m a ci t a re v e l a qu e p ar a el m i sm o añ o e n C a n t a b r i as e
desembarcaron3.2kgde S. marginatus y1.1kgdeespecies de Ensis .
1.3. LA ACUICULTURA DE MOLUSCOS BIVALVOS EN GALICIA
España,particularmenteGalicia, cuentacon una fuertetradició n en
el consumo de productos pesqueros. Las proteínas que derivan de e s t o s
alimentos constituyen el elemento principal en la dieta aliment icia de
todoslose spañoles.
La principal acuicultura que s e desarro lla en Galicia es la mar ina y
el cultivo de los moluscos bivalvos e s el que con centra el 97% de la
producción total, b ásicamente con e l cultivo del mej illón y con l a
especie Mytilus galloprovinc ialis. E l g r a n i n t e r é s q u e t i e n e G a l i c i a p o r
sus recurs os y la franca expansión de la pis cicultura en las úl timas
décadas con el espectacular crecimiento en el cultivo del rodab allo, han
logrado que la comunidad autónoma aparezca como líder en la Uni ón
Europea,ademásdesitua rseenp uestosdevanguardiaanivelmu ndial.
E l l i d e r a z g o q u e p r e s e n t a G a l i c i a s e d e b e p r i n c i p a l m e n t e a u n a
serie de razones propias e in teresante s desde el punto de vista d e l a
acuicultura. La razón principal es la presencia de c ondiciones
geográficas adecuadas para el desar rollo d e esta actividad, hab lamos de
las denominadas rías; zonas protegidas y aptas para la instalac ión de
infraestructura s de cultivo . Como se ha citado p reviamente, la
acuicultur a marina en Galicia estádedicada en su mayor parte a l cultivo
del mejill ón; sin embargo, existe n otras especies que presentan u n
i n t e r e s a n t e f u t u r o y q u e p o d r í a n v e r s e i n c r e m e n t a d a s e n l o s p r ó ximos
años;hablamosdelaostra ,laa lmeja,lanavajaylospectínid os.
Hacia la década de los cuarenta del siglo XX, la primera prácti ca de
cultivos marinos que se realizó en Galicia fue la instalación d e una
I. Introducción general
‐1 2 ‐
estructura flotante para el cultivo del mejillón. El cul tivo se i n i c i ó a
partir de estacas clavadas e n zonas cercanas a l a orilla siguie ndo el
modelo francés; sin embargo, los fracasos obtenido s obligaron a
intentar otras vías, y es así como se comenzaron a utilizar ele mentos
flotantes predecesores de las ac tuales bateas, de los que colga ban unas
cuerdas a las que se adhe rían los mejillone s. Los éxitos obteni dos
hicieron que se mejorasen estas estructuras y, ya en 1949, se i niciaron
los fondeos enla Ría de Vigo, p ara más tarde, en1954, encontr ar bateas
en diversas loca lidades de las r ías gallegas. La mayor tasa de
crecimiento del número de fondeos vendría en la década de los s esenta
y setenta; y no es hasta 1982 cuando se otor garon las primeras
a u t o r i z a c i o n e s . E l é x i t o d e e s t e s i s t e m a d e c u l t i v o f u e t a l , q u e en la
actualidad Galic ia encabeza la producción mundial de l mejillón
cultivado, producción anual qu e se refleja en las 212.000 tonel adas d e
producto, valoradasen87mill one sdeeuros(Xunta deGalicia, 2011).
La i mport ancia de la miticultura en Galicia radica principalmen te
en la presencia de aproximadamente 3.300 bateas instaladas en l as rí as
gallegas. La actividad económica que se genera es muy compleja y en
ella participan va rios sector es estrechamente vinculados. Dado el
interés y la repercu sión que representa el sector mejillonero e n la
región, podemos mencionar a las em presas proveedoras, las plant as
depuradoras, los cocederos de me jillón y la s empresa s conserver as.
Todas ellas en conjunto genera n una facturación del sector meji llonero
en Galicia de 340 millones de euros anuales y , creando alre dedo r de
10.000 puestos de trabajo directos, lo que significa el 30% del t o t a l d e
las actividades en las zonas costeras circundantes de los políg onos de
b a t e a s y c e r c a d e l 1 8 % d e l t o t a l d e e m p l e o e n l o s m u n i c i p i o s
relacionados (Franco, 2006). Sin embargo, actualmente y por div ersas
razones (saturación del mercado,efectos en los fondosmarinos, etc.), la
producción ha entrado en un estancam iento; por lo que , es neces ario
diversificar cu ltivos, encontrando para ello especies nuevas qu e se
adapten al cultivo suspendido en l a s r í a s y p u e d a n o b t e n e r u n a buena
aceptaciónenelmercado.
En este sentido, se buscan actualmente especies alternativas pa ra
su cultivoaprovechando las técnicasutilizadas con el mejilló n , tratando
I. Introducción general
‐1 3 ‐
dereproducirlos éxitosd elamiticultu raenotrasespeciesde mo lu s co s ;
entre ellas interesa potenciar el sec tor de la o stricult ura con e l
d e s a r r o l l o d e l a e s p e c i e a u t ó c t o n a , l a b i e n l l a m a d a o s t r a p l a n a
perteneciente a la especie Ostrea edulis. O. ed ulis es una especie
acuícola importante en Europa c on gran valor e interés comercia l. Esta
especierepresentaunodelosgru po smásimportan tesdesdeelp unto de
vista productivo y económico, además de pertenecer a un sector poco
desarrolla do en España en rela ción a otros paí ses producto res a n i v e l
mundial.
En las primeras décadas del siglo pasado, la producción de ostr a
n a t u r a l e n G a l i c i a e r a a b u n d a n t e , e x i s t i e n d o b a n c o s e n l a s R í a s d e
V i v e i r o , O B a r q u e i r o , A r e s , F e r r o l , M u r o s ‐ N o i a , A r o u s a , P o n t e v e dra y
Vigo. En el año 1935, la extracción de ostras llegó a la cúspi de con 30
millones de unidades de producto proveniente de los bancos natu rales
de la Ría de Vigo (Sánchez, 1936). Sin embargo, 10 años después l a
extracción llegaba a penas a alca nzar los 7 millones de ostras. La
sobreexplotación de las mismas principalmente, así como fenómen os
d i v e r s o s t a l e s c o m o e n fermedades, parásitos, p redadore s, riadas o
incluso falta de variabilida d genética que le permitiera adapta rse a l
medio por un posible cambio de las condiciones ambientales (Pé r ez,
1987),trajocomoconsecuencialaprácticadesa paricióndeesta especie.
En los años setenta, con la desaparición de los bancos naturale s de
ostras y los stocks d e r e p r o d u c t o r e s p o c o a b u n d a n t e s , s e d a i n i c i o a s u
cultivo, lle gándose a instalar cerca de 300 bateas en la época de mayor
producció n.Lacaptacióndese millaatravésdecol ectoresfue sustituida
por la i mp ort ació n d e ej empl ares de 18 m eses pr oced ent es d e lo s
parques franceses de Bretaña, pa ra continuar el e ngorde en agua s
gallegas (Polanco et al ., 2002). Es así como, las masivas importaciones
de ejemplares introduje ron una serie de pará sitos tales como la
Marteilia retring ens y Bonamia ostreae , que acabaron con los escasos
bancos naturales ex istentes, cau sando elevadas mortalida des en las
poblacionescu ltivadas.
C o m o s e o b s e r v a , e l s e c t o r d e l a o s t r i c u l t u r a e n G a l i c i a h a s u f rido
los mismos reveses encontrados mundialmente. La s obreexplotació n de
I. Introducción general
‐1 4 ‐
los bancos gallegos de o stra plana ya era advertida en el siglo XVIII por
Cornide Saavedra (Cornide , 1788). A c t u a l m e n t e , e l 9 9 % d e l a
producción nacional de la ostra plana se concentra en las r ías gallegas.
S u l i d e r a z g o e n l a p r o d u c c i ó n , s e b a s a e n p r i m e r l u g a r e n e l e n gorde de
semilla foránea (Montes et al ., 1991) y en segundo lugar en la
importación de ejemplares jóvenes y adultos, principalment e de Irlan da
y del Mediterráneo , que son comercializadas como ostra s gallega s
d e s p u é s d e p a s a r p o r u n p e r í o d o e n l a s b a t e a s q u e d a n d o e l c u l t i vo
supeditad o a la disponibilida d de las mismas. Los datos de pro d ucción
registrados entre el período d e 2003‐2007, s eñalan valores por encima
de las 2.000 toneladas; sin e mbargo, en los años 2008‐2009, l as
prod uccion es han des cend ido si gnificati vamente h asta el orde n d e las
700 toneladas anuales provenientes de menos de 90 infraestructu ras de
cultivo (bateas) y d edicadas a la estabu lación de adulto s procedente s
principalm ente de las distint as áreas de produc ción europea. Es te
descenso puede atr ibuirse a una serie de f actores negativos que
bloquean su desarrollo , entre los que podemos cita r la desapari ción de
la mayor parte de los bancos nat urales de semillas existentes d e alta
calidad, el progresivo descenso en el reclutamiento de semilla natural
requerida para el cul tivo, así como enfermedades y parásitos as ociados
‐anteriormente cita dos‐ y a la escasa capacidad de pro ducción d e
semilla en criad ero. Dic hos fact ores están determinando el aban dono de
los fo ndeade ros exclus ivos de os tra, r econvir tiénd olos en polic ultivos o
t r a n s f o r m á n d o l o s e n c u l t i v o d e m e j i l l ó n , a p e s a r d e l a l t o g r a d o d e
rentabilidad de las bateas dedicadas al cultivo de o stra cuando s e
acierta con semilla de ca lidad a decuada. Las estimaciones reali za das
sobre la demanda actual de semilla de ostra para satisfacer los
fondeaderos existentes estarí an alrededor de los 40 a 50 millon es de
unidades. Siendo este un objetivo poco posible de cumplir con l as
actuales producc iones de cultivo en los criadero s, donde la pro ducción
m e d i a n o s u p e r a l o s 3 m i l l o n e s d e u n i d a d e s a n u a l e s c o n t a n s ó l o t r e s
criaderos en plena operatividad. Ante esta situación las em pres as d el
sector pre tenden optimizar la pr oducción de semilla como uno de l o s
ejes estratégicos básicos para r ecuperar y rentabilizar el cult ivo d e e sta
importante especie a nivel s ocial y económico en la región gall ega. Por
otro lado, la situación presenta d a p o d r í a c o n d u c i r a l a n e c e s i d ad de
I. Introducción general
‐1 5 ‐
d i v e r s i f i c a r l o s c u l t i v o s e n l a r e g i ó n . L a i n t r o d u c c i ó n d e e s p e cies
alóctonas,comolaostra japone sadelaes pecie Crassostrea gi gas ,podr ía
ser una excelente alternativa de diversificación de la producci ón para
cultivossuspen didosenlasrías gallegas; sucultivoenGalic i aestá ensu
etapaexperimental. El número de bateasautorizadas para la pro ducción
de esta especie ha aumentado de 16 a 56 con una producción anua l
máxima de 65 toneladas por batea, siendo un im pulso importante para
este cultivo (Comesaña, 2008). Co mprobada su adaptabilidad a
d i f e r e n t e s a m b i e n t e s d e c u l t i v o , e s l a p r i n c i p a l e s p e c i e c o m e r c ial
producidaenelmundo, porsubuenaaceptaciónenelmerca do.
Las perspectivas de futuro para el cultivo de la especie Ostrea
edulis en Galicia se muestran de manera muy optimista en la región. E l
cultivoseconsideracomo un negociocon granpotencialidad fut uray un
b u e n a tr a c t i v o a n i ve l c om e r ci a l .E s te po t e nc ia le s d e bi do au n aserie de
características que lo hacen atr ayente para el mercado. Es así como al
tratarse de una especie típica de la zona presenta un gran valo r añadido
sobre el precio de origen de la semilla. Asimismo, en lo que re specta a
s u c u l t i v o , e s t a e s p e c i e p r e s e n t a c i c l o s c o r t o s i n f e r i o r e s a l o s dos años.
Además, la producc ión y el cultivo de la ostra emplean métodos y
a r t e f a c t o s m u y c o n o c i d o s y s o b r e t o d o e f i c i e n t e s , las bateas y , l o m á s
destacado, la existencia de un m ercado de consumo bien consolid ado, ya
q u e s e t r a t a d e u n p r o d u c t o d e b u e n a c a l i d a d , d e f á c i l c o m e r c i a lización
y buen precio en el mercado. Con lo que, el c ultivo de la ostra , podría
ser una excelente al ternativa y un complemento a l cultivo del m eji llón
enlaregión.
Hay que hacer refe rencia también, a l cultivo de otra s especies
c o m o l a a l m e j a d e l q u e d e p e n d e u n a m p l i o g r u p o s o c i a l d e d i c a d o al
marisqueo. En Galicia se com erci alizan diversas especies de alm ejas,
siendo tres de e llas las más destacadas po r su mayor producción y
creciente valor en el mercado: la almeja fina Ruditapes decussat us
(Linneo, 1758), la almeja babosa Venerupis pullastra (Montagu, 1803) y
la almeja japonesa Ruditapes philippina rum (Adams & Reeve, 1850). El
tipo de cultivo desarrol lado en estas especies difieredel empl eadoe n el
mejillón y la ostra (cultivo suspen dido); básicamente consiste en la
siembra de semillas (generalmente obtenidas por captación natur al) en
I. Introducción general
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p a r q u e s d e c u l t i v o s i t u a d o s e n l a á r e a i n t e r m a r e a l c o n f o n d o s d e arena.
C a b e i n d i c a r q u e e l 9 0 % d e l a s c o n c e s i o n e s d e s t i n a d a s a l c u l t i v o de
estas especies, se encuentran ubicadas en esta zona y vie nen si endo
extraídas por Cofradías de Pes cadores y Organizaciones de Produ ctores
delazonaparasuposteriorcomercializa c ión.
De acuerdo a los datos regis trados en 2009, la producción de
almejas fue del orden de las 1 .802 toneladas generando ingre sos
estimados en 13 millones de euros ( Xunta de Galicia, 2010). Del t o t a l
mencionado, se produjeron 249 t oneladas de almeja babosa, 202
toneladas de almeja fina y 1.352 toneladas de almeja japonesa. Sin
embargo, el decrecimiento de la producción regis trada en los úl timos
años, podría ser d ebido principa lmente a la escasa cantidad de semilla
procedente de la recolección de los bancos naturales, escasez r eflejada
en la posterior siembra en los parques de cultivo. A p esar de q ue s e ha
avanzado en el conocimiento de las condiciones que posib ilitan el éxito
en los cultivos, los criaderos comerciales de bivalvos se han e ncontrado
con toda una serie d e problemas causada por alteracione s patoló gicas,
en su ecofisiología y genética, entre otras. Hoy en día los cri aderos de
moluscos intentan producir abundante semilla de estas espe cies, l o q u e
v a a s u p o n e r u n a g a r a n t í a d e s u m i n i s t r o e n c a n t i d a d y c a l i d a d q ue
permitan al cultiva dor una correcta planificaci ón de sus ciclos d e
prod ucc ión.
Otra de las especies de cultivo a la que habría que hacer ref ere ncia
es el berberecho Cerastoderma edule (Linneo, 1758) d el que depende un
ampliogruposocial dedicadoalmarisqueo .
En cuanto a los pectínidos, e stos se constituyen c omo un grupo
ampliamente distrib uido por todo el mundo,s iendode gran inter és para
el consumo humano. De la s treinta especies cataloga das como de
importancia comercial a nivel mundia l, tres de ellas las podemo s
encontrar en Galicia: Pecten maximus ( v i e i r a ) , Ae quipecte n opercul aris
(volandeira) y Mimachlamys varia ( z a m b u r i ñ a ) . A p e s a r d e l a f u e r t e
tradición e infraest ructura p ara el cultivo de bivalvos que pre senta
Galicia, aún no ha sido posible realizar el cultivo de pectínid o s a n i v e l
c o m e r c i a l , y a q u e p a r a u n b u e n d e s a r r o l l o d e s u c u l t i v o , e s n e c esario
I. Introducción general
‐1 7 ‐
contar con un suministro ó ptimo, asequible y fiable de semilla. L a
obtención de semilla puede desarrollarse fundamentalmente por m edio
dedossistemas:captaciónnatura lyproduccióncon troladaen c riadero.
A nivel comercia l, la produc ción de pe ctínidos en G alicia pro viene
de la explotación de bancos natu rales. L a única experiencia pre sen tada
c o m o c u l t i v o e n l a s r í a s b a j a s , s e d e s a r r o l l ó a p e q u e ñ a e s c a l a con la
especie Pecten maximus . En este cult ivo se em plearon ejempla res
jóvenes de vieira obtenida s del medio natural que lue go fueron
suspendidas en bateas por unt iempo mínimo de un año para su en gorde
(Román et al ., 2008). E n e s e s e n t i d o , e n e l C e n t r o O c e a n o g r á f i c o d e L a
Coruña del Instituto Español de Oceanografía, se han realizado
investigaciones sob re producción de semilla de pectínidos en
laborato rio.Delmis momodo,cab eindica rquesehanidenti fica dozonas
decaptac ióndesemilla delme dio natural,optimizandolaprodu cción de
semilla en criad ero y su engorde en sistemas de batea en distin tas
localidade s de las rías gallegas (De la Roche, 2008). Por otro lado, los
resultados obtenidos en Pect en maximus , demostraron que es factible la
obtención de de soves en con diciones controladas de laboratorio; s i n
embargo, el desarrollo larvario fue muy lento ya que requirió m ínimo 3
semanas para alcanzar la competencia. A pesar de que el cultivo s e i b a
l o g r a n d o , e n u n a d e l a s e t a p a s d e l a p r o d u c c i ó n s e h i z o p r e s e n t e una
limitación, el uso necesario del cloranfenicol , que ocasionó la
suspensión de las actuale s inves tigaciones debido a la p rohibic ión de
esteantibióticoenla UniónEuropea(Román et al .,2 008).
E n l o q u e r e s p e c t a a Aequipecten opercu laris pode mos indicar que
e s t a e s p e c i e e n c i e r r a u n g r a n p o t e n c i a l d e d e s a r r o l l o a n i v e l a cuícol a
por presentar un c recimiento rápi do, una madu ración sexual m uy
precoz, presencia de períodos de puesta muy amplios, buena s
a d a p t a c i o n e s a l m e d i o y f a c t i b i l i d a d e n e l c u l t i v o s u s p e n d i d o , entre
o t r o s . S i n e m b a r g o , u n o d e l o s p r i n c i p a l e s p r o b l e m a s q u e a q u e j a a l a
producción de esta especie, es e l desabastecimiento de semilla tanto a
nivel natural como a nivel de laborato rio. En este últ imo nivel , lo s
problemas se pre sentan al in iciarse la fase de produc ción de se milla :
i m p o s i b i l i d a d d e o b t e n c i ó n d e d e s o v e s m a s i v o s ( p o c a o b t e n c i ó n d e
ovocitos) y desa rrollo muy lento (tiempos superiores al mes par a
I. Introducción general
‐1 8 ‐
alcanzar la compete ncia), además de p resentar un ciclo reproduc tivo
muy prolongado. Est as son algunas de las causas del estancamien to del
cultivo de esta espe cie. La obtención de semilla de A. opercularis e n
colectores en laboratorio, ha sido intentada en div ersas oportu nida des
lográndose niveles de captación muy altos. Román et al . (2008),
manifiesta que hasta el momento no ha sido posible realizar est udios
regulares para la o btención de semilla en labor atorio; no obsta nte,
existen experiencia s aisladas de engorde de volandei ra en cajas
suspendidasenlasbateas.
Por otro lado, Mimachlamys varia se presenta como una buena
alternativa de cultivo, siendo u na esp ecie d e buena c alid ad y e levado
valor comercia l, así como con posibilidad de cultivo larvari o s encillo y
de poca duración. No obstante, su abundancia es relativamente b aja y
ac tu a lm en t e no se c u lt iv aa n iv e lc o me r ci a l. La d is p o ni bi l id a d desemilla
es el cuello de botellapara el desarrollo del cultivocomercia l. El estad o
actual de los stocks es tan pobre que la captación natural de la semilla
por medio de colectores es poco probable, pudiéndose deber a di versos
factores ambientales, como c ontaminación, reclutamiento irregul ar y
fuerte presión pesquera, por lo que, la única f orma de obtener semilla
e s a t r a v é s d e l a p r o d u c c i ó n e n c r i a d e r o , a u n q u e é s t a s u p o n g a e levados
cos tes. Estudi os realizad os en labo rator io con M. var ia , demo straron la
posibilida d de reprodu cción de e sta especie, ya que se consigue
manipular fácilmente el cic lo reproduct or por medio del fotoper iodo .
L o s g a m e t o s s e o b t i e n e n d e m a n e r a m u y p r á c t i c a y s e n c i l l a ,
empleándose para ello inyeccione s de serotonina. Además present an un
c i c l o l a r v a r i o c o r t o d e m e n o s d e d o s s e m a n a s ; s i n e m b a r g o , e l m ayor
problema se encuentra en el crecimiento lento de los juveniles para
llegar a alcanzar la talla comerci a l r e q u e r i d a , d e m á s d e d o s a ños
(Román et al ., 2008). Actualmente la producción registrada no
demuestra claramente el valor pe rteneciente a esta especie (Xun ta de
Galicia, 2010), ya que en el mercado existe una confusión entre M. varia
y A. opercularis , d e b i d o a q u e a m b a s e s p e c i e s s u e l e n d e n o m i n a r s e
indistinta mentecomozamburi ña(Navaz&Sanz,19 42).
Otrod e los potencialesgrupos de moluscos bivalvosque existen e n
Galicia son los denominados solénidos , q u e e n l a a c t u a l i d a d s o n
I. Introducción general
‐1 9 ‐
considerados e species potenciales de explota ción por p arte de l os
mariscadores. Los niveles de captura regist rados pre sentan poca
significancia en relación a otro s moluscos; sin embargo, su val or
comercialsehavenidoincrem entadoenormementeenlosúltimos años.
En Galicia se identifican tres e species de solénidos de crecien te
importancia comercial: Ensis arcuatus (navaja), Ensis siliqua
(longueirón) y Solen marginatus (longueirón vello). Las zonas de mayor
captura e influenciapara la explotaciónde estos recursosse e ncuentran
localizadas en las Rías de Vig o, P o n t e v e d r a , V i l a g a r c í a d e A r o u s a y l a
zona de Finisterre. Los mayores volúmenes de captura registrado shasta
el momento corresponden a E. arcuatus . Registros inicia dos en 1997
indican unas 115 toneladas para esta especie con tendencia asce nd ente
a lo largo de los años, el máximo valor alcanzado fue en el 200 7 con 213
toneladas;desdeentonces losvalores semantienensinmuchava riación.
L a s e g u n d a e s p e c i e e n v o l u m e n d e c a p t u r a e s E. siliqua, q u e h a v e n i d o
presentando un continuo ascenso, registrándose en el 2009 el ma yor
volumen de c aptura de los últimos 10 años con 72 toneladas. De manera
contrariaocurrecon Solen marginatus ,la máxima captura registradafue
en el 1997 con 31 toneladas, desde entonces el descenso en las capturas
es c onsiderable desapareciendo prácticamente el recurso en los últ imos
años, mostrando capturas que no llegan a la tonelada. El descen so de la
p r o d u c c i ó n p r e s e n t a d o e n a l g u n o s d e l o s b a n c o s n a t u r a l e s d e m a n era
paulatina y brusca , puede estar motivado, tanto por una
sobreexplotación del recurso como por descensos de los reclutam ientos
naturales (mortalidad) . Por lo que, a fin de atenuar esta caída, se han
i n i c i a d o e s t u d i o s s o b r e e l c u l t i v o e n c r i a d e r o y f a s e d e e n g o r d e en el
medio natural. Debido al peculiar modo de extra cción y a su rec iente
explotación en comparación con otro s moluscos, se han desarro ll ado
Planes de Explotación específico s para su manejo. La e xplotación
racional de las especies, requi ere del conocimiento de las
características b iológicas, e cológicas y genéticas de los banco s
naturales di sponibles; es po r ello que Solen marginatus se presenta
comounaespeciepotencialpara serestudiadaenlaactualidad.
II. OBJETIVOS GENERALES
II. Objetivos genera les
‐2 3 ‐
II. OBJETIVOS GENERA LES
Claras evidencias confir man que los moluscos bival vos se
e n c u e n t r a n e n t r e l o s i n v e r t e b r a d o s m á s e s t u d i a d o s a c t u a l m e n t e d ebido
a s u g r a n i n t e r é s c o m e r c i a l y d e m a n d a a c a u s a d e s u r e c o n o c i d o valor
gastronómico. Es por ello, que el planteamiento de un estudio d etallado
de una de las etapas de l desarrollo larv ario la fij ación e n d o s e s p e c i e s
de gran interés económico como lo son Mimachlamys varia y Ostrea
edulis , ponen de manifiesto que tal proceso es crucial para el desarr ollo
d e e s t o s o r g a n i s m o s , y a q u e c o n t e m p l a n c a m b i o s i m p o r t a n t e s e n s u
anatomía.
E l e s t u d i o d e l a i n d u c c i ó n d e l a f i j a c i ó n e n m o l u s c o s b i v a l v o s a
t r a v é s d e c o m p u e s t o s q u í m i c o s e s d e g r a n i m p o r t a n c i a d e s d e e l p unto
d e v i s t a p r ác t i co ,y a qu e es po s ib le s ua pl i ca c ió ne n la a cu ic u lt ura sobre
todo en moluscos bi valvos de gran importanc ia comercial co mo lo s que
e x i s t e n e n G a l i c i a ; h a b l a m o s d e l a z a m b u r i ñ a y l a o s t r a . L a s s e ñales
químicas que aparecen debido al uso de compuestos químicos en l os
organismospodrían conducir a cambios enla expresión de cierto sgenes
relacionados con las transformaciones anatómicas; por lo que en v i s t a
de ello, se ha apostado por el estudio a nivel molecular e i den tificación
de dichos genes que posiblemente intervienen en el control de e sta
diferenciación .
El objetivo global planteado en la realización de esta tesis e s el de
profundiza r en el estudio de uno de los procesos del de sarrollo d e l o s
moluscosbivalvos,haciendore fe renciaconcretaalaetapadef ijación.
Esteobjetivose planteaapart irdelaconsecucióndelossig uientes
objetivosespec íficos:
E l e s t u di o d e l ef e c t o d el a s d i s t i nt a s su s t a n c ia s i n du c t o r a ss o bre la
fijación de larvas competentes de Mimac hlamys varia y d e Ostre a
edulis .
II. Obj eti vos generales
‐2 4 ‐
El aislamiento e identifica ción de genes homeobox en seis espec ies
d e m o l u s c o s b i v a l v o s c o n c e r n i e n t e s a c i n c o d e l a s p r i n c i p a l e s
familias.
El presente estudio es una fuente de in formación relevante par a
tener conocimiento de las claves del éxito en la superación de uno de
los períodos más crítico s del cultivo com o es la fijación , lo q ue s e verá
reflejada en la mejoría del cult ivo intensivo de estas e species d e
bivalvos. Las interrogantes aún subsisten, a pesar de la amplit ud de los
estudios realiza dos en algunas espe cies a lo largo del desarro l lo
larvario; por lo que en vista de ello, la falta de información existente
determinaelobjetivo deestainvestigación.
III. CAPÍTULO I:
INDUCCIÓN DE LA FIJACIÓN EN
MOLUSCOS BIVALVOS
3.1. Introducción
‐27‐
3.1. INTRODUCCIÓN
3.1.1. ESPECIES OBJETO DE ESTU DIO
Lasespeciesutilizadasenelpr esentecapítulo sonlassiguien tes:
Mimachlamys varia (Linneo, 1758) conocida comúnmente en
Españacomo“ zamburiña ”.
Ostrea edulis (Linneo,1758)llamadahabitualmente “ ostra plana ”.
3.1.2. SISTEMÁT ICA
La clasificación s istemática de Mimachlamys varia s e g ú n W a l l e r
(1991),semuestraacontinua ción:
Filo Mollusca(Linneo,1758)
Clase Bivalvia(Linneo,1758)
Orden Pterioidea(Newell,1965)
Familia Pectinidae(Rafinesque,1815)
Género Mimachlamys ( Chlamys )(Röding,1798)
Especie Mimachlamys varia (Linneo,1 758)
Asimismo, el sistema de clasificación según Newell (1965) para
Ostrea edulis seseñalaacontin uación:
Filo Mollusca(Linneo,1758)
Clase Bivalvia(Linneo,1758)
Orden Pterioidea(Newell,1 965)
Familia Ostreidae (Rafinesque,1815)
Género Ostrea (Linneo,1758)
Especie Ostrea edulis (Linneo,1758)
Capítulo I: Inducción de la fijación en moluscos bivalvos
‐28‐
3.1.3. JUSTIFICACIÓN DE LAS ESPECIES
La elección de las especies citadas perteneciente s al grupo de l o s
moluscos bivalvos se justifica por su gran importancia económic a a
n i v e l d e c u l t i v o y p o r l a f a c i l i d a d e n l a o b t e n c i ó n d e m u e s t r a s a lo larg o
decasitodoelaño.
Mimachlamys varia , e s u n b i v a l v o d e c a l i d a d y e l e v a d o v a l o r
comercial que en Galicia presen ta un gran interés por las
posibilida des de cultivo larvario sencillo y de poca duración. Pese
a ello su abundancia es relativamente baja y act ualmente no se
cultivaanivelcomercial .
Ostrea edulis , es una especie de importa ncia económica
significativa, con una gran tradición de explotación y cultivo en
aguasdeGalicia.
3.1.4. HÁBITAT Y DISTRIBUCIÓN GEOGRÁFICA
Mimachlamys varia , e s u n a e s p e c i e q u e n a t u r a l m e n t e h a b i t a e n
profundida des que van desde el n ivel mínimo de mareas hasta los 80 m.
E s t a e s p e c i e s e e n c u e n t r a e n s u h á b i t a t d e f o r m a l i b r e o g e n e r a lmente
f i j a d a s o b r e f o n d o s d e c o n c h a o g r a v a a r e n o s a , p r e f i r i e n d o z o n a s
protegidas, poco expuestas al ol eaje, particularmente bahías ab rigadas
en donde se la suele encontrar de manera abundante (Lucas, 1965 ). Sin
embargo, B ayne ( 2004), difiere de lo indicado por Lucas y decla ra que
M. varia prefierezonasdecorrientesmo deradas,siendoellounaventaj a
para el momento de la fijación a sustratos en donde se mantiene e n
posiciónsi nserarrastrada.
La distribución de M. varia abarca varios niveles de organización
gregaria sobre diversos sustra tos duros y su abundancia depende d e l a
disponibil idad de sustratos e xistentes, g eneralmente de conchas d e
otros bivalvos, gasterópodos y cascajo o rocas sobre el fondo ( Rodhouse
& Burnell, 1979; H ily & Le Foll, 1990). E s a s í c o m o s e p u e d e n d i s t i n g u i r
dos tipos de bancos natural es dependiendo del tipo de asociació n: 1)
bancos dominados por M. varia con cierta presencia de otros bivalvos y
ascidias de iguales proporciones de biomasa y 2) bancos mixtos de M.
3.1. Introducción
‐29‐
varia c o n P. maximus y A. opercula ris (Lucas, 1965). Sin embargo, en
cultivos suspendido s s e pueden observar individuos aislados o t ambién
formando agregaciones, generalme nte fijos, fuertemente embisada s
(fijadamedianteelbiso)a losmaterialesdecu ltivo(DelaRo che,2008).
En cuanto al área de distribuci ón geográfica se refi ere, ésta a barca
d e s d e l a c o s t a N o r e s t e A t l á n t i c a d e E u r o p a h a c i a e l s u r e n e l
M e d i t e r r á n e o , a l o l a r g o d e l a c o s t a N o r o e s t e d e Á f r i c a h a s t a S enegal.
Asimismo, se extiende por el sur de Suecia, Noruega y Dinamarca , y por
la costa occidenta l de Gran Bretaña concretamente en el lit oral
occidental de Irlanda (Rodhouse & Burnell, 1979; Waller, 1991; Ansell
et al ., 1991) y en la Bahía de Brest (Letaconnoux & Audouin, 1956). Del
mismo modo, De la Roche (2008), manifiesta que e n España, esta
especie se distribuye por el Atlántico Noroeste en la región de l a s r í a s
gallegas y por toda la cost a del Mediterráneo, siendo mayor su
a b u n d a n c i a e n e l M a r d e A l b o r á n . M i e n t r a s q u e e n e l m a r A d r i á t i co, se
localizan en la costa norte de Italia (Renzoni, 1991), a lo lar go d e la
costa de Yugoslavia (Margus, 1991) y en la costa de Croacia (Že rlic,
2001).
Por otro lado, Ostrea edulis, se encuentra a menudo ce rca de la
costa, en la zona infralitoral, e n fondos continuamente sumergi do s,
hasta los 30 ó 40 m de profundidad. Sin embargo, han sido encon trado s
e j e m p l a r e s e n l a s c o s t a s d e M a r r u e c o s p o r d e b a j o d e l o s 8 0 m . T ambién
han sido descubie rtos algunos ejemplare s de ostras en la zona
intermareal, pu diéndose re lacionar esta presencia a condiciones
ambientales favorables de temperatura y salinidad. Cabe indicar q u e n o
todos los fondos marinos son los adecuados para albergar import antes
cantidades de ostras. Los fond os a renosos, no muy rocosos, o
conchíferos, más o menos al margen de lo s depós itos fluvia les, en aguas
poco turbias, son adecuados. Tam bién se pueden encontrar ostras
fijadasala srocasoaotrossu stratos,formandograndesaglom eracione s
denominados bancos ostrícolas, llegando éstos a extenderse de a cuerdo
a las caracterí sticas de la zona, durante varios ki lómetros. Lo s
individuos en estas zonas se enc uentran lo suficientemente aisl ad os y
separadosentre sí, lo que permite un crecimiento individual armonioso,
sinestorbarseunosaotros.
Capítulo I: Inducción de la fijación en moluscos bivalvos
‐30‐
En la actualidad muchos de los b ancos ostrícolas naturales han
d e s a p a r e c i d o o s e e n c u e n t r a n r e d u c i d o s a l a m í n i m a e x p r e s i ó n , c omo
consecuencia de div ersos factores sobre todo la sobreexp lotació n, las
enfermedadesylacontaminación generaldelaszonascosteras.
En relación a la distribución geográficamente de O. edul is podemos
m a n i f e s t a r q u e c o m p r e n d e t a n t o l a s c o s t a s a t l á n t i c a s ( d e s d e N o r uega
hasta el sur de Marruecos) como las costas mediterrá neas (desde
España,Marruecosy FranciahastaelMarNegro ).
3.1.5. MORFOLOGÍA Y ANATOMÍA
Mimachlamys varia es un pectínidode tamañomediano, c onalturas
máximas de 80 mm, generalment e entre 50‐70 mm. Las especies
pertenecientes a la f amilia pect inidae presentan un auténtico ctenolium
(hilera de dentículos l ocalizados en el borde ventral de la hen didura
b i s a l d e l a v a l v a d e r e c h a ) f u e r t e , m u y m a r c a d o y v i s i b l e . L a c o ncha es
inequivalvaconambasvalvas conv ex as,coneldi sco másalarg ad oquela
volandeira. Es ta especie presenta concha s de diversas color acio nes qu e
vandesde el blanco(con pocafrecuencia), amarilloanaranjado, ca sta ño ,
rojo, marrón, púrpu ra oscuro y ne gro (infrecuente), con tonalid ade s
uniformes o con ciertas manchas m arrón cla ro mayormente. Las
tonalidades claras se suelen encontrar en individuos jóvenes y se van
acentuando a medida que van creciendo (Ansell et al ., 1991). La concha
posee entre 35 a 45 costillas rad iales, que llevan espinas espa tulada s
particularmente bien desarro lladas cerca del margen (Fig. 2). E sta
especie se encuentra fuertemente embi sada durante toda su vida a
sustratos sólidos,co morocas,guijarros yconchas.
E n G a l i c i a e x i s t e u n a g r a n c o n f u s i ó n c o n r e s p e c t o a l o s n o m b r e s
populares de Mimachlamys varia ( zamburiña ) y Aequipect en oper cularis
( volandeira ) . A n i v e l p o p u l a r s e c o n o c e n i n d i s t i n t a m e n t e c o m o
zamburiña , ya que A. opercula ris , es la especie más extraída y la más
abundante, caso contrario ocurre con M. varia que es menos abundante
y se confunde con la anterior. Esta confusión debe ría ser soluc ionada si
s e p r e t e n d e s u c o m e r c i a l i z a c i ó n a g r a n e s c a l a , y a q u e e l m e r c a d o de los
pectínidosesmuydinámicoycompetitivo.
3.1. Introducción
‐31‐
Figura 2. M o r f o l o g í a d e Mima ch lamy s varia . En esta vista se aprecian
algunas de las caracterís ticas extern as de las valvas derecha e i z q u i e r d a
( i n e q u i v a l v a s ) a m b a s c o n v e x a s . P resenta costillas radiales que llevan
espinas espatuladas bien desarrolladas cerca del margen y su co loración
varíageneralmentedesdeamarillo anaranj adoalpúrpura oscuro.
En cuanto a la anatomía se refiere, los pectínidos presentan un
elevado grado de diferenciación anatómica (Fig. 4). En ellos se
distinguen cla ramente los dif erentes órganos y las partes bland as
t o t a l m e n t e r e c u b i e r t a s p o r l a c o n c h a . L a s u p e r f i c i e i n t e r n a d e las dos
valvas está recubierta por un manto transparente, siendo esta u na
láminabilobulada (unlóbuloen cadavalva) muydelgada quese engrosa
y divide en tres pliegues paralelos en el margen d e la concha. El pliegue
medio es principa lmente sensorial ytiene un gran número deten táculos
y ojos; es el más caracterí stico. En el b orde del manto se encu entran
tentáculos táctiles y quimiosenso riales especialmente bien
desarrollados, asociados con los ojos. Asimismo, presenta n un ú nico
músculoabductorlocalizadocerca delcentrodela conchaquec onsta de
dos partes: el músculo estria do de gran tamaño que permite la n atación
yelotroli somáspeque ñoquema ntienelaconchacerrada.Cons tade un
pie bien desarrolla do c uando se encuentra fijado y reducido cua ndo se
encuentraen vida libre.En lab as e de l p ie s e e nc u e n tr a l ag l á ndu la bisal
que produce los filamentos d el biso, excepto en aquellas larvas q u e s e
Capítulo I: Inducción de la fijación en moluscos bivalvos
‐32‐
encuentran fijada s. Las branquias están alojadas en una am plia cavidad
del manto, cumplen la función de respiración y como principal ó rgano
r e c o l e c t o r d e a l i m e n t o . E l c o r a z ó n e s t á c o m p u e s t o p o r d o s a u r í c ulas
( d e r e c h a e i z q u i e r d a ) y u n v e n t r í c u l o . L o s ó r g a n o s e x c r e t o r e s s on un
par de riñones que se abren externamente en un poro urogenital en la
e x t r e m i d a d v e n t r a l . L a g ó n a d a , e n f o r m a d e l e n g ü e t a e s t á u n i d a al
margen anterior del músculo abductor, se c urva alrededor del ma rgen
v e n t r a l d e l m ú s c u l o a b d u c t o r y s e e x t i e n d e a t r a v é s d e l a g l á n d ula
digestiva, recubriéndola . El sistema digestivo consta de una bo ca,
esófago, estómago, estilo crista lino, glándula digestiva, intes tino, recto
y ano. El sistema nervioso está formado por dos regiones gangli onares.
Uno de los ganglio s, el parietovisce ral inerva el músculo y la región
ventral del manto localizán dose en la región anteroventral del músculo.
E l o t r o g a n g l i o , e l c e r e b r o p e d a l i n e r v a e l r e s t o d e l c u e r p o y s e ubica en
la posición ventral de la boca. Cabe mencionar que en el si stem a
nervioso operan mecanismos de ne urotransmisión y de sínte sis de
secrecioneshormona les.
Mientras que Ostrea edulis c a r e c e d e e s q u e l e t o i n t e r n o y s u c u e r p o
está encerrado en una concha formada por dos piezas llamadas va lvas
unidas por un ligamento elástico. La concha pre senta un color q ue va
desde el blanco sucio a marrón verdoso con manchas vio láceas (c ara
externa), ligeramente más oscura en la valva superior que en la i n f e r i o r
y b l a n c o n a c a r a d o e n s u c a r a i n t e r n a ( F i g . 3 ) . A d e m á s e s t á f o r m ada por
d o s v a l v a s f u e r t e s i r r e g u l a r e s ( f r á g i l e s e n l a o s t r a j o v e n ) m á s o m e n o s
circulares, desiguales entre sí y u n i d a s a l a z o n a d o r s a l p o r u na
charnela sin dientes y por e l ligamento córneo y elásti co de co lor
marrónoscuro, incrustadoen el extremoanterior de las valvas. La valva
de re ch a es pl an a ,m ie nt ra sq ue la iz qu ie rd ac o nl aq ue se fi ja al sustrato
e s m á s o m e n o s a b o m b a d a . E l b o r d e e s m u y o n d u l a d o , s o b r e t o d o e n la
valva superior, mie ntras que la valva inferior está esculpida p or
escamas concéntricas y costillas salientes que pa rten del umbo y que se
hacen más potentes en los bordes. La va lva derecha está grabada con
líneas concéntrica s, surcos y escamas de crecimiento del borde oscuro.
El umbo está representado por un pequeño saliente, localiza do
inmediatamentedetrásdelextr emoanteriorde lavalva.
3.1. Introducción
‐33‐
Figura 3. Morfología de Ostrea edulis . Se visua lizan ambas valvas
irregulares con tendencia a lo c ircular. La valva de recha supe r ior externa
es de forma plana con líneas con céntrica s y onduladas, mientras q u e l a
valva izquierda infe rior interna es convexa y está forma da por esca mas
concéntricas y co stillas saliente s . L a c o l o r a c i ó n e n l a v a l v a e xterna es
variable; presenta desde un blan co turbio a un marrón verdoso c on
manchasvioláceasyenlavalv aint ernaunbla nconaca rado.
Referente a su anatomía, la masa corporal de Ostrea edul is s e
localiza entre el músculo abducto r y la charnela. Presenta una
coloración que va desde crema a pardo‐amarillento y está cubier ta por
u n r e p l e g a m i e n t o e p i d é r m i c o , e l m a n t o , q u e l a s e p a r a d e l a c a r a interna
d e l a c o n c h a ( F i g . 4 ) . E l m a n t o q u e n o e s m á s q u e u n a m e m b r a n a de
tejido conjuntivo contiene m úsculos, vasos sanguíneos y nervios y
a d e m á s s e l o c a l i z a a a m b o s l a d o s d e l c u e r p o . A s i m i s m o , s e d i s t i nguen
dos lóbulos, sol dados uno al otro en el borde anterodorsal, for mando el
capuchón cefálico que recubre la boca y los palpos labiales. El e s p a c i o
libre comprendido entre los dos lóbulos del manto forma la deno minada
cavidad paleal, y las branquias dividen esta cavidad en dos, un a parte
ventralocámarainhalanteyla otradorsalocámaraexhalante.
Debajodelmantoselocalizanla sbranquias,órganosencargados de
la respira ción y ca ptura de part ícula s transpo rtadas por el agu a
(alimento).Lasbran quiasseenc uentranconstituidasporcuatro láminas
Capítulo I: Inducción de la fijación en moluscos bivalvos
‐34‐
p l e g a d a s y c i l i a d a s e x t e n d i d a s , s o l d a d a s d o s a d o s a l a m a s a v i sceral.
C a b e s e ñ a l a r q u e t a n t o e lp ie c o m o el bi so se e nc ue n t r a n at ro f i ados. Por
otro lado, e l músculo encargado de cerrar las valvas es el músc ulo
abductorposterior,situadoen lazonacentraldela masavisce ral.
S u a p a r a t o d i g e s t i v o e s t á c o n f o r m a d o p o r u n t u b o q u e p o s e e u n
orificio bucal, situado en la región anterior, y se encuentra r odead a por
dos pares de palpos labiales ciliados, un corto esófago, el e st ómago con
numerosos ventrículos gástricos, en el que desembocan por un la do la
g l á n d u l a d i g e s t i v a o h e p a t o p á n c r e a s y p o r e l o t r o l a d o e l i n t e s tino que
terminaenunorificioanal.
E l s i s t e m a c i r c u l a t o r i o e s m u y s i m p l i f i c a d o , e s u n s i s t e m a a b i e rto
formado por uncorazón dorsalenvuelto por elpericardio queab arca un
v e n t r í c u l o y d o s a u r í c u l a s l a t e r a l e s , e l s i s t e m a a r t e r i a l , e l s istema
venoso y la s angre, incolora que contiene hemocianina como pigm ento
respirator io.
En cuanto al aparato excretor, está formado po r dos pares de
riñones en forma de U situ ados debajo del corazón, u n par que
c o n s t i t u y e j u n t o c o n l a s g l á n d u l a s p e r i c a r d i a s e l a p a r a t o u r i n a r i o , y e l
otroparquecomponelosgonoductos
E l s i s t e m a n e r v i o s o p r e s e n t a t r e s p a r e s d e g a n g l i o s p r i n c i p a l e s ,
los cerebro‐pleurale s, vi scerales y pedia les (pedales) conect ad os entre
síporcie rtascomi suras.Sus istemade nerviosseextiende npo rtodala
masa corporal de la ost ra; al no presentar un verda dero centro
n e r v i o s o , l a r e s p u e s t a a l o s d i f e r e n t e s e s t í m u l o s s e p r o d u c e a nivel
local o ganglionar . En diversos punt os del cuerpo exi sten otros
ganglios menos importantes como los previscerales, etc. L os órg anos
sensoriales están representados por estatocistos, abiertos o ce rrados,
que son ojos s encillos repartidos s o b r e t o d o e l b o r d e d e l m a n t o . Los
osfradios son los órganos del sentido químico (quimiotactismo) y se
localizan en la parte posterio r del cuerpo y los olfativos se s itúan a
ambosladosdelano(Grasse ,1960).
E l s i s t e m a r e p r o d u c t o r e s m u y s i m p l e , e s t á f o r m a d o p o r l a s
gónadas y los conductos evacuado res (gonoductos). Las gónadas s on
3.1. Introducción
‐35‐
pares y aparecen unida s en su línea media, de forma acinosa y
ramificada que al madurar ocupan una gran parte de la masa visc eral.
Durante el período de madurez sexual, la gónada presenta una
coloración crema muy vistosa y a l culminarla, la gónada se torn a difusa
y es casi imperceptible. Po r otro lado, los gonoductos carecen de
estructura s musculares por lo que la expulsión de los gametos m aduros
s e r e a l i z a m e d i a n t e e l m o v i m i e n t o d e l o s c i l i o s d e l a s c é l u l a s que los
tapizan.
Figura 4. Anatomí a interna de Mimachlamys varia y Ostrea edulis . E n a m b a s i m á g e n e s s e
v i s u a l i z a n l a s v a l v a s d e r e c h a s e n l a s c u a l e s d e s c a n s a n s u s t e j i dos blandos. En M. varia l o s
órganos se encuentran bien diferenciados: el manto (M), las bra n q u i a s ( B ) , e l m ú s c u l o a b d u c t o r
( M A ) , l a g ó n a d a ( G ) , e l p i e ( P ) . L a g l á n d u l a d i g e s t i v a y l o s p a lpos labiales se encuentran
recubiertos en su tota lidad por una porción de tejido indefinid o, no siendo apreciados a simple
vista. En cuanto a O. edulis sus órgan os muestran un a coloración poco diferenciable, mostra n do
una coloración de ton alidad crema casi constante, entre los cu a les se encuentran: la cámara
exhalante (CE), la c ámara inhalante (CI), el manto (M), las bra nquias (B), el músculo abductor
(MA)ylagón a da(G).Lo sdemásórganos seencuentranpoco dife renciados.
Capítulo I: Inducción de la fijación en moluscos bivalvos
‐36‐
3.1.6. CICLO BIOLÓGICO
3.1.6.1. REPRODUCCIÓN
La reproducción en los moluscos bivalvos es de tipo sexual.
Presentan órganos sexuales que se conocen c omo gónadas y que
producen dos tipos de gametos, los masculinos (espermatozoides) y l o s
femeninos (ovocitos). La mayoría de las especies de este grupo liber an
sus productos sexuales al ma r donde tiene luga r la fecundación . L a
unión de los gametos masculino y femenino da lugar a una célula
denominada huevo o cigoto que posteriormente dará origen a un n uevo
i n d i v i d u o . P a r a q u e e l a n i m a l l i b e r e s u s c é l u l a s s e x u a l e s ( p u e s ta d e
gametos) necesita de condiciones apropiadas, tanto del pro pio a nima l
c o m o d e l m e d i o e n d o n d e h a b i t a . A l o l a r g o d e l a ñ o p u e d e h a b e r una o
v a r i a s é p o c a s d e p u e s t a s , d e p e n d i e n d o d e l a e s p e c i e , n e c e s i d a d e s y
características delhábitat .
Lamayoríadelos moluscosbiva lvossonunisexuales;presen tan los
dos sexos separa dos: in dividuos m a c h o s e i n d i v i d u o s h e m b r a s . E n l o s
bivalvos no es común encontrar diferencias morfológicas e vident es
entre machos y hembras. Si se di e r a e l c a s o , s e d i r í a q u e l a e s pecie
presenta dimorfismo sexual. Lo s moluscos no unise xuales, presen tan en
el mismo individuo ambos sexos; es de cir, un solo individu o pro duce
espermatozoides y ovocito s y en ellos se puede distinguir difer entes
tiposdehermafroditismo:
a) Hermafroditismo funcio nal simultáneo , si en una misma puesta el
individuopuedel iberarlos dostipo sdegametos.
b) Hermafroditismo consecutivo , s i d u r a n t e s u v i d a t i e n e u n s o l o
c a m b i o d e s e x o , s i e n d o n o r m a l e l p a s o d e u n a f a s e j u v e n i l
masculinaaunafaseadultafemenina.
c) Hermafroditismo rítmico consecutivo , cuando en una época de la
p u e s t a , y n o e n u n a m i s m a p u e s t a , e l i n d i v i d u o p u e d e c a m b i a r d e
sexo.
d) Hermafroditismo alternativo , si el cambio de sexo aparece en
intervalos grandes, por lo tanto, no se puede prever la tempora da
delapuestasiguiente,elsexo quevaatenerelindividuo.
3.1. Introducción
‐37‐
En cuanto a la reproducción en los pectínidos se refiere , cier tos
autoresmanifiestanqueaunque lamayoría delosmoluscos bival vosson
d i o i c o s , e n l a f a m i l i a P e c t i n i d a e s e e n c u e n t r a n e s p e c i e s q u e p r esen tan
hermafroditismoded iv ersostipos(Sastry, 1979;Barber &Blake ,1991).
Especies como Pecten maximus, Aequipecte n oper cularis , Argopecten
purpuratus ( D i S a l v o et al ., 1984) y Argopecten ventricosus (Sowerby II,
1842), también denominada A. circularis , (Félix ‐Pico et al ., 1995), etc.,
son hermafroditas de tipo funcional simultáneo, las cuales libe ran
inicialmente los gametos masculinos y luego los femeninos para evitar
asílaautofecundación.
Mimachlamys varia al igual que Pecten maximus e s u n a e s p e c i e
iterópara que realiza su ciclo d e reproducción año tras año. De a c u e r d o
a l o m a n i f e s t a d o p o r a l g u n o s a u t o r e s , a l c a n z a s u m a d u r e z s e x u a l e n
corto tiempo y su período de vida se pro longa unos años (Conan &
Shafee, 1978). A diferencia de las especies a nteriormente citad as,
Mimachlamys varia presen ta los sexos separados, con una cierta
alternancia de los mismos a lo largo de su vida. A esta forma d e
reproducción se le denomina hermafroditism o rítmico consecutiv o .
Cuando alcanza su primera madurez sexual, que suele tener lugar e n e l
p r i m e r a ñ o d e v i d a , l o h a c e c o m o m a c h o . U n a v e z q u e e l a n i m a l l ibera
los espermatozoides, la gónada e m p i e z a a p r o d u c i r o v o c i t o s y d e spués
d e l a p u e s t a v u e l v e a p r o d u c i r e spermatozoides. Aparentemente
mantienen esta alternancia durante to da su vida. Por tanto, no es
infrecuente observar, en la fa se de transición, gametos de ambo s sexo s
dentro de un mismo indiv iduo. Esta especie madura sexualmente a
partir de los 18 mm (Shafee, 1981). La proporción de machos es mayor
en animales de menor talla, mientras que la proporción de hembr as
aumenta en animales más grandes (Lubet, 1959; Lucas, 1965; Redd iah,
1962;Burnell,1983).
D e l a m i s m a m a n e r a que M. varia , Ost rea edu lis , presenta
hermafroditi smo rítmico consecutivo . Cuando alcanza su primera
m a d u r a c i ó n s e x u a l , q u e s u e l e o c u r r i r e n e l p r i m e r a ñ o d e v i d a , también
l o h a c e c o m o m a c h o . U n a v e z q u e e l i n d i v i d u o l i b e r a l o s
espermatozoides a la cámara supr abranquial y considerándose la misma
época de puesta, la gónada comienza a pro ducir ovocitos que tra s
Capítulo I: Inducción de la fijación en moluscos bivalvos
‐38‐
alcanzar su maduración se vierten nuevamente a la cámara
suprabranquial, en la que meses anteriores se alojaron los
espermatozoides an tes de su expulsión al ma r. Esta alternancia ,
normalmente rápida, la mantendrá durante toda su vida. Por lo q ue, es
frecuente observar en la fase de tra nsición (de un estado sexua l
masculino a otro fem enino o de un femenino a masculino) product os
sexualesdeambosse xosdentrodeunmismoindiv iduo.
La ostra durante la pue sta, presenta un comportamiento
reproducto r diferente del resto de los moluscos bivalvos , ya qu e los
espermatozoides y los ovo citos s iguen caminos diferentes, lo qu e
posibilitará la fecundac ión inte rna de la ostra y la caracterís tica
larvípara de su puesta. Si el pro ducto descargado en la cámara
suprabranquial exhalante es espe rma, los espermatozoides serán
e x p u l s a d o s a l e x t e r i o r p o r m e d i o d e l a c o r r i e n t e d e a g u a e x h a l a nte.
Estos espermatozoides una vez li berados al mar, sólo podrán fec unda r a
los ovocitos cuando penetren en un nuevo individuo (hembra madu ra)
que los capture en la filtración. Si el producto descargado por la gónada
son ovocitos, estos serán transportados contracorriente a travé s de las
branquias, alojándose en la cámara inhalante donde tendrá lugar p a r t e
de su desarrollo y permanecerán hasta el momento en el que sean
fecundados por el esperma que llegará a dicha cámara por la corriente
deaguageneradaporlafiltración.
3.1.6.2. MORFOLOGÍA DEL APARATO REPRODUCTOR
El aparato reproducto r que presentan los bivalvos es muy simpl e,
s e e n c u e n t r a f o r m a d o p o r l a s g l á n d u l a s g e n i t a l e s ( g ó n a d a s ) q u e son
estructura s generalmente pares que aparecen a veces fusion adas por el
centro y los conduc tos evacuadores de estructura muscular q ue
expulsanlosgametosmaduros.
E n l o s p e c t í n i d o s a d i f e r e n c i a d e l a m a y o r í a d e l o s b i v a l v o s , las
gónadas no son una estructu ra difusa, sino que son un órgano im par
totalmente diferenciado unido al cuerpo del animal en las proxi midade s
del músculo abductor. En especies herm afroditas, como la vieira , en el
aparato reproducto r se diferencian claramente dos partes. Una p orción
3.1. Introducción
‐39‐
anterior de color crema y productora de espermatozoides qu e
corresponde a la gónada masculin a y la otra porción posterior, d e c olor
anaranjado y productora de ovocitos que co rresponde a la gónada
f e m e n i n a . E n l a s e s p e c i e s u n i s e x u a l e s , l a g ó n a d a e s u n a e s t r u c t ura
i m p a r d e c o l o r y a s p e c t o u n i f o r m e , c o m o M. varia , c u y a g ó n a d a e s d e
c o l o r c r e m a y g e n e r a l m e n t e d e c o l o r m á s p á l i d o e n l o s m a c h o s q u e en
la sh em b ra s. La g ón a da ro de ap ar te d el t ub o dig e st iv o ye st á co nstituida
por numerosos conductos ter minados en una fin a trama de folícul os.
Estos canales o conductos se unen sucesivamente hasta for mar el
gonoducto que se abre al riñón por donde se expulsan al exterio r la s
célulassexualesuna vezmaduras.
E l s i s t e m a r e p r o d u c t o r e n l o s O s t r e i d o s p a r t i c u l a r m e n t e e n O.
edulis , está formado por una gónada que tras alcanzar su máximo
desarrollo, aparece como un órgano tubular ramif icado y fusiona do por
l a z o n a d o r s a l f o r m a n d o u n a e s t r u c t u r a c o n t i n u a q u e e n v u e l v e a la
g l á n d u l a d i g e s t i v a y d e m á s ó r g a nos. En los individuos sexualmen te
maduros, la gónada se distingue claramente por su color crema y po r u n
co nt ra st e c o n e l co lo r m á so scu ro d e la gl á n d u la di g e st iv a o cu p ando una
parte importante de la masa corporal; sin embargo, durante el p erí od o
de reposo sexual se presenta com o una estructura difusa y poco
desarrolla da. Enrelaciónalasgónadas; tantomasculinacomofemenina;
no existe diferencia alguna, se encuentran constituidas por num erosos
túbulos y folículo s que se unen formando una serie de ramificac iones y
canales genitale s con un diámetro que se incrementa a medida qu e se
van fusionando. Las ramifica ciones posteriorme nte convergen en un
conducto largo denominado gonoducto , por el que se descargan lo s
productos sexuales (esperma y/o óvulos) a través del p oro genit al
ubicadoenlacámarasuprabran quial.
Capítulo I: Inducción de la fijación en moluscos bivalvos
‐40‐
Figura 5. D i a g r a m a d e l c i c l o b i o l ó g i c o d e Mimachlamys varia . M. varia es una especie que
presenta una reproducción de tipo sexual y en la que la fertili zación delovocito se produceenel
medio marino; el ciclo de vida de este molusco p resenta una fas e inicial pelá gica y finaliza
siendounorganismo.
3.1. Introducción
‐41‐
3.1.6.3. CICLO REPRODUCTIVO
El ciclo reproductivo se def ine como el ciclo completo de su ce sos a
p a r t i r d e l a a c t i v a c i ó n d e l a g ó n a d a , d e s d e e l p r i n c i p i o h a s t a e l f i n d e l a
producció n de las células sexuales (gametogénesis), f inalizando o n o
con el desove o puesta. Estos ci clos reprodu ctivos pueden s er a nuales,
semianuales o continuos. Dentro del ciclo reproductivo , se dist inguen
períodos de reposo de la actividad reproductiva (períodos veget ativos),
períodos de diferenciación ce lular, de crecimiento citoplas máti co, de
vitelogénesis (madu ración), de p uesta y de a bsorción de gametos no
liberados al medio (Barber & Blake, 1991). El período reproductivo
incluye la acumul ación de nutr ientes para su uso durante la
g a m e t o g é n e s i s , l a p r o l i f e r a c i ó n d e c é l u l a s g o n i a l e s y s u d i f e r e nciación
en gametos, la acumulación de gametos maduros y su liberación. La
d u r a c i ó n y e l m o m e n t o e n q u e s e p r o d u c e c a d a f a s e d e l c i c l o e s t án
controlados por las característi cas genéticas del animal como f actores
endógenos y factores exógenos como la temperatura, el alimento, e l
fotoperíodo,etc.,(Sastry, 1979;Barber&Blake,199 1).
Por otro lado, la gametogénesis se puntualiza como el conjunto d e
procesos necesarios para la form ación de gametos maduros; es de cir,
aptos para fecundarse y obtener así un nuevo individuo. Con est os
procesos se originan dos tipos de gametos: l os espermatozoides (células
sexuales masculinas) y los ovocitos (células sexuales femeninas ). Según
se formen unos u otros se tratará de espermatogénesis o de ovog énesis.
L a p r o d u c c i ó n d e e s p e r m a t o z o i d e s y o v o c i t o s d e p e n d e d e s d e s u s i nici os
de varios factores, como el tamaño del individuo, la temperatur a y la
cantidadycalid addealimentoquerecibe.
En la mayoría de los bivalvo s, la madurez sexual depende del
t a m a ñ o d e l a n i m a l m á s q u e d e s u e d a d . E l t a m a ñ o q u e a l c a n z a n e n l a
madurez sexual varía de una especie a otra y de acuerdo a la
distribución geográfica. En los pectínidos, a l igual que en otr os
bivalvos marinos, el ciclo gamet ogénico discurre paralelo a los ciclo s
bioquímicos de almacenamiento y utilización de la energía, sien do en
e st eg ru po de mo lu s c os má sf ác ile sd ee st ud ia ra mb os ci cl os po r quelas
reservas se conce ntran en órganos diferen ciados. Las re servas
Capítulo I: Inducción de la fijación en moluscos bivalvos
‐42‐
energéticasaumentancuando elalimentodisponibleesmás abund ante,
siendo el glucógeno del músculo y los lípidos de la glándula di gestiva
l a s r e s e r v a s m á s i m p o r t a n t e s , y e s a s r e s e r v a s d i s m i n u y e n a l s e r
utilizadas por el molusco como fuente de e nergía para sus funci ones
vitales, entre ella s la formación de la gónada (Barber & Blake, 1991;
Devauchelle&Mingant,1991;Shafee,1981).
E l c i c l o g a m e t o g é n i c o s e g ú n s e a l a e s p e c i e , e s m á s o m e n o s
complejo. La gónada está compuesta por conductos ciliados
ramificados desde donde se abren n umerosos folículos. La
p r o l i f e r a c i ó n d e l a s c é l u l a s g e r minales que recubren la pared d el
folículodalugaralo sgametos. Aunqueeldesarrollode lagón adaesun
proceso continuo, se puede n distinguir varia s fases descriptiva s;
descanso, desa rrollo, madu rez, desove parcial y desove completo .
Cuando las gónada s o el tejido gonadal han al canzado la plena
m a d u r e z , s o n f á c i l e s d e v e r y o c u p a n g r a n p a r t e d e l c u e r p o b l a n do del
individuo. Los gonoductos que transportan lo s gametos hasta la
cavidad corporal se desarrollan, aumentan de tamaño y se pueden
observarasimplevistaenlagónada.
La gametogénesis de las células sexuales en los pectínidos ha sido
d e s c r i t a d e s d e h a c e v a r i o s a ñ o s p o r d i v e r s o s i n v e s t i g a d o r e s ( L u bet,
1951, 1959; Lucas, 1965; Dorange & Le Pennec, 1989; Dorange, 19 89)
revelando todos ell os ideas similare s con respe cto a este proce so. El
proceso de ovogénesis se encuentra dividido en tres e stadios: 1 )
P r e m e i ó t i c o , e s t a d i o e n e l q u e l a s c é l u l a s m a d r e s d a n o r i g e n a las
ovogonias primarias, que luego po r mitosi s, originarán las ovog onias
secundarias. 2) Previtelogénico, esta dio en el cual las ovogonias
secundarias ent ran en la primera fa se de me iosis orig inando los
ovocitos previtelog énicos. 3) Vitelogénico , estadio po r el cual l o s
ovocitos entran en vitelogén esis, proceso por e l que el citopla sma
acumula vitelo y las células aux iliares adheridas al o vocito se
desarrollan y modif ican. De manera similar o curre con el proce s o de
espermatogénesis, en el cual existen tres tipos diferentes d e c élulas: las
c é l u l a s m a d r e , l a s e s p e r m a t o g o n i a s y l a s c é l u l a s a u x i l i a r e s q u e
intervienen en dicho proceso. Las espermatogonias suelen dividi rse en
d o s t i p o s , l a s p r i m a r i a s y l a s s e c u n d a r i a s . L a s e s p e r m a t o g o n i a s
3.1. Introducción
‐43‐
primarias surgen d e las células madre por mitosi s y tras contin uos
procesos nuevamente de mitosis se obtienen las espermatogonias
secundarias que se convertirán a co ntinuación en espermatocitos
primarios. Estos espermatocit os primarios experimentarán la pri mera
división meiótica que originará los espermatocito s secundarios . U n a
segunda división meiótica dará origen a las espermátidas jóvene s que
experimentarán proceso s de diferenciac ión, convirtiéndolas en
espermátidasviejasyposterio rmenteenespermatozoides.
Por otro lado, el desarrollo gonadal en Ost rea edu lis c o m i e n z a
d e s p u é s d e u n a f a s e i n d i f e r e n c i a d a a l a q u e l e s i g u e o t r a d e
espermatogénesis. Las espermatogonias se dividen y forman mórul as de
espermatocitos , los cuales por posteriores d iv isiones dan lugar a u n a s
bolsas de espermat ozoides maduros. Al mismo tiempo, se pueden
reconocer ovogonias en las primeras fases d e su crecimiento (et apa de
macho inmaduro). Posteriormente, los conductos se llenan de esp erma
m a d u r o m i e n t r a s q u e e n l a p a r t e m á s i n t e r n a d e l o s f o l í c u l o s c o ntinú a
una proliferación activa de es permatogonias (Cole, 1942). La fa se
s i g u i e n t e e s d e t r a n s i c i ó n d e m a c h o a p r i m e r a f a s e d e h e m b r a . L as
m ó r u l a s d e e s p e r m a e s t á n e n e l l u m e n d e l o s c o n d u c t o s y f o l í c u l os y las
paredes de éstos están cubiertos por hemocito s. La primera fase d e
hembra ocurre a la vez que la maduración como macho. Los ovocit os
s i g u e n c r e c i e n d o y l o s f o l í c u l o s e s t á n e n e x p a n s i ó n h a s t a l l e g a r a fase
d e h e m b r a t o t a l m e n t e d e s a r r o l l a d a . L o s f o l í c u l o s e s t á n l l e n o s d e
ovocitos maduros ya listos p ara el desove. El proceso continúa con la
proliferación de mórulas espermá ticas que producen mórulas de
esperma maduro. I gual que en el pri mer desarrollo, al madurar l as
b o l s a s e s p e r m á t i c a s y a e s t á n l i s t a s l a s o v o g o n i a s m a d u r a n d o e n las
paredes del fol ículo. Lo s folículo s de u na gónada completamente
d e s a r r o l l a d a e s t á n c o n s t i t u i d o s c a s i p o r c o m p l e t o p o r c é l u l a s
primordiales (gonias) en diferentes estadios de f ormación y cél ulas
vesiculares entre los folículo s. El tamaño de las células vesic ulares es
mayor que en otras especies de o stra. También los ovocitos son mucho
mayores (110‐130 µm) y contienen mayores cantidades de sustanci a
vitelina.
Capítulo I: Inducción de la fijación en moluscos bivalvos
‐44‐
Figura 6. D i a g r a m a d e l c i c l o b i o l ó g i c o d e Ostrea edulis . E s t a e s p e c i e a l i g u a l q u e M. varia
presentaunareproducciónde tipo s ex u al ; si n em b ar g o, l af er t il iz a ci ó nd e lo v oc it o t ie n el u ga re n
el interior de la cámara inhalante. Asimismo, el ciclo de vida de este bivalvo muestra una fase
inicialpelágicayculmina conuna fasebent ónica.
3.1. Introducción
‐45‐
3.1.6.4. PUESTA
L u e g o q u e l a g ó n a d a h a a l c a n z ado su máximo desarroll o y las
célulassexualesadqu ierensuco mpletamadureztienelugarla e xpuls ión
de los gametos (puesta). La expulsión de lo s ovocitos se conoce c o m o
d e s o v e , m i e n t r a s q u e l a e x p u l s i ó n d e l o s e s p e r m a t o z o i d e s ,
espermiación. El inicio de la puesta responde a la combinación de
divers os factores de índ ole térmic o, genéti co, mecáni co y hor mo nal. El
factor de mayor in cidencia es el térmico, qu e presenta el máxi m o
controlsobrelapue stadepen diendodelasespecies.
En los pectín idos , los ovocitos y el esperma so n expulsados a l
e x t e r i o r a t r a v é s d e l a c o r r i e n t e e x h a l a n t e . L a s e s p e c i e s h e r m a froditas
pueden expulsar en una misma puesta los dos tipos de gametos, p e ro no
de forma simultánea a fin de evitar la autofecundación. Normalm ente
expulsan el esperm a y al cabo de cierto tiempo (minutos u horas ),
e x p u l s a n l o s o v o c i t o s . E l n ú m e r o m e d i o d e o v o c i t o s e x p u l s a d o s p or
puesta depende de las espe cies. En el caso de Pect en maxi mu s , los
ovocitos están sobre los 11 millone s/indiv iduo y en el caso de
Mimachlamys varia alre dedor de los 4 millones/in dividu o, siendo el
diámetrodelosovocitosenambasespeciesentre60‐65µm.
La época de la puesta en los pe ctínido s varía considerablement e de
unas zonas a otras y de una a otra especie. M. varia m u e s t r a s u p r i m e r a
maduración sexual en la primavera del año siguiente a la fijaci ón.
Ciertos autores como Lubet (1959), Lucas (1965) y Shafee (1980) , han
estudiado las poblaciones de Mimachlamys varia de la costa atlántica de
Francia, y Reddiah (1962), poblacione s de la Isla de Man. Todos ellos
describen una puesta primaveral (mayo‐junio ) y otra en otoño
(septiembre) aunque pueden suced erse puestas intermedias de men or
intensidad, como por e jemplo en el caso del Noroeste de España
(Galicia), donde se ha registrado un cic lo ligeramente adelanta do con
respectoaldeF ranciaoIrlanda .
EnGalicia ,losdesov esmá simp ortantesocurrenenabril‐mayo yen
j u l i o , y s e h a n r e g i s t r a d o d e s o v e s p a r c i a l e s e n m a r z o y a g o s t o (Parada
et al ., 1993; De la Roche et al ., 2005). Sin embargo, en animales
cultivados en suspe nsión en la zona de Málaga han sido observad as
Capítulo I: Inducción de la fijación en moluscos bivalvos
‐46‐
cuatro puestas: marzo, abril, junio y julio‐agosto (Román et al ., 1999b).
Las tres primera s van seguidas d e una rápida recuperación gonad al,
m i e n t r a s q u e l a ú l t i m a c o n c l u y e c o n e l v a c i a d o d e l a g ó n a d a .A partir de
a g o s t o s e e m p i e z a n a r e g i s t r a r a n i m a l e s c o n l a g ó n a d a v a c í a y u na alta
mortalidad.
L a s o s t r a s p e r t e n e c e n a u n a f a m i l i a q u e t i e n e u n c o m p o r t a m i e n t o
e n l a p u e s t a d i f e r e n t e d e l r e s t o d e l o s m o l u s c o s b i v a l v o s . C o m o s e c i t ó
anteriormente, la liberación d e los productos sexuales (desove y
espermiación), tienen lugar c uando éstos están maduros. Los ovo citos
y espermatozoides son descargados en la cámara suprabranquial. Si el
producto descargado es e sperma, e s t e e s e x p u l s a d o a l e x t e r i o r p or
medio de la corriente exhalante; pero si se liberan ovocitos, e stos no
siguen el mismo camino que el esperma, sino que son transportad os e n
c o n t r a d e l a c o r r i e n t e e x h a l a n t e a t r a v é s d e l a s b r a n q u i a s p a r a l u e g o
serconducido s alacámarainhalante.
Es así como en las ostras de l género Ostrea, particularmente en
Ostrea edulis , los ovocitos permanecen en la cámara inhalante para ser
fecundados por el esperma que llega por la corriente de agua qu e filtra
la ostra hembra. Los ovocitos de este género son esféricos, y en el
momento de ser liberados por l a gónada oscilan entre 110 y 130 µm.
L o s o v o c i t o s s o n i n c u b a d o s d e 7 a 1 0 d í a s d e n t r o d e l a c a v i d a d paleal
d e l a m a d r e , p e r í o d o d u r a n t e e l c u a l t i e n e l u g a r e l d e s a r r o l l o
embrionario y las primeras fases del desarrollo larvario (larva
t r o c ó f o r a ) , s i e n d o e x p u l s a d o s a l e x t e r i o r e n f o r m a d e l a r v a s b i en
desarrolladas , móviles y cap aces de alimentarse. De acuerdo a l o
manifestado por Korringa (1941), la ostra abre sus valvas
a m p l i a m e n t e , y p o r b r u s c a s c o n t r a c c i o n e s d e l m ú s c u l o a b d u c t o r
e x p u l s a n u b e s d e l a r v a s , a l o q u e Y o n g u e ( 1 9 6 0 ) , a ñ a d e q u e e s t e
proceso se repite varias ve ces a intervalos irregulares y parec e
requerir varias horaspara completarse.La épocade puestad e O. edulis
e n l a s c o s t a s g a l l e g a s s e i n i c i a e n l o s m e s e s d e m a r z o ‐ a b r i l y continua
durante junio‐jul io. Luego de una breve recupe ración se produce n
n u e v a m e n t e p u e s t a s m á s o m e n o s a b u n d a n t e s d e a c u e r d o a l a s
condiciones del año. Estas puest as pueden prolongarse hasta fin ales de
noviembre.
3.1. Introducción
‐47‐
3.1.6.5. DESARROLLO EMBRIONARIO
El desarrol lo embrionario de los molusco s descrit o
detalladamente por Raven en 1966, engloba una serie d e procesos q u e
v a n d e s d e l a m a d u r a c i ó n d e l o s o v o c i t o s , l a f e r t i l i z a c i ó n y l a s d i s t i n t a s
fases de la segmentación hasta que alcanzan e l estado de larva
trocófora.
A. Maduración
En los moluscos b ivalvos, los macho s expulsan al exterio r
espermatozoide s maduros y la s hembras ovocito s. El ovocito form ado
es diploide, y su proceso de mad uración comprende generalmente la
disolución de la vesícula ger minal, las do s divisiones mei ótica s y la
f o r m a c i ó n d e d o s c u e r p o s p o l a r e s . C a b e i n d i c a r q u e l a s o s t r a s n o
liberanalexteriorlosovocitos,y porlotanto,lamaduración deestas y
la posterior fert ilización ten drán lugar en el interio r de la c ámara
suprabranquialdela shembras.
B. Fertiliza ción
Ciertas sustancias producidas por los ovocitos y espermatozoid es
p u e d e n j u g a r u n i m p o r t a n t e p a p e l e n l a f e r t i l i z a c i ó n . L a s p r o d u cidas
por los ovocitos aglutinan el esperma y aumentan l a movilidad ( Tyler,
1949), mientras que el esperma c ontiene ciertos compuestos que
p r o v o c a n l a l i s i s d e l a m e m b r a n a d e l o v o c i t o ( W a d a et al. , 1956). El
espermatozoide pue de penetrar po r cualquier parte del ovocito
(Galtsoff, 1964), prod uciéndose pocos segundos después una
membrana de fertilización que impe dirá el paso de nuevos
espermatozoides. A unque varios espermatozoides pue den rodear al
mismo ovocito, sólo uno penetra en su citopla sma siendo los dem ás
expulsados al comienzo de la segmentación. Ya formada la membra na
de fertilización se pro duce la reducción cromosómica de l ovocit o.
S e g u id a m en te se da l ug ar al af o r m ac i ó nd el pr im e rc ue rp o p o la ry m ás
tarde el segundo en el mismo polo de l animal. Una vez formado e l
huevo cromosómicamente dip loide, comenzará a segmentarse para
sufrir todoelp ro cesoembrionario .
Capítulo I: Inducción de la fijación en moluscos bivalvos
‐48‐
C. Segmentación
La primera división segmenta meridionalmente el huevo en dos
células de siguales (la cé lula pequeña e s el polo animal y la cé lula
mayor opuesta el polo vegetal) al igual que la segunda división con la
que forma un ángulo recto. La terce ra división c orta las c élula s en el
plano ecuatorial y separa lo s cuatro macrómero s en el polo vege tal de
los cuatro micrómeros en el polo animal. En la cuarta y quinta división
resultan 16 y 32 blastómeros, respectivamente, saliendo de cada
m i c r ó m e r o d o s c é l u l a s p e q u e ñ a s y d e c a d a m a c r ó m e t r o u n a c é l u l a
g r a n d e y u n a p e q u e ñ a . A l t e r m i n a r la q uinta divi sión los micróm eros
envuelven a los macrómeros. La segmentación es espiral,
caracterizándose p orque los blastómeros re cién formados giran y
c a m b i a n s u p o s i c i ó n e n e l e m b r i ó n , d a n d o l u g a r a l a f o r m a c i ó n d e una
mórula irregular, desde el polo animal hacia el polo vegetal, sobre la
superficiedelosmacrómeros.
Las sucesivas segmentaciones del huevo dan lugar a la formació n
d e l a b l á s t u l a , q u e e s t á f o r m a d a p o r u n c o n j u n t o d e c é l u l a s e p i teliales
llamadas blasto dermo y por un e spacio cer rado lleno de líquido
denominado blastocele; asim ismo, aparecen cilio s alrede dor de l a
región ecu atorial d el embrión, al igual que en las células ap ic ales del
polo animal, d onde se dispondrán formando un anillo. A continua ción
seproducelagastrulación,etapadondeseproduceladiferenci aciónde
las capas germinales que dan origen a los esbozos de los órgano s del
animal. La gastrulación ocurre n o r m a l m e n t e p o r d e s p l a z a m i e n t o s
celulares. Pocas horas después de la fertilización aparecen for mas que
se mueven irregularmente, y que a medida que sus cilios se hace n más
p a t e n t e s c o m i e n z a n a s e p a r a r s e d e l f o n d o . L a g á s t r u l a e s t á f o r m ada
por tres capas denominadas blastodérmicas o germinativas que
correspondenalectodermo(capaexterna), endodermo(capainter na)y
mesodermo (capa in termedia). E l d e s a r r o l l o d e l a g á s t r u l a d a c o m o
p r o d u c t o f i n a l u n a f o r m a l a r v a r i a , c o m e n z a n d o e n e s e m o m e n t o e l
desarrol lolarvario.
3.1. Introducción
‐49‐
3.1.6.6. DESARROLLO LARVARIO
Las primeras formas móviles pelágicas p rocedentes de la
segmentación del huevo se denominan l arvas trocóforas. El desarrollo
de esta larva marca el ini cio de su fase l arvaria en el plancto n. Cuando
el embrión e ntra en la fase de trocófora apare cen dos im portant es
estructura s, la primera una cor ona de cilios móviles conocida c omo
p r o t o t r o ca q u ee st á ce n t ra da e n el p o lo a n i ma ly r e al i z ae ve n tu almente
la función de locom oción de la larva y la segun da, la glándula de la
concha,que esuna invaginación ectodérmicamás cerca delpolo animal
que del polo vege tal, encargada de segregar la concha larva ria
rudimentaria.
E l t i e m p o e n e l q u e e l e m b r i ó n s e e n c u e n t r a e n e s t a d o l a r v a r i o
sueleser deunas 24 a48 horasdependiendode laespecie. Dura nteese
tiempo se realizan una serie de cambios en la morfología extern a de la
larva trocófora como la evaginación de la glándula de la concha ,
secreción y expansión de la concha, formación del penacho anal y ano,
formación gradual del velo y por último formación de la ca vidad d e l
manto, en el que se desarro llarán el pie y otras e structura s .
Posteriormente la larva alcanzará el estado de larva veliger , e n e l q u e
d e s a r r o l l a r á s u s ó r g a n o s i n t e r n o s q u e l e p e r m i t i r á n a l i m e n t a r s e y
n a d a r . A d e m á s , a m e d i d a q u e v a c r e c i e n d o , l a l a r v a r e c i b e d i s t i ntos
nombres que hacen referencia a los cambios más patentes en su
morfología:charnelarectaoformaenD,umbonadaypedive liger .
La prototroca de la trocófora origina un velo ciliado en el ma rgen
exterior, que le servirá a la larva para su locomoción. Asimi sm o,
presenta un pie rudimentario que aparece debajo de la boca y alcanza
su completo desa rrollo al fina l de la vida larvaria. Cuando la concha
rodea las partes b landas, la larva ha alcanzado la fase veliger d e
charnela recta o de larva D (en el cual la larva desarro lla un
exoesqueleto calcáreo). E l velo es el órgano más caracte rístico d e l a
l a r v a e n D y é s t e s e m a n t e n d r á d u r a n t e t o d o e l e s t a d o d e v e l i g e r. A
continuación la charnela se curva y desarrolla el umbo, que per manece
hasta la metamorfosis, pasando a denominarse larva umbonada. Al
alcanzaruna talladeterminada,que variará segúnlasespecies, aparece
Capítulo I: Inducción de la fijación en moluscos bivalvos
‐50‐
elpie(órganocontrá ctilcubiert odecilios),lag lánduladel bisoydoso
tres filamentos bra nquiales prim arios. Esta fase larvaria se co noce
c o m o l a r v a p e d i v e l i g e r . E n l o s p ectínidos, esta larva presenta una
mancha ocular u ojo, que indica, junto con la formación del pie , la
proximidaddelafija ciónylametamorfosis.
El desarro llo larvari o en los pectínido s es semejante al de o t ras
familias de bivalvos. En Pecten maximus , e l o v o c i t o f e c u n d a d o p a s a a
larvaDveligeren unas48horasypresenta unatallad e115‐12 0µm.Al
llegar a larva umbonada mide aproximadamente 180 µm y cuando ll ega
a la fase de pediveliger su ta maño comprende entre 225‐230 µm. En
relación a Mimachlamys varia y Aequipect en opercula ris , ambas
especies presentan larvas de menor tamaño que Pecten maxim us . Las
l a r v a s D v e l i g e r o v e l i g e r d e c h a r n e l a r e c t a t i e n e n u n a t a l l a m edia de
95‐100 µm y las pediveliger alcanzan las 210 µm. Además cabe in dicar
que durante esta últ ima fase de pediveli ger las larvas de M. varia s e
distinguen de otra s larvas de pe ctín idos por la presencia de un a
mancha circularde coloración vi o l á c e a en d e sa r ro l lo ce r ca d e l músculo
abductoranterio r(Louro et al .,2003).
E n l o q u e r e s p e c t a a Ostrea edulis podemos indicar que
e x p e r i m e n t a u n d e s a r r o l l o l a r v a r i o d i v i d i d o e n d o s f a s e s : l a p r imera
fase se desarrolla dentro de l a concha en la zona intervalvar y l a
s e g u n d a e n e l e x t e r i o r . L a h e m b r a i n c u b a l o s o v o c i t o s e n l a c á m ara
inhalante de 7 a 10 días. En este período se produce el desarro llo
embrionario y parte del larvario hasta el estado de larva velig er en D.
L a o s t r a e x p u l s a l a s n u b e s d e l a r v a s b i e n d e s a r r o l l a d a s , a b r i e n do sus
valvas ampliamente por contr acciones brus cas de los mú sculos. E sta
acción se repite en varias oportunidades por intervalos irregul ares. El
número de larvas producidas varía de acuerdo altamaño y a la e dad de
la ostra. En situaciones normales la s ostras maduras expulsan u na
media de 800.000 y 1.500.000 larvas. La talla media de las la rv as
veliger (larva con charnela re c ta), recié n emitidas, oscila en t re 150‐
180 μm de longitud máxima. Lo má s característico en ella e s la
presencia de una corona d e cilios o v e l o , q u e l e s i r v e t a n t o p a ra nadar
como para capturar e l alimento. Las larvas planct ónicas permane cen
nadando durante un perío do largo de tiempo dependiendo de las
3.1. Introducción
‐51‐
condiciones y del medio . Durante ese tiempo el ta maño de las larvas se
duplica (aproximadamente 250 μm) y cambia la forma externa y
estructura interna, denominándose l arvas umbonadas o larva s
pediveliger. Al apare cer el pie y la mancha ocular u ojo, es el m o m e n t o
en el cual las larvas próximamente dejarán de nadar para fijars e a un
sustrato.
Figura 7. V ista del lado izquierdo de l a larva veliger de la ostra Crasso strea virginica (x380),
(Elston, 1980). Durante el desa rrollo de esta etapa, la la rva p resenta como principales
característi casunacorona decil iosyelveloqueleservirán paranadaryalimen tarse,yaquecon
el latido de los cilios del velo dirigirá las partículas alimen t i c i a s h a c i a l a b o c a y a s í p o d e r
capturarelali mento,ade másde serlafue rzamotriz delaacti vidadnatatoria.
Capítulo I: Inducción de la fijación en moluscos bivalvos
‐52‐
C a b e m a n i f e s t a r q u e e x i s t e n f a c t o r e s e x t e r n o s q u e i n f l u y e n e n el
d e s a r r o l l o l a r v a r i o d e l a s e s p e c i e s , l a t a s a d e c r e c i m i e n t o p o r e j e m p l o ,
cuanto más rápido es el crecimiento se observa una supervivenci a
mayor y una mayor proporción d e fijación (Walne, 1956). Asimism o,
d e s t a c a n o t r o s f a c t o r e s c o m o l a temperatura, la salinidad, el alimento,
elpH,la densidadlarvariaenel cultivo,lacalidaddelagua, lo s ag e nt es
patógenosylaaireación.
3.1.6.7. FIJACIÓN
Al alcanzar la fase de pediveliger las larvas tienden a ir hac ia el
fondo pasando de la fase natatoria a una fase re ptante, en la q ue se
a l t e r n a n a m b a s f o r m a s d e l o c o m o c i ó n . E l e s t a d o d e p e d i v e l i g e r e stá
asociado a un comportamiento de exploración del sustrato y conc luye
c o n l a f i j a c i ó n d e l a l a r v a a l m i s m o , a l a v e z q u e t i e n e l u g a r la
metamorfosis, en la que la larva transforma sus est ructuras
adquiriendolaspro piasdeunanimaladulto .
Se denomina fijación al proceso por el cual las larvas se adhi eren
a un sustrato. Es una respuesta reversible, explorato ria y de
comportamiento de las la rvas mad uras en busca de un sustrato
apropiado.Lalarvapediveligeresel últimoestadiolarvarioa ntesd ela
fijación y metamorfosis en los mo luscos bivalvos. Esta s larvas
muestran un comportamiento variable alternando períodos de nata ción
y alimentación con el velo y desplazamientos en el fondo con el p i e e n
busca de un su strato ade cuado para su fija ción. Autores como
Scheltema (1974) y Burke (1983), definen el término fijación, c omo el
p r o c e so p o re l c u a l ,l as l a rv a s s e a d h i e r e na u n s u s t r a t o .U n a vez fijado
el animal termina su vi da larvaria , ocurrien do el pa so de la vi da
pelágica libre a la vida bentónica , más o menos sedentaria y
culminando, sea el caso, con la inmovilidad del individuo. Sin embargo,
Rodríguez et al . (1993), definieron la fijación como el principal
proceso por el cual el comportamiento comienza con la búsqueda de un
apropiado su strato y culmina con la metamorfosis distinguiéndos e
además dos fases diferenciadas: 1) f a s e d e b ú s q u e d a d e l s u s t r a t o y 2)
fase de residencia permanente o fijación al sustrato con una po sterior
metamorfosis y la realización de e ventos morfog enéticos en dich os
3.1. Introducción
‐53‐
sustratos. La fijación no sólo está condicionada por caracterís ticas
propias de cada especie y de la larva en s í (grado de desenvolv imiento,
tamaño, etc.), si no que del mismo modo, se encuentra afectada por las
característ icas físic as del medi o y por determinado s factores
ambientales.
Morse & Morse (1984), manifiestan que el primer estímulo que
inicia la fijación de las la rvas de muchos invertebrados marino s está
relacionado con las señales químicas asociada s al sustrato. Asi mismo,
l a r v a s d e d i v e r s a s e s p e c i e s d e m o l u s c o s s e f i j a n y m e t a m o r f o s e a n
selectivamente en diverso s sustratos con particula res caract erí sticas
físicas,químicasobi ológicas(Mesías‐Ga nsbiller et al .,2008).
De acuerdo a lo manifestado por Carriker (1986), Bourne et al .
(1989), Cragg & Crisp (1991) y Rodríguez et al . (1993), la fijación de
las larvas competentes de moluscos bivalvos comienza con un per íodo
deinvestigacióndelsustratoapropiado(durante elcualla lar vanada y
repta en la superfi cie) y finaliza con la fijación que conlleva a l
desarrollo de la metamorfosi s. El sust rato de fijación debe pro veer
condiciones apropiadas para la e xitosa metamorfosis larvaria. P ara la
realización de e ste proceso de fijación, e s necesario que las l arva s
deban se r competentes, y pa ra alcanzar dicha c ompetencia, es pr eciso
que se desarrollen determinadas estru cturas la rvarias y ocurra un
cambio en su comportamiento de vida. Para ello se desarro llan c iertos
órganos que dan fe de ello, c omouna mancha ocularconocida como ojo
y un órgano pedal denominado pie . Internamente también se
desarrolla n otros si stemas como los tentáculos sensoriales cefá licos
ramificados pertenecientes al Sistema Nervioso Central (Morse et al .,
1980).
Las dificultades presentadas en el cultivo comercial de molusc os
bivalvos están asociadas princip almente a la fijación y metamor fosis
larvaria. El porcen taje de fijac ión y metamorfosis de larvas se
considera de gran importancia por ser un pu nto crítico para la
acuicultur a. Para muchas espe cies de molusco s bivalvos , esta fa se final
d e l a v i d a l a r v a r i a p r e v i a a l a m e t a m o r f o s i s e s l a m á s d e l i c a d a d e l
desarrollo , ya que e n ella se pro ducen grande s mortali dades. Ca be
Capítulo I: Inducción de la fijación en moluscos bivalvos
‐54‐
i n d i c a r q u e l a s u p e r a c i ó n d e l a s e t a p a s d e f i j a c i ó n y m e t a m o r f o sis
s u p o n e s i n d u d a e l c u e l l o d e b o t e l l a m á s i m p o r t a n t e p a r a l a o b t enci ón
d e s e m i l l a , c o m o e s e l c a s o d e l a o s t r a p l a n a , p r o c e s o s e n l o s que son
habitualeselevadas mortalidades delarvasendondesesupe rae l95%.
En los pectínidos, la aparición del doble anillo y la conserva ción
delvelo, el cuallespermite nadary reptarsobre elsustrato, son claras
evidencias de que las larvas están competentes para la fijación ,
alcanzando una talla aproximada de 200 a 250 µm. Los sustratos
p r e f e r i d o s p a r a l a f i j a c i ó n p o r l o s p e c t í n i d o s s o n s u p e r f i c i e s
filamentosas,comolasalgas ,br iozooseinclusofilamentosde rede s.
E n Mimachlamys varia a s í c o m o e n o t r o s b i v a l v o s , l a s l a r v a s s e
encontrarán competentes para la fijación y metamorfosis pocos d ías
despuésdeldesarrollodeun umbopocoprominente yen suinter ioren
la región central se observar á una mancha ocular de pigmentació n
oscura(violácea)ylaconchadenotaráunengrosamientoenelr eborde .
Si la larva encuentra un a decuado sustra to, esta se fijará por medio de
unasecrecióncementanteproveni entede laglánduladelbiso(B eira s&
Widdows,1995).
E n e s t a e t a p a d e l d e s a r r o l l o , M. varia presenta un fototropismo
negativo y geotropismo positivo, por lo que se encuentra cerca de los
fondos. Sus movimientos re ptantes y natatorio s están asociados a un
c o m p o r t a m i e n t o d e b ú s q u e d a , d u r a n t e e l c u a l l a l a r v a p u e d e o n o
recibir estímulos que desencadenen la fijación (Cáceres, 1994). Las
larvas de M. varia presentan el biso de for m a p e r m a n e n t e , y l o s
a n i m a l e s a d u l t o s v i v e n f i j o s a u n s u s t r a t o p u d i e n d o d e s p e g a r s e y
v o l v e r s e a f i j a r . L a f i j a c i ó n d e l a r v a s d e M. varia está determinada por
ciertosfactorestalescomolai ntensidaddelaluz,laorienta ción,tipo y
disponibil idad del su strato. Las mejores tasas de fi jación larv aria han
provenido de sustratos de gran tamaño en condiciones de poca
iluminación, y de igual manera con e l uso de co lectores de PVC o
polietileno de supe rficies cóncavas co locadas en posi ción horiz onta l
(DelaRoche et al .,2005).
La fijación en la larva de Ostrea edul is , a l i g u a l q u e l o s d e m á s
moluscos bivalvos, debe pasar por un período de alimentación,
3.1. Introducción
‐55‐
c r e c i m i e n t o y d i f e r e n c i a c i ó n , s u c e s o s p r e v i o s a l a f i j a c i ó n y p osterior
metamorfosis. Si las condicion es del medio son las más óptimas, l a s
larvas se volverán competentes; es decir, alcanzarán un estado
f i s i o l ó g i c o e n e l c u a l s o n c a p a c e s d e e x p e r i m e n t a r l a m e t a m o r f o sis. De
acuerdo a lo manifestado por Chia (1977), el estado fisiológico d e b e
estar marcado por una serie de características m orfológicas
reconocibles que suelen coin cidir con el desarrollo de receptor es
sensoriales. Las larvas de esta espe cie, presen tan un geo tactis mo
negativo, permaneciendo a nado hasta alcanzar una talla de
aproximadamente300µm, momento enelcualsedejaráncaeralf ondo.
Alcanzada esa talla , la larva es denominada pe diveliger debido a que
han ocurrido en ella diversos cambios estructural es, entre los que se
observa el desarro llo de un p ie cubierto de ci lios, en cuya bas e se
localiza la glándula del biso y encontrándose los músculos abdu ctores
anterior y posterior que le permitirán cerrar las valvas. Cabe indicar
que el músculo ante rior desap arece en las ost ras fijada s, lo qu e le
permitirá alternativ amente la natación y reptar sobre el s ustra to en
busca del lugar a decuado pa ra su fijación . Asimismo , el proceso d e
fijación se relaciona íntimamente con la aparición en la superf icie del
m a n t o d e u n p a r d e o c e l o s ( u n o a c a d a l a d o ) d e n s a m e n t e p i g m e n t a dos.
Posteriormente, ubicada en la zona apropiada, la larva se fijar á a la
valva izquierda por medio de una secreción cementante de la glá ndula
d e l b i s o , q u e f i j a r á d e f i n i t i v a m e n t e a l a l a r v a e n p o c o s m i n u t o s. Es así
como la vida larvaria culmina cuando la ostra se fija a un sust rato. Una
v e z q u e l a l a r v a e s t á f i j a d a , s i é s t a l l e g a a d e s p e g a r s e n o t e n drá la
capacidadparavolve rseafijar.
P o r o t r o l a d o , e n c u a n t o a l p r o c e s o d e f i j a c i ó n d e l a s l a r v a s de la
ostra americana Crassotrea v i rginica , Nelson (1924), manifestó que la
larva completamente desa rrollada nada con el pie saliendo entre l a s
v a l v a s y a l t o c a r u n a s u p e r f i c i e s ó l i d a d e j a d e n a d a r , y s e g u i d amente
recoge el velo parci almente y comienza a a rrastrarse sobre el p ie.
D i c h o c o m p o r t a m i e n t o p u e d e c a m b i a r i n e s p e r a d a m e n t e y r e i n i c i a r la
natación recogiendo el pie, expandien do el velo y conti nuando l a
natación.Sinembargo,cuandola l arvaestápreparadaparafija rse,esta
se arrastra hasta encontrar condiciones adecua das: extiende el pie ,
Capítulo I: Inducción de la fijación en moluscos bivalvos
‐56‐
g i r a d e l a d o c o n l a v a l v a i z q u i e r d a t o c a n d o e l s u s t r a t o y l u e g o s e
detiene; a continuación la glándula del biso descarga una susta ncia
cementante que fija la larva en pocos minutos. Cranfield (1973) acorde
con las descripciones aportadas por Nelson, amplió la informaci ón
existente, describiendo fases muy definidas y en general sucesi vas en
el comportamiento de fijación de la larva pediveliger de Ostrea edulis .
Coincide con Nelson sobre e l comportamiento nadante y reptante en
las fases i niciales de la fijación; con movimientos muy suaves sobre el
s u s t r a t o , p r o d u c i d o s t a l v e z p o r l o s c i l i o s d e l p i e , p i e m u y e x tendido
con desplazamientos largos y giros tenues, seguido de movimient os en
forma de contraccion es que se incrementa n en número e intensida d. Se
observan asimismo, desplazamientos cada vez más corto s con giro s
h a c i a l a i z q u i e r d a c o n f r e c u e n c i a y p o r ú l t i m o l a c e m e n t a c i ó n
propiamente dicha, unión def initiva a un sustrato sob re la valv a
izquierda.
Estudios preliminares a nivel de labo ratorio indican que las
superficie s de preferencia par a la fijación de l as larvas de os tra son
aquellas horizontale s, rugosas y previamente colonizadas por ad ultos
d e l a m i s m a e s p e c i e . L a f i j a c i ó n e s t á f a v o r e c i d a p o r l a l u z y a limento
abundante, así como por una dens idad l arvaria media o alta (Bei ras &
Widdows,1995; Rico‐Villa et al ., 2006). Por otro lado,Fitt et al .(1990)
y Tritar et al . (1992), describen que las la rvas de ostras tienen la
habilidad para iniciar el comportamiento de la fijación y compl etar la
m e t a m o r f o s i s e n r e s p u e s t a a l a p r e s e n c i a d e u n b i o f i l m b a c t e r i a no.
Cabe indicar que muchos invertebra dos marinos son capaces de
realizaruna selección precisade hábitatsespecíficosen el mo mentode
la fija ción y la metamorfosis. En ese sentido, l as larvas de os tra tienen
un comportamiento gregario; es decir, seleccionan superfi cies p ar a
fijarse asociadas con organismos d e l a m i s m a e s p e c i e , t a l c o m o se
puedeobservarenlafigura8.
3.1.6.8. METAMORFOSIS
E l i n i c i o d e l a m e t a m o r f o s i s e s t á í n t i m a m e n t e u n i d o a l a f i j a c ión.
La metamorfosis es un proceso que engloba todos los fenómenos q ue
sufren l as larvas para adquirir las estruct uras y el aspecto de un animal
3.1. Introducción
‐57‐
a d u l t o y q u e p e r m i t e n e l p a s o d e l a v i d a p l a n c t ó n i c a o n a d a n t e , a u n a
vida bentónica. Durante es te proceso , la larva deja de captu rar
partículas con el ve lo y consume las r eservas acumuladas (partí culas
orgánicas) que fueron capturadas en suspensión. Si no encuentra u n
sustrato adecuado l a larva puede retrasar la metamorfosis duran te
varios días. Bayne (1971, 1976), manifiesta que la fijación y l a
metamorfosis en larvas de bivalvos implica importante s cambios
fisiológicos y mo rfológico s que incluy en la pérdida de l velo, e l
desarrollo de las branquias y el aparato que sirve para la alim entación,
la reorganización de los ó rganos internos y la secre ción de la
disoconch a.
Durante este periodose producen altas tasas de mor talidad tan to a
nivel de cultivo (cri adero) como e n el medio nat ural. Sin e mbar go, la
inducción rápida d e la metamorfosis en estas l arvas competentes p u e d e
reducir lo s costes de pro ducción aso ciados a la producci ón en los
criaderos para producir el nú mero deseado de semilla s y reduc ir e l
tiempolarvario(O’Connor et al .,2009).
Cuando ocurre la metamorfosis en M. varia , e l p i e s e a t r o f i a s i n
desaparecer. E l músculo abductor ant erior suele desin tegrarse y e l
posteriorgira ensentido contrarioa lasagujas delreloj. Una v e z f i j a da
l a l a r v a , o c u r r e u n a r á p i d a y d r ástica metamorfosis, convirtién dola en
u n a d u l t o e n m i n i a t u r a d e n o m i n a d a p o s t l a r v a o s e m i l l a . D u r a n t e l a
m e t a m o r f o s i s a l g u n o s ó r g a n o s l a r v a r i o s d e s a p a r e c e n y l o s q u e
p e r m a n e c e n s e r e o r g a n i z a n . E s a s í c o m o l a p o s i c i ó n d e l a b o c a y d e l
ano cambian, girando aproximad amente 180 grados en sentido
contrario a las agujas de l reloj. El velo y sus múscu los retrac tores
d e s a p a r e c e n , l o m i s m o q u e e l p i e y e l m ú s c u l o a b d u c t o r a n t e r i o r .
Asimismo, el músculo a bductor poste rior gira en la misma direcc ión
quelabocaye lano,ademá sdesa parecenlasmancha socularesy elpie .
Por último, el animal metamorfoseado comienza a segregar la con cha
definitiva conocida con el nombre de disoconcha. Finalmente el
individuopresen taunaspectoylasca racterísticas desuspro g enitores.
Capítulo I: Inducción de la fijación en moluscos bivalvos
‐58‐
Figura 8. Representación gráfica de u n modelo de fijación natur al y post erior metamorfosis
larvaria de la ostra Crassotrea gigas frente a estímulos químicos con neurotr ansmisore s: L‐
DOPA, epinefrina y norepinefrina (Coon & Bona r, 1985). El model o señala com o una larva
competente nadadora es inducida para extender el pie e iniciar el comportamiento de la fijación
mediante la percepción de molécu las miméticas de L‐DOPA transmi t i d a s p o r e l a g u a . L a s l a r v a s
podrían encon trar estas moléculas indu cidas a un a concentra ción suficientemente a lta si se
e n c u e n t r a n p r ó x i m a s a l a f u e n t e d e i n d u c c i ó n . S i e l a m b i e n t e e s adecuado, la larva comienza su
comport amiento caracterís tico de repte o (arrastre) a lo largo d el sustr ato. Cuando ocurre el
reptado,factoresmedioambiental e sco mol alu z,te xtur a,s eñ ale squímicassubsecuentesllegan a
ser cada vez más import antes com o indicadores de un apr opiado s u s t r a t o . S i e l s u s t r a t o e s
a p r o p i a d o l a l a r v a s e f i j a p o r s í m i s m a ; s i e l s u s t r a t o e s i n a p r o p i a d o l a l a r v a r e t o r n a a l a
natación. Después de que l a fija ción irreversible ha ocurrido, l a liberación de moléculas
endógenastanto deepinefrinacom odenorepinefrinainduceeli niciodelame tam orfosis.
3.1. Introducción
‐59‐
E n O. edulis ,lametamorfosissuponelacementación permanentede
la concha al sustrato, así como la de saparición del velo, pie, músculo
abductor anterior y ojo; contrario a ello ocurre la aparición d e palpos
labiale syela boració ndebranq uiasy bordesde lmanto(C ranf ie ld,1973,
1974).
3.1.6.9. FACTORES ENDÓGENOS Y EXÓGENOS QUE INDU CEN LA
FIJACIÓN Y METAMORFOSIS
Las investigaciones desa rrolladas s obre la fijación y la
metamorfosis de los moluscos bivalvos, ponen de manifiesto que ambos
procesos son cruciales pa ra el desarrollo de los propios organi smos,
debidoaqueincluyenimportantescambiosanatómicos.
Como se ha mencionado con anteriorida d, una vez que las larvas
han adquirido el estado de compete ncia, éstas pueden detectar
estímulos externos y responder a través de la fijación (Rodríg u ez et al .,
1992). La fijación y la metamorfo sis, no sólo están condicionad as por
características propias de la especie y de la propia larva, sin o también
están afectadas por las caracter ísticas físicas del medio y por diversos
inductores. L a n a tu r a le z a d e lo s es tí m u l os i n du ct o r e se s d if er e nt es eg ú n
las dist intas especie s de invertebra dos marinos, dependiendo de l a
densidad, la temperatura y las c ondiciones del sustrato. En con diciones
naturales se conoce que muchos invertebrados marinos s on capace s de
r e a l i z a r u n a s e l e c c i ó n p r e c i s a d e h á b i t a t s e s p e c í f i c o s e n e l m o mento de
la fijación y metamorfosis. Como prueba de ello, las larvas de ostra
presentan un comportamiento gregario , seleccionando superficies para
fijarseasociadascon organismosdelamismaespecie.
Es así que existen varias señal es inductoras externas, tanto
naturales como a rtificiales . En términos ge nerales, l as señales
inductoras naturales pueden esta r asociadas a tres tipos de fue ntes: 1)
individuos conespecíficos (High smith, 1982; Hadfield, 1986; Paw lik,
1986; Raimondi, 1991), un tipo de asentamiento inducido por par te d e
i n d i v i d u o s d e l a m i s m a e s p e c i e q u e d e t e r m i n a n l o s p a t r o n e s g r e g arios
en la naturaleza; 2) films microbianos (Kirchman et al ., 1982; Morse et
al ., 1984; Maki et al ., 1989; Pearce & Scheibling, 1991), de distinta
Capítulo I: Inducción de la fijación en moluscos bivalvos
‐60‐
naturaleza como por ejemplo films de dia tomeas y cianobacteria s
(Akashige et al .,1981;Morse et al ., 1984)ofilmsbacterianos(Kirchman
et al . , 1 9 8 2 ) , s i e n d o e s t e t i p o d e i n d u c c i ó n l a m á s e s t u d i a d a , y 3)
especies presa (Barnes & G onor, 1973; Morse & Morse, 1984; Hadf ield &
Pennington, 1990), dado que existen numerosas especies cuyas la rva s
son inducidas a fijarse por organismos que van a constituir e l alimento
delosreclutasoadultos.
A partir de información compilada en los sistema s naturales se
han podido detectar una variedad d e s u s t a n c i a s q u e p o r s i m i s m a s
(muchas son neurotransmiso res), sus precursores o iones, son capaces
d e i n d u c i r l a f i j a c i ó n e n l a r v a s d e d i v e r s a s e s p e c i e s d e i n v e r t ebrados
marinos bentónicos (Rodríguez et al ., 1992). Esto ú ltimo estaría
indicando de alguna manera la existencia d e receptores neuronal es, al
menos en los procesos iniciales que desencadenan esta respuesta (Yool
et al .,1986) .
Los mecanismos moleculares que conllevan a la adquisición de l a
competencia larvaria y a la inducción de la fijación y metamorfosis en
moluscos bivalvos son poco c onocidos. Se piensa que los estímul os
primarios que inician la f ijación de estos inve rtebrados marino s son
señales químicas asoci adas con el sustrato (Morse & Morse, 1984 ). Las
larvas de distintas especies de invertebrados marinos ne cesitan d e
sustancias inductora s de natural eza diferente, cuya actuación p arece
estar mediada por receptore s. Hofmann et al . (1996), White et al .
(1997) y Wong & Shi (1995), declaran que muchos de los genes qu e
codifican para estos recept ores se expresan única mente durante esta
etapa, observándose una correlación en tre los niveles de mRNA d e
estos receptore s y la metamorfosi s. Se cree que las sustancias
inductoras po drían actuar sob re factores de transcripc ión
intracelulares, activando un a cascada de regulación génica en l os
tejidos que se remodelan durante este proceso (Tsai, 1994; Yu et al .,
1997). Es así como la in ducción de la fijación y la metamorfosis en
invertebradosconllevacambiosenla expresióndeciertosgenes ,conel
findecompletarla transformacióndelaformalarvariaenform aadulta
(Degnan&Morse,1995;Inoue et al .,199 6;Jackson et al .,200 2).
3.1. Introducción
‐61‐
U n a g r a n v a r i e d a d d e s u s t a n c i a s n a t u r a l e s y q u í m i c a s h a n s i d o
capaces de mostrar su inducción sobre la fijación y la metamorf osis en
larvas de dife rentes especie s de moluscos . Algunos factores
ambientales, como la naturaleza del sustrato o biofilms que lo
colonizan, han sido descritos como potenc iales inductores de la
fijación en diferentes especies d e o s t r a y p e c t í n i d o s ( F i t t et al ., 1990;
Tritar et al .,1992).
Much os prod uct os quím icos han demo strad o ser efecti vos
i n d u c t o r e s d e l a f i j a c i ó n y d e l a m e t a m o r f o s i s e n b i v a l v o s y o t ros
moluscos, entre los que destacan : el ácido γ‐amino‐n‐but írico ( GABA),
L‐3,4‐dihidroxifenilalanina (L‐DOPA), epinefrina, norepinefrina ,
bitartrato de epine frina, el 3‐isobutil‐ 1‐metilxantina (IBMX) , colina,
cloruro de potasio , ácido a minovalérico, aceti lcolina, d opamina ,
glutamato monosódico, serotonina, clo ruro de amonio, así como l os
iones K +1 , Ca +2 , Mg +2 , NH 4 +1 . En ocasiones, la capacidad de estas
sustancias químicasdeinduc irl ametamorfosisylafijaciónen bivalvos
y otros molus cos ha pro ducido resu ltados discordantes (Morse et al .,
1980; Coon & Bonar, 1986; Coon et al ., 1985, 1986, 1989, 1990a,b;
Hadfield, 1986; Bonar et al ., 1990; Fitt et al ., 1990; Tritar et al ., 1992;
Rodríguez et al ., 1993; Beiras & Widdows, 1995; Walch et al ., 1999;
Doroudi & Southgate, 2002; Dobretsov & Qian, 2003; Zhao et al ., 2003;
García‐Lavandeira, et al ., 2005; Li et al ., 2006; Mesías‐Gansbiller et al .,
2008; Stewart et al ., 2008; Yu et al ., 2008; O’ Connor et al ., 2009). Las
larvas de las diversas especies de b ivalvos no re sponden de la misma
manera a la acción de las sustancias químicas que inducen la fi jación y
la metamorfosis (P alwik, 1 9 90; García‐Lavandeira et al ., 2005). Por
otro l ado, la concentración y el tiempo de exposición a tales s ustancias
neuroactivas para provocar una r espue sta son específicas para c ada
especie(García‐Lavandeira et al .,2005).
3.1.7. COMPUESTOS QUÍMICOS INDUCTORES
Los compuestos químicos utiliza dos en el presente estudio como
posibles inductore s de la fijación son: el ácido γ‐amino‐n‐butí rico
(GABA), la epinefrina (adrenalin a), el 3‐isobutil‐1‐metilxantin a (IBMX),
Capítulo I: Inducción de la fijación en moluscos bivalvos
‐62‐
la L‐3,4 ‐dihidroxifenilalan ina (L‐D OPA) y la n orepinefrina
(noradrenalina),talcomosea preciaenlafigura9.
El estudio de estos compuestos químicos inductores es de gran
i m p o r t a n c i a y a q u e p e r m i t e s u g e r i r p o s i b l e s m e c a n i s m o s a t r a v é s d e l o s
cuales la transducción de las señ ales químicas externas podrían e s t a r
ocurriendo (Rodríguez et al ., 1992). Muchos de estos compuestosactúan
c o m o n e u r o t r a n s m i s o r e s t r a n s f i r i e n d o , a m p l i f i c a n d o o m o d u l a n d o las
señales eléctricas a través de las sinapsi s neuronales y
neuromusculares, entre ne uronas o entre neuronas y célu las
musculares, respectivamente. Los neurotransmisores son sintetizados
dentro de las neu ronas pre‐sinápticas y son liberados por una n eurona
e nl a s i na ps i sq ue af ec ta d e f o r m a es p e c íf ic a au na cé l u l ap o st ‐sináptic a,
se a u n a n e ur o n a , un ag l á n du la ou n o b j e ti vo di f e r e n te del a n e u ronaque
l o l i b e r a . P u e d e n a c t u a r d e i g u a l m a n e r a s o b r e o b j e t i v o s s i t u a d os a
cierta distancia del lugar de la liberación. La característ ica importante
r a d i c a e n q u e s u s e f e c t o s s o n t r a n s i t o r i o s y d u r a n e n t r e m i l i s e gundos y
minutos. Para ser considerado co mo tal, un neurotransmisor debe
cumplirciertos criterios:1)Sersintetizadoenla neurona;2) Debe estar
presente en la terminal s ináptica y ser liberado en canti dades
suficientes; 3) Al ser administrado desde el exterior (como fármaco) en
concentraciones razonables, debe imitar exactamente la acción d el
transmisor de liberación endógena; y 4) D e b e e x i s t i r u n m e c a n i s m o
específico para eliminarlo de su lugar de acción. Entre los
neurotransmisores destacamos a la histamina, serotonina, el áci do γ‐
aminobutírico (GAB A), la dopamina y las cate colaminas epinefrin a y
norepinefrina,entreotros.
3.1.7.1. ÁCIDO γ‐ AMINO ‐ N ‐ BU TÍ RI CO (GABA)
El ácido γ‐amino‐n‐butíri co es un derivado aminoacídico que
proviene de la descarboxilación del á cido glutámico y actúa com o
neurotransmisor in hibitorio provoca ndo la hiperpolar ización de
membranas post‐sinápticas mediante un incremento en la
permeabilidad deéstaaionescloro.
3.1. Introducción
‐63‐
Los investigadores, Newsholm e & Leech (1986), reconocen que e l
ácido γ‐amino‐n‐bu tírico actúa c omo un neurotransmisor de suma
importancia en el sistema nervioso central de muchos animales y s e
encuentra ampliamente distribuido en el cerebro de los vertebra dos.
Asimismo, Rodríguez et al . (1992) manifiestan queGABA se caracteriza
como u n potente q uímico i nductor d e la fijació n de numero sos
invertebrados marinos bentónicos. A lo que Eckert (1998), añade q u e
GABA ha sido identificado en la sinapsis motora de los crustáce o s y e n
e l s i s t e m a n e r v i o s o c e n t r a l d e a l g u n o s v e r t e b r a d o s y q u e a d e m á s , en
mamíferos es considerado como el principal aminoácido
neurotransmisorinh ibidordelsi stemanerviosocentral.
3.1.7.2. EPINEFRINA
Este compuesto es un derivado de la tirosina que permite induc ir
l a f i j a c i ó n d e e s p e c i e s d e i n v e r t e b r a d o s m a r i n o s . E s t a c a t e c o l a mina
puede actuar como una hormona y como un neurotransmisor, además
de cumplir con importantes funciones hormon ales participa en la
f o r m a c i ó n d e p i g m e n t o s e i m p o r t a n t e s p r o t e í n a s a d h e s i v a s y
estructura les (Rodríguez et al ., 1992). Es c onocida también como una
catecolamina que ejerce acc ión simpatomimética (eleva la pres ió n
sanguínea) en el tejido nervioso de los vertebrados e invertebr ados.
Re c ib e d e lm i s mo m o do e ln o m br e de a dr e n a li n a ya q u ee s li b e ra d a por
las glándulas adren ales y estimula el flujo sanguíneo hacia cie rtos
tejidos m usculares. Su acc ión primaria e s la de incre mentar la
actividadcardiaca ,asícomoind ucir lavasoconstricción ,incre mentarla
glicólisis,lahipergl ucemiayla lipólisis(Eckert,1998).
3.1.7.3. 3 ‐ ISOBUTIL ‐ 1 ‐ METILXANTINA (IBMX)
El 3‐isobutil‐1‐metilxantina es un compuesto químico derivado de
laxantinaqueselocalizaabund antementeenelmúsculoesquelé ticode
los vertebrados, lo cual sugiere una posible implicación en el control
de la contracción (Cortijo & Morcillo, 2004). Este compuesto se
muestra como un potente inhibidor de las fosfo diesterasas (PDES ) y
como un estimulante de la producción de AMP cíclico relacionado con
laadipogénesis.
Capítulo I: Inducción de la fijación en moluscos bivalvos
‐64‐
3.1.7.4. L ‐ 3,4 ‐ DIHIDROXIFENILALANINA (L ‐ DOPA)
La L‐3,4‐dihidroxifenilalanina conocida también como L‐DOPA, e s
un compuesto químico que presenta diversas fu nciones biológicas ,
entre las que se encuentra su poder como neurotransmisor. Asimi smo,
s e s i n t e t i z a a p a r t i r d e c i e r t o s a m i n o á c i d o s e s e n c i a l e s , c o m o l a L‐
fenilalanina y L‐tirosina a nivel de l cerebro. La L‐DOPA es la
p r e c u r s o r a d e o t r o t i p o d e n e u r o t r a n s m i s o r e s t a l e s c o m o l a d o p a mina
ylascatecolaminas, epinefrinaylanorepinefrina .
Este compuesto químico se caracteriza de igual modo, como una
i m p o r t a n t e s u s t a n c i a i n d u c t o r a d e l a f i j a c i ó n d e d i v e r s a s e s p e c ies de
invertebrados marinos. L‐D OPA al incorporarse en el inter ior de l a
larvase transformaríaendopamina yactuaría anivel delos receptores
dopaminérgicos(Ro dríguez et al .,1992).
3.1.7.5. NOREPINEFRINA
La norepinefrina denominada también noradrenalina, deriva del
mismo modo de la tiro sina. Desempeña importantes funciones
hormonales y participa en la formación de pigme ntos e important es
proteínas adhesivas y estructurales (Ro dríguez et al ., 1992). Es una
sustanciaquímica producida por las neuronas adrenérgicasdel s istema
nervioso simpático y por l a glándula suprarrena l. Es precurs ora d e l a
epinefrina y puede actuar tan to como neurotrans misor así como u na
hormona. La glándula suprarrenal libera la norepinefrina en res puesta
al estrés y la pre sión arterial b aja. Un alto nivel de secreció n de
noradrenalinaaumentael estadodevigilia,incrementandoel es tadode
alerta en el individuo, así como también facilita la d isponibil idad para
actuar frente a un estímulo. Y, contrario a ello, bajos niveles d e é s t a
secrecióncausanle targo.
3.1. Introducción
‐65‐
Figura 9. E s q u e m a d e l o s c o m p u e s t o s q u í m i c o s e m p l e a d o s e n e l p r e s e n t e e s tudio como
posibles i nductores de la e tapa de fij ación larvari a. La n omenc latura mos trada t ambién
contemplalavistadel asestruct urasendosy tresdimensiones .
3.2. OBJETIVOS E SPECÍFICOS
3.2. Obje tiv os específicos
‐69‐
3.2. OBJETIVOS ESPECÍFICOS
Enelprim ercapítu lodeestetra bajodeinve stigaci ón,losobj etivos
determinadosquesepretenden conseguirsonlo ssiguientes:
Estudiar el efecto de dist intas sus tancias indu ctoras sobre la
fijación de larvas competentes de dos especie s de moluscos
bivalvos de gran importancia comercial en Galicia, Mimachlamys
varia y Ostrea edulis .
Estudiar el efecto de tres susta ncias in ductoras: el ácido γ‐
amino‐n‐butírico (GABA), la epinefrina y el 3‐isobutil‐1‐
m e t i l x a n t i n a ( I B M X ) , e n l a f i j a c i ó n d e l a r v a s d e Mimachlamys
varia.
Estudiar el efecto de cin co sustanc ias inductoras: el ácido γ‐
amino‐n‐butírico (GABA), la epinefrina, el 3‐isobutil‐1‐
metilxantina (IBMX), la L‐3,4‐di hidroxifenilalanina (L‐DOPA) y
lanorepinefrina,enl afijacióndelarvas de Ost rea edu lis.
3.3. MATERIALES Y MÉTODOS
3.3. Materiales y métodos
‐73‐
3.3. MATE RIALES Y MÉ TODOS
3.3.1. INDUCCIÓN DE LA FIJACIÓN DE LARVAS DE
MIMACHLAMYS VARIA
3.3.1.1. MATERIALES
A. Material biológico
Para la realización del presente trabajo se empleó el siguiente
materialbiológico:
¡ Larvascompetentesde Mimachlamys varia (Linneo,1758).
¡ Cultivos de microalgas pertenecientes a las especies:
Isochrysis galbana , Monochrysis lutheri, Chaetoceros gracilis
y Thalassiosira pseudonana.
B. Reactivos e instrumental empleado
Parai nducirlafijación enesta especieseempleó elmaterial e
instrumentalsiguien te:
Preparación de reactivos
¡ GABA(ácidoγ‐amino‐n‐butírico:C 4 H 9 NO 2 ),S IGMA
¡ Epinefrina(C 9 H 13 NO 3 ),S IGMA
¡ IBMX(3‐isobutil‐1‐metilxantina :C 10 H 14 N 4 0 2 ),S IGMA
¡ AgitadormagnéticoVELPSCIENTIFICAsi ncalefacción
¡ AguaMili‐Qesteri lizadaconUV
¡ BalanzacompactadigitalMETTLERPE360
¡ BotellasdePyrexgraduadas de250ml
¡ Espátulasmicro
¡ MicropipetaGILSONde1000µl
¡ Probetagraduadadevidriode250ml
¡ Puntasparamicropipeta
¡ Varillasagitadorasma gnéticas
¡ Vasosdeprecipita dosdeplásticograduadosde400ml
Capítulo I: Inducción de la fijación en moluscos bivalvos
‐74‐
Inducción de la fijación
¡ A g u a d e m a r f i l t r a d a a 1 µ m y e s t e r i l i z a d a c o n U V a 1 7 ˚ C d e
temperatura
¡ Soluciones stock: 10 ‐3 M de GABA, epinefrina e IBMX y
dilucionesreferi das:10 ‐4 M,1 0 ‐5 My10 ‐6 M
¡ Vasosdeprecipita dosdeplásticograduadosde400ml
Sistema de fijación
¡ Aguadulcea17˚C±1detemperatura
¡ Calentadoresdeaguaeléctrico s
¡ Cubetasdetransport e depolietilenode20L
¡ Rejillasde polietileno
¡ Sistemadeaireación
¡ Sistemadesoportedemadera
Contaje y observación de larvas
¡ MicroscopioNIKON73158dotadoconelobjetivo1 0X
¡ LupaNIKONSMZ‐U
¡ Frascolavadordeplástico
¡ PipetasPasteur devidrio
¡ PlacaPetri
¡ Portaobjetosexcavados
¡ Contadormanual
¡ Tamizde60µm
Esteriliza ción
L o s m a t e r i a l e s d e v i d r i o y p l á stico fueron esterilizados por
autoclave durante 20 min a 121 C y a una presión de 1,2
atmósferas.
C. Sustancias induct oras
Para el desarrollo del p resen te trabajo se emplearon las
siguientessustancia sinductoras:
3.3. Materiales y métodos
‐75‐
GABA
Para obtener una concentración stock (10 ‐3 M) de GABA , se
disolvieron 0,021 g de la sustancia inductora en 200 ml de agua
Mili‐Q estéril. Seguidamente se prepararon diluciones seriadas de
10 ‐4 M,1 0 ‐5 My10 ‐6 M .
Epinefrina
Para el caso de la e pinefrina, la dilución se inici ó con 0,037 g de
epinefrina y 1 ml de HCl 0,005 N en 200 ml de agua Mili‐Q estér il, a
fin de obtener una solución stock de 10 ‐3 M y conseguir a
continuacióndilucionesde10 ‐4 M,10 ‐5 My10 ‐6 M.
IBMX
Concentraciones de 10 ‐4 M, 10 ‐5 M y 10 ‐6 M fueron obtenidas a partir
de la concentración stock de 10 ‐3 M d e I B M X ; d i s o l v i é n d o s e p a r a e l l o
0,045gdelinductoren200ml deaguaMili‐Qestéril.
D. Cultivo larvario
Laslarvas competentesd ela especie Mimachlamys varia e m pl ea da s
para el desarrollo del presente trabajo fueron obtenidas a part ir d e una
serie de etapas qu e se iniciaron con el acondicionamiento de lo s
reproductores seguido por una estimu lación al desove y el poste rior
cultivo larvario . Cabe manifestar que estas etapas prev ias fuer on
efectuadas en el Centro Oceanográ fico de La Coruña del Institut o
EspañoldeOceanografía.
Los ejemplares de Mimachlamys varia empleados para la
estimulación al desove fueron aquellos que nacieron y completar on su
ciclo biológico en el pro pio laboratorio. Estos reproductores
sexualmente maduros se mantuvieron en tanques d e 250 L con agua d e
mar a 17˚C de temperatura y se alimentaron adecuadamente con un a
mezcla de microalgas de las especies Isochrysis galbana, Monochrysi s
lutheri, Chaetoceros grac ilis y Thalassiosira pseud onana .
Capítulo I: Inducción de la fijación en moluscos bivalvos
‐76‐
El cultivo de microalgas empleada s como alimento vivo para e l
cultivo de M. varia , se realizó bajo condiciones controladas en cada una
del asetapas. Las cepas monoespec íficas se mantuvieron en matr aces de
cristal d e 250 ml, bajo un régimen de irradiación de luz propor cionada
por tubos fluoresce ntes y a una temperatura entre 4‐1 2˚C. Éstos
inóculos fueron replicados en ma traces entre 250 ml y 4 L de vo lumen
que fueron cultivados a un rango de temperatura entre 18‐22˚C d ura nte
un período de 7‐14 días con intensidad de luz más elevada
p r o p o r c i o n a d a p o r t u b o s f l u o r e s c e n t e s d e l u z d í a y u n a p o r t e d e a i r e
enriquecido con dióxido de carbono. A continuación se extrajo u na
pequeña porción del volumen para iniciar nuevos inóculos y la p orción
principalparainic iaruncultiv oaescalaintermedia(normalmenteentre
4 a 20 L en volumen) vertidos en botellones de cristal con aire ación y
temperatura controlada e ntre 18‐22˚C e irradia ción de luz sumin istr ada
portubosfluore scentes.
P o r o t r o l a d o , u n a v e z q u e l a g ó n a d a a l c a n z ó s u m á x i m o d e s a r r o l lo
y las célul as sexuales adquirieron su completa madurez, los ani males
fueron extraídos delos tanquesp ara ser limpiadosy coloca dos en vasos
de precipitados de 400 ml conten iendo agua de mar filtrada.
Inmediatamente, se procedió a la estimulación química de los
ejemplares, la misma que consistió en la inyección intramuscula r de 0,1
m l d e s e r o t o n i n a a l 0 , 2 m M a c a d a u n o d e l o s r e p r o d u c t o r e s . U n a v e z
producida la estimu lación, se registraron ciertos datos de impo rtancia
para la investigación como la fecha, hora de inicio del desove y
temperatura del agua. Como p roducto de la estimulación y de man era
general, los machos de sovaron unos 10 min después de haber s ido
i n y e c t a d o s , m i e n t r a s q u e l a s h e m b r a s l o h i c i e r o n a l c a b o d e 3 0 min. El
material expulsado al exterior consisti ó en espermatozoi des mad uros
para el caso de los machos y ovocitos para e l de las hembras (é stos
ú l t i m o s c u l m i n a r o n p o s t e r i o r m e n t e s u m a d u r a c i ó n u n a v e z l i b e r a d os).
Producidoel desove,l osovocitos y los espermatozoidesfueron filtrados
e n u n t a m i z d e m a l l a d e 6 0 µ m p a r a e l i m i n a r t o d o t i p o d e r e s t o s .
Continuando con la fecundación, el nú mero de ovocitos previamen te
calculados se colocaron en una probeta de 2.000 ml a la que
3.3. Materiales y métodos
‐77‐
seguidamente se incorpo raron los espermatozoides, manteniendo e n
todomomentolarelación10:1(10espermatozoide sporovocito).
S e r e a l i z ó l a m e z c l a d e l o s g a m e t o s y u n a m u e s t r a d e e l l a f u e
o b s e r v a d a a l m i c r o s c o p i o a f i n d e visualizar la aparición del p rimer
cuerpo polar de la prime ra división meiótica, la q ue nos indica ría la
consecución de la fecundación. Los huevos formados producto de la
fecundación fueron repartidos en tanques de 150 L en donde tuvo l u g a r
eldesarrolloembrionario.Lade nsidadmáxima contenidaenlos tanques
d e c u l t i v o f u e d e 1 0 h u e v o s / m l . A l s e g u n d o d í a d e l a f e c u n d a c i ó n, el
alimento añadido consistió e n una mezcla de 2,5 cel/ l de Isochrysis
galbana y 2 , 5 c e l / l de Mon ochrysis lutheri. Al cabo del tercer día, las
larvas formadas denomin adas veliger f ueron tamizadas mediante u n
t a m i z d e m a l l a d e 4 5 µ m p a r a s u c o m p l e t a e s t i m a c i ó n . D i c h a e s t i mación
se continuó periódi camente siguie ndo el sistema estánda r utili zado en
el Centro Oceanográfico de La Coruña (Román, 1991), el mismo qu e
c o n s i s t í a e n e l c a m b i o d e a g u a d e l o s t a n q u e s d e c u l t i v o l o s d í as
alternos: lunes, m iércoles y viernes; en los que s e aprovechaba para
realizar mediciones de crecimiento, registro de mortalidad y su ministro
dealimento.
Al cabo de la tercera y cuarta s emana de iniciada la fecundació n y,
c o n t al la s l a r v a r i a s p or e nc i m a d e l a s 2 0 0 µm ,s e di oi n ic i oa l controlde
la fijación. La aparición de una mancha ocular oscura fue un in dicativo
d e l a p r o x i m i d a d d e e s t a e t a p a . E n e s e m o m e n t o o u n d í a m á s t a r de, se
pudo observar la aparición de ciertas cara cterísti cas muy típic as
relacionadas con la morfología y el c omportamiento de la fija ci ón
larvaria, tal como se aprecia en la figura 10. Se pudo apreciar a l a s
larvas extendiendo un nuevo pie bien desarrollado entre l as val vas; un
pie conteniendo un extremo c iliado y numeroso s receptores sensi bles
que emplearía para la búsqueda d e un sustrato adecuado al adopt ar un
c o m p o r t a m i e n t o r e p t a n t e . A s i m i s m o , s e p u d o o b s e r v a r l a f o r m a c i ó n de
unanilloenlaprodisoconc hayuncomportamientode encadenamient o o
embudo ( acúmulo)de las larvasen la columna de agua en lostanques d e
c u l t i v o . E s t o s f u e r o n s i g n o s c l a r o s d e q u e l a s l a r v a s h a b í a n a l canzado l a
competenciayseencontraba nlistasparafijarse.
Capítulo I: Inducción de la fijación en moluscos bivalvos
‐78‐
C D
A B
Figura 10. Larvas competentes de M. varia p r e p a r a d a s p a r a l a e t a p a d e l a f i j a c i ó n y p o s t e r i o r
metamorfosis, observada en el microscopio (10X). Esta competenc ia es apreci ada por la aparición
d e c i e r t a s c a r a c t e r í s t i c a s t í p i c a s q u e s e r e l a c i o n a n c o n l a m o r fología y el comportamiento de és tas.
A. Compor tamiento natatorio de “ encadenamiento o embudo” acúmul o de larvas en la columna de
a g u a c u a n d o s e a g r e g a n a t r a v é s d e l a s s e c r e c i o n e s m u c o s a s a l s er transferida s de una zona a otra
ante un recambio de agu a, tal como lo señala la flecha roja. B. Aparición de una mancha ocular
oscu ra, es una de la s principa les caract erística s típicas del i nicio de la búsqueda de un s ustra to;
a d e m á s d e l a a p a r i c i ó n d e u n a n i l l o e n l a p r o d i s o c o n c h a s e ñ a l a d a también en la figura. C y D. Se
o b s e r v a l a e x t e n s i ó n d e u n n u e v o p i e e n t r e l a s v a l v a s . E l p i e e stá conformado por un extremo
ciliado y numerosos receptores s ensibles que servirán para la b úsqueda de un apropiado sustra to,
bienunbisoobienunafija ciónenlaz onaelegida.
3.3. Materiales y métodos
‐79‐
3.3.1.2. METODOLOGÍA DE TRABAJO
Larvas competentes de Mimachlamys varia d e u n a t a l l a m e d i a
estimada en 231 µm, procedían del Centro Oceanográfico de La Co ruña
del Instituto Españ ol de Oceanog rafía y fueron obtenida s median te
desoves sucesivo s realizados durante las es taciones de invierno y
primaverade2006.
La metodología de trabajo empleada en esta etapa fue la misma
utilizada para cada uno de los c in co experimentos realiza dos. P ara el
inicio del proceso de inducci ón de la fijación, se utilizaron v asos de
precipitados de material plástico de 400 ml de capacidad. El nú mero de
vasos empleados (30), co rrespondía po r triplicad o a cada una de l a s
concentraciones ensayadas 10 ‐4 M, 10 ‐5 M y 10 ‐6 M y a l c o n t r o l . C a d a v a s o
de precipitados cont enía en su interior agua de mar fi ltrada a 1 m a
17˚C de temperatura, un volumen determinado de cierta sustancia
inductora y 400 larvas de la especie trabajada cuya densidad la rvaria
fue calculada en 1 l arva/ml, todo ello en un volumen final de 4 00 ml .
Paraelcasodeloscontrole sde lexperimentoelvolu menfinal contenido
f u e e l m i s m o q u e p a r a l a s c o n c e n tra ciones ensayadas, excepto en l a
presencia de las sustancias inductoras (Fig. 11). A continuació n con los
recipientes listos, se adicionó a cada uno el a limento, el mism o qu e
c o n s i s t i ó e n u n a m e z c l a d e m i c r o a l g a s p e r t e n e c i e n t e s a l a s e s p e cies de
Isochrysis galbana , Monochrys is lutheri, Chaetoceros grac ilis y
Thalassionsira pseudonana a razón de 30 cel/ l. Cabe indicar que la
alimentación fue proporcionada al inicio del experimento y a l a s 24 h.
Con los vasos ya preparados , procedimos a la instalación del sistema de
fijación. Los vasos de precipitad os fueron colo cados dentro de una
c u b e t a d e 2 0 L p r o v i s t a d e a g u a d u l c e a u n a t e m p e r a t u r a d e 1 7 ˚ C c u y a
finalidad fue el de mantener estable la temperatura de los mism os a
través de un par de calentadores eléc tricos. Se colocaron sopor tes de
madera a los que se acoplaron rejillas de polietileno que sirvi eron a la
vez de soporte al sistema de aireación continuo ubicado en cada uno de
los recipientes. El sistema mostrado proporcionó valores de fij ació n a
las24y48hdeiniciadoel experimento(Fig.12).
Capítulo I: In ducción de la fijación en molusc os bivalvos
‐80‐
Figu ra 11. Esque ma de la m etodolog ía seg ui da e n la i nd ucción de la fija ci ón larv ar ia d e Mimachlamys varia. Un número de
30 vasos de prec ipitados fueron utilizados para lo s posibles inductores G A BA, e pi nefri na e IBMX, así com o par a el contr ol.
Tres c once ntrac ion es 10
‐4
,1 0
‐5
y1 0
‐6
M fuero n diluidas a p artir de una c once ntr ac ión stoc k de 10
‐3
M y por tri plicado . Cada
vaso de pre cipitados d el posible induc tor conte nía: 400 ml de a gua de ma r fi ltra da a 17°C de temper atur a + 400 larvas + el
compuesto inducto r.
CO NT RO L
Agua
de
mar
R1
R2
R3
GABA
10
-4
M 10
-5
M 10
-6
M
10
‐ 3
M
R1 R1 R1
R2 R2 R2
R3 R3 R3
IBM X
10
-4
M 10
-5
M 10
-6
M
10
‐ 3
M
R1 R1 R1
R2 R2 R2
R3 R3 R3
EPINEFRIN A
10
-4
M 10
-5
M 10
-6
M
10
‐ 3
M
R1 R1 R1
R2 R2 R2
R3 R3 R3
3.3. Materiales y métodos
‐81‐
A l a s 2 4 h o r a s , l a s l a r v a s a p a r e c i e r o n f i j a d a s e n l a s p a r e d e s y el
fondo de los recipientes. Para calcu lar la cantidad de larvas f ijada s
vertimos primeramente el a gua c ontenida en los vasos hacia otro s
r e c i p i e n t e s ( p r e s e n c i a d e l a r v a s n o f i j a d a s ) y l u e g o l a s l a r v a s f i j a d a s
fueron despegadas con agua a presi ón moderada , empleando para e llo
un frasco lavador. Se recolectaron dichas larvas en un tamiz de 60 m y
se procedió a tomar una muestra para su visualiza ción en el
microscop io. El conteo se inició agregándose las larvas en una placa
Petri provista de cuadriculas y su visualización mediante una l upa.
A q u e l l a s l a r v a s q u e n o s e f i j a r o n f u e r o n r e t o r n a d a s a l o s m i s m o s
recipientes pa ra posteriorme nte ser contabiliza das a las 4 8 h. Pasado
este tiempo, se procedió nuevame nte al recuento de las larvas fijada s.
Asimismo,secontabilizaronlaslarvasno fijadasylasmuerta s .
Las l arvas que fueron contabiliz adas como fijadas, se traslada ron a
u n s i s t e m a d e c u l t i v o d e p o s t l a r v a s e n e l p r o p i o l a b o r a t o r i o p a ra
continuarconsu crecimiento .Losnúmerosde larvasfija das,no fijadasy
muertas fueron expresados mediant e u n p o r c e n t a j e d e f i j a c i ó n , c uyo
cálculo se realizó de la siguiente manera: 100 x el número tota l de
l a r v a s f i ja d a s/ n ú me r o to t a l de l a r v a s. D e lm i s m o m o d o, e l po r c e ntaje de
mortalidad se dedujo como: 100 x el número total de larvas muer tas/el
númerototaldelarv as.
Capítulo I: Inducción de la fijación en moluscos bivalvos
‐82‐
D
A
C
B
Figura 12 . Sist ema cont rolado inst alado p ara la fij ación de lar vas de Mimach lam ys vari a .A ‐ C .D i s p o s i c i ó nd e l
mater ial empl eado: v asos de p recipit ados coloca dos dent ro de una b an deja de plástico de 20 L de capacida d y
provista de agu a dulce a 17°C de temperat ura, así com o soportes de m adera co nr e j i l l a sp a r a e ls i s t e m ad e
aireación conti nuo. D. C onteo de l arvas fi jadas al c abo de 24 y 48 hor as medi an te una lup a NIKON SMZ‐ U.
3.3. Materiales y métodos
‐83‐
3.3.2. INDUCCIÓN DE LA FIJACIÓN DE LARVAS DE OSTRE A
EDULIS
3.3.2.1. MATERIALES
A. Material biológico
Para la realización del presente trabajose empleó el siguiente
materialbiológico:
¡ Larvascompetentesde Ostrea edu lis (Linneo,1758).
¡ Cultivos de micro algas perteneciente s a las espec ies:
Isochrysis galbana , Isocrysis aff. galb ana (clone T‐iso) ,
Monocrysis lutheri , Tet raselmis suecica y Chaetoceros
calcitrans .
B. Reactivos e instrumental empleado
Para inducir la fijación se empleó el siguiente material e
instrumental:
Preparación de reactivos
¡ GABA(ácidoγ‐amino‐n‐butírico:C 4 H 9 NO 2 ),S IGMA
¡ Epinefrina(C 9 H 13 NO 3 ),S IGMA
¡ IBMX(3‐isobutil‐1‐metilxantina :C 10 H 14 N 4 0 2 ), S IGMA
¡ L‐DOPA(L‐3,4‐di hidroxifenilal anina: C 9 H 11 NO 4 ),S IGMA
¡ Norepinefrina(C 8 H 11 NO 3 .HCl) ,S IGMA
¡ AguaMili‐QesterilizadaconUV
¡ Vasosdeprecipita dosdeP yrexgraduadosde250ml
¡ Varillasagitadorasma gnéticas
¡ Microespátulas
¡ Probetagraduadadevidriode250ml
¡ BotellasdePyrexgraduadas de250ml
¡ MicropipetaGilson,P1000µl
¡ Puntasparamicropipeta
¡ BalanzadigitalANDHF‐300G
¡ AgitadormagnéticocontemperaturaBIBBYHC502
Inducción de la fijación
¡ Pla cas Petr ide poli estir eno de9 0mm
Capítulo I: Inducción de la fijación en moluscos bivalvos
‐84‐
¡ A g u a d e m a r f i l t r a d a a 5 µ m y e s t e r i l i z a d a c o n U V a
temperaturaambiente
¡ Soluciones stock (10 ‐3 M ) de GABA, epinefrina, IBMX, L‐
DOPAyNorepinefrina;di lucion esrespectivas
¡ Bolsasdepolipropilenodecolornegro
Contaje y observación de larvas
¡ PipetasPasteur devidrio
¡ Portaobjetosexcavado
¡ Frascolavadordeplástico
¡ L u p a N I K O N S M Z ‐ 2 T , d o t a d o c o n e l o b j e t i v o 2 X p a r a
realizarlasiembra encada pl acaPetri, asícomolavisión
ycorrespondiente contajedelaslarva s
Esteriliza ción
L o s m a t e r i a l e s d e v i d r i o y p l á stico fueron esterilizados por
autoclave durante 20 min a 121 C y a 1,2 atmo sferas d e
presión.
C. Sustancias inductoras
Para el desarrollo del p resente trabajo se emplearon la s
siguientessustancia sinductoras:
GABA
A partir de la concentración stock de G ABA (ácido γ‐
amino‐n‐butírico) a 10 ‐3 M, disolviendo 0,021 g de GABA
en 200 ml de agua Mili‐Q estéril, se prepararon
dilucionesseria dasde10 ‐4 M,1 0 ‐5 My10 ‐6 M .
Epinefrina
P a r a e l c a s o d e e s t e i n d u c t o r , l a d i l u c i ó n s e i n i c i ó c o n
0,037 g de epinefrina y 1 ml de HCl 0 ,005 N en 200 ml
de agua Mili‐Q estéril, para obtener una solución stock
de 10 ‐3 M y conseguir dilu ciones a posteriori d e 1 0
‐4 M,
10 ‐5 My10 ‐6 M.
3.3. Materiales y métodos
‐85‐
IBMX
Concentraciones de 10 ‐4 M, 10 ‐5 M y 10 ‐6 M fueron
obtenidas a partir de la concentración stock de 10 ‐3 M de
IBMX (3‐isobutil‐1‐metilxantina), disolviéndose para ello
0,045gdeIBMXen200mldeaguaMili‐Qestéril.
L ‐ DOPA
La L‐DOPA (L‐3,4‐dihidroxife nilalanina) fue preparada a
una concentración de 10 ‐3 M disolvié ndose para ello
0,039 g de L‐DOPA en 200 ml de agua Mili‐Q estéril. A
partir de esta solución concentrad a o stock se
prepar arondil ucioness eriadasd e10 ‐4 M, 10 ‐5 My10 ‐6 M.
Norepinefrina
Las concentraciones de 10 ‐4 M, 10 ‐5 M y 10 ‐6 M de
norepinefrina empleadas e n los ex perimentos se
obtuvieron mediante dilucion es seriadas a partir de una
disolución de 10 ‐3 M de norepinefrina, que se preparó
disolviendo 0,034 g de norepinefrina y 1 ml de HCl 0,005
N,en200mldeaguaMili‐Qestéril.
D. Cultivo larvario
Ejemplares de ostra s planas f ueron recolectados de la Ría de No ia
( G a l i c i a , E s p a ñ a ) . L a s a c t i v i d a d e s p r o p i a s d e l c u l t i v o s e l l e v a ron a cabo
en las instalacione s del cri adero de moluscos de la Cofradía de
PescadoresSanBartolomédeNoia .
El c ultivo se inició con el acond icionamiento de los reproducto res
recolectad os y colocados en tanques de 50 L con agua de mar fil tra da a
5 µm y a una t emperatura de 17±1˚C y alimentados con una dieta mixta
del5%enpesoseco demicroalgas.
E n a p r o x i m a d a m e n t e 8 ‐ 1 0 s e m a n a s s e i n i c i a r o n l a s p u e s t a s d e
larvasde unatallamedia de180±0,5µm, quefueron recogidase nfiltros
de112µmpara continuarsudesarrolloentanques de400Lcon aguade
Capítulo I: Inducción de la fijación en moluscos bivalvos
‐86‐
mar filtrada a 5 µm y tratada con UV, a 18±1˚C. Las larvas fuer on
diariamente alimentadas a base de una dieta mixta de Isochrysis
galbana , Isocrys is aff. galbana ( c l o n e T ‐ i s o ) , Monocrysis lutheri ,
Tetraselmis suecica y Chaetoceros calcitra ns.
Después de 12‐14 días de desar rollo, la s larvas se mostra ron
competentes para la fijación a l llegar a 330 µm de talla media,
observándosel aaparición de unamancha ocular u ocelo,así com o el pie
(Fig. 13). En este momento los tanques de cultivo se vaciaron y l a s
larvas fueronrecogidas en filtros de 224 µm para iniciar el ex perimento
defijación.
A B
Figura 13. Larvas competentes de Ostrea edulis d i s p u e s t a s p a r a l a f i j a c i ó n . A . L a r v a s c o n
presenciade una mancha ocular, las flechas indican la ubicació n d e l o s o j o s . B . L a r v a s p e d i v e l i g e r
con manchas oculares. En diversas l a r v a s s e p u e d e o b s e r v a r c ó m o se extiende el pie entre la s
valvas, tal como lo indi can las flech as rojas. Las l arvas ante el inicio de la fijación comienzan a
alejarse de la columna de agua para acercarse al sustrato sobre el que se desplazarán empleando
suspiesconla conchaergui daen buscadeunasuperficieadecu adaparafij arse.
3.3.2.2. METODOLOGÍA DE TRABAJO
Las larvas de Ostrea edulis empleadas para los experimentos de
fijación procedían del cria dero de moluscos de la Cofradía de
P e s c a d o r e s S a n B a r t o l o m é d e N o i a y c u y a t a l l a m e d i a o s c i l a b a e n tre los
320y330µm.
3.3. Materiales y métodos
‐87‐
Los experimentos realizados se llevaron a cabo en el Laborator io
de Biología Molecu lar y del Desarro llo en el In stituto de Acu ic ult ura de
l a U n i v e r s i d a d d e S a n t i a g o d e C o m p o s t e l a ( E s p a ñ a ) . D i c h o s
experimentos se iniciaron en A bril de 2009 y finalizaron en oct ubre de
2010. La metodología de trabajo utiliza da fue la misma para los 1 4
experimentos realizados, empleándo se como instrumental de traba jo
placas P etri de poliestireno de 90 mm y 25 ml de capaci dad. Un tota l de
96placas fueronmontadasparael monitoreodelaslarvas;de l ascuales
48 placas fueron destinadas para la m edición a las 24 h y las 4 8
restantesparaelmonitoreoalas48 h. De la s4 8p la ca s3 de e lla s fu er on
destinadas al control y 45 consignadas a las diferentes concent raciones
de los 5 compuesto s inductores utilizado s. Las con centraciones de los
inductores químicos y del con trol (sin el potencia l inducto r qu ímico)
fueron ensayadas por triplicado. Cada placa con un volumen fina l de 25
m l , c o n t e n í a a g u a d e m a r f i l t r a d a a 5 µm y esterilizada con UV, a u n a
temperatura de 17±2˚C, con la siembra de 25 larvas d e Ostrea edulis en
estado competente más el inducto r químico seña lado. La densidad
larvariaconlaquesetra bajófuede1larva/ml.
Las larvas fueron expuestas a tres concentraciones: 10 ‐4 M, 10 ‐5 M y
10 ‐6 M partiendo de una concentración stock de 10 ‐3 M de GABA,
epinefrina, IBMX, L‐DOPA y norepinef rina, a temperatura ambient e de
18±2˚C y en completa oscuridad pr oporcionada por la protección de
bolsas negras de polietileno . Por otro lado, cab e indicar que n o se
a ñ a d i ó n i n g ú n t i p o d e a l i m e n t o a l a s l a r v a s d u r a n t e e l d e s a r r o l lo del
experimento ni se empleó aireación. La monitoriz ación del
comportamiento de la fijación de las larvas tanto a las 24 h co m o a l a s
4 8 h se v i s u a l i z ó c o n u n a l u p a N i k o n S M Z ‐ 2 T . L a t é c n i c a u t i l i z a da con la
que se obtuvieron los resultados fue muy parecida a la empleada e n l a
fijación de larvas de Mimachlamys varia ; a dife renc ia de M. varia ,
primeramente se extrajeron y registraron aquellas larvas muerta s.
Seguidamente, se vertió suavemente el agua (conteniendo las lar vas no
f i j a d a s ) d e c a d a u n a d e l a s p l a c a s P e t r i h a c i a o t r o s r e c i p i e n t e s,
d e s p e g á n d o s e l a s f i j a d a s e n t o d a l a s u p e r f i c i e d e l a p l a c a c o n una
pistola a presión . El conteo s e llevó a cabo por medio de una c uadrícula
colocadasobrelapla cayvisual izadamedianteunalupa(Fig.1 4).
Capítulo I: Inducción de la fijación en moluscos bivalvos
‐88‐
Fig ura 14. Esque ma de la metodol ogía seguida e n la inducc ión de la fija ción larva ria d e Ost re a ed u l i s. 48 pl acas Petri fueron utilizada s para los posibles inductores
GABA, e pinefr ina, IBMX, L ‐D OP A y nore pine frin a y el control, ta nto para la s 24 como pa ra las 48 h. Tres conce ntrac iones 10 ‐4 ,1 0
‐5 y1 0
‐6 M f ueron ob tenidas a par tir
de la diluci ón de la concentr ació n stock de 1 0 ‐3 M y po r tripl ica do. Ca da pl aca P etri del posibl e i nduc tor c ontení a 2 5 ml de a gua de mar filtra da a 17±2 °C de
temperatu ra + 25 larv as + compuesto induc tor.
EPINEFRIN A
R 1
R 2
R3
10 -6 M
R 1
R 2
R3
10 -5 M
R1
R2
R3
10 -4 M
10 ‐ 3 M
GABA
10 -4 M
R1
R2
R3
10 -5 M
R1
R2
R3
10 -6 M
R1
R2
R3
10 ‐ 3 M
IBMX
R 1
R 2
R3
10 -6 M
R 1
R 2
R3
10 -4 M
R1
R2
R3
10 -5 M
10 ‐ 3 M
L ‐ DOP A
R 1
R 2
R3
10 -6 M
R 1
R 2
R3
10 -4 M
R1
R2
R3
10 -5 M
10 ‐ 3 M
NOREPINEFRIN A
R 1
R 2
R3
10 -6 M
R 1
R 2
R3
10 -5 M
R1
R2
R3
10 -4 M
10 ‐ 3 M
CO N T RO L
R1
R2
R3
Agua
de
mar
3.3. Materiales y métodos
‐89‐
A B
C D
Figura 1 5. Siste ma controla do instal ado para la inducc ión de la fijaci ón de larvas de Ostrea edul is. A‐D. Disposic i ón de placas Petri como
material utilizado de acuerdo a los posibles i nd uctores y el control, c ubi ertas con bolsas ne gras de polietil eno pa ra proporcionar una
comple ta oscuri dad. Co nte o realizado a las 24 y 48 horas de iniciado e l expe rimento .
Capítulo I: Inducción de la fijación en moluscos bivalvos
‐90‐
B A
C D
E
Figura 16. S i e m b r a d e l a r v a s d e Os trea edulis e n p l a c a s P e t r i y p o s t e r i o r c o n t e o . A ‐ C . C o n t e o y
siembrade larvas pediveligeren c ada placa, iniciándos e con un st o c kd e l a rv a s, u n ap i pe t a P a s te u r ,
unpo rta objetos ex cav adoy unalup aNIK ONSMZ ‐U. Ladensid adla rvaria utiliza daen cada p laca fue
de 1l arv a/ ml, ta lc om os e ña la nla sf le ch as roj as . D. Al ca bod e24 y48 h sep rocedióalconteode las
mismas,obse rvánd oseaquellasfij adasenl asparedesdelaspl a cas.E.Larvafi jadae nelsustrato.Se
observa como la larva de la ostra se ha fijado de manera cement ant e sobre la valva izquierda a la
superficie de la placa Pet ri (indicada por la flech a roja) indu cida por l a acción química del
compuestoinduc tor.
3.3. Materiales y métodos
‐91‐
E l n ú m e r o d e l a r v a s f i j a d a s y n o f i j a d a s s e e x p r e s a r o n d e a c u e r do
alporcentajedefijaciónyfue calculado delasiguientemaner a:
100xelnúmerototaldelarvasfija das/númerototaldelarva s .
Delmismomodo,el porcentaje demortalida dsecalculó como:
100xelnúmerototaldelarvas muerta s/númerototaldelarvas .
3.3.3. ANÁLISIS ESTADÍSTICO
Cada experimento r ealizado inclu ía tres réplicas de cada induct or
químico y del control. Los resultados en la inducción de l a fij ación en
ambas especies utilizando tres s ustancias induct oras par a el ca so de
Mimachlamys varia y cin co para el de Ostrea edulis fueron analizados
estadísticamente mediante la com paración d e los porcentajes (fi jación y
mortalidad) de las medias utiliz ando Descriptivos y ANOVA segui do de
la prueba de Diferencia Significativa de Tukey (HSD) para muest ras
independientes del programa estadístico info rmático SPSS 17,0. Los
resultados fueronconsiderado ssignificativos cuandop<0,05.
3.4. RESULTADOS
3.4. Resultados
‐95‐
3.4. RESULTADOS
3.4.1. INDUCCIÓN DE LA FIJACIÓN DE LARVAS DE
MIMACHLAMYS VARIA
Los resultados obte nidos en los experimentos desarrollados sobr e
la inducci ón dela fijaciónde larvas de Mimachlamys varia utilizando los
compuestosGABA,epinefrinaeIB MXsonmostra dosacontinuación .
3.4.1.1. INDUCCIÓN DE LA FIJACIÓN LARVARIA CON GABA
E n l a f i g u r a 1 7 , s e r e pr e se n t a e l porcenta je de fijación de lar vas d e
Mimachlamys varia sometidas a tres concentraciones diferentes 10 ‐4 M,
10 ‐5 M y 10 ‐6 M de l inductor GABA con respecto al control, tanto a las 24
comoala s48h.Losv aloresmos tra dosfueronobte nidoscomore su ltado
de las me dias del porcentaje de fijación ± SEM, correspon diente a t r e s
experi mentosportr iplicado.
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
10 ‐ 41 0 ‐ 51 0 ‐ 6C O N T R O L
% Fijación
Concentra ción
% Fijaci ón larv aria con GABA a las 24 y 48 hor as
GAB A 24 h
GAB A 48 h
CONT ROL 24 h
CONT ROL 48 h
* * * * *
*
* * * * *
*
Figura 17. Porcentaje de inducción de la fijación de larva s de Mimachlam ys varia e n
respuesta a exposiciones continua s con 10 ‐4 , 10 ‐5 y 1 0 ‐6 M del inductor GABA, así como a la
exposiciónconaguademar comocontrol.Lasexposici onesensay adasfueronlle vadasacabo
durante 24 y 48 h. Cad a columna representa la media ± SEM de la s determinaciones de cada
ensayo por triplicado, siendo n =3. Los asteriscos indican las diferencias signif icativas frent e
alcontrol( p <0,05).
Capítulo I: Inducción de la fijación en moluscos bivalvos
‐96‐
C o m o s e o b s e r v a e n l a f i g u r a 1 7 , G A B A p r o d u c e u n a u m e n t o d e l
p o r c e n t a j e d e f i j a c i ó n l a r v a r i a t a n t o a l a s 2 4 h c o m o a l a s 4 8 h frente al
control. A las 24 h , el mayor porcentaje de fija ción lo proporc ionó la
concentración de 10 ‐6 M con un valor estimado del 26%. Culminadas las
48 h, las larvas sometidas a la misma concentración mostraron d el
m i s m o m o d o , e l m a y o r p o r c e n t a j e d e f i j a c i ó n f r e n t e a l a s d e m á s
concentraciones, es tando este valor muy cercano al 50%. Análi si s
e s t a d í s t i c o s i n d i c a n q u e l o s r e s ultados obtenido s revelan difer encias
s i g ni f i ca t i va s en e l p o r c e n t a j e d e f i j a c ió n ,t a n t o a la s 2 4 hc omo a las 48
h,siendoelniveldesignificaciónde p <0,05conrespectoalcontrol.
Los porcentajes de fijación larvaria media obtenido s a la
concentración de 10 ‐5 M, mostraron valores del 24% (24 h) y 47% (48
h ) ; m i e n t r a s q u e l o s p o r c e n t a j e s m á s b a j o s s e c o n s i g u i e r o n a l a
concentración de 10 ‐4 M p o r v a l o r e s d e l 2 1 % y 4 0 % a l a s 2 4 h y 4 8 h ,
respectivamente. En cuanto al c ontrol, los porcentajes observad os del
14% (24 h) y 31% (48 h), no mostraron valores cercanos a los
anteriormentecitadosin ducidosporGABA.
3.4.1.2. INDUCCIÓN DE LA FIJACIÓN LARVARIA CON EPINEFRINA
Los resultados obte nidos con ep inefrina demuestran la inducció n
d e l a f i j a c i ó n l a r v a r i a a l a s d i f e r e n t e s c o n c e n t r a c i o n e s d e e s t e
c o m p u e s t o u t i l i z a d a s t a n t o a l a s 2 4 c o m o a l a s 4 8 h d e i n i c i a d o e l
e x p e r i m e n t o . A l a s 2 4 h , e l a u m e n t o d e l a f i j a c i ó n l a r v a r i a c o n r e s p e c t o
al control se apr ecia claramente y en mayor propo rción a la
concentración de 10 ‐5 M con un valor estimado del 30% frente a un 14%
delcontrol, seguidoporun26%alacon centraciónde10 ‐6 M.
Concluidas las 48 h, l os mayores porcent ajes de fijación larv aria a
las concentrac iones de 10 ‐5 M y 10 ‐6 M, mostraron valores muy
considerablesdel5 5%ydel51%, respectivamente.Encuantoal control,
el porcentaje de fijación alcanz ó valores muy bajos con respect o a los
presentados con el inductor, más de 20 puntos por debajo de los
p o r c e n t a j e s o b t e n i d o s a l a s c o n c e n t r a c i o n e s d e e p i n e f r i n a
anteriormente citadas. Esto s valores fueron obtenido s como resu lta do
3.4. Resultados
‐97‐
de las medias del porcentaje de fijación ± SEM, correspondiente a t r e s
experiment osportr iplicad o(Fig.18).
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
10 ‐ 41 0 ‐ 51 0 ‐ 6C O N T R O L
% Fijación
Conc entrac ión
% Fijaci ón larv aria con epinefrina a las 24
y 48 hor as
EPI 24 h
EPI 48 h
CONT ROL 24 h
CONT ROL 48 h
Figura 18. Porcentaje de inducción de la fijación de larva s de Mimachlamys varia e n
respuesta a exposiciones continuas con 10 ‐4 , 10 ‐5 y 1 0 ‐6 M del inductor epinefrina, así como a
la exposición con agua de mar como control. Las exposiciones en sayadas fueron llevadas a
cabo durante 24 y 48 h. Cada columna represe nta la me dia ± SEM de las determinaciones de
cadaensayop ortriplicado,siendo n =3.
Al analizarse estadísticament e los porcentajes de fijación lar varia
obtenidos con el inductor epinefrina, se encontraron diferencia s
significativas pertenecientes a las concentraciones de 10 ‐5 y 1 0
‐6 M
(p <0 ,0 5) ,a lc a bo de la s2 4y 48 hf re nt ea lc on tr ol .S in em ba r go,ocurrió
todo lo contrario a la concentración de 10 ‐4 M (p> 0,05), en la cual no
existiódife renciasignificativaalgunarespecto delcontrol.
3.4.1.3. INDUCCIÓN DE LA FIJACIÓN LARVARIA CON IBMX
Los resultados obtenido s con IBMX demuestran que al igu al que
G A B A y e p i n e f r i n a , I B M X p r o d u c e u n a u m e n t o d e l p o r c e n t a j e d e f i jació n
larvaria a las 24 y 48 h con respecto al cont rol. El valor máxi mo
inducidop orIBMXalas 24hfueconseguidoalaconcentraciónde10 ‐4 M
p o r u n v a l o r d e l2 6% f re n t e a un co n t r o l d e l1 4% . A lc a b o d e 48 h, I B M X
alcanza valores muy similares en las tr es concentraciones ensay adas,
Capítulo I: Inducción de la fijación en moluscos bivalvos
‐98‐
s i e n d o e s t o s v a l o r e s d e l 4 3 % , 4 1 % y 4 2 % . E s t o s v a l o r e s s u p o n e n un
aumento mínimo de 10 puntos con respecto al contro l, tal como s e
muestraenlafigura19.
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
10 ‐ 41 0 ‐ 51 0 ‐ 6C O N T R O L
% Fijación
Concentra ción
% Fijac ión larv aria con IBMX a las 24 y 48 hor as
IBMX 24 h
IBMX 48 h
CONT ROL 24 h
CONT ROL 48 h
Figura 19. Porcentaje de inducción de la fijación de larva s de Mimachlamys varia e n
respuesta a exposicion es continuas con 10 ‐4 , 10 ‐5 y 1 0 ‐6 M del inductor IBMX, así como a la
exposiciónconaguademar comocontrol.Lasexposici onesensay adasfueronllevad asacabo
durante 24 y 48 h. Ca da columna representa la media ± SEM de la s determinaciones de cada
ensayoportri plicado,siendo n =3.
C a b e i n d i c a r q u e e s t o s v a l o r e s f u e r o n o b t e n i d o s c o m o r e s u l t a d o de
l a s m e d i a s d e l p o r c e n t a j e d e f i j a c i ó n ± S E M c o r r e s p o n d i e n t e a t res
experimentos por triplicado. Al analizar estadísticamente los resultados
obtenidos, podemos indicar que no se encontraron diferencias
significativasalasconcentraci onestrabajadasf rentealcontr ol.
3.4.1.4. COMPARACIÓN DE LOS PORC ENT AJE S DE FIJACIÓN
LARVARIA OBTENIDOS CON LOS TRES INDUCTORE S
En las figuras 20 y 21, s e representan de manera comparativa l os
resultados obtenidos de los tres inductores GABA, epinefrina e IBMX
f r e n t e a l c o n t r o l , a l c a b o d e 2 4 h y 4 8 h . E s t o s v a l o r e s d e p o r centa je de
fijación larvaria de Mimachlamys varia son expresados c omo las medias
±SEM.
3.4. Resultados
‐99‐
Cuando se observa los porcentajes de fijación la rvaria
transcurridas las 24 h, la epinefrina muestra e l máximo valor d e
inducción de la fijación de l 30% a la concentración de 1 0 ‐5 M, seguido
por GABA y epinefrina a la concentración de 10 ‐6 M e IBMX a la
concentraciónde 10 ‐4 M , t o d a s e ll a s co n u n va lo rd el 26 %c a da un a. Ca be
indicar que el porcentaje de fijación ob tenido en el control ún icamente
alcanzó el valor del 14%. Por lo que, el porcentaje de fijación m á x i m o
(30%) induci do por epinefrin a muestra más del doble del valor d e
fijación ob tenido por el control. Mientras que los porcentajes de mayor
fijación inducidos ta nto por GABA, epinefrina como por IBMX (26 %)
cuasiduplicanlosvalore sdefi jaciónobtenidospo relcontrol .
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
10 ‐ 41 0 ‐ 51 0 ‐ 6
% Fijación
Concentra ción
% Fijac ió n larvaria con GABA, epinefrina e IBMX
a las 24 hor as
GAB A
EPI
IBMX
CONT ROL
Figura 20. Compar ación de los porcentajes de inducción de l a fijación de larvas de
Mimachlamys varia en respuesta a exp o siciones con tinuas con 10 ‐4 , 10 ‐5 y 1 0
‐6 M de los
inductoresGABA,epinefrinaeIB MX,asíco modelcontro l.Lase xposiciones ensayada sfueron
llevadas a cabo dur ante 24 h. Cada columna repre senta la media ± SEM de las
determinaciones de cada ensa yo por triplicado, siendo n =3. Los asteriscos indican las
diferenciassignificativasfrentealcontrol( p <0,05).
En la figura 21, los resulta dos obtenidos al cabo de 48 h mues tran
claramente las diferencias exi stentes entre los po rcentajes de fijación
l a r v a r i a i n d u c i d o s p o r GA B A , e p i n e f r i n a e I B M X y , e l c o n t r o l . S e observa
c o m o l a e p i n e f r i n a a l a c o n c e n t r a c i ó n d e 1 0
‐5 M induce el mayor
porcentaje de fijación de larvas de Mimachlamys varia , por un valor
Capítulo I: Inducción de la fijación en moluscos bivalvos
‐100‐
estimado del 55%, seguido por la concentración de 10 ‐6 M de epinefrina
yGABAdel51y50%,respectivamente.
La epinefrina se ha mostra do como el inductor de la fijación m ás
potente co n respecto a los tres inductores, tanto a las 24 como a l a s 4 8
h. El inductor GABA a la concentración de 10 ‐6 M , t a m b i é n f u e c a p a z d e
inducir porcentajes s imilares de fijación; por lo que ambos ind uc tor es
mostraron ser significativo s en sus va lores; sin embargo, IBMX no
indujo un aumento significativo del porcentaje de fijación larv aria de
Mimachlamys varia ; conloquelosvaloresconsegu idosnoresultaron ser
significativos .
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
10 ‐ 41 0 ‐ 51 0 ‐ 6
% Fijació n
Concentra ció n
% Fijac ió n larv aria con GABA, epinefrina e IBMX
a las 48 hor as
GAB A
EPI
IBMX
CONT ROL
Figura 21. Compar ación de los porcentajes de inducción de l a fijación de larvas de
Mimachlamys varia en respuesta a exp osiciones continuas c on 10 ‐4 , 10 ‐5 y 1 0
‐6 M de los
inductoresGABA,epinefrinaeIB MX,asíco modelcontro l.Lase xposic iones ensayada sfuero n
llevadas a cabo dur ante 48 h. Cada columna re presenta la me dia ± SEM de las
determinaciones de cada ensa yo por triplicado, siendo n =3. Los asteriscos i ndican las
diferenciassignificativasfrentealcontrol( p <0,05).
3.4.1.5. PORCENTAJE DE MORTALIDAD LARVARIA DE MIMACHLAMYS
VARIA
Enlos experimentosdefijaciónexpuestos anteriormenteseana lizó
el porcent aje de mortalidad de las larvas de Mimachlamys varia a l a s 4 8
hdeiniciadoelexperimento.
3.4. Resultados
‐101‐
En la figura 22, observamos que el máximo porcenta je de
mortalidad ocurrió con larvas de M. varia s o m e t i d a s a l a c o n c e n t r a c i ó n
de 10 ‐4 M de epinefrina por un valor del 11%, superando así al control
e n u n 2 % . E l m e n o r p o r c e n t a j e d e m o r t a l i d a d e s t i m a d o e n u n 7 % s e
presentóconelinductor GABAalascon centracionesde10 ‐4 y 10 ‐6 M.
Las larvas sometidas a la acci ón indu ctora de epinefrina a las
concentraciones de 10 ‐5 y 1 0 ‐6 M al i gual q ue a las tres concentraciones
de IBMX utilizadas, mostraro n porcentajes de mortalidad similar es.
Podemos afirmar que los po rcentajes de mortali dad obtenidos por l a
acción inductora de GABA, epinefrina e IBMX mostrados en la f ig ura
citada, no resultaro n estadístic amente significativos con respe cto al
control.
0
5
10
15
10 ‐ 41 0 ‐ 51 0 ‐ 6C O N T R O L
% Mortalidad
Concentra ción
% Mortalidad al cabo de 48 hor as de ex p o s i c i ó n
a GABA, epinefrina e IBMX
GAB A
EPI
IBMX
CONT ROL
Figura 22. Porcentaje de mortalidad de larvas de Mimachlam ys varia en respuesta a
exposiciones continuas con 10 ‐4 , 10 ‐5 y 1 0 ‐6 M d e l o s i n d u c t o r e s G A B A , e p i n e f r i n a e I B M X , a s í
como a la exposición c on agua de mar com o control. Las exposi ci ones ensayadas fueron
llevadas a cabo dur ante 48 h. Cada columna re presenta la me dia ± SEM de las
determinacionesdecad aensa yopor triplicado,siendo n =3.
Capítulo I: Inducción de la fijación en moluscos bivalvos
‐102‐
3.4.2. INDUCCIÓN DE LA FIJACIÓN DE LARVAS DE OSTREA
EDULIS
Los resultados obtenido s en los experimentos desarrollado s sob re
inducción de la fijación de larvas de Ostrea edulis se muestran a
continuación.
3.4.2.1. INDUCCIÓN DE LA FIJACIÓN LARVARIA CON GABA
En la figura 23, se re presenta el po rcentaje de f ijación de la rv as de
Ostrea edulis utilizando tres co ncentracio nes diferentes: 10 ‐4 M, 10 ‐5 M y
10 ‐6 M d e l i n d u c t o r G A B A f r e n t e a l c o n t r o l , t a n t o a l a s 2 4 y 4 8 h . E stos
valores fueron obtenidos com o resultado de las medias del porce ntaje
de inducción de la fijación ± SEM correspondien te a ocho experi mentos
portriplic ado.
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
10 ‐ 41 0 ‐ 51 0 ‐ 6C O N T R O L
%
Fijación
Concentra ción
% Fijac ión larv aria co n GABA a las 24 y 48 hor as
GAB A 24 h
GAB A 48 h
CONT ROL 24 h
CONT ROL 48 h
Figura 23. Porcentaje de inducción de la fijación de larvas de Ostrea edulis , en respuesta a
exposicionescon tinuascon10 ‐4 ,10 ‐5 y1 0 ‐6 MdelinductorGABA,asícomoa la exposicióncon
agua de mar como con trol. Las exposicio nes e nsayadas fueron re a lizadas durante 24 y 48 h.
C a d a c o l u m n a r e p r e s e n t a l a m e d i a ± S E M d e l a s d e t e r m i n a c i o n e s d e cada ensayo por
triplicado, siendo n =8. Los asteriscos in dican las di ferencias significativa s frent e al control
( p <0,05).
3.4. Resultados
‐103‐
C o m o s e o b s e r v a e l i n d u c t o r G A B A p r o d u c e u n i n c r e m e n t o e n e l
p o r c e n t a j e d e f i j a c i ó n l a r v a r i a t a n t o a l a s 2 4 c o m o a l a s 4 8 h con
respecto al cont rol. A las 24 h de iniciado el e xperimento, el mayor
porcentaje de fijación larvaria se consiguió a la concentración d e 1 0 ‐5 M
estimándose en un 14%, seguido por la concentración de 10 ‐6 M por un
valor del 11% y un po rcentaje de f ijación menor del 8% a la
concentración de 10 ‐4 M , s i e n d o e s t e v a l o r a ú n m a y o r a l 7 % o b t e n i d o e n
e l c o n t r o l . E l a n á l i s i s e s t a d í s t i c o e s t i m a d o p a r a l o s r e s u l t a d o s en GABA
a las 24 h, indicaron la p resencia de diferenci as significativa s a la
concentración de 10 ‐5 M, siendo el nivel de significación de p<0,05 con
respectoalcont rol.
Concluidas las48hdeiniciado elexperimento,elmayorporce ntaje
de f ijación de larvas con GABA se manifestó a la concentración de 10 ‐4 M
con aproximadamente el 67%, continuando con un 52% a l a
concentración de 10 ‐5 M y p o r ú l t i m o u n p o r c e n t a j e d e l 4 5 % a l a
concentración 10 ‐6 M. En cuan to al control pode mos manifestar que el
p o r c e n t a j e o b t e n i d o f u e d e l v a l o r d e l 2 3 % , v a l o r q u e s e e n c u e n t ra muy
por debajo a l os obtenidos en las tres concentraciones del indu ctor. El
a n á l i s i s e s t a d í s t i c o e s t i m a d o p a r a l o s r e s u l t a d o s c o n G A B A c u l m inada s
las 48 h, indicaron presencia de d iferencias s ignificativas en todas las
concentraciones empleadas siendo el n ivel de significación de p <0,05
conrespectoalcontro l.
3.4.2.2. INDUCCIÓN DE LA FIJACIÓN LARVARIA CON EPINEFRINA
E n l a f i g u r a 2 4 , s e o b s e r v a u n a u m e n t o d e l p o r c e n t a j e d e f i j a c ión
larvaria inducida por el inductor epi nefrina en relación al con trol,
conseguida en las tres concentraciones ensayadas. Lo s resultado s se
expresan como las medias del porcentaje de inducción de la fija ción ±
SEM,correspondienteaochoex perimentospor triplicado.
C u a n d o s e e m p l e a e s t e i n d u c t o r , l o s m a y o r e s p o r c e n t a j e s d e
i n d u c c i ó n d e l a f i j a c i ó n l a r v a r i a t a n t o a l a s 2 4 c o m o a l a s 4 8 h se
obtienen a la concentración de 10 ‐6 M siendo los valores estimados d el
orden del 12% y 47% frente a los controles con 7 y 23%,
respectivamente. En cuanto a las concentraciones de 10 ‐4 M y 10 ‐5 M y al
Capítulo I: Inducción de la fijación en moluscos bivalvos
‐104‐
c a b o d e 2 4 h u n p o r c e n t a j e d e l 8 % d e f i j a c i ó n l a r v a r i a f u e o b t e nida.
Culminadas las 48 h, los porcent ajes alcanzados para estas mism as
concentracionesfueronde lordende l30y31%,respectivamente.
Al analizarse estadísticamente los resultados obtenido s tanto a las
24 como a las 48 h, sólo se encontraron diferencias significa ti vas frente
al c ontro l a la c oncentración de 10 ‐6 M pasadas las 48 h, siendo el nivel
designificacióndep<0,05.
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10 ‐ 41 0 ‐ 51 0 ‐ 6C O N T R O L
%
Fijación
Concentra ción
% Fijac ión larv aria co n epinefrina a las 24
y 48 hor as
EPI 24 h
EPI 48 h
CONT ROL 24 h
CONT ROL 48 h
Figura 24 . Porcentaje de inducción de la fijación de larvas de Ost rea edulis , en respuesta a
exposiciones con tinuas co n 10 ‐4 , 10 ‐5 y 1 0
‐6 M del inductor epinefrina, a sí como a la
exposició n con agua de mar como co ntrol. Las exposiciones ensay adas fueron realiza das
durante 24 y 48 h. C ada columna representa la media ± SEM de la s determinaciones de c ada
ensayo por tr iplicado, siendo n =8 . El as terisco in dica l a difere ncia signifi cativa frente al
control( p <0,05).
3.4.2.3. INDUCCIÓN DE LA FIJACIÓN LARVARIA CON IBMX
I B M X a l i g u a l q u e l o s i n d u c t o r e s a n t e r i o r m e n t e c i t a d o s , d e m u e s tra
ser un inductor capaz de pr oducir un aumento en el porcenta je d e
fijación larvaria, ta nto a las 24 como 48 h frente a un control . Lo s
valores que a continuación se muestran fue ron obtenidos co mo
resultado de las medias del porcenta je de fijación ± SEM,
correspondienteaochoexp erimentosportr iplicado.
3.4. Resultados
‐105‐
A l a s 2 4 h d e i n i c i a d o e l e x p e r i m e n t o e l m a y o r p o r c e n t a j e d e
fijación larvaria fue obtenido a la concentración de 10 ‐4 M por un valor
d e l 1 9 % f r e n t e a u n 7 % d e f i j a c i ó n e n e l c o n t r o l . S i n e m b a r g o , los
mayores porcentajes de fijaciónencontrados lospodemos observa ra las
48 h de inicia do el ensayo con valores del 42% a 10 ‐4 M , 3 5 % a 1 0 ‐6 M y
3 4 % a 1 0 ‐5 M de tales concentraciones, frente a un 22% de fijación en el
control,talcomoseapreciaenlafigura 25.
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10 ‐ 41 0 ‐ 51 0 ‐ 6C O N T R O L
%
Fijación
Concentr ació n
% Fijac ió n larv aria co n IBMX a las 24 y 48 hor as
IBMX 24 h
IBMX 48 h
CO NTROL 24 h
CO NTROL 48 h
Figura 25. Porcentaje de inducción de la f ijación de larvas de Ostrea edulis , en respuesta a
exposicionescontinuascon10 ‐4 ,10 ‐5 y1 0 ‐6 Mdel inductorIBMX, así comoala exposicióncon
agua de mar como control. Las exposi ciones ensay adas f ueron rea lizadas dura nte 24 y 48 h.
C a d a c o l u m n a r e p r e s e n t a l a m e d i a ± S E M d e l a s d e t e r m i n a c i o n e s d e cada ensayo por
triplicado, siendo n =8. Los asteriscos indican las di ferencias significa tivas f rent e al control
( p <0,05).
Un análisis estadístico de los resultados obtenidos demuestra que
se encontraron diferencia s significativas a la concentración de 1 0
‐4 M
( p < 0 , 0 5 ) t a n t o a l a s 2 4 c o m o a l a s 4 8 h d e i n i c i a d o e l e x p e r i m e nto con
respectoalcont rol.
3.4.2.4. INDUCCIÓN DE LA FIJACIÓN LARVARIA CON L ‐ DOPA
Los resultados obtenido s con L‐DOP A demuestran la fijación
larvaria en las tres concentraciones utilizadas, tanto a las 24 como a las
Capítulo I: Inducción de la fijación en moluscos bivalvos
‐106‐
48 h de iniciado el experimento. Los mayores porcenta jes de fij ación
l a r v a r i a s e o b t u v i e r o n a l a c o n c e n t r a c i ó n d e 1 0 ‐4 M, siendo estos valores
d e l 1 6 % c o n s e g u i d o a l a s 2 4 h y 4 4 % a l a s 4 8 h , f r e n t e a l o s v a lores
halladosen elcontrolde l7%al as24hydel23%alas48h.
Los valores obtenidos en el resto de las concentraciones muest ran
v a l o r e s p o r d e b a j o d e l 1 1 % e n u n t i e m p o d e 2 4 h y p o r d e b a j o d e l 33%
al cabo de las 48 h. Cabe indicar que estos valores fueron obte nido s
como resultado de las me dias del porcenta j e de f ijación ± SEM,
correspondiente a ocho experimentos por triplicado, tal como se i n d i c a
e n l a f i g u r a 2 6 . C u a n d o s e a n a l i z a r o n e s t a d í s t i c a m e n t e l o s p o r c entajes
de fijación larvaria, se encontra ron diferencias significativas c o n
respecto al control (p<0,05) a la concentración de 10 ‐4 M tanto a las 24
comoalas48h.
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10 ‐ 41 0 ‐ 51 0 ‐ 6C O N T R O L
%
Fijación
Concentra ción
% Fijac ión larv aria con L ‐ DOP A a las 24
y 48 hor as
L ‐ DOPA 24 h
L ‐ DOPA 48 h
CONT ROL 24 h
CONT ROL 48 h
Figura 26. Porcentaje de inducción de la fijación de larvas de Ostrea edulis , en respuesta a
exposiciones continuas con 10 ‐4 , 10 ‐5 y 1 0 ‐6 M del inductor L‐DOPA, así como a la exposición
con agua de mar como control. Las exposiciones ensayadas fueron rea lizadas durante 24 y
48 h. Cada columna representa la media ± SEM de las determinaci ones de cada ensayo por
triplicado, siendo n =8. Los asteriscos indican l as di ferencias significat ivas frent e al control
( p <0,05).
3.4. Resultados
‐107‐
3.4.2.5. INDUCCIÓN DE LA FIJACIÓN LARVARIA CON NOREPINEFRINA
E n l a f i g u r a 2 7 , s e o b s e r v a u n a u m e n t o d e l p o r c e n t a j e d e f i j a c ión
larvaria inducida por esta catec olamina norepinefrina frente al control
en todas las concentraciones trab ajadas. Los resultados se expr esan
c o m o l a s m e d i a s d e l p o r c e n t a j e d e i n d u c c i ó n d e l a f i j a c i ó n ± S E M,
correspondienteaochoexp erimentosportr iplicado.
Los resultados obtenidos con el compuesto norepinefrina indica n
u n a u m e n t o d e l p o r c e n t a j e d e f i j a c i ó n l a r v a r i a t a n t o a l a s 2 4 c omo a las
48 h de inicia do el experimento, en re lación al c ontrol. A las 24 h, el
m a y o r p o r c e n t a j e d e f i j a c i ó n d e l a r v a s s e o b t u v o a l a c o n c e n t r a ción de
10 ‐5 M con un valor del 10% frente al 7% del control. En relación a las
concentraciones de 10 ‐4 y 1 0
‐6 M, los porcentajes de fijación obtenidos
fueron de un 8%. El análisis estadístico no m ostró diferencia s
significativasconrespec toalcontrol(p< 0,05).
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% Fiación
Concentra ción
% Fijac ió n larv aria co n nor epinefrina a las 24
y 48 hor as
NOREPI 24 h
NOREPI 48 h
CONT ROL 24 h
CONT ROL 48 h
Figura 27. Porcentaje de inducción de la fijación de larvas de Ostrea edulis , en respuesta a
exposiciones con tinuas co n 10 ‐4 , 10 ‐5 y 1 0
‐6 M del inductor norepi nefrina, así como a la
exposició n con agua de mar como control. Las ex posiciones ensay adas fueron realiza das
durante 24 y 48 h. Cada columna representa la media ± SEM de la s determinaciones de cada
ensayoportri plicado,siendo n =8.
Capítulo I: Inducción de la fijación en moluscos bivalvos
‐108‐
Asimismo, al cabo de 48 h, el mayor porcentaje de fijación lar varia
f u e d e l 4 3 % y s e o b t u v o a l a c o n c e n t r a c i ó n d e 1 0 ‐4 M . E n c u a n t o a l a s
demás concentracio nes (10 ‐5 M y 10 ‐6 M), los valo res obtenidos fueron
del 38 y 41%, respectivamente, frente a un 23% del control. Dic hos
valores luego de a nalizarse estadísticamente tampo co fueron
significativos con respecto al control (p<0,05), con lo que se concluye
que este inductor no indujo aumento significativo del po rcentaj e de
fijación.
3.4.2.6. COMPARACIÓN DE LOS PORCENTAJES DE FIJACIÓN
LARVARIA OBTENIDOS MEDIANTE LOS CINCO INDUCTORES
Los porcentajes de larvas induc i d a s a l a f i j a c i ó n p o r c o n t i n u a s
e x p o s i c i o n e s a d i v e r s a s c o n c e n t r a c i o n e s d e G A B A , e p i n e f r i n a , I B MX, L ‐
D O P A y n o r e p i n e f r i n a a lc a b o d e 2 4 h p u e de n s e ra p r e c i a d a s a t r avés de
lafigura28.
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10 ‐ 41 0 ‐ 51 0 ‐ 6
% Fijación
Concentra ción
% Fijac ió n larv aria co n GABA, epinefrina, IBMX,
L ‐ DOP A y nor epinefrina a las 24 hor as
GAB A
EPI
IBMX
L ‐ DOPA
NOREPI
CONT ROL
Figura 28. Comparación de los porcentajes de inducción de la fijación de larvas d e Ostrea
edulis , en respuesta a exposic iones cont inuas con 10 ‐4 , 10 ‐5 y 1 0 ‐6 M de los inductores GABA,
epinefrina, IBMX, L‐DOPA y norepinefrina, así como del control. Las exposiciones ensayadas
fueron realiza das durante 24 h. Cada columna representa la medi a ± SEM de las
determinaciones de cada ensa yo por triplicado, siendo n =8. L os asteriscos indican las
diferenciassignificativasfrentealcontrol( p <0,05).
3.4. Resultados
‐109‐
Alcabo de 24 hlos máximos porcentajesde fijaciónl arvariaf ueron
inducidos por 10 ‐4 M de IBMX, 10 ‐4 M de L‐DOPA y 10 ‐5 M de GABA. Estos
tres compuestos a las concentraciones anteriormente citadas ind ujer on
significativamente altas ta sas de fijación larvaria con respe ct o al
control (p<0,05). Las demás concen traci ones de los mismos compu estos
no afectaron significativamente el porcentaje de fijación compa rado s
conelcontrol.
Las larvas expuestas a epinefrina y norepinefrina durante 24 h no
presentaron diferencias signif icancias frente al control. Asimi smo, los
valores de los po rcentajes de fijac ión larvaria de O. edulis o b t e n i d o s
b a j o l o s d i f e r e n t e s t r a t a m i e n t o s q u í m i c o s ( G A B A , e p i n e f r i n a , I B MX, L‐
DO P A y n o re p i n e f r in a )a lc ab o de 48 hs o nm os tr a d os ac on ti nu a ciónen
lafigura29.
0
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10 ‐ 41 0 ‐ 51 0 ‐ 6
% Fijación
Concentra ción
% Fijaci ón larv aria co n GABA, epinefrina, IBMX,
L ‐ DOP A y nor epinefrina a las 48 hor as
GAB A
EPI
IBMX
L ‐ DOPA
NOREPI
CONT ROL
Figura 29. Comparación de los porcentajes de inducción de la fijación de larvas d e Ostrea
edulis , en respuesta a exposic iones continuas con 10 ‐4 , 10 ‐5 y 1 0 ‐6 M de los inductores GABA,
epinefrina, IBMX, L‐DOPA y norepinefrina, así como d el control . Las exposicionesensayadas
fueron realiza das durante 48 h. Cada columna representa la medi a ± SEM de l as
determinaciones de cada ensa yo por triplicado, siendo n =8. Los asteriscos i ndican las
diferenciassignificativasfrentealcontrol( p <0,05).
Capítulo I: Inducción de la fijación en moluscos bivalvos
‐110‐
Podemos concluir que, l a m a y o r f i j a c i ó n l a r v a r i a f u e i n d u c i d a p o r
GABA a la concentración de 10 ‐4 M c o n u n p o r c e n t a j e d e l 6 7 % a l a s 4 8 h
de iniciado el experimento. Un incremento de sum a importancia en el
porcentaje de f ijación fue también inducido por GABA a las
concentraciones de 10 ‐5 y 1 0
‐6 M. Aproximadamente el 47% de larvas
fueron inducidas para fijarse tras la exposición a 10 ‐6 M de epinefrina.
Los porcentajes de fijación inducidos por IBMX y L ‐DOPA a la
concentración de 10 ‐4 M fueron significativamente altos con respecto al
c o n t r o l , c o n p o r c e n t a j e s d e l 4 2 y 4 4 % , r e s p e c t i v a m e n t e . S i n e m b argo, a
las concentrac iones de 10 ‐5 y 1 0 ‐6 M t a n t o I B M X y L ‐ D O P A n o i n d u j e r o n
significativamente aumento de las ta sas de f ijación con r espect o al
control. Exposicione s con norepinefrina durante 48 h no influye ron en
losporcentajesdefij acióncomparadasco nelcontrol.
3.4.2.7. PORCENTAJE DE MORTALIDAD LARVARIA DE OSTREA
EDULIS
Los porcentajes d e mortalidad d e larvas de O. eduli s o b t e n i d o s a l
cabo de 24 y 48 h de exposición a GABA, epinefrina, IBMX, L‐DOP A y
norepinefrinasemuestranenlas figuras30y31,respectivamen te.
0
5
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10 ‐ 41 0 ‐ 51 0 ‐ 6C O N T R O L
% Mortalidad
Concentra ción
% Mortalidad al cabo de 24 hor as de exp o s i c i ó n
a GABA, epinefrina, IBMX, L ‐ DOP A y
nor epinefrina
GAB A
EPI
IBMX
L ‐ DOPA
NOREPI
CONT ROL
Figura 30. Po rcentaje de mort alidad de larvas de Ostre a edulis , en respuesta a exposiciones
continuas con 10 ‐4 , 10 ‐5 y 1 0
‐6 M de los inductores GABA, epinefrina, IBMX, L‐DOPA y
n o r e p i n e f r i n a , a s í c o m o a l a e x p o s i c i ó n c o n a g u a d e m a r c o m o c o n t r o l . L a s e x p o s i c i o n e s
ensayadas fueron realizadas durant e 24 h. Cada columna represen ta la media ± SEM de las
determinacionesdecadaensa yoportrip licado,siendo n =8.
3.4. Resultados
‐111‐
Los resultados demuestran que en presencia de estos compuestos
químicos a las distintas concentraciones y tiempos de exposició n en
larvas de O. edul is , los porcenta jes de mortalidad no fueron
significativamente más elevados que en el control. Pasadas las 24 h de
exposición, el porcentaje más al t o d e m o r t a l i d a d s e o b t u v o c o n
epinefrina a la concentración de 10 ‐4 M p o r u n v a l o r d e l 3 % f r e n t e a l 1 %
obtenidoenelcontrol.
Asimismo, el mayor p orcentaje de mortalidad de larvas obtenido a
las 48 h fue del 4% con el inductor IBMX a la concentración de 10 ‐5 M en
comparación al 2% obtenido en el control. Por lo que se concluy e que
ninguno de los compuestos químico s empleados tuvieron un efecto
significativo en la mortalidad de larvas de Os trea edulis a c u a l q u i e r a d e
las concentraciones empleadas en relación al control al cabo de 24 y 48
horas.
0
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10 ‐ 41 0 ‐ 51 0 ‐ 6C O N T R O L
% Mortalidad
Concentra ción
% Mortalidad al cabo de 48 hor as de ex p o s i c i ó n
a GABA, epinefrina, IBMX, L ‐ DOP A y
nor epinefrina
GAB A
EPI
IBMX
L ‐ DOPA
NOREPI
CONT ROL
Figura 31. Porcentaje de mortalidad de larvas de Ostrea edulis , en respuesta a exposiciones
continuas con 10 ‐4 , 10 ‐5 y 1 0
‐6 M de los inductores GABA, epinefrina, IBMX, L‐DOPA y
n o r e p i n e f r i n a , a s í c o m o a l a e x p o s i c i ó n c o n a g u a d e m a r c o m o c o n t r o l . L a s e x p o s i c i o n e s
ensayadas fueron rea lizadas durant e 48 h. C ada columna represen ta la media ± SEM de l as
determinacionesdecad aensa yopor triplicado,siendo n =8.
3.5. DISCUSIÓN
3.5. Discusión
‐115‐
3.5. DISCUSIÓN
3.5.1. INDUCCIÓN DE LA FIJACIÓN DE LARVAS DE
MIMACHLAMYS VARIA Y OSTREA EDULIS
El estudi o de los compues tos quími cos ind uctores de la fijació n de
l a r v a s d e l o s m o l u s c o s b i v a l v o s e s d e g r a n i m p o r t a n c i a p o r l a s
consecuencias que éstos presentan tanto a nivel ecológico como a nivel
biotecnológico. En el ciclo de vida de los moluscos bivalvos, l a fijación
r e pr es e n t a un a d e l a se ta pa s m á sc rí ti c a sy al a v e zm ás co m p l e jasen su
d e s a rr o l l o .L af i ja ci ó n de la s la rv a s c om p e t en te se n lo s m o l u sc os, es un a
respuesta reversible a la búsqueda de un sustrato adecuado para
continuarsu desarrollo.Diversos autore s handemostrado queel órgano
sensorial apical e s el que está implicado en la percepción de l as señales
d e l a f i j a c i ó n y m e t a m o r f o s i s e n l a r v a s e n e s t a d o v e l i g e r d e l o s
gasterópodos (Hadfield et al ., 2000). La gama de señales químicas que
inducen la fijación y metamorfosis en las larvas de muchos
invertebrados, inclu yendo los molu scos, son muy variadas tanto así
c o m o e l n ú m e r o d e e s p e c i e s q u e r e s p o n d e n a d i c h a s s e ñ a l e s ( J a c k son et
al .,2002;Lau et al .,2003).
L a i d e n t i f i c a c i ó n d e l o s f a c t o r e s q u e c o n l l e v e n a l é x i t o e n e s ta
e t a p a d e f i j a c i ó n , c o n d u c i r á a u n a e f i c i e n t e p r o d u c c i ó n e n l o s criaderos.
Inducirla fijacióna travésde compuestos químicosconmayor r apidez o
en mayor grado, puede mejorar considerablemente la producción de las
especiesdegranvalorcomercial ,materiadelprese nteestudio.
E ne lp r e s en te t r a b aj o , s e ha d e mo st ra d oq u e l a rv a s de l as e s pe cie s
Mimachlamys varia y Ostrea edu lis pueden se r inducida s a la fijació n
utilizando ciertos compuesto s químicos a dive rsas concentracion es y
tiemposdeexposición.
3.5.1.1. INDUCCIÓN DE LA FIJACIÓN LARVARIA CON GABA
Diversos estudios revelan que G ABA p uede inducir la fijación
larvaria en numerosas especies de moluscos, incluyendo el chitó n negro
Katharina tunicata (Rumrill & Cameron, 1983 ), la ostra Pinctada
margaritifera (Doroudi & Southgate, 2002), la ostra Pinctada maxima
Capítulo I: Inducción de la fijación en moluscos bivalvos
‐116‐
(Zhao et al ., 2003), el mejillón Mytilus gallopr ovinci alis , las almejas
Venerupis pullastra y Ruditapes philipp inarum y l a o s t r a Ostre a edulis
(García‐Lavandeira et al ., 2005), la ostra Pinctada fucata martensii ( Y u
et al ., 2008), la zamburiña Chlamys vari a (Mesías‐Gansbiller et al .,
2008) y diversas especies de abalón (Morse et al ., 1979a,b, 1980;
Barlow, 1990; Morse, 1992; Moss & Tong, 1992; Yang & Wu, 1995;
Roberts & Nicholson, 1997; Bryan & Qian, 1998; Suenaga et al ., 2004;
Gaspasin&Polohan,2004;Li et al .,2006;Laimek et al .,2008).
Como prueba de ello, los re sultados obtenido s en el presente
t r a b a j o c o r r o b o r a n l o a n t e r i o r m e n t e c i t a d o , d e m o s t r a n d o q u e G A B A es
u n a c t i v o i n d u c t o r q u e a c t ú a e n l a f i j a c i ó n d e l a r v a s d e Mimachlamys
varia y Ost rea eduli s. L o sv a lo r es d em a yo r fi j ac i ón d el a rv a sd e M. varia
seobtuvieronalaconcentra ciónde10 ‐6 M,tantoalas24comoalas48h
d e i n i c i a d o e l e x p e r i m e n t o . A l c a b o d e l a s p r i m e r a s 2 4 h , e l v a lor
obtenidof uedel26%,m ientrasqueunvalor del5 0%fueal canza doalas
48 h. En O. edulis e l valor máximo de fijación larvaria obteni do a las 24
h fue del 14% a la concentra ción de 10 ‐5 M ; s i n e m b a r g o , l o s m a y o r e s
porcentajes se revelaron al cabo de las 48 h, cuando se mostra r on
valores del 67 y 52% a las concentracion es de 10 ‐4 y 1 0
‐5 M,
respectivamente.
Como hemos citado anterio rmente, las concentracione s que
aportaron los mayores porcentajes de fijación larvaria c oncuerd an c on
lo manifestado por ciertos autores dependiendo de la especie es tudiada.
Para el caso de M. varia , el mayor porcentaje de fijación la rvaria con
GA BAse ob tuv oal a co ncen tra ci ón de1 0 ‐6 M,resultados queseasemejan
a los manifestados por Morse et al . (1979b, 1980), en donde citan que
o b t u v i e r o n a l t o s n i v e l e s d e f i j a c i ó n l a rv a r i a a l a c o n c e n t r a c i ó n de 10 ‐6 M
con GABA trabajando con el abalón rojo Haliotis ru fescens . Dicho s
resultados concuerdan con los manifestados por Li et al . (2006),
t r a b a j a n d o c o n l a m i s m a e s p e c i e d e a b a l ó n , c o n e l m i s m o i n d u c t o r y
obteniendo a la misma concentración (10 ‐6 M) porcentajes de fijació n
larvaria que fueron significativos con respecto al control, man ifes tand o
de igual modo, que a concentraciones adecuadas y tiempos óptimo s de
exposición con GABA, se podrían inducir mayores porcentajes de
fijación y metamorfosis larvaria. Morse et al . (1979a), en una
3.5 . Discusión
‐117‐
p u b l i c a c i ó n p r e v i a , d e m o s t r a r o n , a s í m i s m o , q u e G A B A a l a
concentración de 10 ‐3 M fue capaz de inducir al 100% la fijación de
larvas del abalón rojo Haliotis rufescens e n p r e s e n c i a o a u s e n c i a d e u n
apropiadosustratop aralafijación.
E n c u a n t o a Ostrea eduli s s e r e f i e r e , l o s m a y o r e s p o r c e n t a j e s d e
fijación larvaria se obtuviero n a las concentraciones de 10 ‐4 y 1 0
‐5 M,
valores que son parcialmente concordantes con los resultados
manifestados por Barlow (1990) y Bryan & Qian (1998), en los qu e
indican que el neurotransmisor G ABA, estimula el comportamiento d e l a
fijación de larvas a bajas concentraciones (10 ‐5 M); mientras que a
concentracionesmáselevada s(10 ‐3 y10 ‐4 M)estóxico.
Roberts & Nicholson (1997), demostraron que GABA a la
concentración de 10 ‐3 mM pue de inducir la fija ción de larvas de dos
especies de abalón, Haliotis iris en un 90‐100%y Hali otis virginea e n un
65‐100%, al exponerse 48 h altratamiento con este inductor. De l mismo
modo, estos resul tadoscoinciden con los publicados por Morse e n 1992,
donde manifestaba que GABA inducía la mejor fijación de larvas de
Haliotis rufescens alaconcentraciónde10 ‐3 mM;mientrasqueStewart et
al ., (2008), demostraron que larvas competentes de H. asinin a pueden
ser induc idas a la fijación cu an do son expuestas a ciertos indu cto res
c o m o G A B A , 5 ‐ A V A ( á c i d o γ ‐ a m i n o v a l é r i c o ) , M S G ( g l u t a m a t o
monosódico) o GA (ácido L‐glutámico); obteniendo porcentajes de
fi ja c ió n la rv a ri a de l 58 % (1 0 ‐3 mM)ydel 60%(10 ‐1 mM)al cabo delas 72
hencadaunodelos experimentosrea lizadosconelindu ctorGA BA.
Por otro lado, Doroudi & Sout hgate(2002), manifestaron que GA BA
actuando sólo o en presencia de filamentos de plástico como sus trato
d e m o s t r ó s e r u n e f e c t i v o i n d u c t o r d e l a f i j a c i ó n d e l a r v a s d e l a ostra
Pinctada marga ritifera con un increme nto del 25% frente al contro l.
Este hallazgo muestra que tanto el contacto físico como la esti mulación
q u í m i c a a c t ú a n e n l a i n d u c c i ó n d e l a f i j a c i ó n d e l a r v a s e n e s t a e s p e c i e .
Un año más tarde Zhao et al . (2003), demostraron que el compuesto
GABA a concentracio nes de 10 ‐2 ‐10 ‐5 M , i n d u j o l a f i j a c i ó n d e l a r v a s d e P.
maxima sóloalas72hdeinicia doelexperimento.
Capítulo I: Inducción de la fijación en moluscos bivalvos
‐118‐
D e l m i s m o m o d o , G a r c í a ‐ L a v a n d e i r a et al . (2005), demostraron que
GABAesunactivoinduc tordelafijacióndelarva sdecuatroe speciesde
moluscos bivalvos, Mytilus galloprovinci alis , Venerupis pulla stra ,
Ruditapes philippinarum y Ostrea edul is con porcentajes de fijación
larvaria significativo s frente al control. S in embargo, el meca nismo por
el cual GABA es capaz de inducir la fijación y metamorfosis en larvas de
diversasespecies demoluscos bivalvose spococonocido.
Un estudio similar llevado a cabo por Yu et al . (2008), demostró
que GABA indujo altos porcentajes d e fijación en larvas de P. fucata a l a
concentración 10 ‐4 M al cabo de 24 y 48 h, siendo estos valores
significativos frente al control . Asimismo, manifestaron que lo s efectos
de GABA en la fijación la rvaria de P. fucata se asemejaba al efecto
producido sobre las larvas de P. marga ritifera ; sin embargo, existían
ciertas diferencia s en la fijación de larvas de P. maxima ,diferencias que
pudieran ser debidas a la presen c i a d e l o s d i v e r s o s g r a d o s d e
s e n s i b i l i d a d q u e p r e s e n t a n l a s l a r v a s e n r e s p u e s t a a l o s m i s m o s
compuestosquímicos.
Asimismo, Mesías‐Ga nsbiller et al . (2008), manifestaron que
obtuvieron altos p orcentajes de fijación de larvas de Chlamys varia
después de la exposición con el inductor GABA pa sadas las 24 y 48 h.
GABA indujo los mayores porcentajes de fija ción larvaria a la
concentraciónde10 ‐6 M ,co nva lor esd el2 6%a las 24h y50 %al as4 8h ,
siendoestosvalores s ignifi cativosfrente alcontrol.
La fijación podría ser la consec uencia d e la c apacidad de GABA d e
detener el movimiento del vé lum ciliar en las larvas, producien do el
cese de la natación, caída de la suspensión y, por consiguiente fijación
al sustrato por una condición de estrés, tal como lo indica en sus
t ra b aj o sP a wl ik ( 19 9 0 ) ,e n d on de ha ce m en c i ón q ue GA BA pu ed ei n du cir
e l c e s e d e l a a c t i v i d a d c i l i a r y l a n a t a c i ó n e n l a r v a s d e m o l u s cos,
h a c i e n d o q u e e s t a s c a i g a n d e l a c o l u m n a d e a g u a y s e d e p o s i t e n en el
fondo.
C o n t r a r i a m e n t e a t o d o l o e x p u e s t o , c i e r t o s a u t o r e s h a c e n m e n c i ón
d e q u e e l n e u r o t r a n s m i s o r G A B A p u e d e c o m p o r t a r s e d e m a n e r a i n e f icaz
a l a h o r a d e i n d u c i r l a f i j a c i ó n larvaria a concentraciones muy b a j a s y a
3.5 . Discusión
‐119‐
altas dosis puede causar numerosos daños en el desarrollo de la s larvas
d e a l g u n a s e s p e c i e s c o m o e n Haliotis rufescens pro duciendo
anormalidades (Searcy‐Bernal & Anguiano‐Beltran, 1998), o puede
llegarasertóxicoycausar lamuerte(M orse et al .,1979a).
A k a s h i g e et al . (1981), demostraron que trabajando con larvas de
Haliotis discus hannai q u e f u e r o n s o b r e e x p u e s t a s a G A B A , e s t e i n d u c t o r
provocó la suspensió n del mov imiento ciliar del vélum y seguida mente
ocasionóla muerte. Años más tarde,Suenaga et al . (2004), manifestaron
que en estudios realizados s obre la fijación larvaria empleando e l a l g a
roja ( Hydrolithon samoense ) como inductor na tural y GABA como
inductor químico, e ste último no re spondió a las señale s induc t oras
esperadas; sin embargo, los anál ogos de este (ácido γ‐aminovalé ri co)
indujeron de manera eficaz la fi jación de larva s en dos e specie s de
abalón( H. discus discus y H. discus hanna i ).
Eyster& Pechenik(1987), trabajando conl arvasde Mytilus edulis y
e l i n d u c t o r G A B A o b s e r v a r o n que a concentraciones de 10 ‐4 M, 10 ‐5 M y
10 ‐6 M no es posible el desarrollo de la fijación y metamorfosis lar varia.
Años más tarde, Dobretsov & Qian ( 2003), en las investigaciones
r e a l i z a d a s c o n l a m i s m a e s p e c i e c o n f i r m a n l o a n t e r i o r m e n t e c i t a do, e
indican que a altas concentraci ones del compuesto GABA, éste no t i e n e
efectoningunosobrelafijaciónlarvaria.
Como podemos observar, la información bibliográfica citada es
contradictoria en algunos casos , bien por las condiciones del
e x p e r i m e n t o y e l e s t a d o d e c o m p e t e n c i a d e l a s l a r v a s o p o r l a s diversas
concentraciones de inductores utilizadas. La respuesta podría d eberse a
la especificidad y comportamiento de cada especie, así como a l a
sensibilidad de la s larvas a determinados compuesto s químicos
inductores. Esta v ariación observ ada no se limita solamente a G ABA,
sino también a dive rsos produc tos químicos qu e ofrece el merca d o,
comoseobservarámásadelante.
Capítulo I: Inducción de la fijación en moluscos bivalvos
‐120‐
3.5.1.2. INDUCCIÓN DE LA FIJACIÓN LARVARIA CON EPIN EFRINA Y
NOREPINEFRINA
Los resultados obtenido s en el presentetrabajo, demuestran qu e el
c o m p u e s t o e p i n e f r i n a e s u n a c t i v o i n d u c t o r q u e a c t ú a e n l a f i j a ción de
larvas de Mimachlamys varia y Ostrea edulis . Norepinefrina, por e l
contrario, no muestra ningún efecto inductor s obre la fija ción de larvas
de O. edulis . Losmayoresporcentajesdefijacióndelarvasde M. varia se
o b s e r v a r o n a l a s 4 8 h d e e x p o s i c i ó n c o n e p i n e f r i n a ; s i n e m b a r g o , a la s
24 h se presenció cierta fijación estimándose valores menores d e un
2 6 % c o n 1 0
‐6 M y d e u n 3 0 % c o n 1 0
‐5 M, siendo estos va lores
significativos con respecto al control. Los máximos valores de fijaci ón
larvaria se presentaron a las 48 h de iniciado el experimento c on el
tratamiento de 10 ‐5 M d e e p i n e f r i n a d o n d e s e o b t u v o u n v a l o r m á x i m o
del 55% seguido del tratamiento de 10 ‐6 M en el que se consiguió el 51%
de fijación. En O. edulis el valor máximo de fijación larvaria se obtuvo a
la concentración de 10 ‐6 M con un porcentaje de 47% culminadas las 48
horas.
Estos resultados muestran consis tencia con los publicados por
Martínez et al . (1999a), donde la epinefrina a la concentración de 10 ‐5 M
incrementólos porcentajes defijación, metamorfosisy superviv encia de
larvas de Argopecten pu rpuratus . De igual modo, los porcentajes de
fijación inducidos con epinefrina en C. gigas y O. edulis , coinciden con
las induci das ala fijación empleandopelículas bacterianas(Tr itar et al .,
1992). Asimismo, estos datos conc uerdan c on los publicados por Satuito
et al .(200 5),en losqueindica nquelae pinefrinaf uecapazd eind ucir la
fijación de larvas de Mytilus galloprovinc ialis . La epinefrina también fue
identificada por Ga rcía‐Lavandeira et al . (2005), como un activo
i n d u c t o r d e l a f i j a c i ó n d e l a r v a s e n t r e s e s p e c i e s d e m o l u s c o s bivalvos:
el mejillón Mytilus galloprovincialis , la almeja Venerupis pullastra y l a
ostra Ostrea edul is , mostrando altos porcentajes de fijación larvaria a la
concentración de 10 ‐5 M . Años más tarde, nuestro laboratorio obtuvo
altos porcentajes de fijación de larvas de M. varia del 30% a las 24 h de
e x p o s i c i ó n y d e l 5 5 % a l c a b o d e 4 8 h c o n l a c o n c e n t r a c i ó n d e 1 0 ‐5 M de
epinefrina (Mesías‐Gansbiller et al ., 2008). Cabe i ndicar que no existe
constancia bibliográfica en la que se haya n realizado otros
3.5 . Discusión
‐121‐
experimentos de fijación de este tipo con Mimachlamys varia . Sin
embargo, los resultados obtenidos en nuestro trabajo y las dife rencias
significativas encontradas ponen de manifiesto el poder de indu cción de
lafijaciónquepresental aepinefrinaenlarvasde Mimachlamys varia .
Diversos investigadores han manifestado que las catecolaminas
epinefrina y norepinefrina no actúan como inductores de la fija ci ón
larvaria, sino que actúan más bie n como inductores de la metamo rfosis
en diversas especie s de moluscos. Di chos estudios indican q ue c iertas
concentraciones entre 3x10 ‐5 y 1 0
‐4 M de epinefrina y no repinefrina
inducen niveles máximos de metamorfosis en larvas de bivalvos y e s t á n
directamente imp licadas en la in iciación o el control de as pect os
m o r f o g e n é t i c o s y f i s i o l ó g i c o s d e l a m e t a m o r f o s i s v í a r e c e p t o r e s
farmacológicos com o receptores adren érgicos α1, no facilitando la
fijación de larvas enlas especies (Coon et al ., 1985; Coon &Bonar 1986;
McAnally Salas et al ., 1989; Shpiegel et al ., 1989; Kingzett et al ., 1990;
Chevolot et al .,1991;Beiras& Widdows1995;O’Connor, et al .,2009).
Es así como, Coon et al . (1985), ponen de manifiesto que las
catecolaminasepinefrinaynorep inefrinapuedeninducirrápidam entela
metamorfosis en larvas de la ostra del Pacífico Crassos trea gigas ,
consiguiendo a la concentración de 10 ‐4 M del compuesto epinefrina y a
e x p o s i c i o n e s c o r ta sd et ie mp om á s d e l 9 0 % d e me ta mo rf os is ye nt re 50‐
80% a la concentración de 10 ‐5 M . Del mismo modo, la norepinefrina
i n d u j o l o s m a y o r e s p o r c e n t a j e s d e m e t a m o r f o s i s a l a s c o n c e n t r a c iones
de 10 ‐4 M c o n v a l o r e s p o r e n c i m a d e l 8 0 % y a 1 0
‐5 M entre 30 y 75%,
d e m o st ra nd od ee st a m a ne ra qu ea mb a sc at e c o l a mi na sp od ía n i n d u c ir la
metamorfosis sin previa fijación. Un año más tarde Coon et al . (1986),
trabajando nuevamente con larvas de C. gi gas y l a r v a s d e u n a n u e v a
especie Crassostrea virg inica corrobo raron losresultadosanteriormente
citados e indicaron que dichas catecolaminas indujeron rápidame nte la
metamorfosis, siendo la epinefrina la que indujo los máximos
porcentajes,enun90%,ala concentraciónde10 ‐4 M.
Doroudi & Southgate (2002), coinciden con lo manifestado
previamente por tales auto res e indican que la epinefrina y la
norepinefrina no tuvieron ningún efecto significativo en la fij ación o el
Capítulo I: Inducción de la fijación en moluscos bivalvos
‐122‐
c o m p o r t a m i e n t o d e l a f i j a c i ó n e n l a r v a s d e P. margarit ifera a l a s
concentraciones empleadas (10 ‐2 ‐10 ‐5 M ) d u r a n t e 2 4 h d e e x p o s i c i ó n .
Asimismo, O’Connor et al . (2009), manifiestan que la catecolamina
epinefrina a una concentración óptima de 10 ‐4 M indujo la metamorfosis
enlarvasde Ost rea angasi alcabode1a2hdeexposición.
Estas discordan cias mostrad a s p o d r í a n t e n e r d i v e r s a s
explicaciones, como por eje mplo: el uso de un apropiado tipo de
sustrato que posteriormente reflejaría el aumento o dismin ución d e l
número de larvas fijadas; la eficacia de los diferentes co mpues tos
químicos sobre la fijación l arvaria de las diversas e species; las
diferencias existen tes entre las fam ilias de moluscos, inclusiv e
diferencias presentes entre las especies de una misma familia; el grado
decompetenciadelasmismas, etc.
3.5.1.3. INDUCCIÓN DE LA FIJACIÓN LARVARIA CON IBMX
Los resultados obtenidos dem ostraron que IBMX a ctuó como un
efectivoinductordelafijacióndelarva sde Ostrea eduli s .IBMXalactuar
sobrelarvasde M. vari a pr o du jo u na u me n to en e l po rc e n ta je d e fi ja c ió n
a las 24 y 48 h de exposic ión; sin embargo, los valores obtenid os no
mostrarondiferencias significa tivas en relación al control. Co n respecto
a la acción in ductora de IBM X en la fijación de larvas de O. edul is , la
concentración de 10 ‐4 M es la que proporcionó los mayores porcentajes
de fijación, siendo estos valores del orden del 19% (24 h) y 42 % (48 h),
porcentajes que pre sentaron diferencia s significa tivas con resp ecto al
control.
Estos resultados demostraron ser conco rdantes con los obtenido s
en los experimentos realizados p or Baxter & Morse (1987), en do nde
m o s t r a r o n q u e I B M X a l a s c o n c e n t r a c i o n e s d e 1 0 ‐4 y 1 0 ‐5 M indujeron la
fijación de larvas del abalón Haliotis rufesce ns . A simism o, IBMX se
mostró como indu ctor en los poliquetos Phragmatopoma lapido sa
californica (Pawlik, 1990) e Hydroides elegans (Bryan et al ., 1997;
Carpizo‐Ituarte & Hadfield , 1998), en el cnida rio Hydractinia echinata
(Leitz,1997)yenel crustáceocirrípedo Balanus amphitrit e (Clare et al .,
1995).
3.5 . Discusión
‐123‐
Años más tarde, Dobretsov & Qian (2003), manifestaron que IBMX
f u e e l c o m p u e s t o q u í m i c o q u e i n d u j o m a y o r f i j a c i ó n d e l a s l a r v a s de
Mytilus edulis a las concentra ciones de 10 ‐3 , 10 ‐4 , 10 ‐5 y 1 0 ‐6 M, siendo la
concentración de 10 ‐4 M culminadas l as 24 h, la que produjo porcenta jes
d e f i j a c i ó n l a r v a r i a m a y o r e s c o n u n 7 5 % . A s i m i s m o , I B M X a l a s
concentraciones de 10 ‐5 y 1 0
‐6 M indujo la fijación larvaria en esta
especieporvaloresentreel40‐50%.
D e l a m i s m a m a n e r a , Z h a o et al . (2003), manifiestan que IBMX
indujo la fijación de larvas de la ostra Pinctada maxima a l a
concentración de 10 ‐4 M a l c a b o d e 4 8 y 7 2 h d e i n i c i a d o e l e x p e r i m e n t o ,
encontrándose así diferencias significativas con respecto al co ntrol. E l
p o r c e n t a j e d e f i j a c i ó n c a l c u l a d o , s e p r e s e n t a e n e l m i s m o r a n g o d e
concentración que los encontrados en otras espec ies de inverteb ra dos
(Pawlik,1990;Bryan et al .,1997;Qian&Pechenik, 1998).
Y u et al . (2008), manifiestan del mismo modo, que los mayores
porcentajes de fijación larvaria de P. fucata martensii c o n I B M X s e
consiguieron a la concentración de 10 ‐4 M , v a l o r e s q u e f u e r o n e s t i m a d o s
entre el 30‐50% durante largos pe riodos de tiempo de exposición (24,
48, 72 y 96 h), presentando estos valores diferencias sig nifica tivas
frente al control. Asimismo, observaron un comportamiento de fi jación
larvariadel75%alaconcentraciónde10 ‐5 M.
Como podemos apreciar IBMX es efect ivo para ind ucir la fijació n
larvaria en una variedad de organismos marinos a diversa s
concentraciones, siendo la concentración de 10 ‐4 M l a m á s e f i c i e n t e , t a l
como se obtuvo en el presente trabajo con O. edulis ; sin embargo, en
Mimachlamys varia e l e f e c t o i n d u c t i v o n o m o s t r ó d i f e r e n c i a s
significativas(Mesías‐Gansbiller et al .,2 008).
A pesar de que no existen referencias bibliográficas sobre est udio s
d e e s t e t i p o c o n M. varia en condiciones de laboratorio, sabiendo
además que cada especie es espec ífica en su comportamiento a l i gual
que cada tipo de inductor, se pudieron obtener buenos resultado s que
podríanfavorecerinvestigacio nesfuturas.
Capítulo I: Inducción de la fijación en moluscos bivalvos
‐124‐
3.5.1.4. INDUCCIÓN DE LA FIJACIÓN LARVARIA CON L ‐ DOPA
En el presente trabajo, los resultados obtenidos con el induct or L‐
DOPA demostraron que la fijación larvaria de O. edulis estuvo presente
en la totalidad de la s concentra cionestratadas tanto a las 24 c o m o a la s
48 h de iniciados los experimentos. Los mayores porcentajes de fijación
se obtuvieron a la concentra ción de 10 ‐4 M con valores del 16% (24 h) y
44% (48 h), encontrándose diferencias significativas con respec to al
control.
Diversas investigaciones reve lan que L‐DOPA presenta la habili dad
de indu cir un comportamiento de fijación, la fijación propiam en te dicha
y la metamorfosis en larvas de diversas especies de ostras (Wei ne r &
Colwell, 1982; Cooper, 1983; Coon et al ., 1984, 1985, 1990a; Bonar et
al ., 1990; Beiras & Widdows, 1995), así como en larvas del mejill ón
Mytilus edulis (Cooper, 1982) y la vieira Pect en maximus ( C o c h a r d et al .,
1989).
Coon et al . (1985), manifiestan que a exposiciones cortas de 5‐10
min y a concentraciones óptimas (2,5x10 ‐5 M) de L‐DOPA, las larvas d e
ostra del Pacífico Crassostrea gigas presentan comportamientos de
f i j a c i ó n : n a t a c i ó n c o n e l p i e e x t e n d i d o , p o s t e r i o r r e p t e o y f i j ación o no
sobreunsustrato.Asimismo,Bei ras&Widdo ws(1995),comprobar onen
estudios realizados sobre la inducción de la fijación y metamor fosis en
larvas de la misma especie, que a una mayor concentración de L‐ DOPA
(10 ‐4 M ) e r a m e n o r e l p o r c e n t a j e d e l a r v a s f i j a d a s q u e e x p e r i m e n t a n
metamorfosis; por el contra rio a menor con centración (10 ‐5 M) la
presencia de un mayor porcentaje de larvas fijadas en metamorfo si s fue
apreciado.
Dobretsov & Qian (2003), manifiestan que L‐DOPA a la
concentración de 10 ‐5 M a l c a b o d e 2 4 h , s e c o m p o r t ó c o m o u n e f e c t i v o
inductor de la fijación de larvas del mejil lón Mytilus edulis
p r o p o r c i o n a n d o u n p o r c e n t a j e d e f i j a c i ó n s u p e r i o r a l 6 0 % . E l e f ecto
inductor de L‐DOPA en la fijación de M. edulis h a b í a s i d o m a n i f e s t a d o
añosatrásporCooper(1982).
3.5 . Discusión
‐125‐
Por el contrario, Zhao et al . (2003), revelan que L‐DOPA no mostró
ningún efecto inductor sobre la fijación y metamorfosis en larv as de
Pinctada maxima .De igual manera, Yu et al .(2008), manifestaron que L‐
DOPA no mostró ningún efecto sobre la fijación de larvas de P. fucata
martensii ; sin embargo, produ jo la inducción del comportamiento de la
fijación larvaria a concentraciones a ltas (10 ‐2 ‐10 ‐5 M), des tacando
porcentajescercanosal100%alcabode6hdeexposición.
Como se puede observar el comportamiento de la fijación de lar vas
depende en muchos casos de la es pecie estudiada, d e l e s t a d o d e
competencia de dichas larvas y del inductor utilizado, su conce ntra ción
ytiempodeexposición.
3.5.2. MORTALIDAD DE LARVAS DE MIMACHLAMYS VARIA Y
OSTREA EDULIS
Las larvas de las especies estudiadas Mimachlamys varia y Ostrea
edulis t ratadas con los compuestos químico s citado s, mostra ron
p o r c e n t a j e s d e m o r t a l i d a d m í n i m o s a l a s c o n c e n t r a c i o n e s y t i e m p os d e
exposición utilizada s, no sie ndo estos v alores significativos c on
respectoalcont rol.
Los valores obtenidos en el presente estudio, concuerdan en ci erta
manera con los manifestados por Dobretsov & Qian (2003). En sus
investigacionesindicanqueIBMXalasconcentracionesde10 ‐3 ‐10 ‐6 Mno
causó toxici dad en larvas del mejillón Mytilus edulis . Del mismo modo,
Zhao et al . (2003), demostraron que IBMX a las concentraciones antes
mencionadas no mostró ningún efecto t óxico sobre la fijación de l a r v a s
de Pi nctada maxima . Similares resultados han s ido mostrados en larvas
de otros m oluscos, de po liquetos y c rustáceos ci rrípedos ( Rittschof et
al ., 1986; Baxter & Morse, 1987; Pawlik, 1990; Bryan et al ., 1997). Sin
embargo, a concentraciones altas de 10 ‐2 M , I B M X m o s t r ó t o x i c i d a d e n
larvas de M. edulis obteniéndose valores de mortalida d cercanos al
100% (Dobretsov & Qian, 2003). Similares estudios demostraron d e
igual modo, q ue a altas c oncent racion es de est e induct or (10 ‐2 M), las
larvas de Mytilus edulis se inmovilizan y algunas mueren; posiblemente
una de las explicaciones sobre dicha toxicida d se atribuye a la
Capítulo I: Inducción de la fijación en moluscos bivalvos
‐126‐
inhibición de lo s movimientos cilia res de las bra nquias del mej illón,
decreciendo así la tasa de velocidad d e filtración y la presión exhalante
(Hugh&Owen,1993).
En trabajos realizados con L‐DOPA, Dobretsov & Qian (2003),
d e m o s t r a r o n q u e e s t e c o m p u e s t o c a u s ó l a t o x i c i d a d e n l a r v a s d e l
mejillón Mytilus edulis a las concentraciones de 10 ‐4 M, 10 ‐3 M y 10 ‐2 M,
mostrando esta última concentración un porcenta je de mortalidad d e l
100%.
Entrabajos realizados con larvas de abalón H. diversicolor , Bryan &
Q i a n ( 1 9 9 8 ) y L i et al . (2006), manifestaron que empleando GABA como
inductor de la fijación a concentracio nes altas (10 ‐3 y 1 0
‐4 M), este
inductor mostró to xicidad pa ra las larvas de abalón, producien d o
nivelesconsi derablesdemorta lidad.
Del mismo modo, Doroudi & Sou thgate (2002), manifestaron que a
altas concentracio nes (10 ‐2 y 1 0 ‐3 M) de lo s c ompu est os qu ímic os: GABA,
epinefrina y norepinefrina, acompañados por u n período largo de
exposición (24 h), parecían causa r alta mortalidad (>80%) en la rvas de
la ostra Pinctada margarit ifera . La mortalidad alta probablemente
resultaríaporlatoxici dadquím icaoporelhechode quelosc ompuestos
químicos proporc ionarían un adecuado sustrato para el crecimien to
bacteriano(Coon et al .,1985).
Z h a o et al . (2003), revelan e n trabajos realizados de fijación de
larvas de Pinctada maxima c o n G A B A y L ‐ D O P A c o m o a g e n t e s
inductores, que ensayos con GABA a la concentración de 1 0 ‐2 M y al cabo
de 72 h, produjo u na alta mortalidad de las larvas siendo este valor
significativo frente al control. De mo do similar, L‐D OPA provoc ó la
muerte de las larvas en su totalidad, pasadas las 24 h de expos ición con
concentraciones de 10 ‐2 y 1 0
‐3 M. Asimismo, larvas expuestas al
tratamiento de 10 ‐4 y 1 0 ‐5 M durante 48 y 72 h produjeron porcentaje s
demortalidad considerables.
Cinco años más tarde Yu et al . (2008), obtuvieron resultados
similares en relación al efecto de las s eñales químicas sobre l a fijación
larvaria en la ostra Pinctada fucata martensii , empleando para ello
3.5 . Discusión
‐127‐
c o m p u e s t o s q u í m i c o s , e n t r e l o s q u e s e m e n c i o n a n a G A B A , I B M X y L‐
DOPA. Concentraciones de GABA a 10 ‐2 M, 10 ‐3 M y 10 ‐4 M pr oduj eron
altos porcentajes de m ortalidad, siendo estos valo res significa tivos co n
respecto al contro l, especialmente a la conc entración de 10 ‐2 M
mostrando una mortalidad del 100% . Así concluyen estos autores que a
altas concentracio nes (10 ‐2 M, 10 ‐3 M y 10 ‐4 M) acompañadas de largos
periodos de exposición (48, 72 y 96 h) los compuestos químico s
ensayados produjeron en las larvas de P. fucata mortalidades altas. Del
mismo modo, IBMX a la concentración de 10 ‐3 M indu jo toxicidad e n l as
l a r v a s l u e g o d e u n l a r g o p e r io d o de e x p o s i c i ó n de 7 2 y 9 6 h, c o nvalores
del 37 y 78%, respectivamente. P or último L‐DOPA, produjo una
mortalidad larvaria del 100% a las c oncentraciones de 10 ‐2 y 1 0 ‐3 M al
cabode 24,48, 72y 96 hdeexpos ición.Asimismo,alaconcent raciónde
10 ‐4 M y a exposiciones de 48, 72 y 9 6 h , p r o d u j o p o r c e n t a j e s d e
mortalidad consi derables. Las concentracio nes citadas mostraron
diferenciassign ificativasconrespectoalcontro l.
Cabe indicar que L‐DOPA al cabo de 2 4 h y a concentraciones
≥2×10 ‐5 M se auto‐oxida para formar precipitado s de color negro. La
e x p o s i c i ó n c o n t i n u a a e s t a s c o n c e n t r a c i o n e s e s t ó x i c a e n l a s l a rvas d e
Phragmatopoma lapidosa californica ( P a w l i k , 1 9 9 0 ) y e n P. fucata
martensii (Y u et al .,2008).
D e l a m i s m a m a n e r a , l o s d a t o s o b t e n i d o s e n n u e s t r o l a b o r a t o r i o
demostraron que los compuestos GABA, epine frina e IBMX a la s
concentraciones ensayadas (1 0 ‐4 , 10 ‐5 y 1 0 ‐6 M ) y a e x p o s i c i o n e s d e 2 4 y
48 h, no causaron efectos tóxicos en las larvas de M. varia ( M e s í a s ‐
Gansbiller et al ., 2008). Además, indican que no existe constancia en la
b i b l i o g r a f í a d e q u e s e h a y a n r e a l i z a d o e x p e r i m e n t o s r e l a c i o n a d o s c on la
mortalidad,utilizandoc omoinductores de lafijación aGABA, epinefrina
eIBMX,enlarvasde Mimachla mys varia .
Los bajos porcentajes de mo rtalidad obtenidos en el presente
estudio,podrían explicarse debido alusode concentracionesin feriores
delosinductoresalasutil izadasporotrosautore s.
3.6. CONCLUSIONES
3.6. Conclusiones
‐131‐
3.6. CONCLUSIONES
1. Los compuestos químicos empleado s demostraron capacidad
inductora sobre la fijación de larvas de Mimachlamys varia y de
Ostrea edulis .
2. GABA indujo un aumento significativo del porcentaj e de fij ación de
larvas de Mimachlamys varia a la concentración de 10 ‐6 M , t a n t o a
las 24 como a las 48 horas con valores del 26 y 50%,
respectivamente.
3. La epinefrina indujo un aumento sig nificativo de la fi jació n
larvaria en Mimachlamys varia a l a c o n c e n t r a c i ó n d e 1 0
‐5 M con
valores del 30% (24 h) y del 55% (48 h), y a la concentración d e
10 ‐6 M con valores del 26% (24 h) y de l 51% (48 h),
respectivamente.
4. El tratamiento con IBMX no produjo cambios significativos e n el
porcentajedelafijacióndelaslarvas de Mimachlamys varia .
5 . G A B A f u ee l i n du ct o rm á s e f ic a z p a ra la f i j a ci ó n d e la r v a s de Ostrea
edulis. Los mayores porcentajes de fijación larvaria se obtuvieron
conlaconcentración de10 ‐5 Ma las24horas(14%)ya las48horas
con las tres concentraciones utilizadas (10 ‐4 M, 10 ‐5 M y 10 ‐6 M), con
valoresde67%,52%y45%,re spectivamente.
6 . L a e p i n e f r i n a f u e u n i n d u c t o r e f e c t i v o d e l a f i j a c i ó n d e l a rvas de
Ostrea edulis , a l a s 4 8 h o r a s d e e x p o s i c i ó n y c o n u n a c o n c e n t r a c i ó n
de10 ‐6 Melporcentajedelafijaciónfuedel47%.
7. IBMX se mostró como un activo inductor de la fijación larva ria en
Ostrea edulis a l a c o n c e n t r a c i ó n d e 1 0
‐4 M . A l a s 2 4 h o r a s c o n u n
v a l o r d e l 1 9 % y a l a s 4 8 h o r a s c o n u n p o r c e n t a j e d e f i j a c i ó n d e l
42%.
8. L‐DOPA incrementó signif icativamente la fijación de larvas de
Ostrea edulis a l a concentración de 10 ‐4 M , t a n t o a l a s 2 4 h o r a s c o n
unvalordel16%comoalas48 horasconunvalor del44%.
Capítulo I: Inducción de la fijación en moluscos bivalvos
‐132‐
9. La adición de norepinefrina no produjo efectos significativ os sobre
lafijaciónenlarvasde Ost rea eduli s .
10. Ningunode los compuestosquímicos utilizadosdemostraron efe cto
tóxicoalgunosobrelas la rvasde Mimachlamys varia y Ostrea edulis
alasconcentraciones ytiemposensayados.
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4.1. Introducción
‐1 3 5 ‐
4.1. INTRODUCCIÓN
La presencia de la gran diversidad de organismos en la naturale za
y la admirable variedad morfológica q ue exhiben, harían pensar que
estosorganismosnocomparten se mejanzaalgunadurantesudesar ro llo;
s i n e m b a r g o , o c u r r e l o c o n t r a r i o . E n u n m o m e n t o d e s u c i c l o d e vida
estos organismos comparten un zigoto u nicelular. E s sorprendente la
g r a n v a r i e d a d d e f o r m a s e n e t a p a a d u l t a c o n p l a n e s c o r p o r a l e s m uy
complejos que sur gen de una única célu la por mul tiplicación y
diferenciación durante el proceso embrionario. La cuestión de c ómo se
forma la arquitectura tri dimensional de un organismo a partir d e la
información codifi cada en una molécula de DNA, es abor dada por la
Biología del Desarrollo, que inve stiga los mecani smos que media n la
formación de un organismo a partir de una célula indiferenciada h a s t a
que alcanza una forma adulta definitiva, siendo el interés prin cipal de
e s t a d i s c i p l i n a , e l i d e n t i f i c a r y e s t u d i a r l o s g e n e s q u e a y u d a n a
transformarunzigotounicelul arenunadultopluricelular.
L o s o r g a n i s m o s s e d e s a r r o l l a n d e a c u e r d o a u n e x a c t o p r o g r a m a
q u e e s p e c i f i c a c o n g r a n d e t a l l e s u p l a n c o r p o r a l , d e t e r m i n a d o p or la
e x p r e s i ó n d e c i e r t o s g e n e s y e l m o m e n t o d e l a r e a l i z a c i ó n d e l o s
diversos eventos. Este progra ma de desarrollo consiste en un pr eciso
patrón de expresión génica espacial y temporal (Gehring, 1987). E l
desarrollo en los organismos requ iere de una coordinación y
cooperación muy compleja para la co nstrucción de un plan corpor al
tridimensional.A pesard elos mecanismosde diferenciaciónpor lo s qu e
atraviesan los ani males de los diferentes f ilos, con variacione s
s i g n i f i c a t i v a s a n i v e l m o r f o l ó g i c o y c e l u l a r , l o s m e c a n i s m o s m o leculares
que dan origen a los diferentes patrones de expresión génica, e stá n
altamenteconservadosalolargodelos Metazoa(Degnan et al .,1993).
El desarrollo normal de todo organismo requie re de la expresió n
coordinada de milla res de genes estruc turales de un modo altame nte
planificado. S i no existiera dich a coordinación , el control ind ependiente
delosgenespodríallevar aundesarrollocaótico.
Capítulo II: Genes homeobox y su conservación en bivalvos
‐1 3 6 ‐
“Todos los animales se desarrollan a partir de un huevo fecundado
que, tras experimentar múltiples divisiones, origina millones de
células embrionarias. Mediante un sorprendente proceso de auto
organización, estas células se disponen formando un organismo
completo de diseño corporal armó nico ”
(McGinnis & Kuziora, 1996).
Durante los últimos 30 años se ha puesto de manifiesto l a
presencia de genes que regulan l a actividad de grupos de genes de
forma coordinada, así como la aparición de diferen tes dominios
proteicos muy cons ervados evolutivamente que desarro llan papele s
esenciales en la regulación de l a transcripción du rante el desa rrollo. La
información necesaria para g enerar el plan corporal de ca da ser v i v o
e s t á c i f r a d a e n s u g e n o m a , p e r m i t i e n d o q u e l a s c a r a c t e r í s t i c a s básicas
d e l o s o r g a n i s m o s s e t r a n s m i t a n d e p a d r e s a h i j o s . E n m u c h o s a n imales
durante la etapa embrionari a, los distinto s procesos parecen es ta r
controlados por un grupo particular de genes relacionados entre s í , l o s
denominados genes HOM ( i n v e r t e b r a d o s ) y g e n e s Hox (vertebrados) ,
que dirigen en cierta forma as pe ctos similares del diseño corpo ral y la
diferenciación en todos los emb riones (McGinnis & Kuziora, 1996 ).
E s t o s g e n e s , q u e s o n e l e j e m p l o m á s s o r p r e n d e n t e d e l a a m p l i a
conservación génica del d esarrollo en los animales fueron descu biertos
y denominados genes homeóticos por Walte r Gehring e n 1983,
caracterizados por presentar una caja homeo u “homeobox”. Exist e la
creencia difundida de que hay mec anismos comunes subyace ntes en e l
d e s a r r o l l o d e t o d o s l o s a n i m a l e s , l o q u e i m p l i c a q u e s i s e i d e n tifica un
g e n c o n u n p a p e l c e n t r a l e n e l d e s a r r o l l o d e u n a n i m a l , e s c o n v eniente
a n a l i z a r s i e s t e g e n s e h a l l a p r e s e n t e e n o t r o a n i m a l y s i e n é ste ejerce
unafunciónsimilar.
L a f a m i l i a d e l o s g e n e s h o m e o b o x e s m u y a m p l i a y d i v e r s a , p e r o
con gran similitu d en estructura, organización y expresión. Ini cialment e
los genes homeobox fueron identificados en la mosca de la fruta
Drosophila melanoga ster y h a s t a e l m o m e n t o s e h a n i d e n t i f i c a d o e n l a
m a y o r í a d e l o s s e r e s v i v o s , i n c l u i d o e l h o m b r e . E s t o s g e n e s e s t án
agrupados en muc hos de los g e nomas de los Deuterostomia más
4.1. Introducción
‐1 3 7 ‐
representativos, com o los cordados y equ inodermos, en particula r los
peces y el hombre, e inclusive en el cefalocordado amphioxus. T ambién
los podemos enco ntrar en los Ecdysozoa, com o es el caso de lo s
artrópodos y nemátodos, y en los Lophotrochozoa como los nemert inos,
expresándose en todos ellos en patrones a lo largo del eje
anteroposteriorde los organismos que integran el filo de los b ilaterales
(animalesquepresentanunasimetríabilateral)(Njolstad&Fjo se,1988;
Acampora et al ., 1989; Holland et al ., 1992; McGinnis & Krumlauf, 1992;
Wang et al ., 1993; García‐Fernández & Holland, 1994; Manak & Scott,
1994; Kmita‐Cunisse et al . , 1 9 9 8 ; M a r t í n e z et al ., 1999b; Carroll et al .,
2001). Asimismo, la secuencia del home obox ha permitido identif icar
rápidamente secuencias simila res en organismos más primitivos como
los cnidarios, (S chummer et al ., 1992; Gauchat et al ., 20 00) o las
esponjas (Degnan et al ., 1995), comprobándose de esta manera, su
notablegradodeconservaciónentodalav ariedaddefilos.
L a m o s c a d e l a f r u t a , Dro sophil a melanogaster , es una de las
especies más utilizadas po r razones genéticas y de cultivo y su
p o p u l a r i d a d l a h a l l e v a d o a s e r c o n s i d e r a d a c o m o u n “ sistema modelo ”
en la Biología Molecular y d el D esarrollo (Powell, 1997). Esta especie
f u e e s c o g i d a p o r T . H . M o r g a n c o m o m o d e l o g u í a e n l a g e n é t i c a c l ásica
por sus adecuadas y particulares caracterís ticas, entre las que d e s t a c a n
s u c o r t o c i c l o d e v i d a , l a f a c i l i d a d d e c u l t i v o y s u e l e v a d a f e cundidad.
Además, sus bases génicas se conocen m ejor que en cualquier otr o
animal yha demostrado tener equivalenciacon otros organismos a nivel
de desarrollo ( Wolp er et al ., 2010). Investigaciones realiza das en los
años 80, utilizando Drosophila como sistema experimental, permitieron
identificar y clas ificar un pequeño número de genes clave que
intervenían en la determinación del patrón corporal a lo largo del eje
anteroposterior,así como enl aespecificación dela identidad posicional
alolargodedichoeje,enlaformación delossegmentos.
Los principio s encontrados y descritos para Drosophila s o n
apli cables también a organismos superiore s, incluyen do el hombr e,
mostrando de es ta manera las claves para entender mucha s
malformaciones congénitas. Cuando se identifica un gen homólogo d e
Drosophila e n un mamífero importante, el conjunto de técnicas
Capítulo II: Genes homeobox y su conservación en bivalvos
‐1 3 8 ‐
genéticas desarrolla das en Drosophila puede ayudar a caracterizarlo. La
identificación y caracteriza ción de las redes génicas en Drosophila
puede esclarecer las redes homól ogas en los mamíferos. A demás, las
características e importancia histórica de Droso phi la, han logrado
catalogarla como uno de los organismos mejor caracterizados has ta hoy
en día, convirtiéndola en el te rcer eucariota y el segundo Meta zoa con
s u g e n o m a t o t a l m e n t e s e c u e n c i a d o ( A d a m s et al ., 2000), después de la
levadura Saccharomyces cerev isiae (Goffeau et al ., 1996) y el nemátodo
Caenorhabd itis elegans (Tces,1998).
Un subgrupo importante considera do dentro de la familia de los
genes con homeobox, es el de los genes Hox . Esto s genes actúan en el
control del desar rollo de los organismos multicel ulares centran do su
acción en la regulación de la morfogénesis y diferenciac ión cel ular
durante el desarroll o. Dicho de otra manera, los genes Hox controlan el
d e s a r r o l l o d e e s t r u c t u r a s y ó r g a n o s e s p e c í f i c o s e n d i v e r s o s o r g anismos.
En los insectos, una vez que se han establecido los límites seg mentarios
los genes Hox se encargarán de especifica r las car acterística s
estructura les y de participa r en la formación de tejid os intern os
(McGinnis & Krumlauf, 1992). Los genes Hox e s t á n a l t a m e n t e
conservados a lo largo de la evolución, encontrándose y conserv ándose
en los organismos con desarro llo bilatera l aparentemente sin
parentescoalguno,comoeselcasode Drosoph ila ylosmamíferos.
4.1.1. ESTRUCTURA Y FUNCIÓN DE LO S GENES HOME OB OX
Los genes homeobox se caracterizan por poseer una secuencia
común de 180 pares de bases d enominada caja homeo u homeobox qu e
codifica para una región de 60 aminoácidos denominada homeodomi nio .
U n a c a r a c t e r í s t i c a i m p o r t a n t e d e l o s g e n e s h o m e o b o x e s s u l i g a m iento
físico, ya que suelen estar agrupado s en el mismo cromosoma for mando
complejos génicos. A lo largo de la evolución, estos genes han
permanecido generalmente agrupado s en complejo s (clúste res)
codificando proteín as reguladora s que se unen al DNA, siendo
esencialesparael desarrollo.
4.1. Introducción
‐1 3 9 ‐
Las proteínas que co difican estos genes p resentan dos ti pos de
regiones. Una región variable cuya secuencia de aminoácidos var ía
mucho de una especie a otra y la otra una región altamente cons ervada
a l o l a r g o d e l a e v o l u c i ó n e n l o s o r g a n i s m o s p l u r i c e l u l a r e s ( F i g. 32).
Esta ú ltima región está constituida por una región o motivo de unión al
DNA de alrededor de 60 aminoácidos conocida co mo homeodominio y
presenta además unmotivo de unión hé lice‐giro‐hélice caracterí stico de
muchas proteínas. Las pro teínas co n homeodominios actúan como
factores de transcripción y tienen la capacidad de unirse a sec uencias
reguladoras de otros genes, sien do muy críticos en la especific ación de
losdestin oscelula res.
Figura 32. Estructura de una p roteína con homeodominio . La hélice α 3, es l a q u e s e u n e
específicamentea lDNA.
El motivo del homeodominio se encuen tra codificado por l a caja
homeo que está presente en aproximadamente unas 20 familias
diferentesde genes homeobox. La función principal de las proteínas con
homeodominio es la de controlar la transcripción de otros
homeodominios, además de intervenir en l a regulación de la acti vidad
d e g e n e s s u b o r d i n a d o s e n p a s o s i n f e r i o r e s d e l a c a s c a d a d e e x p r esión
génica durante el desarrollo. La secuencia de homeobox de estos g e n e s
h a s i d o d e m u c h a u t i l i d a d p a r a a i s l a r g e n e s h o m ó l o g o s e n d i f e r e ntes
a n i m a l e s s o b r e l a b a s e d e l a s i m i l i t u d d e l a s e c u e n c i a . L a i d e n tifica ción
d e e s t o s g e n e s a y u d a a l a c o n s t r u c c i ó n d e l h i s t o r i a l d e e s t a f a milia
génica conservada, permitiendo analizar sus r elaciones evolutivas
(Carpintero et al .,20 04).
Capítulo II: Genes homeobox y su conservación en bivalvos
‐1 4 0 ‐
4.1.2. PATRONES DE EXPRESIÓN DE LO S GENES HOME OB OX
La expresión de los genes homeobox es un proceso muy dinámico.
Su presencia e s detectada principa lmente en los organismos dura nte el
desarrollo embrionario de una manera altamente coordinada y con tinua
(Gilbert,2005).
Los genes homeobox p resentan una colinealidad entre el orden de
losgenese nelcromosomaye lordendeexpresión espacialyte mporala
l o l a r g o d e l e j e a n t e r o p o s t e r i o r ; e s d e c i r , e l o r d e n d e l o s g e n es se
corresponde al orden de los segmentos a lo largo del eje corpor al. Este
comportamiento es muy típico de los genes del grupo Hox. Los ge nes de
cada complejo Hox se expre san en u n a s e c u e n c i a o r d e n a d a , d e t a l
manera que el gen localizado más próximo al extremo 3’, será aq uel que
s e e x p r e s e p r i m e r o y e n l a p o s i c i ó n m á s a n t e r i o r . L a e x p r e s i ó n correcta
d e l o s g e n e s Hox depende de la posición; es d ecir, los genes localiza dos
en la zona anterior se expresarán mucho antes que aquello s gene s
posteriores, ya que seguidamente estos se expresarán progresiva mente
a lo largo del complejo hasta culminar con los genes del extrem o 5’
(Duboule & Dollé, 1989; Graham et al ., 1989; Duboule, 1994b; Wolper et
al ., 2010). Los genes Hox proporcio nan valores posicionales que
determinan el desarrollo consecutivo de una región, por lo que sería
posible esperar cam bios morfológicos si su patró n de expresión fuese
alterado.
E l p r i n c i p i o g e n e r a l d e l a e x p r e s i ó n g é n i c a Hox , por el cual los
genes Hox q u e s e e x p r e s a n p o s t e r i o r t i e n d e n a i n h i b i r l a a c c i ó n d e l o s
genes expresados por delante d e é s t o s , s e c o n o c e c o m o dominancia
posterior . Este fenómeno demuestra que un cambio en la expresión
génica Hox , no suele afectar a las regiones más anteriores en las que el
g e n e s e x p r e s a d o y l a s e s t r u c t u r a s p o s t e r i o r e s p e r m a n e c e n
relativamente intactas. Los e fectos de la inactivación génica Hox
también pueden ser específicos en los tejidos, de modo tal que, c i e r t o s
tejidos en los que un gen Hox se expresa normalmente se mantienen
normales, mientras que otros teji d o s , e n l a m i s m a p o s i c i ó n , a l o largo
del eje anteropo sterior podría n estar afectados. Por otro lado, l a
pérdida de la función génica Hox e n o c a s i o n e s d a l u g a r a u n a
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