Ermittlung materialwissenschaftlicher Kennwerte
von Fleisch- und Fischprodukten
vorgelegt von Diplom-Ingenieur
Nico Hildebrandt
aus Berlin
von der Fakultät III – Prozesswissenschaften
der Technischen Universität Berlin
zur Erlangung des akademischen Grades
Doktor der Ingenieurwissenschaften
- Dr.-Ing. -
genehmigte Dissertation
Promotionsausschuss
Vorsitzender: Prof. Dr. M. H. Wagner
Gutachter: Prof. Dr. sc. techn. B. Senge
Gutachter: Prof. Dr. sc. techn. F. Thiemig
Tag der wissenschaftlichen Aussprache: 09.09.2009
Berlin 2009
D 83
III
Kurzfassung
Ermittlung materialwissenschaftlicher Kennwerte von Fleisch- und Fischprodukten
Bisherige Erkenntnisse bezüglich der Strukturausbildung bei der Fermentation und Rekons-
titution von zerkleinertem Muskelgewebe beruhen vor allem auf mikroskopischen sowie auf
sensorisch-taktilen Beobachtungen. Im Rahmen dieser Arbeit wurden die komplexen Struk-
turbildungsvorgänge zerkleinerten Muskelgewebes in der Mikrostrukturebene während Fer-
mentations- und Rekonstitutionsprozessen mittels rheologischer Methoden materialwissen-
schaftlich analysiert und bewertet.
Mit Hilfe von Oszillationsmessungen im Timesweep-Modus im linear viskoelastischen Be-
reich der Modellbrätproben aus Rind- und Schweinefleisch sowie Karpfenfilet konnte anhand
der rheologischen Parameter Speichermodul G’ und Verlustfaktor tan der Fermentations-
verlauf rohstoffabhängig in verschiedene Strukturierungsabschnitte eingeteilt und pH- und
zeitabhängig diskutiert werden. So wurden bei der Fermentation von Rind- und Schweine-
fleisch vier, bei der Fermentation von Karpfenfilet fünf Strukturierungsabschnitte festgestellt.
Am Beispiel der Rindfleischfermentation wurden die Auswirkungen von Salzzugabe, Starter-
kulturzugabe und Starterkulturpräparat auf die Strukturbildungsprozesse untersucht. Dabei
wurden sowohl die Vorstrukturierung der myofibrillären Proteine durch den Einsalzeffekt als
auch die einsetzende Säuredenaturation der Muskelproteine als wichtige strukturbildende
Elemente der Partikelgelausbildung erkannt. Durch Variation des Starterkulturpräparates
konnte festgestellt werden, dass geringere Säuerungsraten zu geordneteren Partikelgel-
netzwerken führen.
Am Beispiel der Schweinefleischfermentation konnte die Strukturbildungsgeschwindigkeit
vStr durch Ableitung der linearisierten Teilbereiche der G’(t)-Kurve als weiterer Parameter zur
neuartigen quantitativen Bewertung ablaufender Strukturierungen herangezogen werden.
Dabei zeigte sich, dass mit zunehmendem Wasser- und Fettgehalt die Strukturbildungsge-
schwindigkeit abnahm. Mit zunehmendem Gehalt an Fett bzw. S8 nahmen die viskosen Ei-
genschaften zu. Ab einem S8-Gehalt von 30 % wurde die Ausbildung eines Partikelgels ver-
hindert. Durch einen höheren Fremdwassergehalt wurde die Relation von viskosen zu elas-
tischen Eigenschaften nicht verändert. Die Zugabe von Ca-Lactat hatte einen leicht stören-
den Einfluss auf vorstrukturierende Quelleffekte und somit etwas schwächere Partikelgele
zur Folge.
Messungen im Amplituden- und Frequenzsweep-Modus zeigten, dass bei den Bräten vor
und nach der Fermentation Dispersionsstrukturen auf Partikelbasis vorlagen.
Eine Analyse der Strukturbildungsvorgänge bei der Rekonstitution von Fleisch durch Alginat-
Calcium-Systeme mittels Oszillationsmessungen im Timesweep zeigte in Abhängigkeit von
der Zusammensetzung anhand der Parameter Speichermodul G’ und Verlustfaktor tan
unterschiedliche Strukturierungsmechanismen in der Mikroebene, welche erfasst und disku-
tiert wurden.
Die im Rahmen dieser Arbeit durchgeführten materialwissenschaftlichen Untersuchungen
ermöglichen neuartige objektive Aussagen über den Mechanismus der Strukturausbildung
bei der Fermentation und Rekonstitution von Fleisch und Fisch. Die Untersuchungen können
zur Bewertung von Formulierungsänderungen, technologischen Parametern und Rohstoffen
hinsichtlich der Strukturausbildung in der Mikrostrukturebene im Rahmen von Produktent-
wicklungen genutzt werden.
IV
Abstract
Determination of material scientific characteristics of meat and fish products
Knowledge on the structuring mechanisms during the processing of fermented and struc-
tured meat and fish products is often obtained from microscopical and sensory investiga-
tions. The objective of the work was the material scientific analysis and assessment of the
complex structuring mechanisms of minced muscle tissue in the micro structure during fer-
mentation and structuring processes with rheological methods.
Oscillation tests in timesweep were applied within the linear viscoelastic region to investigate
the behavior of muscle homogenates from beef, pork and carp during the fermentation pro-
cess. The development of structure was described as a gelification process depending on
acidification and time. The rheological parameters loss factor tan and storage modulus G’
were used to divide the fermentation process into different phases of structure formation.
Four phases were found for the fermentation process of beef and pork and five phases for
carp homogenates, respectively.
Experiments were carried out with beef homogenates to investigate the influence of the ad-
dition of salt, starter culture and type of starter culture on the mechanisms of structure for-
mation during the fermentation process. The pre-structuring of meat proteins due to the ad-
dition of salt and the denaturation of the meat proteins were found to be key factors for the
development of a particle gel network. Slow rates of acidification were found to result in bet-
ter structure of the particle gel network.
Investigations on the fermentation process of pork homogenates lead to the new parameter
rate of structure formation vStr, which was obtained by the first derivation of the G’(t) curve.
With increasing water and fat (S8) content vStr decreases. With increasing S8 content, the
viscous properties increases, but with increasing water content, the relation from viscous to
elastic properties did not change. A S8 content over 30 % prevents the development of a
particle gel network. The addition of Ca-lactate leads to a slight decreasing of the pre-
structuring of meat proteins due to the addition of salt and thus to the formation of a slightly
weaker particle gel network.
Amplitude- and frequency-sweeps showed, that the muscle homogenates are complex dis-
perse systems on the basis of particles before and after the fermentation process, respec-
tively.
The investigations on the mechanisms of structure formation during the meat structuring
process with alginate-calcium-systems were carried out with oscillation tests in timesweep
mode. Different mechanisms of structure formation were detected with the help of the pa-
rameters tan and G’ in dependence on the ingredients and compounds of the different
alginate-calcium-systems.
The material scientific investigations of this work allow new objective statements about the
mechanisms of structure formation during fermentation and structuring processes of meat
and fish. The investigations could be a usefull instrument during the development stage of
products to estimate the different effects of new ingredients, technological parameters and
raw materials on the structure formation of the microstructure.
V
Inhaltsverzeichnis
Kurzfassung ..................................................................................................................................III
Abstract ........................................................................................................................................ IV
Inhaltsverzeichnis ......................................................................................................................... V
Abkürzungs- und Symbolverzeichnis ......................................................................................... IX
1. Einleitung................................................................................................................................1
2. Aufgabenstellung ...................................................................................................................2
3. Literaturrecherche ..................................................................................................................3
3.1. Muskelaufbau .....................................................................................................................3
3.2. Fettgewebsaufbau ..............................................................................................................4
3.3. Funktionelle Eigenschaften von Fleisch ..............................................................................5
3.3.1. Wasserbindungseigenschaften von Fleisch .................................................................5
3.3.2. Quelleigenschaften von Fleisch ...................................................................................6
3.3.3. Rheologische Eigenschaften von Fleisch- und Fischbrät .............................................8
3.4. Fleisch- und Fischfermentation ......................................................................................... 12
3.4.1. Starterkulturen .......................................................................................................... 12
3.4.2. Kohlenhydrate ........................................................................................................... 13
3.4.3. Neutralsalze .............................................................................................................. 13
3.4.4. Salze der Genusssäuren ........................................................................................... 13
3.4.5. Antioxidationsmittel ................................................................................................... 13
3.4.6. Konservierungsmittel ................................................................................................. 14
3.4.7. Strukturbildungstheorien fermentierter Fleisch- und Fischprodukte ............................ 14
3.5. Fleischbindesysteme auf Alginatbasis ............................................................................... 16
3.6. Rheologische Methoden und experimentelle Grundlagen .................................................. 16
3.6.1. Texturerfassung ........................................................................................................ 17
3.6.2. Konsistenzerfassung ................................................................................................. 17
3.6.3. Oszillationsmessungen ............................................................................................. 17
3.6.3.1. Grundlagen .................................................................................................................... 18
3.6.3.2. Amplitudensweepmessungen .......................................................................................... 19
3.6.3.3. Frequenzsweepmessungen: ........................................................................................... 19
3.6.3.4. Timesweep-Messungen .................................................................................................. 20
3.7. Zusammenfassung Literaturrecherche .............................................................................. 20
4. Material und Methoden ........................................................................................................ 21
4.1. Material ............................................................................................................................ 21
4.1.1. Rindfleisch ................................................................................................................ 21
4.1.2. Schweinefleisch ........................................................................................................ 21
4.1.3. Karpfen ..................................................................................................................... 21
4.2. Eingesetzte Zusatzstoffe ................................................................................................... 21
4.2.1. Starterkultur .............................................................................................................. 21
4.2.2. Zusatzstoffe .............................................................................................................. 22
4.2.3. Fleischbindesysteme auf Alginatbasis ....................................................................... 22
4.3. Präparationsmethoden...................................................................................................... 23
VI
4.3.1. Rindfleisch ................................................................................................................ 23
4.3.1.1. 1. Versuchsserie ............................................................................................................. 23
4.3.1.2. 2. Versuchsserie (Variation Präparation und Starterkultur)................................................ 24
4.3.2. Schweinefleisch ........................................................................................................ 25
4.3.2.1. Variation Fremdwassergehalt .......................................................................................... 25
4.3.2.2. Variation Fettgehalt ......................................................................................................... 26
4.3.2.3. Variation Ca-Lactat ......................................................................................................... 27
4.3.2.4. Fleischbindesysteme ...................................................................................................... 28
4.3.3. Karpfen ..................................................................................................................... 28
4.4. Chemisch-physikalische Kennwerte .................................................................................. 29
4.4.1. pH-Wert .................................................................................................................... 29
4.4.2. Trockensubstanzgehalt ............................................................................................. 29
4.4.3. Rohproteingehalt ....................................................................................................... 30
4.4.4. Aschegehalt .............................................................................................................. 30
4.4.5. Charakterisierung mittels GEHA-Standardisierung .................................................... 30
4.5. Materialwissenschaftliche Methoden ................................................................................. 30
4.5.1. Konventionelle rheologische Untersuchungen ........................................................... 30
4.5.2. Oszillationsmessungen ............................................................................................. 30
4.5.2.1. Amplitudensweep ........................................................................................................... 31
4.5.2.2. Frequenzsweep .............................................................................................................. 31
4.5.2.3. Timesweep ..................................................................................................................... 31
4.6. Statistische Absicherung ................................................................................................... 32
5. Fermentationsverlauf Rindfleisch ....................................................................................... 33
5.1. Chemisch-physikalische Kennwerte Rindfleisch ................................................................ 33
5.2. Fermentationsuntersuchungen 1. Versuchsserie Rindfleisch ............................................. 33
5.2.1 Charakterisierung pH-Wert-Verlauf 1. Versuchsserie Rindfleisch ............................... 33
5.2.2 Strukturierungsprozesse während der Fermentation (Standardansatz) ...................... 34
5.2.3 Strukturierungsprozesse während der Fermentation ohne Salzzugabe ...................... 36
5.2.4. Strukturierungsprozesse während der Fermentation ohne Starterkulturen ................. 37
5.2.5. Vergleichende Betrachtung der ablaufenden Strukturierungsprozesse....................... 38
5.3. Einfluss Probenpräparation und Starterkulturvariation ....................................................... 39
5.3.1. Vergleich des Präparationsverfahrens mit und ohne Passiersieb ............................... 40
5.3.1.1. Charakterisierung pH-Wert-Verlauf in Abhängigkeit von der Präparation ........................... 40
5.3.1.2. Einfluss der Präparation auf tan während der Fermentation ........................................... 40
5.3.1.3. Einfluss der Präparation auf G’ während der Fermentation ............................................... 41
5.3.1.4. Einteilung des Fermentationsverlaufes anhand des Verlustfaktors tan ........................... 41
5.3.2. Einfluss der Starterkultur auf die Fermentation von Rindfleisch .................................. 42
5.3.2.1. Charakterisierung des pH-Wert-Verlaufes in Abhängigkeit von der Starterkultur ................ 42
5.3.2.2. Verlustfaktor im Timesweep in Abhängigkeit von der Starterkultur .................................... 42
5.3.2.3. Speichermodul im Timesweep in Abhängigkeit von der Starterkultur................................. 43
5.4. Zusammenfassende Wertung der Fementation von Rindfleisch ........................................ 44
6. Fermentationsverlauf von Schweinefleisch ........................................................................ 45
6.1. Chemisch-physikalische Kennwerte Schweinefleisch ........................................................ 45
6.2. Einfluss des Fremdwassergehaltes auf den Fermentationsverlauf ..................................... 46
6.2.1. Charakterisierung des pH-Verlaufes in Abhängigkeit vom Fremdwassergehalt .......... 46
6.2.2. Speichermodul im Timesweep in Abhängigkeit vom Fremdwassergehalt ................... 47
VII
6.2.3. Verlustfaktor im Timesweep in Abhängigkeit vom Fremdwassergehalt....................... 48
6.2.4. Einteilung des Fermentationsverlaufes von Schweinefleisch anhand tan ................. 48
6.2.5. Einteilung des Fermentationsverlaufes von Schweinefleisch anhand Speichermodul G’
50
6.2.6. Strukturbildungsgeschwindigkeiten der Bereiche A, B, C und D in Abhängigkeit vom
Fremdwassergehalt .................................................................................................................. 52
6.2.7. Amplitudensweep in Abhängigkeit vom Fremdwassergehalt ...................................... 56
6.2.8. Frequenzsweep in Abhängigkeit vom Fremdwassergehalt ......................................... 57
6.2.9. Zusammenfassende Wertung Variation Fremdwassergehalt ..................................... 58
6.3. Einfluss des Fettgehaltes auf den Fermentationsverlauf .................................................... 59
6.3.1. Charakterisierung des pH-Wert-Verlaufes in Abhängigkeit vom Fettgehalt ................. 59
6.3.1.1. Fermentationszeiten bis pH 5,0 in Abhängigkeit vom Fettgehalt ....................................... 59
6.3.1.2. Startlevel der pH-Werte in Abhängigkeit vom Fettgehalt ................................................... 60
6.3.1.3. Adaptionsphase in Abhängigkeit vom Fettgehalt .............................................................. 61
6.3.2. Verlustfaktor tan während der Fermentation in Abhängigkeit vom Fettgehalt ........... 61
6.3.3. Speichermodul während der Fermentation in Abhängigkeit vom Fettgehalt................ 62
6.3.4. Strukturbildungsgeschwindigkeiten der Bereiche A, B, C und D in Abhängigkeit vom
Fettgehalt ................................................................................................................................. 64
6.3.5. Amplitudensweep in Abhängigkeit vom Fettgehalt ..................................................... 68
6.3.5.1. Amplitudensweep vor der Fermentation ........................................................................... 68
6.3.5.2. Amplitudensweep nach der Fermentation ........................................................................ 69
6.3.6. Frequenzsweep in Abhängigkeit vom Fettgehalt ........................................................ 71
6.3.6.1. Frequenzsweep-Messungen vor der Fermentation ........................................................... 71
6.3.6.2. Frequenzsweep-Messungen nach der Fermentation ........................................................ 73
6.3.7. Reproduzierbarkeit der Ergebnisse ........................................................................... 74
6.4. Einfluss von Ca-Lactat auf den Fermentationsverlauf ........................................................ 75
6.4.1. Charakterisierung des pH-Wert-Verlaufes in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt ...... 75
6.4.1.1. Fermentationszeiten bis pH 5 in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt ............................... 75
6.4.1.2. Startlevel der pH-Werte in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt ........................................ 76
6.4.1.3. Adaptionsphase in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt ................................................... 77
6.4.1.4. Säuerungsgeschwindigkeiten in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt ............................... 77
6.4.2. Verlustfaktor im Timesweep in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt........................... 78
6.4.3. Speichermodul im Timesweep in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt ....................... 78
6.4.4. Strukturbildungsgeschwindigkeiten der Bereiche A, B, C und D in Abhängigkeit vom
Ca-Lactat-Gehalt ...................................................................................................................... 80
6.4.5. Amplitudensweep in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt .......................................... 84
6.4.5.1. Amplitudensweep-Messungen vor der Fermentation (Ca-Lactat) ...................................... 84
6.4.5.2. Amplitudensweep nach der Fermentation (Ca-Lactat) ...................................................... 84
6.4.6. Frequenzsweep in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt ............................................. 85
6.4.6.1. Frequenzsweep-Messung vor der Fermentation (Ca-Lactat) ............................................ 85
6.4.6.2. Frequenzsweep-Messung nach der Fermentation (Ca-Lactat) .......................................... 85
6.4.7. Zusammenfassende Wertung Ca-Lactat-Untersuchungen ......................................... 86
7. Strukturbildung Karpfenfermentation ................................................................................. 88
7.1. Chemisch-physikalische Kennwerte Karpfen ..................................................................... 88
7.2. Charakterisierung des pH-Wert-Verlaufes von K3 und K2 ................................................. 89
7.2.1. Fermentationszeiten bis pH 5 bei Karpfen ................................................................. 89
VIII
7.2.2. Startlevel der pH-Werte Karpfen ................................................................................ 90
7.2.3. Adaptionsphasen Karpfen ......................................................................................... 90
7.3. Speichermodulverlauf im Timesweep von K3 und K2 ........................................................ 91
7.4. Verlauf des Verlustfaktors tan im Timesweep von K3 und K2 ......................................... 92
7.5. Einteilung des Fermentationsverlaufes von Karpfen anhand des Verlustfaktors tan ........ 93
7.6. Amplitudensweep von Karpfen .......................................................................................... 95
7.6.1. Amplitudensweep der Rohbräte vor der Fermentation ............................................... 95
7.6.2. Amplitudensweep der Bräte K3 und K2 vor der Fermentation .................................... 95
7.6.3. Amplitudensweep der Bräte K3 und K2 nach der Fermentation: ................................ 96
7.7. Frequenzsweep von Karpfen ............................................................................................ 96
7.7.1. Frequenzsweep-Messungen der Rohbräte K3 und K2 ............................................... 96
7.7.2. Frequenzsweep vor und nach der Fermentation ........................................................ 98
7.8. Zusammenfassende Wertung der Fermentation von Karpfen ............................................ 99
8. Fleischbindesysteme auf Alginatbasis ............................................................................. 100
8.1. Timesweep Einkomponentensystem Raps ...................................................................... 100
8.2. Timesweep Zweikomponentensystem ISP MT 200/ MT230............................................. 101
8.3. Timesweep Zweikomponentensystem Hansen INNO 20/INNO 30 ................................... 102
8.4. Timesweep Einkomponentensystem ISP MT 624 ............................................................ 103
8.5. Zusammenfassende Wertung der Timesweepmessungen............................................... 104
8.6. Bewertung der realisierten Strukturierungsmechanismen ................................................ 105
8.7. Visuelle und texturelle Bewertung der erhaltenen Produkte ............................................. 105
8.8. Zusammenfassende Wertung der Fleischbindesysteme auf Alginatbasis ........................ 107
9. Hinweise für weiterführende Arbeiten ............................................................................... 109
10. Zusammenfassung ......................................................................................................... 110
11. Literaturverzeichnis ....................................................................................................... 113
12. Anhang............................................................................................................................ 121
12.1 Tabellenverzeichnis ........................................................................................................ 147
12.2. Abbildungsverzeichnis ................................................................................................ 148
IX
Abkürzungs- und Symbolverzeichnis
Lateinische Symbole
Symbol Bezeichnung Einheit
A Fläche m2
d Durchmesser m, nm, µm
f Frequenz Hz
F Kraft N
G Schubmodul Pa
G’ Speichermodul Pa
G’’ Verlustmodul Pa
h Spaltweite, Schichtdicke m
K Konsistenzfaktor Pasn
MAW Mittelabweichung …
MW Mittelwert …
l Länge m, mm, cm
n Fließindex -
R2 Bestimmtheitsmaß -
Ra Außenradius Zylindermesssystem m
Ri Innenradius Zylindermesssystem m
s Auslenkung m
s Weg m
s
Standardabweichung …
Stabw Standardabweichung …
t Zeit s, min, h
T Temperatur °C
vStr Strukturbildungsgeschwindigkeit Pa/min
i
x
Einzelwert …
x
Mittelwert …
Griechische Symbole
Symbol Bezeichnung Einheit
Phasenverschiebungswinkel °
tan () Verlustfaktor -
Differenz …
dynamische Viskosität Pas
CA Casson-Viskosität Pas
Auslenkwinkel, Drehwinkel °
Deformation -
0 Deformationsamplitude -
L Grenze des lvB -
max Maximal-Deformation -
Scherrate, Schergeschwindigkeit s-1
max Maximal-Scherrate s-1
Normalspannung Pa
Schubspannung Pa
0 Schubspannungsamplitude Oszillation Pa
X
0 Fließgrenze Spannversuch Pa
0,CA Casson-Fließgrenze Pa
max Maximal-Schubspannung Pa
Kreisfrequenz s-1
Abkürzungen
a Einzelversuch
ATP Adenosintriphosphat
aW Wasseraktivität
b Einzelversuch
BEFFE Bindegewebseiweißfreies Fleischeiweiß
c Einzelversuch
d Einzelversuch
e Einzelversuch
Fa. Firma
IEP isoelektrischer Punkt
Kap. Kapitel
L. Lactobacillus
Lc1 Starterkultur Lc1
LMBG Lebensmittel- und Bedarfsgegenständegesetz
lvB linear viskoelastischer Bereich
FE Fleischeiweiß
K2 zweijähriger Karpfen bzw. Filet von zweijährigem Karpfen
K3 dreijähriger Karpfen bzw. Filet von dreijährigem Karpfen
n Anzahl Versuche
PP Platte-Platte-Messsystem
RI mageres Rindfleisch nach GEHA-Sortierung
R_o. S. Modellbrät Rindfleisch ohne Zerkleinerung durch Passiersieb
R_S. Modellbrät Rindfleisch mit Zerkleinerung durch Passiersieb
RW Starterkulturmischung RW
S1 mageres Schweinefleisch nach GEHA-Sortierung
S8 Schweinespeck
S1 Modellbrät Schweinefleisch (Standardansatz)
S1+10 Modellbrät (anteilig 10 % S8)
S1+20 Modellbrät (anteilig 20 % S8)
S1+30 Modellbrät (anteilig 30 % S8)
S1+40 Modellbrät (anteilig 40 % S8)
St. Staphylococcus
TS Trockensubstanzgehalt
ve viskoelastisch
WBV Wasserbindevermögen
6%_a Modellbrät Schweinefleisch (Standardansatz), Einzelversuch
6%_b Modellbrät Schweinefleisch (Standardansatz), Einzelversuch
20%_a Modellbrät Schweinefleisch (20 % Fremdwassergehalt), Einzelversuch
20%_b Modellbrät Schweinefleisch (20 % Fremdwassergehalt), Einzelversuch
Einleitung
1
1. Einleitung
Die Fleischindustrie stellte mit einem Umsatzanteil von über 22 % im Jahr 2007 die umsatz-
stärkste Branche innerhalb der Ernährungsindustrie in Deutschland dar [1]. Der Fleischver-
zehr lag im selben Jahr in der Bundesrepublik Deutschland mit 60,3 kg pro Kopf etwa 1,5 %
höher als im Vorjahr [2]. Der Fleischwarenverzehr war in den Jahren 2001 bis 2006 mit rund
30 kg pro Kopf und Jahr relativ stabil [3].
Die Bedeutung von Fleisch und Fleischwaren ergibt sich aufgrund ihrer hohen Nährstoffdich-
te (Proteine, Eisen, B-Vitamine, Spurenelemente). Somit stellen Fleisch und Fleischprodukte
wichtige Komponenten einer gesunden und ausgewogenen Ernährung dar [4].
Ein entscheidender Qualitätsparameter neben der ernährungsphysiologischen Bedeutung
von Fleisch und Fleischwaren ist die sensorische Beschaffenheit, wobei der Textur eine
zentrale Rolle zukommt. So sind beispielsweise die Zartheit bzw. Zähigkeit von Fleisch, die
Knackigkeit von Brühwürsten, die Festigkeit von Rohwurst, der Teilchenzusammenhalt re-
konstituierter Fleisch- und Fischprodukte u.v.m. wichtige Qualitätsparameter, die häufig über
Akzeptanz bzw. Ablehnung des Produktes vom Verbraucher entscheiden. [5, 6]
Für die Ausbildung gewünschter oder unerwünschter Textureigenschaften sind oftmals Ver-
änderungen in der Mikrostrukturebene während der Verarbeitung verantwortlich. Daher ist
die Kenntnis von Veränderungen in der Mikrostrukturebene bei der Herstellung von Fleisch-
und Fischprodukten von großer Bedeutung.
Auch die Veränderungen, die zur Ausbildung einer schnittfesten Textur und damit zur Teil-
chenbindung bei der Rohwurstfermentation bzw. fermentativen Rekonstitution [7] führen,
finden vor allem in der Mikrostrukturebene statt. So soll vor allem bei schnell gereiften Pro-
dukten die Ausbildung einer schnittfesten Textur durch die Überführung einer Proteinlösung,
die sich im Zustand einer sog. „Gellösung“ befindet und die Fleischpartikel umhüllt, mittels
mikrobieller Säurebildung in den schnittfesten „Gelzustand“ erreicht werden. Diese gelartige
Proteinmatrix wird auch als „Kittsubstanz“ bezeichnet. [8-11]
Die Kenntnis der Strukturbildungsprozesse in der Mikrostrukturebene, d.h. die Ausbildung
der sog. „Kittsubstanz“, während der Fermentation von Fleisch ist für die Endproduktqualität
von großer Bedeutung, da zahlreiche technologische Parameter und Zutaten sowie die Zu-
sammensetzung und Eigenschaften des Rohstoffes die Ausbildung einer Gelstruktur und
damit die Qualität des Endproduktes stark beeinflussen können.
Alginat-Calcium-Systeme können auch als „Kittsubstanzen“ zur Bindung von Fleischteilchen
eingesetzt werden [12]. Je nach Zusammensetzung der Bindesysteme können sich aufgrund
unterschiedlicher Strukturierungsmechanismen und Technologieabläufe unterschiedliche
Endproduktqualitäten ergeben.
Die Kenntnis von Strukturierungsprozessen in Abhängigkeit vom Rohstoff, von technologi-
schen Parametern und Zutaten ist somit von herausragender Bedeutung und soll in der vor-
liegenden Arbeit mit rheologischen Methoden materialwissenschaftlich analysiert und bewer-
tet werden.
Aufgabenstellung
2
2. Aufgabenstellung
Die Strukturierungsvorgänge in der Mikrostrukturebene von fermentierten und rekonstituier-
ten Fleisch- und Fischprodukten sind wesentlich für den Teilchenzusammenhalt verantwort-
lich und beeinflussen somit auch stark die Endproduktqualität.
Gegenstand der vorliegenden Arbeit ist die materialwissenschaftliche Analyse und Bewer-
tung der komplexen Strukturierungsprozesse in der Mikrostrukturebene bei der Herstellung
von fermentierten und rekonstituierten Fleisch- und Fischprodukten. Dabei stehen Oszilla-
tionsmessungen im Timesweep-, Amplitudensweep- und Frequenzsweep-Modus im Vorder-
grund. Dazu werden zunächst rohstoffspezifische Modellbräte und sogenannte Standardan-
sätze aus den Rohstoffen Rindfleisch, Schweinefleisch und Karpfenfilet entwickelt und gege-
benenfalls optimiert. Voraussetzung zur fundamentalen Messung im Zylindermesssystem
eines Rheometers ist eine möglichst feine Zerkleinerung der Modellbräte. Ausgehend von
den entwickelten Modellbräten befasst sich die Arbeit mit folgenden Schwerpunktthemen:
1. Materialwissenschaftliche Analyse und Bewertung der komplexen Strukturbil-
dungsprozesse bei der Fermentation von Rindfleisch anhand des Standardansat-
zes.
2. Materialwissenschaftliche Analyse und Bewertung der komplexen Strukturbil-
dungsprozesse bei der Fermentation von Schweinefleisch anhand des Standard-
ansatzes.
3. Materialwissenschaftliche Analyse und Bewertung der komplexen Strukturbil-
dungsprozesse bei der Fermentation von Karpfenfilets anhand des Standardan-
satzes.
4. Bewertung des Einflusses von Salz- und Starterkulturzusatz sowie des Starterkul-
turpräparates auf die Strukturbildungsprozesse bei der Fermentation von Rind-
fleisch.
5. Bewertung des Einflusses von Fremdwasser- und Fettgehalt sowie von Ca-Lactat-
Zusatz auf die Strukturbildungsprozesse bei der Fermentation von Schweine-
fleisch.
6. Materialwissenschaftliche Beurteilung der Strukturbildungsprozesse bei der Fer-
mentation von zwei-und dreijährigen Karpfen.
7. Materialwissenschaftliche Bewertung der komplexen Strukturbildungsprozesse
von vier unterschiedlichen Fleischbindesystemen auf Alginat-Calcium-Basis.
Die ermittelten grundlagenwissenschaftlichen Daten sowie die im Rahmen dieser Arbeit ver-
wendeten Methoden sollen zu einem besseren Verständnis ablaufender Strukturwandlungen
und deren Einflussparameter beitragen und somit bei der Produktentwicklung eine bessere
Bewertung des Einflusses technologischer Parameter und Zusätze sowie der eingesetzten
Rohstoffe auf die komplexen Strukturierungsprozesse in der Mikrostrukturebene ermögli-
chen.
Literaturrecherche
3
3. Literaturrecherche
3.1. Muskelaufbau
Ein Muskel enthält 70-78 % Wasser, 15-22 % Protein, 1-5 % Fett, 1-2 % Kohlenhydrate und
etwa 1 % Mineralstoffe. [13-15]
Fleisch und Fischfleisch stellen Muskelsysteme dar. Chemische Energie wird in mechani-
sche Arbeit umgewandelt. Man unterscheidet zwischen glatter und quergestreifter Muskula-
tur. Die Skelettmuskulatur stellt die quergestreifte Muskulatur dar, die glatte Muskulatur liegt
in Blutgefäßwänden und im Darm vor. Der Herzmuskel ist als eine Mischform zwischen bei-
den Arten anzusehen [16, 17]. Fleisch besteht in der Regel aus quergestreifter Skelettmus-
kulatur [13, 15, 18]. Im Rahmen dieser Arbeit wird daher der Aufbau der quergestreiften
Muskulatur näher betrachtet.
Der gesamte Muskel wird von einer Bindegewebsmembran, dem sog. Epimysium, umge-
ben, welches zu den Muskelenden hin in Sehnen ausläuft [19]. Die nächste Untereinheit bil-
den die Muskelfaserbündel, welche ebenfalls von einer Bindegewebshülle, dem Perimy-
sium umschlossen werden. Die Muskelfaserbündel weisen Durchmesser von etwa 2 mm auf
[16, 17]. Zwischen diesen Faserbündeln kann Fettgewebe eingelagert sein, welches als
Marmorierung zu erkennen ist [16, 17, 20] und als interzelluläres Fettgewebe bezeichnet
wird [21]. Die nächste Untereinheit stellt die einzelne Muskelfaser bzw. Muskelzelle dar,
welche ebenfalls von einer feinen, festen Bindegewebshülle, dem Endomysium, umgeben
ist. Bei Muskelfasern handelt es sich um große Zellen mit Durchmessern von 0,01 bis
0,1 mm sowie Längen von 1 mm bis zu 150 mm und mehr. [13, 16, 17, 20]
Muskelzellen besitzen mehrere Zellkerne, die in das sarkoplasmatische Retikulum eingebet-
tet sind. Diese morphologische und funktionelle Grundeinheit des Muskelgewebes wird von
einer Zellmembran, dem Sarkolemm, umgeben. Diese Membran besteht aus einer wasser-
unlöslichen Phospholipiddoppelschicht und gewährleistet eine Trennung von innerzellulärem
und außerzellulärem Raum. Signal- und Stoffaustausch läuft über diese Zellmembran. Wei-
ter befinden sich in der Muskelzelle die Mitochondrien, die als sog. „Kraftwerke“ die Haupt-
menge der zellulären Energie in Form von ATP erzeugen und die Lysosomen, die proteinab-
bauende Enzyme enthalten. [13, 16, 17, 19, 20, 22].
Die aus Proteinen bestehenden Myofibrillen bilden die Hauptmasse der Muskelfaser, von
denen jede einen Durchmesser von etwa 1-2 µm hat. Von diesen können bis zu 1000 paral-
lel zueinander angeordneter Struktureinheiten sich in Faserrichtung durch die Muskelzelle
ziehen [13, 16, 17, 20, 22].
Das Sarkomer stellt die Funktionseinheit der Myofibrille dar und besteht im Wesentlichen
aus den kontraktilen Proteinen Actin und Myosin. Sie bilden die kontraktilen Grundeinheiten
des Muskels, da diese während der Muskelkontraktion miteinander in Wechselwirkung tre-
ten. Ein Sarkomer wird jeweils von den Z-Linien (auch als Scheiben oder Membranen be-
zeichnet) begrenzt. Dieser Abschnitt, der von der einen Z-Linie bis zur anderen reicht, kann
sich in einer Fibrille mehrere hundert mal wiederholen.
Literaturrecherche
4
Die charakteristische Querstreifung der Myofibrillen ergibt sich aus den polarisationsoptisch
isotropen hellen Abschnitten (I-Bande), und den dunklen, anisotropen Abschnitten (A-
Bande). Die hellen I-Banden werden von den sehr dichten Z-Scheiben durchzogen und er-
scheinen dadurch zweigeteilt. Die dünnen Filamente (Actin) gehen von beiden Seiten der Z-
Membran aus und erstrecken sich über die I-Bande bis zum Ende des dunklen Bereichs der
A-Bande. Sie weisen eine durchschnittliche Länge von 1 µm auf. In der Mitte der A-Bande
befindet sich die weniger dichte H-Zone. Die H-Zone wird von der M-Scheibe in zwei Hälften
geteilt. Von der M-Scheibe ausgehend verlaufen zu beiden Seiten die dicken Filamente
(Myosin) mit einem Durchmesser von etwa 15 nm und einer Länge von etwa 1,5 µm. Die M-
Scheibe enthält ein sog. M-Protein. Im dichten Bereich der A-Bande verlaufen die dünnen
(Actin) und dicken (Myosin) Filamente parallel. Diese sind im Querschnitt hexagonal an-
geordnet. Jedem dünnen Filament sind drei dicke Filamente benachbart, und jedes dicke
Filament ist von sechs dünnen Filamenten umgeben.
70-75 % des myofibrillären Eiweißes machen Myosin und Actin aus. Das gesamte Muskel-
protein besteht zu 50-55 % aus myofibrillärem Eiweiß, 30 % sarkoplasmatischen Proteinen
und der Rest aus Bindegewebe. [16, 17]
Actin ist ein globuläres Proteinmolekül mit einem Durchmesser von etwa 5,5 nm . Im Actinfi-
lament sind die globulären Einzelmoleküle (G-Actin) zu einem fibrillären F-Actin polymeri-
siert. Es bilden sich zwei perlschnurartige Aggregate, die sich helixartig umeinander winden.
In den dabei entstehenden Furchen sind zwei weitere Proteine lokalisiert. Diese spielen bei
der Regulierung der Kontraktion eine wichtige Rolle. Zum einen das fadenförmige Tropo-
myosin und zum anderen das aus drei globulären Untereinheiten bestehende Troponin (Tro-
ponin T, I, C). Die Actinfilamente sind an die Z-Scheibe gebunden.
Bei Myosin handelt es sich um ein salzlösliches Protein, welches jedoch bei einer Salzkon-
zentration von über 6 % wieder ausfällt. Es besitzt eine Länge von etwa 145 nm. Das Myo-
sinmolekül besteht prinzipiell aus einem „Schwanz“-Teil und einem „Kopf“-Teil. Der
„Schwanz“-Teil besteht aus zwei superspiralisierten -Helix-Strängen. Der schwerere Teil im
Myosinmolekül wird durch den globulären Kopfteil gebildet und ist über einen beweglichen
Molekülbereich, die Lockerstelle 1, mit einem gestreckten Halsteil verbunden. Daran schließt
sich über die Lockerstelle 2 der leichte Teil des Myosinmoleküls als Schwanz an. Bei der
Muskelkontraktion kommt es zu einer Interaktion des „Kopf“-Teils mit dem dünnen Filament
(Actin). Die Filamente gleiten ineinander und es kommt zu einer Verkürzung des Abstandes
zwischen den Z-Scheiben. [13, 16, 17, 22]
3.2. Fettgewebsaufbau
Das Fettgewebe von warmblütigen Tieren stellt morphologisch gesehen eine besondere
Form des lockeren Bindegewebes mit sehr starker Fetttröpfchenanreicherung dar [23-26].
Jede Fettzelle (Adipozyt) enthält als Hauptkomponente ein einzelnes Tröpfchen an Triglyce-
riden (univakuoläres Fettgewebe). Die Fettzellen werden netzwerkartig durch retikuläres
Bindegewebe zu Fettgewebsläppchen (Lobuli) vereinigt und in primäre, sekundäre und ter-
tiäre Lobuli unterteilt. Die Fettzellen können aber auch lose im Bindegewebe vorliegen. Im
Literaturrecherche
5
dicht gepackten Zellverband nehmen die Fettzellen eine polyedrische Form (Siegelringform)
an. Liegen sie vereinzelt vor, so haben sie eine kugelförmige Gestalt. Tritt das Fettgewebe in
größeren Komplexen auf, so kann es auch Blut- und Lymphgefäße enthalten [23, 24, 27, 28].
Fettgewebe wird unterteilt in Depotfett (subkutanes Fettgewebe, wie z.B. Rücken- Nacken-
und Backenspeck, Körperhöhlenfettgewebe), intermuskuläres Fettgewebe („Marmorierung“)
und intramuskuläres Fettgewebe. Das Depotfett bzw. das subkutane Fettgewebe stellt 80 %
des gesamten Fettgewebes, das zwischen den Muskelzellen eingelagerte intermuskuläre
Fettgewebe 1 bis 7 %. Das intramuskuläre Fettgewebe hat einen Anteil von 2 % am Fettge-
webe und ist innerhalb eines Muskels mehr oder weniger fein verteilt [23, 26].
Beim subkutanem Fettgewebe sind prinzipiell zwischen Haut und Muskel zwei oder mehrere
Fettgewebsschichten eingelagert, die durch Bindegewebsfaszien getrennt sind. Der Fettzel-
lendurchmesser wird mit Werten zwischen 15 µm und 200 µm angegeben. Die genetische
Veranlagung, Fütterung, Alter, Fettgewebeanteil am Schlachttierkörper und der Fettgehalt
des Fettgewebes beeinflussen das Wachstum der Fettzellen [21, 24, 29]. Unterschiede im
Aufbau des Fettgewebes sind auf Variationsursachen wie Tierart, Lokalisationsstelle, Rasse,
Haltungsform, Alter, Gewicht der Tiere usw. zurückzuführen. Neben der Funktion als Ener-
gie- und Wärmespeicher erfüllen Fettgewebe auch eine mechanisch-stützende Funktion [24,
28]. Die Werte für den Wasser-, Fett- und Bindegewebsgehalt können sehr schwankend
sein. Bei Rückenspeck liegt der Wassergehalt etwa bei 10 %, der Proteingehalt bei etwa 3 %
und der Fettgehalt bei 85 bis 95 %. Nicht nur das Verhältnis von ungesättigten zu gesättigen
Fettsäuren hat einen Einfluss auf die Festigkeit des Fettgewebes sondern auch die Beschaf-
fenheit des Netzwerkes aus retikulärem Bindegewebe, welches die Zellen umgibt und mitei-
nander vernetzt [23, 25, 30].
3.3. Funktionelle Eigenschaften von Fleisch
3.3.1. Wasserbindungseigenschaften von Fleisch
Nach Honikel [31] kann das Wasserbindungsvermögen (WBV) von Fleisch als die Fähigkeit
definiert werden, das eigene oder unter Umständen auch zugesetztes Wasser bei der Be-
handlung des Fleisches ganz oder teilweise festzuhalten. Zur Bestimmung des WBV gibt es
verschiedene Methoden wie seine Messung ohne Anwendung eines äußeren Zwangs, seine
Messung unter Anwendung eines mechanischen Zwangs (Filterpapierpress-, Zentrifugier-
und Kapillarvolumetermethode) und seine Messung unter Bedingungen des Erhitzens. Mit
den verschiedenen Methoden werden unterschiedliche Bindungszustände des Wassers er-
fasst. [31]
Frisches Fleisch enthält nach dem Schlachten etwa 75 % Wasser. Die Menge variiert je nach
Tierart, Rasse, Alter, genetischen Faktoren und vielen weiteren Einflussfaktoren [32]. Man
unterscheidet zwischen gebundenem, immobilisiertem und freiem Wasser [33]. Nach Honikel
[31] wird das gebundene Wasser als Protein-gebundenes Wasser bezeichnet. Das Filament-
und Fibrillen-gebundene Wasser kann demnach als immobilisiertes Wasser angesehen wer-
den. Das Wasser des sarkoplasmatischen Raumes wird als freies Wasser bezeichnet. Es
Literaturrecherche
6
wird jedoch von der Zellmembran in der Zelle eingeschlossen. Das extrazelluläre Wasser
macht weniger als 10 % des Gesamtwassers aus [31]. Der Hauptanteil an Wasser in den
Muskeln ist sowohl in den Myofibrillen, als auch zwischen den Myofibrillen und zwischen den
Myofibrillen und der Zellmembran (Sarkoplasma) sowie zwischen den Muskelzellen und den
Muskelbündeln eingelagert. Weniger als 10 % des gesamten Wassers im Muskel ist fest ge-
bunden. Immobilisiertes Wasser wird durch sterische Effekte und/oder durch Wechselwir-
kungskräfte mit dem gebundenen Wasser im Gewebe gehalten. 82-84 % des Muskelzellvo-
lumens besteht aus Myofibrillen. Es wird geschätzt, dass sich 80 bis 85 % [15, 32, 34] des
Wassers einer Muskelzelle in den Myofibrillen befindet. Eine große Menge dieses Wassers
wird durch Kapillarkräfte gehalten, die durch die Anordnung von dicken und dünnen Filamen-
ten innerhalb der Myofibrillen hervorgerufen werden [32, 34]. Faktoren, die die Retention von
immobilisiertem Wasser beeinflussen, sind der Ladungszustand der myofibrillären Proteine,
die Struktur der Muskelzelle und seiner Komponenten, postmortale Einflüsse und die Menge
an extrazellulärem Raum innerhalb des Muskels. So liegt eine Abhängigkeit vom pH-Wert
vor. In der Nähe des isoelektrischen Punktes (IEP) von Myosin (pH 5,2 bis 5,5) ist das WBV
am geringsten. Unterhalb bzw. oberhalb des IEP nimmt das WBV zu. Auch die Verkürzung
der Sarkomeren post mortem (z. B. Rigor mortis, cold shortening) kann zu einer Zunahme
des Tropfsaftverlustes führen, da in den I-Banden eine größere Menge Wasser gebunden ist
als in den proteindichteren A-Banden. [34]
Auch Abweichungen in der Fleischbeschaffenheit, wie z.B. PSE-Fleisch, haben einen Ein-
fluss auf das WBV. PSE-Fleisch weist ein geringes WBV auf. Als häufigste Ursache wird die
genetische Veranlagung der Tiere angesehen. Die Erscheinung von PSE tritt auch häufig
auf, wenn die Tiere vor dem Schlachten unter Stress standen [34]. Der schnelle postmortale
pH-Wert-Abfall im warmen Muskel führt beim PSE-Fleisch zu einer partiellen Denaturierung
und zum Aufbrechen von Muskelzellmembranen und damit zu einem Verlust des WBV vieler
Proteine. Wasser kann aus dem Zellinnern austreten [19, 34, 35]. DFD-Fleisch zeichnet sich
dagegen durch einen hohen End-pH-Wert von > 6,2 aus. Im DFD-Fleisch ist im Gegensatz
zum PSE-Fleisch das Muskeleiweiß nicht denaturiert. Es zeigt aufgrund seines hohen pH-
Wertes zwar ein gutes WBV, aber auch eine verminderte Haltbarkeit. [35-37]
Des Weiteren haben auch die enzymatischen Prozesse der Fleischreifung einen Einfluss auf
das WBV des Fleisches. [34]
3.3.2. Quelleigenschaften von Fleisch
Die Quelleigenschaften von Fleisch hängen meist stark mit dem WBV des Fleisches zu-
sammen [38] und haben ähnliche Einflussfaktoren. Die Quellung läuft vor allem bei den un-
löslichen Proteinen ab. Die Wasseraufnahme durch Quellung führt zu einer Volumenvergrö-
ßerung, z. B. bei Myofibrillen um das 6-fache in 1 mol/l NaCl. [39]. Die Quellung hat eine
Immobilisierung von Wasser in der Proteinstruktur zur Folge. Bei Muskelfasern kann die
Quellung durch das Sarkolemm begrenzt werden [38]. Die Quellfähigkeit nimmt durch Zer-
kleinerung zu. Muskelzellen werden aufgebrochen und die Myofibrillen durch die Zerstörung
Literaturrecherche
7
des Sarkolemms teilweise freigelegt [40]. Die Quelleigenschaften zerkleinerten Fleisches
ändern sich durch postmortale Vorgänge prinzipiell wie im intakten Gewebe.
Eine Salzzugabe bis etwa 5 bis 6 % (Maximum des WBV bei post rigor Fleisch [33, 41]) führt
zum sog. Einsalzeffekt, d.h. salzlösliche Proteine gehen in Lösung und die Myofibrillen quel-
len. Das WBV nimmt zu. Die Ionen des Kochsalzes lagern sich an die Ladungen der Protein-
seitenketten an und schirmen deren Anziehung ab. Die myofibrillären Proteine, insbesondere
Myosin, besitzen bei pH-Werten > 5 eine negative Nettoladung. Bei der Anlagerung von Cl--
Ionen an die Filamente erhöhen sich die elektrostatischen Abstoßungskräfte zwischen den
Filamenten. Offer et al. [32] nehmen an, dass ein wichtiger Faktor der Quellung bei einer
kritischen Salzkonzentration, nämlich die Entfernung von einer oder mehrerer transversaler
Strukturkomponenten in der Myofibrille (Querverbindungen, M-Linie, Z-Linie), dem filamentä-
ren Netzwerk erlaubt, sich auszudehnen [32]. Wasser dringt mit den Salzionen in die dichten
Proteinstrukturen ein und bringt diese dazu, sich voneinander zu entfernen. Bei einer Quel-
lung besitzen die Teilchen noch eine gewisse Assoziation zueinander. Gehen sie in Lösung,
beeinflussen sie sich nicht mehr gegenseitig. Lösungs- und Quellprozesse laufen beim Ein-
salzeffekt zeitlich überlagert ab. Die Erhöhung des WBV und damit die Erhöhung des Quel-
lungszustandes von zerkleinertem Fleisch ist bei der Brühwurstherstellung von Bedeutung
[11, 36-38, 40, 42-45]. Auch für die Rohwurstherstellung sind durch die Quellung des Mager-
fleischanteils bedingte Vorstrukturierungseffekte von Bedeutung und mit denen der Brüh-
wurstherstellung zu vergleichen [11]. Eine Salzkonzentration von mehr als 5 bzw. 6 % führt
zum Aussalzeffekt [33].
Auch der postmortale Zustand der Muskelproteine ist entscheidend für die Wirkung des Sal-
zes. Im Prä-rigor-Fleisch ist der Muskel noch weich und dehnbar, da Aktin- und Myosinfila-
mente nicht miteinander verknüpft sind. Der Zusatz von Kochsalz zum zerkleinerten Prä-
rigor-Fleisch führt zu einer starken Quellung und damit zu einer räumlichen Auflockerung des
Proteinnetzwerkes. Bei zerkleinertem und gesalzenem Fleisch im Zustand des Rigor mortis
wird die Quellfähigkeit herabgesetzt. Erst bei Lösung des Rigor mortis ist wieder ein Anstieg
der Quellfähigkeit bei Salzzusatz zu zerkleinertem Fleisch zu beobachten. [36-38].
Diphosphat soll die Quellfähigkeit zerkleinerten Fleisches durch Dissoziation der Aktin- und
Myosinfilamente bewirken. Zugesetztes Citrat soll durch die Bindung von Mg2+- oder Ca2+-
Ionen – welche das WBV zerkleinerten Fleisches herabsetzen – steigernd auf die Quellfä-
higkeit zerkleinerten Fleisches wirken. [36, 37]
Zweiwertige Kationen können das Quell- bzw. Wasserbindevermögen der myofibrillären Pro-
teine herabsetzen. Wasser wird unterschiedlich stark von mehrwertigen Kationen gebunden.
Ca2+ wird zwischen zwei Filamenten eingebunden und verliert in diesem Chelatkomplex ei-
nen Teil seines Hydratwassers. Mg2+ hingegen soll Wasser so fest binden, dass es kaum
zwischen zwei Filamenten eingebunden werden kann. [46-48]
Literaturrecherche
8
3.3.3. Rheologische Eigenschaften von Fleisch- und Fischbrät
Die Muskelgewebe von Fleisch und Fisch sind ähnlich aufgebaut [49]. Das Fischmuskelge-
webe hat jedoch gegenüber dem Warmblüterfleisch einen wesentlich geringeren Gehalt an
Bindegewebe. Als Bindemittel wirkt zwischen den Fischmuskelfasern vorrangig das kollage-
ne Bindegewebe, wobei die Querverbindungen sehr viel geringer sind als beim Warmblüterf-
leisch. So bestimmen die Muskelfasern, d.h. die fibrillären Proteine, im Wesentlichen die
rheologischen Eigenschaften des Fischfleisches [49-51]. Fleisch- und Fischbräte stellen sehr
komplexe Systeme dar. Man kann sie als kolloidale flüssig-fest-Systeme betrachten. Die
kontinuierliche Phase wird dabei von einer Wasserphase ausgebildet, in der gelöste Protei-
ne, Salze und andere Extrakte enthalten sind. Die feste Phase enthält verschiedene Fetzen
an Bindegewebe, Zellen, Zellfragmente bis hin zu ganzen Myofibrillen und Myofibrillenbün-
del, Aggregate von Myofilamenten, andere partikuläre Inhaltsstoffe der Muskelfaser, Fettkü-
gelchen sowie gequollene myofibrilläre Proteine und Stromaproteine. Ihre rheologischen
Eigenschaften können von einer Vielzahl von Faktoren, wie z. B. postmortale Faktoren, Mi-
lieubedingungen, pH-Wert, Spezies, Rasse, Alter, Ernährungszustand, Fütterung, Zusatz-
stoffen wie z. B. Salz u.v.a.m. stark beeinflusst werden. [49-53]
Fleisch- und Fischbräte werden als viskoelastische Festkörper angesehen. Wenn die auf-
gebrachte Belastung, d.h. die aufgebrachte Schubspannung, über dem Wert der Fließgrenze
des Materials ist, bricht die Struktur teilweise zusammen und es setzt viskoplastisches Flie-
ßen ein, welches am einfachsten mit dem mechanischen Analogiemodell nach Bingham be-
schrieben werden kann. Fleischbrät zeigt thixotropes Verhalten. [53-56]
Nach Gorbatov et al. zeigt Fleischbrät außerdem gewisse adhäsive Eigenschaften [54-57].
Das Fließverhalten von Fleischbräten [58-60], Homogenaten aus Rinder-, Schweine-, Hähn-
chenschenkel- und Hähnchenbrustmuskulatur [60-63] sowie Fischfleischbrät [53] und Akto-
myosinlösung aus Karpfen [64] wird als pseudoplastisch bezeichnet. Für die Beschreibung
zerkleinerter Muskelsysteme wird daher häufig das Fließgesetz nach Herschel-Bulkley
n
K
0
in Pa (Gl. 1)
als geeignet angesehen [53, 58-62, 64-67].
Payne und Rizvi [59] geben für Brühwurstbräte nach dem Herschel-Bulkley Ansatz Fließ-
grenzen 0 von etwa 840 Pa und einen Fließindex n zwischen 0,2 und 0,4 bei 10 °C an (Ro-
tationsviskosimeter, profiliertes Zylindermesssystem). Barbut und Mittal [60] untersuchten
den Einfluss verschiedener Salze auf die rheologischen Eigenschaften von Geflügelfleisch-
brät mittels Rotationsviskosimeter (Zylindermessystem). Je nach Einfluss der Zusatzstoffe
ergeben sich nach dem Herschel-Bulkley Ansatz für die Fließgrenze 0 Werte von etwa 407
bis 542 Pa, für den Konsistenzfaktor K von 37,3 bis 76,3 Pasn und für den Fließindex n von
0,616 bis 0,771. Des Weiteren untersuchten Mittal und Barbut [61] die rheologischen Eigen-
schaften von Homogenaten aus Hühnerschenkel- und Hühnerbrustmuskulatur unter dem
Einfluss verschiedener Salz- und Phosphatlevel. Es wird eine Erhöhung der Fließgrenzen
durch Salzzusatz festgestellt. Die Fließgrenzen werden nach dem Herschel-Bulkley-Ansatz
Literaturrecherche
9
mit 40 Pa ohne Salzzugabe und mit bis zu 712 Pa bei 2 % Salzzugabe angegeben, wobei
die rheologischen Eigenschaften bei diesen Untersuchungen sehr stark von der Muskelart
(hell oder dunkel) abhängen und schwer zu quantifizieren sind. Je nach Muskelart und Salz-
zusatz werden die Konsistenzfaktoren K mit Werten von 309 bis 1046 Pasn und die Fließin-
dices n mit Werten von 0,132 bis 0,484 angegeben. Bianchi et al. [62] untersuchten die rheo-
logischen Eigenschaften von mageren Rinder-, Schweine- und Hühnerbrust-
Muskelhomogenaten in Abhängigkeit vom Salzgehhalt mittels Rotationsviskosimeter (Zylin-
dermesssystem) bei 20 °C. Nach dem Herschel-Bulkley-Ansatz fanden sie kleinere Werte für
die Fließgrenzen als in [59-61] angegeben, jedoch enthielten die Bräte etwa 40 % Fremd-
wasser. Der Zusatz von 2 % Salz führt bei allen Homogenaten zu einer Zunahme der Fließ-
grenze 0 und des Konsistenzfaktors K sowie zu einer Abnahme des Fließindexes n. Es wer-
den Werte 0 von 3,5 ohne bis 26,4 Pa mit Salzzugabe, Konsistenzfaktoren von 6,9 ohne bis
31,6 Pasn mit Salzzugabe und Fließindices von 0,37 ohne bis 0,23 mit Salzzugabe angege-
ben. Die Werte sind von der Tierart abhängig. [62]
Die in [59-62] angegebenen rheologischen Kennwerte sind sehr unterschiedlich. So ist bei-
spielsweise der von Bianchi et al. [62] festgestellte Effekt der Erhöhung des Konsistenzfak-
tors K sowie der Abnahme der Werte für den Fließindex n durch 2 % Salzzugabe bei Mittal
und Barbut [61] nicht unbedingt festzustellen. Dies ist offenbar auf die große Variabilität der
Rohstoffe und auf Unterschiede in der Brätzusammensetzung sowie auf die Verwendung
verschiedener Rheometer, Messsysteme und Messanstellungen zurückzuführen.
Pipek und Sinevič [68, 69] bestimmten durch Rotationsrheometrie (modifiziertes Zylinder-
messsystem) die rheologischen Eigenschaften grobzerkleinerten Schweine- und Rindflei-
sches (gewolft 13 mm). Das Verhältnis Ra/Ri betrug bei diesen Messungen jedoch 3,397. Es
ist darauf hinzuweisen, dass die Ergebnisse dieser Untersuchungen kritisch bewertet werden
müssen, da für fundamentale wissenschaftliche Untersuchungen das Verhältnis Ra/Ri <
1,0847 einzuhalten ist. Nach dem Herschel-Bulkley-Ansatz ergeben sich je nach Einflussfak-
tor folgende Werte: 0 von 100 bis 1500 Pa, K von 800 bis 2500 Pasn und n von 0,1 bis 0,4.
Auch der Casson-Ansatz
CACA,0
in Pa0,5 (Gl. 2)
wird zur Beschreibung des Fließverhaltens von Brät frischer Rohwurst sowie für Rind- und
Geflügelfleischbräte vorgeschlagen. [70-72]
Durch ältere Untersuchungen von Hamm [73] wurde festgestellt, dass folgende Hauptfakto-
ren die rheologischen Eigenschaften von Muskelhomogenaten bzw. zerkleinerten Fleisches
und sog. „Fleischemulsionen“ in sehr komplexer Weise beeinflussen: Veränderungen des
WBV und der Quellung der Muskelfaserfragmente, Reifestadium, Fettkonzentration, Tempe-
ratur u.v.a.m. Untersuchungen zum Einfluss dieser Hauptfaktoren wurden von Hamm et al.
mittels Muskelhomogenaten mit bis zu 80 % Fremdwasserzusatz durchgeführt [73-81].
Literaturrecherche
10
Besonders bei abgehängtem Fleisch besteht zwischen WBV und Fließverhalten ein enger
Zusammenhang. Mit steigendem WBV nimmt der Quellungszustand des Systems zu und
somit nimmt auch die innere Reibung des Systems zu. Die rheologischen Werte sind hier in
gleichem Maße vom pH-Wert abhängig wie das WBV, d.h. das rheologische Verhalten wird
vom Quellungszustand des Systems bestimmt. Am isoelektrischen Punkt des myofibrillären
Eiweißes (bei pH 5,0) weisen sowohl die Werte für das WBV als auch die Werte für Fließ-
grenze, Abscherkraft und Viskosität ein ausgeprägtes Minimum auf. Ein steigender Koch-
salzzusatz von bis zu 6 % zu Muskelhomogenaten (Maximum des WBV) von abgehängtem
Fleisch bewirkt eine Steigerung von Viskosität und Fließgrenze. Die Salzzugabe führt zur
Verschiebung des isoelektrischen Punktes in Richtung niedrigerer pH-Werte. Mit zunehmen-
dem Fremdwasserzusatz nehmen die rheologischen Werte ab, da die Menge an locker ein-
gelagertem Wasser zunimmt. Des Weiteren wurde Thixotropie festgestellt. [54-56, 77, 79-81]
Die Beziehung zwischen WBV bzw. Quellungszustand und rheologischen Werten ist jedoch
nicht allgemein gültig. Im Rigor mortis weist das Fleisch ein geringes WBV auf. Die Werte für
Fließgrenze und Viskosität steigen jedoch stark an, da im Rigor mortis Aktin und Myosin as-
soziiert vorliegen. Die verhärteten Myofibrillen bestimmen hier die rheologischen Eigenschaf-
ten. Eine Zugabe von NaCl und Diphosphat führt beim Muskelhomogenat aus Rigor Fleisch
zwar zur Erhöhung des WBV aber auch zur Senkung von Fließgrenze und Viskosität. Das
wird mit einer Dissoziation von Myosin und Aktin erklärt. Schlachtwarmes Fleisch hingegen
weist ein hohes WBV, aber niedrigere Werte für Fließgrenze und Viskosität auf. Das myofib-
rilläre Eiweiß ist durch Anwesenheit von ATP zu Myosin und Aktin dissoziiert. Die Muskelfa-
sern sind weich und biegsam und setzen somit nur geringe Widerstände beim Fließen ent-
gegen. Durch NaCl-Zusatz zu schlachtwarmen Fleisch werden Fließgrenze und Viskosität
noch weiter erniedrigt. Postmortale Veränderungen des Fließverhaltens des Fleisches wer-
den durch Veränderungen in der Weichheit der Fibrillen und damit in der Wechselwirkung
zwischen Actin und Myosin bestimmt. Die rheologischen Eigenschaften von Fleischbrät zu
verschiedenen Zeitpunkten post mortem hängen vor allem von der Rigidität der Muskelteil-
chen ab und haben erst im Post rigor Fleisch eine enge Beziehung zum WBV. [75, 76, 78]
Hamm und Rede [74] stellten fest, dass bei fetthaltigen Homogenaten bei 15 °C die rheologi-
schen Werte mit steigendem Fettgehalt zunehmen und bei 30 °C mit steigendem Fettgehalt
abnehmen. Eine Zunahme rheologischer Werte mit steigendem Fettgehalt konnte auch
durch Payne und Rizvi [59] bei Brühwurstbräten bei 10 °C gezeigt werden.
Oszillationsmessungen stellen die modernen Methoden zur Beurteilung der rheologischen
Eigenschaften sowie des Strukturzustandes von viskoelastischen Substanzen dar. Es gibt
nur wenige Untersuchungen, die mittels Oszillationsmessungen den Strukturzustand und die
Strukturausbildung von Fleisch- und Fischbräten charakterisieren. Erdmann et al. [82] zeig-
ten mittels schubspannungsgesteuerten Oszillationsmessungen, dass unerhitzte Brüh-
wurstbräte strukturviskoses, visko-elastisches Verhalten zeigen. Weitere Messungen erga-
ben eine Fließgrenze. Hammer [65] und Hammer und Höpfl [83] zeigten mittels Oszillations-
messungen im Amplitudensweep-Modus (schubspannungskontrolliertes Torsionsrheometer,
Literaturrecherche
11
PP-System [65] bzw. geriffeltes PP-System [83]), dass für Brühwurstbräte ein linear viskoe-
lastischer Bereich (lvB) bei Drehmomenten zwischen 1 und 1000 µNm existiert. Frequenz-
sweep-Messungen (Drehmoment 100 µNm, f = 0,1 bis 20 Hz, T = 12 °C) zeigen einen linea-
ren Anstieg von G’ mit steigender Frequenz und einen linearen Anstieg der komplexen Vis-
kosität mit abnehmender Frequenz im doppelt-logarithmischen Maßstab. Der Autor charakte-
risiert die Bräte als teilvernetzte Systeme. Der Verlauf der Parameter Speichermodul und
komplexe Viskosität indiziert, dass hier Dispersionsstrukturen auf Partikelbasis vorliegen
[65]. Der Einsatz geriffelter PP-Messsysteme erwies sich gegenüber nicht geriffelten Mess-
systemen als geeigneter zur rheologischen Charakterisierung von Brühwurstbräten [83, 84].
Frequenz-sweep-Messungen (Drehmoment 100 µNm, f = 0,1 bis 40 Hz, T = 12 °C) zeigen
einen linearen Anstieg von G’ mit steigender Frequenz und eine lineare Abnahme der komp-
lexen Viskosität mit steigender Frequenz im doppelt-logarithmischen Maßstab. Der Verlust-
faktor tan wies im gesamten Frequenzband Werte < 1 auf. Die Bräte wurden von den Auto-
ren als Gele charakterisiert. Der Verlauf der Parameter G’, komplexe Viskosität und tan
indiziert jedoch, dass im Brühwurstbrät Dispersionsstrukturen auf Partikelbasis vorliegen.
[83]
Fukushima et al. [85] charakterisierten die rheologischen Eigenschaften verschiedener
Fischbräte mittels Oszillationsmessungen (Rheometer MCR 300 (Paar Physica), PP-System,
Messspalt: 1 mm). Im gesamten Temperaturbereich (5 bis 30 °C) liegt für jede Fischart im
lvB eine Dominanz der Festkörpereigenschaften vor, da tan < 1 ist. Messungen im Fre-
quenzsweep-Modus ( = 1 %, f = 0,1 … 10 Hz, T = 5, 10, 15, 20, 25 und 30 °C) zeigen einen
linear abfallenden Speichermodul G’ mit abnehmender Frequenz im doppelt-logarithmischen
Maßstab. Die Autoren beschreiben diese Systeme als Systeme, die im Solzustand vorliegen.
Der Verlauf von G’(f) indiziert, dass bei den untersuchten Fischbräten Dispersionsstrukturen
auf Partikelbasis vorliegen. G’’(f) und tan (f) werden nicht dargestellt. Es wird weiterhin
thixotropes Verhalten festgestellt. [85]
In aktuelleren Oszillationsuntersuchungen werden mittels Timesweepmessungen häufig die
sog. thermisch-induzierten Gelbildungsvorgänge anhand von Muskelhomogenaten (15 g
Fleisch und 60 ml Wasser) untersucht. Als Parameter zur Beurteilung der Gelbildung wird
häufig nur der Speichermodul G’ herangezogen. Lesiow und Xiong stellten komplexe Ab-
hängigkeiten der thermisch-induzierten Gelbildungseigenschaften (27 bis 90 °C) von der
Muskelart (Muskulatur von Hünerbrust und Hühnerschenkel) und vom pH-Wert der Homoge-
nate fest. [86, 87]
Da die rheologischen Eigenschaften von Fleisch- und Fischbräten zu einem großen Anteil
durch die myofibrillären Proteine bestimmt werden, beinhalten aktuellere rheologische Unter-
suchungen im Oszillationsmodus häufig die Charakterisierung von isolierten und gereinigten
myofibrillären Proteinen in Bezug auf eine thermisch-induzierte Gelbildung. Es ist anzumer-
ken, dass das komplexe System Fleischbrät bei diesen Untersuchungen stark vereinfacht
wird. Oszillationsmessungen im Temperatursweep-Modus geben anhand der Parameter
Speichermodul G’ und Verlustwinkel Aufschluss über das pH-abhängige Verhalten beim Er-
hitzen. Westphalen et al. [88, 89] zeigten bei ihren Untersuchungen, dass die thermisch-
Literaturrecherche
12
induzierte Gelbildungsrate der isolierten myofibrillären Proteine in komplexer Abhängigkeit zu
Muskelgruppe und pH-Wert der isolierten myofibrillären Proteine steht. Doerscher et al. [90]
zeigten durch Temperatursweep-Messungen mittels gereinigter und isolierter myofibrillärer
Proteine vom Schwein (semimembranosus Muskel), dass mit zunehmendem Kollagengehalt
die Steigung des Speichermoduls während der Erwärmung abnimmt.
Verschiedene Messanstellungen, Rheometer und Messsysteme, die große Variabilität der
Rohstoffe sowie starke Unterschiede in der Zusammensetzung der Fleischbräte bzw. Mo-
dellsysteme führen zu Abweichungen der rheologischen Kennwerte.
3.4. Fleisch- und Fischfermentation
Die Fermentation ist eines der ältesten Haltbarmachungsverfahren von Lebensmitteln [91].
Zu den fermentierten Fleischprodukten zählen lang- und kurzgereifte Rohwürste, Rohschin-
ken sowie auf dem Wege der fermentativen Rekonstitution hergestellte Fleisch- und Fisch-
produkte. Die fermentative Rekonstitution von Fleisch und Fisch ist an die Rohwursttechno-
logie, insbesondere der Herstellung schnell reifender Rohwurst, angelehnt [7]. Daher wird
diese nachfolgend detailliert dargestellt. Die Fermentation von Fleisch und Fisch stellt eine
sog. „solid-state-fermentation“ dar, da die für den Fermentationsprozess bedeutenden Mi-
kroorganismen nesterförmig innerhalb der Brätmasse immobilisiert vorliegen [92]. Bei schnell
gereiften Rohwürsten und den fermentativ rekonstituierten Fleisch- und Fischprodukten wird
die Ausbildung der Schnittfestigkeit im Wesentlichen über die pH-Wert-Senkung erreicht [8,
93-95].
3.4.1. Starterkulturen
Starterkulturen dienen bei fermentierten Fleischerzeugnissen insbesondere der sicheren pH-
Wert-Absenkung im Produkt und beeinflussen dadurch auch Farbe, Geschmack und Konsis-
tenz. Sie dienen zudem als Konkurrenzflora gegenüber unerwünschten Mikroorganismen.
Insbesondere kommen bei fermentierten Fleischerzeugnissen homofermentative Lactobacil-
len als Starterkulturen zum Einsatz. Diese sind in der Lage, Kohlenhydrate, wie z. B. Gluco-
se, über die Glykolyse unter Energiegewinnung zu Milchsäure abzubauen. Heterofermentati-
ve Lactobacillen produzieren unerwünschte Essigsäure und CO2 und sind somit nicht als
Starterkulturen geeignet [96-100]. Die Säuerungsleistung der Lactobacillen ist stark von der
Temperatur (Optima je nach Spezies 25 bis 35 °C) [101, 102], dem aW-Wert (über den Salz-
gehalt eingestellt), der Spezies und vom Stamm abhängig [101]. Landvogt und Fischer [103]
stellten fest, dass bereits eine geringe Glucosezugabe von 0,15 % zu Fleischbrät schon eine
gute Säuerungsleistung der Lactobacillen zur Folge hat. Eine Erhöhung der Glucosekonzen-
tration auf bis zu 4 % resultierte hingegen nicht in einer Steigerung der Säuerungsleistung.
Lediglich das Ausmaß der pH-Wert-Senkung wird beeinflusst. Bei einigen Spezies wurde
eine Verkürzung der lag-Phase und eine Steigerung der Säuerungsleistung durch höhere
Inokulationsmengen festgestellt. Der Zerkleinerungsgrad (8 mm bis feinstzerkleinert) soll
keinen Einfluss auf die Säuerungsleistung haben [103]. Als geeignet zur Verwendung als
Starterkulturen werden u. a. bestimmte Stämme der Spezien L. plantarum, L. curvatus, L.
Literaturrecherche
13
pentosus, L. sakei und L. kasei angesehen. Kommerzielle Starterkulturmischungen können,
je nach Einsatzbereich, auch nitratreduzierende Bakterien der Familie Micrococcaceae, wie
z.B. Staphylococcus carnosus oder St. xylosus enthalten [104-108]. Einige Lactobacillen, wie
z.B. L. sakei, sind auch in der Lage, Bakteriozine zu bilden [98, 106, 109-112]. Einige Spe-
zies von Lactobacillen sollen auch über probiotische Eigenschaften verfügen [97, 110, 111,
113, 114].
3.4.2. Kohlenhydrate
Als Kohlenhydratquelle dienen insbesondere Monosaccharide. Glucose kann am einfachsten
von den zugesetzten Starterkulturen bzw. auch von der natürlichen Laktobazillenflora im Brät
über die Glykolyse zu Milchsäure abgebaut werden, die dann eine pH-Wert-Senkung bewirkt
[115]. Das Ausmaß der Säurebildung ist auch von der Art der zugesetzten Kohlenhydrate
abhängig [116]. Einfachzucker kommen insbesondere bei schnellreifenden Rohwürsten und
den daran angelehnten fermentativ rekonstituierten Fleisch- und Fischprodukten zum Ein-
satz, da hier eine schnelle pH-Senkung eine wesentliche Hürde ausmacht. Oligo- und Poly-
saccharide finden eher Anwendung in lang reifenden Produkten. In der Regel soll eine Zu-
gabe von 0,4 bis 0,6 % ausreichen. In den Leitsätzen ist die Zugabemenge auf 2 % be-
schränkt. [115]
3.4.3. Neutralsalze
Neutralsalze wie NaCl dienen der Aromabildung, haben durch die Senkung des aW-Wertes
einen konservierenden Effekt und bewirken durch den Einsalzeffekt das Inlösunggehen bzw.
eine Quellung des Muskeleiweißes und tragen auch zur Bindung der Partikel und somit zur
Strukturbildung bei [45, 115, 117]. Je nach Rohwurstsorte werden 2,4 bis 2,8 % Salz hinzu-
gegeben [115, 117]. Je nach herzustellendem fermentierten Fleisch- bzw. Fischprodukt kann
die Salzmenge aus sensorischen Gründen auch geringer sein.
3.4.4. Salze der Genusssäuren
Hier spielen insbesondere Na-, K- und Ca-Lactat eine Rolle. Die Laktate sollen eine bakterio-
statische Wirkung auf pathogene und/ oder verderbnisfördernde Keime wie Staphylococcus
aureus, Listeria monocytogenes, Clostridium botulinum, Campylobacter, Salmonellen, Bro-
chothrix thermosphacta und Yersinia enterocolitica haben. [118-121]
Auch die Salze der Essigsäure werden als Säureregulierer eingesetzt.
3.4.5. Antioxidationsmittel
Ascorbinsäure wird als Reduktionsmittel eingesetzt. Insbesondere wird die Reduktion des
braunen Metmyoglobins zu Myoglobin gefördert. Salze der Ascorbinsäure wie Na- und Ca-
Ascorbat können als Säureregulatoren eingesetzt werden. [115]
Literaturrecherche
14
3.4.6. Konservierungsmittel
Mit dem Salz zugesetztes Nitrit bzw. Nitrat (bei mind. vierwöchiger Reifung) dient der Bildung
des roten Pökelfarbstoffes Nitrosomyoglobin. Das Nitrit soll des Weiteren eine hemmende
Wirkung auf das Wachstum von Bakterien, wie z. B. Clostridien, haben. [115, 120]
3.4.7. Strukturbildungstheorien fermentierter Fleisch- und Fischprodukte
Prinzipiell wird bei den fermentierten Fleischprodukten zwischen schnittfest und streichfähig
und schnell bzw. langsam gereift unterschieden [11, 21, 122-124]. Das Hauptaugenmerk
wird in der vorliegenden Arbeit auf die schnellgereiften Produkte gelegt, wo die pH-Wert-
Absenkung eine wesentliche Hürde zur Erreichung der mikrobiologischen Stabilität darstellt
[108, 122] und für die Ausbildung der Schnittfestigkeit verantwortlich sein soll [8, 93-95]. Bei
den langsam gereiften fermentierten Fleischprodukten wird dies hauptsächlich mittels aW-
Wert-Senkung erreicht. Diese ist eng mit dem Trocknungsprozess verknüpft [122, 125]. Die
schnelle Reifung erfolgt vor allem bei hohen Temperaturen, d. h. bei 25 bis 35 °C in der Nä-
he des Temperaturoptimums der Lactobacillen. Die Säuerungsrate und die Säuerungsinten-
sität sollen einen unmittelbaren Einfluss auf wichtige Qualitätsparameter wie Schnittfestig-
keit, Farbe, Aroma und Geschmack haben, wobei der Zusammenhalt der Partikel von großer
Bedeutung ist [126].
Neben der Zusammensetzung der Rohstoffe sind insbesondere die Mechanismen des Ein-
salzens und der säuredenaturativen pH-Wert-Senkung für die Strukturausbildung von Be-
deutung. Bisherige Erkenntnisse bezüglich der Strukturbildung bei der Fermentation von
zerkleinertem Muskelgewebe beruhen vor allem auf mikroskopischen sowie auf sensorisch-
taktilen Beobachtungen.
Beim Zerkleinerungsprozess wird die geordnete Muskelstruktur zerstört und Bindegewebe
und fibrilläre Muskelstrukturen aufgebrochen. Nach einem Kutterprozess umfasst das Parti-
kelspektrum hauptsächlich Muskelfaserstücke (l: 1 mm bis mehrere cm, d: 10-200 µm), Kol-
lagenfibrillen (l: mehrere mm, d: 30-70 nm), Sarkolemmreste, Myofibrillenteilchen (l: < 1 mm,
d: 100-300 nm), Filamentteilchen (l: 100-500 nm, d: 5-15 nm) sowie Fettpartikel (d < 50 µm)
[40, 45, 48, 127]. Die Partikelspektren können jedoch bei der Herstellung fermentierter
Fleisch- und Fischprodukte unterschiedlich sein. Bei weniger intensiver Zerkleinerung durch
z. B. Fleischwolf lassen sich noch zahlreiche Zellbruchstücke erkennen.
Als ein wesentliches strukturbildendes Element der Fermentation von Fleisch kann der Ein-
salzeffekt angesehen werden. Die Ionen des zugesetzten Kochsalzes diffundieren in die zer-
störten Muskelzellen [128] und können sich nun an die Proteinseitenketten anlagern und
deren Anziehung abschirmen. Die Struktur quillt und ein Teil der Proteine soll in Lösung ge-
hen. Durch den Einsalzeffekt kommt es zu einer Strukturänderung der Proteine [40, 45, 115,
117]. Das Filamentgitternetzwerk dehnt sich aus und die myofibrillären Gitterräume werden
erweitert. In ihnen kann Wasser immobilisiert werden [10, 11, 32]. Lösungs- und Quellungs-
vorgänge sollen zeitlich parallel ablaufen und es soll sich eine Proteinlösung ausbilden, die
die Fleischpartikel als feinmaschiges dreidimensionales Netzwerk umhüllt und als sog. Kitt-
substanz bezeichnet wird. Diese Übergangsstruktur ist fließfähig [10, 11, 71, 129, 130] und
Literaturrecherche
15
soll sich nach Kotter und Prändl [9] im Zustand einer sog. „Gellösung“ befinden. Das Wasser
wirkt einerseits als Trennschicht zwischen den Proteinfäden und andererseits verknüpft es
die Proteinfäden durch die Ausbildung von Wasserstoffbrückenbindungen und wirkt somit als
Verbindungsglied zwischen den Proteinfäden [10, 11, 21]. Für die Verfestigung im interparti-
kulären Bereich ist nach Kotter, Terplan und Gervasini [8] im weiteren Verlauf der Reifung
die mikrobielle Säurebildung ausschlaggebend. Durch zugesetzte bzw. in der Mikroflora vor-
handene Lactobacillen wird aus Kohlenhydraten über die Glykolyse Milchsäure gebildet. Der
pH-Wert im Brät fällt demzufolge ab und es kommt zur Säuredenaturation der hauptsächlich
myofibrillären Proteine. Bei einem pH-Wert unterhalb von 5,4/5,3 soll die Brätmasse nun
schnittfest werden, d. h. die vorher durch den Einsalzeffekt gebildete zwischenpartikuläre
Eiweißmatrix soll nun vom Solzustand bzw. vom Zustand der „Gellösung“ [8, 9] in den Gel-
zustand übergehen. Je nach herzustellendem Produkt kann die Schnittfestigkeit im weiteren
Reifungsverlauf noch durch Synäresevorgänge verstärkt werden [8, 10, 11, 21, 102, 105,
130-133]. Die Geschwindigkeit der pH-Absenkung und damit die Ausbildung der schnittfes-
ten Struktur ist von der Reifungstemperatur abhängig [102, 129]. Auch nimmt der pH-Wert
wo Eiweiß koaguliert mit steigender NaCl-Konzentration zu [130]. Die Festigkeit von schnitt-
festen Rohwürsten soll nach Rödel [131] dann noch bis zu einem pH-Wert von 4,9 zuneh-
men. Häufig wird der pH-Bereich von 5,4 bis 5,3, wo Fleischbrät schnittfest wird, als iso-
elektrischer Punkt bezeichnet [10, 11, 21, 105, 131-133]. Der isoelektrische Punkt des unge-
salzenen Fleischeiweißes wird nach [34] auch mit pH-Bereichen von 5,2 bis 5,5 angegeben.
Einige Autoren geben jedoch zu bedenken, dass bei fermentierten Fleischerzeugnissen
durch die Kochsalzzugabe der isoelektrische Punkt in Richtung niedrigerer pH-Werte ver-
schoben wird. Somit ist der pH-Wert der Gelbildung bei der Fermentation von Fleisch nicht
mit dem pH-Wert des isoelektrischen Punktes identisch. Der isoelektrische Punkt gesalzenen
Fleischeiweißes wird mit pH-Werten um 4,5 bis 4,0 angegeben [46, 94, 124, 134].
Bei den streichfähigen fermentierten Fleischerzeugnissen wird die Streichfähigkeit dadurch
gewährleistet, dass Fleisch- und Fettgewebe so zerkleinert werden, dass es zur Ausbildung
einer Fetthülle um die Muskelgewebepartikel kommt. Dadurch soll die Ausbildung des inter-
partikulären Proteinnetzwerkes als Kittsubstanz von Fleisch- und Fettteilchen verhindert bzw.
behindert werden. Bei zu geringer Fettmenge soll sich eine sog. „Durchdringungsstruktur“
ausbilden, d. h. die fließfähige Fettmasse und durch den Einsalzeffekt gequollenes und ge-
löstes Fleischeiweiß verbinden sich nebeneinander und durchdringen sich gegenseitig. Im
weiteren Reifungsverlauf soll es dann durch die pH-Wert-Senkung zu einer Verschlechterung
der Streichfähigkeit kommen, da das Proteinnetzwerk der Durchdringungsstruktur vom Sol-
in den Gelzustand überführt wird. Die dreidimensionale, größtenteils zusammenhängende
netzwerkartige Eiweißstruktur wird für die Herabsetzung der Streichfähigkeit verantwortlich
gemacht [11, 21, 133, 135-137]. Nach Klettner [136] wird die Streichfähigkeit durch niedrige-
re pH-Werte negativ beeinflusst. Auch das Zerkleinerungsverfahren (Einphasen- bzw. Zwei-
phasenverfahren) soll einen großen Einfluss auf die Ausbildung eines gut streichfähigen
Produktes haben. [11, 21, 135, 136]
Literaturrecherche
16
3.5. Fleischbindesysteme auf Alginatbasis
Eine alternative Art der Bindung von Fleischpartikeln stellt der Einsatz von Fleischbindesys-
temen auf Alginatbasis dar. Natriumalginat wird aus den Zellwänden der Braunalgen gewon-
nen. Das Alginat besteht aus Blöcken von Mannuron- und Guluronsäure. Die thermo-stabile
Bindung der Fleischabschnitte basiert auf einer Gelreaktion von Natriumalginat mit Ca2+-
Ionen [12, 138]. Es bilden sich Gele in Form von „Egg box-Strukturen“ aus, da die Guluron-
säureblöcke eine gefaltete Bandstruktur annehmen. Die Konfiguration der Guluronblöcke ist
für die Gelierung mit Ca2+-Ionen am besten geeignet [33, 139].
Es gibt verschiedenartige Bindungssysteme, die zum Teil patentiert sind.
Das Bindungssystem MT 200/MT 230 von ISP Food Ingredients ist unter EP 0345886 als
Patent gemeldet [12, 140]. Die Fleischteile werden mit zwei Komponenten behandelt, wobei
vor der Gelbildungsreaktion kein Salz zugesetzt werden darf. Zuerst wird bei Kühltemperatu-
ren (0 bis 2 °C) das Na-Alginat untergemischt. Das speziell verkapselte, gut wasserlösliche
Ca-Lactat wird anschließend zugegeben und das Brät innerhalb von 20 bis 30 min abgefüllt.
Die Gelbildungsreaktion läuft dann bei 2 °C innerhalb von 18 h ab [12]. Die verzögerte, kont-
rollierte Freisetzung der Ca2+-Ionen soll durch eine relativ hydrophobe Verkapselung mittels
gehärteten Pflanzenfetten in Kombination mit Monoglyceriden aus Speisefettsäuren und
oberflächenaktiven Stoffen gewährleistet werden [12, 140]. Andere Präparate besitzen eine
ähnliche Zusammensetzung, wobei die Zugabe des verkapselten Ca-Lactates innerhalb ei-
nes Einkomponenten-Systems zeitgleich mit der Zugabe des Na-Alginates erfolgt.
Ein anderes Patent [141] nutzt zur Herstellung von strukturierten Fleischprodukten mittels
Alginatgelen schwerer wasserlösliche Calciumsalze, wie z.B. Calciumphosphat, in Verbin-
dung mit einem sog. gelbildungshemmenden bzw. gelbildungsverzögernden Salz, wie z.B.
Tetranatriumdiphosphat. Durch dieses Mischungsprinzip soll eine langsame, kontrollierte
Gelbildung erfolgen. [141]
3.6. Rheologische Methoden und experimentelle Grundlagen
Die Rheologie beschreibt das Deformationsverhalten von Flüssigkeiten, Festkörpern oder
kolloidalen Systemen unter Einwirkung äußerer anisotroper Kräfte. Das Deformationsverhal-
ten von Lebensmitteln ist in der Regel durch die Abweichung vom idealelastischen/ idealvis-
kosen Verhalten gekennzeichnet [142].
Bei Lebensmitteln wird häufig eine Unterscheidung zwischen Konsistenz und Textur vorge-
nommen. Eine Konsistenz weisen alle Lebensmittel auf, die fließfähig sind, d.h. die Lebens-
mittelsysteme bilden bei Einwirkung einer Kraft ein kontinuierliches Geschwindigkeitsgefälle
aus. Feste Lebensmittel besitzen eine Textur, d.h. sie reagieren als integrale Wirkung aller
strukturierenden Elemente bei Krafteinwirkung mit einer bleibenden Verformung. [143]
Die rheologischen Eigenschaften von Lebensmitteln werden häufig von deren strukturellem
Aufbau bestimmt. Die Bestimmung dieser Eigenschaften ist für die Beurteilung der Qualitäts-
und Verarbeitungseigenschaften, für die Bewertung von Lager-, Fließ- und Transportverhal-
ten sowie zur Detektierung von Strukturen bzw. strukturellen Änderungen während technolo-
gischer Prozesse von Bedeutung.
Literaturrecherche
17
3.6.1. Texturerfassung
Zur Beschreibung des rheologischen Verhaltens von Fleisch- und Fischprodukten werden
häufig Methoden eingesetzt, die der Untersuchung der Textureigenschaften dienen.
Die Textur von Fleisch und Fleischwaren wird meist durch die Anwendung von Materialprüf-
maschinen erfasst. Über die Aufnahme von Kraft-Weg- bzw. Spannungs-Dehnungs-
Diagrammen bei der Deformation von zylinderförmigen Proben können fundamentale me-
chanische Eigenschaften vermessen werden. Hier wird die Parallelplattendeformation als
geeignete Methode angesehen. Auch Puncture-Tests können zur Bewertung der Texturei-
genschaften von Fleischerzeugnissen angewendet werden [143-145]. Zur Bewertung der
mechanischen Eigenschaften von Fleisch und Fleischprodukten mit Materialprüfmaschinen
existieren auch imitative Methoden, die spezielles Prüfwerkzeug erforderlich machen. Diese
sollen bestimmte Prozesse bei der Nahrungsaufnahme nachahmen. Sie liefern keine funda-
mentalen rheologischen Kennwerte. Das Warner-Bratzler-Scherblatt [6] wird häufig zur Be-
wertung der Textureigenschaften von Fleisch und Fleischerzeugnissen [143-147] herange-
zogen. Hier soll der einmalige Abbiss simuliert werden. Die von Sczczesniak [148] entwickel-
te instrumentelle Textur-Profil-Analyse (TPA) soll den Kauvorgang durch mehrfache zykli-
sche Belastung der Probe nachahmen und Aussagen über Eigenschaften wie Festigkeit,
Adhäsion, Kohäsion usw. liefern [6, 144, 145, 149]. Die Ermittlung erfolgt anhand von Kraft-
Weg- bzw. Kraft-Zeit-Diagrammen.
Auch empirische Methoden wie Penetrationsmessungen werden vorgeschlagen. Bei der
Penetrometermessung wird ein Eindringkörper (Kugel, Kegel, Nadel, Kalotte, Stift usw.) mit
einer bestimmten Masse für eine vorher festgelegte Zeit unter Wirkung der Schwerkraft in
das Probenmaterial gefahren. Der Weg, der vom Eindringkörper zurückgelegt wird, stellt ein
Maß für die Festigkeit dar [136, 150].
3.6.2. Konsistenzerfassung
Mit einem Rotationsrheometer können in Spannversuchen die Fließeigenschaften von
Fleisch- und Fischbräten erfasst werden. Das ermittelte Deformationsverhalten wird im
--
Diagramm dargestellt. [143]
Auch die in der Teigverarbeitung zur Anwendung kommenden Brabender Viscographen bzw.
Amylographen werden zur Bewertung der Konsistenz von Fleisch- und Fischbrät vorge-
schlagen. Diese geben jedoch keine fundamentalen Kennwerte wieder. [80, 151].
Die unter 3.6.1. und 3.6.2. dargestellten Methoden arbeiten nicht zerstörungsfrei und sind
somit nicht zur Detektierung ablaufender Strukturbildungsvorgänge bei der Fermentation und
Rekonstitution von Fleisch- und Fischbrät geeignet.
3.6.3. Oszillationsmessungen
Oszillationsmessungen stellen eine moderne Methode zur Bestimmung der rheologischen
Eigenschaften viskoelastischer Systeme wie feinzerkleinerte Fleisch- und Fischbräte dar. Es
kann u. a. das Verhältnis zwischen viskosen und elastischen Eigenschaften erfasst werden.
Mittels Oszillationsmessungen im lvB des Untersuchungsmaterials ist es möglich, quasi ohne
Literaturrecherche
18
Zerstörung der Probenstruktur, die Veränderungen in der Mikrostrukturebene [152-154] wäh-
rend Fermentations- und Rekonstitutionsprozessen und damit Strukturbildungsvorgänge zu
erfassen.
3.6.3.1. Grundlagen
Die Messsubstanz wird einer oszillierenden Scherbeanspruchung ausgesetzt und es können
elastische und viskose Materialeigenschaften gleichzeitig erfasst werden. Soll eine zerstö-
rungsfreie Messung im lvB der Probe durchgeführt werden, dann muss mit kleinen Deforma-
tionsamplituden gemessen werden.
Bei Tests mit geregelter Deformation als Sinusfunktion
tt sin)( 0
(Gl. 5)
oder geregelter Schubspannung als Sinusfunktion
tt sin)( 0
(Gl. 6)
werden Daten wie die Deformationsamplitude 0 oder die Schubspannungsamplitude 0 so-
wie die zeitliche Verschiebung der Ergebniskurve gegenüber der vorgegebenen Kurve (Pha-
senverschiebungswinkel ) gemessen. Das Messergebnis bei einer -Regelung ist eine -
Kurve als phasenverschobene Sinusfunktion (Abb. 1):
)sin()( 0 tt
(Gl. 7)
Aus dem Phasenverschiebungswinkel sowie den Amplituden von Deformation 0 und
Schubspannung 0 lassen sich Speicher- und Verlustmodul berechnen. Der Speichermodul
G’ charakterisiert die elastischen Eigenschaften der Substanz und der Verlustmodul G’’ ist
ein Maß für die viskosen Eigenschaften der Substanz. Das Verhältnis aus Verlustmodul G’’
zu Speichermodul G’ wird mittels des Verlustfaktors tan angegeben (Tab. 1).
Abb. 1: Links: vorgegebene Sinuskurve (-Regelung), rechts: resultierende, phasenverschobene Sinus-
kurve (-Kurve), aus [154]
Tab. 1: Parameter der Oszillationsmessungen
Parameter
Gleichung
Einheit
Speichermodul G’:
charakterisiert die Festkörpereigenschaften
viskoelastischer Substanzen
cos'
0
0G
(8)
Pa
Verlustmodul G’’:
charakterisiert die viskosen Eigenschaften vis-
koelastsicher Substanzen
sin''
0
0G
(9)
Pa
Verlustfaktor tan :
gibt das Verhältnis von viskosen zu elastischen
Eigenschaften an
'
''
tan G
G
(10)
-
Literaturrecherche
19
Für ideal-elastisches Verhalten beträgt der Phasenverschiebungswinkel = 0 ° (tan = 0)
und für idealviskoses Verhalten –90 ° (tan = ∞). Für Substanzen, die ein gleiches Verhält-
nis von viskosen und elastischen Eigenschaften aufweisen, beträgt der Phasenverschie-
bungswinkel 45 ° (tan = 1, d.h. G’ = G’’). Für den Phasenverschiebungswinkel gilt bei vis-
koelastischem Verhalten –90 ° < < 0 °. [154]
3.6.3.2. Amplitudensweepmessungen
Der Amplitudensweep dient der Ermittlung des lvB der Probe. Die Deformationsamplitude
wird variiert und die Frequenz konstant gehalten. Die folgende Abb. 2 zeigt das Prinzip einer
Amplitudensweep-Messung.
Abb. 2: Amplitudensweep: links: Vorgabe der variablen Deformationsamplitude; rechts: G’ (), G’’ () und
L, aus [154]
Die Ermittlung des lvB erfolgt mit Hilfe der doppellogarithmischen Darstellung des Verlaufes
von Speicher- und Verlustmodul in Abhängigkeit von der Deformation . Im lvB der Probe
bleiben lg G’ () und lg G’’ () auf einem konstanten Plateauwert. Die Probe wird bei diesen
geringen Deformationen nicht zerstört. Bei Deformationsamplituden > L wird der lvB ver-
lassen und die Probenstruktur wird zerstört. Dies ist gekennzeichnet durch den Abfall von
Speicher- und Verlustmodul (Abb. 2). [154]
3.6.3.3. Frequenzsweepmessungen:
Bei einer Messung im Frequenzsweep-Modus wird im lvB der Probe der Ruhezustand ge-
messen. Es wird die Deformation konstant gehalten und die Frequenz variiert. Mittels Fre-
quenzsweep kann das scherzeitabhängige Verhalten der Probe simuliert werden. Das Kurz-
zeitverhalten wird bei hohen Frequenzen und das Langzeitverhalten der Probe bei niedrigen
Frequenzen simuliert [154]. In der folgenden Abb. 3 ist die Messvorgabe einer Frequenz-
sweep-Messung dargestellt.
Abb. 3: Vorgabe der variablen Frequenz beim Frequenzsweep (-Regelung), aus [154]
Literaturrecherche
20
Mittels Frequenzsweep können vorliegende Gel- oder Dispersionsstrukturen detektiert wer-
den. Bei Gelen weisen G’ (f) und G’’ (f) immer einen Schnittpunkt auf. Liegen Dispersions-
strukturen vor, so verlaufen G’ (f) und G’’ (f) bei doppellogarithmischer Auftragung als paral-
lele Geraden. [153]
3.6.3.4. Timesweep-Messungen
Timesweep-Messungen werden im lvB der Probe durchgeführt. Bei dieser Messung werden
die Temperatur, die Deformation und die Frequenz f konstant gehalten. Diese Messanstel-
lung dient der Erfassung von Strukturveränderungen in Abhängigkeit von der Zeit. [154]
Wesentliche Voraussetzungen für die Messung im Oszillationsrheometer sind ein homoge-
nes Medium, keine Gaseinschlüsse und Partikeldurchmesser 20 % des Messspaltes. Da-
raus geht hervor, dass die Messungen nur an feinzerkleinerten Bräten durchgeführt werden
können.
3.7. Zusammenfassung Literaturrecherche
Aus der Literaturrecherche geht hervor, dass keine fundamentalen rheologischen Messun-
gen, die das Strukturierungsverhalten von zerkleinertem Muskelgewebe in der Mikrostruktur-
ebene während Fermentations- und Rekonstitutionsprozessen beschreiben, vorliegen. Mit-
tels Oszillationsmessungen im lvB der Proben hätte man die Möglichkeit, das Strukturie-
rungsverhalten von feinzerkleinertem Muskelgewebe bei Fermentations- und Rekonstitu-
tionsprozessen nahezu ohne Zerstörung der Probenstruktur zu messen. Daher wird die
Messung des Strukturierungsverhaltens während Fermentation und Rekonstitution am Bei-
spiel feinzerkleinerter Modellbräte aus Rind- und Schweinefleisch sowie Karpfen in der Oszil-
lationsebene vorgeschlagen.
Material und Methoden
21
4. Material und Methoden
4.1. Material
4.1.1. Rindfleisch
Zur Herstellung der Modellbräte wurde Rindfleisch RI nach GEHA-Standardisierung [155]
verwendet. Dieses wurde durch eine 2 mm Lochscheibe gewolft. Die Präparation der ver-
schiedenen Ansätze erfolgte jeweils aus frischem Material.
4.1.2. Schweinefleisch
Als Rohstoff diente bei jeder Versuchsserie frisches Schweinefleisch der Sorte S1 bzw. S8
gemäß GEHA-Standardisierung [155]. Dieses wurde in einem Fleischwolf mittels 2 mm
Lochscheibe zerkleinert, zur Herstellung einer einheitlichen Mischung gut gemischt und in
kleinen Portionen vakuumverpackt und bei max. –19 °C bis zur Weiterverarbeitung gelagert.
In Abb. 4 ist die Herstellung des Probenmaterials schematisch dargestellt.
Bei jeder Versuchsserie wurden die Modellbräte dementsprechend aus einer anderen
Grundgesamtheit hergestellt. Innerhalb der Versuchsserien wurde die gleiche S1- bzw. S8-
Mischung als Rohstoff verwendet.
Abb. 4: Fließschema zur Bearbeitung der Rohstoffe [156]
4.1.3. Karpfen
Als Rohstoffe wurden tiefgekühlte Filets von dreijährigen (K3) und von zweijährigen Karpfen
(K2) verwendet.
4.2. Eingesetzte Zusatzstoffe
4.2.1. Starterkultur
Es wurden folgende Starterkulturpräparate verwendet:
1. Lc1 (nur Lactobacillen):
Zerkleinern
mit Fleischwolf
S I S VIII
Mischen
Vakuumverpacken
Lagerung bei -19 °C
Material und Methoden
22
Diese mussten zunächst reaktiviert werden. Dazu wurde der gesamte Inhalt eines Päck-
chens Starterkulturen Lc gemäß Herstellerangaben (BioCarna®-Ferment, Danisco, Deutsch-
land) in 200 ml Wasser klümpchenfrei suspendiert. Die so erhaltene Starterkultursuspension
stellt eine einfache Rohwurstkonzentration für 100 kg Fleisch dar. Innerhalb der hier durch-
geführten Untersuchungen wurde immer mit der doppelten Konzentration gearbeitet.
2. Starterkulturen speziell für die Rohwurstherstellung (MC-Starterkulturen, AVO, Deutsch-
land):
Diese Starterkulturmischung wird im weiteren Verlauf der Arbeit als RW bezeichnet. Dabei
handelt es sich um eine Mischung aus Lactobacillen und Micrococcen. Diese können laut
Herstellerangabe als Pulver zum Fleischbrät hinzugegeben werden. Die einfache Rohwurst-
konzentration wird vom Hersteller mit 10 g/25 kg angegeben. Innerhalb der hier durchgeführ-
ten Untersuchungen wurde immer mit der doppelten Konzentration gearbeitet.
4.2.2. Zusatzstoffe
Kochsalz: handelsübliches Speisesalz
Dextrose: Müllers Mühle GmbH, Gelsenkirchen
Natriumacetat: Carl Roth GmbH & Co. KG, Karlsruhe
Ascorbinsäure: Fibrisol Service GmbH, Viernheim
Ca-Lactat: Carl Roth GmbH & Co. KG, Karlsruhe
4.2.3. Fleischbindesysteme auf Alginatbasis
Folgende Bindesysteme wurden verwendet:
1) Ein-Komponenten-Bindesystem Raps 36856 (Fa. Raps GmbH & Co. KG, Kulmbach)
Inhaltsstoffe gemäß Herstellerspezifikation: Calcimlactat (E 327), Monoglyceride von Speise-
fettsäuren (E 471), pflanzliches Fett (teilweise gehärtet), Natriumalginat (E401), Dextrose, Di-
und Triphosphate (E 450, E 451), Gewürzextrakte, Sliciumdioxid)
2) Ein-Komponenten-Bindesystem Textureze MT 624 (Fa. Welding GmbH & Co. KG, Ham-
burg in Vertretung für Fa. ISP Food Ingredients)
Inhaltsstoffe gemäß Herstellerspezifikation: Natriumalginat (E 401), Calciumsulfat-dihydrat (E
516), Tetranatriumdiphosphat (E 450 (iii))
3) Zwei-Komponenten-Bindesystem Textureze MT 200/ MT 230 (Fa. Welding GmbH & Co.
KG, Hamburg in Vertretung für Fa. ISP Food Ingredients)
Inhaltsstoffe gemäß Herstellerspezifikation:
MT200: Natriumalginat (E 401), Dextrose
MT230: Calciumlactat (E 327), Monoglyceride (E 471), pflanzliches Fett (teilweise gehärtet)
4) Zwei-Komponenten-Bindesystem INNO 20/ INNO 30 (Fa. Chr. Hansen GmbH, Holdorf)
Inhaltsstoffe gemäß Herstellerspezifikation:
INNO 20: Glucosesirup, Natriumalginat (E 401), Dextrose, Gewürzextrakte
INNO 30: Calciumlactat (E 327), Mono- und Diglyceride (E 471), gehärtetes Pflanzenfett
Material und Methoden
23
4.3. Präparationsmethoden
Eine bekannte Methode zur Durchführung der Probenpräparation und zur rheologischen
Strukturdetektion existiert nicht und wurde daher empirisch am Beispiel Rindfleisch ermittelt.
4.3.1. Rindfleisch
Es wurden zwei Versuchsserien zur Charakterisierung der Strukturbildungsprozesse bei der
Fermentation von Rindfleisch durchgeführt.
Die 1. Versuchsserie diente dazu, die prinzipiellen Strukturbildungsprozesse in der Mikro-
strukturebene bei der Fermentation am Beispiel des Rohstoffes Rindfleisch pH-abhängig zu
analysieren und zu bewerten.
Die 2. Versuchsserie sollte klären, inwieweit eine Variation der Präparation der Modellbräte
den prinzipiellen Strukturbildungsverlauf während der Fermentation beeinflusst. Des Weite-
ren wurde in dieser Versuchsserie der Einfluss eines anderen Starterkulturpräparates auf
ablaufende Strukturierungen in der Mikroebene untersucht.
4.3.1.1. 1. Versuchsserie
Das RI Fleisch wurde unter Zusatz von 20 % Wasser (bezogen auf die Masse des Modell-
brätes) in einer Universalküchenmaschine (Privileg, Cuisine de Luxe) feinst zerklei-
nert/gemischt (Stufe 4) und anschließend zweimal durch die 2 mm Raspelscheibe gedrückt
(jeweils Stufe 4). Das Modellbrät war folgendermaßen zusammengesetzt:
80 % RI + 20 % H2O = 100 % Modellbrät
Ausgehend von diesem Modellbrät wurden drei unterschiedliche Ansätze präpariert um den
Einfluss von Salz- bzw. Starterkulturzugabe auf ablaufende Strukturierungen während der
Fermentation bewerten zu können.
1. Standardansatz mit Salz und Starterkultur (n = 5)
2. Ansatz ohne Salz, mit Starterkultur (n = 2)
3. Ansatz mit Salz, ohne Starterkultur (n = 2)
Die Zutaten für den Standardansatz sind in der folgenden Tab. 2 angegeben und beziehen
sich auf die Masse des Modellbrätes.
Tab. 2: Zutaten für den Standardansatz der 1. Versuchsserie Rindfleisch
Zutaten
Menge
Kochsalz
2 %
Dextrose
1 %
Natriumacetat
0,1 %
Ascorbinsäure
0,1 %
Starterkulturen (Lc1)
4 ml/kg
Material und Methoden
24
4.3.1.2. 2. Versuchsserie (Variation Präparation und Starterkultur)
Die Abb. 5 zeigt schematisch die Unterschiede in der Präparation der Modellbräte der 2.
Versuchsserie.
Abb. 5: Vereinfachtes Fließschema zur Herstellung der Modellbräte aus Rindfleisch mit den unterschied-
lichen Präparationsverfahren der 2. Versuchsserie
Als Weiterentwicklung der Probenpräparation im labortechnischen Maßstab wurde ein weite-
rer Präparationsschritt eingeführt. Dieser sollte dazu dienen, eine Standardisierung der Parti-
kelgrößenverteilung und damit eine bessere Reproduzierbarkeit der Zerkleinerungstechnik
im Labormaßstab zu gewährleisten. Dazu wurde in dieser 2., ergänzenden Versuchsserie
der Einfluss dieses Präparationsschrittes auf die prinzipiellen Strukturierungsmechanismen
von Standardansätzen untersucht.
Die Herstellung der Modellbräte erfolgte hier bei einer Probe gemäß der 1. Versuchsserie
(RI, ohne Passiersieb) und bei einer weiteren Probe wurde dieser zusätzliche Präparations-
schritt (RI, mit Passiersieb) durchgeführt (Abb. 5).
Das gewolfte RI-Material wurde zunächst mit dem Universalmesser einer Küchenmaschine
(Privileg, Cuisine de Luxe) zerkleinert (Stufe 4) und dann anschließend zweimal durch die 2
mm Raspelscheibe der Küchenmaschine gedrückt (jeweils Stufe 4). Anschließend wurde
dieses Brät durch ein haushaltsübliches Passiersieb passiert. Dann erfolgte die Zugabe von
20 % Wasser bezogen auf das Endgewicht des Modellbrätes.
Dieser zusätzliche Präparationsschritt (passieren des Brätes durch ein Passiersieb) wurde
bei allen weiteren Fermentationsuntersuchungen bei den Rohstoffen aus Schweinefleisch
sowie aus Karpfen durchgeführt.
Bei beiden innerhalb dieser Versuchsserie hergestellten Modellbräten wurden die Starterkul-
turen RW hinzugesetzt. So konnte ein Vergleich der ablaufenden Fermentationsprozesse bei
der Fermentation von Rindfleisch mit den Starterkulturen RW mit den Standardansätzen der
1. Versuchsserie (Starterkultur Lc1) durchgeführt werden.
Die Zutaten sind in der folgenden Tab. 3 aufgeführt.
Zerkleinern mit
Küchenmaschine
R I, ohne
Passiersieb
durch Haushaltssieb
passieren
20 % Wasser
Grundbrät/Rohbrät
R I, mit
Passiersieb
20 % Wasser
Material und Methoden
25
Tab. 3: Zutaten Modellbräte 2. Versuchsserie Rindfleisch (bezogen auf Masse Modellbrät)
Zutaten
Menge
Kochsalz
2 %
Dextrose
1 %
Natriumacetat
0,1 %
Ascorbinsäure
0,1 %
Starterkulturen (RW)
0,8 g/kg
4.3.2. Schweinefleisch
4.3.2.1. Variation Fremdwassergehalt
In dieser 1. Versuchsserie wurde die Abhängigkeit der Strukturierungsvorgänge bei der Fer-
mentation von Schweinefleisch in Abhängigkeit von der Menge an zugesetztem Fremdwas-
ser untersucht.
Diese Versuchsserie dient zum einen der Überprüfung, ob die Strukturierungsmechanismen
von Modellbräten aus Schweinefleisch (S1) mit unterschiedlichem Fremdwassergehalt prin-
zipiell ähnlich sind und inwieweit Aussagen zu Unterschieden in der Strukturausbildung in
Abhängigkeit vom Fremdwassergehalt gemacht werden können.
Dazu wurde ein üblicher Standardansatz der Schweinefleischmodellbrätproben mit 6 %
Fremdwasserzusatz verglichen mit einem Fermentationsansatz der 20 % Fremdwasser
enthielt. Der Fermentationsansatz mit 20 % Wasserzusatz ist an den Standardansatz der
Untersuchungen aus der Serie der Fermentation von Rindfleisch angelehnt.
Die folgende Abb. 6 stellt ein vereinfachtes Fließschema zur Herstellung der Modellbräte
schematisch dar.
Abb. 6: Vereinfachtes Fließschema zur Herstellung der Modellbräte mit unterschiedlichem Fremdwasser-
gehalt
Zur Herstellung der Modellbräte wurde der nach Abb. 4 aufbereitete S1-Rohstoff ganz leicht
angetaut, in Würfel geschnitten und mittels Küchenmaschine (Privileg, Cuisine de Luxe) zer-
kleinert. Nach Zerkleinerung mit dem Universalmesser (Stufe 4) erfolgte die zweimalige Zer-
kleinerung mittels Durchpressen durch die 2 mm Raspelscheibe der Küchenmaschine (je-
Zerkleinern
mit Küchenmaschine
S I
durch Haushaltssieb passieren
6 % bzw. 20 %
Wasser
Grundbrät/Rohbrät
Material und Methoden
26
weils auf Stufe 4) um eine feinstzerkleinerte Masse zu erhalten. Der so zerkleinerte Rohstoff
wurde anschließend durch ein Haushaltssieb passiert. Nach der Passage durch das Haus-
haltssieb wurden nun 6 % (bezogen auf die Masse des fremdwasserfreien Fleisches) bzw.
20 % (bezogen auf die Masse des Grundbrätes/ Rohbrätes) Wasser zum zerkleinerten
Fleisch hinzugegeben. Man erhält die entsprechenden Grund- bzw. Rohbräte.
Die jeweiligen Grundbräte wurden mit den in Tab. 4 dargestellten Zutaten vermischt.
Tab. 4: Zutaten zu den Rohbräten der 1. Versuchsserie Schweinefleisch bezogen auf die Masse Rohbrät
Zutaten
Menge
Kochsalz
2 %
Dextrose
1 %
Natriumacetat
0,1 %
Ascorbinsäure
0,1 %
Starterkulturen (RW)
0,8 g/kg
4.3.2.2. Variation Fettgehalt
Diese Versuchsserie diente dazu, den Einfluss des Fettgehaltes auf ablaufende Strukturie-
rungsprozesse bei der Fermentation von Schweinefleisch zu untersuchen. Dazu wurden Mo-
dellbräte mit einem Anteil an S8-Material als Fettgewebe von 0 %, 10 %, 20 %, 30 % und
40 % am Rohbrät hergestellt und untersucht.
Abb. 7: Vereinfachtes Fließschema zur Herstellung der Modellbräte mit unterschiedlichem Fettgehalt,
nach [156]
Die Abb. 7 zeigt ein stark vereinfachtes Fließschema zur Herstellung der Modellbräte mit
unterschiedlichem Fettgehalt. S1 (leicht angetaut) und S8 (tiefgekühlt) wurden in Würfel ge-
schnitten und im entsprechenden Mischungsverhältnis in die Universalküchenmaschine (Pri-
vileg, Cuisine de Luxe) gegeben. Nach Zerkleinerung und Mischen (Stufe 4) mit dem Univer-
salmesser erfolgte die zweimalige Zerkleinerung mittels Durchpressen durch die 2 mm Ras-
pelscheibe (jeweils auf Stufe 4) der Küchenmaschine um eine feinstzerkleinerte Masse zu
erhalten. Der so zerkleinerte Rohstoff wurde anschließend durch ein Haushaltssieb passiert.
Nach der Passage durch das Haushaltssieb wurden nun 6 % Wasser (bezogen auf die Mas-
se des fremdwasserfreien Fleisches) zum zerkleinerten Fleisch hinzugegeben. Man erhält
Zerkleinern
mit Küchenmaschine
S I
S VIII
durch Haushaltssieb passieren
6 % Wasser
Grundbrät/Rohbrät
Material und Methoden
27
die entsprechenden Grund- bzw. Rohbräte. Eine Übersicht über die hergestellten Proben ist
in Tab. 5 dargestellt.
Tab. 5: Zusammensetzung der Modellbräte mit unterschiedlichem S8-Gehalt und deren Probenbezeich-
nung
Anteil im Modellbrät [%]
Probenbezeichnung
S1
S8
100
0
S1
90
10
S1+10
80
20
S1+20
70
30
S1+30
60
40
S1+40
Die jeweiligen Grundbräte wurden entsprechend mit den in Tab. 4 dargestellten Zutaten
vermischt.
4.3.2.3. Variation Ca-Lactat
In Abb. 8 ist ein vereinfachtes Fließschema zur Herstellung der Modellbräte zur Untersu-
chung des Einflusses von Ca-Lactat auf die ablaufenden Strukturierungsprozesse während
der Fermentation dargestellt.
Abb. 8: Vereinfachtes Fließschema zur Herstellung der Modellbräte der Ca-Lactat-Serie, nach [156]
Zur Herstellung der Modellbräte wurde der nach Abb. 4 aufbereitete S1-Rohstoff ganz leicht
angetaut, in Würfel geschnitten und mittels Küchenmaschine (Privileg, Cuisine de Luxe) zer-
kleinert. Nach Zerkleinerung mit dem Universalmesser (Stufe 4) erfolgte die zweimalige Zer-
kleinerung mittels Durchpressen durch die 2 mm Raspelscheibe der Küchenmaschine (je-
weils auf Stufe 4) um eine feinstzerkleinerte Masse zu erhalten. Der so zerkleinerte Rohstoff
wurde anschließend durch ein Haushaltssieb passiert. Nach der Passage durch das Haus-
haltssieb wurden 6 % Wasser (bezogen auf die Masse des fremdwasserfreien Fleisches)
zum zerkleinerten Fleisch hinzugegeben. Man erhält die entsprechenden Grund- bzw. Rohb-
räte. Die Grundbräte/ Rohbräte wurden mit den in Tab. 6 dargestellten Zutaten vermischt.
Zerkleinern
mit Küchenmaschine
S I
durch Haushaltssieb passieren
6 % Wasser
Grundbrät/Rohbrät
Material und Methoden
28
Tab. 6: Zutaten zu den Grundbräten der 3. Versuchsserie (Ca-Lactat) bezogen auf die Masse Grundbrät
Zutaten
Menge
Kochsalz
2 %
Dextrose
1 %
Natriumacetat
0,1 %
Ascorbinsäure
0,1 %
Starterkulturen (RW)
0,8 g/kg
Ca-Lactat
0; 0,5 bzw. 1 %
4.3.2.4. Fleischbindesysteme
Als Fleischmatrix diente fein zerkleinertes Fleischbrät (Präparation nach Abb. 8) mit der Zu-
sammensetzung: 93 % S1 + 7 % Wasser = 100 % Fleischbrät. Bei dem verwendeten S1
Fleisch handelte es sich um tiefgekühltes Fleisch.
1) Ein-Komponenten-Bindesystem Firma Raps:
Eingesetzte Menge: 2 % bezogen auf die Masse Fleischbrät (oberster Konz.-Bereich laut
Angabe)
2) Ein-Komponenten-Bindesystem Firma ISP (Welding) Textureze MT 624:
Eingesetzte Menge: 2 % bezogen auf die Masse Fleischbrät
3) Zwei-Komponenten-Bindesystem Firma ISP (Welding) Textureze MT200/MT230:
Eingesetzte Menge: Je 1 % (oberster Konzentrationsbereich laut Angabe) MT 200 bzw. MT
230 auf die Masse Fleischbrät.
Zuerst wurde das MT 200 (Alginat) gründlich manuell mit dem Fleischbrät vermischt. An-
schließend wurde MT 230 (Ca-Lactat) dazugegeben und ebenfalls gründlich vermischt.
4) Zwei-Komponenten-Bindesystem Firma Chr. Hansen GmbH INNO 20 / INNO 30:
Eingesetzte Menge: gemäß Herstellerangabe wurden 1,5 % INNO 20 und 1,0 % INNO 30
bezogen auf die Masse Fleischbrät hinzugegeben.
Zuerst wurde INNO 20 (Alginat) gründlich mit dem Fleischbrät vermischt. Anschließend wur-
de INNO 30 (Ca-Lactat) dazugegeben und ebenfalls gründlich eingemischt.
Alle Versuchsansätze wurden nach dem Mischen sofort in die Messzelle gegeben und mit-
tels Timesweep-Messung charakterisiert. Es wurden keine Salze oder Gewürze hinzugege-
ben.
4.3.3. Karpfen
Aufgabe dieser Untersuchungen war es, die Strukturausbildung in der Mikrostrukturebene
während der Fermentation von Filets dreijähriger Karpfen (K3) und zweijähriger Karpfen (K2)
zu analysieren.
Die Herstellung der Modellbräte aus Filets von K3 bzw. K2 zur Beurteilung ablaufender
Strukturierungsmechanismen ist in der folgenden Abb. 9 dargestellt.
Material und Methoden
29
Abb. 9: Vereinfachtes Fließschema zur Herstellung der Grundbräte aus K3 und K2 Filets
Die gefrorenen Filets aus K2 bzw. K3 wurden in Würfel geschnitten und mit dem Universal-
messer der Küchenmaschine (Privileg, Cuisine de Luxe) zerkleinert (Stufe 4). Anschließend
wurde die Masse zweimal durch die 2 mm Raspelscheibe der Küchenmaschine gedrückt
(jeweils Stufe 4). Danach wurde das Material durch ein Haushaltssieb passiert. Die so erhal-
tenen Grundbräte/ Rohbräte wurden mit den in Tab. 7: angegebenen Zutaten vermengt und
die Strukturausbildung während der Fermentation mittels Timesweep-Messung untersucht.
Tab. 7: Zutaten zu den Grundbräten aus K2 bzw. K3 bezogen auf die Masse Grundbrät
Zutaten
Menge
Kochsalz
2 %
Dextrose
1 %
Natriumacetat
0,1 %
Ca-Lactat
1 %
Starterkulturen (RW)
0,8 g/kg
4.4. Chemisch-physikalische Kennwerte
Die ergänzenden chemisch-physikalischen Untersuchungen von Rindfleisch wurden bei der
2. Versuchsserie durchgeführt.
4.4.1. pH-Wert
Die pH-Werte der eingesetzten, zerkleinerten RI-Rohwaren (2. Versuchsserie) und der
Grundbräte aus Karpfen wurden mittels einer Einstichelektrode (Schott Blue Line 21, Mes-
saufnehmer pH Consort 601) mittels Dreifachbestimmung ermittelt.
4.4.2. Trockensubstanzgehalt
Der Trockensubstanzgehalt wurde gravimetrisch mit dem Moisture Analyzer MA 30 (Sarto-
rius, Deutschland) bei 120 °C bis zur Massenkonstanz bestimmt. Dazu wurden 1 g auf 0,001
g genau eingewogen. Die Bestimmung der Trockensubstanz der zerkleinerten RI-Rohware
(2. Versuchsserie) erfolgte über eine Dreifachbestimmung. Die Trockensubstanzbestimmung
Zerkleinern
mit Küchenmaschine
K3 bzw. K2
durch Haushaltssieb passieren
Grundbrät/Rohbrät
Material und Methoden
30
der einzelnen Grundbräte aus Schweinefleisch bzw. Karpfen wurde mittels Dreifachbestim-
mung durchgeführt.
Die Bestimmung der Trockensubstanz der S1-Rohstoffe der Variationen Fettgehalt und Ca-
Lactat erfolgte nach ASU L 06.00-3 [157].
4.4.3. Rohproteingehalt
Der Rohproteingehalt der Rohstoffe S1 bzw. S8 der Variationen Fettgehalt und Ca-Lactat
wurde gegebenenfalls nach ASU L 06.00-7 [158] bestimmt.
4.4.4. Aschegehalt
Der Aschegehalt der S1-Rohstoffe (Variaton Fettgehalt und Ca-Lactat) wurde gegebenen-
falls mittels Doppelbestimmungen nach ASU L 06.00-4 [159] bestimmt.
4.4.5. Charakterisierung mittels GEHA-Standardisierung
Für die Rohstoffe S1 und S8 wurden die durchschnittlichen chemisch-analytischen Kennwer-
te nach GEHA-Standardisierungssystem [155] angegeben. Daraus wurden die durchschnitt-
lichen chemisch-analytischen Kennwerte der Grundbräte mit unterschiedlichen S8-Gehalten
rechnerisch ermittelt.
4.5. Materialwissenschaftliche Methoden
4.5.1. Konventionelle rheologische Untersuchungen
Spann- und Kriechversuche wurden nicht durchgeführt, da das prinzipielle Materialverhalten
von Fleischbrät bereits untersucht wurde und kein zusätzlicher Erkenntnissgewinn bezüglich
der Beurteilung ablaufender Strukturbildungsprozesse von Fleischmatrices zu erwarten ist.
Oszillationsmessungen sind hingegen die modernen Methoden zur komplexen Charakterisie-
rung viskoelastischer Systeme.
4.5.2. Oszillationsmessungen
Die folgende Tab. 8 zeigt eine Übersicht über die verwendeten Messsysteme.
Tab. 8: Verwendete Messsysteme
Messsystem
1. Versuchsserie Rind,
Fleischbindesysteme
Alle anderen Versuchsan-
sätze
Luftlagerrheometer
UDS 200 (Paar Physica;
Deutschland)
MCR 301 (Paar Physica,
Deutschland)
Zylindermesssystem
Z3 DIN
CC27
Messzylinder
Z3 DIN, geriffelt
CC27/P1, geriffelt
Peltier-Temperiereinrichtung
ja
ja
Material und Methoden
31
4.5.2.1. Amplitudensweep
Die Messungen im Amplitudensweep-Modus erfolgten mittels folgender Messanstellungen:
Temperatur: T = 30 °C bei Fermentation
Deformation = 10-4 … 1, log, über Zeit, stufenförmige Rampe
Frequenz f = 1 Hz.
4.5.2.2. Frequenzsweep
Die Messungen im Frequenzsweep-Modus erfolgten mittels folgender Messanstellungen:
Temperatur: T = 30 °C bei Fermentation, 2 °C bei Fleischbindesystemen
Deformation: = 10-3
Frequenz: f = 50 … 0,01 Hz, log Fahrweise
4.5.2.3. Timesweep
Die Messungen im Timesweep-Modus erfolgten mittels folgender Messanstellungen:
Temperatur: T = 30 °C bei Fermentation, 2 °C bei Fleischbindesystemen
Deformation = 10-3
Frequenz f = 1 Hz
Messpunktdauer: 2 min
Die Abb. 10 zeigt eine Übersicht über durchgeführte rheologische Untersuchungen zur Struk-
turdetektion bei der Fermentation sowie zur Charakterisierung von Grund- bzw. Rohbräten
bzw. den mit Zutaten versetzten Bräten.
Abb. 10: Übersicht über durchgeführte rheologische Untersuchungen zu ablaufenden Strukturierungs-
prozessen bei der Fermentation der unterschiedlichen Versuchsserien, nach [156]
Die aufgeführten Amplitudensweep- und Frequenzsweep-Messungen wurden nicht in jeder
Versuchsserie durchgeführt.
Bei den jeweiligen Grundbräten wurde gegebenenfalls eine Amplituden- und Frequenz-
sweep-Messung durchgeführt. Diese Grundbräte wurden mit den entsprechenden Zutaten
Grundbrät
Frequenzsweep - roh
Amplitudensweep - roh
Rheometer
Zutaten
Mischen
Rheometer
Externe Probe
im Wärmeschrank
Frequenzsweep - vor
Amplitudensweep - vor
Timesweep (bis pH=5
bzw. 5,1)
Frequenzsweep - nach
Amplitudensweep - nach
Kontinuierliche
pH-Wert - Messung
Material und Methoden
32
vermischt und mittels Amplituden- und Frequenzsweep-Messung charakterisiert. Die mit Zu-
taten versetzten Bräte wurden dann bei 30 °C bis zu einem pH-Wert von 5,0 fermentiert und
mittels Timesweep-Messung wurden ablaufende Strukturbildungsprozesse detektiert. Die
Erfassung des pH-Wertes mittels Einstichelektrode (Schott Blue Line 21, Messaufnehmer pH
Consort 601) erfolgte jede Minute zeitgleich zur Timesweep-Messung in einer externen, vor-
her vakuumierten Probe gleichen Materials bei 30 °C im Wärmeschrank (WTB Binder,
Deutschland). Die Daten der Timesweep-Messungen wurden dann den jeweiligen pH-Wert-
Verläufen gegenübergestellt und pH-abhängig diskutiert. Somit konnten die rheologischen
Kennwerte, die während der Fermentation aufgezeichnet wurden, pH-abhängig diskutiert
werden. Nach der Fermentation wurde mit der selben Probe ebenfalls eine Frequenz- und
Amplitudensweep-Messung durchgeführt.
4.6. Statistische Absicherung
Bei Doppel- bzw. Mehrfachbestimmungen wurde der Mittelwert (MW) berechnet nach fol-
gender Gleichung berechnet:
n
1i
i
x
n
1
x
(Gl. 11)
Bei weniger als sechs Einzelwerten wurde als Abweichung die Mittelabweichung (MAW)
nach folgender Gleichung berechnet:
n
1i
ixx
n
1
MAW
(Gl. 12)
Wurde der Mittelwert aus sechs und mehr Einzelwerten bestimmt, wurde die dazugehörige
Abweichung als Standardabweichung (Stabw) nach folgender Gleichung berechnet:
n
1i
2
i)x(x
1)(n
1
s
(Gl. 13)
Fermentationsverlauf Rindfleisch
33
5. Fermentationsverlauf Rindfleisch
Für die Charakterisierung der Strukturbildungsmechanismen in der Mikrostrukturebene bei
der Fermentation von verschiedenen tierischen Proteinmatrices mittels rheologischer Unter-
suchungen musste zunächst eine Methode entwickelt werden. Erste Versuche zur rheologi-
schen Charakterisierung ablaufender Strukturierungen in tierischen Proteinmatrices wurden
mittels fettarmen Rindfleisch der GEHA Sortierung RI durchgeführt. Es musste zunächst ein
geeignetes Modellbrät hergestellt werden, welches zur Messung im Rheometermessspalt
geeignet ist, da nur feinzerkleinertes Fleisch zum Einsatz kommen kann. Die Untersuchun-
gen zu ablaufenden Strukturbildungsvorgängen bei der Fermentation von Rindfleisch stellen
die ersten Untersuchungen dieser Art dar, die überhaupt durchgeführt wurden. Diese Unter-
suchungen waren der Ausgangspunkt für die weiteren Untersuchungen am Beispiel Schwei-
nefleisch und Karpfen. Zur Beschreibung des Fermentationsprozesses werden für die ge-
samte Arbeit folgende Modalitäten vereinbart: Wird der Fermentationsprozess anhand des
pH-Wertes eingeteilt so erfolgt die Einteilung in Phasen. Wird der Fermentationsprozess an-
hand des Verlustfaktors tan eingeteilt, dann erfolgt dieses in Abschnitten. Die Einteilung
des Fermentationsprozesses anhand des Speichermoduls G’ erfolgt in Bereichen.
5.1. Chemisch-physikalische Kennwerte Rindfleisch
Die folgende Tab. 9 zeigt die ermittelten pH- und TS-Werte der Proben der 2. Versuchsserie
Rindfleisch.
Tab. 9: pH und TS-Gehalt der Rindfleischproben, 2. Versuchsserie
Unterschiede können auf natürliche Rohstoffschwankungen zurückzuführen sein.
5.2. Fermentationsuntersuchungen 1. Versuchsserie Rindfleisch
Die 1. Versuchsserie Rindfleisch (in [160]) dient der Untersuchung des Einflusses von Salz-
bzw. Starterkulturzugabe auf die Strukturbildungsprozesse bei der Fermentation von Rind-
fleisch.
5.2.1 Charakterisierung pH-Wert-Verlauf 1. Versuchsserie Rindfleisch
Die folgende Abb. 11 zeigt die Einteilung des Fermentationsverlaufes anhand des Standard-
ansatzes Rindfleisch, 1. Versuchsserie in Adaptionsphase und kontinuierliche Säuerungs-
phase.
Probe
x1x2x3MW MAW x1x2x3
MW MAW
R_o.S. 5,63 5,64 5,65 5,64 0,01 26,24 26,26 26,10 26,20 0,07
R_S. 5,62 5,62 5,62 5,62 0,00 29,66 30,11 30,61 30,13 0,32
pH TS [%]
Fermentationsverlauf Rindfleisch
34
Abb. 11: Einteilung des Fermentationsverlaufes anhand des pH-Wertes in Phasen
5.2.2 Strukturierungsprozesse während der Fermentation (Standardansatz)
Für den Standardansatz sind die Ergebnisse in der Abb. 12 am Beispiel tan und pH und
der Abb. 13 am Beispiel G’ und tan dargestellt.
Abb. 12: Verlustfaktor tan und pH-Wert während der Fermentation des Standardansatzes
Abb. 13: Verlustfaktor tan und Speichermodul G’ während der Fermentation des Standardansatzes
4,95
5,05
5,15
5,25
5,35
5,45
0 200 400 600 800 1000 1200 1400
Zeit in min
pH
pH
Adaptionsphase kontinuierliche Säuerungsphase
0,1146
0,1246
0,1346
0,1446
0,1546
0,1646
0,1746
0,1846
0 200 400 600 800 1000 1200 1400
Zeit [m in]
Verlustfaktor tan delta
4,95
5,05
5,15
5,25
5,35
5,45
pH
tan(delta)
pH
4
3
21
einsetzende Säuerung
pH: 5,37
pH: 5,16
pH: 5,39
10400
12400
14400
16400
18400
20400
22400
24400
26400
0 200 400 600 800 1000 1200 1400
Z e it [m in ]
Speichermodul G' [Pa]
0,1146
0,1246
0,1346
0,1446
0,1546
0,1646
0,1746
0,1846
Verlustfaktor tan delta
G '
ta n d e lta
p H :
5 ,3 8
einsetzende
Säuerung
p H : 5 ,3 6
p H : 5 ,1 6
p H : 4 ,9 8
123 4
Fermentationsverlauf Rindfleisch
35
Für alle Proben kann in Abhängigkeit vom Versuchsansatz ein spezifisches Strukturierungs-
verhalten zur Ausbildung einer Partikelgelstruktur dominant pH-abhängig nachgewiesen
werden. Der pH-Wert bleibt in den ersten sechs Stunden der Fermentation zunächst kons-
tant. Ab der sechsten Stunde fällt er kontinuierlich innerhalb von 24 h auf einen pH-Wert um
5,0 ab. Da der Verlustfaktor tan ein scharfer Indikator für ablaufende Strukturierungen ist,
kann der Fermentationsverlauf des Standardansatzes anhand des Verlustfaktors tan pH-
abhängig in vier verschiedene Strukturierungsabschnitte eingeteilt werden.
1. Abschnitt:
Der pH-Wert bleibt in den ersten sechs Stunden der Fermentation konstant. Es ist eine star-
ke Zunahme des Speichermoduls G’ (um 70 %) sowie ein Abfall des Verlustfaktors tan zu
verzeichnen. Die Festkörpereigenschaften nehmen zu. Das kann mit einer Vorstrukturierung
der Fleischproteine durch den Einsalzeffekt erklärt werden. Die Proteine gehen in Lösung
und haben aufgrund des Salzzusatzes eine größere Quellfähigkeit und binden somit Wasser
in den kapillaren Hohlräumen. Dadurch werden die Proteine aufgefaltet und neu strukturiert.
Es kommt zur Ausbildung von Wasserstoffbrückenbindungen permanenter Dipole und mögli-
cher Verhakungen im dreidimensionalen Netzwerk des Modellbrätes, welches die Brätparti-
kel umhüllt bzw. einschließt.
2. Abschnitt:
Im zweiten Abschnitt setzt die kontinuierliche Säuerung und der Verlustfaktor tan nimmt ein
Minimum an. Dieser Abschnitt dauert nur etwa 1,5 h (Abb. 12 und Abb. 13) und sollte als
Übergangsbereich eingeordnet werden.
3. Abschnitt:
Bedingt durch mikrobielle Milchsäurebildung kommt es im dritten Abschnitt zu einem konti-
nuierlichen pH-Wert-Abfall und somit zu einer Säuredenaturation der myofibrillären Eiweiße.
Es wird eine starke Zunahme des Verlustfaktors tan in diesem Abschnitt ermittelt. Die Ab-
schnittsdauer beträgt etwa 7 h. Unter Ausbildung von neuen Bindungen/ Verknüpfungen bil-
det sich nun ein viskoelastisches Proteinnetzwerkgel aus. Zum Ende des 3. Abschnittes bei
pH-Werten im Bereich von etwa 5,2 nimmt der Verlustfaktor tan ein konstantes Level an.
Der Speichermodul G’ nimmt bei diesem Wert zunächst ein lokales Minimum an, was ein
Hinweis auf den Gelbildungsbereich der Fleischproteine sein könnte.
4. Abschnitt:
Im vierten Abschnitt (Dauer etwa 10 h) ist die Ausbildung des viskoelastischen Proteinnetz-
werkgels offenbar weitestgehend abgeschlossen. Indikator hierfür ist der Verlustfaktor tan ,
der sich sich in diesem Abschnitt trotz fortlaufender Säuerung nicht mehr ändert. Der Spei-
chermodul nimmt weiter zu und weist zum Ende der Messung eine Zunahme von
100 … 150 % auf. Es entsteht ein schnittfestes Partikelgel.
Durch die rheologischen Messungen gelingt erstmals zeit- und pH-abhängig die Einteilung
des Gesamtprozesses in die genannten Abschnitte durch online Messung. Am Beispiel der
Zunahme des Speichermoduls G’ kann der Gesamteffekt der Strukturausbildung erkannt und
Fermentationsverlauf Rindfleisch
36
bewertet werden. Die in der Literatur beschriebenen Mechanismen werden wiedergefunden
und können technologieabhängig quantifiziert werden.
5.2.3 Strukturierungsprozesse während der Fermentation ohne Salzzugabe
Für den Ansatz ohne Salzzugabe sind die Ergebnisse in der Abb. 14 am Beispiel tan und
pH und in der Abb. 15 am Beispiel G’ und tan dargestellt.
Abb. 14: Verlustfaktor tan und pH-Wert während der Fermentation ohne Salzzugabe
Abb. 15: Verlustfaktor tan und Speichermodul G’ während der Fermentation ohne Salzzugabe
1. Abschnitt:
Durch die fehlende Salzzugabe bleibt eine Adaptionsphase der Starterkulturen im 1. Ab-
schnitt aus. Mit Beginn der Messung ist eine kontinuierliche Säurebildung zu beobachten.
Der Speichermodul G’ nimmt in diesem Abschnitt nur sehr schwach zu (Zunahme um 30 %
vom Ausgangswert, im Vergleich zum Standardansatz: 70 %). Das ist auf die fehlenden Vor-
strukturierungen der myofibrillären Proteine durch den Einsalzeffekt zurückzuführen. Es
kommt hier nicht zu Löse- und Quellvorgängen der Fleischproteine.
0,1146
0,1246
0,1346
0,1446
0,1546
0,1646
0,1746
0,1846
0 200 400 600 800 1000 1200 1400
Z eit [m in ]
Verlustfaktor tan delta
4 ,9 5
5
5 ,0 5
5 ,1
5 ,1 5
5 ,2
5 ,2 5
5 ,3
5 ,3 5
5 ,4
5 ,4 5
5 ,5
pH
ta n (d e lta )
p H
p H :
5 ,4 2
p H :
5 ,4 0
p H :
5 ,3 8
p H : 5 ,1 8
123 ; 4 fe h lt
p H : 5 ,3 5 p H : 5 ,2 7
10400
12400
14400
16400
18400
20400
22400
24400
26400
0 200 400 600 800 1000 1200 1400
Z e it [m in ]
Speichermodul G' [Pa]
0,1146
0,1246
0,1346
0,1446
0,1546
0,1646
0,1746
0,1846
Verlustfaktor tan delta
G '
tan d e lta
p H : 5 ,3 5
p H : 5 ,1 8
1 2 3 ; 4 fe hlt
p H :
5 ,4 2
p H :
5 ,4 0 p H : 5 ,0 5
p H : 5 ,2 7
Fermentationsverlauf Rindfleisch
37
2. Abschnitt:
Nach etwa 6,5 h erreicht der Verlustfaktor ein Minimum.
3. Abschnitt:
Trotz starker kontinuierlicher Säuerung bleibt im weiteren Verlauf der Fermentation die Aus-
bildung eines schnittfesten viskoelastischen Proteinnetzwerkgels aus. Dies ist gekennzeich-
net durch den sehr schwachen Anstieg des Verlustfaktors tan im 3. Abschnitt. Der Verlust-
faktor steigt hier nur um etwa 6 % an. Im Vergleich dazu sind es beim Standardansatz etwa
25 %. Die Auffaltung, Lösung und Quellung und damit die Änderung der Originalstruktur der
Proteine durch den Einsalzeffekt ist eine grundlegende Voraussetzung für die säureinduzier-
te Ausbildung einer viskoelastischen Proteingelstruktur. Der 4. Abschnitt bleibt bei diesem
Ansatz aufgrund fehlender Gelbildung aus.
5.2.4. Strukturierungsprozesse während der Fermentation ohne Starterkulturen
Die Abb. 16 und Abb. 17 zeigen die Ergebnisse der Timesweep-Untersuchungen des Ansat-
zes ohne Starterkulturen.
Abb. 16: Verlustfaktor tan und pH-Wert während der Fermentation ohne Starterkulturzugabe
Abb. 17: Verlustfaktor tan und Speichermodul G’ während der Fermentation ohne Starterkulturzugabe
0,1146
0,1246
0,1346
0,1446
0,1546
0,1646
0,1746
0,1846
0 200 400 600 800 1000 1200 1400
Zeit [m in]
Verlustfaktor tan delta
4,95
5,05
5,15
5,25
5,35
5,45
pH
tan(delta)
pH
Keine bzw . nur leicht einsetzende Säuerung
pH: 5,29
pH: 5,29
pH: 5,23
pH: 5,3
1 2 3, 4 fehlt ganz
10400
12400
14400
16400
18400
20400
22400
24400
26400
0 200 400 600 800 1000 1200 1400
Zeit [m in ]
Speichermodul G' [Pa]
0,1146
0,1246
0,1346
0,1446
0,1546
0,1646
0,1746
0,1846
Verlustfaktor tan delta
G '
tan delta
pH : 5,29
leichte bzw. kaum einsetzende
Säuerung
pH : 5,3
pH :
5,23
1 2 3, 4 fehlt ganz
pH :
5,29
Fermentationsverlauf Rindfleisch
38
Hier kommt es innerhalb der ersten 6 h zu den bereits beim Standardansatz erläuterten Vor-
strukturierungen der myofibrillären Proteine durch den Einsalzeffekt die, analog zum Stan-
dardansatz, durch eine starke Zunahme des Speichermoduls G’ gekennzeichnet sind. Im
weiteren Verlauf der Fermentation nimmt der pH-Wert nicht wesentlich ab. Dadurch, dass
praktisch keine Säuerung stattfindet, können die durch den Einsalzeffekt aufgefalteten myo-
fibrillären Proteine keine neuen Bindungen ausbilden, da die dafür notwendige säurebeding-
te Proteindenaturation ausbleibt. Es kommt hier nicht zur Ausbildung eines schnittfesten vis-
koelastischen Proteinnetzwerkgels. Es wird nur Abschnitt 1 analog zum Standardansatz wie-
dergefunden. Der Ansatz ist als Orientierungsmessung anzusehen, da bei dem anderen An-
satz ohne Starterkulturen eine Säuerung durch bereits im Rohstoff vorhandene Mikroorga-
nismen eintrat und es somit zu einer Partikelgelbildung kam.
5.2.5. Vergleichende Betrachtung der ablaufenden Strukturierungsprozesse
Eine vergleichende Darstellung der Versuchsansätze findet in Abb. 18 und Abb. 19 am Bei-
spiel der relativen Änderungen des Speichermoduls G’ und des Verlustfaktors tan für den
1. bzw. für den 3. Abschnitt der Fermentation für die drei Versuchsansätze statt.
Abb. 18: Relative Zunahmen des Speichermoduls G’ und relative Abnahme des Verlustfaktors tan im 1.
Abschnitt der Fermentation für die drei verschiedenen Ansätze
Abb. 19: Relative Zunahmen des Verlustfaktors tan im 3. Abschnitt der Fermentation für die drei ver-
schiedenen Ansätze
0
5
10
15
20
25
30
35
Zunahme des Verlutfaktors tan (delta) [%]
%
Probe ohne Salz Probe ohne Kultur Standardprobe
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
Zunahme Speichermodul G' /Abnahme tan delta [%]
% G'
% tan (delta)
Probe ohne Salz Probe ohne Kultur Standardprobe
Fermentationsverlauf Rindfleisch
39
Im 1. Abschnitt (Abb. 18) kommt es durch die Salzzugabe zu einer ersten Vorstrukturierung
der myofibrillären Proteine. Sie bilden hier offenbar schon ein dreidimensionales Netzwerk
aus. Diese Vorstrukturierung und damit die Zunahme der Festkörpereigenschaften durch die
Immobilisierung des Wassers ist durch den starken Anstieg des Speichermoduls G’ (Zunah-
me der Festkörpereigenschaften) im 1. Abschnitt bei den Proben mit Salzzusatz (Probe ohne
Kultur und Standardansatz) gekennzeichnet. Die Zunahme des Speichermoduls liegt bei
mindestens 60 % vom Ausgangswert. Bei der Probe ohne Salzzusatz liegt die Zunahme des
Speichermoduls bei nicht einmal 30 %. Hier kommt es nicht zu entsprechenden Vorstruktu-
rierungen (Abb. 18). Die leichte Zunahme des Speichermoduls im 1. Abschnitt beim Ansatz
ohne Salzzugabe könnte auf den bereits stattfindenden pH-Wert-Abfall in diesem Abschnitt
zurückgeführt werden.
Der 3. Abschnitt (Abb. 19) der Fermentation ist gekennzeichnet durch die Ausbildung eines
viskoelastischen Proteinnetzwerkes als Partikelgel des Standardansatzes durch Säuredena-
turation der myofibrillären Proteine. Das ist gekennzeichnet durch einen Anstieg des Verlust-
faktors tan um etwa 25 % in diesem Abschnitt. Bei den Proben ohne Salzzusatz beträgt die
prozentuale Zunahme des Verlustfaktors tan nur etwa 7 %. Es kommt trotz starker Säu-
erung nicht zur Ausbildung eines Partikelgelnetzwerkes. Bleibt die Säuredenaturation wie bei
der Probe ohne Starterkulturzusatz weitestgehend aus, so kommt es auch nicht zur Ausbil-
dung eines viskoelastischen Partikelgelnetzwerkes, da sich durch die fehlende Säuredenatu-
ration keine neuen Verknüpfungen in diesem Netzwerk ausbilden können. Das ist gekenn-
zeichnet durch die geringe Zunahme des Verlustfaktors tan um nur 10 % (n = 1) im 3. Ab-
schnitt. Kommt es durch schon im Rohstoff vorhandene Milchsäurebakterien zu einer zeit-
versetzten Brätsäuerung, dann bildet sich auch ein Proteinnetzwerkgel aus und es werden
dem Standardansatz ähnliche Strukturbildungsmechanismen nachgewiesen.
Im 4. Abschnitt nimmt der Speichermodul bei den Standardansätzen aufgrund fortlaufender
Säuerung weiter zu. Dies bleibt bei den Ansätzen ohne Salz und bei den Ansätzen ohne
Starterkulturzugabe bei ausgebliebener kontinuierlicher Säuerungsphase aus.
5.3. Einfluss Probenpräparation und Starterkulturvariation
In dieser 2., ergänzenden Versuchsserie soll der Einfluss des zusätzlichen Präparations-
schrittes (passieren durch Sieb) auf die prinzipiellen Strukturierungsmechanismen von Stan-
dardansätzen untersucht werden. Bei beiden innerhalb dieser Versuchsserie hergestellten
Modellbräten wurde die Starterkulturmischung RW hinzugesetzt und die Fermentationspro-
zesse von Rindfleisch mit den Standardansätzen der 1. Versuchsserie (Starterkultur Lc1)
verglichen.
Fermentationsverlauf Rindfleisch
40
5.3.1. Vergleich des Präparationsverfahrens mit und ohne Passiersieb
5.3.1.1. Charakterisierung pH-Wert-Verlauf in Abhängigkeit von der Präparation
Die folgende Abb. 20 zeigt den pH-Verlauf der Ansätze R_S. (mit Passierschritt) und R_o. S.
(ohne Passierschritt) während der Fermentation mit der Starterkultur RW.
Abb. 20: Vergleich der pH-Verläufe der Proben R_S. und R_o. S. während der Fermentation
Die Startlevel von 5,48 (R_S.) und 5,44 (R_o. S.) sind leicht unterschiedlich und auf natürli-
che Rohstoffschwankungen zurückzuführen. Die Dauer der Fermentation bis zu einem pH-
Wert von 5,0 sowie die Dauer der Adaptionsphasen unterscheiden sich nur geringfügig. In
der kontinuierlichen Säuerungsphase besitzen beide Ansätze in etwa gleiche Säuerungsge-
schwindigkeiten. Der prinzipielle Verlauf des pH-Wertes während der Fermentation der Pro-
ben ist nahezu identisch. Der Passierschritt hat keinen eindeutigen Einfluss auf den Verlauf
des pH-Wertes während der Fermentation. Die natürliche Variabilität der Rohstoffe ist hier
der größte Einflussfaktor.
5.3.1.2. Einfluss der Präparation auf tan während der Fermentation
Die Abb. 21 zeigt den Verlauf der Verlustfaktoren tan für die beiden Ansätze.
Abb. 21: Verlustfaktor tan der Proben R_S. und R_o. S. während der Fermentation im Timesweep
4,9
5
5,1
5,2
5,3
5,4
5,5
5,6
0 100 200 300 400 500 600 700 800 900
Zeit [min]
pH
R_S.
R_o. S.
0,1
0,11
0,12
0,13
0,14
0,15
0,16
0,17
0,18
0,19
0,2
0 100 200 300 400 500 600 700 800 900
Zeit [min]
Verlustfaktor tan(delta)
R_S.
R_o.S.
Fermentationsverlauf Rindfleisch
41
Bei beiden Ansätzen liegt dominantes Festkörperverhalten während der gesamten Fermen-
tation vor (tan < 1). Man kann erkennen, dass die Verlustfaktor-Kurven in ihrem prinzipiel-
len Verlauf nahezu identisch sind, auch wenn sie sich in ihren Leveln unterscheiden. Die
Probe R_o.S. besitzt ein besitzt ein höheres Level tan im gesamten Fermentationsverlauf
als die Probe R_S., d. h. leicht höhere viskose Eigenschaften. Die Ursachen für diese Unter-
schiede liegen möglicherweise in den natürlichen Rohstoffschwankungen und nicht im zu-
sätzlichen Präparationsschritt.
5.3.1.3. Einfluss der Präparation auf G’ während der Fermentation
Die Abb. 22 zeigt den Verlauf der Speichermodule der Proben R_S. und R_o. S. Der prinzi-
pielle Verlauf des Speichermoduls G’ ist bei beiden Proben ähnlich. Die Probe R_o. S. hat zu
Beginn und zum Ende der Fermentation höhere Level G’ als R_S., obwohl diese Probe auch
den etwas höheren Level tan aufweist, d.h. relativ höhere viskose Eigenschaften unter
Dominanz der Festkörpereigenschaften besitzt. Die geringen Unterschiede sind auf natürli-
che Rohstoffschwankungen zurückzuführen und nicht auf den zusätzlichen Präparations-
schritt.
Abb. 22: Speichermodul G’ der Proben R_S. und R_o. S. während der Fermentation im Timesweep
5.3.1.4. Einteilung des Fermentationsverlaufes anhand des Verlustfaktors tan
Bei beiden Proben kann der Fermentationsverlauf anhand des Verlustfaktors tan als schar-
fes Trennkriterium analog zur 1. Versuchsserie in 4 Abschnitte eingeteilt werden.
Diese sind in den Abb. 99 bis Abb. 102 im Anhang für die Probe R_S. und für die Probe
R_o.S. dargestellt. Die Einteilung des Fermentationsverlaufes der Ansätze R_S. und R_o.S.
anhand des Verlustfaktors tan ist ähnlich. Nach etwa 380 min ist bei beiden Ansätzen der
1. Abschnitt (Quellung und Lösung der Proteine) beendet. Bei einem pH-Wert von 5,43 (nach
etwa 530 min) setzt bei beiden Proben die Säuredenaturation der myofibrillären Proteine ein
und es beginnt der Strukturierungsabschnitt 3. Dieser 3. Abschnitt ist auch hier gekenn-
zeichnet durch eine Zunahme des Verlustfaktors tan . Es bildet sich ein schnittfestes Parti-
9000
13000
17000
21000
25000
0 100 200 300 400 500 600 700 800 900
Zeit [min]
Speichermodul G' [Pa]
R_S.
R_o. S.
Fermentationsverlauf Rindfleisch
42
kelgel aus. Abschnitt 4 schließt sich an (Dauer: 32 bis74 min). Der Verlustfaktor tan nimmt
bei beiden Ansätzen einen konstanten Level an und ändert sich nicht mehr nennenswert.
Unter fortlaufender Säuerung nimmt der Speichermodul bei beiden Proben jedoch weiter zu.
5.3.2. Einfluss der Starterkultur auf die Fermentation von Rindfleisch
5.3.2.1. Charakterisierung des pH-Wert-Verlaufes in Abhängigkeit von der Starter-
kultur
In der folgenden Abb. 23 ist der Einfluss der Starterkultur auf den pH-Wert-Verlauf während
der Fermentation von Rindfleisch dargestellt.
Adaptionszeit:
Man kann erkennen, dass die Starterkulturen Lc1 (ca. 280-375 min) gegenüber den Starter-
kulturen RW (ca. 470-520 min) kürzere Adaptionszeiten besitzen.
Kontinuierliche Säuerungsphase:
In der kontinuierlichen Säuerungsphase sind die Starterkulturen Lc1 jedoch viel langsamere
Säurebildner als die Starterkulturen RW. Die Starterkulturen RW besitzen in der kontinuierli-
chen Säuerungsphase etwa 3 bis 4-fache Säuerungsgeschwindigkeiten.
Fermentationszeit:
Aufgrund der unterschiedlichen Säuerungsgeschwindigkeiten in der kontinuierlichen Säue-
rungsphase ist die gesamte Fermentationsdauer bis zu einem pH-Wert von 5,0 (RW) bzw.
5,05 bis 5,0 (Lc1) auch deutlich unterschiedlich. Die Fermentation dauert bei den Starterkul-
turen Lc1 fast 10 h länger als bei den Starterkulturen RW.
Die Startlevel der pH-Werte unterscheiden sich nicht sehr deutlich und sind auf natürliche
Rohstoffschwankungen zurückzuführen.
Abb. 23: pH-Wert-Verlauf während der Fermentation der Rindfleischproben mit Lc1 und mit RW
5.3.2.2. Verlustfaktor im Timesweep in Abhängigkeit von der Starterkultur
Die Abb. 24 zeigt den Verlauf der Verlustfaktoren tan während der Fermentation der Pro-
ben Lc1 und RW. Die Proben RW haben leicht höhere Level tan zum Fermentationsende
4,9
5
5,1
5,2
5,3
5,4
5,5
5,6
0 200 400 600 800 1000 1200 1400 1600
Zeit [min]
pH
Lc1_a
Lc1_b
Lc1_c
Lc1_d
Lc1_e
RW_a
RW_b
Fermentationsverlauf Rindfleisch
43
als die Proben Lc1. Die Unterschiede in den Leveln der Verlustfaktoren sind im Wesentlichen
durch natürliche Rohstoffschwankungen bedingt.
Abb. 24: Verlustfaktor tan während der Fermentation der Rindfleischproben mit LC1 und RW
5.3.2.3. Speichermodul im Timesweep in Abhängigkeit von der Starterkultur
In der folgenden Abb. 25 ist der Verlauf des Speichermoduls G’ während der Fermentation
der Rindfleischbräte in Abhängigkeit von der Starterkultur dargestellt.
Abb. 25: Speichermodul G’ während der Fermentation der Rindfleischproben mit Lc1 und mit RW
Die prinzipielle Kurvenform bzw. der prinzipielle Kurvenverlauf ist bei RW, abgesehen von
der kürzeren Fermentationszeit, ähnlich. Anhand von Abb. 25 kann man erkennen, dass die
Level der Speichermodule G’ von RW zum Fermentationsende wesentlich niedriger sind als
die Level der Speichermodule G’ von Lc1. Ursache hierfür ist die kürzere Fermentationszeit
von RW (etwa 10 h kürzer), welche vor allem durch die viel schnellere Säuerungsgeschwin-
digkeit (3 bis 4-fache Geschwindigkeit des pH-Abfalls) von RW (RW = -0,0013 pH/min;
Lc1 = -0,00035 pH/min) in der kontinuierlichen Säuerungsphase verursacht wird. Eine
schnelle Absenkung des pH-Wertes führt also zu niedrigeren Leveln G’, d.h. zu geringer
ausgebildeten Festkörpereigenschaften. Eine langsame pH-Absenkung bewirkt, dass sich
0,1
0,11
0,12
0,13
0,14
0,15
0,16
0,17
0,18
0,19
0,2
0 200 400 600 800 1000 1200 1400 1600
Zeit [min]
Verlustfaktor tan(delta)
Lc1_a
Lc1_b
Lc1_c
Lc1_d
Lc1_e
RW_a
RW_b
5,00E+03
1,00E+04
1,50E+04
2,00E+04
2,50E+04
3,00E+04
0 200 400 600 800 1000 1200 1400 1600
Zeit [min]
Speichermodul G' [Pa]
Lc1_a
Lc1_b
Lc1_c
Lc1_d
Lc1_e
RW_a
RW_b
Fermentationsverlauf Rindfleisch
44
viel geordnetere Strukturen ausbilden können. Der Ladungszustand an den Proteinmolekü-
len wird nur langsam geändert. Durch den langsameren pH-Abfall geht somit auch die Säu-
redenaturation langsamer voran, was zur Folge hat, dass sich die Proteinmoleküle viel
geordneter umstrukturieren können und somit auch mehr Zeit haben, den energieärmsten
Zustand anzustreben. Das resultiert dann insgesamt, aufgrund eines geordneteren Partikel-
gelnetzwerkes, in höheren Leveln der Speichermodule G’ zum Fermentationsende. Ein ana-
loges Ergebnis findet Senge bei der Milchsäuregelbildung der Milchfermentation. Schnell
verlaufende Fermentationen besitzen im Vergleich zur geringeren Strukturbildungsge-
schwindigkeit Strukturartefakte.
5.4. Zusammenfassende Wertung der Fementation von Rindfleisch
Mit Hilfe von Oszillationsmessungen konnte anhand des Verlaufs von Speichermodul G’ und
Verlustfaktor tan der Aufbau eines Partikelgels erstmals zeit- und pH-abhängig erfasst und
diskutiert werden.
Die durchgeführten Untersuchungen ermöglichen die Bewertung von Prozessen in der Mi-
krostrukturebene in Abhängigkeit von technologischen Parametern und Zusätzen und liefern
somit objektive Aussagen über die Mechanismen der Gelausbildung in fermentierten
Fleischprodukten. Des Weiteren konnte der Einfluss der Säuerungsgeschwindigkeit in der
kontinuierlichen Säuerungsphase der Fermentation auf die Strukturbildungsprozesse bewer-
tet werden. Es zeigt sich auch, dass der zusätzlich eingeführte Präparationsschritt keinen
wesentlichen Einfluss auf die prinzipiellen Strukturierungsprozesse hat. Vier Abschnitte kön-
nen im technologisch relevanten Versuchsansatz ermittelt und quantifiziert werden:
1. Quellen und Lösen der Muskelproteine unter Einsalzbedingungen,
2. Ende der Adaptionsphase der Starterkultur (Übergangsbereich),
3. Primärer Gelierprozess, Ausbildung des Partikel-Gel-Systems,
4. Sekundärer Gelierprozess mit konstantem Verhältnis zwischen Elastizität und Viskosität
des Partikel-Gel-Systems, Zunahme der Festigkeit.
Fermentationsverlauf von Schweinefleisch
45
6. Fermentationsverlauf von Schweinefleisch
Ausgehend von den Untersuchungen zu ablaufenden Strukturierungsmechanismen bei der
Fermentation von Rindfleisch wurde der prinzipielle Strukturbildungsprozess bei der Fermen-
tation von Schweinefleisch charakterisiert und der Einfluss folgender technologischer Varian-
ten auf die Strukturbildung bei der Fermentation in der Mikrostrukturebene schwerpunktmä-
ßig untersucht:
1. Versuchsserie: Einfluss des Fremdwassergehaltes auf ablaufende Strukturbildungs-
prozesse während der Fermentation.
2. Versuchsserie: Einfluss des Fettgehaltes auf ablaufende Strukturbildungsprozesse
während der Fermentation. [156]
3. Versuchsserie: Einfluss von Ca-Lactat auf ablaufende Strukturbildungsprozesse wäh-
rend der Fermentation. [156]
6.1. Chemisch-physikalische Kennwerte Schweinefleisch
Die chemisch-physikalischen Kennwerte befinden sich im Anhang.
Trockensubstanz
Die TS-Gehalte der verwendeten S1-Rohstoffe liegen in Bereichen von 24 bis 25 % und un-
terscheiden sich nur geringfügig voneinander (Tab. 24, Anhang).
Die TS-Gehalte der Grundbräte aus Variation Fremdwassergehalt, Fettgehalt und Ca-Lactat
sind in Tab. 25 im Anhang dargestellt. Ein höherer Fremdwasserzusatz führt zur Senkung
des TS, mit zunehmendem Fettgehalt in den Modellbräten steigt dieser. Die TS der Stan-
dardansätze (6 %_a, 6 %_b, S1_a, S1_b, 0 %_a, 0 %_b) sind nur leicht unterschiedlich und
auf natürliche Rohstoffschwankungen zurückzuführen.
Rohproteingehalt
Die Rohproteingehalte der S1-Rohstoffe (Variation Fettgehalt und Ca-Lactat) sowie des S8-
Rohstoffes sind in Tab. 26 des Anhangs dargestellt. Die Rohproteingehalte der S1-Rohstoffe
betragen etwa 22 % und sind relativ ähnlich. Unterschiede sind auf natürliche Rohstoff-
schwankungen zurückzuführen.
Aschegehalt
Die Aschegehalte der S1-Rohstoffe (Variation Fettgehalt und Ca-Lactat) sind in der Tab. 27
des Anhangs dargestellt. Die Aschegehalte der S1-Rohstoffe liegen bei etwa 1 %. Unter-
schiede können auf natürliche Rohstoffschwankungen zurückgeführt werden.
GEHA-Standardisierung
Die Tab. 28 im Anhang enthält die nach dem GEHA-Standardisierungssystem rechnerisch
ermittelten durchschnittlichen chemisch-analytischen Kennwerte der Modellbräte in Abhän-
gigkeit vom S8-Gehalt.
Fermentationsverlauf von Schweinefleisch
46
6.2. Einfluss des Fremdwassergehaltes auf den Fermentationsverlauf
In dieser 1. Versuchsserie wurden die Strukturierungsvorgänge bei der Fermentation von
Schweinefleisch in Abhängigkeit von der Menge an zugesetztem Fremdwasser pH-abhängig
untersucht. Dazu wurde ein üblicher Standardansatz der Schweinefleischmodellbrätproben
mit 6 % Fremdwasserzusatz verglichen mit einem Fermentationsansatz mit 20 % Fremd-
wasser. Der Ansatz mit 20 % Fremdwassergehalt ist angelehnt an den Standardansatz der
Rindfleischbräte. Eine Reduzierung des Wassergehaltes im Brät führt zu einer Probenopti-
mierung. Der Modellcharakter der Bräte soll minimiert werden.
6.2.1. Charakterisierung des pH-Verlaufes in Abhängigkeit vom Fremdwassergehalt
Die Abb. 26 zeigt den pH-Verlauf während der Fermentation der Ansätze mit 6 % bzw. 20 %
Fremdwasserzusatz.
Abb. 26: pH-Verlauf während der Fermentation in Abhängigkeit vom Fremdwassergehalt
Die Startlevel der pH-Werte zum Zeitpunkt t = 0 min werden nicht deutlich vom Anteil an zu-
gesetztem Fremdwasser beeinflusst (Abb. 26). Die Fermentationszeiten (Abb. 27) und die
Säuerungsgeschwindigkeiten (Abb. 26) in der kontinuierlichen Säuerungsphase werden
ebenfalls nicht deutlich vom Fremdwassergehalt beeinflusst.
Abb. 27: Fermentationsdauer bis pH 5,1 in Abhängigkeit vom Fremdwassergehalt
5
5,1
5,2
5,3
5,4
5,5
5,6
5,7
0 100 200 300 400 500 600 700 800 900 1000 1100 1200
Zeit [min]
pH
6%_a
6%_b
20%_a
20%_b
520
560
600
640
680
720
760
800
840
880
920
960
1000
1040
6%_a 6%_b MW 6% 20%_a 20%_b MW 20%
Zeit [min]
6 % Wasser 20 % Wasser
Fermentationsverlauf von Schweinefleisch
47
Die folgende Abb. 28 zeigt die Dauer der Adaptionsphasen in Abhängigkeit des Fremdwas-
sergehaltes. Auch bezüglich der Dauer der Adaptionsphasen sind keine Unterschiede zwi-
schen den Ansätzen mit 6 % und 20 % Fremdwassergehalt auszumachen.
Abb. 28: Dauer der Adaptionsphasen in Abhängigkeit vom Fremdwassergehalt
6.2.2. Speichermodul im Timesweep in Abhängigkeit vom Fremdwassergehalt
Die folgende Abb. 29 zeigt den Verlauf der jeweiligen Speichermodule im Timesweep der
Fermentation für die Ansätze mit 6 % bzw. 20 % Fremdwasserzusatz.
Abb. 29: G’ (t) während der Fermentation bis pH 5,1 in Abhängigkeit vom Fremdwassergehalt
Bei beiden Versuchsvariationen nimmt der Speichermodul über den gesamten Fermenta-
tionsprozess zu. Es liegt ein deutlicher Einfluss des Fremdwassergehaltes auf die Level der
Speichermodule vor. Sowohl Start- als auch Endlevel des Speichermoduls G’ liegen bei 20
% Fremdwasserzusatz deutlich niedriger als bei 6 % Fremdwasserzusatz (Tab. 10).
210
250
290
330
370
410
450
490
530
570
610
6%_a 6%_b MW 6% 20%_a 20%_b MW 20%
Zeit [min]
20 % Wasser6 % Wasser
0,00E+00
1,00E+04
2,00E+04
3,00E+04
4,00E+04
5,00E+04
6,00E+04
0 100 200 300 400 500 600 700 800 900 1000 1100 1200
Zeit [min]
Speichermodul G' [Pa]
6%_a
6%_b
20%_a
20%_b
Fermentationsverlauf von Schweinefleisch
48
Tab. 10: Speichermodul G’ zu Fermentationsbeginn (Start) und zu Fermentationsende (pH 5,1) in Abhän-
gigkeit vom Fremdwassergehalt
Zu Beginn der Fermentation liegen etwa doppelt so hohe Level der Speichermodule G’ bei
den Ansätzen mit 6 % Wasserzusatz gegenüber den Ansätzen mit 20 % Wasserzusatz vor
(Tab. 10). Auch am Ende der Fermentation bei pH 5,1 sind die Level der Speichermodule G’
bei 6 % Fremdwassergehalt mehr als doppelt so hoch wie bei den Ansätzen mit 20 %
Fremdwassergehalt. Die Zunahme der Speichermodule liegt bei den Ansätzen mit 6 % Was-
serzusatz bei dem etwa 4-fachen, bei den Ansätzen mit 20 % Wasserzusatz liegt die Zu-
nahme der Speichermodule nur etwa beim 3-fachen vom Startlevel (Tab. 10).
6.2.3. Verlustfaktor im Timesweep in Abhängigkeit vom Fremdwassergehalt
In Abb. 30 sind die Verlustfaktoren tan im Timesweep in Abhängigkeit vom Fremdwasser-
gehalt dargestellt.
Abb. 30: tan (t) während der Fermentation bis pH 5,1 in Abhängigkeit vom Fremdwassergehalt
Es sind kaum Unterschiede in den jeweiligen Leveln des Verlustfaktors während der Fer-
mentation (Abb. 30) auszumachen. Die Level tan sind während der Fermentation vor allem
in den ersten 500 min nahezu gleich, d.h. die Relativität von viskosen zu elastischen Eigen-
schaften bleibt sowohl bei 6 % als auch bei 20 % Fremdwasserzusatz erhalten. Es liegt für
alle Ansätze dominantes Festkörperverhalten im linear viskoelastischen Bereich vor, da tan
< 1 während der gesamten Fermentation ist (Abb. 30).
6.2.4. Einteilung des Fermentationsverlaufes von Schweinefleisch anhand tan
Auch bei der Fermentation von Schweinefleisch kann der Fermentationsverlauf anhand des
Verlustfaktors tan als scharfer Indikator zwischen den ablaufenden Strukturierungsab-
schnitten eingeteilt werden. Dies wird anhand der Probe 6 %_a exemplarisch in der Abb. 31
0,115
0,135
0,155
0,175
0,195
0 100 200 300 400 500 600 700 800 900 1000 1100 1200
Zeit [min]
Verlustfaktor tan (delta)
6%_a
6%_b
20%_a
20%_b
Start Start Ende (pH 5,1) Ende (pH 5,1)
Probe G' [Pa] MAW G' [Pa] MAW
MW 6 % 12529 163 47239 1137
MW 20 % 6734 333 21880 481
Fermentationsverlauf von Schweinefleisch
49
am Beispiel des tan und des pH-Wertes und in der Abb. 32 am Beispiel G’ und tan dar-
gestellt.
Abb. 31: tan und pH-Wert während der Fermentation von Schweinefleisch am Beispiel der Probe 6 %_a
Abb. 32: tan und G’ während der Fermentation von Schweinefleisch am Beispiel der Probe 6 %_a
Es bilden sich analog zu den Standardansätzen der Fermentation von Rindfleisch (Kap. 5)
folgende vier Abschnitte aus:
Im 1. Abschnitt bleibt der pH-Wert zunächst konstant (Adaptionsphase). Die Abnahme des
Verlustfaktors tan und die Zunahme des Speichermoduls G’ in diesem Abschnitt kenn-
zeichnen stattfindende Quell- und Lösungsvorgänge von hauptsächlich myofibrillärem Pro-
tein und damit die Zunahme der Festkörpereigenschaften. Im 2. Abschnitt sind Quell- und
Lösungsvorgänge weitestgehend abgeschlossen und der Verlustfaktor tan nimmt ein Mini-
mum an. Zum Ende des 2. Abschnittes setzt die Säuerung ein. Im 3. Abschnitt (Ausbildung
eines Partikelgels) nimmt der Verlustfaktor tan – bei gleichzeitiger Zunahme des Spei-
chermoduls G’ – zu (ab pH ~ 5,5). Dies kennzeichnet eine erneute Umstrukturierung der
Matrix durch säureinduzierte Proteindenaturierung. Es bildet sich ein schnittfestes Partikel-
6%_a
0,1
0,12
0,14
0,16
0,18
0,2
0 100 200 300 400 500 600 700 800 900 1000
Zeit [min]
Verlustfaktor tan delta
5
5,1
5,2
5,3
5,4
5,5
5,6
5,7
pH
tan (delta)
pH
1 2 3 4
6%_a
0,1
0,12
0,14
0,16
0,18
0,2
0 100 200 300 400 500 600 700 800 900 1000
Zeit [min]
Verlustfaktor tan delta
1,00E+04
2,00E+04
3,00E+04
4,00E+04
5,00E+04
6,00E+04
Speichermodul G' [Pa]
tan (delta)
G'
1 2 3 4
Fermentationsverlauf von Schweinefleisch
50
gelnetzwerk aus. Der pH-Wert fällt aufgrund mikrobiologisch gebildeter Milchsäure konti-
nuierlich auf Werte um 5,2 zum Ende des 3. Abschnittes ab. Im 4. Abschnitt erreicht der
Verlustfaktor ein annähernd konstantes Level. Dies könnte ein Indiz für die abgeschlossene
Gelbildung sein. Unter fortlaufender Säuerung nimmt der Speichermodul G’ weiter zu.
Dieser prinzipielle Verlauf des Verlustfaktors tan tritt sowohl bei 6 % als auch bei 20 %
Fremdwassergehalt in Abhängigkeit vom pH-Wert-Verlauf auf. Der Verlauf des Verlustfaktors
tan im Timesweep erlaubt allerdings keine deutlichen Aussagen zu quantitativen Verände-
rungen während des Strukturbildungsprozesses, da sich die Level der Verlustfaktoren tan
bei 6 % und bei 20 % Fremdwasserzusatz kaum unterscheiden (Abb. 30). Die Relativität
zwischen viskosen und elastischen Eigenschaften bleibt hier also unabhängig vom Fremd-
wassergehalt erhalten. Das Wasser wird durch den Einsalzeffekt komplett in den kapillaren
Hohlräumen der Proteinstrukturen immobilisiert bzw. wird als Hydrathülle gebunden. Der
Verlustfaktor ist eher dazu geeignet, qualitative Strukturänderungen bzw. Umstrukturie-
rungsprozesse der Matrix anzuzeigen und ist nicht immer zur Anzeige quantitativer Verände-
rungen geeignet. Die quantitativen Unterschiede ergeben sich insbesondere bei Betrachtung
der Speichermodule G’ während der Fermentation.
Durch die Dominanz der Festkörpereigenschaften muss als entscheidender Parameter zur
Diskussion ablaufender Strukturbildungsprozesse der Verlauf des Speichermoduls G’ mit
herangezogen werden.
6.2.5. Einteilung des Fermentationsverlaufes von Schweinefleisch anhand Speicher-
modul G’
Der Strukturierungsverlauf bei der Fermentation von Schweinefleisch kann anhand des Ver-
laufes der Speichermodule in vier Bereiche (A, B, C und D) eingeteilt werden. Die folgenden
Abb. 33 und Abb. 34 zeigen die prinzipielle Einteilung des Fermentationsverlaufes anhand
des Speichermoduls G’ durch lineare Approximation der einzelnen Bereiche. Da die pH-
abhängigen Verläufe der G’-Kurven im Verhältnis zum pH-Wert-Verlauf prinzipiell ähnlich
sind, wird hier die Einteilung exemplarisch anhand einer Probe dargestellt und diskutiert. Aus
den Steigungen der approximierten Geraden der Bereiche A, B, C und D kann nun die Struk-
turbildungsgeschwindigkeit vStr als 1. Ableitung des jeweiligen linearisierten Teilstückes der
G’(t)-Kurve als weiterer Parameter zur Beurteilung der ablaufenden Strukturierungsprozesse
während der Fermentation von Schweinefleisch herangezogen werden.
Folgende Gleichung gilt für die jeweiligen Bereiche A, B, C und D:
Δt
(t)ΔG'
dt
(t)dG'
vStr
in Pa/min (Gl. 14)
Fermentationsverlauf von Schweinefleisch
51
Abb. 33: Verlauf des Speichermoduls G’ und des pH-Wertes im Timesweep während der Fermentation der
Probe 6 %_a und prinzipielle Einteilung des Fermentationsverlaufes in die Bereiche A, B, C und D
Abb. 34: Verlauf von Speichermodul G’ und Verlustfaktor tan im Timesweep während der Fermentation
des Ansatzes 6 %_a und Einteilung in die Bereiche A, B, C und D anhand der G’-Kurve
6%_a
y = 42,659x + 12894
R2 = 0,9808
y = 16,844x + 16231
R2 = 0,993
y = 53,181x - 6409,2
R2 = 0,9978
y = 125,16x - 69736
R2 = 0,9972
0,00E+00
1,00E+04
2,00E+04
3,00E+04
4,00E+04
5,00E+04
6,00E+04
0 100 200 300 400 500 600 700 800 900 1000
Zeit in min
Speichermodul G' [Pa]
5
5,1
5,2
5,3
5,4
5,5
5,6
5,7
pH
G'-A
G'-B
G'-C
G'-D
pH
Linear (G'-A)
Linear (G'-B)
Linear (G'-C)
Linear (G'-D)
A B C D
pH: 5,53
pH: 5,18
6%_a
y = 42,659x + 12894
R2 = 0,9808
y = 16,844x + 16231
R2 = 0,993
y = 53,181x - 6409,2
R2 = 0,9978
y = 125,16x - 69736
R2 = 0,9972
0,00E+00
1,00E+04
2,00E+04
3,00E+04
4,00E+04
5,00E+04
6,00E+04
0 100 200 300 400 500 600 700 800 900 1000
Zeit in min
Speichermodul G' [Pa]
0,1
0,12
0,14
0,16
0,18
0,2
Verlustfaktor tan(delta)
G'-A
G'-B
G'-C
G'-D
tan(delta)
Linear (G'-A)
Linear (G'-B)
Linear (G'-C)
Linear (G'-D)
A B C D
pH: 5,57 pH: 5,53 pH: 5,1pH: 5,18pH: 5,58
Fermentationsverlauf von Schweinefleisch
52
Bereiche A und B:
Die Bereiche A und B repräsentieren den Verlauf des Speichermoduls in der Adaptionspha-
se. G’ nimmt zu, obwohl sich der pH-Wert nicht ändert (Abb. 33). Die Zunahme der Festkör-
pereigenschaften ist durch den Einsalzeffekt bedingt. Die Strukturbildungsgeschwindigkeit in
Bereich A ist höher als in Bereich B, da Quell- und Lösevorgänge der Fleischproteine und
damit die Immobilisierung von Wasser im dreidimensionalen Netzwerk mit zunehmender
Prozesszeit abnehmen. Es stellt sich ein Gleichgewichtszustand ein. Der Verlustfaktor tan
fällt in den Bereichen A und B ab und nimmt ein Minimum an (Abb. 34).
Bereiche C und D:
An den Bereich B schließt dann mit dem Einsetzen der mikrobiellen Säurebildung der Be-
reich C an. Der Bereich C zeigt eine höhere Strukturbildungsgeschwindigkeit als die Berei-
che A und B. Dies wird durch die Neustrukturierung der Proteinmatrix durch die einsetzende
Partikelgelbildung durch Säuredenaturation der Fleischproteine verursacht. In diesem Be-
reich C steigt auch der Verlustfaktor tan an (Abschnitt 3) und indiziert die stattfindende
Umstrukturierung der Fleischbrätmatrix in ein Partikelgel-System durch den pH-Abfall von
etwa 5,5 auf 5,2.
Im weiteren Verlauf der kontinuierlichen Säuerungsphase der Fermentation kommt es zu
einer weiteren Zunahme der Strukturbildungsgeschwindigkeit (Bereich D). Zum Ende des
Bereiches D ändert sich der Verlustfaktor nicht mehr wesentlich, jedoch nimmt der Spei-
chermodul bei fortlaufend kontinuierlicher Säurebildung weiter zu und das ausgebildete Par-
tikelgel verfestigt sich zunehmend (Abb. 33 und Abb. 34). Die Anzahl der Verknüpfungen
nimmt zu.
6.2.6. Strukturbildungsgeschwindigkeiten der Bereiche A, B, C und D in Abhängigkeit
vom Fremdwassergehalt
Die Ermittlung der Strukturbildungsgeschwindigkeiten wurde analog des in der Abb. 33 dar-
gestellten Prinzips durchgeführt.
Bereiche A und B in Abhängigkeit vom Fremdwassergehalt:
Die Abb. 35 zeigt die ermittelte Strukturbildungsgeschwindigkeit in Bereich A in Abhängigkeit
vom Fremdwassergehalt.
Fermentationsverlauf von Schweinefleisch
53
Abb. 35: Strukturbildungsgeschwindigkeit in Bereich A in Abhängigkeit vom Fremdwassergehalt
Die Abb. 36 zeigt die ermittelten Strukturbildungsgeschwindigkeiten in Bereich B in Abhän-
gigkeit vom Fremdwassergehalt.
Abb. 36: Strukturbildungsgeschwindigkeiten in Bereich B in Abhängigkeit vom Fremdwassergehalt
Tab. 11 enthält die ermittelten Strukturbildungsgeschwindigkeiten der Bereiche A und B in
Abhängigkeit vom Fremdwassergehalt.
Tab. 11: Strukturbildungsgeschwindigkeiten der Bereiche A und B in Abhängigkeit vom Fremdwasserge-
halt
Prinzipiell sind die jeweils ermittelten Strukturbildungsgeschwindigkeiten in Bereich A höher
als im entsprechenden Bereich B (Abb. 35, Abb. 36 und Tab. 11). Einsalzeffekt bedingte
Quell- und Löseprozesse nehmen mit zunehmender Prozesszeit ab und es stellt sich ein
Gleichgewicht ein. Das System strebt einen energiearmen Zustand an. Mit zunehmendem
Bereich A
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
50
6%_a 6%_b MW 6% 20%_a 20%_b MW 20%
Strukturbildungsgeschwindigkeit [Pa/min]
6 % Wasser 20 % Wasser
Bereich B
0
2
4
6
8
10
12
14
16
18
6%_a 6%_b MW 6% 20%_a 20%_b MW 20%
Strukturbildungsgeschwindigkeit [Pa/min]
6 % Wasser 20 % Wasser
vStr [Pa/min] MAW vStr [Pa/min]
MAW
Probe Bereich A Bereich A Bereich B Bereich B
MW 6 % 43,13 0,47 16,75 0,10
MW 20 % 17,52 1,06 6,32 0,45
Fermentationsverlauf von Schweinefleisch
54
Fremdwassergehalt nehmen die ermittelten Strukturbildungsgeschwindigkeiten ab. Ursache
hierfür ist die Herabsetzung der Protein-Salzion-Wasser-Interaktion durch die Ausbildung
von Dipol-Dipol-Wechselwirkungen. Durch den Einsalzeffekt kommt es zu einer Teilchen-
quellung, insbesondere der myofibrillären Proteine. Wasser wird immobilisiert und somit
nimmt der Anteil des freien Wassers im Brät infolge Teilchenquellung allmählich ab. Es
kommt zur Ausbildung von Dipol-Dipol-Wechselwirkungen da die geladenen Teilchen im Brät
(Proteine [Brätteilchen], Na+, Cl-) um die freien Wasserdipole konkurrieren. Dadurch kommt
es zu einer Erhöhung der elastischen Eigenschaften bzw. der Festkörpereigenschaften (Er-
höhung der Viskosität). Wird der Wasserzusatz wie hier auf 20 % erhöht, so liegt im Brät
nicht mehr eine solche Konkurrenzsituation vor, d. h. die entsprechende Protein-Salzion-
Wasser-Interaktion wird abgeschwächt. Die Proteinketten werden großvolumiger im Brät-
raum angeordnet und sind somit sehr leicht gegeneinander verschiebbar. Die kapillaren
Hohlräume zwischen den Proteinfäden in denen das zugesetzte Wasser eingelagert wird,
werden bei einer größeren Menge Wasser aufgeweitet. Der Abstand der Proteinmoleküle
zueinander wird größer und entsprechende Wechselwirkungskräfte über Wasserstoff-
brückenbindungen permanenter Dipole werden herabgesetzt. Das führt somit zu den deutlich
schwächeren Anstiegen der Speichermodule in den Bereichen A und B bei Erhöhung des
Fremdwassergehaltes (Abb. 35, Abb. 36 und Tab. 11).
Bereiche C und D in Abhängigkeit vom Fremdwassergehalt:
Die Abb. 37 zeigt die ermittelten Strukturbildungsgeschwindigkeiten in Bereich C in Abhän-
gigkeit vom Fremdwassergehalt.
Abb. 37: Strukturbildungsgeschwindigkeiten in Bereich C in Abhängigkeit vom Frendwassergehalt
Die Abb. 38 zeigt die ermittelten Strukturbildungsgeschwindigkeiten in Bereich D in Abhän-
gigkeit vom Fremdwassergehalt.
Bereich C
0
10
20
30
40
50
60
6%_a 6%_b MW 6% 20%_a 20%_b MW 20%
Strukturbildungsgeschwindigkeit [Pa/min]
6 % Wasser 20 % Wasser
Fermentationsverlauf von Schweinefleisch
55
Abb. 38: Strukturbildungsgeschwindigkeiten in Bereich D in Abhängigkeit vom Fremdwassergehalt
Tab. 12 enthält die ermittelten Strukturbildungsgeschwindigkeiten der Bereiche C und D in
Abhängigkeit vom Fremdwassergehalt.
Tab. 12: Strukturbildungsgeschwindigkeiten der Bereiche C und D in Abhängigkeit vom Fremdwasserge-
halt
Die Bereiche C und D stehen für die Strukturausbildung in der kontinuierlichen Säuerungs-
phase. Die Strukturbildungsgeschwindigkeit ist in Bereich C etwa dreimal so hoch wie in Be-
reich B und höher als in Bereich A. Die Strukturbildungsgeschwindigkeit ist in Bereich D bei
jedem Ansatz deutlich höher als in Bereich C. Bereich C kennzeichnet die beginnende Aus-
bildung eines Partikelgels durch Säuredenaturation. Der pH-Wert fällt in Bereich C von 5,53
bis auf etwa 5,2 ab.
Der pH-Wert beim Übergang von Bereich C zu Bereich D scheint nicht von der Menge an
Fremdwasser abhängig zu sein und liegt bei 5,14 bis 5,23. Der Übergang von Bereich C zu
Bereich D liegt in guter Übereinstimmung mit dem Übergang von Abschnitt 3 zu Abschnitt 4
und deutet an, dass die Ausbildung des Partikelgels in diesem Übergangsbereich weitestge-
hend abgeschlossen ist.
Mit höherem Fremdwassergehalt nehmen die entsprechenden Strukturbildungsgeschwindig-
keiten der Bereiche C und D trotz gleichbleibender Säuerungsgeschwindigkeiten ab (Abb.
26, Abb. 37 und Abb. 38). Ursache hierfür ist der in den kapillaren Hohlräumen eingeschlos-
sene höhere Fremdwasseranteil. Dieser sorgt dafür, dass die Abstände der Proteinmoleküle
zueinander größer werden (Quell- und Lösevorgänge in den Bereichen A und B). Durch die
Säuredenaturation in der kontinuierlichen Säuerungsphase können sich dann nicht so feste
und offenbar auch nicht so viele Verknüpfungen, Bindungen und Verhakungen untereinander
ausbilden wie das bei einem geringeren Fremdwasserzusatz der Fall ist. Dies ist durch den
Bereich D
0
20
40
60
80
100
120
140
160
6%_a 6%_b MW 6% 20%_a 20%_b MW 20%
Strukturbildungsgeschwindigkeit [Pa/min]
6 % Wasser 20 % Wasser
vStr [Pa/min] MAW vStr [Pa/min]
MAW
Probe Bereich C Bereich C Bereich D Bereich D
MW 6 % 53,18 0,00 118,19 6,98
MW 20 % 23,97 1,01 52,74 3,74
Fermentationsverlauf von Schweinefleisch
56
schwächeren Anstieg des Speichermoduls G’, also der geringeren Strukturbildungsge-
schwindigkeit, in den Bereichen C und D gekennzeichnet (Abb. 37, Abb. 38 und Tab. 12).
6.2.7. Amplitudensweep in Abhängigkeit vom Fremdwassergehalt
Die folgende Abb. 39 zeigt den Verlauf von G’ () und tan () in Abhängigkeit vom Fremd-
wassergehalt vor der Fermentation
Abb. 39: G’ () und tan () vor der Fermentation in Abhängigkeit vom Fremdwassergehalt
Die folgende Abb. 40 zeigt den Verlauf von G’’ () vor der Fermentation in Abhängigkeit vom
Fremdwassereghalt.
Abb. 40: G’’ () vor der Fermentation in Abhängigkeit vom Fremdwassergehalt
Betrachtet man die Abb. 39 so kann man feststellen, dass die Speichermodule für 6 %_a und
6 %_b etwa doppelt so hohe Level besitzen wie 20 %_a und 20 %_b. Auch die Verlustmodu-
le G’’ (Abb. 40) liegen für 6 %_a und 6 %_b auch auf etwa doppelt so hohen Leveln als bei
20 %_a und 20 %_b. Anhand Abb. 39 kann man erkennen, dass die Level der Verlustfakto-
ren tan , d. h. die Relativität von Viskosität und Elastizität im linear viskoelastischen Bereich
von den 6 % Ansätzen und von den 20 % Ansätzen nicht unterschiedlich sind. Auch beim
Verlassen des linear viskoelastischen Bereiches sind keine deutlichen Unterschiede zwi-
schen den 6 % und den 20 % Ansätzen auszumachen.
102
103
104
G'
0
0,1
0,2
0,3
0,4
0,5
0,6
0,7
0,8
0,9
1
1,1
1,2
tan()
0,0001 0,001 0,01 0,1 1
Deformation
6% _a, vor
G'
tan()
20%_a, vor
G'
tan()
6% _b, vor
G'
tan()
20%_b, vor
G'
tan()
0
4·102
8·102
1,2·103
1,6·103
2·103
2,4·103
2,8·103
Pa
G''
0,0001 0,001 0,01 0,1 1
Deformation
6%_a, vor
G''
20%_a, vor
G''
6%_b, vor
G''
20%_b, vor
G''
Fermentationsverlauf von Schweinefleisch
57
Betrachtet man die Abb. 40 so kann man feststellen, dass ein charakteristischer Peak beim
Verlassen des lvB im Amplitudensweep vorhanden ist. Allerdings ist er bei den 6 % Ansätzen
stärker ausgeprägt als bei den 20 % Ansätzen. Ein Kurvenanstieg der G’’-Kurve außerhalb
des lvB zeigt, dass vor dem endgültigen Zusammenbrechen der internen Struktur ein er-
höhter Anteil an Deformationsenergie als „Strukturveränderungsarbeit“ verbraucht wird, d. h.
das immobilisierte bzw. als Hydrathülle in der Matrix gebundene Wasser wird abgepresst.
6.2.8. Frequenzsweep in Abhängigkeit vom Fremdwassergehalt
Die folgende Abb. 41 zeigt den Verlauf von G’ (f) und G’’ (f) in Abhängigkeit vom Fremdwas-
sergehalt vor der Fermentation.
Abb. 41: G’(f) und G’’(f) im Frequenzsweep vor der Fermentation in Abhängigkeit vom Fremdwassergehalt
In Abb. 42 ist der Verlauf von G’ (f) und G’’ (f) in Abhängigkeit vom Fremdwassergehalt nach
der Fermentation dargestellt.
Abb. 42: G’(f) und G’’(f) im Frequenzsweep nach der Fermentation in Abhängigkeit vom Fremdwasserge-
halt
Betrachtet man die Abb. 41 und Abb. 42 so kann man feststellen, dass vor und nach der
Fermentation für alle Proben dominant Festkörperverhalten vorliegt, da G’ > G’’. Auch liegen
für alle Proben nach der Fermentation die jeweiligen Speicher- und Verlustmodule auf einem
höheren Level, wobei die 6 % Ansätze etwa doppelt so hohe Level aufweisen wie die 20 %
102
103
104
105
Pa
G'
G''
0,01 0,1 1 10 100
Hz
Frequenz f
6%_a, vor
G'
G''
20%_a, vor
G'
G''
6%_b, vor
G'
G''
20%_b, vor
G'
G''
103
104
105
Pa
G'
G''
0,01 0,1 1 10 100
Hz
Frequenz f
6%_a, nach
G'
G''
20%_a, nach
G'
G''
6%_b, nach
G'
G''
20%_b, nach
G'
G''
Fermentationsverlauf von Schweinefleisch
58
Ansätze. Mittels der Frequenzsweep-Messungen werden unabhängig vom Fremdwasserge-
halt vor und nach der Fermentation Dispersionsstrukturen auf Partikelbasis detektiert. Es hat
durch die Fermentation eine Umwandlung des Partikel-Systems in ein Partikel-Gel-System
stattgefunden.
Die folgende Abb. 43 zeigt eine Gegenüberstellung der Verlustfaktoren tan im Frequenz-
sweep vor und nach der Fermentation der Fleischbräte. Man kann erkennen, dass sowohl
vor als auch nach der Fermentation keine deutlichen Unterschiede zwischen den Proben
vorhanden sind. Bei allen Proben ist die stärkere Betonung der viskosen Eigenschaften bei
f < 1 Hz nach der Fermentation nicht mehr vorhanden. Es ist jedoch kein deutlicher Unter-
schied zwischen 6 % und 20 % Fremdwassergehalt auszumachen (Abb. 43).
Abb. 43: tan (f) im Frequenzsweep vor und nach der Fermentation in Abhängigkeit vom Fremdwasser-
gehalt
6.2.9. Zusammenfassende Wertung Variation Fremdwassergehalt
Die Einteilung der Fermentation in verschiedene Abschnitte anhand des Verlaufes des Ver-
lustfaktors tan ist von den zeitlichen Abschnitten in guter Übereinstimmung mit der neu
eingeführten Einteilung des Fermentationsverlaufes anhand der G’-Kurve. Die Einführung
der Strukturbildungsgeschwindigkeit vStr für die Strukturierungsbereiche A, B, C und D er-
laubt eine neuartige quantitative Wertung ablaufender Strukturbildungsprozesse.
Deutliche Unterschiede liegen in den Strukturbildungsgeschwindigkeiten der Bereiche A, B,
C und D vor, d. h. es liegen sowohl in der Adaptionsphase (Quellungs- und Lösungsvorgän-
ge der Fleischproteine) als auch in der kontinuierlichen Säuerungsphase deutliche Unter-
schiede in den Geschwindigkeiten der Zunahme des Speichermoduls G’, d. h. der Festkör-
pereigenschaften in Abhängigkeit vom Fremdwassergehalt vor. Eine größere Menge an
Fremdwasser (hier 20 %) bewirkt jeweils eine niedrigere Strukturbildungsgeschwindigkeit vStr
in den Bereichen A, B, C und D des Fermentationsprozesses. Die Quell- und Lösungsvor-
gänge durch den Einsalzeffekt sind bei den Ansätzen mit 20 % Wasserzusatz zwar auch
prinzipiell vorhanden und bedingen somit auch eine Zunahme der Festkörpereigenschaften,
jedoch sind diese Zunahmen am Beispiel der niedrigeren Strukturbildungsgeschwindigkeit
0,1
0,12
0,14
0,16
0,18
0,2
0,22
0,24
0,26
0,28
0,3
0,32
0,34
0,36
0,38
0,4
tan()
0,01 0,1 1 10 100
Hz
Frequenz f
6% _a, vor
tan ()
6% _a, nach
tan ()
20% _a, vor
tan ()
20% _a, nach
tan ()
6% _b , vor
tan ()
6% _b , nach
tan ()
20% _b , vor
tan ()
20% _b , nach
tan ()
Fermentationsverlauf von Schweinefleisch
59
vStr in den Bereichen A und B nicht mehr so stark wie bei nur 6 % Wasserzugabe. Aufgrund
der Wasserzugabe wird die Protein-Wasser-Salz-Interaktion abgeschwächt.
Der pH-Wert-Abfall wird durch den erhöhten Zusatz an Fremdwasser nicht beeinflusst. Je-
doch wird in der Phase der kontinuierlich ablaufenden Säuerung die Bildung von Strukturen
bzw. die Ausbildung festerer Verhakungen und Verknüpfungen durch einen höheren Was-
serzusatz vermindert. Das ist an der deutlich geringeren Strukturbildungsgeschwindigkeit
sowohl im Bereich C als auch im Bereich D des Fermentationsprozesses bei den Ansätzen
mit 20 % Fremdwassergehalt zu erkennen. Die Ausbildung eines schnittfesten Partikelgels
erfolgt bei allen Ansätzen.
6.3. Einfluss des Fettgehaltes auf den Fermentationsverlauf
Ziel ist es, den Einfluss des Fettgehaltes auf ablaufende Strukturierungsprozesse in der Mi-
krostrukturebene bei der Fermentation von Schweinefleisch zu untersuchen. [156]
6.3.1. Charakterisierung des pH-Wert-Verlaufes in Abhängigkeit vom Fettgehalt
In der folgenden Abb. 44 sind die pH-Verläufe während der Fermentation in Abhängigkeit
vom Fettgehalt dargestellt. Bei jedem Ansatz schließt sich an eine Adaptionsphase die konti-
nuierliche Säuerungsphase an.
Abb. 44: pH-Verlauf während der Fermentation in Abhängigkeit vom Fettgehalt
6.3.1.1. Fermentationszeiten bis pH 5,0 in Abhängigkeit vom Fettgehalt
Die Abb. 45 zeigt die Abhängigkeit der Fermentationszeit vom Fettgehalt.
Anhand der Abb. 44 und Abb. 45 kann man erkennen, dass eine Erhöhung des Fettgewebe-
anteils in Form von S8-Zusatz tendenziell eine Verlängerung der Fermentationszeit bewirkt.
Ab einem Zusatz von 30 % S8 sind diese Unterschiede recht deutlich. Die Ansätze S1,
S1+10 und S1+20 unterscheiden sich nicht deutlich in ihren Fermentationszeiten bis zum
Erreichen eines pH-Wertes von 5,0. Die Ansätze S1+30 und S1+40 unterscheiden sich von
den anderen Ansätzen relativ deutlich. Hier sind die entsprechenden Fermentationszeiten
länger. Die längste durchschnittliche Fermentationszeit weist der Ansatz S1+40 auf.
4,9
5
5,1
5,2
5,3
5,4
5,5
5,6
5,7
0 100 200 300 400 500 600 700 800 900 1000 1100 1200
Zeit in min
pH
S1_a
S1_b
S1+10_a
S1+10_b
S1+10_c
S1+10_d
S1+20_a
S1+20_b
S1+30_a
S1+30_b
S1+40_a
S1+40_b
Fermentationsverlauf von Schweinefleisch
60
Abb. 45: Fermentationsdauer bis pH 5,0 in Abhängigkeit vom Fettgehalt
6.3.1.2. Startlevel der pH-Werte in Abhängigkeit vom Fettgehalt
In Abb. 46 sind die mittleren pH-Startlevel der unterschiedlichen Ansätze mit ihren jeweiligen
Mittelabweichungen in einem Balkendiagramm dargestellt.
Abb. 46: Mittelwerte der pH-Startlevel in Abhängigkeit vom Fettgehalt
Zunächst ist ein Anstieg in den Startleveln von S1 über S1+10 bis zu S1+20 zu erkennen.
Bei weiterer Steigerung des Anteils an S8-Material nehmen die pH-Startlevel jedoch wieder
ab und haben bei S1+40 niedrigste Startlevel, aber nicht kürzeste Fermentationszeiten. Es
gibt also keinen eindeutigen Zusammenhang zwischen Fettgehalt und pH-Startlevel, sowie
zwischen pH-Startlevel und Fermentationsdauer bis zu einem pH-Wert von 5,0. Das zeigt,
dass sich die Proben prinzipiell in zwei Klassen unterteilen lassen, wobei die Probe S1+20
eine Zwischenstellung einnimmt. Das indifferente Verhalten der Proben S1+30 und S1+40
könnte durch eine Aufkonzentrierung von Zusatzstoffen wie Ascorbinsäure in der wässrigen
Phase verursacht werden und somit die pH-Senkung bewirken. Auch Klettner [136] stellte
fest, dass die pH-Startlevel bei der Herstellung feinzerkleinerter streichfähiger Rohwürste mit
steigendem Speckanteil (30 bis 60 %) geringer wurden.
800
900
1000
1100
1200
MW S1 MW S1+10 MW S1+20 MW S1+30 MW S1+40
Fermentationsdauer [min]
5,44
5,46
5,48
5,5
5,52
5,54
5,56
5,58
5,6
5,62
5,64
MW S1 MW S1+10 MW S1+20 MW S1+30 MW S1+40
pH
Fermentationsverlauf von Schweinefleisch
61
6.3.1.3. Adaptionsphase in Abhängigkeit vom Fettgehalt
Die Abb. 47 zeigt die Dauer der Adaptionsphasen in Abhängigkeit vom Fettgehalt.
Abb. 47: Dauer der Adaptionsphasen in Abhängigkeit vom Fettgehalt
Es ist die Tendenz zu erkennen, dass die Adaptionsphasen mit steigendem Fettgehalt länger
dauern. Die Unterschiede sind aufgrund großer Streuungen nicht sehr deutlich ausgeprägt.
Das gilt insbesondere für die Ansätze S1, S1+10 und S1+20. Die Ansätze mit S1+40 besit-
zen die deutlichst längsten Adaptionszeiten. Die Ursache könnte zum einen darin liegen,
dass die Starterkulturen teils in der Fettphase eingeschlossen sind und somit nicht richtig mit
den Kohlenhydraten versorgt werden können und zum anderen daran, dass die Nährstoffe,
wie z. B. die zugesetzte Dextrose nicht richtig bzw. nicht vollständig in der wässrigen bzw.
Muskelfleischphase gelöst vorliegen und somit nicht unmittelbar für die Milchsäureproduktion
zur Verfügung stehen, was sich in längeren Adaptionsphasen mit steigendem Fettgehalt äu-
ßert. Dies wird besonders bei S1+30 und S1+40 deutlich.
Betrachtet man zu der Dauer der Adaptionsphase (Abb. 47) den gesamten Fermentations-
verlauf in Abb. 44 und damit auch die kontinuierliche Säuerungsphase so kann man feststel-
len, dass die Fermentationsdauer bis zu einem pH-Wert von 5,0 nicht von der Säuerungsge-
schwindigkeit abhängig ist, da alle Ansätze in der Säuerungsphase etwa gleiche Säuerungs-
geschwindigkeiten besitzen. Die Fermentationsdauer ist auch nicht vom pH-Startlevel der
Ansätze abhängig. Die Fermentationsdauer wird im Wesentlichen durch die Dauer der Adap-
tionsphase bestimmt und ist in gewissem Maße vom Fettgehalt der Proben abhängig.
Auch in [161] besitzt eine Fleischbrätprobe mit über 32 % Fett eine längere Adaptionsphase
gegenüber einer Probe mit knapp 20 % Fett.
6.3.2. Verlustfaktor tan während der Fermentation in Abhängigkeit vom Fettgehalt
Die Abb. 48 zeigt den Verlustfaktor während der Fermentation der Fleischbräte in Abhängig-
keit vom Fettgehalt und weist eine Dominanz der Festkörpereigenschaften für jede Probe
während der Fermentation auf, da tan < 1 ist.
200
300
400
500
600
700
800
MW S1 MW S1+10 MW S1+20 MW S1+30 MW S1+40
Dauer der Adaptionsphase [min]
Fermentationsverlauf von Schweinefleisch
62
Abb. 48: Verlustfaktor tan im Timesweep der Fermentation bis pH 5,0 in Abhängigkeit vom Fettgehalt
Mit zunehmendem Fettgehalt steigen die Level des Verlustfaktors an, d.h. der viskose Anteil
wird durch steigende Fettzugabe stärker betont. Die Festkörpereigenschaften werden also
im Wesentlichen von den Proteinen des Magerfleisches (myofibrilläre Proteine) bestimmt.
Die Einlagerung des Fettes in die Fleischbrätmatrix folgt anderen Mechanismen als die Im-
mobilisierung des zugesetzten Fremdwassers als innere Phase (Kap. 6.2.).
Fett wird hier offenbar zunehmend als äußere Phase in die Fleischbrätmatrix eingebaut und
bestimmt damit zunehmend in der äußeren bzw. kontinuierlichen Phase bei hohen Konzen-
trationen die viskoelastischen Eigenschaften. Daher nimmt der viskose Anteil mit steigendem
Fettgehalt zu. Die Strukturierungskräfte werden geschwächt.
6.3.3. Speichermodul während der Fermentation in Abhängigkeit vom Fettgehalt
Die folgende Abb. 49 zeigt die Speichermodulverläufe im Timesweeep in Abhängigkeit vom
Fettgehalt.
Abb. 49: Speichermodul G’ im Timesweep der Fermentation bis pH 5,0 in Abhängigkeit vom Fettgehalt
0,1
0,125
0,15
0,175
0,2
0,225
0,25
0 100 200 300 400 500 600 700 800 900 1000 1100 1200
Zeit [min]
Verlustfaktor tan delta
S1_a
S1_b
S1+10_a
S1+10_b
S1+10_c
S1+10_d
S1+20_a
S1+20_b
S1+30_a
S1+30_b
S1+40_a
S1+40_b
0
10000
20000
30000
40000
50000
60000
70000
0 100 200 300 400 500 600 700 800 900 1000 1100 1200
Zeit in min
Speichermodul G' [Pa]
S1_a
S1_b
S1+10_a
S1+10_b
S1+10_c
S1+10_d
S1+20_a
S1+20_b
S1+30_a
S1+30_b
S1+40_a
S1+40_b
Fermentationsverlauf von Schweinefleisch
63
Wie man anhand der Abb. 49 erkennen kann, erreichen die Ansätze ohne S8 Zusatz die
höchsten Level G’ gefolgt von den Ansätzen in aufsteigender S8 Konzentration
(S1>S1+10>S1+20>S1+30>S1+40). In den folgenden Abb. 50 und Abb. 51 sind die Mittel-
werte der Speichermodule G’ zum Start der Fermentation bzw. zum Ende der Fermentation
bei einem pH-Wert von 5,0 in Abhängigkeit vom Fettgehalt dargestellt.
Abb. 50: MW der Speichermodule G’ in Abhängigkeit vom Fettgehalt beim Start der Fermentation
Abb. 51: MW der Speichermodule G’ in Abhängigkeit vom Fettgehalt bei Fermentationsende (pH 5,0)
Die Ansätze ohne S8-Zusatz weisen die höchsten Speichermodulwerte G’ zu Beginn der
Fermentation auf (Abb. 50). Mit zunehmendem Fettgehalt nehmen die Festkörpereigenschaf-
ten in Form des Speichermoduls G’ linear (R2 = 0,9851, y = -198,18x + 12618) ab. Diese
Unterschiede sind von Konzentrationsstufe zu Konzentrationsstufe deutlich ausgeprägt. Das
zugesetzte Fett in Form von S8-Material kann hier in diesem Fleischbrät als strukturverhin-
dernde Komponente angesehen werden, da es zunehmend in der kontinuierlichen Phase der
Fleischbrätmatrix eingelagert ist.
Auch nach der Fermentation liegen die höchsten Level G’ ohne Zusatz von S8-Material vor.
Mit zunehmendem Fettgehalt der Proben nehmen die Festkörpereigenschaften, hier in Form
des Speichermoduls G’, zum Fermentationsende hin stark linear (R2 = 0,9842, y = -1303,1x
Mittelwerte G' Start Fett
0
2000
4000
6000
8000
10000
12000
14000
MW S1 MW S1+10 MW S1+20 MW S1+30 MW S1+40
Speichermodul G' [Pa]
G' Ende Fett
0
10000
20000
30000
40000
50000
60000
70000
MW S1 MW S1+10 MW S1+20 MW S1+30 MW S1+40
Speichermodul G' [Pa]
Fermentationsverlauf von Schweinefleisch
64
+ 58258) ab (Abb. 51). Bei den Proben S1+20 werden nicht einmal 50 % der Level G’ der
Proben ohne S8-Zusatz erreicht. Der Aufbau eines schnittfesten Partikelgels wird durch den
Zusatz von Fett trotz starker Säuerung behindert bzw. bei S8-Gehalten ab 30 % verhindert.
Die prozentuale Zunahme des Speichermoduls liegt bei den Proben S1 bei etwa 360 %.
Demgegenüber liegt bei den Proben S1+40 die relative Zunahme des Speichermoduls nur
bei etwa 75%. Das zugesetzte Fett hat also stark destrukturierende Eigenschaften auf das
Festkörperverhalten der Matrix.
6.3.4. Strukturbildungsgeschwindigkeiten der Bereiche A, B, C und D in Abhängigkeit
vom Fettgehalt
Da eine deutliche Dominanz der Festkörpereigenschaften für jeden Ansatz während der
Fermentation im linear viskoelastischen Bereich vorliegt, können entsprechende Strukturbil-
dungsvorgänge anhand des dominierenden elastischen Anteils G’ diskutiert werden. Die
Einteilung der G’-Kurve in die Bereiche A, B, C und D und die Ableitung der jeweiligen Struk-
turbildungsgeschwindigkeiten konnte nach dem in Abb. 33 dargestellten Prinzip durchgeführt
werden, da die Verläufe der Speichermodule G’ bei der Fermentation von Schweinefleisch
im Timesweep-Modus prinzipiell ähnlich sind.
Bereiche A und B bei der Fermentation von Schweinefleisch in Abhängigkeit vom Fettgehalt:
Die Abb. 52 und Abb. 53 zeigen die jeweiligen Strukturbildungsgeschwindigkeiten in Abhän-
gigkeit vom Fettgehalt für die Bereiche A und B der Fermentation.
Abb. 52: Strukturbildungsgeschwindigkeit in Bereich A in Abhängigkeit vom Fettgehalt
Die Bereiche A und B stellen jeweils auch hier die Bereiche dar, wo keine Säuerung stattfin-
det, d. h. diese beiden Bereiche befinden sich in der Adaptionsphase der ablaufenden Fer-
mentationen.
Bereich A
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
50
S1_a
S1_b
MW S1
S1+10_a
S1+10_b
S1+10_c
S1+10_d
MW S1+10
S1+20_a
S1+20_b
MW S1+20
S1+30_a
S1+30_b
MW S1+30
S1+40_a
S1+40_b
MW S1+40
Strukturbildungsgeschwindigkeit [Pa/min]
Fermentationsverlauf von Schweinefleisch
65
Abb. 53: Strukturbildungsgeschwindigkeit in Bereich B in Abhängigkeit vom Fettgehalt
Tab. 13 enthält Angaben zu den Strukturbildungsgeschwindigkeiten der Bereiche A und B in
Abhängigkeit vom Fettgehalt.
Tab. 13: Strukturbildungsgeschwindigkeit in den Bereichen A und B in Abhängigkeit vom Fettgehalt
Bei allen Ansätzen nimmt der Speichermodul G’ sowohl in Bereich A als auch in Bereich B
zu. Die Strukturbildungsgeschwindigkeiten unterscheiden sich jedoch deutlich voneinander.
Bereich A: Mit zunehmendem Fettgehalt im Brät nimmt die Strukturbildungsgeschwindigkeit
in linearer Funktion ab (y = -1,0615x + 46,2; R2 = 0,9761). Mit zunehmendem Fettgehalt wird
die Einsalzeffekt-bedingte Festigkeitszunahme vermindert. Ursache für die Festigkeitszu-
nahme ist die Quellung und das in Lösung gehen der Fleischeiweiße. Hierdurch wird eine
neuartige dreidimensionale Proteinnetzwerkstruktur gebildet, in der Wasser immobilisiert
wird. Die Proteine werden also durch den Einsalzeffekt aufgefaltet und können sich neu
strukturieren und freies Wasser in den kapillaren Hohlräumen des neu gebildeten Netzwer-
kes einlagern. Der Zusatz von Fettgewebe führt zum einen dazu, dass weniger Muskelpro-
tein (myofibrilläres Protein) zur Verfügung steht, welches vorliegendes Wasser immobilisie-
ren könnte. Zum anderen ist auch der Wassergehalt geringer. Es kann sich mit zunehmen-
dem Fettgehalt immer schlechter ein dreidimensionales Proteinnetzwerk ausbilden. Daher
sind die Steigungen der G’-Kurven, d.h. die Strukturbildungsgeschwindigkeiten, mit zuneh-
mendem Fettgehalt geringer. Die zunehmende Abschirmung der Fleischeiweiße durch par-
tielle Umhüllung mit Fett als kontinuierliche Phase führt zu einer Behinderung der Neustruk-
turierung der Fleischeiweiße, da die Fleischeiweißpartikel durch das Fett voneinander abge-
vStr [Pa/min] MAW vStr [Pa/min]
MAW
Probe Bereich A Bereich A Bereich B Bereich B
MW S1 45,10 1,55 20,34 0,80
MW S1+10 39,39 3,03 15,96 1,11
MW S1+20 22,10 0,39 9,80 0,26
MW S1+30 13,09 0,70 5,33 0,07
MW S1+40 5,18 0,29 2,02 0,10
Bereich B
0
5
10
15
20
25
S1_a
S1_b
MW S1
S1+10_a
S1+10_b
S1+10_c
S1+10_d
MW S1+10
S1+20_a
S1+20_b
MW S1+20
S1+30_a
S1+30_b
MW S1+30
S1+40_a
S1+40_b
MW S1+40
Strukturbildungsgeschwindigkeit [Pa/min]
Fermentationsverlauf von Schweinefleisch
66
schirmt werden und somit die Ausbildung interpartikulärer Wechselwirkungen verhindert
wird.
Bereich B: Auch in Bereich B unterscheiden sich die einzelnen Ansätze wie in Bereich A
deutlich voneinander. Die Strukturbildungsgeschwindigkeit ist in Bereich B bei allen Ansät-
zen deutlich geringer als in Bereich A und nimmt mit zunehmendem S8-Gehalt in linearer
Funktion (y = -0,4727x + 20,143; R2 = 0,9905) ab. Ursache ist, dass die Einsalzeffekt-
bedingten Quell- und Lösevorgänge der Adaptionsphase in Bereich B nahezu beendet sind.
Bereiche C und D bei der Fermentation von Schweinefleisch in Abhängigkeit vom Fettgehalt:
Bereich C:
Der Bereich C liegt zu Beginn der Säuerung und in der kontinuierlichen Säuerungsphase.
Die Abb. 54 zeigt die ermittelten Strukturbildungsgeschwindigkeiten in Bereich C in Abhän-
gigkeit vom Fettgehalt.
Abb. 54: Strukturbildungsgeschwindigkeit in Bereich C in Abhängigkeit vom Fettgehalt
Mit zunehmendem Fettgehalt im Fleischbrät nimmt die Strukturbildungsgeschwindigkeit in
linearer Funktion (y = -1,3544x + 52,527; R2 = 0,9524) ab. Die Säuerungsgeschwindigkeit
wird aber vom Fettgehalt nicht wesentlich beeinflusst (Abb. 44). Der pH-Wert-Abfall bewirkt
eine Säuredenaturation der myofibrillären Proteine und damit die Ausbildung eines schnitt-
festen Partikelgels. Durch steigenden Fettgehalt wird die Ausbildung eines schnittfesten Par-
tikelgels behindert. Die Muskelproteine werden durch das zugesetzte fettreiche S8-Material
an der Ausbildung von neuen, vorwiegend wohl kovalenten Bindungen sowie Verhakungen
und Verschlaufungen gehindert. Das Fett umhüllt zunehmend die Fleischproteine und ver-
hindert somit eine Protein-Protein-Wechselwirkung, die maßgeblich für die Ausbildung des
schnittfesten Partikelgels bzw. für die Gelbildung im interpartikulären Raum verantwortlich
ist. Die Unterschiede sind für den Bereich C deutlich signifikant von Konzentrationsstufe zu
Konzentrationsstufe (Abb. 54).
Bereich C
0
10
20
30
40
50
60
70
S1_a
S1_b
MW S1
S1+10_a
S1+10_b
S1+10_c
S1+10_d
MW S1+10
S1+20_a
S1+20_b
MW S1+20
S1+30_a
S1+30_b
MW S1+30
S1+40_a
S1+40_b
MW S1+40
Strukturbildungsgeschwindigkeit [Pa/min]
Fermentationsverlauf von Schweinefleisch
67
Bereich D: Dieser Bereich befindet sich bei allen Ansätzen in der Phase der kontinuierlichen
Säuerung. Die folgende Abb. 55 stellt die Strukturbildungsgeschwindigkeiten in Bereich D in
Abhängigkeit vom Fettgehalt dar.
Abb. 55: Strukturbildungsgeschwindigkeit in Bereich D in Abhängigkeit vom Fettgehalt
Mit Übergang von Bereich C in den Bereich D wird für jeden Ansatz der Anstieg des Spei-
chermoduls G’ bei fortlaufend kontinuierlicher Säuerung größer. Das in Bereich C ausgebil-
dete Partikelgel verfestigt sich unter fortlaufender Säuerung.
Mit zunehmendem Fettgehalt nimmt die Strukturbildungsgeschwindigkeit in linearer Funktion
ab (y = -3,0127x + 120,71; R2 = 0,9784). Die hier festgestellten Unterschiede sind von Kon-
zentrationsstufe zu Konzentrationsstufe sehr deutlich (Abb. 55). Das zugesetzte Fett verhin-
dert mit zunehmender Konzentration eine Protein-Protein-Wechselwirkung und damit die
Ausbildung eines schnittfesten Partikelgels. Dies ist insbesondere ab einem Zusatz von 30 %
und mehr S8-Material zum Fleischbrät (S1+30 und S1+40) der Fall. Die Protein-Protein-
Interaktion (v. a. der myofibrillären Proteine, Muskelproteine) wird durch Umhüllung der
Fleischproteine so stark behindert, dass es nicht mehr zur Ausbildung eines schnittfesten
Partikelgels kommen kann, da interpartikuläre Wechselwirkungen durch den Einsalzeffekt
mit zunehmender Fettkonzentration verhindert werden (Bereiche A und B). Das wird durch
einen sehr schwachen Anstieg des Speichermoduls G’ sowohl in Bereich C als auch in Be-
reich D der Fermentation angezeigt (Abb. 54, Abb. 55 und Tab. 14).
Tab. 14: Strukturbildungsgeschwindigkeit in Bereich C und D in Abhängigkeit vom Fettgehalt
Bereich D
0
20
40
60
80
100
120
140
S1_a
S1_b
MW S1
S1+10_a
S1+10_b
S1+10_c
S1+10_d
MW S1+10
S1+20_a
S1+20_b
MW S1+20
S1+30_a
S1+30_b
MW S1+30
S1+40_a
S1+40_b
MW S1+40
Strukturbildungsgeschwindigkeit [Pa/min]
vStr [Pa/min] MAW vStr [Pa/min]
MAW
Probe Bereich C Bereich C Bereich D Bereich D
MW S1 56,49 1,57 120,77 4,13
MW S1+10 38,91 1,77 97,97 3,60
MW S1+20 18,84 0,13 52,14 0,13
MW S1+30 9,46 0,08 24,60 1,24
MW S1+40 3,49 0,28 6,82 0,09
Fermentationsverlauf von Schweinefleisch
68
6.3.5. Amplitudensweep in Abhängigkeit vom Fettgehalt
6.3.5.1. Amplitudensweep vor der Fermentation
In Abb. 56 ist der Speichermodul G’ und der Verlustfaktor tan im Amplitudensweep vor der
Fermemtation der Proben in Abhängigkeit vom Fettgehalt dargestellt.
Abb. 56: G’() und Verlustfaktor tan () vor der Fermentation in Abhängigkeit vom Fettgehalt
Anhand Abb. 56 kann man erkennen, dass im lvB des Amplitudensweeps die Level der
Speichermodule G’ mit zunehmendem Fettgehalt abnehmen. Ursache hierfür ist offenbar ein
zunehmender Einschluss der Fleischproteine durch das immer dominanter in der kontinuier-
lichen Phase des Brätes vorliegenden Fettes. Im lvB der Messung weist der Verlustfaktor tan
bei den Ansätzen S1 die niedrigsten Level auf, d. h. hier haben sich die stabilsten Struktu-
ren ausgebildet. Mit zunehmendem Fettgehalt nimmt der Verlustfaktor zu, die viskosen Ei-
genschaften steigen. Dennoch ist die Dominanz der Festkörpereigenschaften, gekennzeich-
net durch tan < 1, bei jedem Ansatz im lvB vorhanden. Beim Verlassen des lvB ist bei gro-
ßen Deformationen für alle Ansätze der Verlustfaktor tan > 1, d. h. es liegen fließfähige
Bräte vor. Diese Bräte machen jede Formänderung mit, was in der Technologie z.B. für Füll-
und Formprozesse von Bedeutung ist [10, 11, 71, 129, 130].
Die folgende Abb. 57 zeigt die Verlustmodule G’’ im Amplitudensweep in Abhängigkeit vom
Fettgehalt vor der Fermentation.
Abb. 57: G’’() vor der Fermentation in Abhängigkeit vom Fettgehalt
1 0 1
1 0 2
1 0 3
1 0 4
P a
G '
0
0 ,1
0 ,2
0 ,3
0 ,4
0 ,5
0 ,6
0 ,7
0 ,8
0 ,9
1
1 ,1
1 ,2
1 ,3
1 ,4
ta n ()
0,0001 0,001 0,01 0,1 1
D e fo rm a tio n
S 1 , v o r 1
G '
ta n ( )
S 1 , v o r 2
G '
ta n ( )
S 1 + 1 0 , v o r 1
G '
ta n ( )
S 1 + 1 0 , v o r 2
G '
ta n ( )
S 1 + 1 0 , v o r 3
G '
ta n ( )
S 1 + 2 0 , v o r 1
G '
ta n ( )
S 1 + 2 0 , v o r 2
G '
ta n ( )
S 1 + 3 0 , v o r 1
G '
ta n ( )
S 1 + 3 0 , v o r 2
G '
ta n ( )
S 1 + 4 0 , v o r 1
G '
ta n ( )
S 1 + 4 0 , v o r 2
G '
ta n ( )
S 1 + 1 0 , v o r 4
G '
ta n ( )
1 0 2
1 0 3
1 0 4
G ''
0,0001 0,001 0,01 0,1 1
D e fo rm a tio n
S 1 , v o r 1
G ''
S 1 , v o r 2
G ''
S 1 +1 0 , v o r 1
G ''
S 1 +1 0 , v o r 2
G ''
S 1 +1 0 , v o r 3
G ''
S 1 +2 0 , v o r 1
G ''
S 1 +2 0 , v o r 2
G ''
S 1 +3 0 , v o r 1
G ''
S 1 +3 0 , v o r 2
G ''
S 1 +4 0 , v o r 1
G ''
S 1 +4 0 , v o r 2
G ''
S 1 +1 0 , v o r 4
G ''
Fermentationsverlauf von Schweinefleisch
69
Mit zunehmenden Fettgehalt nehmen die Level der Verlustmodule G’’ ab. Charakteristisch
für Standardansätze wie S1 vor der Fermentation ist die Ausbildung eines Peaks der Ver-
lustmodulkurve (G’’max bei = 0,03) beim Verlassen des lvB. Als Ursache hierfür kann ein
Abpressen bzw. Abscheren der Hydrathülle gesehen werden. Durch den Einsalzeffekt wer-
den die Proteine aufgefaltet, bilden ein dreidimensionales Netzwerk aus, wo Wasser immobi-
lisiert wird und gelöste Proteine Wasser als Hydrathülle binden. Dieses Wasser wird offenbar
bei Deformationen außerhalb des lvB abgeschert, was durch die Ausbildung des Peaks ge-
kennzeichnet ist. Ein Kurvenanstieg der G’’-Kurve außerhalb des lvB zeigt, dass vor dem
endgültigen Zusammenbrechen der internen Struktur ein erhöhter Anteil an Deformations-
energie als „Strukturveränderungsarbeit“ verbraucht wird. Der Verlustmodul G’’ entspricht der
verlorenen, dissipierten Deformationsenergie.
Deutliche Peaks des G’’ sind nur bei den Ansätzen S1, S1+10 und S1+20 zu erkennen. Bei
S1+30 und S1+40 sind diese Peaks nicht mehr ausgebildet. Das könnte bedeuten, dass ab
einer Konzentration von 30 % S8 der Einsalzeffekt, d.h. Quellung und Lösung der myofibrillä-
ren Proteine und damit die Ausbildung einer neuen dreidimensionalen Proteinnetzwerkstruk-
tur nicht bzw. nur sehr eingeschränkt möglich ist. Der Fettanteil ist offenbar so hoch, dass
das Fett die Fleischproteine umhüllt und damit den Einsalzeffekt mindert, da die Ausbildung
eines kontinuierlichen dreidimensionalen Netzwerkes durch die interpartikuläre Wechselwir-
kung der myofibrillären Proteine behindert bzw. verhindert wird. Das führt dann dazu, dass
beim Verlassen des lvB kein Wasser, welches sich im Wesentlichen in den kapillaren Hohl-
räumen des Proteinnetzwerkes befindet, abgepresst wird. Die Dominanz des Fettanteils in
der kontinuierlichen Phase der Bräte S1+30 und S1+40 führt dann dazu, dass dieses Fett
beim Verlassen des lvB als Schmierfilm wirkt (Wandgleiteffekt) und hier jetzt die kontinuierli-
che Phase darstellt (Abb. 57).
6.3.5.2. Amplitudensweep nach der Fermentation
Die Abb. 58 zeigt den Verlauf G’ () nach der Fermentation in Abhängigkeit vom Fettgehalt.
Abb. 58: G’() nach der Fermentation in Abhängigkeit vom Fettgehalt
102
103
104
105
Pa
G'
0,0001 0,001 0,01 0,1 1
Deformation
S1, nach 1
G'
S1, nach 2
G'
S1+10, nach 1
G'
S1+10, nach 2
G'
S1+10, nach 3
G'
S1+20, nach 1
G'
S1+20, nach 2
G'
S1+30, nach 1
G'
S1+30, nach 2
G'
S1+40, nach 1
G'
S1+40, nach 2
G'
S1+10, nach 4
G'
Fermentationsverlauf von Schweinefleisch
70
Nach der Fermentation nehmen die Level der Speichermodule G’ mit zunehmendem Fettge-
halt ab (Abb. 58). Die Ansätze S1 und S1+10 zeigen eine Zunahme des Speichermoduls von
etwa 350 %, S1+20 etwa 250 %, S1+30 etwa 150 % und S1+40 etwa 75 %. Fett wirkt sich
hier also als störend auf die Strukturbildung während der Fermentation aus.
Beim Verlassen des lvB fallen insbesondere bei den Ansätzen S1 und S1+10 die jeweiligen
Speichermodule G’ mit steigender mechanischer Belastung steil ab, d.h. der Festkörperver-
band wird zerstört bzw. zerrissen und somit fallen die Festkörpereigenschaften, repräsentiert
durch den Speichermodul G’, steil ab. Beim Verlassen des lvB fallen die G’-Kurven bei den
Ansätzen S1+30 und S1+40 verhältnismäßig flach ab. Das bedeutet, dass auch hier die feh-
lende Netzwerksausbildung, verursacht durch die kontinuierliche Fettphase, zu geringeren
Festkörpereigenschaften führt.
Die Ansätze S1+20 nehmen eine Art Zwischenstellung ein, da sich hier jeweils noch schnitt-
feste Partikelgele ausbilden konnten, d. h. es kommt noch zu ausreichenden Protein-Protein-
Wechselwirkungen der Muskelproteine, die für die Ausbildung eines schnittfesten Partikel-
gels verantwortlich sind. Dieses weist aber aufgrund seines schon recht hohen Fettanteils
nicht sehr hohe Festkörpereigenschaften auf.
In der folgenden Abb. 59 ist der Verlustmodul G’’ im Amplitudensweep nach der Fermenta-
tion in Abhängigkeit vom Fettgehalt dargestellt.
Abb. 59: G’’() nach der Fermentation in Abhängigkeit vom Fettgehalt
Nach der Fermentation liegt die gleiche Rangfolge in den Leveln der G’’-Werte vor wie vor
der Fermentation. Die charakteristischen, durch den Einsalzeffekt hervorgerufenen, Peaks in
den G’’-Kurven beim Verlassen des lvB sind nach der Fermentation nicht mehr vorhanden.
Dies deutet darauf hin, dass das Wasser, welches überwiegend als Hydrathülle bzw. über
permanente Dipol-Dipol-Wechselwirkungen im Brät relativ locker eingebunden wurde nun
nicht mehr abgepresst bzw. abgeschert werden kann sondern vielmehr fester in das durch
Säuredenaturation der myofibrillären Proteine ausgebildete schnittfeste Partikelgel immobili-
siert bzw. eingebunden wird. Bei den Ansätzen mit S1+30 und S1+40 tritt dieser Peak der
G’’-Kurve auch vor der Fermentation, wie bereits schon anhand Abb. 57 diskutiert, nicht auf.
0
103
2·103
3·103
4·103
5·103
6·103
7·103
8·103
9·103
1,1·104
Pa
G''
0,0001 0,001 0,01 0,1 1
Deformation
S1, nach 1
G''
S1, nach 2
G''
S1+10, nach 1
G''
S1+10, nach 2
G''
S1+10, nach 3
G''
S1+20, nach 1
G''
S1+20, nach 2
G''
S1+30, nach 1
G''
S1+30, nach 2
G''
S1+40, nach 1
G''
S1+40, nach 2
G''
S1+10, nach 4
G''
Fermentationsverlauf von Schweinefleisch
71
Zusätzlich verschiebt sich der Bereich des Zusammenbruches in Richtung kleinerer Defor-
mationen. Die Matrix ist durch die Säuredenaturation der Muskelfleischproteine fester, steifer
und spröder geworden. Es kommt zu einem Partikelbruch an großen Einheiten. Größere
Regionen sind partikuliert und es findet ein Brechen der „Sollbruchstelle“ statt, die bei S1+30
und S1+40 kaum bzw. nicht vorhanden ist.
6.3.6. Frequenzsweep in Abhängigkeit vom Fettgehalt
6.3.6.1. Frequenzsweep-Messungen vor der Fermentation
Die Abb. 60 zeigt einen Vergleich der Speicher- und Verlustmodule der Proben S1 im Fre-
quenzsweep der Rohbräte (S1, roh), der Bräte vor der Fermentation (S1, vor) und der Bräte
nach der Fermentation (S1, nach).
Abb. 60:G’(f) und G’’(f) der Proben S1 roh, S1 vor und S1 nach
Bei den Rohbräten, den Bräten mit Zusätzen vor der Fermentation und bei den Bräten nach
der Fermentation handelt es sich jeweils um disperse Systeme auf Partikelbasis. Dies ist
prinzipiell auch bei den Bräten mit steigendem Fettgehalt der Fall. Die Abb. 60 zeigt das typi-
sche Verhalten im Frequenzsweep exemplarisch am Beispiel der Ansätze S1.
Die Rohbräte sowie die Bräte vor und nach der Fermentation zeigen im lvB dominante Fest-
körpereigenschaften. Die Bräte vor der Fermentation (S1, vor mit Zutaten versetzt) weisen
über das gesamte Frequenzband etwas höhere Speichermodule G’ auf als die Rohbräte. Die
Speichermodule der Rohbräte und der Proben mit Zusätzen vor der Fermentation im Fre-
quenzsweep erlauben jedoch nur eine geringe Differenzierung. Da die Bräte unmittelbar
nach der Präparation vermessen wurden, waren die aus dem Timesweep ermittelten Quellef-
fekte nicht bestimmbar.
Interessant ist, dass bei Frequenzen von f < 0,2 Hz der Verlustmodul G’’ bei den Bräten mit
Zutaten vor der Fermentation (S1, vor) zunimmt. Im Vergleich dazu nimmt der Verlustmodul
G’’ des Rohbrätes (S1, ohne Zutaten) weiter bis auf einen konstanten Level ab. Dieser Effekt
spiegelt sich auch im Verlauf der Verlustfaktorkurven wider (Abb. 61). Bei Frequenzen von
103
104
105
Pa
G'
G''
0,01 0,1 1 10 100
Hz
Frequenz f
S1, roh 1
G'
G''
S1, vor 1
G'
G''
S1, nach 1
G'
G''
S1, roh 2
G'
G''
S1, vor 2
G'
G''
S1, nach 2
G'
G''
Fermentationsverlauf von Schweinefleisch
72
f < 0,1 Hz nimmt tan bei den Proben vor der Fermentation (S1, vor) im Vergleich zu den
Rohbräten (S1, roh) stark zu. Die Ursache ist hier vermutlich auf das zugesetzte Kochsalz
zum Brät und damit auf Einsalzeffekt-bedingte Strukturänderungen zurückzuführen. Durch
den Einsalzeffekt gehen die myofibrillären Proteine in Lösung und besitzen eine verstärkte
Quellfähigkeit. Dies hat eine Auffaltung und damit Neustrukturierung der Proteinketten zur
Folge. Die hier beobachteten Effekte indizieren, dass der Vernetzungsgrad der Proteinmole-
küle durch den Einsalzeffekt verringert wird. Wasser wird sowohl als Hydrathülle als auch in
den kapillaren Hohlräumen der Proteinfäden gebunden und fungiert dort einerseits als Platz-
halter andererseits aber auch als Verbindungsglied zwischen den Proteinfäden und stellt
damit auch interpartikuläre Interaktionen sicher. Ursache ist die Wechselwirkung der Was-
serdipole mit den Ionen des dissoziierten Kochsalzes (im Wesentlichen Na+ und Cl-) und den
Ladungen der Proteinfäden. Dadurch wird die molekulare Flexibilität erhöht und damit der
Vernetzungsgrad verringert, da das eingelagerte Wasser hier als eine Art „Schmierschicht“
zwischen den Proteinfäden wirkt. Nach der Fermentation fallen die Verlustmodule wieder mit
abnehmenden Frequenzen ab (Abb. 60) und die Verlustfaktoren tan steigen nach der Fer-
mentation auch nicht mehr so stark an wie vor der Fermentation (Abb. 61). Die Vernetzungs-
stärke hat nach der Fermentation zugenommen und somit hat auch die molekulare Flexibili-
tät abgenommen. Der Speichermodul weist nach der Fermentation etwa 3,5-fach höhere
Level auf als vor der Fermentation. Es haben sich schnittfeste Partikelgele ausgebildet (Abb.
60).
Abb. 61: tan (f) der Proben S1 roh, S1 vor und S1 nach
Auch beim Zusatz von Fett bleibt die Dominanz der Festkörpereigenschaften im Frequenz-
band sowohl bei den Rohbräten als auch bei den Bräten mit Zutaten vor und nach der Fer-
mentation erhalten.
Die Abb. 126 im Anhang zeigt einen Vergleich der Verlustmodule der Schweinefleischbräte
mit Zutaten vor der Fermentation in Abhängigkeit vom Fettgehalt.
Bei den Proben S1, S1+10 und S1+20 ist der bereits diskutierte Anstieg des Verlustmoduls
G’’ bei Frequenzen f < 0,2 Hz gut zu erkennen. Bei S1+30 und S1+40 ist dieser kaum oder
gar nicht mehr zu erkennen. Der Einsalzeffekt ist durch die steigende Fettzugabe gestört.
0,1
0,12
0,14
0,16
0,18
0,2
0,22
0,24
0,26
0,28
0,3
0,32
0,34
0,36
0,38
0,4
tan()
0,01 0,1 1 10 100
Hz
Frequenz f
S1, roh 1
tan()
S1, vor 1
tan()
S1, nach 1
tan()
S1, roh 2
tan()
S1, vor 2
tan()
S1, nach 2
tan()
Fermentationsverlauf von Schweinefleisch
73
Die Auflockerung der Struktur durch den Einsalzeffekt wird vermutlich durch die in den Pro-
ben S1+30 und S1+40 schon kontinuierlich vorliegende Fettphase verhindert. Die Ionen des
Salzes können nicht mehr so gut in die kapillaren Hohlräume der fadenförmigen Proteinmo-
leküle dringen. Die Ausbildung eines neuen Proteinnetzwerkes durch Wasserstoffbrücken-
bindungen permanenter Dipole wird durch Vorliegen einer partiell kontinuierlichen Fettphase
weitestgehend verhindert. Das hat zur Folge, dass die molekulare Flexibilität des Brätes mit
Zutaten vor der Fermentation nicht oder nur in einem sehr geringen Ausmaß durch Protein-
Wasser-Salz-Wechselwirkungen bestimmt wird, sondern dass hierfür die im komplexen dis-
persen System als partiell kontinuierliche Fettphase vorliegende Fettkomponente verantwort-
lich ist. Die Auflockerung bzw. Neustrukturierung der Muskelproteine ist jedoch für die Aus-
bildung eines schnittfesten Partikelgels verantwortlich. Bei S1+20 ist die Muskelproteinkom-
ponente teilweise noch nicht ganz von der Fettkomponente umhüllt bzw. es liegen größere
Bezirke im Brät vor, wo eine interpartikuläre Protein-Protein-Wechselwirkung möglich ist und
somit noch eine ausreichende Neustrukturierung gewährleistet wird. Daher ist hier noch eine
Teilchenbindung nach der Fermentation, d.h. die Ausbildung eines schnittfesten Partikelgels,
erfolgt.
6.3.6.2. Frequenzsweep-Messungen nach der Fermentation
Abb. 127 im Anhang zeigt den Verlauf G’’ (f) nach der Fermentation in Abhängigkeit vom
Fettgehalt. Alle Verlustmodule fallen mit abnehmender Frequenz ab. Die Vernetzungsstärke
hat bei den Proben S1, S1+10 und S1+20 zugenommen und damit hat auch die molekulare
Flexibilität abgenommen.
Der Verlauf tan (f) zeigt, dass nach der Fermentation im lvB eine Dominanz der Festkör-
pereigenschaften aller Ansätze vorliegt (Abb. 128 im Anhang).
Die Abb. 62 zeigt einen Vergleich des Verlaufes G’ (f) vor und nach der Fermentation in Ab-
hängigkeit vom Fettgehalt.
Abb. 62: Vergleich G’(f) vor und nach der Fermentation der Bräte in Abhängigkeit vom Fettgehalt
Die folgende Abb. 63 zeigt den Verlauf von G’ (f) und G’’ (f) nach der Fermentation in Ab-
hängigkeit vom Fettgehalt.
1 0 3
1 0 4
1 0 5
P a
G '
0 ,0 1 0 ,1 1 1 0 1 0 0
H z
F r e q u e n z f
S 1 , v o r 1
G '
S 1 , n a c h 1
G '
S 1 , v o r 2
G '
S 1 , n a c h 2
G '
S 1 + 1 0 , v o r 1
G '
S 1 + 1 0 , n a c h 1
G '
S 1 + 1 0 , v o r 2
G '
S 1 + 1 0 , n a c h 2
G '
S 1 + 1 0 , v o r 3
G '
S 1 + 1 0 , n a c h 3
G '
S 1 + 2 0 , v o r 1
G '
S 1 + 2 0 , n a c h 1
G '
S 1 + 2 0 , v o r 2
G '
S 1 + 2 0 , n a c h 2
G '
S 1 + 3 0 , v o r 1
G '
S 1 + 3 0 , n a c h 1
G '
S 1 + 3 0 , v o r 2
G '
S 1 + 3 0 , n a c h 2
G '
S 1 + 4 0 , v o r 1
G '
S 1 + 4 0 , n a c h 1
G '
S 1 + 4 0 , v o r 2
G '
S 1 + 4 0 , n a c h 2
G '
S 1 + 1 0 , v o r 4
G '
S 1 + 1 0 , n a c h 4
G '
Fermentationsverlauf von Schweinefleisch
74
Abb. 63: G’(f) und G’’(f) nach der Fermentation der Bräte in Abhängigkeit vom Fettgehalt
Der Speichermodul G’ nimmt bei allen Proben aufgrund der Säuredenaturation zu). Der
Speichermodul G’ der Probe S1+40 weist nach der Fermentation sogar noch niedrigere Le-
vel auf als der Standardansatz S1 vor der Fermentation (Abb. 62).
Die Abb. 63 indiziert eine Dominanz der Festkörpereigenschaften im lvB aller Ansätze nach
der Fermentation. Für jeden Ansatz werden sowohl vor als auch nach der Fermentation Dis-
persionsstrukturen auf Partikelbasis nachgewiesen (Abb. 62 und Abb. 63).
6.3.7. Reproduzierbarkeit der Ergebnisse
Anhand einer anderen Grundgesamtheit der verwendeten Rohstoffe wurden Einzelmessun-
gen durchgeführt. Diese Einzelmessungen mit den gleichen Mischungsansätzen wie in Kap.
6.3. bestätigen die Ergebnisse der hier durchgeführten Untersuchungen. Der pH-Verlauf in
Abhängigkeit vom Fettgehalt zeigt ähnliche Charakteristika wie in Kap. 6.3. Die Verläufe von
Speichermodul (Abb. 64) und Verlustfaktor (Abb. 65) in Abhängigkeit vom Fettgehalt sind
sehr ähnlich. Die jeweiligen Strukturbildungsgeschwindigkeiten nehmen in den Bereichen A,
B, C und D mit zunehmendem Fettgehalt ab. Die Ausbildung eines schnittfesten Partikelgels
nach der Fermentation wird auch hier ab S8-Gehalten von 30 % und mehr verhindert.
Abb. 64: G’(t) während der Fermentation der zweiten Serie in Abhängigkeit vom Fettgehalt
1 0 3
1 0 4
1 0 5
P a
G '
G ''
0 ,0 1 0 ,1 1 1 0 1 0 0
H z
F r e q u e n z f
S 1 , n a c h 1
G '
G ''
S 1 , n a c h 2
G '
G ''
S 1 + 1 0 , n a c h 1
G '
G ''
S 1 + 1 0 , n a c h 2
G '
G ''
S 1 + 1 0 , n a c h 3
G '
G ''
S 1 + 2 0 , n a c h 1
G '
G ''
S 1 + 2 0 , n a c h 2
G '
G ''
S 1 + 3 0 , n a c h 1
G '
G ''
S 1 + 3 0 , n a c h 2
G '
G ''
S 1 + 4 0 , n a c h 1
G '
G ''
S 1 + 4 0 , n a c h 2
G '
G ''
S 1 + 1 0 , n a c h 4
G '
G ''
0
5000
10000
15000
20000
25000
30000
35000
40000
45000
50000
0 100 200 300 400 500 600 700 800 900 1000 1100 1200
Zeit in min
Speichermodul G' [Pa]
2_S1
2_S1+10
2_S1+20
2_S1+30
2_S1+40
Fermentationsverlauf von Schweinefleisch
75
Abb. 65: tan (t) während der Fermentation der zweiten Serie in Abhängigkeit vom Fettgehalt
6.4. Einfluss von Ca-Lactat auf den Fermentationsverlauf
Die nachfolgenden Untersuchungen dienen dazu, den Einfluss des Säureregulators Ca-
Lactat auf die ablaufenden Strukturbildungsvorgänge bei der Fermentation von Schweine-
fleisch zu untersuchen. [156]
6.4.1. Charakterisierung des pH-Wert-Verlaufes in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-
Gehalt
Die folgende Abb. 66 zeigt die pH-Wert-Verläufe während der Fermentation von Schweine-
fleisch in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt. Bei jeder Probe schließt sich an eine Adap-
tionsphase eine kontinuierliche Säuerungsphase an.
Abb. 66: pH-Wert-Verlauf während der Fermentation in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt
6.4.1.1. Fermentationszeiten bis pH 5 in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt
Die folgende Tab. 15 und die Abb. 67 zeigen die Fermentationszeiten bei verschiedenen Ca-
Lactat-Konzentrationen bis zum Erreichen eines pH-Wertes von 5,0.
0,1
0,15
0,2
0,25
0 100 200 300 400 500 600 700 800 900 1000 1100 1200
Zeit [min]
Verlustfaktor tangens delta
2_S1
2_S1+10
2_S1+20
2_S1+30
2_S1+40
4,9
5
5,1
5,2
5,3
5,4
5,5
5,6
0 200 400 600 800 1000 1200 1400
Zeit [min]
pH
0%_a
0%_b
1%_a
1%_b
0,5%_a
0,5%_b
0,5%_c
0,5%_d
Fermentationsverlauf von Schweinefleisch
76
Tab. 15: Fermentationszeiten bis pH 5,0 in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt
Die Fermentationszeit bis zum Erreichen eines pH-Wertes von 5,0 ist bei 1 % Ca-Lactat um
bis zu 3,5 h länger als bei dem Ansatz ohne Ca-Lactat-Zugabe. Bei 0,5 % Ca-Lactat-Zugabe
schwanken die Fermentationszeiten recht stark. Diese Proben nehmen eine Zwischenstel-
lung zwischen den Ansätzen mit 1 % und 0 % Ca-Lactat-Gehalt ein.
Abb. 67: Dauer der Fermentation bis pH 5,0 in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt
6.4.1.2. Startlevel der pH-Werte in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt
Die Startlevel der pH-Werte bei der Fermentation der Ansätze mit unterschiedlichen Mengen
an zugesetztem Ca-Lactat sind in Tab. 16 dargestellt.
Tab. 16: Startlevel der pH-Werte der verschiedenen Ansätze zu Beginn der Fermentation
Ca-Lactat Konz.
pH
0 %
a) 5,56
b) 5,57
0,5 %
a) 5,46
b) 5,52
d) 5,47
c) 5,51
1 %
a) 5,51
b) 5,52
Die höchsten pH-Werte (pH: 5,56 … 5,57) beim Start der Fermentation liegen bei dem An-
satz ohne Calciumlactat-Zugabe vor (Tab. 16 und Abb. 66).
Die Zugabe von Ca-Lactat bewirkt tendenziell eine Absenkung des Brät pH-Wertes zu Be-
ginn der Fermentation. Sowohl bei 1 %_a und 1%_b als auch bei 0,5%_b und 0,5%_c liegt
der pH-Wert bei 5,51 … 5,52. Die Proben 0,5%_a und 0,5%_d zeigen mit noch niedrigeren
pH-Werten von 5,46 … 5,47 das große Ereignisfeld auf.
800
850
900
950
1000
1050
1100
1150
1200
1250
1300
1350
1400
0%_a
0%_b
MW 0%
0,5%_a
0,5%_b
0,5%_c
0,5%_d
MW 0,5%
1%_a
1%_b
MW 1%
Zeit [min]
Probe Zeit [min] MAW
MW 0 % 1074 6
MW 0,5 % 1059 67
MW 1 % 1248 2
Fermentationsverlauf von Schweinefleisch
77
Dementsprechend sind auch 0,5 %_a und 0,5 %_d nach 984 … 1000 min bei einem pH-
Wert von 5,0 und 0,5 %_b und 0,5 %_c erst nach 1104 … 1148 min bei einem pH-Wert von
5,0 und damit bis zu 164 min später als die Ansätze 0,5 %_a und 0,5 %_d. (Abb. 66)
Die großen Schwankungen in den Startleveln der pH-Werte bei 0,5 % Ca-Lactat-Zusatz sind
offenbar auf eine nicht zu determinierende Pufferwirkung der zugesetzten Calcium- und Lac-
tationen zurückzuführen.
6.4.1.3. Adaptionsphase in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt
In Tab. 17 ist die ermittelte Dauer der Adaptionsphase für die einzelnen Ansätze dargestellt.
Tab. 17: Ermittelte Dauer der Adaptionsphasen
Tendenziell ist durch eine steigende Ca-Lactat-Zugabe eine Verlängerung der Adaptionszeit
zu erkennen. Diese ist bei Betrachtung der Proben mit 1 % Ca-Lactat-Zusatz am deutlich-
sten zu erkennen.
Bei den Ansätzen mit 0,5 % Ca-Lactat ist keine eindeutige Tendenz bezüglich der Dauer der
Adaptionsphase zu erkennen. Die Ansätze 0,5 %_b und 0,5 %_c zeigen im Vergleich zu den
Standardansätzen (0 % Ca-Lactat) eine Verlängerung der Adaptionsphase von 146 bis 388
min (Tab. 17). Die Ansätze 0,5 %_b und 0,5 %_c liegen jedoch mit ihren pH-Werten zu Be-
ginn der Fermentation um 0,05 … 0,06 pH-Einheiten niedriger als die Ansätze ohne Zusatz
von Ca-Lactat, d.h. hier scheint der Zusatz von Ca-Lactat die zugesetzten Starterkulturen
zunächst am Stoffwechsel zu behindern.
Die Ansätze 0,5 %_a und 0,5 %_d zeigen ein anderes Verhalten in der Adaptionsphase auf.
Hier ist die Dauer der Adaptionsphase nicht deutlich länger als bei den Ansätzen ohne Zu-
gabe von Ca-Lactat (bis auf Ansatz 0%_b), jedoch um 120 ... 150 min kürzer als bei den
Ansätzen 0,5%_b und 0,5%_c. Der pH-Wert zu Beginn der Fermentation liegt bei 0,5%_a
und 0,5%_d jedoch mit 5,46 und 5,47 niedriger als bei den 0 % Ansätzen mit 5,56 und 5,57.
Das hat entsprechend zur Folge, dass die Ansätze 0,5 %_a und 0,5 %_d kürzere Fermenta-
tionszeiten haben als 0,5 %_b und 0,5 %_c und als die Ansätze mit 0 % und 1 % Ca-Lactat-
Zugabe. Dies ist jedoch hauptsächlich durch den niedrigeren pH-Wert zu Beginn der Fer-
mentation bei den Ansätzen 0,5 %_a und 0,5 %_d verursacht. Die großen Unterschiede in
der Dauer der Adaptionsphasen bei 0,5 % Ca-Lactat werden offenbar durch eine Pufferwir-
kung verursacht.
6.4.1.4. Säuerungsgeschwindigkeiten in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt
Die Säuerungsgeschwindigkeit in der kontinuierlichen Säuerungsphase ist bei allen Ansät-
zen ähnlich. Das Verlassen der Adaptionsphase und damit die Säuerungsgeschwindigkeit zu
Ca-Lactat Konz.
0 % a) 444 b) 232
0,5 % a) 470 b) 590
d) 466 c) 620
1 % a) 650 b) 652
Dauer der Adaptionsphase [min]
Fermentationsverlauf von Schweinefleisch
78
Beginn der Säuerungsphase ist von Ansatz zu Ansatz unterschiedlich und scheint keiner
Gesetzmäßigkeit zu folgen (Abb. 66).
6.4.2. Verlustfaktor im Timesweep in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt
Die folgende Abb. 68 zeigt den Verlauf der Verlustfaktoren bei der Fermentation von
Schweinefleischbrät mit unterschiedlichen Ca-Lactat-Gehalten im Timesweep.
Abb. 68: tan im Timesweep der Fermentation bis pH 5,0 in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt
Es sind keine deutlichen Unterschiede zwischen den Leveln der Verlustfaktoren in Abängig-
keit vom Ca-Lactat-Gehalt zu erkennen und es liegen im lvB für alle Ansätze dominante
Festkörpereigenschaften vor, da tan < 1 ist. Die prinzipiellen Verläufe der Verlustfaktoren
tan im Timesweep der Fermentation sind denen aus Kap. 6.2. und 6.3. ähnlich.
6.4.3. Speichermodul im Timesweep in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt
Die Abb. 69 zeigt den Verlauf der Speichermodule G’ bei der Fermentation von Schweine-
fleischbrät mit unterschiedlichen Ca-Lactat-Gehalten im Timesweep.
Abb. 69: G’(t) während der Fermentation bis pH 5,0 in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt
0,13
0,14
0,15
0,16
0,17
0,18
0,19
0 200 400 600 800 1000 1200 1400
Zeit [m in]
Verlustfaktor tan (delta)
1% _a
1% _b
0% _a
0% _b
0,5% _a
0,5% _b
0,5% _c
0,5% _d
0,00E+00
1,00E+04
2,00E+04
3,00E+04
4,00E+04
5,00E+04
6,00E+04
7,00E+04
0 200 400 600 800 1000 1200 1400
Zeit [m in]
Speichermodul G' [Pa]
1% _a
1% _b
0% _a
0% _b
0,5% _a
0,5% _b
0,5% _c
0,5% _d
Fermentationsverlauf von Schweinefleisch
79
Die prinzipiellen Verläufe der Speichermodule G’ im Timesweep der Fermentation sind de-
nen aus Kap. 6.2. und 6.3. ähnlich. In folgender Tab. 18 sind absoluten Werte des Spei-
chermoduls G’ zum Anfang und zum Ende der Fermentation aufgeführt
Tab. 18: G’ zum Anfang und zum Ende der Fermentation in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt
Der Zusatz von Ca-Lactat beeinflusst die Werte der Speichermodule zu Fermentationsbe-
ginn nicht.
Die Abb. 70 zeigt den Speichermodul G’ zu Fermentationsende bei einem pH-Wert von 5,0.
Abb. 70: Speichermodul G’ am Ende der Fermentation bei einem pH-Wert von 5,0
Man kann feststellen, dass durch eine Ca-Lactat-Zugabe zum Fleischbrät die G’-Werte zum
Fermentationsende gesenkt werden. Ohne die Zugabe von Ca-Lactat werden die höchsten
absoluten Werte des Speichermoduls G’ erreicht. Durch die Zugabe von 1 % Ca-Lactat wer-
den diese Werte leicht gesenkt. Die Zugabe von nur 0,5 % Ca-Lactat zeigt kein eindeutiges
Erscheinungsbild. Die Ansätze 0,5 %_b und 0,5 %_c liegen etwa auf einem Level mit den
Werten der Ansätze mit 1 % Ca-Lactat-Zusatz. Durch die Ansätze 0,5 %_a und 0,5 %_d, die
weitaus niedrigere Werte des Speichermoduls G’ aufweisen als alle anderen Ansätze, wird
die entsprechende Spannweite bei 0,5 % Ca-Lactat-Zusatz sehr groß. Der prinzipielle Ein-
fluss von Ca-Lactat wird durch die Proben mit einem Zusatz von 1 % deutlich. Die großen
Schwankungen der Proben mit einem Zusatz von 0,5 % Ca-Lactat sind vermutlich auf nicht
determinierbare, konzentrationsabhängige Pufferwirkungen zurückzuführen.
Die Fermentationszeit bis zum Erreichen eines pH von 5,0 ist bei einem Zusatz von 1 % Ca-
Lactat um bis zu 3,5 h länger als bei dem Ansatz ohne Calciumlactat-Zugabe (Tab. 15 und
Abb. 66). Resultat ist jedoch nicht ein höherer Speichermodul G’. Ursache hierfür ist offenbar
die hohe Ca-Lactat-Zugabe bzw. die Anwesenheit einer größeren Menge von Ca2+-Ionen die
30000
40000
50000
0% a
0% b
0% MW
1% a
1% b
1% MW
0,5% a
0,5% b
0,5% c
0,5% d
0,5% MW
Speichermodul G' [Pa]
G' [Pa] G' [Pa]
Probe Anfang MAW Ende MAW
0 % MW 11836 132 54512 755
0,5 % MW 11648 207 46991 4588
1 % MW 11979 295 51513 1000
Fermentationsverlauf von Schweinefleisch
80
aus dem Milchsäuresalz durch Dissoziation im Fleischbrät vorliegen. Ca2+-Ionen scheinen
die Ausbildung von interpartikulären „Haftzonen“ in diesem Proteingel eher zu behindern.
Ca2+-Ionen setzen das Wasserbindungsvermögen und damit auch die Quellfähigkeit der
Fleischproteine herab [46-48]. Dies hat zur Folge, dass interpartikuläre Wechselwirkungen
geringer werden und geringere Festkörpereigenschaften beim ausgebildeten Partikelgel
nach der Fermentation resultieren.
Weiterhin ist zu beobachten, dass die Ansätze 0,5 %_a und 0,5 %_d niedrigere Level des
Speichermoduls G’ nach der Fermentation bei einem pH-Wert von 5,0 aufweisen als dies bei
den Ansätzen 0,5 %_b und 0,5 %_c der Fall ist (Abb. 70). Ursache könnten hier die kürzeren
Fermentationszeiten sein, da eine geordnete Netzwerksorganisation und somit höhere Fes-
tigkeiten (in Form des elastischen Anteils G’ der Probe) identischer Proben eher durch länge-
re Fermentationszeiten verursacht werden.
6.4.4. Strukturbildungsgeschwindigkeiten der Bereiche A, B, C und D in Abhängigkeit
vom Ca-Lactat-Gehalt
Aufgrund des charakteristischen Verlaufes der Parameter der Timesweep-Messungen bei
der Fermentation wurde die Einteilung des Fermentationsverlaufes anhand des Speichermo-
duls G’ in die Bereiche A, B, C und D und die Ableitung der jeweiligen Strukturbildungsge-
schwindigkeiten analog nach dem in Abb. 33 dargestellten Prinzip durchgeführt und disku-
tiert.
Bereiche A und B in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt:
Bereich A: In der folgenden Abb. 71 sind die Strukturbildungsgeschwindigkeiten für den
Bereich A in Abhängigkeit von der Ca-Lactat-Konzentration dargestellt.
Abb. 71: Strukturbildungsgeschwindigkeit in Bereich A in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt
Die Zugabe von Ca-Lactat zum Fleischbrät führt zu einer leichten Herabsetzung der Struk-
turbildungsgeschwindigkeit in Bereich A des Fermentationsverlaufs in der Adaptionsphase.
Die stärksten Schwankungen liegen hier wieder bei 0,5 % Ca-Lactat-Zusatz vor. Wieder
kann man den prinzipiellen Trend nur bei Vergleich von 1 % mit 0 % erkennen. Die Ansätze
Bereich A
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
0% a
0% b
0% MW
1% a
1% b
1% MW
0,5% a
0,5% b
0,5% c
0,5% d
0,5% MW
Strukturbildungsgeschwindigkeit [Pa/min]
Fermentationsverlauf von Schweinefleisch
81
mit 0,5 % Ca-Lactat-Zusatz nehmen durch ihr nicht eindeutiges Verhalten wieder eine Art
Zwischenstellung zwischen 0 % und 1 % ein, wobei die Strukturbildungsgeschwindigkeiten
der 0,5 % Ansätze näher bei den 1 % Ansätzen als bei den 0 % Ansätzen liegen.
Bereich B: In der folgenden Abb. 72 sind die Strukturbildungsgeschwindigkeiten in der
Adaptionsphase des Bereiches B dargestellt.
Abb. 72: Strukturbildungsgeschwindigkeit in Bereich B in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt
Auch hier ist die Tendenz zu beobachten, dass die Zugabe von Ca-Lactat eine geringere
Strukturbildungsgeschwindigkeit zur Folge hat.
Durch das Ca-Lactat werden offenbar die Löse- und Quellvorgänge der Fleischproteine, d. h.
die Immobilisierung des Wassers durch den Einsalzeffekt behindert bzw. vermindert. Das
dreidimensionale Proteinnetzwerk, welches durch Einsalzeffekt-bedingte Quell- und Löse-
vorgänge gebildet wird, kann sich aufgrund der Ca-Lactat-Zugabe nicht in dem Maße ausbil-
den, wie es ohne Ca-Lactat Zugabe der Fall ist. Ca2+-Ionen könnten Interaktionen mit den
Carboxylionen zweier Proteinfäden eingehen, diese näher zusammenlagern und somit die
durch den Einsalzeffekt bedingte Auffaltung durch Immobilisierung von Wasser im Netzwerk
verhindern bzw. abschwächen. Dies könnte dann zu einer Abschwächung bzw. Verminde-
rung auch interpartikulärer Wechselwirkungen führen. Die Zugabe von Ca-Lactat setzt das
Wasserbindungsvermögen, in diesem Falle also das Quellvermögen, herab. Dies ist insbe-
sondere durch die höhere Konzentration an Ca2+-Ionen bedingt. Die Herabsetzung des Was-
serbindungsvermögens durch zweiwertige Kationen wurde auch schon von Hamm festges-
tellt [46].
In Tab. 19 sind die Mittelwerte der Strukturbildungsgeschwindigkeiten der Bereiche A und B
in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt dargestellt.
Tab. 19: Strukturbildungsgeschwindigkeiten der Bereiche A und B in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt
Bereich B
11
11,5
12
12,5
13
13,5
14
14,5
15
0% a
0% b
0% MW
1% a
1% b
1% MW
0,5% a
0,5% b
0,5% c
0,5% d
0,5% MW
Strukturbildungsgeschwindigkeit [Pa/min]
vStr [Pa/min] vStr
[Pa/min]
Probe Bereich A MAW Bereich B MAW
0 % MW 39,20 0,20 14,58 0,10
0,5 % MW 33,51 1,33 13,18 0,21
1 % MW 33,90 0,87 13,16 0,66
Fermentationsverlauf von Schweinefleisch
82
Bereiche C und D in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt:
Tab. 20 zeigt die ermittelten Strukturbildungsgeschwindigkeiten der Bereiche C und D in der
Säuerungsphase der Fermentation. Des Weiteren sind dort die dazugehörigen pH-Bereiche
für die Bereiche C und D der jeweiligen Proben dargestellt.
Tab. 20: Strukturbildungsgeschwindigkeiten der Bereiche C und D in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt
und die dazugehörigen pH-Bereiche
Die folgende Abb. 73 zeigt die Strukturbildungsgeschwindigkeiten in Bereich C in Abhängig-
keit vom Ca-Lactat-Gehalt.
Abb. 73: Strukturbildungsgeschwindigkeiten in Bereich C in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt
Bereich C: Hier beginnt die Ausbildung des schnittfesten Partikelgels durch Säuredenatura-
tion der Fleischproteine. Die Strukturbildungsgeschwindigkeiten in Bereich C sind höher als
in den Bereichen A und B. Abb. 73 zeigt deutliche Unterschiede aller Varianten zueinander.
Mit steigender Konzentration an Ca-Lactat in den Proben nehmen die jeweiligen Strukturbil-
dungsgeschwindigkeiten in diesem Bereich ab. Die Verknüpfung/ Verschlaufung/ Verhakung
der fadenförmigen Proteinmoleküle durch einsetzende Säuredenaturation wird durch die
steigende Zugabe von Ca-Lactat behindert. Ursache hierfür könnte der schwächere Quel-
lungszustand der Ca-Lactat enthaltenen Proben in Bereich A und B sein (Abb. 71 und Abb.
72). Zum Ende von Bereich C beim Übergang in den Bereich D ist die Ausbildung des
Bereich C
0
10
20
30
40
50
60
0% a
0% b
0% MW
1% a
1% b
1% MW
0,5% a
0,5% b
0,5% c
0,5% d
0,5% MW
Strukturbildungsgeschwindigkeit [Pa/min]
Bereich C Bereich D
Probe
vStr [Pa/min] MAW pH vStr [Pa/min]
MAW pH
0 % a 42,51 5,48-5,2 96,10 5,2-5,03
0 % b 48,16 5,42-5,2 105,65 5,2-5,05
0 % MW 45,34 2,83 100,88 4,77
1 % a 23,26 5,54-5,29 77,53 5,29-5,08
1 % b 24,26 5,53-5,25 76,29 5,25-5,07
1 % MW 23,76 0,50 76,91 0,62
0,5 % a 28,00 5,41-5,07 74,25 5,06-5,0
0,5 % b 31,15 5,52-5,27 91,36 5,26-5,09
0,5 % c 32,69 5,52-5,25 100,45 5,24-5,06
0,5 % d 33,02 5,41-5,13 99,62 5,12-5,0
0,5 % MW 31,21 1,64 91,42 8,61
Fermentationsverlauf von Schweinefleisch
83
schnittfesten Partikelgels weitestgehend abgeschlossen. Die folgende Tab. 21 enthält die
pH-Werte für alle Proben beim Übergang von Bereich C zu D.
Tab. 21: pH-Werte beim Übergang von Bereich C zu D in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt
Ca-Lactat Konz.
pH
0 %
a) 5,20
b) 5,20
0,5 %
a) 5,07
b) 5,27
d) 5,13
c) 5,25
1 %
a) 5,29
b) 5,25
Diese Werte könnten die pH-Werte für eine weitgehend abgeschlossene Gelbildung sein.
Die Zugabe von Ca-Lactat führt tendenziell zu einer leichten Verschiebung des „Gelbil-
dungspunktes“ zu höheren pH-Werten hin. Dabei besitzen Proben mit 0,5 % Ca-Lactat-
Zusatz ein sehr großes Ereignisfeld, da es bei geringerer Ca-Lactat-Zugabe zu nicht genau
determinierbaren Interaktionen mit anderen Zusatzstoffen, wie z.B. Ascorbinsäure oder Na-
triumacetat, kommen könnte.
Bereich D: In der folgenden Abb. 74 sind die Strukturbildungsgeschwindigkeiten in Bereich
D in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt dargestellt.
Abb. 74: Strukturbildungsgeschwindigkeiten in Bereich D in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt
Auch in Bereich D bewirkt eine Ca-Lactat-Zugabe eine Verringerung der Strukturbildungsge-
schwindigkeit. Der Unterschied von 0 % zu 1 % ist hier am stärksten ausgeprägt. Die Unter-
schiede von 0 % zu 0,5 % sind allerdings nicht deutlich ausgeprägt, da die Ansätze 0,5 %_b
und 0,5 %_c durchaus hohe Strukturbildungsgeschwindigkeiten aufweisen. Durch den An-
satz 0,5 %_a (sehr geringe Strukturbildungsgeschwindigkeit im Vergleich zu den anderen
Ansätzen b, c, d) ist der Unterschied zu den Proben mit 1 % Ca-Lactat-Zugabe nur sehr ge-
ring. Auch hier wird das sehr große Ereignisfeld der Ansätze mit 0,5 % Ca-Lactat-Zugabe im
Wesentlichen durch 0,5 %_a verursacht. Die Ansätze mit einem Zusatz von 0,5 % Ca-Lactat
nehmen eine Art Zwischenstellung ein.
Die Zugabe von Ca-Lactat (Abb. 74) scheint die durch den pH-Wert-Abfall bedingte Protein-
denaturierung und damit Verknüpfung/ Verhakung/ Verschlaufung der fadenförmigen Pro-
Bereich D
0
20
40
60
80
100
120
0% a
0% b
0% MW
1% a
1% b
1% MW
0,5% a
0,5% b
0,5% c
0,5% d
0,5% MW
Strukturbildungsgeschwindigkeit [Pa/min]
Fermentationsverlauf von Schweinefleisch
84
teine bzw. der myofibrillären Proteine zu behindern und nach einem anderen Strukturie-
rungsmechanismus ablaufen zu lassen. Dies ist am deutlichsten bei beiden Ansätzen mit 1
% Ca-Lactat-Zusatz gegenüber den Ansätzen ohne Zusatz von Ca-Lactat zu erkennen.
Die Ansätze mit 0,5 % Ca-Lactat-Zusatz zeigen weniger deutliche Trends und weisen ein
sehr großes Ereignisfeld des komplexen Systems Fleisch auf. Bei niedrigeren Konzentratio-
nen wie 0,5 % ist der offenbar störende Effekt des Ca-Lactats auf ablaufende Strukturie-
rungsvorgänge sehr indifferent ausgeprägt.
Offenbar sind die zugeführten Ca2+-Ionen störender Hauptfaktor bezüglich ablaufender
Strukturierungen.
6.4.5. Amplitudensweep in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt
6.4.5.1. Amplitudensweep-Messungen vor der Fermentation (Ca-Lactat)
Die Abb. 129 im Anhang zeigt den Verlauf tan () vor der Fermentation in Abhängigkeit
vom Ca-Lactat-Gehalt. Die Verläufe der Verlustfaktorkurven unterscheiden sich vor der Fer-
mentation sowohl im als auch außerhalb des lvB nicht deutlich voneinander. Alle Ansätze
besitzen vor der Fermentation außerhalb des lvB Fließeigenschaften, da bei allen Proben bei
Deformationen > 0,3 der tan > 1 ist.
Die Abb. 130 im Anhang zeigt den Verlauf der G’ () vor der Fermentation in Abhängigkeit
vom Ca-Lactat-Gehalt. Es zeigen sich keine deutlichen Einflüsse der Ca-Lactat-
Konzentration auf den Verlauf des Speichermoduls im Amplitudensweep vor der Fermentati-
on.
Die Abb. 131 im Anhang zeigt den Verlauf G’’ () vor der Fermentation in Abhängigkeit vom
Ca-Lactat-Gehalt. Es zeigt sich für alle Ansätze folgendes typisches Erscheinungsbild:
Im lvB liegt nahezu keine Änderung des Verlustmoduls in Abhängigkeit von der Deformation
vor. Ab einer Deformation von 0,008 nehmen die Verlustmodule zu und bilden einen charak-
teristischen Peak aus (G’’max bei 0,03). Dieser ist offenbar nicht von der Ca-Lactat Kon-
zentration abhängig, d.h. die Größe des Peaks folgt keiner Gesetzmäßigkeit. Es liegt eine
Struktur in der Struktur vor. Daher muss vor dem endgültigen Zusammenbrechen der inter-
nen Struktur ein erhöhter Anteil an Deformationsenergie als „Strukturveränderungsarbeit“
verbraucht werden. Der Verlustmodul G’’ entspricht der verlorenen, dissipierten Deforma-
tionsenergie. Das Verhalten der Bräte im Amplitudensweep vor der Fermentation ist prinzipi-
ell mit dem bereits in den Kap. 6.2.7. und 6.3.5.1. diskutierten Verhalten vergleichbar.
6.4.5.2. Amplitudensweep nach der Fermentation (Ca-Lactat)
Die Abb. 132 im Anhang zeigt den Verlauf G’ () nach der Fermentation in Abhängigkeit vom
Ca-Lactat-Gehalt. Die höchsten Level G’ im lvB liegen bei den Proben ohne Zusatz von Ca-
Lactat vor. Beim Verlassen des lvB unterscheiden sich die Proben nicht mehr deutlich vonei-
nander.
Die Abb. 133 im Anhang zeigt den Verlauf G’’ () nach der Fermentation in Abhängigkeit vom
Ca-Lactat-Gehalt.
Fermentationsverlauf von Schweinefleisch
85
Das höchste Level G’’ im lvB liegt bei den Proben ohne Zusatz von Ca-Lactat vor. Mit einer
Ca-Lactat-Zugabe sinken die entsprechenden Level, wobei die Ansätze mit 0,5 % Ca-Lactat
das größte Ereignisfeld aufweisen und sich nicht deutlich von den Ansätzen mit 1 % Ca-
Lactat unterscheiden. Beim Verlassen des lvB unterscheiden sich die Proben nicht mehr
deutlich voneinander. Der charakteristische Peak, der bei den mit Zutaten versetzten Bräten
vor der Fermentation immer auftritt, ist nach der Fermentation analog Kap. 6.3.5.2. nicht
mehr vorhanden. Das in den Hohlräumen immobilisierte Wasser ist nun fester eingeschlos-
sen und nicht mehr über Wasserstoffbrückenbindungen permanenter Dipole als so genannte
Schmierschicht und Abstandshalter zwischen den Proteinmolekülen immobilisiert. Es kommt
zu einem Sprödbruch großer Aggregate, d. h. zu einem Bruch an der Sollbruchstelle, die
dann ohne Zusammenhang sind. Außerhab des lvB kommt es zu einem generellen Struktur-
bruch (0,01 < < 0,1).
Die Abb. 134 im Anhang zeigt den Verlauf tan () nach der Fermentation in Abhängigkeit
vom Ca-Lactat-Gehalt. Die Verlustfaktoren unterscheiden sich über den gesamten Messbe-
reich in Abhängigkeit von der Ca-Lactat-Konzentration nicht deutlich voneinander. Bei allen
Ansätzen liegen über den gesamten Messbereich dominant Festkörpereigenschaften vor.
Auch bei Deformationen außerhalb des lvB bleibt die Dominanz der elastischen Eigenschaf-
ten, d. h. der Festkörpereigenschaften, erhalten, da tan < 1 ist. Bei allen Ansätzen hat sich
durch die Fermentation – unabhängig von der Calciumlactat-Konzentration – ein Partikelgel
ausgebildet. Das diskutierte Verhalten der Bräte im Amplitudensweep nach der Fermentation
ist mit dem Verhalten der Standardansätze aus Kap. 6.3.5.2. vergleichbar.
6.4.6. Frequenzsweep in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt
6.4.6.1. Frequenzsweep-Messung vor der Fermentation (Ca-Lactat)
Die Abb. 135 im Anhang zeigt den Verlauf G’ (f) und G’’ (f) vor der Fermentation in Abhän-
gigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt. Betrachtet man die Verlustmodule vor der Fermentation) so
kann man feststellen, dass vor der Fermentation bei Frequenzen f < 0,3 Hz der Verlustmodul
zunimmt. Dies ist auf den analog zu den in Kap. 6.2.8. und 6.3.6.1. diskutierten Strukturie-
rungsmechanismus aufgrund des Einsalzeffektes zurückzuführen. Bei den Bräten vor der
Fermentation liegen im lvB dominante Festkörpereigenschaften vor, da G’ > G’’ ist. Die linea-
re Abnahme des Speichermoduls sowie die „Schüsselbildung“ der G’’-Kurve im doppelt-log.
Diagramm ist typisch für ein disperses Partikelsystem. Vor der Fermentation gibt es keinen
Einfluss der Ca-Lactat-Konzentration auf die Parameter des Frequenzsweeps.
6.4.6.2. Frequenzsweep-Messung nach der Fermentation (Ca-Lactat)
Die Abb. 136 im Anhang zeigt den Verlauf G’ (f) und G’’ (f) nach der Fermentation in Abhän-
gigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt.Es liegt bei allen Proben nach der Fermentation im lvB eine
Dominanz der Festkörpereigenschaften vor, da G’ > G’’ ist. Man kann feststellen, dass die
Ansätze ohne Ca-Lactat die höchsten Level G’ aufweisen. Mit zunehmender Ca-Lactat-
Konzentration nehmen die Level ab, wobei sich die Ansätze mit 1 % Ca-Lactat nicht sehr
Fermentationsverlauf von Schweinefleisch
86
deutlich von den Ansätzen mit 0,5 % Ca-Lactat unterscheiden. Es haben sich Partikelgele
ausgebildet. Nach der Fermentation nehmen die Verlustmodule nicht mehr bei Frequenzen
f < 0,3 Hz zu (Abb. 135 im Anhang), sondern ab. Die sog. „Schüssel“ der Verlustmodulkurve
verschiebt sich also in Richtung kleinerer Frequenzen im Frequenzband und der Speicher-
modul steigt mit zunehmender Frequenz im doppelt-log. Maßstab an. Aufgrund dieses cha-
rakteristischen Verhaltens im Frequenzsweep können die Bräte nach der Fermentation als
disperse Systeme auf Partikelbasis charakterisiert werden. Sie werden daher als schnittfeste
Partikelgele bezeichnet. Es liegen analoge Strukturierungsmechanismen wie bereits in Kap.
6.2.8. und 6.3.6.2. diskutiert vor. Der Vernetzungsgrad der Proteinmoleküle nimmt zu und die
molekulare Flexibilität nimmt ab.
Der bereits in den Kapiteln 6.2.8. und 6.3.6.2. diskutierte Strukturierungsmechanismus der
Standardansätze wird wiedergefunden.
6.4.7. Zusammenfassende Wertung Ca-Lactat-Untersuchungen
Bei der Fermentation bilden sich – unabhängig von der Ca-Lactat-Konzentration – schnittfes-
te Partikelgele aus. Es wurden die Strukturierungszustände der Proben vor und nach der
Fermentation mittels Amplituden- und Frequenzsweepmessungen charakterisiert. Der prinzi-
pielle Strukturierungszustand der Proben vor und nach der Fermentation wird bis auf die
Level der Parameter der Oszillationsmessungen nicht durch Ca-Lactat beeinflusst. Bei allen
Proben werden vor und nach der Fermentation Dispersionsstrukturen auf Partikelbasis de-
tektiert. Demnach bildeten sich aus Partikel-Systemen durch Fermentation Partikel-Gel-
Systeme aus. Das zugesetzte Ca-Lactat beeinflusst die gesamte Fermentationsdauer bis
zum Erreichen eines End-pH-Wertes von 5,0 vor allem durch die Verlängerung der Adap-
tionsphase. Die Ansätze 0,5 %_a und 0,5 %_d stellen mit deutlich kürzeren Fermentations-
zeiten bzw. Adaptionsphasen (aufgrund niedrigerer pH-Ausgangslevel) das große Ereignis-
feld für die Proben mit 0,5 % Ca-Lactat dar. Die Geschwindigkeit des pH-Abfalls in der konti-
nuierlichen Säuerungsphase wird durch Ca-Lactat nicht beeinflusst. Durch Ca-Lactat werden
im Wesentlichen die Strukturbildungsgeschwindigkeiten herabgesetzt. Das hat zur Folge,
dass zum Ende des Fermentationsprozesses die Proben mit Ca-Lactat zwar schnittfeste
Partikelgele ausbilden, jedoch nicht so hohe Festkörpereigenschaften aufweisen wie die
Proben ohne Ca-Lactat.
In der Adaptionsphase, d.h. in den Bereichen A und B bewirkt Ca-Lactat eine Herabsetzung
der Strukturbildungsgeschwindigkeit. Das bedeutet, dass durch Ca-Lactat die Quellfähigkeit
der Fleischproteine herabgesetzt wird. Die Ausbildung interpartikulärer Wechselwirkungen
durch den Einsalzeffekt wird somit vermindert bzw. gestört. Trotz kaum unterschiedlicher
Säuerungsgeschwindigkeiten in der kontinuierlichen Säuerungsphase der Fermentation ist
die Strukturbildungsgeschwindigkeit mit zunehmender Ca-Lactat-Konzentration sowohl in
Bereich C (Abb. 73) als auch in Bereich D (Abb. 74) deutlich verringert. Diese geringeren
Strukturbildungsgeschwindigkeiten verursachen somit niedrigere Endlevel G’ im Vergleich
zum Standardansatz.
Fermentationsverlauf von Schweinefleisch
87
Die Ansätze mit 0,5 % Ca-Lactat stellen ein großes Ereignisfeld des sehr komplexen Sys-
tems Fleischbrät dar. Bei niedrigeren Konzentrationen wie 0,5 % ist der offenbar störende
Effekt des Ca-Lactats auf ablaufende Strukturierungsvorgänge sehr indifferent ausgeprägt.
Bei einer Zugabe von 1 % Ca-Lactat zum Fleischbrät sind die störenden Effekte hinsichtlich
der Strukturbildung sehr deutlich. Offenbar sind die zugeführten Ca2+-Ionen störender Haupt-
faktor bezüglich ablaufender Strukturierungen. Eine mögliche Ursache könnten hier Wech-
selwirkungen der Proteine und des Wassers mit den Ca2+-Ionen sowie Wechselwirkungsef-
fekte mit den Na+- und Cl-_Ionen des Kochsalzes mit den eingebrachten Ca2+-Ionen sein.
Strukturbildung Karpfenfermentation
88
7. Strukturbildung Karpfenfermentation
In dieser Versuchsserie wurden die Filets von zweijährigen Karpfen (K2) und dreijährigen
Karpfen (K3) hinsichtlich ihrer Strukturbildungscharakteristika bei der Fermentation unter-
sucht.
7.1. Chemisch-physikalische Kennwerte Karpfen
Trockensubstanzgehalt
Die TS-Gehalte zeigt die folgende Tab. 22 zeigt die TS-Gehalte der untersuchten Proben K3
und K2. Die TS-Gehalte der Proben liegen zwischen 24 % und 32 %.
Tab. 22: Trockensubstanzgehalte der untersuchten Karpfenproben
Zwischen den Einzelproben K3 und K2 liegt ein großes Ereignisfeld vor, welches durch na-
türliche Rohstoffschwankungen verursacht wird. Aufgrund der geringen Probenanzahl kön-
nen keine prinzipiellen Unterschiede festgestellt werden.
Die Proben K3_a, K3_b, K2_c, K2_d und K2_e waren beim Vermischen mit den Zutaten
leicht fettig. Diese Proben hatten mitunter höhere TS-Gehalte, was ein Hinweis auf höhere
Fettgehalte in diesen Proben sein könnte. Durchgeführte Fettgehaltsanalysen (Ultra X) zeig-
ten keine reproduzierbaren Ergebnisse.
pH-Werte der Rohbräte
Die folgende Tab. 23 zeigt die pH-Werte der Proben aus K3 und K2.
Tab. 23: pH-Werte der Rohbräte aus K3 und K2
Die pH-Werte der Rohbräte aus K3 und K2 sind recht ähnlich. Unterschiede können natürli-
chen Schwankungen zugeordnet werden.
Probe MW MAW Probe MW MAW
K3_a 32,67 0,92 K2_a 25,11 0,22
K3_b 29,12 0,77 K2_b 23,85 0,28
K3_c 24,55 0,15 K2_c 26,91 0,28
K3_d 26,46 0,24 K2_d 26,23 0,22
K3_e 24,28 0,16 K2_e 25,31 0,17
MW K3 27,42 3,51 MW K2 25,48 1,17
MW K3/K2 26,45 2,67
MAW bzw. MAW bzw.
Probe MW Stabw Probe MW Stabw
K3_a 6,24 0,00 K2_a 6,38 0,01
K3_b 6,17 0,01 K2_b 6,33 0,01
K3_c 6,19 0,00 K2_c 6,31 0,00
K3_d 6,41 0,00 K2_d 6,30 0,01
K3_e 6,38 0,01 K2_e 6,43 0,00
MW K3 6,28 0,10 MW K2 6,35 0,05
MW K3/K2 6,31 0,09
Strukturbildung Karpfenfermentation
89
7.2. Charakterisierung des pH-Wert-Verlaufes von K3 und K2
In Analogie zu den Fermentationen von Rind- und Schweinefleisch wird zunächst der pH-
Wert-Verlauf charakterisiert.
7.2.1. Fermentationszeiten bis pH 5 bei Karpfen
In Abb. 75 ist der pH-Verlauf der Proben K2 und K3 während der Fermentation dargestellt.
Abb. 75: pH-Verlauf während der Fermentation der Proben K2 und K3
Die Abb. 76 zeigt die Fermentationszeiten bis zu einem pH-Wert von 5,0 für die Proben K2
und K3.
Abb. 76: Dauer der Fermentation der Proben K3 und K2 bis pH 5,0
Man kann erkennen, dass sich die prinzipiellen pH-Wert-Verläufe sowohl innerhalb der
Gruppen als auch zwischen den Gruppen kaum unterscheiden. Auch die Säuerungsge-
schwindigkeiten in der kontinuierlichen Säuerungsphase sind sehr ähnlich, d. h. es gibt keine
deutlichen Unterschiede zwischen K3 und K2. Die Fermentationszeiten bis zu einem pH-
Wert von 5,0 (Abb. 76) sind auch relativ stark schwankend innerhalb der einzelnen Gruppen
K2 und K3. Große Rohstoffschwankungen liegen vor, da bei jeder Untersuchung ein anderes
Individuum präpariert werden musste. Damit können keine deutlichen Unterschiede in den
4,9
5
5,1
5,2
5,3
5,4
5,5
5,6
5,7
5,8
5,9
6
6,1
0 200 400 600 800 1000 1200 1400
Zeit [min]
pH
K3_a
K3_b
K3_c
K3_d
K3_e
K2_a
K2_b
K2_c
K2_d
K2_e
0
200
400
600
800
1000
1200
1400
K3_a K3_b K3_c K3_d K3_e MW
K3
K2_a K2_b K2_c K2_d K2_e MW
K2
Zeit [min]
K3 K2
Strukturbildung Karpfenfermentation
90
Fermentationszeiten zwischen K3 und K2 ausgemacht werden, da sie im Mittel aufgrund der
großen Schwankungen ähnlich sind (Abb. 76).
7.2.2. Startlevel der pH-Werte Karpfen
Auch die pH-Werte zu Fermentationsbeginn sind relativ stark schwankend und es sind keine
deutlichen Unterschiede zwischen K3 (5,83 bis 5,9) und K2 (5,82 bis 5,97) auszumachen
(Abb. 77). Die Unterschiede bzw. das große Ereignisfeld in den pH-Werten innerhalb der
Gruppen K2 bzw. K3 ist auf natürliche Rohstoffschwankungen zurückzuführen.
Abb. 77 : pH-Werte zu Fermentationsbeginn der Proben K3 und K2
7.2.3. Adaptionsphasen Karpfen
Die Abb. 78 zeigt die Dauer der Adaptionsphasen für die Proben aus K3 und K2.
Abb. 78: Adaptionszeiten bei der Fermentation der Proben K3 und K2
Man kann erkennen, dass zwischen K3 und K2 keine eindeutigen Unterschiede auszuma-
chen sind. Die Schwankungen in den Adaptionszeiten innerhalb der Gruppen K3 bzw. K2
sind im Wesentlichen auf natürliche Rohstoffschwankungen zurückzuführen.
5,7
5,75
5,8
5,85
5,9
5,95
6
K3_a K3_b K3_c K3_d K3_e MW
K3
K2_a K2_b K2_c K2_d K2_e MW
K2
pH
K3 K2
200
250
300
350
400
450
500
550
600
K3_a K3_b K3_c K3_d K3_e MW
K3
K2_a K2_b K2_c K2_d K2_e MW
K2
Zeit [min]
K2
K3
Strukturbildung Karpfenfermentation
91
7.3. Speichermodulverlauf im Timesweep von K3 und K2
In Abb. 79 ist der Verlauf der Speichermodule der Proben K3 und K2 während der Fermenta-
tion dargestellt.
Abb. 79: G’(t) während der Fermentation der Proben K3 und K2 bis zu einem pH-Wert von 5,0
Vom prinzipiellen Kurvenverlauf unterscheiden sich die Proben nicht deutlich voneinander.
Innerhalb der Gruppen K3 und K2 sind die Unterschiede der Level auf die natürlichen Rohs-
toffschwankungen zurückzuführen.
Die Abb. 80 zeigt die Werte der Speichermodule G’ der Proben K3 und K2 zu Fermenta-
tionsbeginn.
Abb. 80: Speichermodul G’ zu Beginn der Fermentation der Proben K3 und K2
Die Werte der Speichermodule unterscheiden sich zu Beginn der Fermentation nicht wesent-
lich. Es kann eine leichte Tendenz zu niedrigeren Leveln G’ bei den Proben K2 ausgemacht
werden. Diese sind jedoch nicht sehr deutlich.
0
2000
4000
6000
8000
10000
12000
14000
K3_a K3_b K3_c K3_d K3_e MW
K3
K2_a K2_b K2_c K2_d K2_e MW
K2
Speichermodul G' [Pa]
K3 K2
5,00E+03
1,00E+04
1,50E+04
2,00E+04
2,50E+04
3,00E+04
3,50E+04
4,00E+04
0 200 400 600 800 1000 1200
Zeit [min]
Speichermodul G' [Pa]
K3_a
K3_b
K3_c
K3_d
K3_e
K2_a
K2_b
K2_c
K2_d
K2_e
Strukturbildung Karpfenfermentation
92
Die Abb. 81 zeigt die Level der Speichermodule für die Proben K3 und K2 zu Fermenta-
tionsende bei einem pH-Wert von 5,0.
Abb. 81: Speichermodul G’ zu Fermentationsende der Proben K3 und K2
Innerhalb der Gruppen gibt es sehr große Unterschiede in den jeweiligen Leveln. Diese
müssen auf natürliche Rohstoffschwankungen zurückgeführt werden, da jede Untersuchung
jeweils mit einer anderen Stichprobe durchgeführt wurde und somit die Proben nicht aus
einer Grundgesamtheit stammen. Es sind auch hier keine deutlichen Unterschiede zwischen
K2 und K3 erkennbar.
7.4. Verlauf des Verlustfaktors tan im Timesweep von K3 und K2
Die folgende Abb. 82 zeigt die Verläufe der Verlustfaktoren tan im Timesweep der Fermen-
tation der Proben K3 und K2.
Abb. 82: tan (t) während der Fermentation der Proben K3 und K2 bis zu einem pH-Wert von 5,0
Der prinzipielle Verlauf der Verlustfaktorkurven ist ähnlich. Für alle untersuchten Proben liegt
während der Fermentation eine Dominanz der Festkörpereigenschaften vor, da tan < 1. Es
liegen jedoch innerhalb der Gruppen K3 und K2 große Schwankungen vor.
0
5000
10000
15000
20000
25000
30000
35000
40000
45000
K3_a K3_b K3_c K3_d K3_e MW
K3
K2_a K2_b K2_c K2_d K2_e MW
K2
Speichermodul G' [Pa]
K3 K2
0,15
0,16
0,17
0,18
0,19
0,2
0 200 400 600 800 1000 1200
Zeit [min]
Verlustfaktor tan (delta)
K3_a
K3_b
K3_c
K3_d
K3_e
K2_a
K2_b
K2_c
K2_d
K2_e
Strukturbildung Karpfenfermentation
93
Der Verlauf des Verlustfaktors tan während der Fermentation ist unterschiedlich zu den
prinzipiellen Verläufen bei der Fermentation von Schweinefleisch und Rindfleisch.
7.5. Einteilung des Fermentationsverlaufes von Karpfen anhand des Verlust-
faktors tan
In der folgenden Abb. 83 und der Abb. 84 ist die prinzipielle Einteilung des Fermentationsver-
laufes von K3 und K2 anhand des Verlustfaktors tan als scharfes Trennkriterium darges-
tellt.
Abb. 83: tan und pH-Wert während der Fermentation im Timesweep der Probe K3_e und prinzipielle
Einteilung des Fermentationsprozesses in verschiedene Abschnitte anhand des Verlustfaktors tan
Abb. 84: Verlustfaktor tan und Speichermodul G’ während der Fermentation im Timesweep der Probe
K3_e und prinzipielle Einteilung des Fermentationsprozesses in verschiedene Abschnitte anhand des
Verlustfaktors tan
K3_e
0,15
0,16
0,17
0,18
0,19
0,2
0 200 400 600 800 1000 1200
Zeit [min]
Verlustfaktor tan(delta)
4,9
5
5,1
5,2
5,3
5,4
5,5
5,6
5,7
5,8
5,9
6
pH
tan(delta)
pH
1 2 3 4 5
K 3 _ e
0 ,0 0 E + 0 0
5 ,0 0 E + 0 3
1 ,0 0 E + 0 4
1 ,5 0 E + 0 4
2 ,0 0 E + 0 4
2 ,5 0 E + 0 4
3 ,0 0 E + 0 4
3 ,5 0 E + 0 4
4 ,0 0 E + 0 4
0 200 400 600 800 1000 1200
Z e it [m in ]
Speichermodul G' [Pa]
0 ,1 5
0 ,1 6
0 ,1 7
0 ,1 8
0 ,1 9
0 ,2
Verlustfaktor tan(delta)
G '
ta n (d e lta )
1 2 3 5
4
Strukturbildung Karpfenfermentation
94
Ablaufende Strukturierungen bei der Fermentation von Filets aus Karpfen – unabhängig ob
K2 oder K3 – können anhand des Verlustfaktors tan prinzipiell in 5 Abschnitte eingeteilt
werden.
Im 1. Abschnitt (Dauer 375 ± 109 min; 36 ± 11 % der Gesamtprozesszeit) ist zunächst we-
sentlich, dass der Verlustfaktor tan hier in diesem Bereich ansteigt (um 13,5 % ± 4,9 %). Es
gibt auch Proben wo tan zunächst innerhalb eines kurzen Zeitraumes in Abschnitt 1 zu-
nächst abfällt um dann wieder anzusteigen (Abb. 82). Der pH-Wert nimmt in diesem Ab-
schnitt zunächst stärker bis auf einen konstanten Level (von 5,87 ± 0,05 auf 5,7 ± 0,04), der
Adaptionsphase, ab. Der recht starke Abfall des pH-Wertes zu Fermentationsbeginn hat sei-
ne Ursachen vermutlich in einer Pufferwirkung zwischen den Muskelproteinen und den zu-
gesetzten Genusssäuresalzen wie Calciumlactat und Natriumacetat und ist somit offenbar
nicht mikrobiologischen Ursprungs. Ein ähnlicher pH-Abfall zu Beginn der Fermentation
konnte auch bei der Fermentation von Schweinefleischbräten mit den gleichen technolo-
gischen Zutaten beobachtet werden (Abb. 137 im Anhang). Dieser recht starke pH-Abfall zu
Fermentationsbeginn bleibt bei der Fermentation von Schweinefleischbräten bei gleichzeiti-
ger Zugabe von Ascorbinsäure aus, was ein weiterer Hinweis auf eine Art Pufferwirkung ist,
da bei den Karpfenbräten standardmäßig keine Ascorbinsäure zugegeben wurde. Wie schon
erwähnt nimmt der Verlustfaktor tan in dieser Phase zu, d.h. die Probenmatrix wird visko-
ser. Dies kann wie folgt erklärt werden:
Bei Salzzugabe findet auch beim Karpfenfilethomogenat ein Einsalzeffekt statt, d. h. die
myofibrillären Proteine gehen in Lösung und quellen verstärkt durch Protein-Salzionen-
Wasser-Wechselwirkung. Es kann angenommen werden, dass Quellungs- und Lösungsvor-
gänge zeitlich nebeneinander ablaufen. Bei den hier untersuchten Karpfenfilethomogenaten
kann es nun sein, dass verstärkt im 1. Abschnitt Lösungsvorgänge der Muskelproteine statt-
finden, d. h. es sammeln sich vermehrt myofibrilläre Proteine in der wässrigen Phase des
Systems an. Dies hat dann offenbar die Zunahme der viskosen Eigenschaften und auch den
Abfall des Speichermoduls G’ in Abschnitt 1 zur Folge (Abb. 84). Der 1. Abschnitt nimmt ca.
36 % ± 11 % der gesamten Fermentationszeit bis zu einem pH-Wert von 5,0 ein.
Im 2. Abschnitt (Dauer: 106 ± 28 min; 10 ± 2 % der Gesamtprozesszeit) nimmt der Verlust-
faktor tan ein Maximum an und ändert sich nicht mehr wesentlich. In diesem Abschnitt ist
auch die Adaptionsphase und teilweise auch schon der Säuerungsbeginn bzw. die konti-
nuierliche Säuerungsphase lokalisiert. Der Speichermodul G’ nimmt ein Minimum an und der
Verlustfaktor tan ein Maximum. Dies ist ein Hinweis auf abgeschlossene Strukturierung
aufgrund des Einsalzeffektes, der offenbar im Wesentlichen durch Lösungsvorgänge domi-
niert wird, die jedoch auch zeitlich überlagert mit Quellvorgängen einhergehen.
Im 3. Abschnitt (Dauer: 278 83 min; 26 % 6 % der Gesamtprozesszeit) kommt es zur
Ausbildung der kontinuierlichen Säuerungsphase aufgrund einsetzender mikrobieller Milch-
säureproduktion. In dieser Phase der kontinuierlichen Säuerung kommt es zu einem Abfall
des Verlustfaktors tan und zu einem starken Anstieg des Speichermoduls G’, d. h. die
Festkörpereigenschaften nehmen zu und eine Strukturänderung wird angezeigt. Durch den
Strukturbildung Karpfenfermentation
95
pH-Abfall kommt es zur Säuredenaturation der myofibrillären Proteine und damit zur Ausbil-
dung eines Partikelgels in diesem Abschnitt.
Im 4. Abschnitt (Dauer: 160 35 min; 15 ± 3 % der Gesamtprozesszeit) nimmt der Verlust-
faktor tan ein Minimum an und verändert sich in diesem Abschnitt nicht mehr wesentlich,
d. h. die Umstrukturierung zu einem viskoelastischen Partikelgelnetzwerk der myofibrillären
Proteine ist weitestgehend abgeschlossen. Der pH-Wert fällt weiterhin kontinuierlich ab und
der Speichermodul G’ nimmt unter fortlaufender kontinuierlicher Säurebildung zu. Der pH-
Wert liegt im 4. Abschnitt im Bereich von 5,42 ± 0,06 bis 5,2 ± 0,05. Das liegt in guter Über-
einstimmung mit den in der Literatur angegebenen Gelbildungsbereichen [10, 11, 21, 105,
131-133] und könnte ein Hinweis auf weitestgehend abgeschlossene Gelbildung sein. Das
erreichte Minimum des Verlustfaktors tan in diesem pH-Bereich ist auch ein guter Indiz für
das Erreichen des sogenannten Gelbildungsbereiches.
Im 5. Abschnitt (Dauer: 153 45 min; 14 ± 3 % der Gesamtprozesszeit) ändert sich der
Verlustfaktor nicht mehr wesentlich. Je nach Probe sind u. U. leichte Ab- oder Zunahmen zu
verzeichnen. Interessanter ist viel mehr, dass der pH-Wert weiter kontinuierlich abfällt und
der Speichermodul in diesem Abschnitt weiterhin sehr stark (exponentiell) zunimmt. Bei der
Probe K3_b ist ein recht starker Abfall des Speichermoduls G’ und ein Anstieg von tan in
diesem Abschnitt (bei einem pH-Wert im Bereich von 5,16) zu finden. Die Ursache für dieses
Verhalten könnte ein Messartefakt sein.
7.6. Amplitudensweep von Karpfen
7.6.1. Amplitudensweep der Rohbräte vor der Fermentation
Die Abb. 138 im Anhang zeigt den Verlauf von G’ () und G’’ () der Rohbräte K3 und K2. Die
hergestellten Karpfenfilethomogenate weisen ein sehr großes Ereignisfeld auf. Prinzipiell
zeigen alle Proben ähnliches Verhalten im Amplitudensweep. Im lvB liegt eine Dominanz der
Festkörpereigenschaften vor, da G’ > G’’ ist.
Die Abb. 139 im Anhang zeigt den Verlauf tan () der Rohbräte K3 und K2. Die Dominanz
der Festkörpereigenschaften im lvB wird bestätigt. Wesentliche Unterschiede im lvB der Pro-
ben K3 und K2 liegen nicht vor. Beim Verlassen des lvB steigen bei allen Proben die visko-
sen Eigenschaften und der Verlustfaktor nimmt Werte > 1 an, d.h. die Proben beginnen zu
fließen.
7.6.2. Amplitudensweep der Bräte K3 und K2 vor der Fermentation
Die Abb. 140 im Anhang zeigt den Verlauf G’ () und G’’ () der Bräte K3 und K2 mit Zutaten
vor der Fermentation. Es liegt eine Dominanz der Festkörpereigenschaften im lvB vor, da
G’ > G’’. Deutliche Unterschiede zwischen den Proben K3 und K2 können nicht ausgemacht
werden.
Die Abb. 141 im Anhang zeigt den Verlauf G’’ () der Bräte K3 und K2 mit Zutaten vor der
Fermentation. Charakteristisch für die Bräte vor der Fermentation ist die Ausbildung eines
Peaks bei Deformationen außerhalb des lvB ( > 0,01), dessen Ursache auf den Einsalzef-
Strukturbildung Karpfenfermentation
96
fekt zurückgeführt werden kann. Bei den Rohbräten tritt dieser Peak nicht auf. Die Ausbil-
dung eines Peaks außerhalb des lvB wurde auch bei den Modellbräten aus Schweinefleisch
vor der Fermentation festgestellt und bereits diskutiert (Kap. 6.2.7., 6.3.5.1. und 6.4.5.1.).
Die Abb. 142 (Anhang) zeigt den Verlauf tan () für die Bräte K3 und K2 mit Zutaten vor der
Fermentation. Die Dominanz der Festkörpereigenschaften im lvB wird bestätigt (tan < 1).
Beim Verlassen des lvB steigen die Verlustfaktoren auf über 1, d.h. die viskosen Eigenschaf-
ten überwiegen bei großen Deformationen außerhalb des lvB. Das bedeutet, dass alle Bräte
fließfähig sind. Analoges Verhalten zeigen die Verlustfaktoren tan (), G’ () und G’’ () der
Modellbräte aus Schweinefleisch vor der Fermentation.
7.6.3. Amplitudensweep der Bräte K3 und K2 nach der Fermentation:
Die Abb. 143 im Anhang zeigt den Verlauf von G’ () und G’’ () der Proben K3 und K2 nach
der Fermentation. Im lvB liegt für alle Proben dominantes Festkörperverhalten vor (G’ > G’’).
Der charakteristische Peak des Verlustmoduls G’’ vor der Fermentation ist nach der Fermen-
tation nicht mehr zu erkennen. Außerhalb des lvB fällt G’ steiler ab als vor der Fermentation.
Es kommt zum Bruch der Struktur des Partikelgels.
Die Abb. 144 im Anhang zeigt einen Vergleich von tan () der Proben K3 und K2 vor und
nach der Fermentation. Deutliche Unterschiede zwischen den Proben K3 und K2 liegen nicht
vor, da die natürlichen Rohstoffschwankungen und damit das Ereignisfeld zu groß sind.
Nach der Fermentation liegt bei allen Proben kein fließfähiges Brät mehr vor, da tan < 1
auch bei großen Deformationen außerhalb des lvB, was ein Hinweis auf die Bildung eines
Partikelgels ist. Das Verhältnis von viskosen zu elastischen Eigenschaften im lvB ändert sich
nach der Fermentation nicht wesentlich und ist ähnlich dem Verhältnis vor der Fermentation.
Die gebildeten Strukturen sind analog denen der Schweinefleischfermentation und wurden
bereits unter Kap. 6 diskutiert.
7.7. Frequenzsweep von Karpfen
7.7.1. Frequenzsweep-Messungen der Rohbräte K3 und K2
Die Abb. 145 im Anhang zeigt den Verlauf G’ (f) und G’’ (f) der Rohbräte K3 und K2 ohne
Zutaten. Die jeweiligen Verläufe der Speicher- und Verlustmodule indizieren, dass die Rohb-
räte ein disperses System auf Partikelbasis darstellen. Über das gesamte Frequenzband
liegen dominante Festkörpereigenschaften vor.
Die Abb. 85 zeigt exemplarisch einen Vergleich der jeweiligen Verlustfaktoren im Frequenz-
sweep der Rohbräte aus K3_e und der Bräte mit Zutaten vor der Fermentation (K3_e, vor).
Der prinzipielle Verlauf ist bei den anderen untersuchten Proben aus K3 und K2 ähnlich
(Abb. 146 im Anhang).
Strukturbildung Karpfenfermentation
97
Abb. 85 : Vergleich tan (f) des Rohbrätes der Probe K3_e und der Probe K3_e vor der Fermentation mit
Zutaten im Frequenzsweep
Die Abb. 85 zeigt, dass bei Frequenzen f > 1 Hz bei den Proben vor der Fermentation mit
Zutaten die jeweiligen Verlustfaktoren jeweils niedriger liegen als bei den Rohbrätproben, die
keinerlei Zutaten enthalten. Das heißt, dass die mit Zutaten versetzten Proben vor der Fer-
mentation bei hohen Frequenzen die eingetragene Energie besser speichern können als die
jeweiligen Rohbräte (ohne Zutaten). Bei Frequenzen f < 1 Hz ist jedoch zu beobachten, dass
die Verlustfaktorkurven bei den Bräten vor der Fermentation stark ansteigen, d. h. die einget-
ragene Energie wird bei den Proben vor der Fermentation bei Frequenzen f < 1 Hz in viel
stärkerem Maße als bei den Rohbräten dissipiert. Ursache hierfür ist offenbar der Einsalzef-
fekt, der vor allem an den myofibrillären Proteinen wirkt. Die beobachteten Effekte sind ähn-
lich denen der Schweinefleischfermentation.
Die Abb. 86 zeigt exemplarisch einen Vergleich der Verläufe der Speicher- und Verlustmodu-
le im Frequenzsweep des Rohbrätes sowie des Brätes mit Zutaten vor der Fermentation der
Probe K3_e, anhand derer beispielhaft diskutiert wird.
Abb. 86 : Vergleich G’(f) und G’’(f) des Rohbrätes der Probe K3_e und der Probe K3_e vor der Fermentati-
on mit Zutaten im Frequenzsweep
103
104
105
Pa
G'
G''
0,01 0,1 1 10 100
Hz
Frequenz f
K3_e
G'
G''
K3_e, vor
G'
G''
0,1
0,15
0,2
0,25
0,3
0,35
0,4
0,45
0,5
0,55
0,6
tan()
0,01 0,1 1 10 100
Hz
Frequenz f
K3_e
tan()
K3_e, vor
tan()
Strukturbildung Karpfenfermentation
98
Der Verlauf der Parameter G’ und G’’ ist bei den anderen Ansätzen ähnlich (Abb. 147 bis
Abb. 155 im Anhang). Man kann erkennen, dass bei dem Brät mit Zutaten vor der Fermenta-
tion (K3_e, vor) bei Frequenzen f < 0,1 Hz der Speichermodul G’ steiler abfällt als beim
Rohbrät ohne Zutaten (K3_e). Der Verlustmodul G’’ nimmt ab einer Frequenz von etwa f < 1
Hz bei der Probe vor der Fermentation (K3_e, vor) zu. Beim Rohbrät (K3_e) ist in diesem
Bereich eine weitere Abnahme des Verlustmoduls zu verzeichnen. Erst bei Frequenzen f <
0,03 Hz ist ein ganz leichter Anstieg des Verlustmoduls beim Rohbrät zu verzeichnen. Der
steilere Abfall des Speichermoduls mit abnehmender Frequenz (f < 0,1 Hz) sowie der Ans-
tieg des Verlustmoduls G’’ bei Frequenzen f < 1 Hz indiziert, dass durch den Einsalzeffekt
der Vernetzungsgrad im Brät gegenüber des Rohbrätes (ohne Zutaten) herabgesetzt wird
und die molekulare Flexibilität ansteigt. Die eingetragene Energie wird nun in verstärktem
Maße dissipiert.
Es handelt sich bei den Proben vor der Fermentation mit Zutaten offenbar um schwach ver-
netzte disperse Systeme. Durch den Einsalzeffekt werden einige intermolekulare Wechsel-
wirkungen zwischen den Proteinketten (Verhakungen, Verschlaufungen oder andersartige
Assoziationen/ Aggregationen) gelöst, da Wasser in den kapillaren Hohlräumen eingelagert
wird und die Proteine in Lösung gehen und quellen. Die molekulare Flexibilität nimmt durch
den Einsalzeffekt bei niedrigeren Frequenzen im Vergleich zu den Rohbrätproben zu. Die
Dominanz der Festkörpereigenschaften bleibt über das gesamte Frequenzband erhalten. Die
Moleküle werden aufgefaltet und neu strukturiert. Ähnliche Effekte wurden auch bei den Fre-
quenzsweep-Messungen der Schweinefleischbräte beobachtet. Es bildet sich analog der
festgestellten Mechanismen bei Schweinefleisch ein Proteinnetzwerk aus.
7.7.2. Frequenzsweep vor und nach der Fermentation
Die Abb. 156 im Anhang zeigt einen Vergleich von G’ (f) der Proben K2 und K3 vor und nach
der Fermentation. Nach der Fermentation liegen im Durchschnitt etwa die 3-fachen Spei-
chermodulwerte vor, d.h. die Festkörpereigenschaften haben zugenommen.
Die Abb. 157 im Anhang zeigt einen Vergleich von tan (f) der Proben K3 und K2 vor und
nach der Fermentation. Ab einer Frequenz von etwa f < 2 Hz steigen die Verlustfaktorkurven
der Bräte vor der Fermentation im Vergleich zu den Bräten nach der Fermentation stark an.
Nach der Fermentation zeigt sich, dass die molekulare Flexibilität des Systems herabgesetzt
wurde, was sich in dem vergleichsweise sehr schwachen Anstieg des Verlustfaktors bei Fre-
quenzen f < 2 Hz widerspiegelt. Durch den pH-Abfall während der Fermentation kommt es
zur Säuredenaturation der Muskelproteine (myofibrillären Proteine). Aus dem Partikel-
System hat sich ein Partikel-Gel-System gebildet. Es liegen komplexe Dispersionsstrukturen
vor. Es liegen keine deutlichen Unterschiede zwischen K3 und K2 vor.
Ähnliche Effekte bei den Frequenzsweep-Messungen wurden auch beim Schweinefleisch-
brät festgestellt.
Strukturbildung Karpfenfermentation
99
7.8. Zusammenfassende Wertung der Fermentation von Karpfen
Mittels Timesweep-Messungen wurde ein typisches Strukturierungsverhalten bei der Fer-
mentation von Karpfen gefunden, welches anhand des tan in fünf verschiedene Abschnitte
eingeteilt werden konnte. Die detektierten Mechanismen unterscheiden sich von denen der
Rind- und Schweinefleischfermentation. Als Ursache können Unterschiede in der Beschaf-
fenheit des Fischmuskelgewebes im Vergleich zum Säugetiermuskel angesehen werden.
Mittels Frequenz- und Amplitudensweep-Messungen konnten jeweils Dispersionsstrukturen
detektiert werden. Der detektierte Strukturzustand der Karpfenbräte ist mit den Bräten der
Schweinefleischfermentation vergleichbar.
Die Mechanismen sowie die detektierten Strukturen sind bei den Proben K3 und K2 prinzipi-
ell ähnlich. Aufgrund des großen Ereignisfeldes bzw. der hohen Variabilität der Rohstoffe
hinsichtlich der Verarbeitungseignung und der geringen Probenmenge sind kaum Unter-
schiede zwischen den Strukturbildungscharakteristika von K2 und K3 auszumachen.
Schwankungen innerhalb der Proben K2 und K3 werden durch das große Ereignisfeld be-
dingt. Es sollte versucht werden, die Rohstoffproduktion noch mehr zu standardisieren sowie
innerhalb der Produktion über die Herstellung von Mischchargen das Ereignisfeld gering zu
halten, damit man Endprodukte mit gleichbleibender Qualität erzeugen kann.
Fleischbindesysteme auf Alginatbasis
100
8. Fleischbindesysteme auf Alginatbasis
Nachstehend werden vier Fleischbindesysteme auf ihre strukturierenden Eigenschaften un-
tersucht und bewertet. Die Funktionalität der Bindesysteme wird mit Hilfe von Timesweep-
Messungen erfasst.
8.1. Timesweep Einkomponentensystem Raps
In der nachfolgenden Abb. 87 sind die Versuchsergebnisse am Beispiel von 3 Versuchsans-
tellungen mit dem Einkomponentensystem der Fa. Raps dargestellt.
Die Entwicklung des Speichermoduls G’, des Verlustmoduls G’’ sowie des tan werden bei
konstanter Temperatur von 2 °C über der Zeit von 20 h aufgetragen.
Abb. 87: G’ (t), G’’ (t) und tan (t) des Einkomponentensystems Raps
Aufgrund großer Unterschiede in der Speichermodulentwicklung wurde eine Dreifachbe-
stimmung durchgeführt.
Über den gesamten Messverlauf liegt eine Dominanz der Festkörpereigenschaften vor, da
tan < 1 ist. Es wird mindestens eine Verdopplung des Speichermoduls G’ bei allen Versu-
chen bezogen auf das Ausgangslevel nachgewiesen (von 20101 Pa 544 auf 43524 Pa
2970).
Unmittelbar nach Zumischung des Bindesystems tritt mit hoher Dynamik die Strukturierungs-
reaktion in Gang und das halbe Endlevel des Speichermoduls wird erreicht (entscheidender
Gradient unmittelbar nach Beginn der Startreaktion, t < 200 min). Eine klassische Sigmoide
bildet sich als degressiver Verlauf der Strukturierungsgeschwindigkeit mit der Zeit aus. Die
Restzeit beträgt ca. 1000 min für einen gleichen Levelaufbau. Auch der Verlustfaktor fällt in
den ersten 200 min stark ab (von etwa 0,22 auf 0,12). Anhand der bestimmten tan -Level
kann von einer stabilen intakten Festkörperstruktur ausgegangen werden.
Es ist nahezu keine Veränderung des Verlustmoduls G’’ (t) bei allen drei Proben festzustel-
len. Die viskoelastische Relation verändert sich während des Strukturausbildungsvorganges
nur in Richtung der Erhöhung des Anteiles der elastischen Komponente auf hohem Struktur-
level. Eine gewisse Sprödigkeit der Matrix dürfte resultieren.
0
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3·104
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4·104
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Pa
G'
G''
0,1
0,11
0,12
0,13
0,14
0,15
0,16
0,17
0,18
0,19
0,2
0,21
0,22
0,23
0,24
tan()
0 100 200 300 400 500 600 700 800 900 1.000 1.200
min
Zeit t
Raps 1
G'
G''
tan()
Raps 2
G'
G''
tan()
Raps 3
G'
G''
tan()
Fleischbindesysteme auf Alginatbasis
101
Die unterschiedlichen Startpunkte der Gelbildungsreaktion der Einzelversuche am Beispiel
von G’ und tan sind präparationsbedingt und scheinen keinen großen Einfluss auf die
Messergebnisse zu haben. Visuell können bei Einsatz des Einkomponentensystems (Raps)
Partikel des hydrophoben Verkapselungsmaterials (Ca-Lactat-Basis) erkannt werden.
8.2. Timesweep Zweikomponentensystem ISP MT 200/ MT230
In der nachfolgenden Abb. 88 sind die Versuchsergebnisse am Beispiel von 2 Versuchsans-
tellungen mit dem Zweikomponentensystem der Fa. ISP MT 200/ MT 230 dargestellt.
Die Entwicklung des Speichermoduls G’, des Verlustmoduls G’’ sowie des tan werden bei
konstanter Temperatur von 2 °C über der Zeit von 19 h aufgetragen.
Abb. 88 : G’ (t), G’’ (t) und Tan (t) des Zweikomponentensystems Fa. ISP MT 200/ MT 230
Aufgrund des relativ analogen Verlaufs der Messkurven wurde lediglich eine Doppelbestim-
mung durchgeführt.
Auch hier liegt über den gesamten Messverlauf eine Dominanz der Festkörpereigenschaften
vor, da tan < 1 ist. Es wird in etwa eine Verdopplung des Speichermoduls G’ bei beiden
Proben vom Ausgangswert ermittelt (von 19900 Pa 2276 auf 38431 Pa 1083). Unmittel-
bar zu Beginn der Gelbildungsreaktion in den ersten 200 min tritt ein entscheidender Gra-
dient der Strukturausbildung ein. Wieder bildet sich eine klassische Sigmoide als Verlaufs-
form des G’(t) analog zu Kap. 8.1. aus, woraus ein degressiver Verlauf der Strukturierungs-
geschwindigkeit resultiert.
Der Verlustfaktor tan nimmt bei beiden Proben innerhalb der ersten 200 min stark ab (von
etwa 0,2 auf 0,13). Der Verlustmodul G’’(t) erfährt nahezu keinerlei Veränderung. Die visko-
elastische Relation verändert sich während des Strukturausbildungsvorganges nur in Rich-
tung der Erhöhung des Anteiles der elastischen Komponente. Eine gewisse Sprödigkeit der
Matrix dürfte resultieren.
Die Ursache für die leichten Unterschiede im zeitabhängigen Verlauf der Parameter der Os-
zillationsmessungen liegen in der für diese Versuchsanstellung üblichen Schwankungsbreite
und resultieren aus der Probenpräparation.
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1,5·104
2·104
2,5·104
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Pa
G'
G''
0,1
0,11
0,12
0,13
0,14
0,15
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0,17
0,18
0,19
0,2
0,21
0,22
tan()
0 200 400 600 800 1.000 1.200
min
Zeit t
MT 200 / MT 230 1
G'
G''
tan()
MT 200/ MT 230 2
G'
G''
tan()
Fleischbindesysteme auf Alginatbasis
102
Die Alginatkomponente MT 200 zeigt eine sehr gute Verteilung und Lösung im Brät. Die
Komponente MT 230 (Ca-Lactat) löst sich bedingt durch hydrophobe Verkapselung nur sehr
unvollständig bzw. verzögert.
8.3. Timesweep Zweikomponentensystem Hansen INNO 20/INNO 30
In der nachfolgenden Abb. 89 sind die Versuchsergebnisse am Beispiel von 3 Versuchsans-
tellungen mit dem Zweikomponentensystem der Chr. Hansen GmbH INNO 20 und INNO 30
dargestellt.
Die Entwicklung des Speichermoduls G’, des Verlustmoduls G’’ sowie des tan werden bei
konstanter Temperatur von 2 °C über der Zeit von ca. 19 h aufgetragen.
Abb. 89: G’ (t), G’’ (t) und tan (t) des Zweikomponentensystems Hansen INNO 20 und INNO 30
Aufgrund großer Unterschiede in den Messkurven 1, 2, 3 wurde eine Dreifachbestimmung
durchgeführt. Über den gesamten Messverlauf liegt eine Dominanz der Festkörpereigen-
schaften vor, da tan < 1 ist. Es wird mindestens eine Verdopplung des Speichermoduls G’
bei allen drei Versuchsdurchführungen ermittelt (von 17101 Pa 426 auf 36197 Pa 2453).
Die Strukturbildungsreaktion startet unmittelbar nach Zugabe beider Komponenten. Ein ent-
scheidender Gradient wird unmittelbar nach Zugabe mit ca. 100 min festgestellt. Eine klassi-
sche Sigmoide von G’ (t) liegt bei Prozesszeiten t > 100 min vor und indiziert einen degressi-
ven Verlauf der Strukturierungsgeschwindigkeit. Der Verlustfaktor tan nimmt bei allen drei
Varianten ab (von 0,2 auf 0,12).
Der Verlustmodul G’’ (t) ändert sich bei allen drei Versuchen kaum.
Die unterschiedlichen Startpunkte der Gelbildungsreaktion üben keinen großen Einfluss auf
die Messergebnisse aus und sind eine Folge der Probenpräparation. Die detektierten Struk-
turierungsmechanismen mittels Timesweep-Messung sind beim Zwei-Komponenten-System
Hansen ähnlich wie beim Zwei-Komponentensystem ISP MT 200/MT 230 sowie beim Ein-
Komponenten-System Raps. Die Alginatkomponente INNO 20 zeigt eine sehr gute Vertei-
lung und Lösung im Brät. Die Komponente INNO 30 (Ca-Lactat) löst sich bedingt durch hy-
drophobe Verkapselung nur sehr unvollständig bzw. verzögert. Weiße Partikel bleiben nach
dem Mischvorgang im Brät zurück (analog Kap. 8.2.).
0
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1,5·104
2·104
2,5·104
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4·104
Pa
G'
G''
0,1
0,11
0,12
0,13
0,14
0,15
0,16
0,17
0,18
0,19
0,2
0,21
tan()
0 100 200 300 400 500 600 700 800 900 1.000 1.200
min
Zeit t
Hansen 1
G'
G''
tan()
Hansen 2
G'
G''
tan()
Hansen 3
G'
G''
tan()
Fleischbindesysteme auf Alginatbasis
103
8.4. Timesweep Einkomponentensystem ISP MT 624
In der nachfolgenden Abb. 90 sind die Versuchsergebnisse am Beispiel von 2 Versuchsans-
tellungen mit dem Einkomponentensystem der Fa. ISP MT 624 dargestellt.
Die Entwicklung des Speichermoduls G’, des Verlustmoduls G’’ sowie des tan werden bei
konstanter Temperatur von 2 °C über der Zeit von 18 h aufgetragen.
Abb. 90 : G’ (t), G’’ (t) und tan (t) des Einkomponentensystems ISP MT 624
Über den gesamten Messverlauf liegt eine Dominanz der Festkörpereigenschaften vor, da
tan < 1 ist. Es wird mehr als eine Verdreifachung des Speichermoduls G’ bei beiden Pro-
ben vom Ausgangswert festgestellt (von 13545 Pa 531 auf 48646 Pa 1171). Nach dem
Start der Gelbildungsreaktion ist ein entscheidender Gradient der Strukturausbildung in den
ersten 100 min zu erkennen. Nach den ersten 100 min bildet sich der G’(t)-Verlauf als nahe-
zu lineare Funktion aus, was das Bindesystem ISP MT 624 deutlich von den anderen Binde-
systemen unterscheidet. Bei beiden Ansätzen nimmt der Verlustfaktor tan deutlich ab (von
etwa 0,3 auf etwa 0,12).
Auch hier ändert sich der zeitliche Verlauf des Verlustmoduls G’’ kaum. Die viskoelastische
Relation verändert sich während des Strukturausbildungsvorganges nur in Richtung der Er-
höhung des Anteiles der elastischen Komponente. Eine gewisse Sprödigkeit der Matrix dürf-
te resultieren. Die unterschiedlichen Startpunkte für die Gelbildungsreaktion liegen in der für
diese Versuchsanstellung üblichen Schwankungsbreite und resultieren aus der Probenprä-
paration. Das Einkomponentensysten ISP MT 624 zeigt bessere Lösungs- und damit auch
bessere Verteilungseigenschaften im Fleischbrät. Dies ist im Wesentlichen auf den im Ver-
gleich zu den anderen Bindesystemen hydrophileren Einschluss der Alginat- und vor allem
der Ca-Quelle zurückzuführen. Dies ist auch die Hauptursache des unterschiedlichen Struk-
turierungsverhaltens.
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5·103
104
1,5·104
2·104
2,5·104
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5·104
Pa
G'
G''
0,1
0,12
0,14
0,16
0,18
0,2
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0,24
0,26
0,28
0,3
tan()
0 100 200 300 400 500 600 700 800 900 1.100
min
Zeit t
MT 624 1
G'
G''
tan()
MT 624 2
G'
G''
tan()
Fleischbindesysteme auf Alginatbasis
104
8.5. Zusammenfassende Wertung der Timesweepmessungen
In der Abb. 91 sind am Beispiel des Speichermodulverlaufes G’ (t) alle Versuchsergebnisse
zusammenfassend dargestellt.
Abb. 91: G’ (t) aller Alginatproben im Timesweep
In Abb. 91 ist das gesamte Ereignisfeld der Versuchsergebnisse dargestellt. Klassenbildun-
gen sind am Beispiel des Strukturierungsverlaufes und des Strukturierungslevels erkennbar.
Da die Darstellung nur eines dynamischen Modulis keine kennzeichnende materialwissen-
schaftliche Analyse darstellt, wird zugehörig der Verlauf des tan (t) in Abb. 92 dargestellt.
Abb. 92: Verlustfaktor tan aller Alginatproben im Timesweep
Das Einkomponentensystem ISP MT 624 zeigt in den Timesweep-Messungen ein deutlich
abweichendes Strukturbildungsverhalten im Vergleich zu den anderen Fleischbindesyste-
men. Im Gegensatz zum degressiven Verlauf des Speichermoduls G’ (t) der anderen Algi-
natproben nimmt G’(t) beim Einkomponentensystem ISP MT 624 nahezu linear zu und er-
reicht zum Ende höchste Level.
Der anders ablaufende Mechanismus des Einkomponentensystems ISP MT 624 wird deut-
lich differenziert dargestellt.
0,1
0,12
0,14
0,16
0,18
0,2
0,22
0,24
0,26
0,28
0,3
tan()
0 100 200 300 400 500 600 700 800 900 1.000 1.200
min
Zeit t
Raps 1
tan()
MT 200/ MT 230 1
tan()
MT 624 1
tan()
Hansen 1
tan()
Raps 2
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MT 200/ MT 230 2
tan()
MT 624 2
tan()
Hansen 2
tan()
Raps 3
tan()
Hansen 3
tan()
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1,5·104
2·104
2,5·104
3·104
3,5·104
4·104
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Pa
G'
0 100 200 300 400 500 600 700 800 900 1.000 1.200
min
Zeit t
Raps 1
G'
MT 200/ MT 230 1
G'
MT 624 1
G'
Hansen 1
G'
Raps 2
G'
MT 200/ MT 230 2
G'
MT 624 2
G'
Hansen 2
G'
Raps 3
G'
Hansen 3
G'
Fleischbindesysteme auf Alginatbasis
105
Die Umwandlung in einen höheren Strukturierungszustand verläuft verlangsamt, aber stetig.
Folgende Untersetzungen zur Funktionalität des Compounds sind möglich:
1. Tetranatriumdiphosphat (E 450 (iii)) hat die Funktion eines Verzögerers. Damit erfolgt die
Bindereaktion kontrolliert, langsamer und gradientenfrei (höhere Löslichkeit) in der Brätma-
trix. Die Ca-Quelle (Calciumsulfat (Gips) E 516) zur Gelbildungsreaktion ist – im Gegensatz
zu den anderen Bindesystemen – hydrophiler verkapselt und somit kann Ca2+ besser freige-
setzt werden.
2. Aus klassischen Technologieabläufen der Lebensmittelindustrie bei der Herstellung von
Gelen ist bekannt. dass eine langsamere Gelierung zu stabileren Gelstrukturen führt, da hö-
here Ordnungszustände im Strukturaufbau (kovalente Bindungen) eingehalten werden kön-
nen.
Das Fleischbindesystem ISP MT 624 hebt sich aufgrund seines unterschiedlichen Strukturie-
rungsverhaltens von den anderen Bindesystemen ab.
8.6. Bewertung der realisierten Strukturierungsmechanismen
Durch die Fleischbindemittel können Gelstrukturen, Partikelgelstrukturen bzw. konventionelle
Dispersionsstrukturen ausgebildet werden. Aus diesem Grunde wurden Frequenzsweep-
messungen zur Bewertung des Strukturierungszustandes nach Beendigung des Gelbil-
dungsprozesses duchgeführt (Abb. 158 bis Abb. 161 im Anhang). Nach den Gelierungsreak-
tionen liegen Partikelsysteme als Partikelgelsysteme vor. Nur die Klebestellen sind geliert.
Es kommt bei allen Bindesystemen zu einem erheblichen Strukturanstieg infolge Verklebung.
Die Verläufe G’ (f) und G’’ (f) der vier Bindesysteme sind prinzipiell ähnlich.
8.7. Visuelle und texturelle Bewertung der erhaltenen Produkte
In den Abb. 93, Abb. 94, Abb. 95 und Abb. 96 wird nach Durchführung der Gelbildungsreak-
tion eine unter gleichen Bedingungen wie im Timesweep geführte Probe mit ihren Texturei-
genschaften visuell dargestellt.
Abb. 93: Einkomponentensystem Firma Raps, rechte Seite: Anschnitt
Das Einkomponentensystem Raps zeigt eine sehr inhomogene Struktur. Auf der rechten
Seite der Abb. 93 ist die Probe im Anschnitt dargestellt. Es sind deutliche Lücken in der
Fleischbrätstruktur zu erkennen, die auf Inhomogenitäten im Klebeverhalten der Gesamtma-
Fleischbindesysteme auf Alginatbasis
106
trix hinweisen. Zudem ist die Probe nur bedingt schnittfähig. Die Ursache dafür ist offenbar
eine sehr inhomogene Gelbildung dieses Einkomponentensystems im Fleischbrät durch un-
vollständiges, nicht gradientenfreies Dispergier- bzw. Lösungsverhalten der Alginatkompo-
nente und somit auch die ungleichmäßige Verteilung in der Fleischmatrix aufgrund der hy-
drophoben Verkapselung des Ca-Lactates (E 327) am Beispiel stochastischer lokaler Kon-
zentrationen mit eher hydrophoben Komponenten (Monoglyceride von Speisefettsäuren E
471, pflanzliches Fett, teilweise gehärtet). Dieses kann dann nur lokal eine Gelausbildung
bewirken.
Abb. 94 enthält Fotos nach Einsatz des Fleischbindesystems Hansen INNO 20/ INNO 30.
Abb. 94: Zweikomponentensystem Hansen INNO 20/ INNO 30, rechte Seite: Anschnitt
Abb. 95 enthält Fotos nach Einsatz des Fleischbindesystems ISP MT 200/ MT 230.
Abb. 95: Zweikomponentensystem ISP MT 200/ MT 230, rechte Seite: Anschnitt
Die Zweikomponentensysteme Hansen INNO 20/ INNO 30 (Abb. 94) und ISP MT 200/ MT
230 (Abb. 95) sind bezüglich ihrer Strukturbildungscharakteristika und Zusammensetzung
recht ähnlich und werden somit gemeinsam diskutiert.
Auch hier ist die Ca-Lactat-Komponente mit Monoglyceriden und teilweise gehärteten Pflan-
zenfetten verkapselt. In diesen Systemen ist jedoch eine gleichmäßigere Lösung und Vertei-
lung der Alginat-Komponente gewährleistet. Dies führt somit auch zu einer homogeneren
Gelbildung im System als das beim Einkomponentensystem Raps der Fall ist. Die Proben
zeigen eine relativ homogene Ausbildung des Partikelgels und sind auch relativ gut schnitt-
fähig.
Fleischbindesysteme auf Alginatbasis
107
Abb. 96 enthält Fotos nach Einsatz des Fleischbindesystems ISP MT 624.
Abb. 96: Einkomponentensystem Firma ISP MT 624, rechte Seite: Anschnitt
Das Einkomponentensystem ISP MT 624 (Abb. 96) zeigt die homogenste Gelausbildung und
weist auch die beste Schnittfestigkeit aller untersuchten Proben auf. Ursache hierfür ist der
eher amphiphile Charakter der Inhaltsstoffe (Träger- bzw. Verkapselungsmaterialien: Cal-
ciumsulfat (Gips) E 516, Tetranatriumdiphosphat E 450 (iii)), die zum einen eine sehr gute
Verteilung und Lösung der Inhaltsstoffe im Fleischbrät gewährleistet und zum anderen auch
eine gleichmäßige Gelbildung durch kontinuierliche Freisetzung der Ca2+-Ionen bedingt. Tet-
ranatriumdiphosphat wirkt verzögernd auf die Gelbildung. Calciumsulfat ist ein nicht ganz so
gut wasserlösliches Calciumsalz.
8.8. Zusammenfassende Wertung der Fleischbindesysteme auf Alginatbasis
Das Einkomponentensystem ISP MT 624 unterscheidet sich hinsichtlich seines Strukturie-
rungsverhaltens deutlich von den anderen Bindesystemen.
Das Startlevel G’ beim ISP MT 624 ist am geringsten, jedoch stellen die Endlevel die Maxima
der untersuchten Fleischbindemittel dar. Während der untersuchten Prozesszeit findet eine
stetige Ausbildung von Haftzonen im Material statt.
Der gleichmäßige lineare Anstieg des Einkomponentensystems ISP MT 624 (1 bis 1,5 h
nach Messbeginn) deutet auf eine sehr homogene Gelbildung im interpartikulären Raum hin,
was dann vermutlich auch die hohen Level G’ zum Messende zur Folge hat.
Die anderen Fleischklebersysteme zeigen über den gesamten Messverlauf eine nicht-lineare
Zunahme des Speichermoduls G’. Die Strukturierungsgeschwindigkeit verläuft mit zuneh-
mender Prozesszeit degressiv.
Betrachtet man die Fotos der einzelnen Proben so kann man feststellen, dass das Einkom-
ponentensystem ISP MT 624 (Abb. 96) das homogenste Partikelgel mit einer sehr guten
Schnittfestigkeit ausgebildet hat. Dieses System scheint die beste Teilchenbindung aller un-
tersuchten Proben zu bewirken.
Das Einkomponentensystem Raps (Abb. 93) weist eine sehr inhomogene Struktur auf. Das
Gel wird nicht gleichmäßig im gesamten Brät gebildet, d. h. es würde mit diesem System
keine gute Bindung der Fleischpartikel erfolgen.
Fleischbindesysteme auf Alginatbasis
108
Die Zweikomponentensysteme (Abb. 94 und Abb. 95) zeigen beide relativ homogene Gele.
Diese sind relativ gut schnittfähig und unterscheiden sich kaum voneinander.
Das Einkomponentensystem ISP MT 624 wird als bestes Fleischbindesystem hinsichtlich
des Strukturierungsverhaltens bewertet und unterscheidet sich im Messverlauf von allen an-
deren Proben deutlich (Abb. 91).
Von den Applikationseigenschaften her wurde dieses Fleischbindesystem ebenfalls prefe-
riert.
Hinweise für weiterführende Arbeiten
109
9. Hinweise für weiterführende Arbeiten
Zum Komplex der Fermentationen ergeben sich folgende Hinweise:
1. Da sich im Rahmen dieser Arbeit rohstoffspezifische charakteristische Messkurven bei
den Fermentationsuntersuchungen im Timesweep ergaben, sollte das Rohstoffspektrum
im Rahmen fortführender Untersuchungen erweitert werden (z. B. Geflügelfleisch).
2. Es wird vorgeschlagen, die konzentrationsabhängige Wirkung des Ca-Lactates (speziell
0,5 % Ca-Lactat-Zugabe) bei der Fermentation von Schweinefleisch und hier insbeson-
dere den Einfluss zweiwertiger Kationen auf die Strukturbildungsprozesse durch den Ein-
satz von Lactaten mit einwertigen Kationen und gleichzeitiger Variation der Einsatzmen-
ge von Ascorbinsäure und Na-Acetat näher zu untersuchen.
3. Weiterhin sollte der Einfluss der Temperatur im technologisch relevanten Bereich von 18
bis 30 °C auf die Säuerung und damit auf die Strukturausbildung während der Fermenta-
tion näher untersucht werden.
4. Ein weiterer interessanter Aspekt wäre die Variaton von Kohlenhydratmenge und –art
und deren Einfluss auf den Säuerungsverlauf und damit auf die Strukturausbildung wäh-
rend der Fermentation.
5. In weiteren Arbeiten sollten Untersuchungen angestellt werden, inwieweit die rheologi-
schen Daten mit Erkenntnissen aus sensorischen Tests übereinstimmen. Es sollten ne-
ben objektiven sensorischen Tests mittels einer geschulten Prüfergruppe auch geeignete,
objektive Texturmessungen mittels Materialprüfmaschinen durchgeführt werden. Dies soll
dazu dienen, Beziehungen zwischen Oszillationsmessungen, sensorischen und instru-
mentellen Texturuntersuchungen herzustellen. Darüberhinaus sollte eine Kopplung von
materialwissenschaftlichen Untersuchungen mit realen Produktionsprozessen hergestellt
werden. Es sollte geklärt werden, ob man mittels der aus den Timesweep-Messungen
gewonnenen rheologischen Messdaten ein Abbruchkriterium für den Fermentationspro-
zess ableiten kann, welches auch sensorischen Aspekten, wie z. B. dem Geschmack, ge-
recht wird.
Hinsichtlich der Untersuchungen der Strukturbildungsvorgänge der Fleischbindesysteme auf
Alginatbasis wäre die Abhängigkeit der Strukturausbildung vom verwendeten Rohstoff ein
interessanter Aspekt. Eine Kopplung mit realen Produktionsprozessen, sowie sensorischen
und instrumentellen Texturuntersuchungen wären weitere Aufgaben. Es sollte zudem eine
Untersuchung des Einflusses der Fleischpartikelgröße auf die Strukturbildung vorgenommen
werden, was jedoch – bei Verwendung größerer Fleischpartikel – die Entwicklung einer neu-
en Messmethode nach sich zieht.
Zur kontinuierlichen Qualitätsüberwachung im Produktionsbetrieb ist ein empfindliches Oszil-
lationsrheometer mit Luftlager aus gegenwärtiger Sicht nicht geeignet.
Zusammenfassung
110
10. Zusammenfassung
In der vorliegenden Arbeit wurden erstmals die komplexen zeit- und pH-abhängigen Struk-
turbildungsprozesse bei der Fermentation von Rindfleisch, Schweinefleisch und Karpfenfilet
anhand von Modellbräten durch inline-online Messungen analysiert und bewertet. Zusätzlich
wurden vier Fleischbindesysteme auf Alginatbasis bezüglich ihrer Strukturbildungseigen-
schaften in Modellbräten untersucht.
Oszillationsmessungen im Timesweep-Modus waren dazu geeignet, die während der Fer-
mentation ablaufenden Strukturierungsprozesse in der Mikrostrukturebene, d. h. die Um-
wandlung eines Partikel-Systems in ein Partikel-Gel-System für die Rohstoffe Rindfleisch,
Schweinefleisch und Karpfenfilet im lvB quasi zerstörungsfrei zu detektieren. Dabei wurde in
der Ebene der „Kittsubstanz“ gemessen. Die während des Fermentationsprozesses ermittel-
ten rheologischen Daten wurden mit dem pH-Wert-Verlauf in Beziehung gesetzt und disku-
tiert.
Für alle untersuchten Rohstoffe ergaben sich während des gesamten Fermentationsprozes-
ses dominante Festkörpereigenschaften, da der Verlustfaktor tan < 1, d. h. G’ > G’’ war.
Es zeigte sich, dass der Verlauf des Verlustfaktors aus den Timesweep-Messungen dazu
geeignet ist, den Fermentationsprozess in verschiedene Strukturierungsabschnitte einzutei-
len. So konnte der Fermentationsverlauf von Rind- und Schweinefleisch anhand der Stan-
dardansätze in die folgenden vier Abschnitte differenziert werden:
1. Quellen und Lösen der Fleischproteine in der Adaptionsphase
2. Ende der Adaptionsphase
3. Gelierprozess, Ausbildung des Partikel-Gel-Systems
4. Gelierprozess mit konstantem Verhältnis zwischen Elastizität und Viskosität des Par-
tikel-Gel-Systems, Zunahme der Festigkeit bei fortlaufender Säuerung
In Rindfleischfermentationen wurde der Einfluss des Salzzusatzes, des Starterkulturzusatzes
und des Starterkulturpräparates untersucht. Wird dem Brät kein Salz zugesetzt, so bleibt die
Ausbildung eines schnittfesten Partikelgels aus, da die durch den Einsalzeffekt bedingten
Vorstrukturierungsprozesse (Quellung und Lösung der Fleischeiweiße) nicht stattfinden kön-
nen. Die Ausbildung eines neuartigen dreidimensionalen Proteinnetzwerkes, welches die
interpartikulären Wechselwirkungen sicherstellt, bleibt aus. Trotz kontinuierlicher Säurebil-
dung bildet sich kein schnittfestes Partikelgel aus.
Bleibt die mikrobielle Säurebildung durch fehlende Starterkultur aus, kommt es nicht zur Säu-
redenaturation der myofibrillären Proteine und damit nicht zur Ausbildung eines schnittfesten
Partikelgels. Die Komplexität des Fermentationsprozesses wurde nachgewiesen.
Des Weiteren wurde festgestellt, dass die Säuerungsleistung des verwendeten Starterkultur-
präparates einen Einfluss auf die Ausbildung des Partikel-Gel-Systems hat (Säuerungskine-
tik und Strukturlevel). Niedrigere Säuerungsgeschwindigkeiten in der kontinuierlichen Säu-
Zusammenfassung
111
erungsphase führen zur Ausbildung geordneterer Partikel-Gel-Netzwerke, was am Level des
Speichermoduls G’ zu Fermentationsende bei einem pH von 5 festgestellt werden kann.
Bei den Schweinefleischfermentationen konnte durch Einteilung des Fermentationsverlaufes
in die Bereiche A, B, C und D mittels der G’-Kurve die Strukturbildungsgeschwindigkeit vStr
durch lineare Approximation der Teilbereiche ermittelt und zur quantitativen Bewertung ab-
laufender Strukturierungsprozesse herangezogen werden.
Es zeigte sich, dass ein höherer Fremdwassergehalt die relativen viskoelastischen Eigen-
schaften nicht beeinflusst, was ein Hinweis darauf ist, dass die höhere Menge an Fremdwas-
ser in der Proteinmatrix immobilisiert wurde. Die Level der Speichermodule G’ (Festkörperei-
genschaften) zu Fermentationsbeginn und -ende lagen jedoch bei einem Fremdwassergehalt
von 20 % niedriger als bei einem Fremdwassergehalt von 6 %. Ebenso sind die ermittelten
Strukturbildungsgeschwindigkeiten vStr bei 20 % Fremdwasserzusatz geringer. Der pH-Wert-
Verlauf wird bei den gewählten Versuchsansätzen nicht wesentlich durch den Fremdwasser-
gehalt beeinflusst.
Der Einfluss des Fettgehaltes wurde in den Stufen 0, 10, 20, 30 und 40 % S8-Anteil im Mo-
dellbrät untersucht. Tendenziell war eine Verlängerung der Fermentation durch längere
Adaptionszeiten, nicht aber durch geringere Säuerungsgeschwindigkeiten in der kontinuierli-
chen Säuerungsphase durch einen höheren Fettgehalt festzustellen. Es konnte anhand des
Verlaufes der Verlustfaktoren tan festgestellt werden, dass die viskosen Eigenschaften mit
zunehmendem Fettgehalt zunehmen. Die Start- und Endlevel der Speichermodule G’ sowie
die Strukturbildungsgeschwindigkeiten in den Bereichen A, B, C und D nahmen mit zuneh-
mendem Fettgehalt in linearer Funktion ab. Die Proben S1+30 und S1+40 bildeten kein
schnittfestes Partikelgel aus. Hier wurde die interpartikuläre Wechselwirkung der Fleischpro-
teine durch Umhüllung mit Fett behindert bzw. verhindert.
Der Einfluss des Ca-Lactat-Gehaltes auf die Strukturierungsprozesse während der Fermen-
tation von Schweinefleisch wurde in den Stufen 0, 0,5 und 1 % untersucht. Es konnte – in-
sbesondere durch die Zugabe von 1 % Ca-Lactat – die Tendenz festgestellt werden, dass
durch Ca-Lactat-Zusatz die Fermentationszeit bis zum Erreichen des End-pH-Wertes verlän-
gert wird. Die Ursache liegt in längeren Adaptionsphasen durch Hemmung der Starterkultu-
ren. Die Säuerungsgeschwindigkeiten in der kontinuierlichen Säuerungsphase werden durch
Ca-Lactat-Zusatz nicht beeinflusst. Es wurde festgestellt, dass Ca-Lactat bzw. das dadurch
eingebrachte Ca2+-Ion die Quellfähigkeit der Muskelproteine und damit die Ausbildung eines
interpartikulären Proteinnetzwerkes durch den Einsalzeffekt leicht behindert. Indiz hierfür ist
eine niedrigere Strukturbildungsgeschwindigkeit in den Bereichen A und B. Dies hat zur Fol-
ge, dass es bei der anschließenden Säuredenaturation der Proteine im weiteren Fermenta-
tionsverlauf zur Ausbildung eines schwächeren Partikelgels kommt. Indiz hierfür sind gerin-
gere Strukturbildungsgeschwindigkeiten – trotz vergleichbarer Säuerungsgeschwindigkeiten
– in den Bereichen C und D der kontinuierlichen Säuerungsphase sowie niedrigere Level der
Speichermodule G’ zu Fermentationsende.
Zusammenfassung
112
Mittels Oszillationsmessungen im Timesweep-Modus konnte der Fermentationsverlauf von
Karpfen anhand des Verlustfaktors tan in die folgenden 5 Abschnitte eingeteilt werden:
1. Quellen und Lösen der Proteine in der Adaptionsphase
2. Ende der Adaptionsphase
3. Säuerungsphase, Beginn der Proteindenaturierung
4. Ausbildung des Partikelgels
5. weitere Verfestigung des Partikelgels, fortlaufende Säuerung
Neben der Einteilung des Fermentationsverlaufes in fünf Abschnitte, gegenüber vier Ab-
schnitten bei der Rind- und Schweinefleischfermentation, unterscheidet sich der prinzipielle
Verlauf des Verlustfaktors tan und des Speichermoduls G’ bei der Karpfenfermentation von
der Rind- und Schweinefleischfermentation. In der Adaptionsphase scheinen bei der Karp-
fenfermentation die Löseprozesse gegenüber den Quellprozessen zu überwiegen (Zunahme
des Verlustfaktors in der Adaptionsphase). Als Ursache hierfür könnte der geringere Binde-
gewebsgehalt (Sarkolemm) des Fischmuskels sowie der niedrigere Vernetzungsgrad der
kontraktilen Proteine angesehen werden.
Es konnten keine prinzipiellen Unterschiede in der Strukturausbildung während der Fermen-
tation von K3 und K2 festgestellt werden, da die untersuchten Proben ein sehr großes Ereig-
nisfeld aufwiesen.
Mittels Frequenzsweep-Messungen konnten die Modellbräte vor und nach der Fermentation
als Dispersionsstrukturen auf Partikelbasis charakterisiert werden.
Mittels Oszillationsmessungen im Timesweep-Modus wurden vier unterschiedliche Fleisch-
bindesysteme auf Alginatbasis hinsichtlich ihrer Strukturbildungseigenschaften innerhalb
eines Modellbrätsystems untersucht. Es ergaben sich – je nach eingesetztem Fleischbinde-
system – unterschiedliche Mechanismen der Strukturausbildung, die mittels Verlustfaktor tan
und Speichermodul G’ beschrieben werden konnten. Das homogenste Partikelgel bildete
das Fleischbindesystem ISP MT 624 aus, was durch einen nahezu linearen Anstieg des
Speichermoduls während der ablaufenden Gelbildungsreaktionen gekennzeichnet war. Die
hydrophilere/ amphiphilere Verkapselung des Ca-Lactates führt zu einer besseren Verteilung
und Freisetzung innerhalb der Fleischbrätmatrix, was zu einer homogeneren Gelbildung
führt.
Die durchgeführten materialwissenschaftlichen Untersuchungen ermöglichen neuartige ob-
jektive Aussagen über den Mechanismus der Strukturausbildung bei der Fermentation und
Rekonstitution von Fleisch und Fisch. Bei Produktentwicklungen können diese Untersuchun-
gen zur Abschätzung der Auswirkungen von neuen Zutaten, technologischen Parametern
und Rohstoffen hinsichtlich der Strukturausbildung in der Mikrostrukturebene mit herangezo-
gen werden.
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Anhang
121
12. Anhang
Tab. 24: TS-Gehalte nach ASU §35 LMBG der S1-Rohstoffe Variation Fettgehalt und Variation Ca-Lactat
Tab. 25: TS-Gehalte der Grundbräte Schweinefleisch
Tab. 26: Rohproteingehalte
Tab. 27: Aschegehalt
Tab. 28: Durchschnittliche chemisch-analytische Kennwerte der Modellbräte in Abhängigkeit vom S8-
Gehalt laut GEHA-Standardisierungssystem
Probe Wasser [%] Fett [%] Fleischeiweiß [%] BEFFE [%]
S1 76,42 4,72 18,87 17,92
S1+10 70,09 12,74 17,17 16,16
S1+20 63,77 20,75 15,47 14,40
S1+30 57,45 28,77 13,77 12,63
S1+40 51,13 36,79 12,08 10,87
Rohware
x1x2MW
MAW
Variation Fettgehalt (S1) 25,2 25,35 25,28 0,08
Variation Ca-Lactat (0 %) 24,95 24,8 24,88 0,07
TS [%]
Probe
x1x2x3
MW MAW
6 %_a 23,1 23,34 23,52 23,32 0,15
6 %_b 22,74 22,22 22,94 22,63 0,28
20 %_a 19,07 19,17 18,76 19,00 0,16
20 %_b 19,28 19 19,17
19,15 0,10
S1_a 23,99 23,61 23,92 23,84 0,15
S1_b 23,83 23,61 23,93 23,79 0,12
S1+10_a 28,66 28,25 28,35 28,42 0,16
S1+10_b 27,98 27,75 27,86 27,86 0,08
S1+10_c 28,49 28,09 27,94 28,17 0,21
S1+10_d 28,78 28,54 28,11 28,48 0,24
S1+20_a 35,39 35,60 35,68 35,56 0,11
S1+20_b 35,80 35,48 36,36 35,88 0,32
S1+30_a 42,59 41,94 42,35 42,29 0,24
S1+30_b 41,80 41,83 43,13 42,25 0,58
S1+40_a 50,57 49,23 48,34 49,38 0,79
S1+40_b 49,95 50,00 49,52
49,82 0,20
0 %_a 22,69 22,93 22,30 22,64 0,23
0 %_b 22,61 22,60 22,49
22,57 0,05
Trockensubstanz in %
Probe
x1x2x3x4x5
MW MAW
S1 (Variation Fettgehalt) 19,89 22,30 22,20 21,41 - 21,45 0,80
S1 (Variation Ca-Lactat) 21,87 22,17 22,01 21,76 22,15 21,99 0,14
S8 2,68 2,87 2,74 - -
2,76 0,07
Rohproteingehalt [%]
Probe
x1x2
MW MAW
S1 (Variation Fettgehalt) 1,18 1,19 1,19 0,004
S1 (Variation Ca-Lactat) 1,21 1,24 1,23 0,014
Aschegehalt [%]
Anhang
122
Tab. 29: Strukturbildungsgeschwindigkeiten Variation Fremdwassergehalt
Tab. 30: Strukturbildungsgeschwindigkeiten Variation Fettgehalt
Tab. 31: Strukturbildungsgeschwindigkeiten Variation Ca-Lactat
vStr [Pa/min] MAW vStr [Pa/min] MAW vStr [Pa/min] MAW vStr [Pa/min]
MAW
6 %_a 42,66 16,84 53,18 125,16
6 %_b 43,59 16,65 53,18 111,21
MW 6 % 43,13 0,47 16,75 0,10 53,18 0,00 118,19 6,98
20 %_a 16,46 5,86 22,96 56,48
20 %_b 18,57 6,77 24,98 49,00
MW 20 % 17,52 1,06 6,32 0,45 23,97 1,01 52,74 3,74
Probe
Bereich A Bereich B Bereich C Bereich D
vStr [Pa/min] MAW vStr [Pa/min] MAW vStr [Pa/min] MAW vStr [Pa/min]
MAW
0 %_a 39,00 14,49 42,51 96,10
0 %_b 39,40 14,68 48,16 105,65
0 % MW 39,20 0,20 14,58 0,10 45,34 2,83 100,88 4,77
1 %_a 34,77 13,82 23,26 77,53
1 %_b 33,03 12,50 24,26 76,29
1 % MW 33,90 0,87 13,16 0,66 23,76 0,50 76,91 0,62
0,5 %_a 33,74 13,24 28,00 74,25
0,5 %_b 32,85 12,84 31,15 91,36
0,5 %_c 35,94 13,10 32,69 100,45
0,5 %_d 31,51 13,53 33,02 99,62
0,5 % MW 33,51 1,33 13,18 0,21 31,21 1,64 91,42 8,61
Probe
Bereich A Bereich B Bereich C Bereich D
Probe
vStr [Pa/min] MAW vStr [Pa/min] MAW vStr [Pa/min] MAW vStr [Pa/min]
MAW
S1_a 43,55 19,54 54,92 124,89
S1_b 46,65 21,14 58,06 116,64
MW S1 45,10 1,55 20,34 0,80 56,49 1,57 120,77 4,13
S1+10_a 41,71 17,44 42,44 105,17
S1+10_b 35,57 15,97 37,68 97,00
S1+10_c 43,12 16,68 38,83 97,96
S1+10_d 37,16 13,74 36,70 91,74
MW S1+10 39,39 3,03 15,96 1,11 38,91 1,77 97,97 3,60
S1+20_a 22,49 10,06 18,97 52,01
S1+20_b 21,70 9,54 18,71 52,27
MW S1+20 22,10 0,39 9,80 0,26 18,84 0,13 52,14 0,13
S1+30_a 13,78 5,27 9,55 25,84
S1+30_b 12,39 5,40 9,38 23,36
MW S1+30 13,09 0,70 5,33 0,07 9,46 0,08 24,60 1,24
S1+40_a 4,89 1,92 3,21 6,72
S1+40_b 5,47 2,12 3,78 6,91
MW S1+40 5,18 0,29 2,02 0,10 3,49 0,28 6,82 0,09
Bereich A Bereich B Bereich C Bereich D
Anhang
123
Abb. 97: tan (t) und pH (t), Rindfleisch ohne Salz, 2. Ansatz
Abb. 98 G’ (t) und tan (t), Rindfleisch ohne Salz, 2. Ansatz
Probe ohne Salz_2
0,1146
0,1346
0,1546
0,1746
0 200 400 600 800 1000 1200 1400
Zeit in min
Verlustfaktor tan(delta)
4,9
5
5,1
5,2
5,3
5,4
5,5
5,6
pH
tan(delta)
pH
Probe ohne Salz_2
0,1146
0,1346
0,1546
0,1746
0 200 400 600 800 1000 1200 1400
Zeit in min
tan delta
0,00E+00
5,00E+03
1,00E+04
1,50E+04
2,00E+04
2,50E+04
3,00E+04
pH
tan delta
G'
Anhang
124
Abb. 99: Verlustfaktor tan und pH-Wert während der Fermentation der Probe R_S.
Abb. 100: Verlustfaktor tan und Speichermodul G’ während der Fermentation der Probe R_S.
0,1
0,11
0,12
0,13
0,14
0,15
0,16
0,17
0,18
0,19
0,2
0 100 200 300 400 500 600 700 800 900
Zeit [min]
Verlustfaktor tan(delta)
4,9
5
5,1
5,2
5,3
5,4
5,5
5,6
pH
tan(delta)
pH
1 2 3 4
pH: 4,43
0,1
0,11
0,12
0,13
0,14
0,15
0,16
0,17
0,18
0,19
0,2
0 100 200 300 400 500 600 700 800 900
Zeit [m in]
Verlustfaktor tan(delta)
8000
12000
16000
20000
24000
Speichermodul G' [Pa]
tan(delta)
G '
1 2 3 4
pH : 4,43
Anhang
125
Abb. 101: Verlustfaktor tan und pH-Wert während der Fermentation der Probe R_o. S.
Abb. 102: Verlustfaktor tan und Speichermodul G’ während der Fermentation der Probe R_o. S.
0,1
0,11
0,12
0,13
0,14
0,15
0,16
0,17
0,18
0,19
0,2
0 100 200 300 400 500 600 700 800 900
Zeit [min]
Verlustfaktor tan(delta)
4,9
5
5,1
5,2
5,3
5,4
5,5
5,6
pH
tan(delta)
pH
4321
pH: 4,43
0,1
0,11
0,12
0,13
0,14
0,15
0,16
0,17
0,18
0,19
0,2
0 100 200 300 400 500 600 700 800 900
Zeit [min]
Verlustfaktor tan(delta)
8000
12000
16000
20000
24000
Speichermodul G' [Pa]
tan(delta)
G'
4321
pH: 4,43
Anhang
126
Abb. 103: Bereiche A, B, C und D der Probe 6 %_b Variation Fremdwassergehalt
Abb. 104: Bereiche A, B, C und D der Probe 20 %_a Variation Fremdwassergehalt
Abb. 105: Bereiche A, B, C und D der Probe 20 %_b Variation Fremdwassergehalt
6%_b
y = 43,594x + 13239
R2 = 0,9789
y = 16,649x + 16758
R2 = 0,9929
y = 53,175x - 6270,2
R2 = 0,9979
y = 111,21x - 57035
R2 = 0,9977
0,00E+00
1,00E+04
2,00E+04
3,00E+04
4,00E+04
5,00E+04
0 200 400 600 800 1000
Zeit in min
Speichermodul G' [Pa]
5
5,1
5,2
5,3
5,4
5,5
5,6
5,7
pH
G'-A
G'-B
G'-C
G'-D
pH
Linear (G'-A)
Linear (G'-B)
Linear (G'-C)
Linear (G'-D)
A B DC
20%_a
y = 16,462x + 6710,8
R2 = 0,9694
y = 5,8636x + 8298,9
R2 = 0,9894
y = 22,96x - 3317,9
R2 = 0,996
y = 56,484x - 33885
R2 = 0,9983
0,00E+00
5,00E+03
1,00E+04
1,50E+04
2,00E+04
2,50E+04
0 100 200 300 400 500 600 700 800 900 1000 1100
Zeit in min
Speichermodul G' [Pa]
5
5,1
5,2
5,3
5,4
5,5
5,6
5,7
pH
G'-A
G'-B
G'-C
G'-D
pH
Linear (G'-A)
Linear (G'-B)
Linear (G'-C)
Linear (G'-D)
20%_b
y = 18,574x + 7497,6
R2 = 0,9706
y = 6,7732x + 9536,1
R2 = 0,9924
y = 24,978x - 2214,5
R2 = 0,9933
y = 48,998x - 23022
R2 = 0,9974
0,00E+00
5,00E+03
1,00E+04
1,50E+04
2,00E+04
2,50E+04
0 100 200 300 400 500 600 700 800 900 1000
Zeit in min
Speichermodul G' [Pa]
5
5,1
5,2
5,3
5,4
5,5
5,6
5,7
pH
G'-A
G'-B
G'-C
G'-D
pH
Linear (G'-A)
Linear (G'-B)
Linear (G'-C)
Linear (G'-D)
A B C D
Anhang
127
Abb. 106: Bereiche A, B, C und D der Probe S1_a, Variation Fettgehalt
Abb. 107: Bereiche A, B, C und D der Probe S1_b, Variation Fettgehalt
Abb. 108: Bereiche A, B, C und D der Probe S1+10_a, Variation Fettgehalt
S1_a
y = 54,916x - 2237,7
R2 = 0,9982
y = 124,89x - 56486
R2 = 0,9977
y = 43,552x + 13261
R2 = 0,989
y = 19,54x + 15857
R2 = 0,9958
0
10000
20000
30000
40000
50000
60000
70000
0 100 200 300 400 500 600 700 800 900 1000 1100 1200
Zeit in min
Speichermodul G' [Pa]
4,9
5
5,1
5,2
5,3
5,4
5,5
5,6
5,7
pH
G'-C
G'-D
G'-A
G'-B
pH
Linear (G'-C)
Linear (G'-D)
Linear (G'-A)
Linear (G'-B)
A B C D
S1_b
y = 58,061x - 2767,8
R2 = 0,9982
y = 116,64x - 47912
R2 = 0,9973
y = 21,143x + 15873
R2 = 0,9958
y = 46,651x + 13282
R2 = 0,9883
0
10000
20000
30000
40000
50000
60000
70000
0 100 200 300 400 500 600 700 800 900 1000 1100 1200
Zeit in min
Speichermodul G' [Pa]
4,9
5
5,1
5,2
5,3
5,4
5,5
5,6
5,7
pH
G'-C
G'-D
G'-A
G'-B
pH
Linear (G'-C)
Linear (G'-D)
Linear (G'-B)
Linear (G'-A)
A B C D
S1+10_a
y = 42,443x + 1588,1
R2 = 0,9987
y = 105,17x - 45164
R2 = 0,9981
y = 17,441x + 13698
R2 = 0,9959
y = 41,713x + 11460
R2 = 0,9868
0
10000
20000
30000
40000
50000
60000
0 100 200 300 400 500 600 700 800 900 1000 1100 1200
Zeit in min
Speichermodul G' [Pa]
4,9
5
5,1
5,2
5,3
5,4
5,5
5,6
5,7
pH
G'-C
G'-D
G'-A
G'-B
pH
Linear (G'-C)
Linear (G'-D)
Linear (G'-B)
Linear (G'-A)
A B C D
Anhang
128
Abb. 109: Bereiche A, B, C und D der Probe S1+10_b, Variation Fettgehalt
Abb. 110: Bereiche A, B, C und D der Probe S1+10_c, Variation Fettgehalt
Abb. 111: Bereiche A, B, C und D der Probe S1+10_d, Variation Fettgehalt
S1+10_b
y = 37,68x + 1711,4
R2 = 0,9986
y = 96,997x - 42875
R2 = 0,9988
y = 15,965x + 12311
R2 = 0,9965
y = 35,57x + 10327
R2 = 0,9895
0
5000
10000
15000
20000
25000
30000
35000
40000
45000
0 100 200 300 400 500 600 700 800 900 1000 1100 1200
Zeit in min
Speichermodul G' [Pa]
4,9
5
5,1
5,2
5,3
5,4
5,5
5,6
5,7
pH
G'-C
G'-D
G'-A
G'-B
pH
Linear (G'-C)
Linear (G'-D)
Linear (G'-B)
Linear (G'-A)
A B C D
S1+10_c
y = 38,827x + 2402,6
R2 = 0,9979
y = 97,958x - 44117
R2 = 0,9977
y = 16,681x + 13788
R2 = 0,9943
y = 43,12x + 11093
R2 = 0,9898
0
10000
20000
30000
40000
50000
60000
0 100 200 300 400 500 600 700 800 900 1000 1100 1200
Zeit in min
Speichermodul G' [Pa]
4,9
5
5,1
5,2
5,3
5,4
5,5
5,6
5,7
pH
G'-C
G'-D
G'-A
G'-B
pH
Linear (G'-C)
Linear (G'-D)
Linear (G'-B)
Linear (G'-A)
A B C D
S1+10_d
y = 36,701x - 165,08
R2 = 0,9986
y = 91,74x - 44901
R2 = 0,9983
y = 13,737x + 12526
R2 = 0,9939
y = 37,163x + 9951,3
R2 = 0,9869
0
5000
10000
15000
20000
25000
30000
35000
40000
45000
0 100 200 300 400 500 600 700 800 900 1000 1100 1200
Zeit in min
Speichermodul G' [Pa]
4,9
5
5,1
5,2
5,3
5,4
5,5
5,6
5,7
pH
G'-C
G'-D
G'-A
G'-B
pH
Linear (G'-C)
Linear (G'-D)
Linear (G'-B)
Linear (G'-A)
AB C D
Anhang
129
Abb. 112 Bereiche A, B, C und D der Probe S1+20_a, Variation Fettgehalt
Abb. 113: Bereiche A, B, C und D der Probe S1+20_b, Variation Fettgehalt
Abb. 114: Bereiche A, B, C und D der Probe S1+30_a, Variation Fettgehalt
S1+20_a
y = 18,97x + 5682,6
R2 = 0,9967
y = 52,008x - 19818
R2 = 0,997
y = 10,059x + 10047
R2 = 0,9968
y = 22,489x + 8344,9
R2 = 0,9888
0
5000
10000
15000
20000
25000
30000
0 100 200 300 400 500 600 700 800 900 1000 1100 1200
Zeit in min
Speichermodul G' [Pa]
4,9
5
5,1
5,2
5,3
5,4
5,5
5,6
5,7
pH
G'-C
G'-D
G'-A
G'-B
pH
Linear (G'-C)
Linear (G'-D)
Linear (G'-B)
Linear (G'-A)
A B C D
S1+20_b
y = 18,707x + 5069,8
R2 = 0,9973
y = 52,271x - 22185
R2 = 0,9973
y = 9,5401x + 9934,9
R2 = 0,9959
y = 21,701x + 8175,2
R2 = 0,9906
0
5000
10000
15000
20000
25000
30000
0 200 400 600 800 1000 1200
Zeit in min
Speichermodul G' [Pa]
4,9
5
5,1
5,2
5,3
5,4
5,5
5,6
5,7
pH
G'-C
G'-D
G'-A
G'-B
pH
Linear (G'-C)
Linear (G'-D)
Linear (G'-B)
Linear (G'-A)
A B C D
S1+30_a
y = 9,5484x + 6172,7
R2 = 0,9967
y = 25,84x - 7301
R2 = 0,9975
y = 5,2679x + 8541
R2 = 0,9984
y = 13,784x + 7017,5
R2 = 0,9899
0
2000
4000
6000
8000
10000
12000
14000
16000
18000
20000
0 200 400 600 800 1000 1200
Zeit in min
Speichermodul G' [Pa]
4,9
5
5,1
5,2
5,3
5,4
5,5
5,6
5,7
pH
G'-C
G'-D
G'-A
G'-B
pH
Linear (G'-C)
Linear (G'-D)
Linear (G'-B)
Linear (G'-A)
A B C D
Anhang
130
Abb. 115: Bereiche A, B, C und D der Probe S1+30_b, Variation Fettgehalt
Abb. 116: Bereiche A, B, C und D der Probe S1+40_a, Variation Fettgehalt
Abb. 117: Bereiche A, B, C und D der Probe S1+40_b, Variation Fettgehalt
S1+30_b
y = 9,3786x + 5946,3
R2 = 0,9966
y = 23,358x - 5179,9
R2 = 0,9945
y = 5,3983x + 8028,7
R2 = 0,9972
y = 12,387x + 6780,2
R2 = 0,9872
0
2000
4000
6000
8000
10000
12000
14000
16000
18000
0 200 400 600 800 1000 1200
Zeit in min
Speichermodul G' [Pa]
4,9
5
5,1
5,2
5,3
5,4
5,5
5,6
5,7
pH
G'-C
G'-D
G'-A
G'-B
pH
Linear (G'-C)
Linear (G'-D)
Linear (G'-B)
Linear (G'-A)
S1+40_a
y = 3,2086x + 5123,9
R2 = 0,9948
y = 6,7241x + 2107,3
R2 = 0,9927
y = 1,9234x + 5913,4
R2 = 0,9923
y = 4,8914x + 5186,1
R2 = 0,9762
0
1000
2000
3000
4000
5000
6000
7000
8000
9000
10000
0 200 400 600 800 1000 1200
Zeit in min
Speichermodul G' [Pa]
4,9
5
5,1
5,2
5,3
5,4
5,5
5,6
pH
G'-C
G'-D
G'-A
G'-B
pH
Linear (G'-C)
Linear (G'-D)
Linear (G'-B)
Linear (G'-A)
A B C D
S1+40_b
y = 3,7782x + 4979
R2 = 0,9955
y = 6,9081x + 2249
R2 = 0,993
y = 2,1173x + 5988,8
R2 = 0,9951
y = 5,4655x + 5154,5
R2 = 0,9766
0
1000
2000
3000
4000
5000
6000
7000
8000
9000
10000
0 200 400 600 800 1000 1200
Zeit in min
Speichermodul G' [Pa]
4,9
5
5,1
5,2
5,3
5,4
5,5
5,6
pH
G'-C
G'-D
G'-A
G'-B
pH
Linear (G'-C)
Linear (G'-D)
Linear (G'-B)
Linear (G'-A)
A B C D
Anhang
131
Abb. 118: Bereiche A, B, C und D der Probe 0 %_a, Variation Ca-Lactat
Abb. 119: Bereiche A, B, C und D der Probe 0 %_b, Variation Ca-Lactat
Abb. 120: Bereiche A, B, C und D der Probe 1 %_a, Variation Ca-Lactat
0 % a
y = 38,995x + 12432
R2 = 0,9811
y = 14,488x + 15683
R2 = 0,995
y = 42,509x - 1102,8
R2 = 0,9965
y = 96,101x - 48025
R2 = 0,998
0
10000
20000
30000
40000
50000
60000
0 100 200 300 400 500 600 700 800 900 1000 1100 1200
Zeit in min
Speichermodul G' [Pa]
4,9
5
5,1
5,2
5,3
5,4
5,5
5,6
pH
G'-A
G'-B
G'-C
G'-D
pH
Linear (G'-A)
Linear (G'-B)
Linear (G'-C)
Linear (G'-D)
A B C D
0%_b
y = 39,396x + 12153
R2 = 0,9789
y = 14,681x + 15071
R2 = 0,9916
y = 48,163x - 5315,5
R2 = 0,9976
y = 105,65x - 54666
R2 = 0,9981
0
10000
20000
30000
40000
50000
60000
0 100 200 300 400 500 600 700 800 900 1000 1100 1200
Zeit in min
Speichermodul G' [Pa]
4,9
5
5,1
5,2
5,3
5,4
5,5
5,6
pH
G'-A
G'-B
G'-C
G'-D
pH
Linear (G'-A)
Linear (G'-B)
Linear (G'-C)
Linear (G'-D)
A B C D
1%_a
y = 34,774x + 13166
R2 = 0,972
y = 13,824x + 16998
R2 = 0,9976
y = 23,26x + 11584
R2 = 0,9966
y = 77,533x - 39012
R2 = 0,9978
0
10000
20000
30000
40000
50000
60000
0 200 400 600 800 1000 1200 1400
Zeit in min
Speichermodul G' [Pa]
4,9
5
5,1
5,2
5,3
5,4
5,5
5,6
pH
G'-A
G'-B
G'-C
G'-D
pH
Linear (G'-A)
Linear (G'-B)
Linear (G'-C)
Linear (G'-D)
A B C D
Anhang
132
Abb. 121: Bereiche A, B, C und D der Probe 1 %_b, Variation Ca-Lactat
Abb. 122: Bereiche A, B, C und D der Probe 0,5 %_a, Variation Ca-Lactat
Abb. 123: Bereiche A, B, C und D der Probe 0,5 %_b, Variation Ca-Lactat
1%_b
y = 33,034x + 12635
R2 = 0,9684
y = 12,498x + 16500
R2 = 0,9953
y = 24,257x + 9179,5
R2 = 0,9973
y = 76,286x - 40617
R2 = 0,9985
0
10000
20000
30000
40000
50000
60000
0 200 400 600 800 1000 1200 1400
Zeit in min
Speichermodul G' [Pa]
4,9
5
5,1
5,2
5,3
5,4
5,5
5,6
pH
G'-A
G'-B
G'-C
G'-D
pH
Linear (G'-A)
Linear (G'-B)
Linear (G'-C)
Linear (G'-D)
A B C D
0,5 %_a
y = 33,736x + 12723
R2 = 0,9717
y = 13,239x + 16167
R2 = 0,997
y = 27,996x + 7194,7
R2 = 0,9971
y = 74,25x - 34969
R2 = 0,9933
0
5000
10000
15000
20000
25000
30000
35000
40000
45000
0 200 400 600 800 1000 1200
Zeit in min
Speichermodul G' [Pa]
4,9
5
5,1
5,2
5,3
5,4
5,5
5,6
pH
G'-A
G'-B
G'-C
G'-D
pH
Linear (G'-A)
Linear (G'-B)
Linear (G'-C)
Linear (G'-D)
A B C D
0,5%_b
y = 32,853x + 12200
R2 = 0,9721
y = 12,844x + 15532
R2 = 0,9962
y = 31,153x + 4612,5
R2 = 0,9982
y = 91,362x - 49078
R2 = 0,9983
0
10000
20000
30000
40000
50000
60000
0 200 400 600 800 1000 1200 1400
Zeit in min
Speichermodul G' [Pa]
4,9
5
5,1
5,2
5,3
5,4
5,5
5,6
pH
G'-A
G'-B
G'-C
G'-D
pH
Linear (G'-A)
Linear (G'-B)
Linear (G'-C)
Linear (G'-D)
A B C D
Anhang
133
Abb. 124: Bereiche A, B, C und D der Probe 0,5 %_c, Variation Ca-Lactat
Abb. 125: Bereiche A, B, C und D der Probe 0,5 %_d, Variation Ca-Lactat
0,5%_c
y = 35,939x + 11919
R2 = 0,979
y = 13,102x + 15062
R2 = 0,9946
y = 32,69x + 3256,8
R2 = 0,9967
y = 100,45x - 56417
R2 = 0,9985
0
10000
20000
30000
40000
50000
60000
0 100 200 300 400 500 600 700 800 900 1000 1100 1200
Zeit in min
Speichermodul G' [Pa]
4,9
5
5,1
5,2
5,3
5,4
5,5
5,6
pH
G'-A
G'-B
G'-C
G'-D
pH
Linear (G'-A)
Linear (G'-B)
Linear (G'-C)
Linear (G'-D)
A B C D
0,5%_d
y = 31,505x + 12539
R2 = 0,971
y = 13,534x + 15398
R2 = 0,9972
y = 33,019x + 4204,7
R2 = 0,9977
y = 99,617x - 52812
R2 = 0,998
0
5000
10000
15000
20000
25000
30000
35000
40000
45000
50000
0 100 200 300 400 500 600 700 800 900 1000 1100 1200
Zeit in min
Speichermodul G'
4,9
5
5,1
5,2
5,3
5,4
5,5
5,6
pH
G'-A
G'-B
G'-C
G'-D
pH
Linear (G'-A)
Linear (G'-B)
Linear (G'-C)
Linear (G'-D)
A B C D
Anhang
134
Abb. 126: G’’ (f) vor der Fermentation in Abhängigkeit vom Fettgehalt
Abb. 127: G’’ (f) nach der Fermentation in Abhängigkeit vom Fettgehalt
Abb. 128: tan (f) nach der Fermentation der Bräte in Abhängigkeit vom Fettgehalt
103
104
G''
0,01 0,1 1 10 100
Hz
Frequenz f
S1, vor 1
G''
S1, vor 2
G''
S1+10, vor 1
G''
S1+10, vor 2
G''
S1+10, vor 3
G''
S1+20, vor 1
G''
S1+20, vor 2
G''
S1+30, vor 1
G''
S1+30, vor 2
G''
S1+40, vor 1
G''
S1+40, vor 2
G''
S1+10, vor 4
G''
103
104
105
G''
0,01 0,1 1 10 100
Hz
Frequenz f
S1, nach 1
G''
S1, nach 2
G''
S1+10, nach 1
G''
S1+10, nach 2
G''
S1+10, nach 3
G''
S1+20, nach 1
G''
S1+20, nach 2
G''
S1+30, nach 1
G''
S1+30, nach 2
G''
S1+40, nach 1
G''
S1+40, nach 2
G''
S1+10, nach 4
G''
0,17
0,18
0,19
0,2
0,21
0,22
0,23
0,24
0,25
0,26
0,27
0,28
0,29
0,3
0,31
tan()
0,01 0,1 1 10 100
Hz
Frequenz f
S1, nach 1
tan()
S1, nach 2
tan()
S1+10, nach 1
tan()
S1+10, nach 2
tan()
S1+10, nach 3
tan()
S1+20, nach 1
tan()
S1+20, nach 2
tan()
S1+30, nach 1
tan()
S1+30, nach 2
tan()
S1+40, nach 1
tan()
S1+40, nach 2
tan()
S1+10, nach 4
tan()
Anhang
135
Abb. 129: tan () vor der Fermentation in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt
Abb. 130: G’ () vor der Fermentation in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt
Abb. 131: G’’ () vor der Fermentation in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt
0
0,1
0,2
0,3
0,4
0,5
0,6
0,7
0,8
0,9
1
1,1
1,2
1,3
1,4
tan()
0,0001 0,001 0,01 0,1 1
Deformation
1%_a, vor 1
tan()
0%_a, vor 1
tan()
0,5%_a, vor 1
tan()
1%_b, vor 2
tan()
0,5%_b, vor 2
tan()
0%_b, vor 2
tan()
0,5%_c, vor 3
tan()
0,5%_d, vor 4
tan()
102
103
104
G'
0,0001 0,001 0,01 0,1 1
Deformation
1%_a, vor 1
G'
0%_a, vor 1
G'
0,5%_a, vor 1
G'
1%_b, vor 2
G'
0,5%_b, vor 2
G'
0%_b, vor 2
G'
0,5%_c, vor 3
G'
0,5%_d, vor 4
G'
0
4·102
8·102
1,2·103
1,6·103
2·103
2,4·103
2,8·103
Pa
G''
0,0001 0,001 0,01 0,1 1
Deform ation
1%_a, vor 1
G''
0%_a, vor 1
G''
0,5%_a, vor 1
G''
1%_b, vor 2
G''
0,5%_b, vor 2
G''
0%_b, vor 2
G''
0,5%_c, vor 3
G''
0,5%_d, vor 4
G''
Anhang
136
Abb. 132: G’ () nach der Fermentation in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt
Abb. 133: G’’ () nach der Fermentation in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt
Abb. 134: tan () nach der Fermentation in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt
102
103
104
105
Pa
G '
0,0001 0,001 0,01 0,1 1
Deform atio n
1% _a, nach 1
G '
0% _a, nach 1
G '
0,5% _a, n ach 1
G '
1% _b , nach 2
G '
0,5% _b , n ach 2
G '
0% _b , nach 2
G '
0,5% _c, nach 3
G '
0,5% _d , n ach 4
G '
0
103
2·1 03
3·1 03
4·1 03
5·1 03
6·1 03
7·1 03
8·1 03
9·1 03
104
G ''
0,0001 0,001 0,01 0,1 1
D efo rm atio n
1% _a, n ac h 1
G ''
0% _a, n ac h 1
G ''
0,5% _a, n ach 1
G ''
1% _b , n ach 2
G ''
0,5% _b , n ach 2
G ''
0% _b , n ach 2
G ''
0,5% _c, n ach 3
G ''
0,5% _d , n ach 4
G ''
0,1
0,15
0,2
0,25
0,3
0,35
0,4
0,45
0,5
0,55
0,6
tan()
0,0001 0,001 0,01 0,1 1
Defo rm atio n
1% _ a, nach 1
tan()
0% _ a, nach 1
tan()
0,5% _ a, nach 1
tan()
1% _ b, na ch 2
tan()
0,5% _ b, nach 2
tan()
0% _ b, na ch 2
tan()
0,5% _ c , nach 3
tan()
0,5% _ d, nach 4
tan()
Anhang
137
Abb. 135: G’ (f) und G’’ (f) vor der Fermentation in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt
Abb. 136: G’ (f) und G’’ (f) nach der Fermentation in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt
Abb. 137: Verlustfaktor tan() und pH-Verlauf im Timesweep während der Fermentation von S1-Brät mit
den gleichen Zutaten wie bei den Karpfenfermentationen (ohne Ascorbinsäure, mit 1 % Ca-Lactat)
103
104
105
Pa
G'
G''
0,01 0,1 1 10 100
Hz
Frequenz f
1%_a, vor 1
G'
G''
0%_a, vor 1
G'
G''
0,5%_a, vor 1
G'
G''
1%_b, vor 2
G'
G''
0,5%_b, vor 2
G'
G''
0%_b, vor 2
G'
G''
0,5%_c, vor 3
G'
G''
0,5%_d, vor 1
G'
G''
103
104
105
Pa
G'
G''
0,01 0,1 1 10 100
Hz
Frequenz f
1%_a, nach 1
G'
G''
0%_a, nach 1
G'
G''
0,5%_a, nach 1
G'
G''
1%_b, nach 2
G'
G''
0,5%_b, nach 2
G'
G''
0%_b, nach 2
G'
G''
0,5%_c, nach 3
G'
G''
0,5%_d, nach 1
G'
G''
0,12
0,13
0,14
0,15
0,16
0,17
0,18
0,19
0,2
0 200 400 600 800 1000 1200
Zeit [min]
Verlustfaktor tan(delta)
5,1
5,15
5,2
5,25
5,3
5,35
5,4
5,45
5,5
5,55
5,6
pH
tan(delta)
pH
Anhang
138
Abb. 138 : G’ () und G’’ () der Rohbräte K3 und K2
Abb. 139 : tan () der Rohbräte K3 und K2
102
103
104
Pa
G'
G''
0,0001 0,001 0,01 0,1 1
Deformation
Amplitudensweep
K3_a
G'
G''
K3_b
G'
G''
K2_a
G'
G''
K3_c
G'
G''
K2_b
G'
G''
K2_c
G'
G''
K2_d
G'
G''
K3_d
G'
G''
K3_e
G'
G''
K2_e
G'
G''
0
0,2
0,4
0,6
0,8
1
1,2
1,4
1,6
1,8
2
tan()
0,0001 0,001 0,01 0,1 1
Deformation
Amplitudensweep
K3_a
tan()
K3_b
tan()
K2_a
tan()
K3_c
tan()
K2_b
tan()
K2_c
tan()
K2_d
tan()
K3_d
tan()
K3_e
tan()
K2_e
tan()
Anhang
139
Abb. 140 : G’ () und G’’ () der Bräte K3 und K2 mit Zutaten vor der Fermentation
Abb. 141 : G’’ () der Bräte K3 und K2 mit Zutaten vor der Fermentation
Abb. 142 : tan () der Bräte K3 und K2 mit Zutaten vor der Fermentation
102
103
104
Pa
G'
G''
0,0001 0,001 0,01 0,1 1
Deformation
Amplitudensweep
K3_a, vor
G'
G''
K3_b, vor
G'
G''
K2_a, vor
G'
G''
K3_c, vor
G'
G''
K2_b, vor
G'
G''
K2_c, vor
G'
G''
K2_d, vor
G'
G''
K3_d, vor
G'
G''
K3_e, vor
G'
G''
K2_e, vor
G'
G''
0
200
400
600
800
1.000
1.200
1.400
1.600
1.800
2.000
2.200
2.400
2.600
3.000
Pa
G''
0,0001 0,001 0,01 0,1 1
Deformation
Amplitudensweep
K3_a, vor
G''
K3_b, vor
G''
K2_a, vor
G''
K3_c, vor
G''
K2_b, vor
G''
K2_c, vor
G''
K2_d, vor
G''
K3_d, vor
G''
K3_e, vor
G''
K2_e, vor
G''
0
0,2
0,4
0,6
0,8
1
1,2
1,4
1,6
1,8
2
tan()
0,0001 0,001 0,01 0,1 1
Deformation
Amplitudensweep
K3_a, vor
tan()
K3_b, vor
tan()
K2_a, vor
tan()
K3_c, vor
tan()
K2_b, vor
tan()
K2_c, vor
tan()
K2_d, vor
tan()
K3_d, vor
tan()
K3_e, vor
tan()
K2_e, vor
tan()
Anhang
140
Abb. 143 : G’ () und G’’ () der Bräte K3 und K2 nach der Fermentation
Abb. 144 : Vergleich tan () der Bräte K3 und K2 vor und nach der Fermentation
0
0,2
0,4
0,6
0,8
1
1,2
1,4
1,6
1,8
2
tan()
0,00001 0,0001 0,001 0,01 0,1 1
Deformation
Amplitudensweep
K3_a, vor
tan()
K3_a, nach
tan()
K3_b, vor
tan()
K3_b, nach
tan()
K2_a, vor
tan()
K2_a, nach
tan()
K3_c, vor
tan()
K3_c, nach
tan()
K2_b, vor
tan()
K2_b, nach
tan()
K2_c, vor
tan()
K2_c, nach
tan()
K2_d, vor
tan()
K2_d, nach
tan()
K3_d, vor
tan()
K3_d, nach
tan()
K3_e, vor
tan()
K3_e, nach
tan()
K2_e, vor
tan()
K2_e, nach
tan()
101
102
103
104
105
Pa
G'
G''
0,00001 0,0001 0,001 0,01 0,1 1
Deformation
Amplitudensweep
K3_a, nach
G'
G''
K3_b, nach
G'
G''
K2_a, nach
G'
G''
K3_c, nach
G'
G''
K2_b, nach
G'
G''
K2_c, nach
G'
G''
K2_d, nach
G'
G''
K3_d, nach
G'
G''
K3_e, nach
G'
G''
K2_e, nach
G'
G''
Anhang
141
Abb. 145: G’ (f) und G’’ (f) der Rohbräte K3 und K2
Abb. 146: Vergleich tan (f) der Rohbräte und der Bräte vor der Fermentation aus K3 und K2
102
103
104
105
Pa
G'
G''
100
101
0,01 0,1 1 10 100
Hz
Frequenz f
K3_a
G'
G''
K3_b
G'
G''
K2_a
G'
G''
K3_c
G'
G''
K2_b
G'
G''
K2_c
G'
G''
K2_d
G'
G''
K3_d
G'
G''
K3_e
G'
G''
K2_e
G'
G''
0,1
0,15
0,2
0,25
0,3
0,35
0,4
0,45
0,5
0,55
0,6
tan()
0,01 0,1 1 10 100
Hz
Frequenz f
K3_a
tan()
K3_a, vor
tan()
K3_b
tan()
K3_b, vor
tan()
K2_a
tan()
K2_a, vor
tan()
K3_c
tan()
K3_c, vor
tan()
K2_b
tan()
K2_b, vor
tan()
K2_c
tan()
K2_c, vor
tan()
K2_d
tan()
K2_d, vor
tan()
K3_d
tan()
K3_d, vor
tan()
K3_e
tan()
K3_e, vor
tan()
K2_e
tan()
K2_e, vor
tan()
Anhang
142
Abb. 147: G’ (f) und G’’ (f) K3_a und K3_a, vor
Abb. 148: G’ (f) und G’’ (f) K3_b und K3_b, vor
Abb. 149: G’ (f) und G’’ (f) K3_c und K3_c, vor
102
103
104
Pa
G'
G''
0,01 0,1 1 10 100
Hz
Frequenz f
K3_a
G'
G''
K3_a, vor
G'
G''
102
103
104
105
Pa
G'
G''
0,01 0,1 1 10 100
Hz
Frequenz f
K3_b
G'
G''
K3_b, vor
G'
G''
102
103
104
105
Pa
G'
G''
0,01 0,1 1 10 100
Hz
Frequenz f
K3_c
G'
G''
K3_c, vor
G'
G''
Anhang
143
Abb. 150: G’ (f) und G’’ (f) K3_d und K3_d, vor
Abb. 151: G’ (f) und G’’ (f) K2_a und K2_a, vor
Abb. 152: G’ (f) und G’’ (f) K2_b und K2_b, vor
102
103
104
105
Pa
G'
G''
0,01 0,1 1 10 100
Hz
Frequenz f
K3_d
G'
G''
K3_d, vor
G'
G''
102
103
104
Pa
G'
G''
0,01 0,1 1 10 100
Hz
Frequenz f
K2_a
G'
G''
K2_a, vor
G'
G''
102
103
104
Pa
G'
G''
0,01 0,1 1 10 100
Hz
Frequenz f
K2_b
G'
G''
K2_b, vor
G'
G''
Anhang
144
Abb. 153: G’ (f) und G’’ (f) K2_c und K2_c, vor
Abb. 154: G’ (f) und G’’ (f) K2_d und K2_d, vor
Abb. 155: G’ (f) und G’’ (f) K2_e und K2_e, vor
102
103
104
Pa
G'
G''
0,01 0,1 1 10 100
Hz
Frequenz f
K2_c
G'
G''
K2_c, vor
G'
G''
102
103
104
Pa
G'
G''
0,01 0,1 1 10 100
Hz
Frequenz f
K2_d
G'
G''
K2_d, vor
G'
G''
102
103
104
Pa
G'
G''
0,01 0,1 1 10 100
Hz
Frequenz f
K2_e
G'
G''
K2_e, vor
G'
G''
Anhang
145
Abb. 156: Vergleich G’ (f) der Proben K3 und K2 vor und nach der Fermentation
Abb. 157: Vergleich tan (f) der Proben K3 und K2 vor und nach der Fermentation
103
104
105
Pa
G'
0,01 0,1 1 10 100
Hz
Frequenz f
K3_a, vor
G'
K3_a, nach
G'
K3_b, vor
G'
K3_b, nach
G'
K2_a, vor
G'
K2_a, nach
G'
K3_c, vor
G'
K3_c, nach
G'
K2_b, vor
G'
K2_b, nach
G'
K2_c, vor
G'
K2_c, nach
G'
K2_d, vor
G'
K2_d, nach
G'
K3_d, vor
G'
K3_d, nach
G'
K3_e, vor
G'
K3_e, nach
G'
K2_e, vor
G'
K2_e, nach
G'
0,1
0,15
0,2
0,25
0,3
0,35
0,4
0,45
0,5
0,55
0,6
tan()
0,01 0,1 1 10 100
Hz
Frequenz f
K3_a, vor
tan()
K3_a, nach
tan()
K3_b, vor
tan()
K3_b, nach
tan()
K2_a, vor
tan()
K2_a, nach
tan()
K3_c, vor
tan()
K3_c, nach
tan()
K2_b, vor
tan()
K2_b, nach
tan()
K2_c, vor
tan()
K2_c, nach
tan()
K2_d, vor
tan()
K2_d, nach
tan()
K3_d, vor
tan()
K3_d, nach
tan()
K3_e, vor
tan()
K3_e, nach
tan()
K2_e, vor
tan()
K2_e, nach
tan()
Anhang
146
Abb. 158: G’ (f) und G’’ (f), Einzelmessungen Einkomponentensystem Raps
Abb. 159: G’ (f) und G’’ (f), Einzelmessungen Zweikomponentensystem ISP MT 200/ MT 230
Abb. 160: G’ (f) und G’’ (f), Einzelmessungen Zweikomponentensystem Hansen INNO 20/ INNO 30
Abb. 161: G’ (f) und G’’ (f), Einzelmessungen Einkomponentensystem ISP MT 624
103
104
105
G'
G''
0,01 0,1 1 10 100
Hz
Frequenz f
Raps 1
G'
G''
Raps 2
G'
G''
Raps 3
G'
G''
103
104
105
G'
G''
0,01 0,1 1 10 100
Hz
Frequenz f
MT 200/ MT 230 1
G'
G''
MT 200/ MT 230 2
G'
G''
103
104
105
G'
G''
0,01 0,1 1 10 100
Hz
Frequenz f
Hansen 1
G'
G''
Hansen 2
G'
G''
Hansen 3
G'
G''
103
104
105
G'
G''
0,01 0,1 1 10 100
Hz
Frequenz f
MT 624 1
G'
G''
MT 624 2
G'
G''
Anhang
147
12.1 Tabellenverzeichnis
Tab. 1: Parameter der Oszillationsmessungen ................................................................................................................................. 18
Tab. 2: Zutaten für den Standardansatz der 1. Versuchsserie Rindfleisch ...................................................................................... 23
Tab. 3: Zutaten Modellbräte 2. Versuchsserie Rindfleisch (bezogen auf Masse Modellbrät) ......................................................... 25
Tab. 4: Zutaten zu den Rohbräten der 1. Versuchsserie Schweinefleisch bezogen auf die Masse Rohbrät ................................. 26
Tab. 5: Zusammensetzung der Modellbräte mit unterschiedlichem S8-Gehalt und deren Probenbezeichnung ............................ 27
Tab. 6: Zutaten zu den Grundbräten der 3. Versuchsserie (Ca-Lactat) bezogen auf die Masse Grundbrät .................................. 28
Tab. 7: Zutaten zu den Grundbräten aus K2 bzw. K3 bezogen auf die Masse Grundbrät .............................................................. 29
Tab. 8: Verwendete Messsysteme ..................................................................................................................................................... 30
Tab. 9: pH und TS-Gehalt der Rindfleischproben, 2. Versuchsserie ................................................................................................ 33
Tab. 10: Speichermodul G’ zu Fermentationsbeginn (Start) und zu Fermentationsende (pH 5,1) in Abhängigkeit vom
Fremdwassergehalt .................................................................................................................................................................. 48
Tab. 11: Strukturbildungsgeschwindigkeiten der Bereiche A und B in Abhängigkeit vom Fremdwassergehalt ............................. 53
Tab. 12: Strukturbildungsgeschwindigkeiten der Bereiche C und D in Abhängigkeit vom Fremdwassergehalt............................. 55
Tab. 13: Strukturbildungsgeschwindigkeit in den Bereichen A und B in Abhängigkeit vom Fettgehalt .......................................... 65
Tab. 14: Strukturbildungsgeschwindigkeit in Bereich C und D in Abhängigkeit vom Fettgehalt ..................................................... 67
Tab. 15: Fermentationszeiten bis pH 5,0 in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt ........................................................................... 76
Tab. 16: Startlevel der pH-Werte der verschiedenen Ansätze zu Beginn der Fermentation ........................................................... 76
Tab. 17: Ermittelte Dauer der Adaptionsphasen ............................................................................................................................... 77
Tab. 18: G’ zum Anfang und zum Ende der Fermentation in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt ................................................ 79
Tab. 19: Strukturbildungsgeschwindigkeiten der Bereiche A und B in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt ................................. 81
Tab. 20: Strukturbildungsgeschwindigkeiten der Bereiche C und D in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt und die
dazugehörigen pH-Bereiche .................................................................................................................................................... 82
Tab. 21: pH-Werte beim Übergang von Bereich C zu D in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt ................................................... 83
Tab. 22: Trockensubstanzgehalte der untersuchten Karpfenproben ............................................................................................... 88
Tab. 23: pH-Werte der Rohbräte aus K3 und K2 .............................................................................................................................. 88
Tab. 24: TS-Gehalte nach ASU §35 LMBG der S1-Rohstoffe Variation Fettgehalt und Variation Ca-Lactat ............................... 121
Tab. 25: TS-Gehalte der Grundbräte Schweinefleisch.................................................................................................................... 121
Tab. 26: Rohproteingehalte .............................................................................................................................................................. 121
Tab. 27: Aschegehalt ........................................................................................................................................................................ 121
Tab. 28: Durchschnittliche chemisch-analytische Kennwerte der Modellbräte in Abhängigkeit vom S8-Gehalt laut GEHA-
Standardisierungssystem ....................................................................................................................................................... 121
Tab. 29: Strukturbildungsgeschwindigkeiten Variation Fremdwassergehalt .................................................................................. 122
Tab. 30: Strukturbildungsgeschwindigkeiten Variation Fettgehalt .................................................................................................. 122
Tab. 31: Strukturbildungsgeschwindigkeiten Variation Ca-Lactat .................................................................................................. 122
Anhang
148
12.2. Abbildungsverzeichnis
Abb. 1: Links: vorgegebene Sinuskurve (-Regelung), rechts: resultierende, phasenverschobene Sinuskurve (-Kurve), aus
[154] .......................................................................................................................................................................................... 18
Abb. 2: Amplitudensweep: links: Vorgabe der variablen Deformationsamplitude; rechts: G’ (), G’’ () und L, aus [154] ............. 19
Abb. 3: Vorgabe der variablen Frequenz beim Frequenzsweep (-Regelung), aus [154] ............................................................... 19
Abb. 4: Fließschema zur Bearbeitung der Rohstoffe [156] ............................................................................................................... 21
Abb. 5: Vereinfachtes Fließschema zur Herstellung der Modellbräte aus Rindfleisch mit den unterschiedlichen
Präparationsverfahren der 2. Versuchsserie ........................................................................................................................... 24
Abb. 6: Vereinfachtes Fließschema zur Herstellung der Modellbräte mit unterschiedlichem Fremdwassergehalt ........................ 25
Abb. 7: Vereinfachtes Fließschema zur Herstellung der Modellbräte mit unterschiedlichem Fettgehalt, nach [156] ..................... 26
Abb. 8: Vereinfachtes Fließschema zur Herstellung der Modellbräte der Ca-Lactat-Serie, nach [156] .......................................... 27
Abb. 9: Vereinfachtes Fließschema zur Herstellung der Grundbräte aus K3 und K2 Filets ............................................................ 29
Abb. 10: Übersicht über durchgeführte rheologische Untersuchungen zu ablaufenden Strukturierungsprozessen bei der
Fermentation der unterschiedlichen Versuchsserien, nach [156]........................................................................................... 31
Abb. 11: Einteilung des Fermentationsverlaufes anhand des pH-Wertes in Phasen ...................................................................... 34
Abb. 12: Verlustfaktor tan und pH-Wert während der Fermentation des Standardansatzes ........................................................ 34
Abb. 13: Verlustfaktor tan und Speichermodul G’ während der Fermentation des Standardansatzes ........................................ 34
Abb. 14: Verlustfaktor tan und pH-Wert während der Fermentation ohne Salzzugabe ................................................................ 36
Abb. 15: Verlustfaktor tan und Speichermodul G’ während der Fermentation ohne Salzzugabe ................................................ 36
Abb. 16: Verlustfaktor tan und pH-Wert während der Fermentation ohne Starterkulturzugabe ................................................... 37
Abb. 17: Verlustfaktor tan und Speichermodul G’ während der Fermentation ohne Starterkulturzugabe ................................... 37
Abb. 18: Relative Zunahmen des Speichermoduls G’ und relative Abnahme des Verlustfaktors tan im 1. Abschnitt der
Fermentation für die drei verschiedenen Ansätze ................................................................................................................... 38
Abb. 19: Relative Zunahmen des Verlustfaktors tan im 3. Abschnitt der Fermentation für die drei verschiedenen Ansätze...... 38
Abb. 20: Vergleich der pH-Verläufe der Proben R_S. und R_o. S. während der Fermentation ...................................................... 40
Abb. 21: Verlustfaktor tan der Proben R_S. und R_o. S. während der Fermentation im Timesweep .......................................... 40
Abb. 22: Speichermodul G’ der Proben R_S. und R_o. S. während der Fermentation im Timesweep .......................................... 41
Abb. 23: pH-Wert-Verlauf während der Fermentation der Rindfleischproben mit Lc1 und mit RW ................................................ 42
Abb. 24: Verlustfaktor tan während der Fermentation der Rindfleischproben mit LC1 und RW .................................................. 43
Abb. 25: Speichermodul G’ während der Fermentation der Rindfleischproben mit Lc1 und mit RW .............................................. 43
Abb. 26: pH-Verlauf während der Fermentation in Abhängigkeit vom Fremdwassergehalt ............................................................ 46
Abb. 27: Fermentationsdauer bis pH 5,1 in Abhängigkeit vom Fremdwassergehalt ....................................................................... 46
Abb. 28: Dauer der Adaptionsphasen in Abhängigkeit vom Fremdwassergehalt ............................................................................ 47
Abb. 29: G’ (t) während der Fermentation bis pH 5,1 in Abhängigkeit vom Fremdwassergehalt .................................................... 47
Abb. 30: tan (t) während der Fermentation bis pH 5,1 in Abhängigkeit vom Fremdwassergehalt ............................................... 48
Abb. 31: tan und pH-Wert während der Fermentation von Schweinefleisch am Beispiel der Probe 6 %_a ................................ 49
Abb. 32: tan und G’ während der Fermentation von Schweinefleisch am Beispiel der Probe 6 %_a .......................................... 49
Abb. 33: Verlauf des Speichermoduls G’ und des pH-Wertes im Timesweep während der Fermentation der Probe 6 %_a und
prinzipielle Einteilung des Fermentationsverlaufes in die Bereiche A, B, C und D ................................................................ 51
Abb. 34: Verlauf von Speichermodul G’ und Verlustfaktor tan im Timesweep während der Fermentation des Ansatzes 6 %_a
und Einteilung in die Bereiche A, B, C und D anhand der G’-Kurve ...................................................................................... 51
Abb. 35: Strukturbildungsgeschwindigkeit in Bereich A in Abhängigkeit vom Fremdwassergehalt ................................................ 53
Abb. 36: Strukturbildungsgeschwindigkeiten in Bereich B in Abhängigkeit vom Fremdwassergehalt ............................................ 53
Abb. 37: Strukturbildungsgeschwindigkeiten in Bereich C in Abhängigkeit vom Frendwassergehalt ............................................. 54
Abb. 38: Strukturbildungsgeschwindigkeiten in Bereich D in Abhängigkeit vom Fremdwassergehalt ............................................ 55
Abb. 39: G’ () und tan () vor der Fermentation in Abhängigkeit vom Fremdwassergehalt ......................................................... 56
Abb. 40: G’’ () vor der Fermentation in Abhängigkeit vom Fremdwassergehalt ............................................................................. 56
Abb. 41: G’(f) und G’’(f) im Frequenzsweep vor der Fermentation in Abhängigkeit vom Fremdwassergehalt ............................... 57
Anhang
149
Abb. 42: G’(f) und G’’(f) im Frequenzsweep nach der Fermentation in Abhängigkeit vom Fremdwassergehalt ............................ 57
Abb. 43: tan (f) im Frequenzsweep vor und nach der Fermentation in Abhängigkeit vom Fremdwassergehalt ......................... 58
Abb. 44: pH-Verlauf während der Fermentation in Abhängigkeit vom Fettgehalt ............................................................................ 59
Abb. 45: Fermentationsdauer bis pH 5,0 in Abhängigkeit vom Fettgehalt ....................................................................................... 60
Abb. 46: Mittelwerte der pH-Startlevel in Abhängigkeit vom Fettgehalt ........................................................................................... 60
Abb. 47: Dauer der Adaptionsphasen in Abhängigkeit vom Fettgehalt ............................................................................................ 61
Abb. 48: Verlustfaktor tan im Timesweep der Fermentation bis pH 5,0 in Abhängigkeit vom Fettgehalt .................................... 62
Abb. 49: Speichermodul G’ im Timesweep der Fermentation bis pH 5,0 in Abhängigkeit vom Fettgehalt ..................................... 62
Abb. 50: MW der Speichermodule G’ in Abhängigkeit vom Fettgehalt beim Start der Fermentation ............................................. 63
Abb. 51: MW der Speichermodule G’ in Abhängigkeit vom Fettgehalt bei Fermentationsende (pH 5,0) ....................................... 63
Abb. 52: Strukturbildungsgeschwindigkeit in Bereich A in Abhängigkeit vom Fettgehalt ................................................................ 64
Abb. 53: Strukturbildungsgeschwindigkeit in Bereich B in Abhängigkeit vom Fettgehalt ................................................................ 65
Abb. 54: Strukturbildungsgeschwindigkeit in Bereich C in Abhängigkeit vom Fettgehalt ................................................................ 66
Abb. 55: Strukturbildungsgeschwindigkeit in Bereich D in Abhängigkeit vom Fettgehalt ................................................................ 67
Abb. 56: G’() und Verlustfaktor tan () vor der Fermentation in Abhängigkeit vom Fettgehalt .................................................... 68
Abb. 57: G’’() vor der Fermentation in Abhängigkeit vom Fettgehalt .............................................................................................. 68
Abb. 58: G’() nach der Fermentation in Abhängigkeit vom Fettgehalt ............................................................................................ 69
Abb. 59: G’’() nach der Fermentation in Abhängigkeit vom Fettgehalt ........................................................................................... 70
Abb. 60:G’(f) und G’’(f) der Proben S1 roh, S1 vor und S1 nach ...................................................................................................... 71
Abb. 61: tan (f) der Proben S1 roh, S1 vor und S1 nach................................................................................................................ 72
Abb. 62: Vergleich G’(f) vor und nach der Fermentation der Bräte in Abhängigkeit vom Fettgehalt............................................... 73
Abb. 63: G’(f) und G’’(f) nach der Fermentation der Bräte in Abhängigkeit vom Fettgehalt ............................................................ 74
Abb. 64: G’(t) während der Fermentation der zweiten Serie in Abhängigkeit vom Fettgehalt ......................................................... 74
Abb. 65: tan (t) während der Fermentation der zweiten Serie in Abhängigkeit vom Fettgehalt ................................................... 75
Abb. 66: pH-Wert-Verlauf während der Fermentation in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt ....................................................... 75
Abb. 67: Dauer der Fermentation bis pH 5,0 in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt ..................................................................... 76
Abb. 68: tan im Timesweep der Fermentation bis pH 5,0 in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt .............................................. 78
Abb. 69: G’(t) während der Fermentation bis pH 5,0 in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt ......................................................... 78
Abb. 70: Speichermodul G’ am Ende der Fermentation bei einem pH-Wert von 5,0 ...................................................................... 79
Abb. 71: Strukturbildungsgeschwindigkeit in Bereich A in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt .................................................... 80
Abb. 72: Strukturbildungsgeschwindigkeit in Bereich B in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt .................................................... 81
Abb. 73: Strukturbildungsgeschwindigkeiten in Bereich C in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt ................................................ 82
Abb. 74: Strukturbildungsgeschwindigkeiten in Bereich D in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt ................................................ 83
Abb. 75: pH-Verlauf während der Fermentation der Proben K2 und K3 .......................................................................................... 89
Abb. 76: Dauer der Fermentation der Proben K3 und K2 bis pH 5,0 ............................................................................................... 89
Abb. 77 : pH-Werte zu Fermentationsbeginn der Proben K3 und K2 ............................................................................................... 90
Abb. 78: Adaptionszeiten bei der Fermentation der Proben K3 und K2 ........................................................................................... 90
Abb. 79: G’(t) während der Fermentation der Proben K3 und K2 bis zu einem pH-Wert von 5,0 ................................................... 91
Abb. 80: Speichermodul G’ zu Beginn der Fermentation der Proben K3 und K2 ............................................................................ 91
Abb. 81: Speichermodul G’ zu Fermentationsende der Proben K3 und K2 ..................................................................................... 92
Abb. 82: tan (t) während der Fermentation der Proben K3 und K2 bis zu einem pH-Wert von 5,0 ............................................. 92
Abb. 83: tan und pH-Wert während der Fermentation im Timesweep der Probe K3_e und prinzipielle Einteilung des
Fermentationsprozesses in verschiedene Abschnitte anhand des Verlustfaktors tan ........................................................ 93
Abb. 84: Verlustfaktor tan und Speichermodul G’ während der Fermentation im Timesweep der Probe K3_e und prinzipielle
Einteilung des Fermentationsprozesses in verschiedene Abschnitte anhand des Verlustfaktors tan ............................... 93
Abb. 85 : Vergleich tan (f) des Rohbrätes der Probe K3_e und der Probe K3_e vor der Fermentation mit Zutaten im
Frequenzsweep ........................................................................................................................................................................ 97
Anhang
150
Abb. 86 : Vergleich G’(f) und G’’(f) des Rohbrätes der Probe K3_e und der Probe K3_e vor der Fermentation mit Zutaten im
Frequenzsweep ........................................................................................................................................................................ 97
Abb. 87: G’ (t), G’’ (t) und tan (t) des Einkomponentensystems Raps ......................................................................................... 100
Abb. 88 : G’ (t), G’’ (t) und Tan (t) des Zweikomponentensystems Fa. ISP MT 200/ MT 230 .................................................... 101
Abb. 89: G’ (t), G’’ (t) und tan (t) des Zweikomponentensystems Hansen INNO 20 und INNO 30 ............................................ 102
Abb. 90 : G’ (t), G’’ (t) und tan (t) des Einkomponentensystems ISP MT 624 .............................................................................. 103
Abb. 91: G’ (t) aller Alginatproben im Timesweep ........................................................................................................................... 104
Abb. 92: Verlustfaktor tan aller Alginatproben im Timesweep ..................................................................................................... 104
Abb. 93: Einkomponentensystem Firma Raps, rechte Seite: Anschnitt ......................................................................................... 105
Abb. 94: Zweikomponentensystem Hansen INNO 20/ INNO 30, rechte Seite: Anschnitt ............................................................. 106
Abb. 95: Zweikomponentensystem ISP MT 200/ MT 230, rechte Seite: Anschnitt ........................................................................ 106
Abb. 96: Einkomponentensystem Firma ISP MT 624, rechte Seite: Anschnitt .............................................................................. 107
Abb. 97: tan (t) und pH (t), Rindfleisch ohne Salz, 2. Ansatz ....................................................................................................... 123
Abb. 98 G’ (t) und tan (t), Rindfleisch ohne Salz, 2. Ansatz ......................................................................................................... 123
Abb. 99: Verlustfaktor tan und pH-Wert während der Fermentation der Probe R_S. ................................................................. 124
Abb. 100: Verlustfaktor tan und Speichermodul G’ während der Fermentation der Probe R_S. ............................................... 124
Abb. 101: Verlustfaktor tan und pH-Wert während der Fermentation der Probe R_o. S. ........................................................... 125
Abb. 102: Verlustfaktor tan und Speichermodul G’ während der Fermentation der Probe R_o. S. ........................................... 125
Abb. 103: Bereiche A, B, C und D der Probe 6 %_b Variation Fremdwassergehalt ...................................................................... 126
Abb. 104: Bereiche A, B, C und D der Probe 20 %_a Variation Fremdwassergehalt.................................................................... 126
Abb. 105: Bereiche A, B, C und D der Probe 20 %_b Variation Fremdwassergehalt.................................................................... 126
Abb. 106: Bereiche A, B, C und D der Probe S1_a, Variation Fettgehalt ...................................................................................... 127
Abb. 107: Bereiche A, B, C und D der Probe S1_b, Variation Fettgehalt ...................................................................................... 127
Abb. 108: Bereiche A, B, C und D der Probe S1+10_a, Variation Fettgehalt ................................................................................ 127
Abb. 109: Bereiche A, B, C und D der Probe S1+10_b, Variation Fettgehalt ................................................................................ 128
Abb. 110: Bereiche A, B, C und D der Probe S1+10_c, Variation Fettgehalt ................................................................................ 128
Abb. 111: Bereiche A, B, C und D der Probe S1+10_d, Variation Fettgehalt ................................................................................ 128
Abb. 112 Bereiche A, B, C und D der Probe S1+20_a, Variation Fettgehalt ................................................................................ 129
Abb. 113: Bereiche A, B, C und D der Probe S1+20_b, Variation Fettgehalt ................................................................................ 129
Abb. 114: Bereiche A, B, C und D der Probe S1+30_a, Variation Fettgehalt ................................................................................ 129
Abb. 115: Bereiche A, B, C und D der Probe S1+30_b, Variation Fettgehalt ................................................................................ 130
Abb. 116: Bereiche A, B, C und D der Probe S1+40_a, Variation Fettgehalt ................................................................................ 130
Abb. 117: Bereiche A, B, C und D der Probe S1+40_b, Variation Fettgehalt ................................................................................ 130
Abb. 118: Bereiche A, B, C und D der Probe 0 %_a, Variation Ca-Lactat ..................................................................................... 131
Abb. 119: Bereiche A, B, C und D der Probe 0 %_b, Variation Ca-Lactat ..................................................................................... 131
Abb. 120: Bereiche A, B, C und D der Probe 1 %_a, Variation Ca-Lactat ..................................................................................... 131
Abb. 121: Bereiche A, B, C und D der Probe 1 %_b, Variation Ca-Lactat ..................................................................................... 132
Abb. 122: Bereiche A, B, C und D der Probe 0,5 %_a, Variation Ca-Lactat .................................................................................. 132
Abb. 123: Bereiche A, B, C und D der Probe 0,5 %_b, Variation Ca-Lactat .................................................................................. 132
Abb. 124: Bereiche A, B, C und D der Probe 0,5 %_c, Variation Ca-Lactat .................................................................................. 133
Abb. 125: Bereiche A, B, C und D der Probe 0,5 %_d, Variation Ca-Lactat .................................................................................. 133
Abb. 126: G’’ (f) vor der Fermentation in Abhängigkeit vom Fettgehalt.......................................................................................... 134
Abb. 127: G’’ (f) nach der Fermentation in Abhängigkeit vom Fettgehalt ....................................................................................... 134
Abb. 128: tan (f) nach der Fermentation der Bräte in Abhängigkeit vom Fettgehalt ...................................................................... 134
Abb. 129: tan () vor der Fermentation in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt ............................................................................. 135
Abb. 130: G’ () vor der Fermentation in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt .............................................................................. 135
Abb. 131: G’’ () vor der Fermentation in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt ............................................................................. 135
Abb. 132: G’ () nach der Fermentation in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt ........................................................................... 136
Anhang
151
Abb. 133: G’’ () nach der Fermentation in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt .......................................................................... 136
Abb. 134: tan () nach der Fermentation in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt ....................................................................... 136
Abb. 135: G’ (f) und G’’ (f) vor der Fermentation in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt ............................................................. 137
Abb. 136: G’ (f) und G’’ (f) nach der Fermentation in Abhängigkeit vom Ca-Lactat-Gehalt .......................................................... 137
Abb. 137: Verlustfaktor tan() und pH-Verlauf im Timesweep während der Fermentation von S1-Brät mit den gleichen Zutaten
wie bei den Karpfenfermentationen (ohne Ascorbinsäure, mit 1 % Ca-Lactat) ................................................................... 137
Abb. 138 : G’ () und G’’ () der Rohbräte K3 und K2 ..................................................................................................................... 138
Abb. 139 : tan () der Rohbräte K3 und K2 ................................................................................................................................... 138
Abb. 140 : G’ () und G’’ () der Bräte K3 und K2 mit Zutaten vor der Fermentation ..................................................................... 139
Abb. 141 : G’’ () der Bräte K3 und K2 mit Zutaten vor der Fermentation ...................................................................................... 139
Abb. 142 : tan () der Bräte K3 und K2 mit Zutaten vor der Fermentation .................................................................................. 139
Abb. 143 : G’ () und G’’ () der Bräte K3 und K2 nach der Fermentation..................................................................................... 140
Abb. 144 : Vergleich tan () der Bräte K3 und K2 vor und nach der Fermentation ..................................................................... 140
Abb. 145: G’ (f) und G’’ (f) der Rohbräte K3 und K2 ....................................................................................................................... 141
Abb. 146: Vergleich tan (f) der Rohbräte und der Bräte vor der Fermentation aus K3 und K2 .................................................. 141
Abb. 147: G’ (f) und G’’ (f) K3_a und K3_a, vor ............................................................................................................................... 142
Abb. 148: G’ (f) und G’’ (f) K3_b und K3_b, vor ............................................................................................................................... 142
Abb. 149: G’ (f) und G’’ (f) K3_c und K3_c, vor ............................................................................................................................... 142
Abb. 150: G’ (f) und G’’ (f) K3_d und K3_d, vor ............................................................................................................................... 143
Abb. 151: G’ (f) und G’’ (f) K2_a und K2_a, vor ............................................................................................................................... 143
Abb. 152: G’ (f) und G’’ (f) K2_b und K2_b, vor ............................................................................................................................... 143
Abb. 153: G’ (f) und G’’ (f) K2_c und K2_c, vor ............................................................................................................................... 144
Abb. 154: G’ (f) und G’’ (f) K2_d und K2_d, vor ............................................................................................................................... 144
Abb. 155: G’ (f) und G’’ (f) K2_e und K2_e, vor ............................................................................................................................... 144
Abb. 156: Vergleich G’ (f) der Proben K3 und K2 vor und nach der Fermentation ........................................................................ 145
Abb. 157: Vergleich tan (f) der Proben K3 und K2 vor und nach der Fermentation.................................................................... 145
Abb. 158: G’ (f) und G’’ (f), Einzelmessungen Einkomponentensystem Raps ............................................................................... 146
Abb. 159: G’ (f) und G’’ (f), Einzelmessungen Zweikomponentensystem ISP MT 200/ MT 230 ................................................... 146
Abb. 160: G’ (f) und G’’ (f), Einzelmessungen Zweikomponentensystem Hansen INNO 20/ INNO 30 ........................................ 146
Abb. 161: G’ (f) und G’’ (f), Einzelmessungen Einkomponentensystem ISP MT 624 .................................................................... 146
Anhang
152
Danksagung
Ich möchte mich ganz herzlich bei Herrn Prof. Dr. Senge und Herrn Prof. Dr. Thiemig für die
Betreuung der Arbeit bedanken. Insbesondere die wertvollen Diskussionen und Hinweise
haben wesentlich zum Gelingen dieser Arbeit beigetragen.
Bei Herrn Prof. Dr. Wagner möchte ich mich an dieser Stelle für die Übernahme des Vorsit-
zes im Promotionsausschuss bedanken.
Ein ganz besonderer Dank geht auch an meine Kolleginnen und Kollegen in den Fachgebie-
ten Lebensmittelrheologie und Technologie proteinreicher Lebensmittel, die mir in den ver-
gangenen Jahren hilfreich zur Seite gestanden haben.
Vielen Dank an Herrn Dr. Blochwitz, Frau Dipl.-Ing. Monika Brückner-Gühmann, Frau Dipl.-
Ing. Hanna Kastner, Herrn Christoph Karpinski, Frau Pharm.-Ing. Steglich, Frau Dipl.-Ing.
Reimold und Frau Dr. Pfaffe.
Ein herzliches Dankeschön auch an die Kolleginnen des Fachgebietes Lebensmittelqualität
und Materialwissenschaft: Frau Dipl.-Ing. Kern, Frau Kliegel, Frau Haesner und Frau Dr.
Einhorn-Stoll.
Bei meinen Eltern, meiner Schwester und Familie möchte ich mich ganz besonders herzlich
für die stetige Unterstützung in allen Lebenslagen bedanken.
Anhang
153
Liste von Veröffentlichungen, Vorträgen und Präsentationen
Veröffentlichungen:
Hildebrandt, N.; Senge, B. (2005): Strukturuntersuchungen von Schweine- und Gänseschmalz sowie
streichfähiger Rohwurst. Fleischwirtschaft, 85 (7): S. 91-96.
Hildebrandt, N.; Thiemig, F.; Senge, B. (2007): Strukturbildung bei der Fermentation von Fleisch.
Fleischwirtschaft, 87 (9): S. 104-107.
Hildebrandt, N.; Kastner, K.; Senge, B: (2009): Einfluss des Fettgehaltes auf die Strukturbildung bei
der Fermentation von Brät aus Schweinefleisch. Fleischwirtschaft, 89 (7): S. 91-94.
Vorträge und Präsentationen:
Hildebrandt, N.; Senge, B.: Rheologische Untersuchungen von Schweine- und Gänseschmalz. Ge-
sellschaft Deutscher Lebensmitteltechnologen e.V.; GDL-Kongress Lebensmitteltechnologie 2005
Dresden.
Hildebrandt, N.; Senge, B.: Materialwissenschaftliche Untersuchungen zur Fermentation von Fleisch.
Innofood 2006, 2.-3.11.2006 Hochschule Anhalt.
Hildebrandt, N.; Senge, B.: Materialwissenschaftliche Untersuchungen zur Fermentation von Fleisch.
Deutsche Rheologische Gesellschaft (DRG) e.V., Rheologentagung 2007: 22.-23. März 2007, Berlin.
Hildebrandt, N.; Senge, B.: Charakterisierung der Strukturbildungsmechanismen bei der milchsauren
Fermentation von Fleisch. GDL-Kongress Lebensmitteltechnologie 11.-13.10.2007 Hamburg-Harburg.
Hildebrandt, N.; Senge, B.: Complex rheological investigations into lard, goose dripping and selected
spreadable sausages (Posterpräsentation). The International Symposium on Food Rheology and
Structure (ISFRS) ETH Zurich 2006.
Anhang
154
Eidesstattliche Erklärung
Hiermit erkläre ich an Eides Statt, dass die vorliegende Dissertation in allen Teilen von mir
selbstständig und unter ausschließlicher Nutzung der darin angegebenen Quellen angefertigt
wurde.
Berlin, 17.11.2008
Nico Hildebrandt
