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Kraftfeldbasierte Untersuchung

der helikalen V-Amylosestruktur und ihrer

Einschlusskomplexe mit polymeren Gastmolekülen

Von der Fakultät für Naturwissenschaften

der Universität Paderborn

genehmigte Dissertation

zur Erlangung des akademischen Grades eines

Doktors der Naturwissenschaften

- Dr. rer. nat. –

von

Markus Tusch

aus Schmallenberg

Paderborn 2011

Die vorliegende Arbeit wurde im Zeitraum von November 2007 bis September 2011

im Fachgebiet Organische Chemie der Fakultät für Naturwissenschaften der Univer-

sität Paderborn unter Anleitung von Prof. Dr. Gregor Fels angefertigt.

Referent: Prof. Dr. Gregor Fels

Korreferent: Prof. Dr. Katja Loos

Diese Arbeit wurde eingereicht am: 05. Oktober 2011

Datum der mündlichen Prüfung: 04. November 2011

Danksagung

Mein besonderer Dank gilt Herrn Prof. Dr. Gregor Fels für die interessante The-

menstellung und die hervorragende Unterstützung und Betreuung während meiner

Promotionszeit. Seine ständige Diskussionsbereitschaft und nicht zuletzt die vielen

Freiheiten, die er mir einräumte, hatten maßgeblichen Anteil am Gelingen meiner

Arbeit.

Frau Prof. Dr. Katja Loos danke ich für die fachlichen Diskussionen und Anregun-

gen sowie für die bereitwillige Übernahme des Korreferates.

Bei Herrn Lars A. Haller, Herrn Dr. Jens Krüger, Frau Iris Schönen und Herrn Dr.

Oliver Stüker bedanke ich mich für die zahlreichen unschätzbaren Hilfen bei vielen

Softwareanwendungen sowie für die freundliche administrative Unterstützung beim

Umgang mit Servern und Betriebssystemen. Herrn Dr. Oliver Stüker gilt mein Dank

auch speziell für die Einführung in GROMACS und die Hilfe bei der Erstellung der

Amylosetopologie. Bei Herrn Dr. Jens Krüger möchte ich mich darüber hinaus für

das Zurverfügungstellen von Rechenzeit und –kapazität, viele simulationsbezogene

Anregungen und für das Korrekturlesen großer Teile meiner Arbeit bedanken.

Allen Mitarbeiterinnen und Mitarbeitern des Arbeitskreises Fels danke ich für die

hervorragende Zusammenarbeit und die angenehme Atmosphäre. Für das freund-

schaftliche Büroklima und die ständige Hilfsbereitschaft bei Problemen aller Art sei

an dieser Stelle noch einmal besonders Herrn Lars A. Haller und Frau Iris Schönen

gedankt.

Bei meinen Freunden bedanke ich mich für die abwechslungsreiche Zeit abseits der

Chemie, die für mich stets ein willkommener Ausgleich zum Arbeitsalltag war.

Ganz besonders danke ich Beate für ihre viele Geduld und ihren Glauben an mich in

jeder Situation. Gleichermaßen möchte ich meinen Eltern für ihre wertvolle Unter-

stützung während des Studiums und der Promotionszeit danken. Ohne sie wäre das

alles nicht möglich gewesen.

meinen Eltern

I

Kurzfassung

Im Rahmen der vorliegenden Arbeit wurden unter Verwendung von Techniken des

Molecular Modeling und von Molekulardynamik-Simulationen strukturelle Eigen-

schaften der Amylose in Lösung und grundlegende energetische Aspekte der Ein-

schlusskomplexe der Amylose mit synthetischen Polymeren untersucht.

Anhand eines helikalen Modells aus 55 Glucoseeinheiten wurde das molekulardyna-

mische Verhalten der V-Amylose in Lösungen aus Wasser und DMSO in unter-

schiedlichen Mischungsverhältnissen simuliert. Dabei diente insbesondere die Zahl

intramolekularer H-Brücken des Glykans (zwischen OH2 und OH3, OH6 und OH2

sowie OH6 und OH3 benachbarter Glucosereste) als Indikator für den verbleiben-

den Helixcharakter der Struktur. Die Resultate entsprechen der literaturbekannten

These, dass ein steigender DMSO-Anteil die Stabilität der Helix begünstigt. Wäh-

rend Wassermoleküle aufgrund ihrer geringen Größe und idealen Fähigkeiten zur

Ausbildung von H-Brücken mit jeder Hydroxylgruppe an der Helixoberfläche inter-

agieren und schnell in die Sekundärstruktur der Amylose eindringen können, sind die

größeren und sterisch anspruchsvolleren DMSO-Moleküle zunächst nur in der Lage,

einzelne H-Brücken zu einem Teil der OH-Gruppen der Amylose auszubilden, so-

dass deren intramolekulares H-Brücken-Netzwerk über einen längeren Zeitraum

intakt bleibt. Nach genügend langer Simulationszeit geht die helikale Struktur der

Amylose jedoch sowohl in Wasser als auch in DMSO zugunsten einer zufälligen

Orientierung der Polysaccharidkette verloren. Dabei werden OH6-OH2/OH3-

H-Brücken im Vergleich zu OH2-OH3-H-Brücken bevorzugt abgebaut.

Die verwendete Methode zur energetischen Bewertung der Stabilität von Amylose-

Einschlusskomplexen stellt eine Weiterentwicklung eines bereits im Rahmen meiner

Masterarbeit entwickelten Konzeptes dar. Es wurden Einschlusskomplexe aus

V-Amylose und langkettigen Kohlenwasserstoffmolekülen modelliert, die in der

Zahl der enthaltenen Ethersauerstoffatome und somit in ihrer hydrophilen Oberflä-

II

che variieren. Diese Komplexe wurden mithilfe von Molekulardynamik-Simulation-

en untersucht und schließlich anhand der Näherungsmethode der Linear Interaction

Energy (LIE) hinsichtlich ihrer Gibbsschen Komplexbildungsenergie bewertet. Die

Ergebnisse zeigen, dass eine nahezu lineare Korrelation zwischen der Größe der

hydrophilen Oberfläche der Liganden und deren freier Enthalpie der Komplexbil-

dung mit Amylose besteht. Dadurch werden literaturbekannte experimentelle Resul-

tate von Kaneko et al. reproduziert, denen zufolge innerhalb der Reihe der Polymere

PTHF, PTO und PEO eine Abnahme der Tendenz zur Komplexbildung mit Amy-

lose auftritt. In diesem Zusammenhang konnte der Wert des in der LIE-Theorie

vorgesehenen systemspezifischen Koeffizienten γ näherungsweise auf das Intervall

[0,67; 4,46] kJ/mol eingegrenzt werden.

Somit ist es gelungen, ein grundlegendes Verfahren zur Vorhersage und Beschrei-

bung der Eigenschaften von Einschlusskomplexen aus Amylose und synthetischen

Polymeren auf Basis theoretischer Methoden zu entwickeln, welches in Zukunft auf

beliebige Gastmoleküle angewendet werden kann.

III

Abstract

Within the scope of the present thesis, structural characteristics of amylose in solu-

tion and basic energetic features of amylose inclusion complexes with synthetic pol-

ymers have been investigated by means of molecular modeling techniques and mo-

lecular dynamics simulations.

Using a helical model of 55 glucose units, the dynamic behavior of V-Amylose in

solutions of water and DMSO of varying mixing ratios was simulated, particularly

employing the number of the glycan’s intramolecular hydrogen bonds (between

OH2 and OH3, OH6 and OH2 as well as OH6 and OH3 of neighboring glucose

residues) as an indicator for the structure’s remaining helix character. The results

parallel the assumption known from literature that an increasing percentage of

DMSO results in increasing helical stability. While water molecules can interact with

every hydroxyl group at the helix surface and quickly penetrate the helix coil due to

their small size and ideal hydrogen bonding capabilities, the larger and sterically

more demanding DMSO molecules are in the first instance capable of forming only

single hydrogen bonds to part of the OH groups of the amylose molecule, thereby

allowing a longer conservation of the intramolecular hydrogen bonding network.

However, given a long enough simulation time, the helical structure of amylose is

lost in water as well as in DMSO, yielding a random orientation of the polysaccha-

ride strand. In this process, OH6-OH2/OH3 H bonds are preferentially broken as

compared to OH2-OH3 H bonds.

The method used to energetically evaluate the stability of amylose inclusion com-

plexes represents an advanced version of a concept originally developed in my mas-

ter’s thesis. Inclusion complexes were modeled from V-amylose and long-chain hy-

drocarbon molecules varying in the number of included ether oxygen atoms and

consequently in their hydrophilic surface area. After being investigated by means of

molecular dynamics simulations, the complexes were rated in terms of their Gibbs

IV

energy of complex formation by the approximation method of the linear interaction

energy (LIE). The results show an almost linear correlation between the size of the

ligands’ hydrophilic surface area and their free enthalpy of complex formation. In

this way, experimental results from Kaneko et al. are reproduced, according to which

the tendency to form a complex with amylose decreases within the polymer series

PTHF, PTO, PEO. The value of the system specific LIE coefficient γ could be es-

timated at the interval [0.67, 4.46] kJ/mol in this context.

Insofar, I succeeded in developing a fundamental procedure for predicting and de-

scribing properties of inclusion complexes of amylose and synthetic polymers based

on theoretical methods. This new methodology will be applicable to optional guest

molecules in the future.

V

Inhaltsverzeichnis

Kurzfassung ........................................................................................................ I

Abstract ............................................................................................................ III

Wichtige Abkürzungen und Symbole ............................................................ VII

1 Einleitung .................................................................................................... 1

1.1 Die biologische Bedeutung von Kohlenhydraten ............................................. 1

1.1.1 Reservepolysaccharide .................................................................................. 2

1.1.2 Strukturgebende Polysaccharide .................................................................. 4

1.1.3 Kohlenhydrate als Informationsträger........................................................ 5

1.2 Amylose als Bestandteil der Stärke ..................................................................... 7

1.2.1 Natürliches Vorkommen .............................................................................. 7

1.2.2 Strukturen ....................................................................................................... 9

1.3 Amylose-Einschlusskomplexe ........................................................................... 13

1.3.1 Der Iod-Amylose-Komplex ....................................................................... 13

1.3.2 Einschlusskomplexe mit synthetischen Polymeren ................................ 16

1.3.3 Funktionalität der Amylose-Einschlusskomplexe ................................... 18

2 Zielsetzung ................................................................................................ 21

3 Durchführung, Auswertung und Diskussion ............................................ 23

3.1 Modellierung und Charakterisierung der V-Amylose ..................................... 23

3.1.1 Modellierung des V-Amylosemoleküls ..................................................... 24

3.1.2 Molekulardynamisches Verhalten unter Kristallbedingungen ............... 27

3.2 Stabilität der Helixkonformation in Wasser-DMSO-Mischungen ............... 32

3.2.1 Vorbereitung der Lösungsmittelgemische ............................................... 33

3.2.2 MD-Simulationen der Amylose ................................................................. 36

3.2.3 Auswertung der MD-Simulationen ........................................................... 37

VI

3.3 Amylose-Einschlusskomplexe ........................................................................... 54

3.3.1 Modellierung von Amylose-Einschlusskomplexen ................................ 55

3.3.2 MD-Simulationen von Amylose-Einschlusskomplexen ........................ 58

3.3.3 Konzept der Linear Interaction Energy ................................................... 59

3.3.4 Auswertung nach dem Konzept der LIE................................................. 62

4 Fazit und Ausblick .................................................................................... 73

5 Technischer Teil ....................................................................................... 79

5.1 Molecular Modeling ............................................................................................ 79

5.1.1 V-Amylose .................................................................................................... 79

5.1.2 Einschlusskomplexe .................................................................................... 79

5.1.3 Lösungsmittel ............................................................................................... 80

5.2 MD-Simulationen ................................................................................................ 81

5.2.1 GROMACS-Topologien ............................................................................ 81

5.2.2 MD-Parameter ............................................................................................. 83

5.2.3 Auswertung .................................................................................................. 85

6 Literaturverzeichnis .................................................................................. 89

Anhang ............................................................................................................A-1

A.1 Stabilität der Helixkonformation in Wasser-DMSO-Mischungen bei

Verwendung des SPC-Modells ........................................................................ A-1

A.2 Topologien ......................................................................................................... A-3

A.2.1 Amylose ...................................................................................................... A-3

A.2.2 Gastmoleküle .......................................................................................... A-13

A.3 Publikationen .................................................................................................. A-20

VII

Wichtige Abkürzungen und Symbole

GROMACS GROningen MAchine for Chemical Simulations

MOE Molecular Operating Environment

MD Molekulardynamik

PDB Protein Data Bank

SPC, SPC/E (Extended) Simple Point Charge

L00, …, L15 Ligand00, …, Ligand15 (Die Ziffern spezifizieren die

Zahl der im Molekül enthaltenen Sauerstoffatome Σ

O

.)

PTHF Poly(tetrahydrofuran)

PTO Poly(trimethylenoxid)

PEO Poly(ethylenoxid)

RMSD Root Mean Square Deviation

SAS Solvent Accessible Surface

LIE Linear Interaction Energy

N

tot

Gesamtzahl intramolekularer Wasserstoffbrücken der

Amylose (maximale Anzahl N

max

= 152)

N

O2-O3

, N

O6-O2/3

Anzahl intramolekularer H-Brücken der Amylose zwischen

OH2 und OH3 bzw. zwischen OH6 und OH2 oder OH3

ω

i

Massenanteil der Komponente i im Lösungsmittelgemisch

τ

sim

Simulationszeit

∆G

bind

Gibbssche Bindungsenergie

α, β, γ Gewichtungsfaktoren einzelner LIE-Terme

∆

〈

V

jk

〉

Komplexbildungsbilanz ∆ der über eine MD-Trajektorie

gemittelten (

〈〉

) Van-der-Waals- (j = vdW) bzw. elektrostati-

schen (j = el) Wechselwirkungen V des Liganden mit seiner

Umgebung (k = l-u) bzw. mit sich selbst (k = l-l)

Σ

O

Anzahl der im Gastmolekül enthaltenen Sauerstoffatome

1

1 Einleitung

1.1 Die biologische Bedeutung von Kohlenhydraten

Die Stoffklasse der Kohlenhydrate ist in der belebten Natur ubiquitär anzutreffen

und stellt bei einer weltweiten jährlichen Entstehung von schätzungsweise fast

200 Milliarden Tonnen einen Großteil der vorkommenden Biomasse dar.

[1,2]

Beim

vor allem in grünen Pflanzen ablaufenden Prozess der Photosynthese wird atmo-

sphärisches Kohlenstoffdioxid unter Verwendung von Wasser und solarer Energie

in einer komplexen Reaktionsabfolge

[3,4]

reduziert, wobei letztendlich D-Glucose

entsteht, der häufigste natürlich vorkommende Vertreter der Monosaccharide. Der

Zucker kann wiederum im Zuge der Atmung von lebenden Organismen mithilfe

von molekularem Sauerstoff oxidativ gespalten werden, um auf diesem Wege Ener-

gie zu gewinnen. Bei nicht ausreichender Glucosezufuhr sind vor allem Menschen,

Tiere und einige Mikroorganismen auf den zur metabolischen Glycolyse weitgehend

inversen Mechanismus der Gluconeogenese angewiesen, durch den Glucose alterna-

tiv zur Photosynthese aus Nicht-Kohlenhydraten wie Pyruvat und Lactat syntheti-

siert werden kann.

[5]

Durch biochemische Umwandlungsprozesse entstehen aus

D

-Glucose andere Mo-

nosaccharide, vor allem die Hexosen

D

-Galactose,

D

-Mannose und

D

-Fructose so-

wie die Pentosen

D

- und

L

-Arabinose und

D

-Xylose (Abb. 1.1).

[6]

Im Pflanzenreich

sind außerdem die Desoxyzucker

L

-Fucose und

D

-Rhamnose und die Uronsäuren

D

-Glucuron-,

D

-Galacturon-,

D

-Mannuron- und

D

-Guluronsäure weit verbreitet,

während im tierischen Bereich vor allem die stickstoffhaltigen Kohlenhydrate Glu-

cosamin und Galactosamin und die Iduronsäure von Bedeutung sind.

[7]

Aufgrund ihrer inhärenten Oligofunktionalität stellen diese Einfachzucker die

Grundbausteine beliebig komplexer Oligo- und Polysaccharide dar, welche eine

Vielzahl biologischer Aufgaben übernehmen.

1 Einleitung

2

Abb. 1.1 Die häufigsten natürlich vorkommenden Monosaccharide

1.1.1 Reservepolysaccharide

Bei den sogenannten Reservepolysacchariden handelt es sich um Glycane mit meta-

bolischer Energiespeicherfunktion für viele pflanzliche und tierische Zellen. Da die

gespeicherte Energie im Bedarfsfall schnell und effizient freigesetzt werden soll, tritt

bei diesen Polysacchariden vornehmlich die α-glycosidische Bindungsform auf, wel-

che im Vergleich zur β-Form gegenüber Hydrolyse wesentlich weniger stabil ist.

[8]

Der metabolische Abbau der Kohlenhydratpolymere geschieht durch zellendogene

Hydrolasen und Glycosidasen, die die Spaltung der verschiedenen glycosidischen

Bindungen katalysieren.

[7]

Das am weitesten verbreitete Reservepolysaccharid der höheren Pflanzen ist die

Stärke.

[7]

Diese wird in Form von Körnern im Cytoplasma der Pflanzenzellen depo-

niert und besteht weitgehend aus einer Mischung von Amylose und Amylopektin in

für die pflanzliche Herkunft charakteristischen Anteilen. Bei Amylose handelt es sich

um ein Homopolysaccharid aus

D

-Glucopyranoseeinheiten, die α-(1→4)-

glycosidisch zu linearen Ketten verknüpft sind (Abb. 1.2). Im Falle von Amylopektin

sind derartige Ketten in ca. 4

% der möglichen Fälle

[9]

noch über α-(1→6)-

glycosidische Bindungen verzweigt.

β-

D

-Galactose

β-

D

-Glucose β-

D

-Mannose

β-

D

-Fructose β-

D

-Xylose

α-

L

-Arabinose

1.1 Die biologische Bedeutung von Kohlenhydraten

3

In tierischen Zellen (vor allem in Leber- und Skelettmuskelzellen) findet sich als

Äquivalent zur pflanzlichen Stärke das Glycogen in Form von cytoplasmatischen

Körnchen. Die Primärstruktur des Glycogens unterscheidet sich von der des Amy-

lopektins nur durch einen höheren Anteil an α-(1→6)-Verzweigungen, die an jeder

achten bis zwölften Monomereinheit auftreten. Aufgrund der damit zusammenhän-

genden großen Zahl an nicht-reduzierenden Kettenenden ist eine besonders schnelle

metabolische Mobilisierung durch Glycogenphosphorylase möglich.

[8]

Weitere bedeutende Reservepolysaccharide sind die Fructane, die oft in unterirdi-

schen pflanzlichen Speicherorganen abgelagert werden, die Galacto- und Glu-

comannane sowie die vorwiegend in Samen vorkommenden Xyloglucane, die wegen

ihrer Anfärbbarkeit mit Iodlösung auch als Amyloide bezeichnet werden, obwohl sie

hauptsächlich β-(1→4)-glycosidische Verknüpfungen aufweisen und somit struktu-

rell nicht mit der Amylose verwandt sind.

[7]

Abb. 1.2 Vergleich der Strukturmotive von Amylose (oben) und Cellulose (unten). Durch β-(1→4)-

glycosidische Bindungen kann Cellulose Fasern aus ausgestreckten Molekülketten bilden, während

Amylose wegen der α-(1→4)-Verknüpfungen helikale Sekundärstrukturen bevorzugt. Zusätzlich ist

die β-(1→4)-Bindung stabiler gegenüber Hydrolyse, was Cellulose zu einem typischen Gerüstpoly-

saccharid und Amylose dagegen zu einem typischen Reservepolysaccharid macht.

α

β

1 Einleitung

4

1.1.2 Strukturgebende Polysaccharide

Vor allem in der pflanzlichen Zellwand spielen Polysaccharide als Gerüstsubstanzen

eine wichtige Rolle, die im Wesentlichen darin besteht, der Zelle mechanische Stabi-

lität zu verleihen, aber auch einen wirksamen Schutz gegen Schäden durch UV-

Strahlung zu bieten. Anders als bei den Reservepolysacchariden trifft man deshalb

hier vornehmlich die stabilere β-glycosidische Bindungsform an.

[8]

Einer der bedeutendsten Vertreter dieser Funktionsklasse ist Cellulose, das häu-

figste organische Biopolymer der Erde. Ihre molekulare Konfiguration erlaubt es der

Cellulosekette, anders als Amylose eine vollkommen gestreckte Konformation anzu-

nehmen (Abb. 1.2). Die daraus resultierende Tertiärstruktur ist durch parallel liegen-

de Molekülketten charakterisiert, die durch intermolekulare Wasserstoffbrücken und

Van-der-Waals-Kräfte zusammengehalten werden und dreidimensionale Mikrofibril-

len ausbilden.

[10]

Durch ihre enorme Tragkraft kann Cellulose dem in Pflanzen auf-

tretenden osmotischen Druck von bis zu 20 atm standhalten.

[8]

Zu den Grundsubstanzen pflanzlicher Zellwände gehören zudem die sogenannten

Hemicellulosen (hauptsächlich Xylane, Galactane, Mannane), die als Begleitpolysac-

charide unterschiedlich assoziiert mit Cellulose auftreten, und die komplexe Gruppe

der Pektine, die vorwiegend aus α-(1→4)-verbrückten

D

-Galacturonsäuremolekülen

bestehen und vor allem in Früchten auftreten.

[7]

Eng verwandt mit Cellulose ist Chitin, welches die Gerüstsubstanz des Exoskeletts

von Wirbellosen wie Krebstieren, Spinnen und Insekten sowie der Zellwände von

Pilzen und vieler Algen darstellt. Es setzt sich aus β-(1→4)-glycosidisch verbunde-

nen N-Acetyl-

D

-Glucosamineinheiten zusammen und bildet ähnliche Sekundär- und

Tertiärstrukturen wie Cellulose aus, wobei allerdings die Acetylaminofunktion eine

noch stärkere intramolekulare Assoziation durch Wasserstoffbrücken ermöglicht.

Die Zellwände von Bakterien basieren auf Murein, einem Peptidoglycan aus β-

(1→4)-verbrückten N-Acetyl-

D

-Glucosamin- und N-Acetyl-

D

-Muraminsäureeinhei-

ten. Letztere besitzen zusätzlich Querverbindungen über Peptidketten, welche der

Zellwand weitere Stabilität verleihen.

1.1 Die biologische Bedeutung von Kohlenhydraten

5

Die Grundsubstanz der extrazellulären Matrix, speziell in Knorpel, Sehnen und

Blutgefäßwänden, wird weitgehend durch Glycosaminoglycane gebildet, die wegen

der schleimigen Konsistenz ihrer Lösungen auch als Mucopolysaccharide (von lat.

mucus = Schleim) bezeichnet werden. Es handelt sich dabei im Allgemeinen um un-

verzweigte Heteroglycane, die alternierend aus Uronsäuren und Hexosamineinheiten

aufgebaut sind. Zu den wichtigsten Glycosaminoglycanen gehören Heparin, welches

besonders durch seine hemmende Wirkung auf die Blutgerinnung bekannt ist, Hepa-

ransulfat, Chondroitin-4- und -6-sulfat (vor allem Knorpelbestandteile), Dermatan-

sulfat, Keratansulfat und Hyaluronsäure.

[10]

Neben ihrer Funktion als Strukturbildner

haben besonders die Glycosaminoglycane vielfältige weitere biochemische Funktio-

nen.

Abb. 1.3 Hyaluronat, der Dissaccharidbaustein der Hyaluronsäure, eines typischen Glycosaminogly-

cans, bestehend aus

D

-Glucuronat β-(1→3)-glycosidisch verbunden mit N-Acetyl-

D

-Glucosamin.

Die Disaccharideinheiten sind untereinander β-(1→4)-glycosidisch verknüpft.

1.1.3 Kohlenhydrate als Informationsträger

Oligo- und Polysaccharide besitzen ein inhärentes Potenzial, biochemische Informa-

tionen zu speichern und weiterzugeben. Ihre Art der Informationscodierung unter-

scheidet sich aber weitgehend von der der Oligonucleotide bzw. Nukleinsäuren und

Oligopeptide bzw. Proteine, welche Informationen in Form ihrer linearen Mono-

mersequenzen abspeichern. Durch die Oligofunktionalität ihrer Einzelbausteine sind

Kohlenhydrate in der Lage, verzweigte Strukturen aufzubauen, und besitzen somit

eine enorme Strukturvielfalt, die durch die Möglichkeit zweier unterschiedlicher gly-

cosidischer Bindungsarten noch erhöht wird.

[10]

Biochemische Informationen kön-

nen dabei in Verzweigungsmustern der dreidimensionalen Strukturen oder in deren

Kettenlänge codiert sein, wie es z.

B. bei Glycosaminoglycanen wie Hyaluronsäure,

Heparin, Heparansulfat und Chondroitinsulfat der Fall ist. Daneben gibt es auch

1 Einleitung

6

eine Art der sequenzspezifischen Verschlüsselung analog zu der von DNA, RNA

und Proteinen, bei der die funktionelle Information in Sulfatierungs-, Phosphorylie-

rungs- und Epimerisierungsmustern gespeichert wird. Beispiele hierfür sind die An-

tikoagulationseffekte von Heparin und Heparansulfat, die auf der Erkennung spezi-

fischer Sulfatierungsmotive beruhen. Eine weitere Möglichkeit der Informations-

speicherung besitzen Kohlenhydrate außerdem in Form ihrer Sekundär- und Terti-

ärstrukturen.

[8]

Die für die Informationsübertragung relevanten Kohlenhydrate liegen kovalent

gebunden an andere natürliche Moleküle vor, mit denen sie sogenannte Glycokonju-

gate bilden. Vor allem Glycoproteine und Glycolipide gehören zu den wichtigsten

Biomolekülen der Zelle und sind u.

a. unverzichtbare Bestandteile jeder Zellmemb-

ran. So sind sie in eukaryotischen Zellen derart in die Lipiddoppelschicht integriert,

dass ihre Zuckerkomponenten (meist Oligosaccharidketten von bis zu 20 Monome-

ren) antennenartig in den extrazellulären Raum hineinragen und dort einen flaumar-

tigen Mantel bilden, der bis zu 140 nm dick werden kann und als Glycocalix be-

zeichnet wird.

[10]

Die in der Glycocalix vorliegenden Oligosaccharidmuster und -strukturen sind von

funktioneller Bedeutung für die Zell-Zell-Kommunikation und Zelladhäsion. Die in

ihnen enthaltenen biologischen Informationen können durch bestimmte Proteine

(Lektine und Selektine) ausgelesen werden, indem diese mit den Kohlenhydratketten

anhand bestimmter Kohlenhydrat-erkennender Domänen (carbohydrate recognition do-

main, CRD) nicht-kovalente Komplexe bilden. Hierdurch wird zumeist eine Kaskade

weiterer Rezeptor-Ligand-Wechselwirkungen ausgelöst, die letztendlich ein biologi-

sches Ereignis oder Signal auslöst. Beispiele für solche durch die Glycocalix gesteu-

erte Ereignisse finden sich u.

a. im Zusammenhang mit Infektionsvorgängen, Im-

munreaktionen, Entzündungen, der Fertilisation und der Bildung von Metastasen.

[10]

1.2 Amylose als Bestandteil der Stärke

7

1.2 Amylose als Bestandteil der Stärke

Amylose ist neben Amylopektin der Hauptbestandteil der natürlichen Stärke. Ent-

sprechend leitet sich ihr Name vom lateinischen amulum oder amylum für Stärke ab,

welches wiederum auf das griechische amylon zurückgeht und wörtlich aussagt, dass

Stärke ohne die Verwendung einer Mühle gewonnen wird.

[11]

Neben ihrer biologischen Bedeutung als pflanzliches Reservepolysaccharid (siehe

auch Abschnitt 1.1.1) und der damit verbundenen Rolle als unverzichtbarer Bestand-

teil der Nahrung von Menschen und Tieren wird Stärke seit mindestens 5500 Jahren

auch als technischer Hilfsstoff verwendet. Als erste belegte Anwendung gilt der Ein-

satz als Klebstoff bei der Herstellung von Papyrusblättern im alten Ägypten. Ebenso

wurde Stärke bereits im Altertum zur Weißfärbung von Textilien eingesetzt. Anwen-

dungen bei der Papierherstellung und der Herstellung und Bearbeitung von Textilien

sind auch für das Mittelalter und die frühe Neuzeit überliefert. Hinzu kamen wäh-

rend dieser Epochen z.

B. Verwendungen in Kosmetika und später in Form von

Klebstoffen.

[12]

Neben den genannten Funktionsbereichen der Stärke sind bis zur heutigen Zeit

vielfältige Anwendungen in der Lebensmittel- sowie technischen Industrie und dar-

über hinaus hinzugekommen, die im Rahmen der vorliegenden Arbeit nicht umfas-

send thematisiert werden können. Vor dem Hintergrund der weltweiten Roh-

stoffverknappung wird Stärke als nachwachsender Rohstoff auf vielen Gebieten in

steigendem Maße interessant. Hierbei kommt ihr die Vielseitigkeit ihrer Eigenschaf-

ten zugute, die einerseits auf ihrer variablen Zusammensetzung aus Amylose und

Amylopektin beruht und andererseits durch chemische und/oder physikalische Mo-

difikation beeinflusst werden kann.

[12]

1.2.1 Natürliches Vorkommen

Stärke fungiert in der Natur als Reservepolysaccharid für Pflanzen und wird von

diesen als Produkt der Photosynthese gebildet. Die zelluläre Ablagerung erfolgt in

Form von Stärkekörnern, die in bestimmten Speicherorganen zu finden sind, darun-

ter Samenkörner (Gerste, Hafer, Mais, Reis, Roggen, Weizen), Knollen (Kartoffeln),

1 Einleitung

8

Wurzeln (Maniok, Süßkartoffeln) und Mark (Sago).

[12]

Je nach pflanzlicher Herkunft

weisen die Körner unterschiedliche Größen (1 – 100 µm) und Korngrößenverteilun-

gen auf. Außerdem gibt es eine große morphologische Variabilität. So treten u.

a.

scheibenförmige, kugelförmige, längliche, runde, ovale und polyedrische Formen

auf. Die Körner der meisten Stärkearten weisen konzentrische Wachstumsringe auf

(Abb. 1.4), die jeweils 120 – 400 nm dick und abwechselnd amorph und semikristal-

lin beschaffen sind. Dies konnte u.

a. mittels Raster- und Transmissionselektronen-

mikroskopie gezeigt werden.

[13]

Die semikristallinen Bereiche setzen sich wiederum

aus alternierenden amorphen und kristallinen Lamellen zusammen (Abb. 1.5).

[14]

Ergebnisse aus der Polarisationsmikroskopie und Lichtstreuung zeigen, dass die Po-

lysaccharidketten in den Stärkekörnern im Durchschnitt radial bzw. senkrecht zu

den Wachstumsringen ausgerichtet sind.

[15,16]

Der relative Massenanteil der Amylose liegt bei den meisten natürlichen Stärkear-

ten zwischen 14 und 27

% und der des Amylopektins entsprechend zwischen 73 und

86

%. Allerdings sind auch Stärkesorten bekannt, deren Zusammensetzungen davon

deutlich abweichen, z.

B. mutierte Mais-, Gerste- und Reissorten mit bis zu 70

%

oder aber weniger als 1

% Amylose. Nicht berücksichtigt sind dabei die in Stärke-

körnern zusätzlich auftretenden Begleitsubstanzen, die keine Kohlenhydrate sind.

Hierbei handelt es sich in erster Linie um Wasser (12 bis 21

%), lipidartige Substan-

zen, Fette und Fettsäuren (bis zu 0,9

% in Getreidestärken) sowie Proteine (bis zu

0,9

%).

[12]

Auch das durchschnittliche Molekulargewicht der enthaltenen Polysaccharide vari-

iert erheblich mit der pflanzlichen Herkunft der Stärke und liegt für Amylose zwi-

schen 3,2

·

10

4

und 3,6

·

10

6

g/mol, was einem Polymerisationsgrad von 200 bis

22000 entspricht. Amylopektin hat eine molare Masse von 4,5

·

10

4

bis

4,2

·

10

8

g/mol (Polymerisationsgrad 280 – 1,45

·

10

6

)

[17]

und ist somit eines der

größten natürlich vorkommenden Moleküle.

[10]

1.2 Amylose als Bestandteil der Stärke

9

Abb. 1.4 Elektronenmikroskopische Aufnahme eines teilweise enzymatisch abgebauten Stärke-

korns

[18]

Abb. 1.5 Schematischer Aufbau eines Stärkekorns (basierend auf einer Abbildung von Liu et al.

[19]

).

Die konzentrischen Wachstumsringe sind alternierend amorph und semikristallin beschaffen. Die

semikristallinen Bereiche bestehen aus sich abwechselnden amorphen und kristallinen Lamellen.

1.2.2 Strukturen

Amylose besitzt aufgrund des α-(1→4)-glycosidischen Verknüpfungsmotivs (Abb.

1.2) eine inhärente Tendenz zur Ausbildung helikaler Sekundärstrukturen. Wie an-

hand von charakteristischen Röntgenbeugungsmustern gezeigt werden konnte, exis-

tieren insgesamt vier unterschiedliche Modifikationen, bekannt als A-, B-, C- und V-

Amylose, deren Vorkommen deutlich von der biologischen Herkunft und der Vor-

1 Einleitung

10

gehensweise bei der Isolierung abhängt. So tritt die A-Form im Allgemeinen in den

nativen Stärkekörnern von Getreidestärken auf, während in den Stärken von Wur-

zeln und Knollen die B-Form zu finden ist. Deutlich seltener, nur in Bananen und

einigen Bohnensorten, ist die C-Amylose anzutreffen, welche eine Mischform aus A-

und B-Amylose darstellt.

[20]

Laut einer Studie auf Basis von Elektronenbeugung, Röntgenpulverdiffraktometrie

und Röntgenfaserbeugung besteht A-Amylose aus Doppelhelices, die aus parallel

verlaufenden linksgängigen und sechszähligen Strängen aufgebaut sind und eine

Ganghöhe von ca. 21,4 Å besitzen. Die Monosaccharideinheiten besitzen dabei die

glucosetypische

[6]

4

C

1

-Konformation, wobei die primären Hydroxylgruppen (OH6)

alle in gauche-gauche-Stellung bezüglich des Glucoserings ausgerichtet sind, d.

h. gauche

bezüglich des Ringsauerstoffs O5 und gleichzeitig gauche bezüglich C4. Zwischen den

beiden Amyloseketten bestehen O6-O2-Wasserstoffbrücken unterschiedlicher Län-

ge. Die Doppelhelices sind parallel zueinander gepackt, sodass jede hexagonal von

sechs benachbarten Abbildern umgeben ist, und sind wiederum über verschiedene

O6-O2- und O3-O3-H-Brücken untereinander verbunden. Außerdem bestehen von

O5 und O6 aus H-Brücken zu Wassermolekülen, die sich zwischen den Doppelheli-

ces befinden.

[21]

Abb. 1.6 Seitenansicht der Doppelhelix in A-Amylose (basierend auf einem Strukturmodell von

Immel

[22]

). Zur besseren Unterscheidung sind für die beiden Amyloseketten unterschiedliche Dar-

stellungsmodi gewählt.

Die B-Modifikation der Amylose ist in ihrer molekularen Konformation nahezu

identisch mit der A-Form, unterscheidet sich von dieser aber in der Packung der

Doppelhelices (A: monoklin, B: hexagonal). Daraus ergibt sich in diesem Fall zwi-

1.2 Amylose als Bestandteil der Stärke

11

schen den Molekülen ein zusätzlicher Raum, der mit einer größeren Anzahl an Was-

sermolekülen gefüllt ist.

[20,23]

Eine Veranschaulichung für die unterschiedlichen Pa-

ckungsarten bietet Abb. 1.7.

Abb. 1.7 Vergleich der Packungsmodi in A- (links, monoklin) und B-Amylose (rechts, hexagonal)

mit Blick in Richtung der z-Achse. Die Doppelhelices sind schematisch als Kreise gezeigt. Außerdem

sind die Basisebenen der Elementarzellen verdeutlicht.

Die Bezeichnung der als V-Amylose bekannten Modifikation stammt aus der Früh-

zeit der Stärkeforschung und nimmt Bezug auf die bei der Quellung auftretende

Verkleisterung von Stärke. Es wurde dabei fälschlicherweise angenommen, dass die-

se Form speziell in gequollenen Stärkekörnern auftritt. Später stellte sich jedoch her-

aus, dass die Kristallisation von Amylose in der V-Form auf die Gegenwart be-

stimmter anorganischer und organischer Komplexbildner zurückzuführen ist.

[24,25]

V-Amylose liegt als linksgängige Einzelhelix mit einer Ganghöhe von ca. 8 Å vor.

In Abhängigkeit von der Molekülgröße und bestimmter Eigenschaften des jeweiligen

Fällungsmittels variiert die Anzahl der Monosaccharideinheiten pro Helixwindung

zwischen sechs und acht. Außerdem können in Gegenwart von Alkaliverbindungen

wie KOH und KBr gestreckte Helices erhalten werden (Abb. 1.8).

[20]

Die Existenz der sechszähligen V-Amylosehelix wurde erstmals im Jahre 1937 von

C. S. Hanes postuliert. Grundlage des Modells war die Beobachtung, dass Amylose

durch α-Amylase in Stücke aus sechs Glucoseresten gespalten wird.

[26]

Freudenberg

et al. brachten die sechszählige V-Sekundärstruktur wenig später in Verbindung mit

dem Iod-Stärke-Komplex.

[27]

Auf der Basis von Röntgendaten wurde diese Hypo-

1 Einleitung

12

these bis zum heutigen Tag vielfach bestätigt.

[28-31]

Im Allgemeinen wird bei der Be-

schreibung der V-Amylosehelices zwischen hydratisierten (V

H

) und wasserfreien (V

a

)

Strukturen unterschieden, da sich diese geringfügig in ihren Kristallparametern un-

terscheiden.

[32-35]

Abb. 1.8 Verschiedene helikale Konformationen der Amylose (basierend auf Abbildungen von D. A.

Rees

[36]*

). a = gestreckte Helix in Gegenwart von KOH mit 6 Glucoseresten pro Windung; b = ge-

streckte Helix in Gegenwart von KBr mit 4 Glucoseresten pro Windung; c = V-Amylosehelix mit 6

Glucoseresten pro Windung; d = V-Amylosehelix mit 7 Glucoseresten pro Windung; e = V-

Amylosehelix mit 8 Glucoseresten pro Windung.

Im Falle sterisch anspruchsvollerer Komplexbildner entstehen V-Amylosehelices mit

größeren Innendurchmessern,

[37]

beispielsweise mit tert-Butanol und anderen ver-

zweigten Alkoholen, welche eine siebenzählige Helix verursachen.

[38-40]

Hinweise für

das Auftreten einer achtzähligen Amylosehelix gibt es bisher nur für die Moleküle

α-Naphthol

[41,42]

und Chinolin

[42]

sowie Salicylsäure

[43]

.

Die in Lösung vorliegende Konformation und der im unkomplexierten Zustand

auftretende Helixcharakter der gelösten Amylose sind bis heute umstritten. Deren

Untersuchung stellt aus diesem Grund einen Schwerpunkt der vorliegenden Arbeit

dar (siehe Abschnitt 3.2).

*

zit. in Ref. [12]

1.3 Amylose-Einschlusskomplexe

13

1.3 Amylose-Einschlusskomplexe

Die helikale Sekundärstruktur der V-Amylose weist im Gegensatz zu den eng ver-

wundenen Doppelhelices der A-, B- und C-Modifikationen, deren Inneres selbst für

kleine Solvensmoleküle unzugänglich ist, einen z-axialen zylindrischen Hohlraum

auf, welcher mit einem Durchmesser von ca. 5,4 Å ausreichend Raum bietet, um

eine große Bandbreite kleinerer Gastmoleküle aufzunehmen.

[24,25,44]

Laut einer Com-

putermodelingstudie von Immel, in der das molekulare Lipophilitätsmuster der

Amylose berechnet wurde, repräsentiert die Oberfläche der zentralen Kavität etwa

28

% der Gesamthelixoberfläche und weist ein ausgesprochen hydrophobes Poten-

zial auf. Zurückzuführen ist diese Eigenschaft auf die überwiegende Hydrophobizität

der an der inneren Oberfläche beteiligten axial stehenden Glucoseatome O4 (10

%

der inneren Oberfläche), H3 (30

%) und H5 (25

%) sowie der Methylgruppe CH

2

6

(35

%). Die Außenseite der Helix hat dagegen einen überwiegend hydrophilen Cha-

rakter, welcher in erster Linie durch die Hydroxylgruppen OH2, OH3 und OH6

sowie den Ringsauerstoff O5 verursacht wird.

[44]

Einschlusskomplexe der Amylose können mit vielfältigen (meist organischen) Mo-

lekülen gebildet werden, darunter Iod (siehe Abschnitt 1.3.1) DMSO

[45,46]

, aliphati-

sche Alkohole, wie n-Butanol

[47]

, tert-Butanol

[48]

, Glycerin

[49]

und Cyclohexanol

[50]

,

Ethylendiamin

[51]

, α-Naphthol

[41,42]

, Chinolin

[42]

, Salicylsäure

[43]

sowie Fettsäuren und

synthetische Polymere (siehe Abschnitt 1.3.2).

1.3.1 Der Iod-Amylose-Komplex

Das wohl prominenteste Beispiel eines Amylose-Einschlusskomplexes ist der tief-

blaue Iod-Amylose-Komplex, der bereits 1814 erstmals beschrieben wurde.

[52]

Die in

den 1930er-Jahren formulierte Vermutung, das Polysaccharid liege in dem Komplex

in Form einer Einzelhelix vor,

[27]

konnte im Rahmen einer fundamentalen Studien-

reihe von Rundle et al.

[28,29,47,53,54]

auf Basis des Fließ-Dichroismus von Stärke-Iod-

Lösungen, optischer Eigenschaften von Stärkekristallen und Röntgenbeugungsmes-

sungen des Komplexes verifiziert werden. Detailliertere Strukturen des Komplexes

wurden später u.

a. von Zugenmaier et.al.

[30]

und anhand einer Cycloamylose in ato-

1 Einleitung

14

marer Auflösung von Nimz et al.

[31]

publiziert. Demnach nimmt die Amylose im

Komplex mit Iod die Sekundärstruktur einer typischen sechszähligen V-Helix an, die

einen Durchmesser von ca. 13 Å, eine Ganghöhe von etwa 8 Å und einen zentralen

Kanal von ca. 5 Å Breite besitzt, in dem die Iodteilchen in axialer Lage nahezu linear

mit Abständen von durchschnittlich 3.1 Å

[55,56]

platziert sind.

Abb. 1.9 Strukturmodell des Iod-Amylose-Komplexes (basierend auf einem Modell von Immel

[22]

).

Zu sehen sind die Seitenansicht und der Blick entlang der Helixachse (z-Achse).

Anlass zu Diskussionen bietet jedoch bis heute die genaue Beschaffenheit (Länge,

Zusammensetzung und Ladungsverteilung) der eingelagerten Iod-/Iodideinheiten,

zu deren Aufklärung eine enorme Bandbreite physikalisch-chemischer Messverfah-

ren eingesetzt wurde.

[57]†

Vorgeschlagen wurde u.

a. das Vorliegen einer Kette äquidistanter neutraler Ioda-

tome mit aliphatischem Charakter,

[58]

separater I

2

-Moleküle

[27]

und längerer I

6

-

Zusammenschlüsse

[59]

.

Allgemein durchgesetzt hat sich allerdings die Auffassung, dass auch Iodidanionen

wesentlich an der Zusammensetzung des Iod-Amylose-Komplexes beteiligt sind.

Zwar ist belegt, dass die Komplexbildung auch ohne explizite Zugabe von Iodid

erfolgen kann,

[28]

dieses bildet sich aber in Anwesenheit von Wasser durch Hydrolyse

von molekularem Iod.

[60]

Wird diese Reaktion durch Zugabe von Säure unterdrückt,

so ist auch keine Komplexbildung zu beobachten.

[61,62]

Als grundlegender Baustein des komplexierten Polyiodids wurde u.

a. Triiodid

(I

3¯

)

[61,63-65]

und in anderen Studien Pentaiodid (I

5¯

)

[57]

vermutet. Obwohl diese beiden

Modellvorstellungen breite Anerkennung gefunden haben, ergeben sich auch hier

†

und dortige Referenzen

1.3 Amylose-Einschlusskomplexe

15

Widersprüche zu einer Reihe experimenteller Ergebnisse. So folgerten z.

B. Gilbert

und Marriott

[66]

aus potentiometrischen Titrationsmessungen, dass das molekulare

Verhältnis I

2

/I

¯

der eingeschlossenen Spezies in Abhängigkeit von der Iod- bzw. Io-

didkonzentration variiert und etwa bei niedriger Iodidkonzentration einen Wert von

3/2 annimmt. Ein neueres Modell, welches eine Koexistenz von Tri- und Pentaiodid

als wesentlichen Untereinheiten linearer Polyiodidketten im Amylose-Iod-Komplex

annimmt, berücksichtigt derartige Erkenntnisse.

[67]

Es basiert auf dem Gleichgewicht

I

5¯

⇌

I

3¯

+ I

2

, d.

h. der Dissoziation oder Bildung von Pentaiodid in Abhängigkeit

der Iodkonzentration in Lösung und anderer äußerer Bedingungen.

Die Komplexbildung wird vermutlich durch Wechselwirkung eines I

3¯

-Ions mit

der zunächst geknäuelt vorliegenden Amylosekette initiiert, wodurch sich ein lokal

begrenzter helikaler Bereich ausbildet.

[68]

Die darauf folgende Inklusion von Iodmo-

lekülen und weiteren I

3¯

-Ionen in der lokalen Helix geschieht in einem Prozess, der

kooperativ mit der fortschreitenden Formierung der helikalen Amylosestruktur ab-

läuft.

[24]

Der Betrag der freien Energie der Bildung des Iod-Amylose-Komplexes

wurde auf ca. 25 kJ/(mol I

2

) geschätzt.

[69]

Die gute Löslichkeit des Komplexes in kaltem Wasser im Vergleich zu reiner Amy-

lose beruht laut Murdoch

[62]

darauf, dass die einzelnen Helices sich aufgrund der

eingeschlossenen negativ geladenen Polyiodidketten gegenseitig abstoßen und so

eine Kristallisation verhindert wird. Außerdem werden durch Ion-Dipol-Wechsel-

wirkungen vor allem Wassermoleküle angezogen, die eine Art Mantel um die Helices

bilden.

Die charakteristische Blaufärbung des Iod-Amylose-Komplexes lässt sich mithilfe

eines Elektronengasmodells beschreiben.

[70]

Demnach stellt jede Iodidkette ein

ganzheitliches Resonanzsystem mit stark gelockertem Elektronensystem dar. Einzel-

ne Iodiduntereinheiten sind dabei laut Saenger

[71]

unter Verwendung ihrer 5p

x

-

Orbitale verbunden, was die Elektronendelokalisation begünstigt. In Betracht gezo-

gen wird auch die Möglichkeit, dass die elektronischen Niveaus der Iodidkette durch

dipolare Wechselwirkungen mit Wassermolekülen und einem in Richtung der Heli-

xachse orientierten dipolaren Feld der Amylose beeinflusst werden und so neue

Elektronenübergänge ermöglicht werden.

[72,73]

Charge-Transfer-Übergänge zwischen

1 Einleitung

16

Iodatomen und Sauerstoffatomen der Amylose

[74,75]

konnten dagegen durch rönt-

genkristallographische Ergebnisse ausgeschlossen werden.

[30]

Die Farbe des Komplexes hängt von der Länge des Resonanzsystems und somit

auch von der Länge der zur Verfügung stehenden Amylosekette ab. So tritt bei ei-

nem Polymerisationsgrad (DP) von 4 bis 6 noch keinerlei Färbung auf. Erst bei DP

= 8 – 12 ergibt sich eine rote Farbe, die bei weiter zunehmender Kettenlänge über

Violett erst ab ca. 30 Glucoseeinheiten in Blau übergeht.

[76]

1.3.2 Einschlusskomplexe mit synthetischen Polymeren

Zu den interessantesten Einschlusskomplexen der Amylose gehören sicherlich dieje-

nigen mit langkettigen Molekülen. Schon relativ lange bekannt ist in diesem Zusam-

menhang die Komplexierung von Fettsäuren, die in typischen sechs- oder siebenzäh-

ligen V-Amylosehelices

[77]

geschieht.

[78,79]

Laut Ergebnissen aus Röntgenkristallogra-

phie-

[80]

,

13

C-NMR-

[81]

und Molecular-Modeling-Studien

[82,83]

werden dabei die unpo-

laren Kohlenwasserstoffketten der Fettsäuren in gestreckter Konformation axial in

den Kanal der Amylose eingeschlossen, während die Carboxylgruppen wegen steri-

scher und elektrostatischer Hinderung in hydratisierter Form am Helixausgang plat-

ziert werden.

Die Komplexierung polymerer Gastmaterialien durch Amylose ist dagegen ein

verhältnismäßig neues Forschungsgebiet. Bedingt durch die fortschreitende weltwei-

te Rohstoff- und vor allem Erdölverknappung ist die Stärke vor allem in das Blick-

feld der Kunststoffindustrie gerückt, welche in hohem Maße von petrochemischen

Produkten abhängig ist. Erste Anwendungen waren hier beispielsweise die Produkti-

on stärkebasierter Folien zum landwirtschaftlichen Gebrauch.

[84]

Neben der Eignung

von Stärke als überall verfügbare und vor allem erneuerbare Ressource sind es ihre

biologische Abbaubarkeit und ihre CO

2

-Neutralität, welche sie für diese und andere

Funktionen interessant machen.

Erst zu Anfang der 1990er-Jahre konnte festgestellt werden, dass die materialtech-

nischen Eigenschaften von Mischungen der Stärke und synthetischer Polymere we-

sentlich durch die Bildung von Einschlusskomplexen der V-Amylose geprägt wer-

den.

[85-87]

So wird z.

B. die Viskosität von Stärkepasten durch Zugabe von Poly-

1.3 Amylose-Einschlusskomplexe

17

(ethylen-acrylsäure) und die damit verbundene Komplexbildung stark erhöht, sodass

u.

a. über die Temperatur und das Konzentrationsverhältnis von Amylose zu Amy-

lopektin Einfluss auf die rheologischen Eigenschaften des Gemisches genommen

werden kann. Auch die Beschaffenheit der daraus gefertigten Folien kann auf diese

Weise modifiziert werden.

[86]

Eine wesentliche Schwierigkeit bei der Herstellung der Einschlusskomplexe aus

Amylose und synthetischen Polymeren besteht häufig darin, dass aufgrund man-

gelnder intermolekularer Wechselwirkungen eine Phasenseparation auftritt und ein-

faches Mischen der Polymere somit nur eingeschränkte Erfolge zeigt. Bessere Er-

gebnisse erzielt eine neuere Synthesemethode, bei der eine Amylosekette - ausge-

hend von Maltoheptaose als Primer - durch enzymatische Polymerisation in Anwe-

senheit des gewünschten Gastpolymers aus Glucosemonomeren erzeugt wird. Der

sukzessive Aufbau des helikalen Polysaccharidmoleküls erfolgt dabei direkt um die

Gastkette herum, sodass die Bildung des Einschlusskomplexes im Zuge des Poly-

merisationsvorgangs abläuft. Wegen der Ähnlichkeit zu einer sich windenden Wein-

pflanze wird dieser Prozess als Vine-Twining-Polymerisation bezeichnet (Abb. 1.10).

Abb. 1.10 Das Modellprinzip der Vine-Twining-Polymerisation. Ausgehend vom Primer Maltohep-

taose wird mithilfe des Enzyms Phosphorylase eine Amylosekette erzeugt, wobei das synthetische

Polymer als Gerüst für die Entwicklung der helikalen Struktur fungiert.

Mithilfe der Vine-Twining-Polymerisation gelang in den letzten Jahren die Synthese

von Einschlusskomplexen einer Reihe unterschiedlicher aliphatischer Polymere, z.

B.

der Polyether Poly(tetrahydofuran) (PTHF)

[88]

und Poly(trimethylenoxid) (PTO)

[89]

,

der Polyester Poly(ε-caprolacton)

[90]

(PCL) und Poly(δ-valerolacton) (PVL)

[91]

, eines

Poly(ester-ethers)

[91]

und verschiedener Polycarbonate

[92]

.

Kaneko et al. konnten im Rahmen ihrer Studien zeigen, dass der hydrophobe Cha-

rakter der eingesetzten synthetischen Polymere eine wesentliche Voraussetzung und

einen distinktiven Faktor für die Komplexbildung mit Amylose darstellt. So bilden

1 Einleitung

18

sich Einschlusskomplexe mit PTHF und PTO, während das hydrophilere Po-

ly(ethylenoxid) nicht in nachweisbarem Umfang eingeschlossen wird.

[93]

Gleichzeitig

bevorzugt Amylose aus einer Mischung von PTHF und PTO vornehmlich das hyd-

rophobere PTHF.

[94]

Im Falle synthetischer Polymere mit zu langen lipophilen Be-

reichen (z.

B. Polyoxepan, -[(CH

2

)

6

O]

n

-) kann eine experimentelle Komplexsynthese

allerdings dadurch verhindert oder eingeschränkt werden, dass diese in wässriger

Lösung aggregieren und deshalb nicht effektiv als Gerüst für eine Vine-Twining-

Polymerisation zur Verfügung stehen.

[95]

1.3.3 Funktionalität der Amylose-Einschlusskomplexe

Potenzielle funktionelle Anwendungen für Amylose-Einschlusskomplexe existieren

in unterschiedlichen industriellen und technischen Bereichen. Am weitesten verbrei-

tet ist sicherlich die Verwendung in der Lebensmittelindustrie, wofür Amylose auf-

grund ihrer Verdaulichkeit und vernachlässigbaren Toxizität hervorragend geeignet

ist. Sie wird in diesem Kontext in erster Linie als stabilisierendes Wirtsmolekül für

leichtflüchtige Aroma- und Geschmacksstoffe eingesetzt.

[96]

Viele bioaktive Substan-

zen, z.

B. ungesättigte Fettsäuren, wie konjugierte Linolsäuren

[97]

, und Vitamine

[98]

sind zudem hitze- und oxidationsempfindlich und sind deshalb schon bei der Verar-

beitung und Lagerung der Gefahr der Zersetzung ausgesetzt. Durch die Einlagerung

in den helikalen Hohlraum der Amylose können derartige Wirkstoffe vor äußeren

Einflüssen geschützt werden.

[99]

Durch ihre verringerte Löslichkeit und ihre sterische Unzugänglichkeit sind die

kristallinen Amylose-Einschlusskomplexe weniger empfindlich gegenüber enzymati-

schem Abbau als amorph vorliegende Amylose. Aufgrund dieser Eigenschaft kön-

nen sie die kontrollierte Freisetzung bestimmter Wirkstoffe in geeigneten Bereichen

des Verdauungstraktes bewirken und eignen sich somit als Trägersystem für Nah-

rungsmittelzusätze und Medikamente.

[99]

So überstehen die Komplexe die durch

geringe Enzymaktivität geprägte Umgebung des Mundspeichels, schirmen ihre

Gastmoleküle vom sauren Milieu des Magens ab und sorgen schließlich für die Frei-

setzung des Wirkstoffes im Dünndarm, wo ein direkter Übergang in den Blutkreis-

lauf möglich ist.

[100]

1.3 Amylose-Einschlusskomplexe

19

Eine weitere sehr interessante Anwendungsmöglichkeit der Amylose-Einschluss-

komplexe, die erst in jüngster Zeit näher untersucht wurde, besteht in der Verarbei-

tung in polymeren lichtemittierenden Dioden (PLEDs). Photolumineszente Polyme-

re wie etwa Poly(p-phenylen-vinylen) (PPV) sind oft unlöslich in Lösungsmitteln und

daher nur schwierig technisch zu verarbeiten. Die Komplexierung mit Amylose kann

hier Abhilfe schaffen, da die entstehenden Komplexe beispielsweise in DMSO lös-

lich sind und so zu Filmen verarbeitet werden können, die zur Fertigung von

PLEDs benötigt werden.

[101]

Außerdem verhindern die Einschlussverbindungen das

Auftreten starker intermolekularer Wechselwirkungen zwischen den Polymerketten

und damit die Löschung der Fluoreszenz durch strahlungslose Prozesse, woraus eine

gesteigerte Lumineszenz-Effizienz im Vergleich zu den freien Polymeren

resultiert.

[101-103]

Als übergeordnete organisierte Einheiten von mindestens zwei Molekülen, die

durch nicht-kovalente intermolekulare Kräfte zusammengehalten werden, sind die

Amylose-Einschlusskomplexe per se supramolekulare Strukturen. Das Forschungsge-

biet der supramolekularen Chemie beschäftigt sich – inspiriert z.

B. durch die biolo-

gisch relevanten Tertiär- und Quartärstrukturen vieler Makromoleküle – u.

a. mit

dem Design und der Synthese neuer funktioneller Strukturen, deren Abmessungen

im Nano- bis Millimeterbereich liegen und die als Grundlage für neue Werkstoffe

mit spezifischen Eigenschaftsprofilen dienen können.

[104]

Einen interessanten dies-

bezüglichen Ansatz stellen Blockcopolymere aus Amylose und synthetischen Poly-

meren dar.

[105]

Aufbauend auf den grundlegenden Arbeiten von Pfannemüller

et al.

u.

a. [106]

gelang beispielsweise Loos et al.

[107,108]

die Synthese amphiphiler Blockco-

polymere aus Amylose und Polystyrol. Der Amyloseteil derartiger Makromoleküle

könnte in einer Mischung unterschiedlicher Copolymere Einschlusskomplexe mit

anderen Polymerblocks im selben oder in anderen Copolymermolekülen bilden, so-

dass je nach Zusammensetzung des Gemisches zyklische Systeme, Tri- oder Mult-

iblockcopolymere und ganze supramolekulare Netzwerke zugänglich würden.

[109]

Dabei könnte die Komplexbildung als vollständig reversibler Prozess durch äußere

Einflussnahme gezielt als Designparameter eingesetzt werden. Da die Stabilität der

helikalen Amylosestruktur in erheblichem Maße von intramolekularen Wasserstoff-

1 Einleitung

20

brücken abhängt, kann ihr Auftreten u.

a. durch eine Veränderung der Polarität des

Lösungsmittel(gemische)s kontrolliert werden. Ebenso ist es durch gezielte Substitu-

tion der Amylosekette möglich, die Komplexstabilität systematisch zu beeinflus-

sen.

[109]

Ein weiterer interessanter Aspekt der Amylose-Blockcopolymere besteht in der

Steifigkeit der Amylosehelix bzw. ihrer Einschlusskomplexe, die Charakteristika von

stabförmigen (kalamitischen, engl. rod-like) Makromolekülen aufweisen. Aufgrund

ihrer anisometrischen Gestalt können diese Blöcke in Lösung flüssigkristalline Pha-

sen ausbilden, in denen die Längsachsen der Moleküle im Mittel parallel zueinander

ausgerichtet sind und die somit einen zusätzlichen Ordnungsgrad besitzen. In Ver-

bindung mit den häufig flexibel geknäuelten (coil-like) Strukturen der kovalent ange-

bundenen synthetischen Polymerblöcke liegen hier sogenannte Rod-Coil-Systeme

vor, die ausgeprägte selbstorganisierende Tendenzen aufweisen und deshalb neue

Wege zum Design definierter supramolekularer Nanoobjekte eröffnen.

[105]

Nicht zuletzt bietet die Komplexierung mit Amylose die Möglichkeit, die Löslich-

keit und chemische Stabilität der eingeschlossenen Polymerketten zu beeinflussen.

So konnte beispielsweise gezeigt werden, dass PTHF durch den Einschluss in Amy-

lose in deuterierter wässrig-alkalischer Umgebung löslich gemacht werden kann und

dass die Hydrolyse von PCL, welche in diesem Milieu für gewöhnlich sehr rasch

abläuft, durch die Komplexbildung um mehrere Stunden verzögert wird.

[93]

21

2 Zielsetzung

Im Rahmen der vorliegenden Arbeit sollen sowohl strukturelle Eigenschaften der

Amylose in Lösung als auch grundlegende energetische Aspekte der Einschlusskom-

plexe der Amylose mit synthetischen Polymeren mithilfe von Molecular Modeling

und Molekulardynamik-Simulationen untersucht werden.

Zu diesem Zweck soll zunächst ein geeignetes Lösungsmittelsystem modelliert

werden, welches aus einer Serie binärer Mischungen von Wasser und DMSO in sich

graduell verändernden Anteilen besteht. Um Erkenntnisse über die Stabilität der

Helixstruktur der V-Amylose und somit über deren tatsächlich vorliegende Konfor-

mation in Lösung zu gewinnen, soll anschließend das molekulardynamische Verhal-

ten des Polysaccharids in den erzeugten Umgebungen simuliert und untersucht wer-

den. Dabei soll im Speziellen die Beeinflussung der Konformation durch unter-

schiedliche charakteristische Eigenschaften der Lösungsmittel Wasser und DMSO

auf molekularer Ebene beleuchtet werden.

Die computerbasierte Untersuchung der Amylose-Einschlusskomplexe hat das

grundsätzliche Ziel, eine Methode zur energetischen Bewertung der Stabilität solcher

Verbindungen zu entwickeln, um damit in zukünftigen Studien praktisch verwend-

bare Aussagen über deren funktionelle Einsetzbarkeit treffen zu können. Hierfür ist

die Weiterentwicklung und Verbesserung eines bereits im Rahmen meiner Masterar-

beit konzipierten Ansatzes vorgesehen, welcher auf der Analyse der nichtkovalenten

Wechselwirkungen zwischen Amylose und einer modellhaften Serie aliphatischer

Mehrfachethermoleküle beruht. Zur Abschätzung der Gibbsenergie der Komplex-

bildung anhand geeigneter MD-Simulationen soll hierbei das Konzept der Linear

Interaction Energy (LIE) erprobt und gegebenenfalls systemspezifisch angepasst

werden. Eine weitere Verifizierung der Methode kann anschließend anhand der

Komplexe bereits experimentell untersuchter, literaturbekannter Gastmoleküle

durchgeführt werden.

23

3 Durchführung, Auswertung und Diskussion

Alle MD-Simulationen wurden mit dem Programmpaket GROMACS

[110,111]

durch-

geführt. Dabei wurde das GROMOS96-Kraftfeld G45a3

[112]

und die G45a4-

Erweiterung

[113]

für Kohlenhydrate eingesetzt (Näheres siehe Abschnitt 5).

3.1 Modellierung und Charakterisierung der V-Amylose

Eine fundamentale Voraussetzung für die Durchführbarkeit kraftfeldbasierter Un-

tersuchungen eines molekularen Systems ist die Verfügbarkeit dreidimensionaler

Strukturinformationen. Die Aufklärung der Struktur biologischer Makromoleküle

erfolgt heute vornehmlich mittels Röntgenstrukturanalyse und NMR-Spektroskopie.

Zwar sind auch für V-Amylose strukturelle Parameter in der Literatur zu

finden,

[35,114]

jedoch kann sich die Erzeugung eines individuell angepassten Modells

aus diesen Daten unter Umständen als ein nicht triviales Problem herausstellen. Ei-

ner der wenigen veröffentlichten Berichte über die Nutzung eines derartigen Modells

in einer wissenschaftlichen Studie ist eine Arbeit von Immel und Lichtenthaler, in

der eine V-Amylosehelix aus 30 Glucoseeinheiten verwendet wird.

[115]

Die in der

Literatur verfügbaren strukturellen Daten beschränken sich gewöhnlich auf die

Atomkoordinaten einer einzelnen Glucoseeinheit sowie die entsprechende Raum-

gruppe und die Maße der Elementarzelle.

[35,46,114,116]

Durch Anwendung der Symmet-

rieoperation einer sechszähligen Schraubenachse (6

5

-Helix) kann anhand dieser An-

gaben eine Amylosehelix beliebiger Länge erzeugt werden. In der vorliegenden Ar-

beit wurden die dazu notwendigen Berechnungen mithilfe einer linearen mathemati-

schen Abbildung durchgeführt, welche bereits im Rahmen meiner Masterarbeit ent-

wickelt worden ist.

[117]

Zur Vorbereitung der später durchzuführenden MD-Simula-

tionen sollte anschließend die Eignung des verwendeten Kraftfeldes GROMOS 45a4

im Umgang mit dem erhaltenen Molekülmodell getestet werden. Hierzu wurde das

molekulardynamische Verhalten der Helix unter Kristallbedingungen simuliert und

die Ergebnisse mit der ursprünglichen Kristallstruktur verglichen.

3 Durchführung, Auswertung und Diskussion

24

3.1.1 Modellierung des V-Amylosemoleküls

Zur Modellierung der V-Amylosehelix wurden röntgenkristallographische Daten von

Rappenecker und Zugenmaier verwendet, die auf der Vermessung dünner Amylose-

DMSO-Filme beruhen.

[35]

Ausgehend vom Ortsvektor x

i





eines Atoms X

i

in Glucoseeinheit i kann die Positi-

on jedes analogen Atoms X

i+1

in der Glucoseeinheit i+1 der Amylosekette mithilfe

der linearen Abbildung (1) berechnet werden.

[117,118]

x

i+1





=cos ( -2, n

⁄) - sin (- 2, n

⁄) 0

sin (- 2, n

⁄) cos ( -2, n

⁄) 0

0 0 1·x

i





+0

0

p n

⁄ (1)

Darin steht n = 6 für die Anzahl der sich wiederholenden Einheiten in einer He-

lixwindung und p = 8,05 Å für die Ganghöhe der Helix.

[119]

Im Einzelnen besteht die

Formel aus einer Rotationsmatrix, die eine Drehung im Uhrzeigersinn um 2,/n (ent-

spricht 360°/6 = 60°) um die z-Achse beschreibt, und einem Vektor, der die zusätz-

lich notwendige Translation um p/n (entspricht 8,05 Å/6 = 1,34 Å) in Richtung der

Drehachse bewirkt. Die wiederholte Anwendung dieses Algorithmus erzeugt sukzes-

sive die Geometrie einer sechszähligen linksgängigen Helix (Abb. 3.1). Allerdings

impliziert diese Art der Kettenverlängerung auch, dass benachbarte Monosaccha-

ridmoleküle mit den Atomen O4 und O1 überlappen, sodass die überzähligen Ato-

me O1, H1 und H4 an den jeweiligen Stellen manuell entfernt und die Glucoseein-

heiten durch glycosidische Bindungen verknüpft werden müssen.

Mithilfe der beschriebenen Methode wurde eine Amylosekette aus neun sechszäh-

ligen Windungen und einer zusätzlichen einzelnen Einheit, d.

h. insgesamt 55 Glu-

coseeinheiten generiert (C

330

H

552

O

276

). Die idealisierte helikale Struktur hat eine Län-

ge von etwa 78,3 Å und besitzt eine genau definierte zylindrische Kavität mit einem

Durchmesser von ca. 5,4 Å

[117]

(Abb. 3.2).

In einer Modeling-Studie konnte gezeigt werden, dass das Äußere der V-Amy-

losehelix einen hydrophilen Charakter besitzt, während die innere Oberfläche, wel-

che den zentralen Hohlraum umschließt, hydrophobe Eigenschaften aufweist.

[115]

Dieses Ergebnis kann anhand der generierten Modellstruktur eindrucksvoll bestätigt

3.1 Modellierung und Charakterisierung der V-Amylose

25

werden. Hierzu wurde eine molekulare Oberfläche des Modells erzeugt und auf die-

se das lipophile Potenzial des Kohlenhydrates abgebildet (Abb. 3.3). Im Resultat

zeigt sich eindeutig die auf der Außenseite vorliegende Dominanz hydrophiler Berei-

che, wogegen im inneren Kanal vorwiegend hydrophobe und neutrale Regionen

erkennbar sind.

Abb. 3.1 Schematische Darstellung der Modellierung einer V-Amylosehelix. Durch sukzessive An-

wendung der Gleichung (1) auf die gegebenen Koordinaten einer Glucoseeinheit entsteht eine

sechszählige helikale Struktur. Die zugrundeliegende Symmetrieoperation besteht aus einer Drehung

um 60° um die z-Achse und einer Verschiebung um 1,34 Å in Richtung der z-Achse.

Abb. 3.2 Verschiedene Ansichten und Maße des V-Amylosemodells. Zu sehen sind die Seitenansicht

und der Blick entlang der Helixachse (z-Achse).

3 Durchführung, Auswertung und Diskussion

26

Abb. 3.3 Molekulare Oberfläche des V-Amylosemodells in der Außenansicht (oben) und einem

Längsschnitt durch die Helix. Die Farbgebung verdeutlicht Oberflächenregionen mit hydrophi-

lem (■), hydrophobem (■) und neutralem Potenzial.

Abb. 3.4 Schematische Darstellung der im erzeugten V-Amylosemodell auftretenden Typen von

Wasserstoffbrückenbindungen mit den zugehörigen O-O-Abständen. Die Tabelle gibt Auskunft

über die jeweilige Anzahl N der H-Brücken.

Einen wesentlichen Beitrag zur Stabilisierung der V-Amylosestruktur liefern regel-

mäßig auftretende intramolekulare Wasserstoffbrückenbindungen (H-Brücken)

[120]

.

Unterschieden werden können in diesem Zusammenhang H-Brücken zwischen

OH2 und OH3 benachbarter, d.

h. im Verlauf der Polymerkette aufeinanderfolgen-

der Glucoseeinheiten und H-Brücken zwischen OH6 und OH2 oder OH3 benach-

barter Helixwindungen (Abb. 3.4). Im Folgenden werden erstere auch als Intraturn-

H-Brücken und letztere als Interturn-H-Brücken bezeichnet. Das erzeugte Amylose-

modell besitzt insgesamt 152 intramolekulare Wasserstoffbrücken, welche in der

Tabelle in Abbildung 3.4 genauer aufgeschlüsselt sind.

3.1 Modellierung und Charakterisierung der V-Amylose

27

Ihres O-O-Abstandes nach zu urteilen handelt es sich bei den Wechselwirkungen

zwischen OH6 und OH3 um eher schwache Wasserstoffbrücken. Berücksichtigt

werden muss dabei jedoch der Effekt der Kooperativität von H-Brücken.

[121]

Da

Hydroxylgruppen gleichzeitig als H-Brücken-Akzeptor und -Donor fungieren kön-

nen, sind sie in der Lage, ein geschlossenes Netzwerk zu bilden. Die daraus resultie-

rende wechselseitige Polarisation der OH-Gruppen erhöht deren Dipolmoment und

somit auch die Stärke der beteiligten Wasserstoffbrückenbindungen.

3.1.2 Molekulardynamisches Verhalten unter Kristallbedin-

gungen

Es ist aus früheren Studien bekannt, dass sich die Verwendung einer Lösungsmit-

telumgebung mit niedriger Permittivität in MD-Simulationen dazu eignet, die Kris-

tallbedingungen von Kohlenhydraten zu simulieren.

[122]

Da das im vorhergehenden

Kapitel generierte Amylosemodell auf einer Kristallstruktur basiert, kann demzufol-

ge die Simulation des molekulardynamischen Verhaltens in einem sehr hydrophoben

Lösungsmittel als aussagekräftiger Test für die eingesetzten Kraftfeldparameter ver-

wendet werden.

Zur Vorbereitung der Simulation wurde das Molekülmodell in einer rhombisch-

dodekaedrischen Simulationsbox eines Volumens von ca. 885 nm

3

in n-Decan

(2213 Moleküle) gelöst, dann kurzzeitig energetisch optimiert (1. steepest descent, 2.

conjugate gradient) und anschließend für 25,2 ns bei einer Temperatur von 298,15 K

und einem Druck von 1 bar simuliert. Dabei hatten die Massendichte und die poten-

zielle Energie innerhalb der Box bereits nach wenigen Pikosekunden ihre Gleichge-

wichtswerte erreicht. Bei der Auswertung wurde jedoch zur Sicherheit ein Vorlauf

von 200 ps ausgelassen.

Eine erste Betrachtung der Ergebnisse zeigt, dass die helikale Struktur der Amylose

in ihren Grundzügen über die gesamte Simulationsdauer stabil bleibt. So weist auch

die am Simulationsende vorliegende Konformation nur marginale Abweichungen

von der idealen Kristallstruktur auf (Abb. 3.5). Sowohl die Kompaktheit der He-

3 Durchführung, Auswertung und Diskussion

28

lixwindungen als auch die geradlinige Zylinderform des Systems sind erhalten ge-

blieben, sodass weiterhin eine definierte innere Kavität besteht.

Erst bei einer genaueren Analyse werden geringfügige Unterschiede zwischen der

in Decan vorliegenden und der ursprünglichen Struktur der Amylose deutlich. Diese

schlagen sich in den RMSD-Werten (engl. root mean square deviation = Wurzel der

mittleren quadratischen Abweichung) nieder, welche für die Atomabstände inner-

halb des Amylosemoleküls in Relation zu den entsprechenden Abstandswerten der

idealen Ausgangsstruktur berechnet wurden (Abb. 3.6). Im Simulationszeitintervall

τ

sim

= 10 ns bis τ

sim

= 25,2 ns beträgt der RMSD-Wert im Mittel 0,46 nm.

Der Aufbau der Helix hat sich dahingehend verändert, dass eine Windung nicht

mehr durch genau sechs, sondern ungefähr sechseinhalb Glucoseeinheiten definiert

ist. Dieser Umstand hat auch Auswirkungen auf andere Helixparameter, wie etwa die

mittlere Ganghöhe p, welche sich während der Simulation von 0,805 nm auf durch-

schnittlich 0,84 ± 0,03 nm erhöht (Abb. 3.7). Diese Abweichung ist jedoch nicht

statistisch signifikant, zumal in der Literatur von Ganghöhen bis zu 0,817 nm berich-

tet wird.

[30]

Des Weiteren erhöht sich auch der Durchmesser d des inneren Kanals

von 0,54 nm auf einen Simulationsmittelwert von ca. 0,62 nm. Es muss in diesem

Zusammenhang berücksichtigt werden, dass es sich sowohl bei der Ganghöhe als

auch dem Durchmesser aufgrund der Bestimmungsmethoden (siehe Abschnitt

5.2.3.1) lediglich um Näherungswerte handelt.

Abb. 3.5 Schematische Darstellung des V-Amylosemodells in der idealen Kristallstruktur (oben) und

nach kurzer energetischer Optimierung sowie MD-Simulation in n-Decan für 25,2 ns. Die helikale

Struktur bleibt während der Simulation weitgehend erhalten.

3.1 Modellierung und Charakterisierung der V-Amylose

29

Abb. 3.6 RMSD-Werte der Atomabstände innerhalb des Amylosemoleküls während der 25-ns-

Simulation in n-Decan. Als Referenzstruktur wurde dabei das als Ausgangsstruktur dienende ideale

Amylosemodell (Abb. 3.2) verwendet.

Abb. 3.7 Durchschnittliche Helixganghöhe während der 25-ns-Simulation in n-Decan

0 5 10 15 20 25

τ

sim [ns]

0

0.1

0.2

0.3

0.4

0.5

0.6

0.7

RMSD [nm]

0 5 10 15 20 25

τ

sim [ns]

0.8

0.81

0.82

0.83

0.84

0.85

0.86

0.87

p

[nm]

3 Durchführung, Auswertung und Diskussion

30

Trotz der geringen geometrischen Veränderungen der Helixstruktur bleibt die Integ-

rität des intramolekularen Wasserstoffbrücken-Netzwerks der Amylose während der

Simulation in n-Decan gewährleistet. Die Gesamtzahl der intramolekularen

H-Brücken N

tot

fluktuiert dementsprechend um einen Wert von 144, bewegt sich

also nur unwesentlich unterhalb des maximal möglichen Wertes N

max

von 152 (Abb.

3.8). Der sprunghafte Anstieg von N

tot

zu Beginn der Simulation lässt darauf schlie-

ßen, dass die Systemequilibrierung zu diesem Zeitpunkt noch nicht abgeschlossen

ist.

Abb. 3.8 Zahl der intramolekularen Wasserstoffbrücken des Amylosemodells während der 25-ns-

Simulation in n-Decan

Eine weitere Möglichkeit zur Beschreibung der Konformation der Amylose bieten

die glycosidischen Torsionswinkel

ϕ

(O5-C1-O4-C4) und ψ (C1-O4-C4-C3) (Abb.

3.9), welche die gegenseitige Ausrichtung aufeinanderfolgender Glucoseringe be-

stimmen. Abbildung 3.10 zeigt die Verteilung von

ϕ

und ψ während der MD-

Simulation in n-Decan im Vergleich mit den entsprechenden Idealwerten der Kris-

tallstruktur (

ϕ

= 106,5° und ψ = 113,5°). Offensichtlich stellt sich bereits innerhalb

der ersten 200 ps ein neuer Gleichgewichtszustand ein, dessen Mittelwert sich bei ca.

ϕ

= 114,4° und ψ = 102,8° befindet. Somit ist bei

ϕ

eine leichte Zunahme und bei ψ

0 5 10 15 20 25

τ

sim [ns]

100

110

120

130

140

150

160

N

tot

3.1 Modellierung und Charakterisierung der V-Amylose

31

ein leichter Rückgang zu verzeichnen. Da die Veränderungen der beiden Diederwin-

kel gegensätzliche Vorzeichen besitzen und sich die relativen Verdrehungen benach-

barter Zuckerringe deshalb gegenseitig zum Teil kompensieren, ist deren Auswir-

kung auf die globale Konformation der Amylose allerdings nur gering.

Abb. 3.9 Definition der glycosidischen Diederwinkel

ϕ

(O5-C1-O4-C4) und ψ (C1-O4-C4-C3)

Abb. 3.10 Verteilung der glycosidischen Torsionswinkel

ϕ

(O5-C1-O4-C4) und ψ (C1-O4-C4-C3)

während der MD-Simulation über τ

sim

= 25 ns in n-Decan. Die Datenpunkte, welche sich auf den

Vorlauf von 200 ps beziehen, sind als weiß ausgefüllte Kreise dargestellt. Zusätzlich gezeigt sind die

durchschnittlichen Diederwinkel der zugrundeliegenden Kristallstruktur im Punkt ▲(113,5|106,5).

φψ

OH

O H

O

O H

O

O H

OH

O H

O

2

3

4

5

6

4

5

6

1

2

3

1

5

4

3 Durchführung, Auswertung und Diskussion

32

3.2 Stabilität der Helixkonformation in Wasser-DMSO-

Mischungen

Aufgrund der großen Anzahl frei drehbarer glycosidischer Bindungen innerhalb ei-

nes Amylosemoleküls kann das Polymer eine nahezu unbegrenzte Vielfalt möglicher

Konformationen einnehmen. Die Aufklärung solcher Sekundärstrukturen ist der

Gegenstand intensiver wissenschaftlicher Forschung, weil mit der Konformation

wichtige Eigenschaften eines Moleküls verknüpft sein können. Beispiele für überge-

ordnete Strukturen, die die Funktionen biologischer Makromoleküle kontrollieren,

sind die DNA-Doppelhelix, Lipid-Doppelschichten sowie die Sekundär-, Tertiär-

und Quartärstrukturen von Proteinen.

[123]

Der größte Teil der verfügbaren strukturellen Informationen zur Amylose beruht

auf Röntgen-

[35,46,116]

und Elektronenbeugung

[114]

und ist somit auf die kristalline

Phase beschränkt. Dagegen ist die Frage der Konformation des Polysaccharids in

Lösung bis heute nicht abschließend geklärt, weil die verwendeten Methoden keine

definitive Aussage zulassen. Resultate statischer und dynamischer Lichtstreuung so-

wie Studien zur Viskosität, dem Sedimentationsgleichgewicht, dem osmotischen

Druck und der spezifischen optischen Drehung haben für den Fall der Amylose in

wässriger Lösung zu unterschiedlichen Deutungen geführt, angefangen bei einer

Random-Coil-Struktur ohne jeglichen Helixcharakter

[124]

bis hin zu einer Random-

Coil-Struktur, die aus helikalen Segmenten

[125]

mit jeweils über 100 Glucose-

einheiten

[126]

besteht. Die letztere Folgerung wird im Wesentlichen auch durch Mon-

te-Carlo-Studien unterstützt.

[127-129]

Die Sekundärstruktur von Amylose in DMSO

wurde ebenfalls kontrovers diskutiert. So beschreiben einige Autoren diese als eine

Random-Coil-Struktur

[125,130,131]

, während andere eine kompakte starre oder zumin-

dest aufgeweitete Helix postulieren.

[132-134]

In diesem Zusammenhang wurde darauf

hingewiesen, dass eine mögliche Abhängigkeit der globalen Amylosestruktur von der

molekularen Masse nicht zu vernachlässigen ist.

[135]

Für Lösungen in DMSO wurde auf der Basis von NMR-Daten die Existenz stabi-

lisierender Wasserstoffbrücken zwischen OH2 und OH3 der Amylose vermu-

tet

[136,137]

, wohingegen einer Konformationsanalyse zufolge in wässriger Lösung kei-

3.2 Stabilität der Helixkonformation in Wasser-DMSO-Mischungen

33

ne solchen Wechselwirkungen auftreten sollen.

[138]

Ergebnisse einer neueren Studie

schließen das Auftreten der H-Brücken auch in DMSO aus.

[134]

Laut Cheetham und

Tao

[120]

verändert sich die Konformation der Amylose in Wasser-DMSO-

Mischungen mit steigendem Wassergehalt von 0 bis 66

% von einer kompakten He-

lix über eine aufgeweitete Helix hin zu einer Random-Coil-Struktur, wobei die Zahl

der intramolekularen H-Brücken zwischen OH2 und OH3 kontinuierlich abnimmt.

Diese Schlussfolgerungen beruhen auf

13

C-NMR-Messungen, Daten zur spezifischen

Drehung und zur Grenzviskosität sowie auf Experimenten zur Komplexbildung von

Iod und Butanol mit Amylose.

Um mithilfe von computerbasierten Methoden Aussagen bezüglich der Konforma-

tion von Amylose in Lösung gewinnen zu können, wurde in der vorliegenden Arbeit

von einer idealen V-Amylosehelix ausgegangen und deren strukturelle Stabilität unter

molekulardynamischen Bedingungen in Wasser-DMSO-Gemischen unterschiedli-

cher Zusammensetzung analysiert. Besonderes Augenmerk wurde dabei auf die

Entwicklung der Zahl intramolekularer Wasserstoffbrückenbindungen gelegt.

3.2.1 Vorbereitung der Lösungsmittelgemische

Für die spätere Analyse des molekulardynamischen Verhaltens der Amylose in Lö-

sung wurden insgesamt sechs unterschiedliche Lösungsmittelzusammensetzungen

vorbereitet, darunter die reinen Solvenzien Wasser und DMSO sowie vier zusätzli-

che binäre Mischungen. Im Folgenden werden diese anhand ihrer Massenanteile ω

(ω

Wasser

= 0.0, 0.2, 0.4, 0.6, 0.8, 1.0) unterschieden.

Für die Parametrisierung von DMSO wurde das im Jahr 2004 von Geerke et al.

vorgeschlagene Modell verwendet

[139]

. Um möglichst realistische Wechselwirkungen

innerhalb der binären Mischungen mit DMSO gewährleisten zu können, wurden

drei verschiedene Wassermodelle auf ihre diesbezügliche Tauglichkeit hin getestet:

SPC, SPC/E und TIP4P.

Das SPC-Modell

[140]

(simple point charge) besteht aus drei Massenpunkten mit Punkt-

ladungen, welche jeweils auf den Positionen der Atomkerne platziert sind. Ursprüng-

lich handelt es sich dabei um ein starres Wassermodell, d.

h. die Geometrie des Mo-

3 Durchführung, Auswertung und Diskussion

34

leküls kann sich während der Simulation nicht verändern, jedoch wurde in der vor-

liegenden Arbeit eine flexible Modifikation verwendet.

[141]

Das SPC/E-Modell

[142]

(extended simple point charge) stellt eine reparametrisierte Ver-

sion des SPC-Modells dar, welche bei der Berechnung der potenziellen Energie eines

Wassermoleküls dessen effektive Polarisation durch einen zusätzlichen Korrektur-

term berücksichtigt.

Beim TIP4P-Modell

[143]

(4 point transferable intermolecular potential) handelt es sich um

ein komplexeres sogenanntes 4-Site-Modell. Die negative Partialladung ist dabei

nicht am Sauerstoffatom lokalisiert, sondern stattdessen auf einem Dummyatom,

welches sich in einem Abstand von 0,15 Å vom Sauerstoffatom zwischen den Was-

serstoffatomen befindet. Dadurch soll eine realistischere Ladungsverteilung über das

Wassermolekül erreicht werden.

Jedes der erzeugten Wasser-DMSO-Gemische wurde bei einer Temperatur von

298,15 K und einem Druck von 1,0 bar für einen Zeitraum von 25 ns simuliert. Da-

bei wurde der Fortschritt der Systemequilibrierung anhand der potenziellen Energie

und der Massendichte ρ protokolliert. Obwohl diese Werte bereits innerhalb einer

Simulationszeit von höchstens 100 ps ihre Gleichgewichtswerte erreicht hatten,

wurde die Equilibrierungszeit sicherheitshalber auf insgesamt 1 ns ausgedehnt. Die

nach 1 ns vorliegenden Gemische wurden für alle weiteren Simulationen der Amylo-

se als Lösungsmittel verwendet.

Um die Leistungen der drei eingesetzten Wassermodelle in ihrer Interaktion mit

DMSO vergleichen und beurteilen zu können, wurde die Massendichte ρ über die

gesamte Simulationsdauer von 25 ns ausgewertet, wobei in diesem Fall ein anfängli-

cher Equilibrierungszeitraum von 0,2 ns nicht mitbewertet wurde. Die erhaltenen

Datensätze wurden daraufhin mit experimentellen Messwerten

[144]

verglichen (Abb.

3.11).

Offensichtlich liegen die berechneten Dichtewerte bei allen verwendeten Lö-

sungsmittelmodellen leicht unterhalb der entsprechenden experimentell ermittelten

Daten. Für reines Wasser beträgt die mittlere relative Abweichung des SPC-Modells

3,3

%, während SPC/E und TIP4P mit Abweichungen von 0,8

% bzw. 1,3

% besse-

re Näherungen darstellen. Der Simulationswert von absolutem DMSO liegt durch-

3.2 Stabilität der Helixkonformation in Wasser-DMSO-Mischungen

35

schnittlich 1,4

% zu niedrig. Vergleichbare Daten des DMSO-Modells in Verbindung

mit SPC-Wasser wurden bereits von Geerke et al.

[139]

publiziert.

Abb. 3.11 Dichtewerte aus MD-Simulationen und experimentelle Dichtewerte

[144]

versus Massenantei-

le ω

von

Wasser bzw. DMSO der verschiedenen Lösungsmittelgemische. Die Datenpunkte entspre-

chen den Mittelwerten einer Simulationstrajektorie über 25 ns abzüglich einer anfänglichen Equilib-

rierungszeit von 0,2 ns. Die Fehlerbalken repräsentieren die zugehörigen 2-σ-Konfidenzintervalle mit

σ als der geschätzten Standardabweichung.

Für einen ganzheitlichen Vergleich der simulierten Datenreihen mit dem experimen-

tellen Datensatz bietet sich der Korrelationskoeffizient nach Pearson an, der den

Grad des linearen Zusammenhangs zweier Größen auf einer Skala von -1 bis +1

abbildet. Die Korrelation beträgt demnach 0.985 für SPC, 0.996 für SPC/E und

0.991 für TIP4P. Somit reproduzieren alle drei Wassermodelle in Kombination mit

dem DMSO-Modell den nichtlinearen Kurvenverlauf der experimentellen Dichte in

zufriedenstellendem Maße. Das beste Ergebnis liefern dabei die Simulationen unter

Verwendung des SPC/E-Modells.

Aufgrund seiner höheren Komplexität und des damit verbundenen erhöhten Re-

chenaufwands im Vergleich zu den beiden anderen Lösungsmittelmodellen wurde

TIP4P nicht für weitere Simulationen eingesetzt. Stattdessen wurde im Abschnitt

020406080100

0,94

0,96

0,98

1

1,02

1,04

1,06

1,08

1,1

1,12

0 20 40 60 80 100

ω

ωω

ω

DMSO

[%]

ρ

[g/ml]

ω

ωω

ω

water

[%]

SPC

SPC/E

TIP4P

exp.

3 Durchführung, Auswertung und Diskussion

36

3.2.2 der vorliegenden Arbeit das SPC/E-Modell verwendet, da dieses bei einem

vergleichsweise geringen Bedarf an Rechenkapazität die besten Ergebnisse liefert.

Parallel wurden alle Berechnungen zur weiteren Validierung der Ergebnisse auch mit

dem SPC-Modell durchgeführt, welches wegen seiner engen Verwandtschaft zu

SPC/E keine zusätzliche Simulationsvorbereitung erfordert. Aus Gründen der Über-

sichtlichkeit und weil das SPC-Modell in qualitativer Hinsicht keine abweichenden

Aussagen liefert, sollen aber nur die Ergebnisse unter Verwendung von SPC/E prä-

sentiert und diskutiert werden. Die entsprechenden SPC-Resultate finden sich im

Anhang.

3.2.2 MD-Simulationen der Amylose

Die Untersuchung der strukturellen Stabilität der V-Amylose in Lösung erfolgte un-

ter Zuhilfenahme der in Abschnitt 3.2.1 konfigurierten Wasser-DMSO-Gemische.

Das Amylosemodell wurde dazu zentral in einer rhombisch-dodekaedrischen Simu-

lationsbox eines Volumens von ca. 885 nm

3

platziert und diese dann mit den Sol-

vensmischungen geflutet. Einen Überblick über die Lösungsmittel-Zusammensetz-

ung der so erzeugten Systeme gibt Tabelle 3.1.

Tabelle 3.1 Zusammensetzungen der Wasser-DMSO-Gemische in den Amylosesimulationen. An-

gegeben sind die enthaltenen Teilchenzahlen von Wasser und DMSO sowie die jeweiligen Massenan-

teile ω und Stoffmengenanteile χ von Wasser.

Nach kurzen Simulationen zur Energieminimierung (1. steepest descent, 2. conjugate gra-

dient) wurden die Systeme jeweils fünfmal für 25,2 ns bei einer Temperatur von

298,15 K und einem Druck von 1 bar simuliert. Zusätzlich wurde jeweils eine

exemplarische Simulation in reinem Wasser und DMSO über einen verlängerten

H

2

O DMSO

ω

(H

2

O)

χ

(H

2

O)

29124 0 1,00 1,00

23596 1128 0,83 0,95

17759 2400 0,63 0,88

13028 3521 0,46 0,79

6870 4903 0,24 0,58

0 6869 0,00 0,00

3.2 Stabilität der Helixkonformation in Wasser-DMSO-Mischungen

37

Zeitraum von 100 ns durchgeführt, um das Langzeitverhalten der Amylose beurtei-

len zu können.

Zur Analyse der spezifischen Wechselwirkungen von Wasser und DMSO mit einer

intakten V-Helix wurden die entsprechenden Systeme außerdem je einmal über 5 ns

simuliert, wobei nur die Hydroxylgruppen OH2, OH3 und OH6 beweglich gelassen

und alle übrigen Atome der Amylose räumlich fixiert wurden.

3.2.3 Auswertung der MD-Simulationen

Einen zentralen Beitrag zur Stabilität der helikalen V-Amylosestruktur leisten in-

tramolekulare Wasserstoffbrückenbindungen (Abb. 3.4).

[120]

Wesentliche konforma-

tive Änderungen der Amylose, d.

h. beispielsweise ein Aufweiten oder Abwickeln der

Helix, erfordern ein Brechen derartiger H-Brücken, da diese stark von der gegensei-

tigen räumlichen Lage und Ausrichtung der Donor- und Akzeptorgruppen abhängig

sind. Aus diesem Grund ist es möglich, die sich verändernde Gesamtzahl intramole-

kularer H-Brücken N

tot

als einen Indikator für den momentanen Helixcharakter der

Amylose zu verwenden. Als Referenzpunkt sollte dabei der maximal mögliche Wert

von N

tot

gelten, der im vorliegenden Fall durch das idealisierte in Abschnitt 3.1.1

erzeugte V-Amylosemodell als N

max

= 152 definiert ist.

Abb. 3.12 Kriterien für das Auftreten einer H-Brücke zwischen O

Donor

H und O

Akzeptor

. Die Wech-

selwirkung wird als H-Brücke gewertet, wenn α ≤ 30° und r ≤ 3,5 Å.

Die Bestimmung der zeitabhängigen Zahl der H-Brücken in den MD-Trajektorien

wurde mit dem Programm g_hbond

[145]

in GROMACS durchgeführt, welches das

Auftreten einer H-Brücke anhand geometrischer Kriterien beurteilt. Als Cut-offs

wurden dabei ein maximaler Abstand r = 3,5 Å zwischen O

Donor

und O

Akzeptor

sowie

r

α

H

O

Donor

O

Akzeptor

3 Durchführung, Auswertung und Diskussion

38

ein maximaler Winkel H-O

Donor

-O

Akzeptor

von α = 30° verwendet (Abb. 3.12). Um die

statistische Variation innerhalb der Datenreihen zu verringern, wurden die resultie-

renden Zahlenwerte mithilfe gleitender Mittelwerte ausgewertet.

3.2.3.1 Abbau der helikalen Sekundärstruktur

Eine erste Betrachtung der MD-Trajektorien ergibt, dass augenscheinlich alle Simu-

lationen durch einen Abbau der helikalen Sekundärstruktur gekennzeichnet sind,

sodass unabhängig von der Lösungsmittelzusammensetzung nach einer Simulations-

zeit τ

sim

von 25 ns kein Helixgehalt mehr erkennbar ist und vielmehr eine Random-

Coil-Struktur vorliegt. Dieser Eindruck wird durch die durchschnittliche Zahl der

intramolekularen H-Brücken N

tot

der Amylose bestätigt, welche über die gesamte

Simulationsdauer kontinuierlich abfällt. Eine Illustration für diesen Trend bietet Ab-

bildung 3.13 anhand einer beispielhaften Serie von sechs MD-Simulationen. Die

nach 25 ns verbliebenen Werte von N

tot

betragen im Mittel für jedes Solvensgemisch

nur noch Bruchteile der maximal möglichen Zahl N

max

= 152 (Tabelle 3.2). Aller-

dings ist der Abbau von H-Brücken nach 25 ns noch nicht beendet, sondern schrei-

tet auch darüber hinaus weiter fort, sodass N

tot

schließlich Werte nahe null annimmt,

also praktisch keine intramolekularen Wasserstoffbrücken der Amylosekette mehr

vorliegen. Dies kann aus den zwei exemplarischen Simulationen geschlussfolgert

werden, welche über eine verlängerte Simulationsdauer von 100 ns in Wasser bzw. in

DMSO durchgeführt wurden (Abb. 3.14).

Tabelle 3.2 Zahl intramolekularer H-Brücken N

tot

der Amylose nach τ

sim

= 25 ns als Mittelwert über

alle fünf Simulationen für jede Lösungsmittelzusammensetzung (N

max

= 152)

ω

Wasser

[%] N

tot

(25 ns)

0,0 21,7

24,4 14,7

46,0 10,4

63,0 7,5

82,8 9,9

100,0 7,7

3.2 Stabilität der Helixkonformation in Wasser-DMSO-Mischungen

39

Abb. 3.13 Reduktion von N

tot

in einer Simulationszeit τ

sim

von 25 ns anhand einer exemplarischen

Serie von sechs MD-Simulationen (je eine Simulation pro Lösungsmittelumgebung)

Abb. 3.14 Reduktion von N

tot

in einer Simulationszeit τ

sim

von 100 ns in Wasser und DMSO

Eine mögliche Begründung für den vollständigen Zerfall der helikalen Sekun-

därstruktur der Amylose innerhalb der MD-Simulationen findet sich in der dabei

ablaufenden Entwicklung der zwischenmolekularen Coulombwechselwirkungen

(Abb. 3.15). Der Austausch intramolekularer H-Brücken gegen intermolekulare

0 20 40 60 80 100

τ

sim [ns]

0

20

40

60

80

100

N

tot

DMSO

water

3 Durchführung, Auswertung und Diskussion

40

H-Brücken zwischen Amylose und Solvensmolekülen resultiert im Falle von Wasser

in einem deutlichen Gewinn derartiger Coulombenergien. Ein Vergleich der ent-

sprechenden Energiebilanzen zu Beginn (Σ[E

coul

] ≈ -11700 kJ/mol) und am Ende

(Σ[E

coul

] ≈ -16600 kJ/mol) der 100-ns-Simulation ergibt einen Ertrag günstiger

Wechselwirkungen von ca. 4900 kJ/mol. Im Gegensatz dazu ist das Abwickeln der

Helix in DMSO aus diesem Blickwinkel nicht energetisch vorteilhaft, denn hier re-

sultiert ein Defizit von 1300 kJ/mol. Zu berücksichtigen ist jedoch vor allem auch

der Einfluss entropischer Faktoren. So wird beim Abbau der regelmäßigen helikalen

Struktur zugunsten eines ungeordneten Knäuels der Ordnungsgrad des Systems

vermindert, was eine zusätzliche treibende Kraft für den Prozess darstellt.

3.2.3.2 Einfluss der Lösungsmittelzusammensetzung

Obwohl in allen durchgeführten MD-Simulationen ein Abbau der helikalen Sekun-

därstruktur der Amylose zu beobachten ist, gibt es zwischen den Lösungsmitteln

Wasser und DMSO doch deutliche Unterschiede hinsichtlich der zeitlichen Entwick-

lung des Zerfallsprozesses (Abb. 3.13 und 3.14). Dies wird schematisch in Abbil-

dung 3.16 anhand von Momentaufnahmen des Amylosemoleküls zu ausgewählten

Simulationszeitpunkten verdeutlicht. Zunächst ist festzustellen, dass die Gesamtzahl

der intramolekularen H-Brücken N

tot

bereits während der vorgeschalteten Simulati-

onsläufe zur Energieminimierung (steepest descent und conjugate gradient) merklich ab-

fällt, nämlich von ursprünglich 152 auf 80 in Wasser bzw. auf 99 in DMSO. In der

anschließenden MD-Simulation in Wasser sinkt N

tot

in nur 0,21 ns relativ schnell

von 80 auf 50, was einem verbleibenden Helixcharakter N

tot

/N

max

von etwa 30

%

entspricht und sich in einer sichtbaren Störung der helikalen Konformation äußert,

während in DMSO zu diesem Zeitpunkt nur ein geringer Verlust an H-Brücken und

nur geringfügige Abweichungen von der idealen V-Helix zu verzeichnen sind. Erst

nach einer Simulationszeit von 4,71 ns, wenn das Amylosemolekül in wässriger Lö-

sung offensichtlich bereits vollkommen zufällig orientiert ist, hat die Zahl intramole-

kularer H-Brücken in DMSO einen vergleichbaren Wert von N

tot

= 47 erreicht.

Auch am Endpunkt der Simulationen nach τ

sim

= 25 ns ist N

tot

in DMSO (17) immer

noch deutlich höher als in Wasser (5), wenngleich dies visuell anhand der vorliegen-

3.2 Stabilität der Helixkonformation in Wasser-DMSO-Mischungen

41

den Strukturen nicht mehr erkennbar ist. Wie bereits in Abschnitt 3.2.3.1 beschrie-

ben, ist jedoch davon auszugehen, dass eine Verlängerung der Simulationsdauer über

25 ns hinaus zu einer Nivellierung dieses Unterschiedes führt, da N

tot

sich auch in

DMSO letztlich dem Wert null annähert.

Abb. 3.15 Intra- und intermolekulare Coulomb-Wechselwirkungsenergien der Amylose über eine

Simulationsdauer von 100 ns in Wasser (oben) und DMSO (unten)

0 20 40 60 80 100

τ

sim [ns]

-12000

-10000

-8000

-6000

-4000

-2000

Ecoul (kJ mol-1)

Amylose - Amylose

Amylose - H2O

0 20 40 60 80 100

τ

sim [ns]

-12000

-10000

-8000

-6000

-4000

-2000

Ecoul (kJ mol-1)

Amylose - Amylose

Amylose - DMSO

3 Durchführung, Auswertung und Diskussion

42

Abb. 3.16 Zeitlich korrespondierende Momentaufnahmen des Amylosemoleküls (schematisch dar-

gestellt) aus zwei exemplarischen MD-Simulationen in reinem Wasser (links) und reinem DMSO

(rechts). Für die Schnappschüsse wurden Simulationszeitpunkte ausgewählt, in denen das Verhältnis

N

tot

/N

max

ungefähr 0,3 beträgt, was in Wasser nach ca. 0,21 ns, in DMSO aber erst nach ca. 4,71 ns

der Fall ist. Außerdem werden die Startpunkte gezeigt, d.

h. die Zustände nach der geometrischen

Optimierung, sowie die Endpunkte der Simulation nach 25 ns.

Berücksichtigt man die gemachten Beobachtungen für die reinen Lösungsmittel

Wasser und DMSO und erweitert man nun den Blickwinkel auf die komplette Serie

aus sechs verschiedenen Solvensumgebungen (Tabelle 3.1), so fällt auf, dass hin-

sichtlich der Geschwindigkeiten des Helix-Zerfallsprozesses eine deutliche graduelle

Tendenz besteht (Abb. 3.17). Im Wesentlichen verringert sich die Zahl der intramo-

lekularen H-Brücken N

tot

am schnellsten in Wasser und fällt umso langsamer ab, je

mehr der Massenanteil von DMSO ω

DMSO

in den Mischungen erhöht wird. Angefan-

gen bei reinem DMSO fällt die Simulationsdauer τ

sim

, bei der N

tot

Werte von 50

%,

40

% und 30

% des Idealwertes N

max

(152) unterschreitet, mit ansteigendem Wasser-

anteil.

3.2 Stabilität der Helixkonformation in Wasser-DMSO-Mischungen

43

Abb. 3.17 Durchschnittliche Simulationsdauer, nach der sich N

tot

auf Werte von ca. 50

%, 40

% und

30

% des Wertes N

max

der idealen V-Amylosehelix reduziert hat, als Funktion der Lösungsmittelzu-

sammensetzung

Um eine mögliche Erklärung für den in Abbildung 3.17 erkennbaren Trend zu fin-

den, ist es notwendig, die spezifischen Wechselwirkungen der eingesetzten Lö-

sungsmittel mit dem V-Amylosemolekül zu analysieren und zu vergleichen. Das

Wassermolekül ist stark dipolar und kann bis zu vier Wasserstoffbrückenbindungen

gleichzeitig eingehen, davon zwei als Donor und zwei als Akzeptor. Außerdem ist es

klein genug, um tief in die Sekundärstruktur des Polysaccharids einzudringen und

dadurch das intramolekulare Netzwerk aus H-Brücken zu schwächen. Das DMSO-

Molekül dagegen besitzt zwar eine vergleichbare Polarität, kann aber lediglich als

zweifacher H-Brücken-Akzeptor fungieren. Da es zudem das ca. 4,5-fache Van-der-

Waals-Volumen von Wasser einnimmt und eine verzweigte Struktur besitzt, ist

DMSO das sterisch bei Weitem anspruchsvollere Molekül und kann nicht alle der

relativ nah beieinanderliegenden OH-Gruppen an der Amyloseoberfläche zur selben

Zeit binden (siehe dazu auch Abb. 3.19). Zwar ist durchaus denkbar, dass ein

DMSO-Molekül simultan mit z.

B. OH2 und OH3 einer einzelnen oder zweier be-

nachbarter Glucoseeinheiten wechselwirkt. Die sich daraus ergebende Situation wäre

aber energetisch vergleichsweise ungünstig, da durch die doppelte Interaktion die

-100102030405060708090100110

0,0

1,0

2,0

3,0

4,0

5,0

6,0

7,0

-10 0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110

ω

ωω

ω

DMSO

[%]

Simulationszeit

τ

sim

[ns]

ω

ωω

ω

Wasser

[%]

50%

40%

30%

N

tot

/N

max

≈

3 Durchführung, Auswertung und Diskussion

44

negative Partialladung des DMSO-Sauerstoffatoms verringert würde, sodass zwei

eher schwache H-Brücken entstünden. Eine energetisch günstigere Situation läge

vor, wenn DMSO-Moleküle nur mit einer oder zwei der drei verfügbaren OH-

Gruppen jeder Glucoseeinheit wechselwirkten, denn dabei blieben zwei oder min-

destens eine OH-Gruppe pro Glucoserest frei und stünden somit für das intramole-

kulare H-Brücken-Netzwerk zur Verfügung. Der in Abschnitt 3.1.1 beschriebene

Effekt der Kooperativität von H-Brücken bliebe folglich gewahrt.

Eine Bestätigung für die vorausgehende Argumentation ergibt sich bei der Aus-

wertung der zwei unter Verwendung von Constraints durchgeführten 5-ns-

Simulationen in Wasser und DMSO. Bei diesen wurde das Gerüst der Amylosehelix

räumlich fixiert und nur die Gruppen OH2, OH3 und OH6 beweglich gelassen, so-

dass die spezifischen Wechselwirkungen und der räumliche Anspruch der Solvens-

moleküle auf der Oberfläche der intakten Sekundärstruktur untersucht werden

konnten. Abbildung 3.18 gibt einen Überblick über die dabei auftretende

H-Brücken-Konstellation. Während Wasser mit dem Amylosemolekül über 150

H-Brücken bildet, sich also durchschnittlich ein Wassermolekül in Bindungsdistanz

zu jeder OH-Gruppe der Amylose befindet, beträgt die mittlere Zahl der H-Brücken

zwischen DMSO und Amylose nur etwa 53. Den weitaus größten Anteil daran ha-

ben mit ca. 41 die Wechselwirkungen zwischen DMSO und OH6, da hauptsächlich

die schwache H-Brücke OH6-OH3 gebrochen wird. Die Zahl der H-Brücken zwi-

schen Wasser und OH6 liegt sogar nahe 80, was auf eine teilweise vorliegende dop-

pelte Koordination der Hydroxylgruppe schließen lässt. Die Präferenz von Wasser

für OH6 ist somit ebenfalls vorhanden, allerdings weniger ausgeprägt als im Falle

von DMSO, da gleichzeitig etwa genauso viele OH2- und OH3-Gruppen koordi-

niert werden. Eine Illustration der unterschiedlichen molaren Dichten der Solvens-

moleküle an der Oberfläche der Amylosehelix bietet Abbildung 3.19. Zu einem ge-

gebenen Zeitpunkt können benachbarte OH2- und OH3-Gruppen simultan von

Wassermolekülen gebunden werden, unabhängig davon, ob sie sich an benachbarten

Glucoseresten (A) oder demselben Rest (B) befinden. Der geringe räumliche An-

spruch von Wasser lässt es zu, dass die nahegelegen OH6-Gruppen zur selben Zeit

ebenfalls hydratisiert sind, teilweise sogar durch zwei Wassermoleküle (C). Da

3.2 Stabilität der Helixkonformation in Wasser-DMSO-Mischungen

45

DMSO-Moleküle wesentlich größer und sperriger sind und nur als zweifache, rich-

tungsabhängige H-Brücken-Akzeptoren fungieren können, bindet DMSO nur einen

Teil der Hydroxylgruppen der Amylose, sodass immer eine oder zwei Gruppen pro

Glucoseeinheit frei bleiben. Deshalb findet sich im Falle von DMSO eine deutlich

geringere molare Dichte an der Helixoberfläche als bei Wasser.

Abb. 3.18 Anzahl intramolekularer und ausgewählter intermolekularer H-Brücken für die beiden

5-ns-Simulationen in Wasser (oben) und DMSO (unten). Es wurden position restraints für die Amylose

mit Ausnahme der Gruppen OH6, OH3 und OH2 verwendet.

3 Durchführung, Auswertung und Diskussion

46

Abb. 3.19 Orthografische Momentaufnahmen der V-Amylose in Wasser (oben) und DMSO aus den

5-ns-Simulationen unter Verwendung von position restraints. Gestrichelte Linien (cyanfarben) zeigen

H-Brücken an. Der Übersichtlichkeit halber sind nur ausgewählte Glucoseeinheiten und Solvensmo-

leküle hervorgehoben. Wegen ihrer geringen Größe und ihrer Fähigkeit, als H-Brücken-Akzeptor

und –Donor zu fungieren, können Wassermoleküle theoretisch jede OH-Gruppe der Amylosehelix

binden. Gezeigt sind Beispiele für die gleichzeitige Hydratation von OH2 und OH3 an benachbarten

Glucoseresten (A) und demselben Rest (B). Die jeweils gegenüberliegenden OH6-Gruppen sind

ebenfalls hydratisiert, in einem Fall sogar doppelt (C). Auffallend ist die größere molare Dichte von

Wasser an der Helixoberfläche im Vergleich zu DMSO.

3.2 Stabilität der Helixkonformation in Wasser-DMSO-Mischungen

47

Die Graphen zum Vergleich der Zeitskalen des Helixabbaus in Abhängigkeit von

der Lösungsmittelzusammensetzung (Abb. 3.17) weisen einen weiteren interessanten

Aspekt auf, der in der bisherigen Diskussion noch nicht berücksichtigt wurde. In der

Region von ω

Wasser

≳

60

% ist die Steigung sehr flach, steigt aber bei weiterer Zugabe

von DMSO rapide an. Dieses nicht-lineare Verhalten lässt darauf schließen, dass es

eine Grenzkonzentration von DMSO gibt, oberhalb der der Zerfall der intramoleku-

laren H-Brücken der Amylose mehr und mehr verlangsamt wird. Qualitativ ähnliche

Diskontinuitäten wurden bereits für einige physikalische Eigenschaften der Amylose

in dem betrachteten binären System beobachtet, so z.

B. für die Grenzviskosität

[120]

und die spezifische optische Drehung

[125]

. Außerdem wurden Hinweise darauf ge-

funden, dass ein minimaler Volumenanteil von 60

% Wasser (entspricht ω

Wasser

≈ 0,6)

erforderlich ist, damit Amylose in nachweisbarem Maße Komplexe mit Butanol

[120]

oder Iod

[120,137]

bilden kann. Diese Beobachtungen wurden teilweise auf die relative

Effektivität von Wasser und DMSO bei der Solvatisierung der Amylose zurückge-

führt, d.

h. auf ein kompetitives Verhalten der beiden Lösungsmittel.

[120,137]

Demge-

mäß ist davon auszugehen, dass die Rolle von Wasser bei der Solvatation von Amy-

lose und sein Einfluss auf die helikale Struktur ausschließlich in der Region von ω

Was-

ser

≳

60

% gegenüber der Rolle von DMSO überwiegt. Dieser Konzentrationsbereich

entspricht in etwa einem molaren Verhältnis Wasser/DMSO von mindestens 6:1

und deckt sich im Wesentlichen mit dem flachen Bereich der Kurven in Abbil-

dung 3.17.

Bei höheren DMSO-Konzentrationen liegen aufgrund der Bildung von DMSO-

Hydraten vermutlich nicht genug freie Wassermoleküle in der Lösung vor, um eine

effektive Hydratation der Amylose zu gewährleisten. Experimentelle Ergebnisse zu

Mischungsenthalpie, Dichte und Viskosität

[146]

sowie NMR-

[147]

und Neutronen-

streuungsmessungen

[148,149]

und MD-Simulationen

[149-152]

zeigen, dass diese Wasser-

DMSO-Komplexe aus zwei oder drei Wassermolekülen und einem DMSO-Molekül

bestehen, welche durch starke H-Brücken zusammengehalten werden. Die höhere

Basizität des DMSO-Sauerstoffatoms im Vergleich zum Wasser-Sauerstoffatom

macht es zu einem besseren Akzeptor für verfügbare H-Brücken, weshalb DMSO-

Hydrate energetisch günstiger sind als die alleinige Wechselwirkung zwischen Was-

3 Durchführung, Auswertung und Diskussion

48

sermolekülen. Die verringerte Zahl mobiler Wassermoleküle im Lösungsmittelge-

misch bedeutet unmittelbar eine verringerte Belastung für das intramolekulare

H-Brücken-Netzwerk der Amylose, was auf die beschriebenen eingeschränkten

Wechselwirkungsmöglichkeiten von DMSO mit den OH-Gruppen zurückzuführen

ist. Es ist außerdem denkbar, dass auch die DMSO-Hydrate in ähnlicher Weise wie

DMSO-Moleküle mit den Hydroxylgruppen interagieren und dadurch die verblei-

benden H-Brücken der Amylose stärken.

[153]

Folglich wird die vorgegebene helikale

Konformation im Konzentrationsbereich ω

DMSO

≳

40

% langsamer abgebaut als bei

höheren Wasseranteilen.

Oberhalb der Schwelle von ω

DMSO

≈ 80

%, die einem molaren Verhältnis Was-

ser/DMSO von etwa 1:1 entspricht, sollte der Einfluss von freiem DMSO bei der

Solvatation von Amylose gegenüber dem Einfluss von Wasser (und hydratisiertem

DMSO) dominieren, da DMSO der stärkere H-Brücken-Akzeptor als Wasser ist.

[153]

Aufgrund dessen bleibt ein großer Teil des H-Brücken-Netzwerks der Amylose über

einen längeren Zeitraum intakt, was zusätzliche konformative Stabilität bedeutet und

eine weitere geringe Zunahme der Steigung der Graphen in Abbildung 3.17 mit sich

bringt.

3.2.3.3 Klassifikation der Wasserstoffbrücken

Eine Einteilung der intramolekularen Wasserstoffbrücken der V-Amylose kann in

die Kategorien Interturn- (OH6-OH2/OH3 oder kurz O6-O2/3) und Intraturn-

H-Brücken (O2-O3) erfolgen, wobei sich der englische Begriff turn auf eine Win-

dung der helikalen Struktur bezieht (siehe auch Abschnitt 3.1.1, besonders Abb. 3.4).

H-Brücken zwischen OH6 und OH2 bzw. OH3 werden in der vorliegenden Arbeit

als äquivalent betrachtet, da es sich in beiden Fällen um eine Wechselwirkung inner-

halb desselben Paares von Glucoseresten handelt. Einen Überblick über die Zahlen

der im verwendeten Amylosemodell auftretenden Wasserstoffbrücken gibt die Ta-

belle in Abbildung 3.4.

Aus Abbildung 3.16 geht hervor, dass O2-O3- und O6-O2/3-H-Brücken sowohl

in Wasser als auch in DMSO unterschiedlich schnell abgebaut werden. Am Start-

punkt (0 ns), d.

h. nach der Energieminimierung, ist bereits mehr als die Hälfte der

3.2 Stabilität der Helixkonformation in Wasser-DMSO-Mischungen

49

O6-O2/3-H-Brücken zerstört, was wahrscheinlich zum größten Teil auf den raschen

Abbau der schwachen H-Brücke zwischen OH6 und OH3 zurückzuführen ist. In

der darauf folgenden Simulationsperiode besteht eine permanente Dominanz der

Intraturn- gegenüber den Interturn-H-Brücken, welche in Wasser ihre Größenordnung

beibehält, in DMSO aber zwischen 0,21 ns und 4,71 ns deutlich zunimmt. Im weite-

ren Verlauf der Simulation verringert sich diese Differenz in DMSO, da die verblie-

bene Zahl der O6-O2/3-H-Brücken ohnehin schon sehr nah an null liegt.

Die Zeitabhängigkeit der Intraturn- und Interturn-H-Brücken wird in Abbildung 3.20

verdeutlicht. Während jedes Lösungsmittelgemisch in einer Serie von fünf MD-

Simulationen simuliert wurde, zeigt die Grafik nur die Daten von jeweils einem

exemplarischen Simulationsdurchlauf. Im Allgemeinen bestätigt sich darin der Ein-

druck einer Dominanz von O2-O3- gegenüber O6-O2/3-H-Brücken, was die Aus-

sage beinhaltet, dass Intraturn-H-Brücken beim Abbau der helikalen Sekundärstruk-

tur länger erhalten bleiben als ihre Interturn-Äquivalente. Daraus lässt sich die Hypo-

these ableiten, dass der erste Schritt des Helixabbaus in einer Aufweitung von deren

Ganghöhe besteht, wobei die parallel zur z-Achse ausgerichteten Interturn-

Wasserstoffbrücken gebrochen werden und die Helix in dieser Richtung ihre Kom-

paktheit verliert.

Der Grad der helikalen Krümmung hängt im Wesentlichen von der Orientierung

aufeinander folgender Glucoseringe zueinander ab, welche durch die glycosidischen

Winkel

ϕ

und ψ bestimmt wird. Veränderungen dieser Winkel haben einen unmittel-

baren Einfluss auf die Länge und damit die Stabilität der O2-O3-H-Brücke. Es be-

steht jedoch diesbezüglich ein gewisser Spielraum, in dem ein Fortbestand der

H-Brücke gewährleistet bleibt. Im Gegensatz dazu wirken auf die O6-O2/3-

H-Brücken drastischere konformative Veränderungen ein, welche als Summe einer

größeren Zahl der beschriebenen kleineren Winkelveränderungen entstehen. Da

diese Wasserstoffbrücken sich zwischen verschiedenen Helixwindungen befinden

und deshalb wesentlich konformationsabhängiger sind als die relativ fixen O2-O3-

H-Brücken, besteht für sie auch eine deutlich erhöhte Störanfälligkeit. Das erklärt

den allgemein längeren Fortbestand der Intraturn-H-Brücken im Vergleich zu den

Interturn-H-Brücken.

3 Durchführung, Auswertung und Diskussion

50

Abb. 3.20 Zahlen der intramolekularen H-Brücken N

O2-O3

(■) und N

O6-O2/3

(■) versus Simulations-

zeit. Jede der sechs untersuchten Lösungsmittelzusammensetzungen ist durch einen exemplarischen

Graphen aus der jeweiligen Serie von fünf MD-Simulationen repräsentiert.

Die aus den Abbildungen 3.16 und 3.20 hervorgehende Dominanz von O2-O3- ge-

genüber O6-O2/3-Wasserstoffbrücken besitzt in reinem DMSO bei weitem die

deutlichste Ausprägung und nimmt mit zunehmendem Wasseranteil in der Lösung

stufenweise ab. Zu Beginn des Zerfallsprozesses der Amylosehelix, d.

h. bei der ers-

ten Aufweitung der Helixwindungen, können die sterisch anspruchsvollen DMSO-

Moleküle zuallererst die OH6-Gruppe solvatisieren, da diese sich in einer vergleichs-

weise exponierten Lage in einiger Entfernung vom Glucosering befindet. Die Solva-

tation der Gruppen OH2 und OH3 dagegen, welche nah beieinanderliegen und von

der Ringstruktur sterisch abgeschirmt werden, ist für DMSO nicht ohne Weiteres

möglich, zumindest bevor sich die Amylosekette weiter entfaltet hat und vollständig

vom Lösungsmittel umschlossen ist. Dieser Effekt führt im Prozess des Helixabbaus

in DMSO offenbar zu einer erhöhten Tendenz, Interturn-H-Brücken zu brechen. Im

Gegensatz dazu können die kleineren Wassermoleküle (frei oder in DMSO-

Hydraten) die OH2- und OH3-Gruppen deutlich ungehinderter solvatisieren, sodass

die Präferenz für die Hydratation der OH6-Gruppen weit weniger ausgeprägt ist.

Dieser Unterschied zwischen DMSO und Wasser bezüglich spezifischer Wechsel-

wirkungsmöglichkeiten mit der Amylosehelix wurde bereits in den Abbildungen 3.18

und 3.19 verdeutlicht.

3.2 Stabilität der Helixkonformation in Wasser-DMSO-Mischungen

51

Auch am Ende der 25-ns-Simulationen ist der beschriebene Effekt noch klar er-

kennbar. Abbildung 3.21 zeigt, dass der durchschnittliche Wert von N

O6-O2/3

nach

Ablauf der Simulationszeit in keinem der sechs Lösungsmittelgemische größer ist als

3,6. Berücksichtigt man die Standardabweichung, welche Werte von 1,1 für ω

Was-

ser

= 63

% bis zu 2,8 für ω

Wasser

= 100

% annimmt, so ist die Zahl der Interturn-

H-Brücken in allen Lösungsmittelsystemen statistisch gesehen gleich. Der zu erwar-

tende Trend offenbart sich jedoch in den entsprechenden N

O2-O3

-Werten. Der

Durchschnittswert ist für ω

Wasser

= 0

% mit 17,2 vergleichsweise hoch, fällt dann aber

graduell auf Werte zwischen 3 und 5 für ω

Wasser

= 63

% bis 100

% ab. Der daraus re-

sultierende Kurvenverlauf korrespondiert offensichtlich mit den Zeitgraphen in Ab-

bildung 3.17 und kann unter Bezugnahme auf die spezifischen H-Brücken-Kapazi-

täten, sterischen Merkmale und Mischungseigenschaften der zwei Lösungsmittel

Wasser und DMSO auch in ähnlicher Weise interpretiert werden (vgl. Abschnitt

3.2.3.2).

Abb. 3.21 Durchschnittliche Zahl der Interturn- und Intraturn-H-Brücken nach einer Simulationszeit

von 25 ns versus ω

Wasser

3 Durchführung, Auswertung und Diskussion

52

Die im vorliegenden Kapitel durchgeführte kategorisierte Untersuchung der in-

tramolekularen Wasserstoffbrücken der Amylose zeigt, dass die Gesamtzahl der

H-Brücken N

tot

nur zu einem gewissen Grad dazu geeignet ist, einen allgemein defi-

nierten Helixcharakter in der Konformation der Amylose zu beschreiben. Dies wird

besonders in den Abbildungen 3.16, 3.20 und 3.21 deutlich. Die exemplarischen

Amylosestrukturen bei 0,21 ns in Wasser und 4,71 ns in DMSO (Abb. 3.16) werden

auf der Basis von N

tot

als sehr ähnlich eingestuft (N

tot

/N

max

≈ 30

%), obwohl der

Betrachter den Helixgehalt der beiden Strukturen intuitiv durchaus unterschiedlich

beurteilt. Dieser tatsächlich vorhandene qualitative Unterschied lässt sich erst durch

die Aufschlüsselung von N

tot

in N

O2-O3

und N

O6-O2/3

auch zahlenmäßig erkennen.

Während die beiden Werte in Wasser in derselben Größenordnung liegen, basiert

N

tot

in DMSO fast nur auf O2-O3-H-Brücken. Die Gewichtung der beiden Intraturn-

und Interturn-Summanden von N

tot

ist demnach für einen umfassenden Vergleich

zwei derartiger Strukturen von unbedingtem Interesse.

Alternativ kann die Konformation der Amylose auch mithilfe der Verteilung der

glycosidischen Diederwinkel analysiert werden, welche in Abbildung 3.22 für die

beiden 100-ns-Simulationen in reinem Wasser und reinem DMSO gezeigt ist. In

beiden Fällen ist der Abbau der helikalen Sekundärstruktur durch deutliche Verände-

rungen der Torsionswinkel

ϕ

(O5-C1-O4-C4) und ψ (C1-O4-C4-C3) gekennzeich-

net. Besonders der Wert von

ϕ

nimmt mit der Zeit stark ab, nämlich von durch-

schnittlich 107° im Simulationszeitintervall zwischen 0 und 0,1 ns auf 62° zwischen

95 und 100 ns in DMSO und entsprechend von 102° auf 63° im wässrigen Medium.

In Wasser läuft der größte Teil dieser Entwicklung jedoch innerhalb der ersten 5 ns

der Simulation ab, während der Prozess in DMSO zeitlich gesehen wesentlich aus-

gedehnter ist. Diese Feststellung korreliert sehr gut mit der Interpretation der zuge-

hörigen Zahl der intramolekularen Wasserstoffbrücken (Abb. 3.14).

3.2 Stabilität der Helixkonformation in Wasser-DMSO-Mischungen

53

Abb. 3.22 Zeitabhängige Entwicklung der glycosidischen Torsionswinkel

ϕ

(O5-C1-O4-C4) und ψ

(C1-O4-C4-C3) über τ

sim

= 100 ns in Wasser und DMSO. Datenpunkte in einer Farbe repräsentieren

jeweils ein Zeitintervall von 5 ns. In der Region zwischen 25 und 100 ns sind der besseren Übersicht-

lichkeit wegen nur ausgewählte Zeitintervalle gezeigt.

3 Durchführung, Auswertung und Diskussion

54

3.3 Amylose-Einschlusskomplexe

Die Bildung von Einschlussverbindungen kann im Allgemeinen als ein Reaktions-

gleichgewicht angesehen werden, dessen Lage von der freien Reaktionsenthalpie ∆G

bestimmt wird, welche bei gegebener Temperatur T von der Reaktionsenthalpie ∆H

und der Reaktionsentropie ∆S abhängig ist.

∆G=∆H −T∆S (2)

Als bekannte und erfolgreich angewandte Modelle für V-Amylose und deren Ein-

schlusskomplexe gelten die Cyclodextrine,

[154]

die eine enge strukturelle Verwandt-

schaft mit dem Polysaccharid aufweisen, wobei ein Cyclodextrinmolekül jeweils eine

Windung der Amylosehelix repräsentiert. Anhand verfügbarer thermodynamischer

Daten wird ersichtlich, dass die Bildung von Cyclodextrin-Einschlusskomplexen in

den meisten Fällen exergonisch verläuft, das heißt mit einem Gewinn freier Reakti-

onsenthalpie einhergeht (∆G < 0).

[155]

Die treibende Kraft der Komplexbildung re-

sultiert aus einem Zusammenspiel unterschiedlicher molekularer Wechselwirkungen.

Neben den Van-der-Waals-Kräften zwischen Gast- und Wirtsmolekül handelt es

sich dabei in erster Linie um sogenannte hydrophobe Wechselwirkungen, die darauf

beruhen, dass das Gastmolekül bei der Komplexbildung seine relativ geordnete

Hydrathülle verliert und gleichzeitig das innerhalb des Cyclodextrinrings befindliche

Wasser verdrängt. Die dabei gewonnenen Freiheitsgrade bewirken eine Zunahme

der Systementropie. Ein zusätzlicher Energiegewinn entsteht zudem dadurch, dass

die Solvensmoleküle bei der Wanderung aus dem Hohlraum des Cyclodextrins in die

Wasserphase eine hydrophobe und damit energetisch ungünstige Umgebung gegen

eine hydrophile Umgebung eintauschen, wo sie in das Netzwerk aus Wasserstoff-

brückenbindungen eingegliedert werden.

[154]

Aufgrund der chemischen Verwandt-

schaft zwischen Cyclodextrinen und Amylose kann davon ausgegangen werden, dass

die Bildung von Einlagerungskomplexen der Amylose ebenfalls durch die genannten

nicht-kovalenten Wechselwirkungen bestimmt wird.

[156]

Allerdings ist die strukturelle

Vielfalt der Amylose anders als die der Cyclodextrine nahezu unbegrenzt und die

Konformation in Lösung entsprechend umstritten, weshalb der Mechanismus der

3.3 Amylose-Einschlusskomplexe

55

Komplexbildung bisher nicht zweifelsfrei aufgeklärt werden konnte. Unter der An-

nahme, dass die Komplexbildung von einer in Wasser strukturell größtenteils unge-

ordneten Amylose und einem geknäuelten langkettigen Liganden ausgeht, muss im

Zuge des Prozesses eine erhebliche konformative Änderung beider beteiligten Mole-

küle stattfinden. Von der Stelle der ersten Anlagerung der beiden Moleküle ausge-

hend ist eine progressive Streckung der Ligandenkette notwendig, um ein Gerüst

bereitzustellen, an dem sich unmittelbar die Amylosehelix formieren kann. Gerade

wegen der immensen Zahl möglicher Konformationen des verwendeten Amylose-

modells ist ein derartiger Vorgang mit molekularmechanischen Methoden kaum

nachvollziehbar, ohne dabei ein annehmbares Maß an rechnerischem und zeitlichem

Aufwand zu überschreiten. In der vorliegenden Arbeit wurde deshalb von dem Ver-

such abgesehen, den Prozess der Bildung von Amylose-Einschlusskomplexen zu

simulieren, und stattdessen eine gänzlich andere Methode verwendet, um unter-

schiedliche Komplexe bewerten zu können. Hierzu wurden die zu betrachtenden

Komplexe durch Molecular Modeling quasi vorgefertigt und dann ihr Verhalten un-

ter molekulardynamischen Bedingungen simuliert. Die erhaltenen Daten wurden

dann anhand der Theorie der Linear Interaction Energy (LIE)

[157-160]

ausgewertet,

welche eine Abschätzung der freien Enthalpie der Komplexbildung erlaubt.

3.3.1 Modellierung von Amylose-Einschlusskomplexen

Da die innere Oberfläche der V-Amylosehelix einen weitgehend hydrophoben Cha-

rakter besitzt, sollte die Tendenz zur Bildung von Einschlusskomplexen eine Ab-

hängigkeit von der Polarität des Liganden aufweisen. Diese These wird u.

a. durch

die bereits einleitend beschriebenen experimentellen Ergebnisse von Kaneko et al.

hinsichtlich der Komplexbildung mit verschiedenen Polyethern gestützt. Um die

Annahme mithilfe von Molekulardynamik-Simulationen prüfen zu können, wurde

eine Serie von acht kettenförmigen Gastmolekülen modelliert, die sich voneinander

in ihrer Hydrophobizität unterscheiden (im Folgenden auch als Liganden bezeich-

net)

[161]

(Tabelle 3.3). Ausgehend von einem reinen Kohlenwasserstoffgerüst mit 49

Schweratomen wurden sukzessive Kohlenstoffatome durch Sauerstoffatome ersetzt

und dadurch polare Etherfunktionen in die Moleküle eingeführt, wobei auf eine

3 Durchführung, Auswertung und Diskussion

56

möglichst symmetrische Verteilung über die Molekülkette Wert gelegt wurde. Der

polare Anteil der dem Lösungsmittel zugänglichen molekularen Oberfläche (SAS,

solvent accessible surface) steigt somit innerhalb der Reihe der Gastmoleküle linear an

und umfasst Werte zwischen 0

% im Falle des gänzlich hydrophoben Alkans und

12,3

% im Falle des eher hydrophilen Moleküls mit 15 O-Atomen. Um den direkten

Bezug zu den Studien von Kaneko et al. herstellen zu können, wurden außerdem drei

unterschiedliche Polyethermoleküle (je einmal PTHF, PTO, PEO) mit Hydroxyl-

Endgruppen modelliert (Tabelle 3.4).

Als Werkzeug für eine geometrisch sinnvolle Platzierung der Liganden im inneren

Kanal der V

H

-Amylosehelix (im Folgenden auch als Rezeptor bezeichnet)

[161]

wurde

ein Dockingalgorithmus des Programms MOE

[162]

verwendet. Gewöhnlich generiert

dieser durch systematische Kombination von Torsionswinkeln zunächst eine Daten-

bank aller möglichen Konformationen des Liganden. Bei großen Liganden mit ext-

rem vielen drehbaren Atombindungen wird wegen der Größe des Konformations-

raumes nur stichprobenartig ein willkürlicher Satz an Strukturen ausgewählt, der

dann für den Dockingprozess verwendet wird. Im Falle der hier eingesetzten lang-

kettigen Liganden ist deshalb eine vorgeschaltete Konformationssuche nicht sinn-

voll, da für den Einschluss in die Amylosehelix nur ein Bruchteil der möglichen

Konformationen des Liganden infrage kommt. Aus diesem Grund wurden alle Lig-

anden als starre ausgestreckte Ketten (all-trans-Konformation) gedockt. Auch die

Amylose wurde während des Dockingprozesses starr gehalten.

Hauptbestandteil des Dockings ist das sogenannte Placement des Liganden, also

die eigentliche Platzierung im Rezeptor. Hierfür wurde die Methode Alpha PMI aus-

gewählt, welche die Hauptträgheitsmomente (PMI: principal moments of inertia) des

Liganden nach einem zufällig generierten Satz von sogenannten Alpha-Spheres im

Rezeptor ausrichtet. Diese Alpha-Spheres repräsentieren dicht gepackte Bereiche des

Wirtsmoleküls. Der Vorteil von Alpha PMI gegenüber den anderen zur Verfügung

stehenden Placementfunktionen liegt darin, dass hierbei nur ein stark eingeschränk-

ter Suchraum betrachtet wird, was den Rechenprozess beschleunigt. Außerdem ist

diese Methode am besten für enge Rezeptortaschen geeignet. Nach Abschluss des

Placements werden die günstigsten Positionen des Liganden nach einer von vier

3.3 Amylose-Einschlusskomplexe

57

wählbaren Scoring-Methoden bestimmt. Im vorliegenden Fall wurde hierfür das

London-dG-Scoring benutzt, welches als Bewertungskriterium einen Schätzwert der

freien Enthalpie der Komplexbildung verwendet. Aus den zehn am besten bewerte-

ten Positionen jedes Liganden wurde schließlich jeweils eine manuell ausgewählt, die

dann als Ausgangspunkt für die nachfolgenden MD-Simulationen verwendet wurde.

Hierbei wurde darauf geachtet, dass die Ligandenkette in z-Richtung möglichst zent-

ral im Kanal der Amylosehelix eingeschlossen ist.

Tabelle 3.3 Ligandenserie 1: Jeder der acht Liganden besitzt 49 Schweratome. Sie unterscheiden sich

jedoch in der Anzahl der darin enthaltenen Ethersauerstoffatome

Σ

O

und damit auch in ihrer dem

Lösungsmittel zugänglichen hydrophilen Oberfläche SAS

polar

. Die Namen der Liganden werden im

Text mitunter auch in einer abgekürzten Schreibweise (L00 bis L15) verwendet.

Name

Σ

ΣΣ

Σ

O

SAS

polar

[nm

2

]

Ligand00 0 0,00

Ligand02 2 0,19

Ligand04 4 0,35

Ligand06 6 0,57

Ligand08 8 0,75

Ligand10 10 0,94

Ligand12 12 1,13

Ligand15 15 1,41

3 Durchführung, Auswertung und Diskussion

58

Tabelle 3.4 Ligandenserie 2: Poly(tetrahydofuran) (PTHF), Poly(trimethylenoxid) (PTO) und

Poly(ethylenoxid) (PEO). Diese Liganden unterscheiden sich von denen der Serie 1 durch die tele-

chelischen OH-Endgruppen, welche im Wert von

Σ

O

nicht berücksichtigt werden.

Name

Σ

ΣΣ

Σ

O

SAS

polar

[nm

2

]

PTHF 9 1,57

PTO 11 1,77

PEO 15 2,31

3.3.2 MD-Simulationen von Amylose-Einschlusskomplexen

Um die generierten Einschlusskomplexe aus V

H

-Amylose und acht langkettigen

Gastmolekülen unterschiedlicher Hydrophobizität sowie den drei telechelischen Po-

lyethermolekülen anhand von Molekulardynamik-Simulationen evaluieren zu kön-

nen, wurde zunächst für jedes der Modelle eine Lösungsmittelumgebung erzeugt. Zu

diesem Zweck wurden die Komplexe zentral in rhombisch-dodekaedrischen Simula-

tionsboxen eines Volumens von ca. 885 nm

3

platziert und diese dann mit rund

29100 Wassermolekülen aufgefüllt. Nach kurzen Simulationen zur Energieminimie-

rung (1. steepest descent, 2. conjugate gradient) wurden die so erhaltenen Systeme jeweils

fünfmal für 1,1 ns bei einer Temperatur von 300 K und einem Druck von 1 bar si-

muliert. Parallel dazu wurden Berechnungen der in Abwesenheit von Amylose frei

im Lösungsmittel vorliegenden Liganden durchgeführt. Dies geschah jeweils dreimal

für 1,1 ns und mit den gleichen Einstellungen wie im Fall der Komplexe. Die Simu-

lationsboxen waren zwischen ca. 429 nm

3

und ca. 482 nm

3

groß und enthielten

14152 bis 15866 Wassermoleküle.

Alle Systeme hatten bereits innerhalb der ersten 10 ps ihre Gleichgewichtswerte

der kinetischen, potenziellen und totalen Energie sowie der Boxgeometrie erreicht.

Um eine vollständige Equilibrierung dieser Parameter zu garantieren, wurden bei der

weiteren Auswertung die ersten 100 ps jeder Trajektorie ausgelassen, also nur die

Simulationszeit von 101 ps bis 1100 ps berücksichtigt.

3.3 Amylose-Einschlusskomplexe

59

3.3.3 Konzept der Linear Interaction Energy

Das Konzept der Linear Interaction Energy, welches im Jahr 1994 von Åqvist et al.

publiziert wurde,

[157]

ist eine semi-empirische Methode zur Abschätzung der freien

Enthalpie der Komplexbildung anhand nichtbindender Wechselwirkungsenergien,

die aus MD-Simulationen gewonnen werden können. Der dabei verwendete mathe-

matische Ausdruck für die Gibbssche Bindungsenergie ∆G

bind

lautet

∆G

bind

=α∆〈V

l-u

vdW

〉+β∆〈V

l-u

el

〉+γ (3)

mit

⟨ ⟩

als dem über eine MD-Trajektorie gemittelten Wert der Van-der-Waals- (vdW)

respektive elektrostatischen (el) Wechselwirkungen V zwischen dem Liganden und

seiner jeweiligen Umgebung (l-u). Da der Ligand bei der Komplexbildung aus der

Lösungsmittelumgebung in die Bindungstasche des Rezeptors übergeht, wird jeweils

eine Simulation des freien und des im solvatisierten Komplex gebundenen Liganden

benötigt und die Differenz ∆ der Wechselwirkungen dieser beiden Zustände für die

Berechnung verwendet:

∆〈V

l-u

vdW

〉=〈V

l-u

vdW

〉

komplexiert

−〈V

l-u

vdW

〉

frei

∆〈V

l-u

el

〉=〈V

l-u

el

〉

komplexiert

−〈V

l-u

el

〉

frei

. (4)

Die unpolaren und polaren Beiträge zur freien Enthalpie werden mithilfe der Fakto-

ren α und β unterschiedlich stark gewichtet. Zusätzlich gibt es einen konstanten

Term γ, der für eine Korrektur der erhaltenen Absolutwerte benötigt wird.

Die Annahme, dass der unpolare Anteil an der Gibbs-Energie linear mit den Van-

der-Waals-Wechselwirkungen des Liganden mit seiner Umgebung korreliert, lässt

sich empirisch begründen. Es ist experimentell belegt, dass die freien Solvatationse-

nergien verschiedener unpolarer Verbindungen (z. B. der n-Alkane) in einer nahezu

linearen Beziehung zu molekularen Größen wie deren Kettenlänge oder deren dem

Lösungsmittel zugänglichen Oberflächen stehen. Gleichzeitig ist auf der Grundlage

von MD-Simulationen bekannt, dass sich eben diese molekularen Größen nähe-

rungsweise proportional zu den Van-der-Waals-Wechselwirkungen der Moleküle mit

3 Durchführung, Auswertung und Diskussion

60

dem Lösungsmittel verhalten.

[157,163-165]

Durch Verknüpfung dieser beiden Beobach-

tungen kann auf den oben genannten linearen Zusammenhang zwischen dem unpo-

laren Anteil an der freien Bindungsenergie und den Van-der-Waals-Wechselwirkung-

en des Liganden mit seiner Umgebung geschlossen werden.

Die Herleitung des Terms für den elektrostatischen Anteil an der Gibbsschen Bin-

dungsenergie basiert auf der sogenannten Linear-Response-Näherung für polare

Flüssigkeiten, die beispielsweise auch der klassischen Born-Gleichung für freie Sol-

vatationsenergien von Ionen zugrunde liegt.

[166]

Die Annahme besteht darin, dass die

Polarisation des Solvens in Abhängigkeit von dessen Permittivität linear auf Verän-

derungen eines elektrischen Feldes reagiert. Als Folge daraus ergibt sich für den

Proportionalitätsfaktor β in Formel (3) ein Wert von 0,5 (Details zur Herleitung sie-

he Ref. [157]). Genauere Untersuchungen haben allerdings gezeigt, dass dieser Wert

in erster Linie nur für Ionen zutrifft und dass bei ungeladenen Liganden mit dipola-

ren Gruppen systematische Abweichungen vom Linear-Response-Verhalten auftre-

ten, die vor allem auf das Vorhandensein von H-Brücken-Netzwerken innerhalb des

Lösungsmittels und zwischen Lösungsmittel und gelöstem Stoff zurückzuführen

sind.

[158]

Zunächst wurde ausschließlich der Einfluss von Hydroxylgruppen auf den

Wert β berücksichtigt, da sich diese wegen ihrer zahlreichen Donor-Akzeptor-

Möglichkeiten besser in Wasserstoffbrücken-Netzwerke eingliedern lassen als ver-

gleichbare funktionelle Gruppen.

[159]

Ein neueres Modell bezieht jedoch auch den

Einfluss unterschiedlicher anderer Funktionalitäten mit ein.

[160]

Die Formel für den

Proportionalitätsfaktor lautet demnach

β=β

0

+

∑

w

i

∆β

i

∑

w

ii

(5)

mit β

0

=0,43,

∆β

i

gemäß Tabelle 3.5

und w

i

=1 für Nettoladung = 0

11 für Nettoladung = ±1,

wobei β

0

, die an funktionelle Gruppen angepassten ∆β

i

und die Gewichtungsfaktoren

w

i

anhand von FEP-Berechnungen (free energy perturbation) eines Trainingssets von 211

Verbindungen abgeleitet wurden.

3.3 Amylose-Einschlusskomplexe

61

Tabelle 3.5 Parameter ∆β

i

für Formel (5), spezifisch für funktionelle Gruppen innerhalb des Ligan-

den

∆

β

i

1

-0,06

-0,04

-0,02

-0,03

0,02

0,09

0

Verbindung

Alkohol

Anion

Kation

1

Amin (prim./sek.)

Amid (prim.)

Carbonsäure

andere

Zu beachten ist an dieser Stelle, dass auch funktionelle Gruppen mit ∆β

i

= 0 Ein-

fluss auf den Faktor β nehmen können, da diese in den Ausdruck Σ

i

w

i

in Formel (5)

einberechnet werden. Dies gilt allerdings nur, sofern gleichzeitig mindestens eine

Gruppe mit ∆β

i

≠ 0 im Molekül vorhanden ist.

Für den unpolaren Koeffizienten in Formel (3) wurde auf der Basis experimentel-

ler Daten von 18 verschiedenen Ligand-Rezeptor-Systemen ein optimaler Wert von

α = 0,181 bestimmt, womit später auch die Bindungsdaten einer Reihe anderer Sys-

teme reproduziert werden konnten.

[167-169]

Es ist sicherlich erwähnenswert, dass bei der Verwendung der LIE-Methode keine

Simulation des leeren Rezeptormoleküls notwendig ist, da die Koeffizienten α und β

hydrophobe Wechselwirkungen, konformative Änderungen des Rezeptors und alle

Änderungen von Translations- und Rotationsentropie implizit berücksichtigen.

[170]

Um mithilfe von Formel (3) eine gute Näherung für absolute Gibbssche Bin-

dungsenergien zu erzielen, ist in vielen Fällen die Addition eines von null verschie-

denen systemabhängigen Koeffizienten γ erforderlich,

[167][169][171]

welcher offenbar die

Hydrophobizität der Rezeptortasche widerspiegelt.

[169][172]

3 Durchführung, Auswertung und Diskussion

62

3.3.4 Auswertung nach dem Konzept der LIE

3.3.4.1 Ligandenserie 1

Die in Abschnitt 3.3.2 durchgeführten MD-Simulationen der Komplexe aus acht

langkettigen Liganden (Ligand00 bis Ligand15) und Amylose sollten mithilfe der

beschriebenen LIE-Methode hinsichtlich der Liganden-Affinitäten ausgewertet wer-

den. Die hierzu in den Gleichungen (4) benötigten Wechselwirkungsenergien der

freien Liganden mit dem Lösungsmittel

〈

V

l-u

〉

frei

wurden zunächst in Form von

Durchschnittswerten der entsprechenden Trajektorien ausgelesen und diese schließ-

lich noch einmal arithmetisch über je drei vorhandene Simulationen gemittelt. Die

weitere Auswertung und Verrechnung mit den Komplexwerten gemäß Formel (3)

erfolgte dann mit dem GROMACS-Programm g_lie

[145]

unter Verwendung der Koef-

fizienten α = 0,181, β = 0,43 und γ = 0. Der Wert für α ist dabei der in der Literatur

vorgeschlagene Optimalwert (siehe Abschnitt 3.3.3) und der Wert für β richtet sich

nach Formel (5), welche sich im Falle der benutzten Ether- und Alkanliganden auf

β = β

0

reduziert. Der Zahlenwert für γ, der von der Beschaffenheit der Rezeptorta-

sche abhängig ist, kann auf rein theoretischem Wege bisher nicht zuverlässig vorher-

gesagt werden. Da für eine Kalibrierung des vorliegenden Systems keine experimen-

tellen Daten zugänglich sind, wurde der Wert auf null gesetzt. Diese Parametrisie-

rung hat sich bereits für eine Reihe anderer Systeme als sinnvoll erwiesen.

[159]

Dar-

über hinaus ist es für den Zweck der vorliegenden Studie ausreichend, relative statt

absoluter Gibbs-Energien zu bestimmen. Aufgrund der Tatsache, dass die hier ver-

wendete Amylose als Rezeptor in allen betrachteten Komplexen chemisch gleich

bleibt und somit in allen Fällen durch einen einzelnen γ-Wert beschrieben werden

kann, ist die relative energetische Lage der Komplexe von γ unabhängig.

Die Ergebnisse der LIE-Berechnungen als arithmetisches Mittel von jeweils fünf

durchgeführten Simulationen jedes Komplexes präsentiert Abbildung 3.23. Erwar-

tungsgemäß zeigt sich, dass ∆G

bind

innerhalb der Serie unterschiedlich polarer Ligan-

den deutliche Unterschiede aufweist. So besteht zwischen der Komplexbildung des

am besten bewerteten gänzlich hydrophoben Alkanliganden L00 und der Komplex-

3.3 Amylose-Einschlusskomplexe

63

bildung des am ungünstigsten eingestuften eher polaren Liganden L15 eine durch-

schnittliche Differenz von 39,9 kJ/mol. Der Übergang zwischen diesen beiden Ext-

remen, d.

h. die Entwicklung von ∆G

bind

mit zu- oder abnehmender Zahl der Sauer-

stoffatome der Liganden, ist durch einen streng monotonen Verlauf gekennzeichnet.

Abb. 3.23 Gibbs-Energien der Komplexbildung zwischen Amylose und langkettigen Etherliganden

der Serie 1 (Tabelle 3.3), berechnet nach dem Näherungsverfahren der Linear Interaction Energy

(LIE, Gleichung (3)). Außerdem angegeben sind LIE-Werte, die unter zusätzlicher expliziter Berück-

sichtigung intramolekularer Wechselwirkungsenergien der Liganden gemäß Gleichung (6) berechnet

wurden (LIE + intra), sowie die polare dem Lösungsmittel zugängliche molekulare Oberfläche der

Liganden (SAS polar, rechte y-Achse).

Die fortlaufende Zunahme der Gibbs-Energie korreliert offensichtlich mit der ähn-

lich dazu verlaufenden Zunahme der hydrophilen Ligandenoberfäche. Es ist unmit-

telbar plausibel, dass sich ein unpolarer Ligand in einer dipolaren wässrigen Umge-

bung in einem energetisch ungünstigen Zustand befindet, während er in einer weit-

gehend hydrophoben Umgebung (im Inneren der Amylosehelix) überwiegend vor-

teilhafte Wechselwirkungen eingehen kann. Beim Übergang zu einem Liganden mit

etwas größerem Dipolmoment und entsprechend größeren polaren Oberfächenan-

teilen verringert sich die Potenzialdifferenz zwischen freiem und komplexiertem

Zustand, da sich die energetische Präferenz mit jeder polaren funktionellen Gruppe

3 Durchführung, Auswertung und Diskussion

64

in Richtung des wässrigen Mediums verschiebt. Folglich geht die Komplexbildung in

diesem Fall mit einer positiveren bzw. weniger negativen freien Enthalpie einher.

Neben der nachvollziehbar verlaufenden Tendenz der LIE-Kurve in Abbild-

ung 3.23 ist jedoch zu bemerken, dass der kontinuierliche Anstieg von ∆G

bind

nicht

vollständig linear verläuft, wie man anhand des geradlinigen Trends der hydrophilen

Ligandenoberflächen erwarten könnte. Vielmehr nimmt die Steigung des Graphen

nach Σ

O

= 8 ab, er weist also an dieser Stelle eine leichte negative Krümmung auf

und flacht somit in Richtung höherer Polarität der Liganden ab. Dadurch ergeben

sich für den Graphen zwei in etwa linear verlaufende Bereiche, einer von Σ

O

= 0 bis

Σ

O

= 8 (R

2

= 0,9985) und ein weiterer von Σ

O

= 10 bis Σ

O

= 15 (R

2

= 0,9975). Eine

Ursache für diesen Effekt findet sich in der Bilanz der elektrostatischen Wechselwir-

kungen ∆

〈

V

ell-u

〉

der Liganden und lässt sich von dort aus zu den Solvatationsenthal-

pien der in Wasser gelösten freien Liganden zurückverfolgen, welche bereits einen

ähnlichen Trend besitzen und diesen auf den LIE-Datensatz übertragen (Abb. 3.24).

Der sich für die elektrostatischen Wechselwirkungen ergebende Graph verläuft näm-

lich nahezu linear im Bereich von null bis acht O-Atomen, knickt dann aber in Rich-

tung der y-Achse ab. Offensichtlich existiert für die Coulombkräfte, die bei der Hyd-

ratation der Liganden auftreten, eine Art Sättigungseffekt, der mit der zunehmenden

Anzahl an Ethersauerstoffatomen bzw. den abnehmenden räumlichen Distanzen

zwischen diesen Atomen zum Tragen kommt. Je näher sich diese Atome innerhalb

der Ligandenkette kommen, desto mehr überschneiden sich auch die zur Verfügung

stehenden Räume der mit ihnen in Interaktion tretenden Wassermoleküle. Während

zum Beispiel bei Ligand08 die Sauerstoffatome noch hinreichend entfernt voneinan-

der liegen, sind ihre durchschnittlichen Abstände bei Ligand10 scheinbar so gering,

dass mit einzelnen Wassermolekülen mitunter keine isolierten Wechselwirkungen

mehr möglich sind, sondern diese sich bereits in Reichweite von zwei O-Atomen

befinden und mit beiden nur partiell interagieren (Abb. 3.25). Infolgedessen ist der

Zuwachs an elektrostatischer Solvatationsenthalpie beim Übergang zwischen Lig-

and08 und Ligand10 geringer als beispielsweise zwischen Ligand06 und Ligand08.

Da der mathematische Bezug von

〈

V

ell-u

〉

zu ∆

〈

V

ell-u

〉

und schließlich zu ∆G

bind

rein

3.3 Amylose-Einschlusskomplexe

65

linearer Natur ist (Formeln (3) und (4)), kann sich dieser Effekt unmittelbar auf die

Linear Interaction Energy übertragen.

Ähnlich wie beim elektrostatischen Anteil der Hydratationsenthalpien existiert

auch im Falle der Coulombwechselwirkungen zwischen Gastmolekülen und dem

inneren Kanal der Amylose eine abfallende Steigung im Bereich der polareren Lig-

anden (Abb. 3.24). Dies kann als ein Hinweis darauf betrachtet werden, dass sich der

oben beschriebene Sättigungseffekt von Solvensmolekülen teilweise auch auf die

OH-Gruppen und glycosidischen Sauerstoffatome der Amylosehelix übertragen

lässt. Gemäß Gleichung (4) kompensieren sich diese Effekte der freien und komple-

xierten Liganden zum Teil. Aufgrund der geringen absoluten Größe der betrachteten

Interaktionsenergien mit dem Polysaccharid im Vergleich zu den entsprechenden

Werten mit dem Lösungsmittel ist diese Kompensation in den resultierenden Wer-

ten der Gibbs-Energie aber nur geringfügig erkennbar.

Abb. 3.24 Hydratationsenthalpien der freien Liganden und Wechselwirkungen der komplexierten

Liganden mit Amylose. Gezeigt ist jeweils nur der elektrostatische Beitrag.

-150

-130

-110

-90

-70

-50

-30

-10 0 2 4 6 8 10 12 14 16

∆

H

bind

[kJ/mol]

Σ

ΣΣ

Σ

O

Ligand - Solvens

Ligand - Amylose

elektrostat. Wechselwirkungen

3 Durchführung, Auswertung und Diskussion

66

Abb. 3.25 Durchschnittliche Zahl der Kontakte zwischen Wassermolekülen und Ligandensauer-

stoffatomen innerhalb eines Radius von 0,5 nm. Die gleichzeitige Begegnung eines Solvensmoleküls

mit zwei oder mehr O-Atomen wird lediglich als ein Kontakt gewertet. Angegeben sind die Mittel-

werte über drei Ligandensimulationen. Ein erster Sättigungseffekt ist bereits bei Ligand06 zu erken-

nen, für die Liganden L10 bis L15 tritt dieser verstärkt in Erscheinung.

Bei den verwendeten Liganden handelt es sich um hochgradig flexible Moleküle, die

eine große Zahl möglicher Konformationen besitzen. In Abhängigkeit von der Art

der vorliegenden Konformation treten dabei unterschiedliche intramolekulare Kräfte

auf. Es ist davon auszugehen, dass ein kettenförmiger Ligand in seiner ausgestreck-

ten Form, wie sie beispielsweise im Komplex mit Amylose vorliegt, deutlich geringe-

re intramolekulare Wechselwirkungen besitzt, als in einer in Lösung vorliegenden

geknäuelten Form, in der sich bestimmte Molekülteile gegenseitig annähern. Um

festzustellen, wie sich die explizite Berücksichtigung derartiger Kräfte auf die Ergeb-

nisse der LIE-Berechnungen auswirkt, wurde die oben beschriebene Auswertung der

MD-Simulationen der Amylosekomplexe ein weiteres Mal mit folgender modifizier-

ter Form von Gleichung (3) durchgeführt:

∆G

bind

=α∆〈V

l-u

vdW

〉+〈V

l-l

vdW

〉+β∆〈V

l-u

el

〉+〈V

l-l

el

〉+γ. (6)

0

50

100

150

200

250

300

0 2 4 6 8 10 12 14 16

Kontakte H2O - O

Σ

ΣΣ

Σ

O

3.3 Amylose-Einschlusskomplexe

67

Die Terme mit dem Index l-l stehen hierbei für die Interaktionsenergien des Ligan-

den mit sich selbst. Die Entscheidung, diese Energien mit den gleichen Faktoren α

und β zu gewichten, die auch für die Wechselwirkungen des Liganden mit seiner

Umgebung verwendet werden, wurde zunächst aus rein praktischen Gründen getrof-

fen. Auf diese Weise war es nämlich möglich, die finale Berechnung der Linear In-

teraction Energy weiterhin mit dem Programm g_lie in GROMACS durchzuführen

(siehe Abschnitt 5).

Die Ergebnisse der LIE-Auswertung nach Formel (6) finden sich in

Abbildung 3.23. Der Graph verläuft im Bereich von null bis zwölf O-Atomen leicht

positiv verschoben nahezu parallel zu den Daten des ursprünglichen LIE-Modells.

Diese systematische Verschiebung deutet darauf hin, dass die Bilanz der nun explizit

berücksichtigten intramolekularen Wechselwirkungen des Liganden hier in allen Fäl-

len ungünstig ausfällt. Tatsächlich belegen die entsprechenden Zahlenwerte, dass bei

der Komplexbildung durchschnittlich ca. 11 bis 18 kJ/mol an attraktiven intramole-

kularen Wechselwirkungen verloren gehen. Hierbei handelt es sich fast ausschließ-

lich um Van-der-Waals-Kräfte, während die Coulombkräfte nahezu konstant blei-

ben. Der Grund für diesen Verlust liegt zweifellos in der konformativen Änderung,

welche die Liganden im Zuge der Komplexbildung erfahren. Die im Komplex er-

forderliche weitgehend gestreckte Konformation der Liganden verhindert eine An-

näherung unterschiedlicher Molekülteile, wie sie in Lösung möglich ist.

Die einzige wesentliche Unregelmäßigkeit in den modifizierten LIE-Ergebnissen

findet sich im Mittelwert des Liganden L15, der sich unter expliziter Einberechnung

des intramolekularen Potenzials entgegen des sonstigen Trends deutlich (um ca.

7,3 kJ/mol) verbessert. Dies ist größtenteils auf die Bilanz der 1-4-Wechsel-

wirkungen innerhalb des Liganden zurückzuführen, d.

h. Wechselwirkungen zwi-

schen Atomen, die durch drei kovalente Bindungen voneinander getrennt sind. Die-

se Art von Interaktion würde in einigen Fällen durch ein normales Lennard-Jones-

Potenzial überbewertet und wird deshalb in GROMACS gegebenenfalls mit eigenen

Parametern berechnet.

[145]

Bei Ligand15 lautet die sich wiederholende atomare Ab-

folge O-C-C-O. Somit fallen hier in diesem Zusammenhang im Unterschied zu allen

anderen Liganden fast nur repulsive 1-4-Wechselwirkungen zwischen gleichgelade-

3 Durchführung, Auswertung und Diskussion

68

nen Sauerstoff- bzw. Kohlenstoffatomen an. Das repulsive Potenzial wird offen-

sichtlich vermindert, wenn diese Atome den größtmöglichen Abstand voneinander

einnehmen, was in der im Komplex gegebenen all-trans-Konformation gewährleistet

ist. Deshalb wird Ligand15 bei der Abschätzung der Bindungsenthalpien durch die

explizite Berücksichtigung der intramolekularen Wechselwirkungen im Vergleich zu

den übrigen Liganden deutlich begünstigt.

3.3.4.2 Ligandenserie 2: Telechelische Polyetherliganden

Die Auswertung der MD-Simulationen der telechelischen Polymere PTHF, PTO

und PEO wurde analog zur o.

a. Vorgehensweise im Falle der Ligandenserie L00 bis

L15 mit dem Programm g_lie durchgeführt. Dementsprechend handelt es sich bei

den verwendeten Interaktionsenergien der freien Liganden um gemittelte Trajektori-

enmittelwerte aus je drei Ligandensimulationen und bei den Ergebnissen für ∆G

bind

der Komplexe um entsprechende gemittelte Trajektorienmittelwerte aus je fünf

Komplexsimulationen.

Bei der Verwendung der Gleichungen (3) bzw. (6) wurden die Van-der-Waals-

Terme wiederum mit dem Koeffizienten α = 0,181 gewertet, ebenso wurde γ = 0

gesetzt. Für den Koeffizienten der elektrostatischen Beiträge ergeben sich gemäß

Gleichung (5) nun die Werte β

PTHF

≈ 0,4191, β

PTO

≈ 0,4208 und β

PEO

≈ 0,4229. Da-

bei gehen die in den Molekülen vorhandenen OH-Gruppen jeweils mit ∆β

i

= -0,06

und die Ethergruppen jeweils mit ∆β

i

= 0 in die Berechnung ein.

Abbildung 3.26 zeigt die Ergebnisse der LIE-Auswertung für die Komplexe aus

Amylose und den telechelischen Gastmolekülen. Es ist augenscheinlich, dass die

Schätzwerte der Gibbs-Energie tendenziell mit dem polaren Anteil der dem Lö-

sungsmittel zugänglichen Oberfläche der Liganden korrelieren. Hiermit bestätigt sich

also die Aussage aus Abschnitt 3.3.4.1, wonach im wässrigen Medium die Komplex-

bildung mit der inneren weitgehend hydrophoben Oberfläche der Amylosehelix für

Gastmoleküle mit größerer Hydrophobizität begünstigt gegenüber der mit hydrophi-

leren Liganden abläuft.

Darüber hinaus geht der qualitative Verlauf des Graphen konform mit den expe-

rimentellen Resultaten von Kaneko et al., denen zufolge Amylose aus einer Mischung

3.3 Amylose-Einschlusskomplexe

69

von PTHF und PTO selektiv PTHF einschließt.

[94]

Das LIE-Modell unterstützt die-

se Erkenntnis durch eine Bevorzugung von PTHF gegenüber PTO von durch-

schnittlich ca. 3,3 kJ/mol in der freien Komplexbildungsenthalpie. Laut Kaneko et al.

geht PEO aufgrund seiner Hydrophilie dagegen keinerlei Einschlussverbindung mit

Amylose ein,

[173]

was für diesen Prozess auf eine nahe bei null gelegene oder positive

Gibbs-Energie schließen lässt. Auch in diesem Zusammenhang liefert die Linear

Interaction Energy ein qualitativ zufriedenstellendes Ergebnis, indem sie den ent-

sprechenden Wert von PEO auf durchschnittlich ca. -0,67 kJ/mol beziffert und ihn

damit im Mittel ungefähr 3,8 kJ/mol über dem Wert von PTO einordnet.

Abb. 3.26 Gibbs-Energien der Komplexbildung zwischen Amylose und telechelischen PTHF-,

PTO- und PEO-Liganden (Tabelle 3.4), berechnet nach dem Näherungsverfahren der Linear Inter-

action Energy (LIE, Gleichung (3)). Außerdem angegeben sind LIE-Werte, die unter zusätzlicher

expliziter Berücksichtigung intramolekularer Wechselwirkungsenergien der Liganden gemäß Glei-

chung (6) berechnet wurden (LIE + intra), sowie die polare dem Lösungsmittel zugängliche moleku-

lare Oberfläche der Liganden (SAS polar, rechte y-Achse).

Mithilfe der gewonnenen Informationen lässt sich nun ebenfalls eine Aussage bezüg-

lich des Parameters γ aus Formel (3) ableiten, welcher als eine Art Korrekturfaktor

für ∆G

bind

der spezifischen Beschaffenheit des Rezeptorsystems Rechnung trägt. Um

den LIE-Wert von PEO auch quantitativ mit den experimentellen Daten in Einklang

zu bringen, müsste er um mindestens 0,67 kJ/mol nach oben korrigiert werden.

3 Durchführung, Auswertung und Diskussion

70

Dadurch käme die freie Gibbs-Energie in den Bereich größer oder gleich null, was

dem beobachteten Ausbleiben der Komplexbildung für PEO entsprechen würde.

Gleichzeitig muss aber gewährleistet sein, dass sich der LIE-Wert von PTO nach der

systematischen Verschiebung weiterhin im negativen Enthalpiebereich befindet, da

für diesen Liganden ja im Experiment die Bildung einer Einschlussverbindung do-

kumentiert wurde. Folgerichtig muss der Koeffizient γ für den hydrophoben inneren

Kanal der Amylosehelix einen Wert zwischen 0,67 kJ/mol und 4,46 kJ/mol besitzen.

Die Ergebnisse der LIE-Berechnung nach Gleichung (6) (Abb. 3.26) bestätigen im

Wesentlichen die diesbezüglichen Resultate für die Ligandenserie aus Ab-

schnitt 3.3.4.1. Die gesonderte Berücksichtigung der intramolekularen Wechselwir-

kungen verursacht für die Werte der Liganden PTHF und PTO eine positive Ver-

schiebung, die hauptsächlich auf den Verlust attraktiver intramolekularer Van-der-

Waals-Kräfte, im Falle von PTO aber auch auf einen nicht unerheblichen Verlust

entsprechender Coulomb-Kräfte im Zuge der Komplexbildung zurückzuführen ist.

Weil für den PEO-Liganden genau wie bei Ligand15 zusätzlich sehr starke repulsive

1-4-Wechselwirkungen auftreten, welche bei der Streckung des Liganden enorm re-

duziert werden, findet hier stattdessen eine deutliche Verbesserung des LIE-Wertes

statt.

Bei Vergleich des sich daraus ergebenden Gesamtbildes für die drei telechelischen

Liganden mit den experimentell abgeleiteten Aussagen von Kaneko et al. zeigen sich

allerdings unvereinbare Abweichungen. So ist vor allem die Einordnung des PEO-

Liganden von Grund auf unterschiedlich. Während dieser nämlich bei Bewertung

mithilfe des LIE-Modells nach Gleichung (6) die günstigste Gibbs-Energie der

Komplexbildung der drei Gastmoleküle erhält, lässt das Laborexperiment umgekehrt

auf die ungünstigste Gibbs-Energie schließen und schließt die Bildung einer Ein-

schlussverbindung sogar gänzlich aus. Zudem scheint der Betrag des berechneten

Durchschnittswerts für PTO (-0,09 kJ/mol) zu gering, als dass sich damit ein expe-

rimentell beobachtbares Ausmaß der Komplexbildung begründen ließe.

Aufgrund der beschriebenen Unstimmigkeiten zwischen theoretischer Berechnung

und Experiment ist davon auszugehen, dass die Erweiterung des ursprünglichen

Modells der Linear Interaction Energy (Gleichung (3)) durch explizite Berücksichti-

3.3 Amylose-Einschlusskomplexe

71

gung intramolekularer Wechselwirkungen der Liganden gemäß Gleichung (6) zu-

mindest für das untersuchte Amylosesystem nicht sinnvoll ist. Es muss in diesem

Zusammenhang jedoch berücksichtigt werden, dass die zur Gewichtung der in-

tramolekularen Bilanzen verwendeten Koeffizienten α und β einfach von den inter-

molekularen Bilanzen übernommen wurden und somit prinzipiell willkürlich gewählt

sind. In einer früheren Studie von Carlsson et al. wurden die intramolekularen Terme

beispielsweise mit einem Faktor von 1 gewichtet, was jedoch ebenfalls zu einer Ver-

schlechterung der LIE-Ergebnisse führte.

[174]

Bei den hier berechneten LIE-Werten

der telechelischen Liganden (Abb. 3.26) könnte allenfalls die Verwendung sehr klei-

ner intramolekularer Faktoren die Konsistenz mit den experimentellen Resultaten

gewährleisten. Da die Ergebnisse des unmodifizierten LIE-Modells (Gleichung (3))

jedoch durchaus plausibel sind, darf angenommen werden, dass die verwendeten

linearen Näherungen intramolekulare Effekte bereits in geeignetem Maße implizit

mitberücksichtigen.

[159]

Rückblickend erscheint es daher sinnvoll, auch die Kom-

plexbildung der Ligandenserie aus Abschnitt 3.3.4.1 mit Amylose nur mithilfe dieses

Modells zu beurteilen und dabei den abgeleiteten Faktor γ ≈ [0,67; 4,46] kJ/mol ein-

zubeziehen. Die LIE-Kurve in Abbildung 3.23 würde sich somit um einen Wert in-

nerhalb dieses Intervalls nach oben verschieben, sodass für das hydrophilste Gast-

molekül L15 ein Durchschnittswert von ∆G

bind

größer oder gleich null möglich wird.

73

4 Fazit und Ausblick

Die vorliegende Arbeit besitzt zwei wesentliche Themenschwerpunkte, welche mit

Methoden der Computational Chemistry bearbeitet wurden. Als erstes Kernthema

wurde die konformative Stabilität der als V-Amylose bekannten helikalen Struktur in

Lösungen aus Wasser und DMSO untersucht. Im Weiteren lag der Fokus auf der

energetischen Bewertung von Einschlusskomplexen aus Amylose und verschiedenen

langkettigen Mehrfachethermolekülen, mit dem Ziel, einen Weg zur grundsätzlichen

Vorhersage der Eigenschaften von Amylose-Einschlusskomplexen zu erarbeiten.

Als Grundlage für alle durchzuführenden Untersuchungen wurde in Abschnitt 3.1

basierend auf röntgenkristallographischen Literaturdaten das Modell einer V-Amy-

losehelix aus 55 Glucosemonomeren nach einer in meiner Masterarbeit

[117]

entwi-

ckelten mathematischen Methode konstruiert. Unter Kristallbedingungen, nachge-

stellt durch eine Umgebung des stark hydrophoben Lösungsmittels n-Decan, wurde

anschließend die Eignung des GROMOS96-Kraftfeldes G45a3 und der Kohlenhyd-

raterweiterung G45a4 zur Vorhersage des Modellverhaltens erprobt. In einer Simula-

tionszeit von 25,2 ns kam es zu geringen geometrischen Veränderungen der He-

lixstruktur, welche in einem durchschnittlichen RMSD-Wert der Atomabstände von

0,46 nm (zwischen 10 ns und 25,2 ns) sowie in geringfügigen Abweichungen der

Helixganghöhe p, des Innendurchmessers d und der glycosidischen Rotationswinkel

ϕ

und ψ deutlich wurden. Der grundsätzliche helikale Aufbau wurde jedoch nicht

zerstört, da vor allem das Netzwerk intramolekularer H-Brücken kaum beschädigt

wurde. Deshalb kann das genannte Kraftfeld als geeignet für die Simulation der

Amylose angesehen werden.

Zur Vorbereitung der Studien zum Verhalten der V-Amylosehelix in Wasser, DMSO

und verschiedenen Mischungen daraus (Abschnitt 3.2) wurden in vorgeschalteten

MD-Simulationen drei unterschiedliche Wassermodelle (SPC, SPC/E und TIP4P) in

ihrer Fähigkeit untersucht, experimentelle Dichtewerte verschiedener Wasser-

4 Fazit und Ausblick

74

DMSO-Mischungen zu reproduzieren (Abb. 3.11). Die bekannte nicht-lineare Dich-

teentwicklung innerhalb der betrachteten Reihe binärer Solvensgemische wird dem-

nach von allen drei Modellen in zufriedenstellendem Maße abgebildet. Trotz seiner

geringeren Komplexität im Vergleich zu TIP4P bietet dabei das SPC/E-Modell die

beste Annäherung an die experimentelle Dichtekurve und kann deshalb für Simula-

tionen mit dem eingesetzten DMSO-Modell von Geerke et al. empfohlen werden. Es

wurde folglich für die weiteren Simulationen dieses Abschnitts als Wassermodell

verwendet.

Unter Verwendung der sechs zuvor generierten Lösungsmittelgemische unter-

schiedlicher Zusammensetzung wurde das molekulardynamische Verhalten des

V-Amylosemodells mehrfach über bis zu 100 ns simuliert. Die Ergebnisse lassen

darauf schließen, dass die helikale Konformation der Amylose weder in Wasser noch

in DMSO über einen längeren Zeitraum stabil ist und sich stattdessen eine Random-

Coil-Struktur ausbildet. Die intramolekularen H-Brücken zwischen den Hydro-

xylgruppen OH2 und OH3, OH6 und OH2 sowie OH6 und OH3 benachbarter

Glucosereste, welche als stabilisierende Faktoren der helikalen Röntgenstruktur gel-

ten, werden dabei zugunsten intermolekularer H-Brücken zwischen Amylose und

dem umgebenden Solvens und zusätzlicher entropischer Vorteile abgebaut (Abb.

3.13, 3.14, 3.15 und 3.16).

Die experimentell bekannten Unterschiede in der Helixstabilität spiegeln sich in

den MD-Simulationen darin wieder, dass der Abbau der Helixstruktur mit zuneh-

mendem Wasseranteil des Lösungsmittelgemischs schneller abläuft (Abb. 3.16, 3.17,

3.20 und 3.22). Offensichtlich beschleunigen Wassermoleküle den Helixzerfall we-

gen ihrer geringen Größe und ihrer besseren Fähigkeiten zum Ausbilden von

H-Brücken im Vergleich zu DMSO-Molekülen. Im Konzentrationsbereich zwischen

ca. 40

% und 80

% DMSO wird der Helixabbau durch die Bildung von DMSO-

Hydraten und die damit verbundene geringere Zahl freier Wassermoleküle gebremst

und oberhalb von 80

% DMSO führt der Überschuss an DMSO-Molekülen zu einer

weiteren noch deutlicheren Verlangsamung des Vorgangs.

Die Resultate zeigen außerdem, dass die Intraturn-H-Brücken im Prozess des He-

lixzerfalls deutlich stabiler sind als die sterisch leichter zugänglichen und zudem kon-

4 Fazit und Ausblick

75

formationsabhängigeren Interturn-H-Brücken (Abb. 3.16, 3.20, 3.21 und 3.22). Dar-

aus kann geschlossen werden, dass der Abbau der Sekundärstruktur mit einer Erwei-

terung der Helixganghöhe in Richtung der z-Achse beginnt. Wegen des größeren

räumlichen Anspruchs von DMSO-Molekülen ist dieser Trend in DMSO wesentlich

ausgeprägter als in Wasser.

Eine Frage, die bei der Bewertung der genannten Ergebnisse berücksichtigt wer-

den muss, lautet, inwieweit die verschiedenen Geschwindigkeiten des Helixzerfalls

und die damit zusammenhängenden Zeitskalen tatsächlich mit den experimentell

beobachteten Unterschieden in der Helixstabilität vergleichbar sind. Im eigentlichen

Sinne besteht nämlich eine Unstimmigkeit der Simulationsendergebnisse mit der

Langzeitstabilität der Helixkonformation in DMSO, welche im Experiment auf Basis

einer makroskopischen Zeitskala beobachtet wurde. Es muss zumindest in Betracht

gezogen werden, dass der unter simulierten Bedingungen ablaufende (verlangsamte)

Helixabbau durch geringfügige technische Mängel des Kraftfeldes begünstigt oder

sogar hervorgerufen wird. Schwachstellen sind für das Kraftfeld G45a4 z.

B. hin-

sichtlich der Ringkonformation sowie der Rotationsstellungen der freien Lac-

tolgruppe und der Hydroxymethylgruppen bekannt, deren Verteilung u.

U. fehlerhaft

berechnet wird.

[175]

Ein erst kürzlich veröffentlichtes verbessertes GROMOS96-

Kraftfeld für Kohlenhydrate mit der Bezeichnung 56A

CARBO[175]

soll in dieser Hin-

sicht Abhilfe schaffen, konnte aber aufgrund der Kürze der Zeit und des bereits

fortgeschrittenen Entwicklungszustandes der vorliegenden Arbeit nicht mehr getes-

tet werden. Eine solche Untersuchung sollte ein Hauptaugenmerk zukünftiger Stu-

dien sein.

In Abschnitt 3.3 wurden Einschlusskomplexe aus V-Amylose und unterschiedlichen

Gastmolekülen in einer wässrigen Umgebung modelliert, mithilfe von Molekulardy-

namik-Simulationen untersucht und schließlich anhand der Näherungsmethode der

Linear Interaction Energy hinsichtlich ihrer Gibbsschen Komplexbildungsenergie

bewertet.

Verwendet wurden zwei Sätze von langkettigen Kohlenwasserstoffliganden (Tabel-

len 3.3 und 3.4), die jeweils in der Zahl der enthaltenen Ethersauerstoffatome und

4 Fazit und Ausblick

76

somit in ihrer hydrophilen Oberfläche variieren. Der zweite Ligandensatz (PTHF,

PTO, PEO), welcher von Kaneko et al. bereits in praktischen Experimenten unter-

sucht wurde, weist zusätzlich telechelische Hydroxylendgruppen auf.

Für die LIE-Berechnung nach Gleichung (3) wurden die Koeffizienten α = 0,181,

β unter Berücksichtigung funktioneller Gruppen gemäß Gleichung (5) sowie γ = 0

benutzt.

Die Ergebnisse zeigen deutlich, dass eine nahezu lineare Korrelation zwischen der

Größe der hydrophilen Oberfläche der Liganden und deren freier Enthalpie der

Komplexbildung mit Amylose besteht (Abb. 3.23 und 3.26). Geringe systematische

Abweichungen von der Linearität können auf einen Sättigungseffekt in der Interak-

tion der Liganden mit dem Solvens Wasser zurückgeführt werden, der ab einer ge-

wissen Anzahl an Ethersauerstoffatomen im Liganden zum Tragen kommt (Abb.

3.24 und 3.25).

Somit konnten die praktisch-experimentellen Ergebnisse von Kaneko et al. ein-

wandfrei qualitativ reproduziert werden. Die übereinstimmende Aussage besteht

darin, dass die Tendenz zur Komplexbildung mit Amylose innerhalb der Reihe

PTHF, PTO, PEO signifikant abnimmt. Der Vergleich ermöglicht zudem eine nach-

trägliche Korrektur des Koeffizienten γ, welcher demnach für das Rezeptorsystem

der V-Amylose näherungsweise aus dem Intervall zwischen 0,67 kJ/mol und

4,46 kJ/mol gewählt werden sollte.

Die hier beschriebene Methode zur energetischen Bewertung der Stabilität von

Amylose-Einschlusskomplexen stellt eine sinnvolle Weiterentwicklung eines bereits

im Rahmen meiner Masterarbeit

[117]

entwickelten Konzeptes dar. Eine grundlegende

Verbesserung besteht in der Verwendung eines spezialisierten Kraftfeldes (GRO-

MOS45a4), welches insbesondere für die Simulation von Kohlenhydraten parametri-

siert ist. Die Beurteilung der Komplexe erfolgt nicht mehr wie ursprünglich vorgese-

hen anhand starrer gedockter Strukturen, sondern auf der Basis statistischer Trajek-

torienmittelwerte aus Molekulardynamik-Simulationen. Des Weiteren bietet die The-

orie der Linear Interaction Energy die Möglichkeit zur zusätzlichen näherungsweisen

Berechnung des entropischen Faktors und damit der Gibbs-Energie der Komplex-

bildung. Im Großen und Ganzen ermöglicht das beschriebene verbesserte Bewer-

4 Fazit und Ausblick

77

tungsmodell deshalb realistischere Aussagen hinsichtlich der Stabilität der Komplexe

in Lösung.

Es ist somit gelungen, ein grundlegendes Verfahren zur Vorhersage und Beschrei-

bung der Eigenschaften von Einschlusskomplexen aus Amylose und synthetischen

Polymeren auf Basis theoretischer Methoden zu formulieren. Es sollte das Ziel zu-

künftiger Studien sein, die gewonnenen Erkenntnisse durch die Analyse weiterer

Liganden(-Systeme) auszubauen und zu verfeinern, um schließlich praktisch relevan-

te Aussagen zur funktionellen Verwendung der betrachteten supramolekularen

Strukturen treffen zu können.

Über die bereits beschriebenen Untersuchungen hinaus wurde in Abschnitt 3.3 an-

hand der modellierten Einschlusskomplexe ein erweitertes LIE-Modell getestet, das

intramolekulare Wechselwirkungsbilanzen der Gastmoleküle explizit berücksichtigt

(Gleichung (6)). Dieses konnte jedoch die qualitative Aussage der genannten expe-

rimentellen Ergebnisse von Kaneko et al. nicht in zufriedenstellendem Maße repro-

duzieren (Abb. 3.23 und 3.26). Aufgrund der Unsicherheit bezüglich der hierbei zu

verwendenden Gewichtungsfaktoren kann hinsichtlich der generellen Verwendbar-

keit eines solchen Modells allerdings keine abschließende Aussage getroffen werden.

79

5 Technischer Teil

Dieser Abschnitt beschreibt im Wesentlichen die bei der Durchführung der be-

schriebenen Studien angewandten technischen Arbeitsschritte und Computerpro-

gramme und ergänzt dabei die bereits in Abschnitt 3 gemachten Angaben.

5.1 Molecular Modeling

Alle Molekülstrukturen wurden im PDB-Format (Protein Data Bank)

[176,177]

erfasst,

dem weltweit standardmäßig verwendeten Dateiformat zur Speicherung und zum

Austausch makromolekularer Strukturen auf Basis röntgen- und NMR-spektrosko-

pischer Daten.

5.1.1 V-Amylose

Die von Rappenecker und Zugenmaier

[35]

gegebene Glucosestruktur wurde mithilfe

des Programms MOE (Molecular Operating Environment)

[162]

um polare Wasser-

stoffatome ergänzt. Die Vervielfältigung der kartesischen Koordinaten in einer V-

helikalen Anordnung gemäß Gleichung (1) wurde in einem Tabellenkalkulationspro-

gramm durchgeführt. Nach manueller Löschung der überflüssigen Koordinaten der

Atome O1, H1 und H4 an den glycosidischen Bindungsstellen wurden die berechne-

ten Daten als Textdokument abgespeichert und in einem Texteditor an das PDB-

Format angepasst.

5.1.2 Einschlusskomplexe

Zur Modellierung der Amylose-Einschlusskomplexe wurde MOE verwendet. Die

Gastmoleküle (Tab. 3.3 und 3.4) wurden ab initio mit der Builder-Funktion konstru-

iert und anschließend unter Verwendung des Kraftfeldes MMFF94x und aller Stan-

dardeinstellungen energetisch optimiert. Bei der Verwendung der Docking-Funktion

zur Einlagerung in die Amylosehelix wurde sowohl unter Receptor als auch unter Site

das Amylosemolekül und unter Ligand das jeweilige Gastmolekül ausgewählt und die

5 Technischer Teil

80

Option Rotate Bonds ausgeschaltet, um die Konformation der Liganden während des

Dockings starr zu halten. Als Algorithmen für Placement und Rescoring 1 wurden Al-

pha PMI und London dG eingestellt. Darüber hinaus wurden die Standard-

einstellungen benutzt.

5.1.3 Lösungsmittel

Zur Erzeugung der Lösungsmittel wurden im Wesentlichen die Programme editconf

und genbox in GROMACS eingesetzt. In editconf lassen sich Moleküle mit einer Simu-

lationsbox definierter Größe umgeben, die triklin, kubisch, dodekaedrisch oder okta-

edrisch gebaut sein kann. Mithilfe von genbox können diese Boxen mit einer nach

oben beschränkbaren Anzahl an Solvensmolekülen geflutet werden (Option -maxsol),

wobei außerdem noch eine definierte Anzahl von Molekülen eines anderen Solvens

zugemischt werden kann (Option -nmol). Um durch das Fluten entstandene Kollisio-

nen zwischen Molekülen zu beheben, wurden die erhaltenen Systeme energetisch

optimiert. Die so erzeugten Lösungsmittel(gemische) wurden dann wiederum unter

Verwendung von genbox als Solvenzien für Amylose und deren Einschlusskomplexe

eingesetzt.

5.1.3.1

n

-Decan

Mithilfe der oben beschriebenen Methode wurde eine kubische Simulationsbox der

Kantenlänge 37,5 Å mit 162 Decanmolekülen erstellt. Die hierzu durchgeführte

energetische Optimierung bestand aus kurzen aufeinanderfolgenden Simulationen

mit den Algorithmen steepest descent und conjugate gradient sowie einer MD-Simulation

über 2 ns (Setup siehe Abschnitt 5.2.2). Die Massendichte des Lösungsmittels betrug

im Simulationsintervall zwischen 0,5 ns und 2 ns im Mittel 0,731 g/cm

3

und stimmt

somit sehr gut mit dem Literaturwert von 0,726 g/cm

3[178]

überein.

5.2 MD-Simulationen

81

5.1.3.2 Wasser-DMSO-Mischungen

Ebenso wurden die Lösungsmittel Wasser und DMSO bzw. deren Gemische er-

zeugt. Einen Überblick über die genaue Zusammensetzung der Mischungen gibt

Tabelle 5.1.

Tabelle 5.1 Zusammensetzungen der vorbereiteten Wasser-DMSO-Gemische, die später zum Flu-

ten der Amylose-Simulationsbox verwendet wurden (dabei entstehende Systeme siehe Tabelle 3.1).

Angegeben sind die enthaltenen Teilchenzahlen von Wasser und DMSO sowie die jeweiligen Mas-

senanteile ω und Stoffmengenanteile χ von Wasser.

5.2 MD-Simulationen

Alle MD-Simulationen wurden mit dem Programmpaket GROMACS

[110,111]

durch-

geführt. Dabei wurde das GROMOS96-Kraftfeld G45a3

[112]

und die G45a4-

Erweiterung

[113]

für Kohlenhydrate eingesetzt. Weil es sich dabei um ein sogenanntes

United-Atoms-Kraftfeld handelt, welches zur Begrenzung der Rechenzeit unpolare

Wasserstoffatome nicht explizit berücksichtigt, sondern diese mit dem Kohlenstoff-

atom zu einer Einheit (z.

B. Methyl (CH

3

)) zusammenfasst, wurden für die Arbeiten

in GROMACS alle diese Atome aus den verwendeten Strukturen gelöscht.

5.2.1 GROMACS-Topologien

Die GROMACS-Topologiedateien enthalten alle kraftfeldrelevanten molekülspezifi-

schen Parameter einer Struktur. Den in der Strukturdatei definierten Atomnamen

werden hier Atomtypen, -massen und -ladungen zugeordnet. Außerdem werden alle

Bindungslängen sowie Bindungswinkel und Diederwinkel festgelegt und mit passen-

den Kraftkonstanten versehen.

H

2

O DMSO

ω

(H

2

O)

χ

(H

2

O)

1000 0 1,0 1,00

800 46 0,8 0,95

600 92 0,6 0,87

400 138 0,4 0,74

200 184 0,2 0,52

0 1000 0,0 0,00

5 Technischer Teil

82

5.2.1.1 Amylose

Bei der Erstellung der Amylosetopologie diente die von Oliver Stüker

[179]

veröffent-

lichte Topologie für Cellulose als Grundgerüst, in das die Parameter für das Kraft-

feld G45a4

[113]

eingetragen wurden. Um die Länge der Topologie variabel an die

Länge der Amylosekette anpassen zu können, wurde auch diese in einem Tabellen-

kalkulationsprogramm erstellt und von dort aus als Textdatei abgespeichert.

5.2.1.2 Gastmoleküle

Grundlegende Topologien der Gastmoleküle wurden mit dem PRODRG2-

Server

[180]

erstellt. Hierzu wurde der Inhalt der jeweiligen PDB-Strukturdatei in das

dafür vorgesehene Eingabefenster kopiert und die Serveroperation mit den Einstel-

lungen Chirality: Yes, Charges: Full und EM: No gestartet. In der ausgegebenen Topo-

logie mussten mithilfe eines Texteditors die Atomladungen und die Definition der

charge groups (Gruppen von meist einem bis drei Atomen, deren Ladung in der Sum-

me ganzzahlig ist) individuell angepasst werden, da GROMOS96 diese Parameter

nur für einen gewissen Satz an Molekülbausteinen vorgibt, in dem reine aliphatische

Ether nicht enthalten sind. Deshalb wurden passende building blocks anderer Molekü-

le ausgewählt und wie in der beispielhaften Abbildung 5.1 den verschiedenen Mole-

külfragmenten der Liganden zugewiesen.

[181]

Abb. 5.1 Zuweisung von charge groups (ellipsenförmige Umrandung) und Atomladungen zu den Lig-

andenmolekülen am Beispiel von PEO. Außerdem angegeben sind die Bezeichnungen der Topolo-

gien aus Ref. [181], aus denen die Molekülbausteine übernommen wurden. Die innerhalb der ande-

ren Liganden vorkommenden Methyl- und Methylengruppen, die nicht in direkter Nachbarschaft zu

einem Sauerstoffatom stehen, bilden jeweils eine isolierte charge group mit der Ladung 0.

[112]

aus z. B.

Ethanol (ETHH)

aus z. B.

Trimethoprim (TMP)

5.2 MD-Simulationen

83

5.2.1.3

Lösungsmittel

Das GROMACS-Programmpaket beinhaltet Topologien für alle der verwendeten

Lösungsmittel, die aber im Falle von n-Decan und DMSO unvollständig bzw. veral-

tet sind.

Die Topologie für n-Decan wurde anhand der Vorlage des chemisch ähnlichen

Liganden L00 (Tabelle 3.3) vervollständigt.

In der DMSO-Topologie wurden die Atomladungen, Atommassen und Bindungs-

längen an die Werte von Geerke et al.

[139]

angepasst. Außerdem mussten in der Para-

meterdatei des Kraftfeldes für nichtbindende Wechselwirkungen (ffG45a3nb.itp) die

falsch eingetragenen gemischten Van-der-Waals-Parameter der DMSO-Atome S und

O durch die ursprünglich für das Kraftfeld vorgesehen Werte

[181]

ersetzt werden,

während für die Methylgruppen neuere Einzelparameter von Geerke et al.

[139]

über-

nommen bzw. gemischte Parameter nach der dort angegeben Formel berechnet

wurden.

5.2.2 MD-Parameter

Als Vorbereitung für jede MD-Simulation wurde das jeweilige System einer energeti-

schen Optimierung unterworfen. Diese bestand aus einer Steepest-Descent-Simulation

mit einer maximalen Schrittweite von 0,01 nm und einer Konvergenzschwelle von

10 kJ mol

-1

nm

-1

und einer anschließenden Conjugate-Gradient-Simulation mit einer

maximalen Schrittweite von 0,001 nm und einer Konvergenzschwelle von

1 kJ mol

-1

nm

-1

. Jeder der beiden Durchläufe wurde nach spätestens 1000 Schritten

abgebrochen.

Alle MD-Simulationen wurden unter periodischen Randbedingungen mit einer In-

tegrationsschrittweite von 2 fs nach dem Leapfrog-Verfahren

[182]

durchgeführt. Mit-

hilfe des V-Rescale-Thermostats

[183]

und des Berendsen-Barostats

[184]

wurde die

Temperatur des Systems bei 298,15 K bzw. der Druck bei 1 bar gehalten.

Die Tem-

peraturkopplung an ein unendlich großes Wärmebad wurde für jede der chemischen

Spezies separat mit einer Kopplungskonstanten von 0,1 ps durchgeführt. Für die isotro-

pe Druckkopplung wurden systemspezifische Kopplungskonstanten verwendet, da nur

5 Technischer Teil

84

auf diese Weise die Stabilität der extrem unterschiedlichen Systeme während der MD-

Simulationen gewährleistet werden konnte (reines n-Decan: 1,5 ps; Amylose in n-Decan:

1,2 ps; Wasser-DMSO-Gemische mit und ohne Amylose: 1.0 ps; Liganden mit und oh-

ne Amylose: 0.4 ps).

Die dabei verwendeten isothermen Kompressibilitäten κ

T

sind

Tabelle 5.2

zu entnehmen. Zur Einschränkung aller Bindungslängen und aller Bin-

dungswinkel, an denen Wasserstoffatome beteiligt sind, wurde der LINCS-

Algorithmus

[185]

mit den Standardeinstellungen eingesetzt. Van-der-Waals-Wechsel-

wirkungen der Atome wurden innerhalb eines kugelförmigen Raumes vom Radius

0,8 nm bei jedem Integrationsschritt auf Basis einer Nachbarschaftsliste (neighbor list)

berechnet, welche alle 5 Schritte aktualisiert wurde. Weiter reichende Wechselwirkungen

bis zu einem Radius von 1,4 nm wurden gleichzeitig mit jeder Aktualisierung der Liste

berechnet und in den Zwischenzeiten konstant gehalten. Zur Berücksichtigung der

elektrostatischen Wechselwirkungen wurde die Reaction-Field-Methode mit einem Cut-

off von 0,8 nm verwendet, wobei alle darüber hinausgehenden Interaktionen anhand

einer spezifischen dielektrischen Permittivität gemäß

Tabelle 5.2

berechnet wurden.

Bei den zwei zusätzlichen Simulationen in Wasser und DMSO, die mit einer zum

größten Teil räumlich fixierten Amylosehelix durchgeführt wurden, wurden mithilfe des

GROMACS-Befehls genrestr für alle zu fixierenden Atome drei Kraftkonstanten (jeweils

10000 kJ mol

-1

nm

-2

) für die Bewegung in x-, y- und z-Richtung definiert.

Tabelle 5.2 Auflistung der in den MD-Simulationen verwendeten Werte der dielektrischen Permitti-

vität ε

RF

und der Kompressibilität κ

T

für die Lösungsmittel n-Decan, DMSO, Wasser und deren Mi-

schungen (gekennzeichnet durch den Wasseranteil ω

(H

2

O)

). Die Werte der reinen Solvenzien sind

experimentell bestimmt und stammen aus folgenden Quellen: n-Decan: CRC Handbook of Che-

mistry and Physics

[186]

(ε

RF

), Pena und Tardajos

[178]

(κ

T

); DMSO: Riddick et al.

[187]

; Wasser: Kell

[188]

(κ

T

), Geerke et al.

[139]

(ε

RF

). Die Werte der Gemische wurden als Linearkombinationen dieser Werte

berechnet.

Solvens

ω

(H

2

O)

ε

RF

κ

T

[bar

-1

]

Wasser 100,0 78,5 4,524 · 10

-5

82,8 72,9 4,640 · 10

-5

63,0 66,5 4,774 · 10

-5

46,0 61,0 4,889 · 10

-5

24,4 53,9 5,035 · 10

-5

DMSO 0,0 46,0 5,200 · 10

-5

n-Decan − 1,991 10,940 · 10

-5

5.2 MD-Simulationen

85

5.2.3 Auswertung

Bei der Auswertung wurden im Wesentlichen folgende GROMACS-Befehle ver-

wendet:

Befehl

:

- g_hbond

- g_mindist

- g_bond

- g_angle

- g_rmsdist

- g_energy

- g_lie

- g_sas

ausgegebene

Größen:

Anzahl der Wasserstoffbrückenbindungen

Anzahl der Kontakte zwischen versch. Atomen

Atomabstände

Winkel, speziell Torsionswinkel

RMSD der Atomabstände

kinetische und potenzielle Gesamtenergie, Wechselwir-

kungsenergien, Massendichte, Maße der Simulationsboxen

Schätzwerte der Gibbsenergie

molekulare Oberflächen

Bestimmte molekulare Deskriptoren wurden mit MOE

[162]

berechnet. Hierbei han-

delt es sich um die Van-der-Waals-Volumina von Wasser und DMSO (Deskriptor

vdw_vol) sowie um die molekulare Oberfläche in Abbildung 3.3, welche das lipophile

Potenzial auf Basis des Logarithmus des Octanol-Wasser-Verteilungskoeffizient-

en

[189]

abbildet (Cutoff 1,5 Å).

Für die Visualisierung und Darstellung der Ergebnisse sowie jegliches Bearbeiten

von Graphiken kamen folgende Programme zum Einsatz:

Programm

:

- Symyx Draw

- VMD

- MOE

- HyperSnap

- MS PowerPoint

- MS Excel

- Xmgrace

- SigmaPlot

Verwendung

:

Molekülstrukturen

Visualisierung

Bildbearbeitung

Graphen, Tabellen, Kalkulationen

Graphen

5 Technischer Teil

86

5.2.3.1 MD-Simulation in

n-

Decan

Zur Abschätzung der sich während der Simulation verändernden Helixganghöhe

wurden die Abstände zwischen allen Paaren glycosidischer Sauerstoffatome gemes-

sen, die sich in der idealen Ausgangsstruktur auf einer zur Schraubenachse parallelen

Linie in zueinander benachbarten Helixwindungen befinden. Der angegebene Wert

ist ein über alle Paare gemittelter Trajektorienmittelwert.

Die approximative Berechnung des Helixinnendurchmessers geschah mittels einer

bereits in meiner Masterarbeit entwickelten geometrischen Methode

[117]

, da eine un-

mittelbare Messung nicht möglich war. Hierzu wurde in der idealen Ausgangstruktur

ein gedachtes Dreieck anhand glycosidischer Sauerstoffatome konstruiert, von denen

zwei (A und B) auf derselben Seite und eines (C) auf der gegenüberliegenden Seite

des Helixquerschnitts liegen (Abb. 5.2). In dem darin enthaltenen kleineren recht-

winkligen Dreieck ist der Sinus des Winkels δ, den die Verbindungslinie zwischen A

und B mit der Verbindungslinie a zwischen B und C einschließt, per definitionem das

Verhältnis des Kanaldurchmessers d zur Strecke a. Von dem daraus errechenbaren

Wert für d muss anschließend noch das Doppelte des Van-der-Waals-Radius eines

Sauerstoffatoms (1,4 Å

[190]

) subtrahiert werden, um den tatsächlichen Innendurch-

messer des Helixkanals zu erhalten. Für den Durchmesser ergibt sich somit der Aus-

druck d

=

a

·

sin(δ)

-

2,8 Å. Die Werte von a und δ wurden im Simulationsverlauf ge-

messen und darüber gemittelt, sodass für d ein Näherungswert berechnet werden

konnte.

Abb. 5.2 Prinzip der Bestimmung des Helixdurchmessers. Durch die Konstruktion des vermessba-

ren Dreiecks ABC anhand von drei glycosidischen Sauerstoffatomen (hervorgehoben) und unter

Berücksichtigung des Van-der-Waals-Radius der beteiligten Sauerstoffatome kann der Helixinnen-

durchmesser über den Zusammenhang d

=

a

·

sin(δ)

-

2,8 Å berechnet werden.

5.2 MD-Simulationen

87

5.2.3.2 MD-Simulationen in Wasser-DMSO-Gemischen

Zur zeitabhängigen Auswertung der von g_hbond ausgegebenen Datenreihen der

Zahl intramolekularer H-Brücken wurden diese im Programm Xmgrace mithilfe

gleitender Mittelwerte geglättet, um ihre statistische Variation zu verringern. Dabei

wurde mit Intervallen von 250 ps gearbeitet. Um auch die Daten im Startabschnitt

der Simulation analysieren zu können, wurden im Simulationszeitfenster zwischen 0

und 0,05 ns Intervalle von 10 ps und zwischen 0,05 und 0,125 ns Intervalle von

100 ps verwendet. Beim Ablesen der erhaltenen Mittelwerte bestimmter Simulati-

onszeitpunkte wurden Zwischenwerte zur nächsten ganzen Zahl gerundet. Ein Wert

von 49,5 wurde also beispielsweise als 50 H-Brücken interpretiert.

5.2.3.3 MD-Simulationen der Einschlusskomplexe

Um die Komplexsimulationen anhand der Theorie der Linear Interaction Energy

auswerten zu können, wurden zunächst die durchschnittlichen Interaktionsenergien

der freien Gastmoleküle mit dem jeweiligen Lösungsmittel(-Gemisch) mithilfe von

g_energy ausgegeben. Die erhaltenen Energieterme (Lennard-Jones- und elektrostati-

sche Wechselwirkungen) wurden zusammen mit den jeweiligen Gewichtungsfakto-

ren α und β im Rahmen des Befehls g_lie an GROMACS übergeben, wo automatisch

die Verrechnung mit den entsprechenden Komplexenergien gemäß Formel (3) statt-

fand.

Die explizite Berücksichtigung intramolekularer Wechselwirkungen des Liganden

ist in g_lie nicht vorgesehen. Um die Auswertung nach Formel (6) trotzdem mit die-

sem Befehl durchführen zu können, wurde zunächst manuell eine Komplexbil-

dungsbilanz über die mittleren intramolekularen Wechselwirkungen des Liganden

erstellt (∆

〈

V

vdWl-l

〉 = 〈

V

vdWl-l

〉

komplexiert

 - 〈

V

vdWl-l

〉

frei

,

∆

〈

V

ell-l

〉 = 〈

V

ell-l

〉

komplexiert

 - 〈

V

ell-l

〉

frei

)

und diese von den Lösungsmittel-Wechselwirkungen subtrahiert. Die dabei entste-

henden modifizierten Interaktionsenergien der freien Gastmoleküle mit dem Lö-

sungsmittel wurden dann wiederum an g_lie übergeben.

89

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A-1

Anhang

A.1 Stabilität der Helixkonformation in Wasser-DMSO-

Mischungen bei Verwendung des SPC-Modells

Alle Simulationen der Amylose in Abschnitt 3.2 wurden parallel auch unter Verwen-

dung des SPC-Wassermodells anstelle des SPC/E-Modells durchgeführt, wobei sich

jedoch in qualitativer Hinsicht keine abweichenden Aussagen ergaben. Der Voll-

ständigkeit halber sind nachstehend noch einmal die wesentlichen dabei erhaltenen

Ergebnisse abgebildet.

Abb. A.1 Durchschnittliche Simulationsdauer, nach der sich N

tot

auf Werte von ca. 50

%, 40

% und

30

% des Wertes N

max

der idealen V-Amylosehelix reduziert hat, als Funktion der Lösungsmittelzu-

sammensetzung

-100102030405060708090100110

0,0

1,0

2,0

3,0

4,0

5,0

6,0

7,0

-10 0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110

ω

ωω

ω

DMSO

[%]

Simulationszeit

τ

sim

[ns]

ω

ωω

ω

Wasser

[%]

50 %

40 %

30 %

N

tot

/N

max

≈

Anhang

A-2

Abb. A.2 Reduktion von N

tot

in einer Simulationszeit τ

sim

von 100 ns in Wasser und DMSO

Abb. A.3 Durchschnittliche Zahl der Interturn- und Intraturn-H-Brücken nach einer Simulationszeit

von 25 ns versus ω

Wasser

0 20 40 60 80 100

τ

sim [ns]

0

20

40

60

80

100

N

tot

DMSO

water

A.2 Topologien

A-3

A.2 Topologien

A.2.1 Amylose

Die Topologie der Amylose ist aus Platzgründen verkürzt dargestellt. Angegeben

sind die Parameter der drei jeweils letzten Glucoseeinheiten an beiden Kettenenden.

; Topologie fuer Amylose

;

; Kette aus 55 Glucopyranose-Ringen

;

; Total Charge = 0

;

; Die Parameter wurden nach Vorlage von [1] erstellt.

;

; [1] Lins, Hünenberger; J. Comput. Chem. 26: 1400-1412, 2005

;

; 2008/03/25 mtusch

; DEFINITIONS

; bonds b_0 k_b

#define glc_b_cc 0.152 5.43E+06

#define glc_b_co 0.1435 6.43E+06

#define glc_b_oh 0.1 1.57E+07

; angles th_0 k_th

#define glc_a_ccc 109.5 285

#define glc_a_cco 109.5 320

#define glc_a_oco 109.5 320

#define glc_a_coc 109.5 380

#define glc_a_coh 109.5 450

; improper q0 cq

; glc_imp 35.26439 0.102 (180/pi)² 3282;80635

#define glc_imp 35.26439 334.84625

[ moleculetype ]

; Name nrexcl

GLC 3

[ atoms ]

; nr type resnr resid atom cgnr charge mass

1 H 1 GLC H1 1 0.4100 1.0080

2 OA 1 GLC O1 1 -0.5380 15.9994

3 CH1 1 GLC C1 1 0.2320 13.0190

4 OA 1 GLC O5 1 -0.4800 15.9994

5 CH1 1 GLC C5 1 0.3760 13.0190

6 CH2 1 GLC C6 2 0.2320 14.0270

7 OA 1 GLC O6 2 -0.6420 15.9994

8 H 1 GLC H6 2 0.4100 1.0080

9 CH1 1 GLC C2 3 0.2320 13.0190

10 OA 1 GLC O2 3 -0.6420 15.9994

11 H 1 GLC H2 3 0.4100 1.0080

12 CH1 1 GLC C3 4 0.2320 13.0190

13 OA 1 GLC O3 4 -0.6420 15.9994

14 H 1 GLC H3 4 0.4100 1.0080

15 CH1 1 GLC C4 5 0.2320 13.0190

Anhang

A-4

16 OA 1 GLC O4 5 -0.3600 15.9994

17 CH1 2 GLC C1 5 0.2320 13.0190

18 OA 2 GLC O5 5 -0.4800 15.9994

19 CH1 2 GLC C5 5 0.3760 13.0190

20 CH2 2 GLC C6 6 0.2320 14.0270

21 OA 2 GLC O6 6 -0.6420 15.9994

22 H 2 GLC H6 6 0.4100 1.0080

23 CH1 2 GLC C2 7 0.2320 13.0190

24 OA 2 GLC O2 7 -0.6420 15.9994

25 H 2 GLC H2 7 0.4100 1.0080

26 CH1 2 GLC C3 8 0.2320 13.0190

27 OA 2 GLC O3 8 -0.6420 15.9994

28 H 2 GLC H3 8 0.4100 1.0080

29 CH1 2 GLC C4 9 0.2320 13.0190

30 OA 2 GLC O4 9 -0.3600 15.9994

31 CH1 3 GLC C1 9 0.2320 13.0190

32 OA 3 GLC O5 9 -0.4800 15.9994

33 CH1 3 GLC C5 9 0.3760 13.0190

34 CH2 3 GLC C6 10 0.2320 14.0270

35 OA 3 GLC O6 10 -0.6420 15.9994

36 H 3 GLC H6 10 0.4100 1.0080

37 CH1 3 GLC C2 11 0.2320 13.0190

38 OA 3 GLC O2 11 -0.6420 15.9994

39 H 3 GLC H2 11 0.4100 1.0080

40 CH1 3 GLC C3 12 0.2320 13.0190

41 OA 3 GLC O3 12 -0.6420 15.9994

42 H 3 GLC H3 12 0.4100 1.0080

43 CH1 3 GLC C4 13 0.2320 13.0190

44 OA 3 GLC O4 13 -0.3600 15.9994

45 CH1 4 GLC C1 13 0.2320 13.0190

. . . . . . . .

730 OA 52 GLC O4 209 -0.3600 15.9994

731 CH1 53 GLC C1 209 0.2320 13.0190

732 OA 53 GLC O5 209 -0.4800 15.9994

733 CH1 53 GLC C5 209 0.3760 13.0190

734 CH2 53 GLC C6 210 0.2320 14.0270

735 OA 53 GLC O6 210 -0.6420 15.9994

736 H 53 GLC H6 210 0.4100 1.0080

737 CH1 53 GLC C2 211 0.2320 13.0190

738 OA 53 GLC O2 211 -0.6420 15.9994

739 H 53 GLC H2 211 0.4100 1.0080

740 CH1 53 GLC C3 212 0.2320 13.0190

741 OA 53 GLC O3 212 -0.6420 15.9994

742 H 53 GLC H3 212 0.4100 1.0080

743 CH1 53 GLC C4 213 0.2320 13.0190

744 OA 53 GLC O4 213 -0.3600 15.9994

745 CH1 54 GLC C1 213 0.2320 13.0190

746 OA 54 GLC O5 213 -0.4800 15.9994

747 CH1 54 GLC C5 213 0.3760 13.0190

748 CH2 54 GLC C6 214 0.2320 14.0270

749 OA 54 GLC O6 214 -0.6420 15.9994

750 H 54 GLC H6 214 0.4100 1.0080

751 CH1 54 GLC C2 215 0.2320 13.0190

752 OA 54 GLC O2 215 -0.6420 15.9994

753 H 54 GLC H2 215 0.4100 1.0080

754 CH1 54 GLC C3 216 0.2320 13.0190

755 OA 54 GLC O3 216 -0.6420 15.9994

756 H 54 GLC H3 216 0.4100 1.0080

757 CH1 54 GLC C4 217 0.2320 13.0190

758 OA 54 GLC O4 217 -0.3600 15.9994

759 CH1 55 GLC C1 217 0.2320 13.0190

760 OA 55 GLC O5 217 -0.4800 15.9994

761 CH1 55 GLC C5 217 0.3760 13.0190

762 CH2 55 GLC C6 218 0.2320 14.0270

763 OA 55 GLC O6 218 -0.6420 15.9994

764 H 55 GLC H6 218 0.4100 1.0080

765 CH1 55 GLC C2 219 0.2320 13.0190

A.2 Topologien

A-5

766 OA 55 GLC O2 219 -0.6420 15.9994

767 H 55 GLC H2 219 0.4100 1.0080

768 CH1 55 GLC C3 220 0.2320 13.0190

769 OA 55 GLC O3 220 -0.6420 15.9994

770 H 55 GLC H3 220 0.4100 1.0080

771 CH1 55 GLC C4 221 0.2320 13.0190

772 OA 55 GLC O4 221 -0.6420 15.9994

773 H 55 GLC H4 221 0.4100 1.0080

; total Charge 0.0000000

[ bonds ]

; ai aj fu c0; c1; ...

; residue

1 2 2 glc_b_oh ; H1 O1

2 3 2 glc_b_co ; O1 C1

3 4 2 glc_b_co ; C1 O5

4 5 2 glc_b_co ; O5 C5

5 6 2 glc_b_cc ; C5 C6

6 7 2 glc_b_co ; C6 O6

7 8 2 glc_b_oh ; O6 H6

9 3 2 glc_b_cc ; C2 C1

9 10 2 glc_b_co ; C2 O2

10 11 2 glc_b_oh ; O2 H2

12 9 2 glc_b_cc ; C3 C2

12 13 2 glc_b_co ; C3 O3

13 14 2 glc_b_oh ; O3 H3

15 5 2 glc_b_cc ; C4 C5

15 12 2 glc_b_cc ; C4 C3

16 15 2 glc_b_co ; O4 C4

;connection

16 17 2 glc_b_co ; O4 C1

; residue

17 18 2 glc_b_co ; C1 O5

18 19 2 glc_b_co ; O5 C5

19 20 2 glc_b_cc ; C5 C6

20 21 2 glc_b_co ; C6 O6

21 22 2 glc_b_oh ; O6 H6

23 17 2 glc_b_cc ; C2 C1

23 24 2 glc_b_co ; C2 O2

24 25 2 glc_b_oh ; O2 H2

26 23 2 glc_b_cc ; C3 C2

26 27 2 glc_b_co ; C3 O3

27 28 2 glc_b_oh ; O3 H3

29 19 2 glc_b_cc ; C4 C5

29 26 2 glc_b_cc ; C4 C3

30 29 2 glc_b_co ; O4 C4

;connection

30 31 2 glc_b_co ; O4 C1

; residue

31 32 2 glc_b_co ; C1 O5

32 33 2 glc_b_co ; O5 C5

33 34 2 glc_b_cc ; C5 C6

34 35 2 glc_b_co ; C6 O6

35 36 2 glc_b_oh ; O6 H6

37 31 2 glc_b_cc ; C2 C1

37 38 2 glc_b_co ; C2 O2

38 39 2 glc_b_oh ; O2 H2

40 37 2 glc_b_cc ; C3 C2

40 41 2 glc_b_co ; C3 O3

41 42 2 glc_b_oh ; O3 H3

43 33 2 glc_b_cc ; C4 C5

43 40 2 glc_b_cc ; C4 C3

44 43 2 glc_b_co ; O4 C4

;connection

44 45 2 glc_b_co ; O4 C1

. . . .

Anhang

A-6

. . . .

730 731 2 glc_b_co ; O4 C1

; residue

731 732 2 glc_b_co ; C1 O5

732 733 2 glc_b_co ; O5 C5

733 734 2 glc_b_cc ; C5 C6

734 735 2 glc_b_co ; C6 O6

735 736 2 glc_b_oh ; O6 H6

737 731 2 glc_b_cc ; C2 C1

737 738 2 glc_b_co ; C2 O2

738 739 2 glc_b_oh ; O2 H2

740 737 2 glc_b_cc ; C3 C2

740 741 2 glc_b_co ; C3 O3

741 742 2 glc_b_oh ; O3 H3

743 733 2 glc_b_cc ; C4 C5

743 740 2 glc_b_cc ; C4 C3

744 743 2 glc_b_co ; O4 C4

;connection

744 745 2 glc_b_co ; O4 C1

; residue

745 746 2 glc_b_co ; C1 O5

746 747 2 glc_b_co ; O5 C5

747 748 2 glc_b_cc ; C5 C6

748 749 2 glc_b_co ; C6 O6

749 750 2 glc_b_oh ; O6 H6

751 745 2 glc_b_cc ; C2 C1

751 752 2 glc_b_co ; C2 O2

752 753 2 glc_b_oh ; O2 H2

754 751 2 glc_b_cc ; C3 C2

754 755 2 glc_b_co ; C3 O3

755 756 2 glc_b_oh ; O3 H3

757 747 2 glc_b_cc ; C4 C5

757 754 2 glc_b_cc ; C4 C3

758 757 2 glc_b_co ; O4 C4

;connection

758 759 2 glc_b_co ; O4 C1

; residue

759 760 2 glc_b_co ; C1 O5

760 761 2 glc_b_co ; O5 C5

761 762 2 glc_b_cc ; C5 C6

762 763 2 glc_b_co ; C6 O6

763 764 2 glc_b_oh ; O6 H6

765 759 2 glc_b_cc ; C2 C1

765 766 2 glc_b_co ; C2 O2

766 767 2 glc_b_oh ; O2 H2

768 765 2 glc_b_cc ; C3 C2

768 769 2 glc_b_co ; C3 O3

769 770 2 glc_b_oh ; O3 H3

771 761 2 glc_b_cc ; C4 C5

771 768 2 glc_b_cc ; C4 C3

772 771 2 glc_b_co ; O4 C4

772 773 2 glc_b_oh ; O4 H4

[ pairs ]

; ai aj fu c0; c1; ...

; residue

1 4 1 ; H1 O5

1 9 1 ; H1 C2

2 5 1 ; O1 C5

2 10 1 ; O1 O2

2 12 1 ; O1 C3

A.2 Topologien

A-7

3 6 1 ; C1 C6

4 7 1 ; O5 O6

5 8 1 ; C5 H6

9 5 1 ; C2 C5

10 4 1 ; O2 O5

11 3 1 ; H2 C1

12 4 1 ; C3 O5

12 6 1 ; C3 C6

12 11 1 ; C3 H2

13 3 1 ; O3 C1

13 5 1 ; O3 C5

13 10 1 ; O3 O2

14 9 1 ; H3 C2

15 3 1 ; C4 C1

15 7 1 ; C4 O6

15 10 1 ; C4 O2

15 14 1 ; C4 H3

16 4 1 ; O4 O5

16 6 1 ; O4 C6

16 9 1 ; O4 C2

16 13 1 ; O4 O3

;connection

5 17 1 ; C5 C1+

12 17 1 ; C3 C1+

15 18 1 ; C4 O5+

15 23 1 ; C4 C2+

16 19 1 ; O4 C5+

16 24 1 ; O4 O2+

16 26 1 ; O4 C3+

; residue

17 20 1 ; C1 C6

18 21 1 ; O5 O6

19 22 1 ; C5 H6

23 19 1 ; C2 C5

24 18 1 ; O2 O5

25 17 1 ; H2 C1

26 18 1 ; C3 O5

26 20 1 ; C3 C6

26 25 1 ; C3 H2

27 17 1 ; O3 C1

27 19 1 ; O3 C5

27 24 1 ; O3 O2

28 23 1 ; H3 C2

29 17 1 ; C4 C1

29 21 1 ; C4 O6

29 24 1 ; C4 O2

29 28 1 ; C4 H3

30 18 1 ; O4 O5

30 20 1 ; O4 C6

30 23 1 ; O4 C2

30 27 1 ; O4 O3

;connection

19 31 1 ; C5 C1+

26 31 1 ; C3 C1+

29 32 1 ; C4 O5+

29 37 1 ; C4 C2+

30 33 1 ; O4 C5+

30 38 1 ; O4 O2+

30 40 1 ; O4 C3+

; residue

31 34 1 ; C1 C6

32 35 1 ; O5 O6

33 36 1 ; C5 H6

37 33 1 ; C2 C5

38 32 1 ; O2 O5

39 31 1 ; H2 C1

40 32 1 ; C3 O5

Anhang

A-8

40 34 1 ; C3 C6

40 39 1 ; C3 H2

41 31 1 ; O3 C1

41 33 1 ; O3 C5

41 38 1 ; O3 O2

42 37 1 ; H3 C2

43 31 1 ; C4 C1

43 35 1 ; C4 O6

43 38 1 ; C4 O2

43 42 1 ; C4 H3

44 32 1 ; O4 O5

44 34 1 ; O4 C6

44 37 1 ; O4 C2

44 41 1 ; O4 O3

;connection

33 45 1 ; C5 C1+

40 45 1 ; C3 C1+

43 46 1 ; C4 O5+

43 51 1 ; C4 C2+

44 47 1 ; O4 C5+

44 52 1 ; O4 O2+

44 54 1 ; O4 C3+

. . .

;connection

737 731 730 2 glc_a_cco ; C2+ C1+ O4

732 731 730 2 glc_a_oco ; O5+ C1+ O4

731 730 729 2 glc_a_coc ; C1+ O4 C4

;residue

731 732 733 2 glc_a_coc ; C1 O5 C5

732 733 734 2 glc_a_cco ; O5 C5 C6

733 734 735 2 glc_a_cco ; C5 C6 O6

734 735 736 2 glc_a_coh ; C6 O6 H6

737 731 732 2 glc_a_cco ; C2 C1 O5

737 738 739 2 glc_a_coh ; C2 O2 H2

738 737 731 2 glc_a_cco ; O2 C2 C1

740 737 731 2 glc_a_ccc ; C3 C2 C1

740 737 738 2 glc_a_cco ; C3 C2 O2

740 741 742 2 glc_a_coh ; C3 O3 H3

740 743 733 2 glc_a_ccc ; C3 C4 C5

741 740 737 2 glc_a_cco ; O3 C3 C2

743 733 732 2 glc_a_cco ; C4 C5 O5

743 733 734 2 glc_a_ccc ; C4 C5 C6

743 740 737 2 glc_a_ccc ; C4 C3 C2

743 740 741 2 glc_a_cco ; C4 C3 O3

744 743 733 2 glc_a_cco ; O4 C4 C5

744 743 740 2 glc_a_cco ; O4 C4 C3

;connection

751 745 744 2 glc_a_cco ; C2+ C1+ O4

746 745 744 2 glc_a_oco ; O5+ C1+ O4

745 744 743 2 glc_a_coc ; C1+ O4 C4

;residue

745 746 747 2 glc_a_coc ; C1 O5 C5

746 747 748 2 glc_a_cco ; O5 C5 C6

747 748 749 2 glc_a_cco ; C5 C6 O6

748 749 750 2 glc_a_coh ; C6 O6 H6

751 745 746 2 glc_a_cco ; C2 C1 O5

751 752 753 2 glc_a_coh ; C2 O2 H2

752 751 745 2 glc_a_cco ; O2 C2 C1

754 751 745 2 glc_a_ccc ; C3 C2 C1

754 751 752 2 glc_a_cco ; C3 C2 O2

754 755 756 2 glc_a_coh ; C3 O3 H3

754 757 747 2 glc_a_ccc ; C3 C4 C5

755 754 751 2 glc_a_cco ; O3 C3 C2

A.2 Topologien

A-9

757 747 746 2 glc_a_cco ; C4 C5 O5

757 747 748 2 glc_a_ccc ; C4 C5 C6

757 754 751 2 glc_a_ccc ; C4 C3 C2

757 754 755 2 glc_a_cco ; C4 C3 O3

758 757 747 2 glc_a_cco ; O4 C4 C5

758 757 754 2 glc_a_cco ; O4 C4 C3

;connection

765 759 758 2 glc_a_cco ; C2+ C1+ O4

760 759 758 2 glc_a_oco ; O5+ C1+ O4

759 758 757 2 glc_a_coc ; C1+ O4 C4

;residue

759 760 761 2 glc_a_coc ; C1 O5 C5

760 761 762 2 glc_a_cco ; O5 C5 C6

761 762 763 2 glc_a_cco ; C5 C6 O6

762 763 764 2 glc_a_coh ; C6 O6 H6

765 759 760 2 glc_a_cco ; C2 C1 O5

765 766 767 2 glc_a_coh ; C2 O2 H2

766 765 759 2 glc_a_cco ; O2 C2 C1

768 765 759 2 glc_a_ccc ; C3 C2 C1

768 765 766 2 glc_a_cco ; C3 C2 O2

768 769 770 2 glc_a_coh ; C3 O3 H3

768 771 761 2 glc_a_ccc ; C3 C4 C5

769 768 765 2 glc_a_cco ; O3 C3 C2

771 761 760 2 glc_a_cco ; C4 C5 O5

771 761 762 2 glc_a_ccc ; C4 C5 C6

771 768 765 2 glc_a_ccc ; C4 C3 C2

771 768 769 2 glc_a_cco ; C4 C3 O3

772 771 761 2 glc_a_cco ; O4 C4 C5

772 771 768 2 glc_a_cco ; O4 C4 C3

771 772 773 2 glc_a_coh ; C4 O4 H4

[ dihedrals ]

; improper

; ai aj ak al fu c0; c1

;residue

3 4 2 9 2 glc_imp ; imp C1 O5

9 10 12 3 2 glc_imp ; imp C2 O2

12 13 9 15 2 glc_imp ; imp C3 O3

15 12 16 5 2 glc_imp ; imp C4 C3

5 4 6 15 2 glc_imp ; imp C5 O5

;connection

17 18 16 23 2 glc_imp ; imp C1+ O5+

;residue

23 24 26 17 2 glc_imp ; imp C2 O2

26 27 23 29 2 glc_imp ; imp C3 O3

29 26 30 19 2 glc_imp ; imp C4 C3

19 18 20 29 2 glc_imp ; imp C5 O5

;connection

31 32 30 37 2 glc_imp ; imp C1+ O5+

;residue

37 38 40 31 2 glc_imp ; imp C2 O2

40 41 37 43 2 glc_imp ; imp C3 O3

43 40 44 33 2 glc_imp ; imp C4 C3

33 32 34 43 2 glc_imp ; imp C5 O5

;connection

45 46 44 51 2 glc_imp ; imp C1+ O5+

. . . . . .

;connection

731 732 730 737 2 glc_imp ; imp C1+ O5+

Anhang

A-10

;residue

737 738 740 731 2 glc_imp ; imp C2 O2

740 741 737 743 2 glc_imp ; imp C3 O3

743 740 744 733 2 glc_imp ; imp C4 C3

733 732 734 743 2 glc_imp ; imp C5 O5

;connection

745 746 744 751 2 glc_imp ; imp C1+ O5+

;residue

751 752 754 745 2 glc_imp ; imp C2 O2

754 755 751 757 2 glc_imp ; imp C3 O3

757 754 758 747 2 glc_imp ; imp C4 C3

747 746 748 757 2 glc_imp ; imp C5 O5

;connection

759 760 758 765 2 glc_imp ; imp C1+ O5+

;residue

765 766 768 759 2 glc_imp ; imp C2 O2

768 769 765 771 2 glc_imp ; imp C3 O3

771 768 772 761 2 glc_imp ; imp C4 C3

761 760 762 771 2 glc_imp ; imp C5 O5

; proper

;residue

4 3 2 1 1 0 3.650 3 ; dih O5–C1–O1–H1

4 3 2 1 1 180 9.450 1 ; dih O5–C1–O1–H1

9 3 4 5 1 0 3.770 3 ; dih C2–C1–O5–C5

15 5 4 3 1 0 3.770 3 ; dih C4–C5–O5–C1

3 9 12 15 1 0 5.920 3 ; dih C1–C2–C3–C4

9 12 15 5 1 0 5.920 3 ; dih C2–C3–C4–C5

12 9 3 4 1 0 5.920 3 ; dih C3–C2–C1–O5

12 15 5 4 1 0 5.920 3 ; dih C3–C4–C5–O5

10 9 12 13 1 0 2.090 2 ; dih O2–C2–C3–O3

13 12 15 16 1 0 2.090 2 ; dih O3–C3–C4–O4

15 12 9 10 1 0 0.418 2 ; dih C4–C3–C2–O2

3 9 12 13 1 0 0.418 2 ; dih C1–C2–C3–O3

5 15 12 13 1 0 0.418 2 ; dih C5–C4–C3–O3

9 12 15 16 1 0 0.418 2 ; dih C2–C3–C4–O4

6 5 15 16 1 0 0.418 2 ; dih C6–C5–C4–O4

12 9 3 4 1 0 0.418 2 ; dih C3–C2–C1–O5

12 15 5 4 1 0 0.418 2 ; dih C3–C4–C5–O5

4 5 6 7 1 0 9.500 3 ; dih O5–C5–C6–O6_a(w˜)

4 5 6 7 1 180 9.350 1 ; dih O5–C5–C6–O6_a(w˜)

3 9 10 11 1 0 3.900 3 ; dih C1–C2–O2–H2_(x2)

9 12 13 14 1 0 3.900 3 ; dih C2–C3–O3–H3_(x3)

5 6 7 8 1 0 3.900 3 ; dih C5–C6–O6–H6_(x6)

;connection

12 15 16 17 1 0 3.900 3 ; dih C3–C4–O4–C1* C3–C4–O4–H4_(x4)

16 17 23 24 1 0 2.090 2 ; dih O4 –C1*–C2*–O2* O1–C1–C2–O2

26 23 17 16 1 0 0.418 2 ; dih C3*–C2*–C1*–O4 C3–C2–C1–O1

18 17 16 15 1 0 3.650 3 ; dih O5*–C1*–O4 –C4 O5–C1–O1–H1;C_c_(p)

18 17 16 15 1 180 9.450 1 ; dih O5*–C1*–O4 –C4 O5–C1–O1–H1;C_c_(p)

;residue

23 17 18 19 1 0 3.770 3 ; dih C2–C1–O5–C5

29 19 18 17 1 0 3.770 3 ; dih C4–C5–O5–C1

17 23 26 29 1 0 5.920 3 ; dih C1–C2–C3–C4

23 26 29 19 1 0 5.920 3 ; dih C2–C3–C4–C5

26 23 17 18 1 0 5.920 3 ; dih C3–C2–C1–O5

26 29 19 18 1 0 5.920 3 ; dih C3–C4–C5–O5

24 23 26 27 1 0 2.090 2 ; dih O2–C2–C3–O3

27 26 29 30 1 0 2.090 2 ; dih O3–C3–C4–O4

29 26 23 24 1 0 0.418 2 ; dih C4–C3–C2–O2

17 23 26 27 1 0 0.418 2 ; dih C1–C2–C3–O3

19 29 26 27 1 0 0.418 2 ; dih C5–C4–C3–O3

23 26 29 30 1 0 0.418 2 ; dih C2–C3–C4–O4

20 19 29 30 1 0 0.418 2 ; dih C6–C5–C4–O4

A.2 Topologien

A-11

26 23 17 18 1 0 0.418 2 ; dih C3–C2–C1–O5

26 29 19 18 1 0 0.418 2 ; dih C3–C4–C5–O5

18 19 20 21 1 0 9.500 3 ; dih O5–C5–C6–O6_a(w˜)

18 19 20 21 1 180 9.350 1 ; dih O5–C5–C6–O6_a(w˜)

17 23 24 25 1 0 3.900 3 ; dih C1–C2–O2–H2_(x2)

23 26 27 28 1 0 3.900 3 ; dih C2–C3–O3–H3_(x3)

19 20 21 22 1 0 3.900 3 ; dih C5–C6–O6–H6_(x6)

;connection

26 29 30 31 1 0 3.900 3 ; dih C3 –C4 –O4 –C1*

30 31 37 38 1 0 2.090 2 ; dih O4 –C1*–C2*–O2*

40 37 31 30 1 0 0.418 2 ; dih C3*–C2*–C1*–O4

32 31 30 29 1 0 3.650 3 ; dih O5*–C1*–O4 –C4

32 31 30 29 1 180 9.450 1 ; dih O5*–C1*–O4 –C4

;residue

37 31 32 33 1 0 3.770 3 ; dih C2–C1–O5–C5

43 33 32 31 1 0 3.770 3 ; dih C4–C5–O5–C1

31 37 40 43 1 0 5.920 3 ; dih C1–C2–C3–C4

37 40 43 33 1 0 5.920 3 ; dih C2–C3–C4–C5

40 37 31 32 1 0 5.920 3 ; dih C3–C2–C1–O5

40 43 33 32 1 0 5.920 3 ; dih C3–C4–C5–O5

38 37 40 41 1 0 2.090 2 ; dih O2–C2–C3–O3

41 40 43 44 1 0 2.090 2 ; dih O3–C3–C4–O4

43 40 37 38 1 0 0.418 2 ; dih C4–C3–C2–O2

31 37 40 41 1 0 0.418 2 ; dih C1–C2–C3–O3

33 43 40 41 1 0 0.418 2 ; dih C5–C4–C3–O3

37 40 43 44 1 0 0.418 2 ; dih C2–C3–C4–O4

34 33 43 44 1 0 0.418 2 ; dih C6–C5–C4–O4

40 37 31 32 1 0 0.418 2 ; dih C3–C2–C1–O5

40 43 33 32 1 0 0.418 2 ; dih C3–C4–C5–O5

32 33 34 35 1 0 9.500 3 ; dih O5–C5–C6–O6_a(w˜)

32 33 34 35 1 180 9.350 1 ; dih O5–C5–C6–O6_a(w˜)

31 37 38 39 1 0 3.900 3 ; dih C1–C2–O2–H2_(x2)

37 40 41 42 1 0 3.900 3 ; dih C2–C3–O3–H3_(x3)

33 34 35 36 1 0 3.900 3 ; dih C5–C6–O6–H6_(x6)

;connection

40 43 44 45 1 0 3.900 3 ; dih C3 –C4 –O4 –C1*

44 45 51 52 1 0 2.090 2 ; dih O4 –C1*–C2*–O2*

54 51 45 44 1 0 0.418 2 ; dih C3*–C2*–C1*–O4

46 45 44 43 1 0 3.650 3 ; dih O5*–C1*–O4 –C4

46 45 44 43 1 180 9.450 1 ; dih O5*–C1*–O4 –C4

. . . . . . . .

;connection

726 729 730 731 1 0 3.900 3 ; dih C3 –C4 –O4 –C1*

730 731 737 738 1 0 2.090 2 ; dih O4 –C1*–C2*–O2*

740 737 731 730 1 0 0.418 2 ; dih C3*–C2*–C1*–O4

732 731 730 729 1 0 3.650 3 ; dih O5*–C1*–O4 –C4

732 731 730 729 1 180 9.450 1 ; dih O5*–C1*–O4 –C4

;residue

737 731 732 733 1 0 3.770 3 ; dih C2–C1–O5–C5

743 733 732 731 1 0 3.770 3 ; dih C4–C5–O5–C1

731 737 740 743 1 0 5.920 3 ; dih C1–C2–C3–C4

737 740 743 733 1 0 5.920 3 ; dih C2–C3–C4–C5

740 737 731 732 1 0 5.920 3 ; dih C3–C2–C1–O5

740 743 733 732 1 0 5.920 3 ; dih C3–C4–C5–O5

738 737 740 741 1 0 2.090 2 ; dih O2–C2–C3–O3

741 740 743 744 1 0 2.090 2 ; dih O3–C3–C4–O4

743 740 737 738 1 0 0.418 2 ; dih C4–C3–C2–O2

731 737 740 741 1 0 0.418 2 ; dih C1–C2–C3–O3

733 743 740 741 1 0 0.418 2 ; dih C5–C4–C3–O3

737 740 743 744 1 0 0.418 2 ; dih C2–C3–C4–O4

734 733 743 744 1 0 0.418 2 ; dih C6–C5–C4–O4

740 737 731 732 1 0 0.418 2 ; dih C3–C2–C1–O5

740 743 733 732 1 0 0.418 2 ; dih C3–C4–C5–O5

Anhang

A-12

732 733 734 735 1 0 9.500 3 ; dih O5–C5–C6–O6_a(w˜)

732 733 734 735 1 180 9.350 1 ; dih O5–C5–C6–O6_a(w˜)

731 737 738 739 1 0 3.900 3 ; dih C1–C2–O2–H2_(x2)

737 740 741 742 1 0 3.900 3 ; dih C2–C3–O3–H3_(x3)

733 734 735 736 1 0 3.900 3 ; dih C5–C6–O6–H6_(x6)

;connection

740 743 744 745 1 0 3.900 3 ; dih C3 –C4 –O4 –C1*

744 745 751 752 1 0 2.090 2 ; dih O4 –C1*–C2*–O2*

754 751 745 744 1 0 0.418 2 ; dih C3*–C2*–C1*–O4

746 745 744 743 1 0 3.650 3 ; dih O5*–C1*–O4 –C4

746 745 744 743 1 180 9.450 1 ; dih O5*–C1*–O4 –C4

;residue

751 745 746 747 1 0 3.770 3 ; dih C2–C1–O5–C5

757 747 746 745 1 0 3.770 3 ; dih C4–C5–O5–C1

745 751 754 757 1 0 5.920 3 ; dih C1–C2–C3–C4

751 754 757 747 1 0 5.920 3 ; dih C2–C3–C4–C5

754 751 745 746 1 0 5.920 3 ; dih C3–C2–C1–O5

754 757 747 746 1 0 5.920 3 ; dih C3–C4–C5–O5

752 751 754 755 1 0 2.090 2 ; dih O2–C2–C3–O3

755 754 757 758 1 0 2.090 2 ; dih O3–C3–C4–O4

757 754 751 752 1 0 0.418 2 ; dih C4–C3–C2–O2

745 751 754 755 1 0 0.418 2 ; dih C1–C2–C3–O3

747 757 754 755 1 0 0.418 2 ; dih C5–C4–C3–O3

751 754 757 758 1 0 0.418 2 ; dih C2–C3–C4–O4

748 747 757 758 1 0 0.418 2 ; dih C6–C5–C4–O4

754 751 745 746 1 0 0.418 2 ; dih C3–C2–C1–O5

754 757 747 746 1 0 0.418 2 ; dih C3–C4–C5–O5

746 747 748 749 1 0 9.500 3 ; dih O5–C5–C6–O6_a(w˜)

746 747 748 749 1 180 9.350 1 ; dih O5–C5–C6–O6_a(w˜)

745 751 752 753 1 0 3.900 3 ; dih C1–C2–O2–H2_(x2)

751 754 755 756 1 0 3.900 3 ; dih C2–C3–O3–H3_(x3)

747 748 749 750 1 0 3.900 3 ; dih C5–C6–O6–H6_(x6)

;connection

754 757 758 759 1 0 3.900 3 ; dih C3 –C4 –O4 –C1*

758 759 765 766 1 0 2.090 2 ; dih O4 –C1*–C2*–O2*

768 765 759 758 1 0 0.418 2 ; dih C3*–C2*–C1*–O4

760 759 758 757 1 0 3.650 3 ; dih O5*–C1*–O4 –C4

760 759 758 757 1 180 9.450 1 ; dih O5*–C1*–O4 –C4

;residue

765 759 760 761 1 0 3.770 3 ; dih C2–C1–O5–C5

771 761 760 759 1 0 3.770 3 ; dih C4–C5–O5–C1

759 765 768 771 1 0 5.920 3 ; dih C1–C2–C3–C4

765 768 771 761 1 0 5.920 3 ; dih C2–C3–C4–C5

768 765 759 760 1 0 5.920 3 ; dih C3–C2–C1–O5

768 771 761 760 1 0 5.920 3 ; dih C3–C4–C5–O5

766 765 768 769 1 0 2.090 2 ; dih O2–C2–C3–O3

769 768 771 772 1 0 2.090 2 ; dih O3–C3–C4–O4

771 768 765 766 1 0 0.418 2 ; dih C4–C3–C2–O2

759 765 768 769 1 0 0.418 2 ; dih C1–C2–C3–O3

761 771 768 769 1 0 0.418 2 ; dih C5–C4–C3–O3

765 768 771 772 1 0 0.418 2 ; dih C2–C3–C4–O4

762 761 771 772 1 0 0.418 2 ; dih C6–C5–C4–O4

768 765 759 760 1 0 0.418 2 ; dih C3–C2–C1–O5

768 771 761 760 1 0 0.418 2 ; dih C3–C4–C5–O5

760 761 762 763 1 0 9.500 3 ; dih O5–C5–C6–O6_a(w˜)

760 761 762 763 1 180 9.350 1 ; dih O5–C5–C6–O6_a(w˜)

759 765 766 767 1 0 3.900 3 ; dih C1–C2–O2–H2_(x2)

765 768 769 770 1 0 3.900 3 ; dih C2–C3–O3–H3_(x3)

761 762 763 764 1 0 3.900 3 ; dih C5–C6–O6–H6_(x6)

768 771 772 773 1 0 3.900 3 ; dih C3 –C4 –O4 –H4

A.2 Topologien

A-13

A.2.2 Gastmoleküle

Aus Platzgründen sind hier nur die Topologien einiger beispielhafter Liganden ange-

geben. Die Parametrisierung der übrigen Gastmoleküle lässt sich daraus ableiten.

A.2.2.1 Ligand00

[ moleculetype ]

; Name nrexcl

MOL 3

[ atoms ]

; nr type resnr resid atom cgnr charge mass

1 CH3 1 MOL CAB 1 0.000 15.0350

2 CH2 1 MOL CAA 2 0.000 14.0270

3 CH2 1 MOL CAC 3 0.000 14.0270

4 CH2 1 MOL CAD 4 0.000 14.0270

5 CH2 1 MOL CAE 5 0.000 14.0270

6 CH2 1 MOL CAF 6 0.000 14.0270

7 CH2 1 MOL CAG 7 0.000 14.0270

8 CH2 1 MOL CAH 8 0.000 14.0270

9 CH2 1 MOL CAI 9 0.000 14.0270

10 CH2 1 MOL CAJ 10 0.000 14.0270

11 CH2 1 MOL CAK 11 0.000 14.0270

12 CH2 1 MOL CAL 12 0.000 14.0270

13 CH2 1 MOL CAM 13 0.000 14.0270

14 CH2 1 MOL CAN 14 0.000 14.0270

15 CH2 1 MOL CAO 15 0.000 14.0270

16 CH2 1 MOL CAP 16 0.000 14.0270

17 CH2 1 MOL CAQ 17 0.000 14.0270

18 CH2 1 MOL CAR 18 0.000 14.0270

19 CH2 1 MOL CAS 19 0.000 14.0270

20 CH2 1 MOL CAT 20 0.000 14.0270

21 CH2 1 MOL CAU 21 0.000 14.0270

22 CH2 1 MOL CAV 22 0.000 14.0270

23 CH2 1 MOL CAW 23 0.000 14.0270

24 CH2 1 MOL CAX 24 0.000 14.0270

25 CH2 1 MOL CAY 25 0.000 14.0270

26 CH2 1 MOL CAZ 26 0.000 14.0270

27 CH2 1 MOL CBA 27 0.000 14.0270

28 CH2 1 MOL CBB 28 0.000 14.0270

29 CH2 1 MOL CBC 29 0.000 14.0270

30 CH2 1 MOL CBD 30 0.000 14.0270

31 CH2 1 MOL CBE 31 0.000 14.0270

32 CH2 1 MOL CBF 32 0.000 14.0270

33 CH2 1 MOL CBG 33 0.000 14.0270

34 CH2 1 MOL CBH 34 0.000 14.0270

35 CH2 1 MOL CBI 35 0.000 14.0270

36 CH2 1 MOL CBJ 36 0.000 14.0270

37 CH2 1 MOL CBK 37 0.000 14.0270

38 CH2 1 MOL CBL 38 0.000 14.0270

39 CH2 1 MOL CBM 39 0.000 14.0270

40 CH2 1 MOL CBN 40 0.000 14.0270

41 CH2 1 MOL CBO 41 0.000 14.0270

42 CH2 1 MOL CBP 42 0.000 14.0270

43 CH2 1 MOL CBQ 43 0.000 14.0270

44 CH2 1 MOL CBR 44 0.000 14.0270

45 CH2 1 MOL CBS 45 0.000 14.0270

46 CH2 1 MOL CBT 46 0.000 14.0270

47 CH2 1 MOL CBU 47 0.000 14.0270

48 CH2 1 MOL CBV 48 0.000 14.0270

49 CH3 1 MOL CBW 49 0.000 15.0350

Anhang

A-14

[ bonds ]

; ai aj fu c0, c1, ...

2 1 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CAA CAB

2 3 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CAA CAC

3 4 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CAC CAD

4 5 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CAD CAE

5 6 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CAE CAF

6 7 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CAF CAG

7 8 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CAG CAH

8 9 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CAH CAI

9 10 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CAI CAJ

10 11 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CAJ CAK

11 12 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CAK CAL

12 13 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CAL CAM

13 14 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CAM CAN

14 15 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CAN CAO

15 16 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CAO CAP

16 17 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CAP CAQ

17 18 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CAQ CAR

18 19 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CAR CAS

19 20 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CAS CAT

20 21 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CAT CAU

21 22 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CAU CAV

22 23 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CAV CAW

23 24 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CAW CAX

24 25 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CAX CAY

25 26 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CAY CAZ

26 27 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CAZ CBA

27 28 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CBA CBB

28 29 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CBB CBC

29 30 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CBC CBD

30 31 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CBD CBE

31 32 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CBE CBF

32 33 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CBF CBG

33 34 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CBG CBH

34 35 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CBH CBI

35 36 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CBI CBJ

36 37 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CBJ CBK

37 38 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CBK CBL

38 39 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CBL CBM

39 40 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CBM CBN

40 41 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CBN CBO

41 42 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CBO CBP

42 43 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CBP CBQ

43 44 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CBQ CBR

44 45 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CBR CBS

45 46 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CBS CBT

46 47 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CBT CBU

47 48 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CBU CBV

48 49 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CBV CBW

[ pairs ]

; ai aj fu c0, c1, ...

1 4 1 ; CAB CAD

2 5 1 ; CAA CAE

3 6 1 ; CAC CAF

4 7 1 ; CAD CAG

5 8 1 ; CAE CAH

6 9 1 ; CAF CAI

7 10 1 ; CAG CAJ

8 11 1 ; CAH CAK

9 12 1 ; CAI CAL

10 13 1 ; CAJ CAM

11 14 1 ; CAK CAN

12 15 1 ; CAL CAO

13 16 1 ; CAM CAP

14 17 1 ; CAN CAQ

15 18 1 ; CAO CAR

16 19 1 ; CAP CAS

17 20 1 ; CAQ CAT

18 21 1 ; CAR CAU

A.2 Topologien

A-15

19 22 1 ; CAS CAV

20 23 1 ; CAT CAW

21 24 1 ; CAU CAX

22 25 1 ; CAV CAY

23 26 1 ; CAW CAZ

24 27 1 ; CAX CBA

25 28 1 ; CAY CBB

26 29 1 ; CAZ CBC

27 30 1 ; CBA CBD

28 31 1 ; CBB CBE

29 32 1 ; CBC CBF

30 33 1 ; CBD CBG

31 34 1 ; CBE CBH

32 35 1 ; CBF CBI

33 36 1 ; CBG CBJ

34 37 1 ; CBH CBK

35 38 1 ; CBI CBL

36 39 1 ; CBJ CBM

37 40 1 ; CBK CBN

38 41 1 ; CBL CBO

39 42 1 ; CBM CBP

40 43 1 ; CBN CBQ

41 44 1 ; CBO CBR

42 45 1 ; CBP CBS

43 46 1 ; CBQ CBT

44 47 1 ; CBR CBU

45 48 1 ; CBS CBV

46 49 1 ; CBT CBW

[ angles ]

; ai aj ak fu c0, c1, ...

1 2 3 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CAB CAA CAC

2 3 4 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CAA CAC CAD

3 4 5 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CAC CAD CAE

4 5 6 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CAD CAE CAF

5 6 7 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CAE CAF CAG

6 7 8 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CAF CAG CAH

7 8 9 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CAG CAH CAI

8 9 10 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CAH CAI CAJ

9 10 11 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CAI CAJ CAK

10 11 12 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CAJ CAK CAL

11 12 13 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CAK CAL CAM

12 13 14 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CAL CAM CAN

13 14 15 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CAM CAN CAO

14 15 16 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CAN CAO CAP

15 16 17 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CAO CAP CAQ

16 17 18 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CAP CAQ CAR

17 18 19 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CAQ CAR CAS

18 19 20 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CAR CAS CAT

19 20 21 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CAS CAT CAU

20 21 22 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CAT CAU CAV

21 22 23 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CAU CAV CAW

22 23 24 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CAV CAW CAX

23 24 25 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CAW CAX CAY

24 25 26 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CAX CAY CAZ

25 26 27 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CAY CAZ CBA

26 27 28 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CAZ CBA CBB

27 28 29 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CBA CBB CBC

28 29 30 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CBB CBC CBD

29 30 31 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CBC CBD CBE

30 31 32 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CBD CBE CBF

31 32 33 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CBE CBF CBG

32 33 34 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CBF CBG CBH

33 34 35 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CBG CBH CBI

34 35 36 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CBH CBI CBJ

35 36 37 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CBI CBJ CBK

36 37 38 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CBJ CBK CBL

37 38 39 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CBK CBL CBM

38 39 40 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CBL CBM CBN

39 40 41 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CBM CBN CBO

40 41 42 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CBN CBO CBP

Anhang

A-16

41 42 43 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CBO CBP CBQ

42 43 44 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CBP CBQ CBR

43 44 45 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CBQ CBR CBS

44 45 46 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CBR CBS CBT

45 46 47 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CBS CBT CBU

46 47 48 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CBT CBU CBV

47 48 49 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CBU CBV CBW

[ dihedrals ]

; ai aj ak al fu c0, c1, m, ...

4 3 2 1 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CAD CAC CAA CAB

5 4 3 2 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CAE CAD CAC CAA

6 5 4 3 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CAF CAE CAD CAC

7 6 5 4 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CAG CAF CAE CAD

8 7 6 5 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CAH CAG CAF CAE

9 8 7 6 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CAI CAH CAG CAF

10 9 8 7 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CAJ CAI CAH CAG

11 10 9 8 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CAK CAJ CAI CAH

12 11 10 9 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CAL CAK CAJ CAI

13 12 11 10 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CAM CAL CAK CAJ

14 13 12 11 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CAN CAM CAL CAK

15 14 13 12 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CAO CAN CAM CAL

16 15 14 13 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CAP CAO CAN CAM

17 16 15 14 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CAQ CAP CAO CAN

18 17 16 15 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CAR CAQ CAP CAO

19 18 17 16 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CAS CAR CAQ CAP

20 19 18 17 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CAT CAS CAR CAQ

21 20 19 18 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CAU CAT CAS CAR

22 21 20 19 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CAV CAU CAT CAS

23 22 21 20 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CAW CAV CAU CAT

24 23 22 21 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CAX CAW CAV CAU

25 24 23 22 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CAY CAX CAW CAV

26 25 24 23 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CAZ CAY CAX CAW

27 26 25 24 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CBA CAZ CAY CAX

28 27 26 25 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CBB CBA CAZ CAY

29 28 27 26 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CBC CBB CBA CAZ

30 29 28 27 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CBD CBC CBB CBA

31 30 29 28 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CBE CBD CBC CBB

32 31 30 29 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CBF CBE CBD CBC

33 32 31 30 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CBG CBF CBE CBD

34 33 32 31 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CBH CBG CBF CBE

35 34 33 32 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CBI CBH CBG CBF

36 35 34 33 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CBJ CBI CBH CBG

37 36 35 34 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CBK CBJ CBI CBH

38 37 36 35 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CBL CBK CBJ CBI

39 38 37 36 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CBM CBL CBK CBJ

40 39 38 37 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CBN CBM CBL CBK

41 40 39 38 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CBO CBN CBM CBL

42 41 40 39 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CBP CBO CBN CBM

43 42 41 40 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CBQ CBP CBO CBN

44 43 42 41 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CBR CBQ CBP CBO

45 44 43 42 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CBS CBR CBQ CBP

46 45 44 43 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CBT CBS CBR CBQ

47 46 45 44 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CBU CBT CBS CBR

48 47 46 45 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CBV CBU CBT CBS

49 48 47 46 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CBW CBV CBU CBT

A.2.2.2 Ligand15

[ moleculetype ]

; Name nrexcl

MOL 3

[ atoms ]

; nr type resnr resid atom cgnr charge mass

1 CH3 1 MOL CAA 1 0.000 15.0350

2 CH2 1 MOL CAB 2 0.000 14.0270

3 CH2 1 MOL CAC 3 0.180 14.0270

4 OA 1 MOL OAD 3 -0.360 15.9994

A.2 Topologien

A-17

5 CH2 1 MOL CAE 3 0.180 14.0270

6 CH2 1 MOL CAF 4 0.000 14.0270

7 CH2 1 MOL CAG 5 0.180 14.0270

8 OA 1 MOL OAH 5 -0.360 15.9994

9 CH2 1 MOL CAI 5 0.180 14.0270

10 CH2 1 MOL CAJ 6 0.000 14.0270

11 CH2 1 MOL CAK 7 0.000 14.0270

12 CH2 1 MOL CAL 8 0.180 14.0270

13 OA 1 MOL OAM 8 -0.360 15.9994

14 CH2 1 MOL CAN 8 0.180 14.0270

15 CH2 1 MOL CAO 9 0.000 14.0270

16 CH2 1 MOL CAP 10 0.000 14.0270

17 CH2 1 MOL CAQ 11 0.180 14.0270

18 OA 1 MOL OAR 11 -0.360 15.9994

19 CH2 1 MOL CAS 11 0.180 14.0270

20 CH2 1 MOL CAT 12 0.000 14.0270

21 CH2 1 MOL CAU 13 0.180 14.0270

22 OA 1 MOL OAV 13 -0.360 15.9994

23 CH2 1 MOL CAW 13 0.180 14.0270

24 CH2 1 MOL CAX 14 0.000 14.0270

25 CH2 1 MOL CAY 15 0.000 14.0270

26 CH2 1 MOL CAZ 16 0.000 14.0270

27 CH2 1 MOL CBA 17 0.180 14.0270

28 OA 1 MOL OBB 17 -0.360 15.9994

29 CH2 1 MOL CBC 17 0.180 14.0270

30 CH2 1 MOL CBD 18 0.000 14.0270

31 CH2 1 MOL CBE 19 0.180 14.0270

32 OA 1 MOL OBF 19 -0.360 15.9994

33 CH2 1 MOL CBG 19 0.180 14.0270

34 CH2 1 MOL CBH 20 0.000 14.0270

35 CH2 1 MOL CBI 21 0.000 14.0270

36 CH2 1 MOL CBJ 22 0.180 14.0270

37 OA 1 MOL OBK 22 -0.360 15.9994

38 CH2 1 MOL CBL 22 0.180 14.0270

39 CH2 1 MOL CBM 23 0.000 14.0270

40 CH2 1 MOL CBN 24 0.000 14.0270

41 CH2 1 MOL CBO 25 0.180 14.0270

42 OA 1 MOL OBP 25 -0.360 15.9994

43 CH2 1 MOL CBQ 25 0.180 14.0270

44 CH2 1 MOL CBR 26 0.000 14.0270

45 CH2 1 MOL CBS 27 0.180 14.0270

46 OA 1 MOL OBT 27 -0.360 15.9994

47 CH2 1 MOL CBU 27 0.180 14.0270

48 CH2 1 MOL CBV 28 0.000 14.0270

49 CH3 1 MOL CBW 29 0.000 15.0350

[ bonds ]

; ai aj fu c0, c1, ...

2 1 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CAB CAA

2 3 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CAB CAC

3 4 2 0.143 8180000.0 0.143 8180000.0 ; CAC OAD

5 4 2 0.143 8180000.0 0.143 8180000.0 ; CAE OAD

5 6 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CAE CAF

6 7 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CAF CAG

7 8 2 0.143 8180000.0 0.143 8180000.0 ; CAG OAH

9 8 2 0.143 8180000.0 0.143 8180000.0 ; CAI OAH

9 10 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CAI CAJ

10 11 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CAJ CAK

11 12 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CAK CAL

12 13 2 0.143 8180000.0 0.143 8180000.0 ; CAL OAM

14 13 2 0.143 8180000.0 0.143 8180000.0 ; CAN OAM

14 15 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CAN CAO

15 16 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CAO CAP

16 17 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CAP CAQ

17 18 2 0.143 8180000.0 0.143 8180000.0 ; CAQ OAR

19 18 2 0.143 8180000.0 0.143 8180000.0 ; CAS OAR

19 20 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CAS CAT

20 21 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CAT CAU

21 22 2 0.143 8180000.0 0.143 8180000.0 ; CAU OAV

23 22 2 0.143 8180000.0 0.143 8180000.0 ; CAW OAV

23 24 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CAW CAX

Anhang

A-18

24 25 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CAX CAY

25 26 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CAY CAZ

26 27 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CAZ CBA

27 28 2 0.143 8180000.0 0.143 8180000.0 ; CBA OBB

29 28 2 0.143 8180000.0 0.143 8180000.0 ; CBC OBB

29 30 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CBC CBD

30 31 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CBD CBE

31 32 2 0.143 8180000.0 0.143 8180000.0 ; CBE OBF

33 32 2 0.143 8180000.0 0.143 8180000.0 ; CBG OBF

33 34 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CBG CBH

34 35 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CBH CBI

35 36 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CBI CBJ

36 37 2 0.143 8180000.0 0.143 8180000.0 ; CBJ OBK

38 37 2 0.143 8180000.0 0.143 8180000.0 ; CBL OBK

38 39 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CBL CBM

39 40 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CBM CBN

40 41 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CBN CBO

41 42 2 0.143 8180000.0 0.143 8180000.0 ; CBO OBP

43 42 2 0.143 8180000.0 0.143 8180000.0 ; CBQ OBP

43 44 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CBQ CBR

44 45 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CBR CBS

45 46 2 0.143 8180000.0 0.143 8180000.0 ; CBS OBT

47 46 2 0.143 8180000.0 0.143 8180000.0 ; CBU OBT

47 48 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CBU CBV

48 49 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CBV CBW

[ pairs ]

; ai aj fu c0, c1, ...

1 4 1 ; CAA OAD

2 5 1 ; CAB CAE

3 6 1 ; CAC CAF

4 7 1 ; OAD CAG

5 8 1 ; CAE OAH

6 9 1 ; CAF CAI

7 10 1 ; CAG CAJ

8 11 1 ; OAH CAK

9 12 1 ; CAI CAL

10 13 1 ; CAJ OAM

11 14 1 ; CAK CAN

12 15 1 ; CAL CAO

13 16 1 ; OAM CAP

14 17 1 ; CAN CAQ

15 18 1 ; CAO OAR

16 19 1 ; CAP CAS

17 20 1 ; CAQ CAT

18 21 1 ; OAR CAU

19 22 1 ; CAS OAV

20 23 1 ; CAT CAW

21 24 1 ; CAU CAX

22 25 1 ; OAV CAY

23 26 1 ; CAW CAZ

24 27 1 ; CAX CBA

25 28 1 ; CAY OBB

26 29 1 ; CAZ CBC

27 30 1 ; CBA CBD

28 31 1 ; OBB CBE

29 32 1 ; CBC OBF

30 33 1 ; CBD CBG

31 34 1 ; CBE CBH

32 35 1 ; OBF CBI

33 36 1 ; CBG CBJ

34 37 1 ; CBH OBK

35 38 1 ; CBI CBL

36 39 1 ; CBJ CBM

37 40 1 ; OBK CBN

38 41 1 ; CBL CBO

39 42 1 ; CBM OBP

40 43 1 ; CBN CBQ

41 44 1 ; CBO CBR

42 45 1 ; OBP CBS

43 46 1 ; CBQ OBT

A.2 Topologien

A-19

44 47 1 ; CBR CBU

45 48 1 ; CBS CBV

46 49 1 ; OBT CBW

[ angles ]

; ai aj ak fu c0, c1, ...

1 2 3 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CAA CAB CAC

2 3 4 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CAB CAC OAD

3 4 5 2 109.5 380.0 109.5 380.0 ; CAC OAD CAE

4 5 6 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; OAD CAE CAF

5 6 7 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CAE CAF CAG

6 7 8 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CAF CAG OAH

7 8 9 2 109.5 380.0 109.5 380.0 ; CAG OAH CAI

8 9 10 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; OAH CAI CAJ

9 10 11 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CAI CAJ CAK

10 11 12 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CAJ CAK CAL

11 12 13 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CAK CAL OAM

12 13 14 2 109.5 380.0 109.5 380.0 ; CAL OAM CAN

13 14 15 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; OAM CAN CAO

14 15 16 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CAN CAO CAP

15 16 17 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CAO CAP CAQ

16 17 18 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CAP CAQ OAR

17 18 19 2 109.5 380.0 109.5 380.0 ; CAQ OAR CAS

18 19 20 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; OAR CAS CAT

19 20 21 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CAS CAT CAU

20 21 22 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CAT CAU OAV

21 22 23 2 109.5 380.0 109.5 380.0 ; CAU OAV CAW

22 23 24 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; OAV CAW CAX

23 24 25 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CAW CAX CAY

24 25 26 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CAX CAY CAZ

25 26 27 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CAY CAZ CBA

26 27 28 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CAZ CBA OBB

27 28 29 2 109.5 380.0 109.5 380.0 ; CBA OBB CBC

28 29 30 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; OBB CBC CBD

29 30 31 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CBC CBD CBE

30 31 32 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CBD CBE OBF

31 32 33 2 109.5 380.0 109.5 380.0 ; CBE OBF CBG

32 33 34 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; OBF CBG CBH

33 34 35 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CBG CBH CBI

34 35 36 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CBH CBI CBJ

35 36 37 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CBI CBJ OBK

36 37 38 2 109.5 380.0 109.5 380.0 ; CBJ OBK CBL

37 38 39 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; OBK CBL CBM

38 39 40 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CBL CBM CBN

39 40 41 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CBM CBN CBO

40 41 42 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CBN CBO OBP

41 42 43 2 109.5 380.0 109.5 380.0 ; CBO OBP CBQ

42 43 44 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; OBP CBQ CBR

43 44 45 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CBQ CBR CBS

44 45 46 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CBR CBS OBT

45 46 47 2 109.5 380.0 109.5 380.0 ; CBS OBT CBU

46 47 48 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; OBT CBU CBV

47 48 49 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CBU CBV CBW

[ dihedrals ]

; ai aj ak al fu c0, c1, m, ...

4 3 2 1 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih OAD CAC CAB CAA

2 3 4 5 1 0.0 1.3 3 0.0 1.3 3 ; dih CAB CAC OAD CAE

6 5 4 3 1 0.0 1.3 3 0.0 1.3 3 ; dih CAF CAE OAD CAC

7 6 5 4 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CAG CAF CAE OAD

8 7 6 5 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih OAH CAG CAF CAE

6 7 8 9 1 0.0 1.3 3 0.0 1.3 3 ; dih CAF CAG OAH CAI

10 9 8 7 1 0.0 1.3 3 0.0 1.3 3 ; dih CAJ CAI OAH CAG

11 10 9 8 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CAK CAJ CAI OAH

12 11 10 9 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CAL CAK CAJ CAI

13 12 11 10 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih OAM CAL CAK CAJ

11 12 13 14 1 0.0 1.3 3 0.0 1.3 3 ; dih CAK CAL OAM CAN

15 14 13 12 1 0.0 1.3 3 0.0 1.3 3 ; dih CAO CAN OAM CAL

16 15 14 13 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CAP CAO CAN OAM

17 16 15 14 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CAQ CAP CAO CAN

18 17 16 15 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih OAR CAQ CAP CAO

Anhang

A-20

16 17 18 19 1 0.0 1.3 3 0.0 1.3 3 ; dih CAP CAQ OAR CAS

20 19 18 17 1 0.0 1.3 3 0.0 1.3 3 ; dih CAT CAS OAR CAQ

21 20 19 18 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CAU CAT CAS OAR

22 21 20 19 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih OAV CAU CAT CAS

20 21 22 23 1 0.0 1.3 3 0.0 1.3 3 ; dih CAT CAU OAV CAW

24 23 22 21 1 0.0 1.3 3 0.0 1.3 3 ; dih CAX CAW OAV CAU

25 24 23 22 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CAY CAX CAW OAV

26 25 24 23 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CAZ CAY CAX CAW

27 26 25 24 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CBA CAZ CAY CAX

28 27 26 25 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih OBB CBA CAZ CAY

26 27 28 29 1 0.0 1.3 3 0.0 1.3 3 ; dih CAZ CBA OBB CBC

30 29 28 27 1 0.0 1.3 3 0.0 1.3 3 ; dih CBD CBC OBB CBA

31 30 29 28 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CBE CBD CBC OBB

32 31 30 29 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih OBF CBE CBD CBC

30 31 32 33 1 0.0 1.3 3 0.0 1.3 3 ; dih CBD CBE OBF CBG

34 33 32 31 1 0.0 1.3 3 0.0 1.3 3 ; dih CBH CBG OBF CBE

35 34 33 32 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CBI CBH CBG OBF

36 35 34 33 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CBJ CBI CBH CBG

37 36 35 34 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih OBK CBJ CBI CBH

35 36 37 38 1 0.0 1.3 3 0.0 1.3 3 ; dih CBI CBJ OBK CBL

39 38 37 36 1 0.0 1.3 3 0.0 1.3 3 ; dih CBM CBL OBK CBJ

40 39 38 37 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CBN CBM CBL OBK

41 40 39 38 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CBO CBN CBM CBL

42 41 40 39 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih OBP CBO CBN CBM

40 41 42 43 1 0.0 1.3 3 0.0 1.3 3 ; dih CBN CBO OBP CBQ

44 43 42 41 1 0.0 1.3 3 0.0 1.3 3 ; dih CBR CBQ OBP CBO

45 44 43 42 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CBS CBR CBQ OBP

46 45 44 43 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih OBT CBS CBR CBQ

44 45 46 47 1 0.0 1.3 3 0.0 1.3 3 ; dih CBR CBS OBT CBU

48 47 46 45 1 0.0 1.3 3 0.0 1.3 3 ; dih CBV CBU OBT CBS

49 48 47 46 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CBW CBV CBU OBT

A.2.2.3 PTHF

[ moleculetype ]

; Name nrexcl

MOL 3

[ atoms ]

; nr type resnr resid atom cgnr charge mass

1 OA 1 MOL OAC 1 -0.548 15.9994

2 H 1 MOL HCI 1 0.398 1.0080

3 CH2 1 MOL CAB 1 0.150 14.0270

4 CH2 1 MOL CAA 2 0.000 14.0270

5 CH2 1 MOL CAD 3 0.000 14.0270

6 CH2 1 MOL CAE 4 0.180 14.0270

7 OA 1 MOL OAF 4 -0.360 15.9994

8 CH2 1 MOL CAG 4 0.180 14.0270

9 CH2 1 MOL CAH 5 0.000 14.0270

10 CH2 1 MOL CAI 6 0.000 14.0270

11 CH2 1 MOL CAJ 7 0.180 14.0270

12 OA 1 MOL OAK 7 -0.360 15.9994

13 CH2 1 MOL CAL 7 0.180 14.0270

14 CH2 1 MOL CAM 8 0.000 14.0270

15 CH2 1 MOL CAN 9 0.000 14.0270

16 CH2 1 MOL CAO 10 0.180 14.0270

17 OA 1 MOL OAP 10 -0.360 15.9994

18 CH2 1 MOL CAQ 10 0.180 14.0270

19 CH2 1 MOL CAR 11 0.000 14.0270

20 CH2 1 MOL CAS 12 0.000 14.0270

21 CH2 1 MOL CAT 13 0.180 14.0270

22 OA 1 MOL OAU 13 -0.360 15.9994

23 CH2 1 MOL CAV 13 0.180 14.0270

24 CH2 1 MOL CAW 14 0.000 14.0270

25 CH2 1 MOL CAX 15 0.000 14.0270

26 CH2 1 MOL CAY 16 0.180 14.0270

27 OA 1 MOL OAZ 16 -0.360 15.9994

28 CH2 1 MOL CBA 16 0.180 14.0270

29 CH2 1 MOL CBB 17 0.000 14.0270

A.2 Topologien

A-21

30 CH2 1 MOL CBC 18 0.000 14.0270

31 CH2 1 MOL CBD 19 0.180 14.0270

32 OA 1 MOL OBE 19 -0.360 15.9994

33 CH2 1 MOL CBF 19 0.180 14.0270

34 CH2 1 MOL CBG 20 0.000 14.0270

35 CH2 1 MOL CBH 21 0.000 14.0270

36 CH2 1 MOL CBI 22 0.180 14.0270

37 OA 1 MOL OBJ 22 -0.360 15.9994

38 CH2 1 MOL CBK 22 0.180 14.0270

39 CH2 1 MOL CBL 23 0.000 14.0270

40 CH2 1 MOL CBM 24 0.000 14.0270

41 CH2 1 MOL CBN 25 0.180 14.0270

42 OA 1 MOL OBO 25 -0.360 15.9994

43 CH2 1 MOL CBP 25 0.180 14.0270

44 CH2 1 MOL CBQ 26 0.000 14.0270

45 CH2 1 MOL CBR 27 0.000 14.0270

46 CH2 1 MOL CBS 28 0.180 14.0270

47 OA 1 MOL OBT 28 -0.360 15.9994

48 CH2 1 MOL CBU 28 0.180 14.0270

49 CH2 1 MOL CBV 29 0.000 14.0270

50 CH2 1 MOL CBW 30 0.000 14.0270

51 CH2 1 MOL CBX 31 0.150 14.0270

52 OA 1 MOL OBY 31 -0.548 15.9994

53 H 1 MOL HCJ 31 0.398 1.0080

[ bonds ]

; ai aj fu c0, c1, ...

1 2 2 0.100 15700000.0 0.100 15700000.0 ; OAC HCI

3 1 2 0.143 8180000.0 0.143 8180000.0 ; CAB OAC

3 4 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CAB CAA

4 5 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CAA CAD

5 6 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CAD CAE

6 7 2 0.143 8180000.0 0.143 8180000.0 ; CAE OAF

8 7 2 0.143 8180000.0 0.143 8180000.0 ; CAG OAF

8 9 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CAG CAH

9 10 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CAH CAI

10 11 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CAI CAJ

11 12 2 0.143 8180000.0 0.143 8180000.0 ; CAJ OAK

13 12 2 0.143 8180000.0 0.143 8180000.0 ; CAL OAK

13 14 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CAL CAM

14 15 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CAM CAN

15 16 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CAN CAO

16 17 2 0.143 8180000.0 0.143 8180000.0 ; CAO OAP

18 17 2 0.143 8180000.0 0.143 8180000.0 ; CAQ OAP

18 19 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CAQ CAR

19 20 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CAR CAS

20 21 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CAS CAT

21 22 2 0.143 8180000.0 0.143 8180000.0 ; CAT OAU

23 22 2 0.143 8180000.0 0.143 8180000.0 ; CAV OAU

23 24 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CAV CAW

24 25 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CAW CAX

25 26 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CAX CAY

26 27 2 0.143 8180000.0 0.143 8180000.0 ; CAY OAZ

28 27 2 0.143 8180000.0 0.143 8180000.0 ; CBA OAZ

28 29 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CBA CBB

29 30 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CBB CBC

30 31 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CBC CBD

31 32 2 0.143 8180000.0 0.143 8180000.0 ; CBD OBE

33 32 2 0.143 8180000.0 0.143 8180000.0 ; CBF OBE

33 34 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CBF CBG

34 35 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CBG CBH

35 36 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CBH CBI

36 37 2 0.143 8180000.0 0.143 8180000.0 ; CBI OBJ

38 37 2 0.143 8180000.0 0.143 8180000.0 ; CBK OBJ

38 39 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CBK CBL

39 40 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CBL CBM

40 41 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CBM CBN

41 42 2 0.143 8180000.0 0.143 8180000.0 ; CBN OBO

43 42 2 0.143 8180000.0 0.143 8180000.0 ; CBP OBO

43 44 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CBP CBQ

Anhang

A-22

44 45 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CBQ CBR

45 46 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CBR CBS

46 47 2 0.143 8180000.0 0.143 8180000.0 ; CBS OBT

48 47 2 0.143 8180000.0 0.143 8180000.0 ; CBU OBT

48 49 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CBU CBV

49 50 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CBV CBW

50 51 2 0.153 7150000.0 0.153 7150000.0 ; CBW CBX

51 52 2 0.143 8180000.0 0.143 8180000.0 ; CBX OBY

52 53 2 0.100 15700000.0 0.100 15700000.0 ; OBY HCJ

[ pairs ]

; ai aj fu c0, c1, ...

1 5 1 ; OAC CAD

2 4 1 ; HCI CAA

3 6 1 ; CAB CAE

4 7 1 ; CAA OAF

5 8 1 ; CAD CAG

6 9 1 ; CAE CAH

7 10 1 ; OAF CAI

8 11 1 ; CAG CAJ

9 12 1 ; CAH OAK

10 13 1 ; CAI CAL

11 14 1 ; CAJ CAM

12 15 1 ; OAK CAN

13 16 1 ; CAL CAO

14 17 1 ; CAM OAP

15 18 1 ; CAN CAQ

16 19 1 ; CAO CAR

17 20 1 ; OAP CAS

18 21 1 ; CAQ CAT

19 22 1 ; CAR OAU

20 23 1 ; CAS CAV

21 24 1 ; CAT CAW

22 25 1 ; OAU CAX

23 26 1 ; CAV CAY

24 27 1 ; CAW OAZ

25 28 1 ; CAX CBA

26 29 1 ; CAY CBB

27 30 1 ; OAZ CBC

28 31 1 ; CBA CBD

29 32 1 ; CBB OBE

30 33 1 ; CBC CBF

31 34 1 ; CBD CBG

32 35 1 ; OBE CBH

33 36 1 ; CBF CBI

34 37 1 ; CBG OBJ

35 38 1 ; CBH CBK

36 39 1 ; CBI CBL

37 40 1 ; OBJ CBM

38 41 1 ; CBK CBN

39 42 1 ; CBL OBO

40 43 1 ; CBM CBP

41 44 1 ; CBN CBQ

42 45 1 ; OBO CBR

43 46 1 ; CBP CBS

44 47 1 ; CBQ OBT

45 48 1 ; CBR CBU

46 49 1 ; CBS CBV

47 50 1 ; OBT CBW

48 51 1 ; CBU CBX

49 52 1 ; CBV OBY

50 53 1 ; CBW HCJ

[ angles ]

; ai aj ak fu c0, c1, ...

2 1 3 2 109.5 450.0 109.5 450.0 ; HCI OAC CAB

1 3 4 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; OAC CAB CAA

3 4 5 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CAB CAA CAD

4 5 6 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CAA CAD CAE

5 6 7 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CAD CAE OAF

6 7 8 2 109.5 380.0 109.5 380.0 ; CAE OAF CAG

A.2 Topologien

A-23

7 8 9 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; OAF CAG CAH

8 9 10 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CAG CAH CAI

9 10 11 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CAH CAI CAJ

10 11 12 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CAI CAJ OAK

11 12 13 2 109.5 380.0 109.5 380.0 ; CAJ OAK CAL

12 13 14 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; OAK CAL CAM

13 14 15 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CAL CAM CAN

14 15 16 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CAM CAN CAO

15 16 17 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CAN CAO OAP

16 17 18 2 109.5 380.0 109.5 380.0 ; CAO OAP CAQ

17 18 19 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; OAP CAQ CAR

18 19 20 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CAQ CAR CAS

19 20 21 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CAR CAS CAT

20 21 22 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CAS CAT OAU

21 22 23 2 109.5 380.0 109.5 380.0 ; CAT OAU CAV

22 23 24 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; OAU CAV CAW

23 24 25 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CAV CAW CAX

24 25 26 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CAW CAX CAY

25 26 27 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CAX CAY OAZ

26 27 28 2 109.5 380.0 109.5 380.0 ; CAY OAZ CBA

27 28 29 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; OAZ CBA CBB

28 29 30 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CBA CBB CBC

29 30 31 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CBB CBC CBD

30 31 32 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CBC CBD OBE

31 32 33 2 109.5 380.0 109.5 380.0 ; CBD OBE CBF

32 33 34 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; OBE CBF CBG

33 34 35 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CBF CBG CBH

34 35 36 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CBG CBH CBI

35 36 37 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CBH CBI OBJ

36 37 38 2 109.5 380.0 109.5 380.0 ; CBI OBJ CBK

37 38 39 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; OBJ CBK CBL

38 39 40 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CBK CBL CBM

39 40 41 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CBL CBM CBN

40 41 42 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CBM CBN OBO

41 42 43 2 109.5 380.0 109.5 380.0 ; CBN OBO CBP

42 43 44 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; OBO CBP CBQ

43 44 45 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CBP CBQ CBR

44 45 46 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CBQ CBR CBS

45 46 47 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CBR CBS OBT

46 47 48 2 109.5 380.0 109.5 380.0 ; CBS OBT CBU

47 48 49 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; OBT CBU CBV

48 49 50 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CBU CBV CBW

49 50 51 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CBV CBW CBX

50 51 52 2 109.5 520.0 109.5 520.0 ; CBW CBX OBY

51 52 53 2 109.5 450.0 109.5 450.0 ; CBX OBY HCJ

[ dihedrals ]

; ai aj ak al fu c0, c1, m, ...

4 3 1 2 1 0.0 1.3 3 0.0 1.3 3 ; dih CAA CAB OAC HCI

5 4 3 1 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CAD CAA CAB OAC

6 5 4 3 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CAE CAD CAA CAB

7 6 5 4 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih OAF CAE CAD CAA

5 6 7 8 1 0.0 1.3 3 0.0 1.3 3 ; dih CAD CAE OAF CAG

9 8 7 6 1 0.0 1.3 3 0.0 1.3 3 ; dih CAH CAG OAF CAE

10 9 8 7 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CAI CAH CAG OAF

11 10 9 8 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CAJ CAI CAH CAG

12 11 10 9 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih OAK CAJ CAI CAH

10 11 12 13 1 0.0 1.3 3 0.0 1.3 3 ; dih CAI CAJ OAK CAL

14 13 12 11 1 0.0 1.3 3 0.0 1.3 3 ; dih CAM CAL OAK CAJ

15 14 13 12 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CAN CAM CAL OAK

16 15 14 13 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CAO CAN CAM CAL

17 16 15 14 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih OAP CAO CAN CAM

15 16 17 18 1 0.0 1.3 3 0.0 1.3 3 ; dih CAN CAO OAP CAQ

19 18 17 16 1 0.0 1.3 3 0.0 1.3 3 ; dih CAR CAQ OAP CAO

20 19 18 17 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CAS CAR CAQ OAP

21 20 19 18 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CAT CAS CAR CAQ

22 21 20 19 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih OAU CAT CAS CAR

20 21 22 23 1 0.0 1.3 3 0.0 1.3 3 ; dih CAS CAT OAU CAV

24 23 22 21 1 0.0 1.3 3 0.0 1.3 3 ; dih CAW CAV OAU CAT

25 24 23 22 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CAX CAW CAV OAU

26 25 24 23 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CAY CAX CAW CAV

Anhang

A-24

27 26 25 24 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih OAZ CAY CAX CAW

25 26 27 28 1 0.0 1.3 3 0.0 1.3 3 ; dih CAX CAY OAZ CBA

29 28 27 26 1 0.0 1.3 3 0.0 1.3 3 ; dih CBB CBA OAZ CAY

30 29 28 27 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CBC CBB CBA OAZ

31 30 29 28 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CBD CBC CBB CBA

32 31 30 29 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih OBE CBD CBC CBB

30 31 32 33 1 0.0 1.3 3 0.0 1.3 3 ; dih CBC CBD OBE CBF

34 33 32 31 1 0.0 1.3 3 0.0 1.3 3 ; dih CBG CBF OBE CBD

35 34 33 32 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CBH CBG CBF OBE

36 35 34 33 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CBI CBH CBG CBF

37 36 35 34 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih OBJ CBI CBH CBG

35 36 37 38 1 0.0 1.3 3 0.0 1.3 3 ; dih CBH CBI OBJ CBK

39 38 37 36 1 0.0 1.3 3 0.0 1.3 3 ; dih CBL CBK OBJ CBI

40 39 38 37 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CBM CBL CBK OBJ

41 40 39 38 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CBN CBM CBL CBK

42 41 40 39 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih OBO CBN CBM CBL

40 41 42 43 1 0.0 1.3 3 0.0 1.3 3 ; dih CBM CBN OBO CBP

44 43 42 41 1 0.0 1.3 3 0.0 1.3 3 ; dih CBQ CBP OBO CBN

45 44 43 42 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CBR CBQ CBP OBO

46 45 44 43 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CBS CBR CBQ CBP

47 46 45 44 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih OBT CBS CBR CBQ

45 46 47 48 1 0.0 1.3 3 0.0 1.3 3 ; dih CBR CBS OBT CBU

49 48 47 46 1 0.0 1.3 3 0.0 1.3 3 ; dih CBV CBU OBT CBS

50 49 48 47 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CBW CBV CBU OBT

51 50 49 48 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih CBX CBW CBV CBU

52 51 50 49 1 0.0 5.9 3 0.0 5.9 3 ; dih OBY CBX CBW CBV

50 51 52 53 1 0.0 1.3 3 0.0 1.3 3 ; dih CBW CBX OBY HCJ

A.3 Publikationen

[1] Tusch, M.; Fels G., Molecular Modeling of Inclusion Complexes of Amylose

and Synthetical Polymers, 4. German Conference on Chemoinformatics, Goslar, 09.-

11. Nov. 2008 (Posterbeitrag)

[2] Tusch, M.; Krüger, J.; Fels, G., Structural Stability of V-Amylose Helices in

Water-DMSO Mixtures Analyzed by Molecular Dynamics, J. Chem. Theory

Comput. 2011, 7, 2919-2928

»Iucundi acti labores.«

- Marcus Tullius Cicero -

»So eine Arbeit wird eigentlich nie fertig,

man muß sie für fertig erklären,

wenn man nach Zeit und Umständen

das möglichste getan hat.«

- Johann Wolfgang von Goethe -

»Wenn’s denkst, ist eh zu spät.«

- Gerd Müller -