Einflussfaktoren auf die Mobilisierbarkeit von PCB und
PAK in Rieselfeld-Bodenproben
vorgelegt von
Diplom-Chemikerin (Umweltchemie)
Romy Becker
Von der Fakultät III
- Prozesswissenschaften -
der Technischen Universität Berlin
zur Erlangung des akademischen Grades
Doktorin der Naturwissenschaften
- Dr. rer. nat. -
genehmigte Dissertation
Promotionsausschuss:
Vorsitzender: Prof. Dr. Kroh
Berichter: Prof. Dr. Jekel
Berichter: PD Dr. Reemtsma
Berichter: Prof. Dr. Rotard
Tag der wissenschaftlichen Aussprache: 03.11.2006
Berlin, 2006
D 83
Wir sollten darauf achten, einer Erfahrung nur so viel Weisheit zu entnehmen, wie in ihr
steckt - mehr nicht; damit wir nicht der Katze gleichen, die sich auf eine heiße Herdplatte
setzte. Sie setzt sich nie wieder auf eine heiße Herdplatte - und das ist richtig; aber sie
setzt sich auch nie wieder auf eine kalte.
Mark Twain (1835 – 1910)
DANKSAGUNG V
Danksagung
Diese Arbeit ist im Fachbereich Wasserreinhaltung der TU Berlin entstanden und wurde
mit Mitteln der Deutschen Forschungsgemeinschaft im Rahmen der Forschergruppe 409
„Systemverständnis: Wasser und Stoffdynamik urbaner Standorte“, Teilprojekt MOBIL
gefördert.
Herrn Prof. Jekel danke ich für die Überlassung des Themas und das mir
entgegengebrachte Vertrauen während der Bearbeitung.
Den größten Einfluss auf das Gelingen dieser Arbeit hatte Herr Dr. Thorsten Reemtsma.
Vielen Dank für die engagierte persönliche Betreuung, den intensiven und
richtungsweisenden Austausch und die immer großzügig gewährte Unterstützung bei
allen wissenschaftlichen Fragestellungen.
Ebenfalls möchte ich Herrn Prof. Rotard für die Begutachtung der vorliegenden Arbeit
danken.
Allen Kolleginnen und Kollegen des Fachbereiches Wasserreinhaltung der TU Berlin und
der Forschergruppe INTERURBAN danke ich für die sehr nette Zusammenarbeit. Ein
großes Dankeschön geht an Elke Profft für Ihren unermüdlichen Einsatz im Labor bei der
Aufarbeitung der Proben und für die vielen anregenden und lustigen Gespräche. Ebenso
sei Carola Jacob an dieser Stelle herzlichst gedankt, die im Rahmen ihrer Projektarbeit,
als studentische Hilfskraft und als Freundin diese Arbeit auf vielfältige Weise unterstützt
hat. Ulrike Förster danke ich für die vielen DOC-Messungen und Anke Putschew und
Jutta Jakobs für ihre spontanen Hilfseinsätze und vielen guten Ratschläge. Ein
besonderer Dank geht auch an Karsten Täumer aus dem Fachgebiet Bodenkunde der TU
Berlin für die Beschaffung der Bodenproben und Berücksichtigung vieler Sonderwünsche
bei den Probennahmen. Wolfgang Wichmann und Hans Rietdorf danke ich für die
schnelle Hilfe bei Computer-Problemen und den Mitarbeitern der Werkstatt für viele gute
Tipps beim Aufbau der Elutionsapparatur und ihren Einsatz, wenn es mal klemmte.
Ganz besonders möchte ich mich (alphabetisch) bei Dirk Bloem, Alexandra Hütteroth,
Angelika Kersten, Christian Peters, Sonja Schittko und Stefan Weiß bedanken, die mir
während der Zeit in Berlin nicht nur als Kollegen, sondern auch als Freunde zur Seite
gestanden haben und für einen gedanklichen, kulinarischen, musikalischen und
sportlichen Ausgleich gesorgt haben.
Weiterhin möchte ich meinem Freund Tobias an dieser Stelle für seine große Geduld und
jahrelange Unterstützung danken und dafür, dass er einfach immer da ist, wenn ich ihn
brauche.
Nicht zuletzt sei ein großes Dankeschön an meine Eltern und meine Familie gerichtet für
die vielen unzähligen Dinge, mit denen sie mich gefördert haben.
ZUSAMMENFASSUNG VII
Zusammenfassung
Anthropogen beeinflusste, urbane Böden, wie das Rieselfeld Berlin-Buch, enthalten oft
eine Vielzahl organischer und anorganischer Schadstoffe in hohen Konzentrationen. Eine
Wiedernutzung dieser Flächen, z.B. als Erholungsgebiete, beinhaltet ein großes Risiko für
die Umwelt und höhere Organismen, da Einflussfaktoren auf das Desorptionsverhalten
der verschiedensten Schadstoffe, vor allem der hydrophoben organischen Substanzen
(HOC), nur wenig bekannt und zugrunde liegende Mechanismen noch nicht vollständig
aufgeklärt sind.
In der vorliegenden Arbeit wurden daher verschiedene Faktoren (Salze, Temperatur und
Enzyme) untersucht, die derart auf die Struktur des organischen Bodenmaterials (SOM)
einwirkten, dass die Mobilisierbarkeit der daran angelagerten HOC verändert wurde. Das
Freisetzungsverhalten von insgesamt 57 Einzelsubstanzen, zu denen 4 PAK, 33 PCB und
20 OH-PCB zählten, wurde in Elutionsversuchen untersucht, die unter kinetisch
kontrollierten Laborbedingungen durchgeführt wurden. Die Ergebnisse ermöglichen
Aussagen über die Beeinflussung der Desorptionsmechanismen und Mobilisierbarkeit
dieser Schadstoffe im Vergleich zum Freisetzungsverhalten des gesamten organischen
Materials (DOC).
Als Referenzbedingung wurde die Elution des Rieselfeldbodens mit deionisiertem Wasser
bei 15 °C definiert. Hierbei zeigte sich, dass, bezogen auf die Gesamtgehalte der Stoffe
im Boden, jeweils die polarsten Vertreter der drei untersuchten Schadstoffgruppen
(PAK 1, DiCl-OHBP und DiCl-BP) die höchsten Freisetzungsraten aufwiesen und die
Mobilisierbarkeit der Substanzen mit sinkender Polarität innerhalb einer Schadstoffgruppe
abnahm. Dies deutet auf einen starken Einfluss thermodynamischer Faktoren auf die
Desorptionsprozesse innerhalb einer Schadstoffgruppe hin. Beim Vergleich der drei
Schadstoffgruppen wurde allerdings deutlich, dass anhand spezifischer Stoffeigen-
schaften wie der Polarität, das Desorptionsverhalten strukturell verschiedener Stoffe nicht
ausreichend beschrieben werden kann, da beispielsweise die OH-PCB im Vergleich zu
den hydrophileren PAK höhere Freisetzungsraten aufwiesen. Eine Korrelation des
Desorptionsverhaltens von einer Schadstoffgruppe auf eine andere ist daher nur in
Annäherung möglich.
Die Elution der Bodenproben mit verschiedenen 50 mM Salzlösungen (NaNO3, Ca(NO3)2
und einem NaH2PO4/Na2HPO4-Puffer) führte im Vergleich zur Elution des Bodens mit
deionisiertem Wasser zu gesteigerten Freisetzungsraten der organischen Stoffe durch
den Phosphat-Eluenten und zu einer verringerten Mobilität durch den Calcium-Eluenten.
Der Natrium-Eluent hatte keinen erkennbaren Einfluss auf die Schadstofffreisetzung. Die
Abfolge der Elutionsstärken lässt sich sowohl für das gesamte organische Material als
VIII ZUSAMMENFASSUNG
auch für die HOC über die Wechselwirkungen der gelösten Elektrolyte mit dem
überwiegend anionischen organischen Bodenmaterial erklären.
Die Veränderung der Temperatur verursachte keine statistisch signifikanten Unterschiede
der Freisetzungsraten einzelner Schadstoffgruppen. Allerdings deutet ein genereller
Trend darauf hin, dass durch einen Temperaturanstieg auch die Mobilisierbarkeit der
Einzelstoffe erhöht wird. Deutlich erkennbar ist dieser Trend bei der Betrachtung der
Gesamtschadstoffmengen. Eine Erhöhung der Temperatur von 5 °C auf 15 °C führte
bereits zu einem Anstieg der Gesamtfreisetzungsraten um 40 %, eine Temperatur-
erhöhung von 5 °C auf 20 °C sogar um 90 %.
Die Inkubation des Bodens vor der Elution mit polysaccharidspaltenden Enzymen
steigerte ebenfalls die Verfügbarkeit der organischen Schadstoffe im Gegensatz zur
Inkubation des Bodens mit denaturiertem Enzym oder deionisiertem Wasser.
Im Allgemeinen ist das Freisetzungsverhalten der organischen Schadstoffe dem des
gesamten organischen Materials sehr ähnlich – erhöht sich die Mobilität des DOC,
erhöhen sich auch die Freisetzungsraten der HOC. Dies legt die Vermutung nahe, dass
die Freisetzung hydrophober organischer Schadstoffe meist in gleicher Weise von
Faktoren beeinflusst ist wie die des gesamten organischen Bodenmaterials.
Unterschiede bestehen allerdings zwischen den einzelnen Schadstoffgruppen. So wirken
sich die Salz- und Enzym-Effekte deutlich stärker auf die Freisetzungsraten der
hydrophoberen Stoffe aus, während die Freisetzungsraten der hydrophileren Substanzen
durch die verschiedenen Salzlösungen und die Inkubation des Bodens mit Enzymen nur
wenig beeinflusst sind.
Diese Ergebnisse deuten daraufhin, dass die Freisetzung hydrophober organischer
Schadstoffe auf einer Kombination kinetischer und thermodynamischer Faktoren beruht.
Die Abschätzung des Risikos eines Schadstoffes sollte demnach nicht nur aufgrund von
spezifischen Stoffeigenschaften wie der Polarität erfolgen, sondern sollte an weitere
Faktoren, wie z.B. die Bodenbeschaffenheit gekoppelt sein.
SUMMARY IX
Summary
Anthropogenic soils as the former waste water infiltration site Berlin-Buch often contain
large amounts of inorganic and organic contaminants. Because the desorption behaviour
especially of hydrophobic organic contaminants (HOC) and underlying release
mechanisms are so far not clearly understood, these contaminated sites pose a potential
risk for the environment as well as for higher trophic level organisms.
The structure of the soil organic matter (SOM) can be altered by different chemical,
physical and microbiological factors e.g. salts, temperature, and enzymes, possibly
resulting in a changed contaminant release. To study the influence of these three
mentioned factors on the release rates of organic substances, soil leaching experiments
under kinetic controlled conditions were performed in the laboratory. A total of 57
substances, including 4 PAH, 33 PCB, and 20 OH-PCB were monitored and results were
compared to the released amounts of the dissolved organic matter (DOC).
Initial leaching conditions with deionized water at 15 °C showed the highest release rates
related to the total amount of the contaminants in the soil samples for the most polar
compounds of the three compound groups (PAH 1, DiCl-OHBP, DiCl-BP) and a decline of
released amounts with decreasing polarity within one compound group. This suggests a
strong thermodynamic impact on release mechanisms of HOC. In contrast to that,
compound polarity is not sufficient to predict released amounts when comparing all
compound groups with each other, since OH-PCB in comparison to the more hydrophilic
PAH exhibited higher release rates. Thus, a correlation of the desorption behaviour from
one compound group to another due to specific substance properties can only be an
approximation.
To study the influence of chemical factors on the release process, soil leaching was
performed with three different solutions containing 50 mM of dissolved salts (NaNO3,
Ca(NO3)2, and NaH2PO4/Na2HPO4) and deionized water. The phosphate buffer solution
induced the strongest release, while the calcium solution released the lowest amounts of
organic compounds. In comparison to deionized water, the sodium solution had no
observable effects. The leaching strength for DOC as well as for HOC can be explained
by interactions of the dissolved electrolytes with the predominantly anionic organic soil
material.
There is a general trend that elevated temperatures cause an increased availability of
organic substances. This is visible from the total organic contaminant release, that
increased by 40 % by increasing the temperature from 5 °C to 15 °C and by even 90 % by
increasing the temperature from 5 °C to 20. The temperature effect on the release rates of
single compounds were, however, not statistically significant.
X SUMMARY
The influence of microbiological factors was studied by incubating the soil with three
polysaccaride-lysing enzymes (invertase, xylanase and cellulase) prior to the leaching
process. In contrast to soil that was incubated with deionized water or denatured
enzymes, an increased availability of organic contaminants was observed for the enzyme
treated soil.
Generally, the desorption behaviour of organic contaminants is similar to that of the
dissolved organic matter. When release rates of the DOC are enhanced, the availability of
organic contaminants increases, too. This supports the assumption that release rates of
organic contaminants are similarly influenced by external factors as those of the organic
matter.
Interestingly, the extent to which the desorption of a certain contaminant is affected by
salts, temperature or enzymes is dependent on the polarity of the substances. Release
rates of more hydrophobic substances respond more explicit to changed conditions than
hydrophilic compounds.
These results point to the fact that the desorption behaviour of hydrophobic organic
contaminants from soil is affected by a combination of kinetic and thermodynamic factors.
The risk assessment of soil contaminants should therefore not only be based on specific
substance properties, e.g. the polarity, but also on further external factors such as the
composition of the soil organic matter.
VERÖFFENTLICHUNGEN XI
Veröffentlichungen
Teile der vorliegenden Dissertation wurden von mir bereits wie folgt veröffentlicht:
Publikationen
R. Becker, T. Reemtsma (2003): Laboratory studies on the transition of aged organic
contaminants from the solid to the liquid phase, Tagungsband der Jahrestagung der
Wasserchemischen Gesellschaft in Stade, 114 – 117.
T. Reemtsma, R. Becker (2003): Wasserchemische Einflüsse auf die Freisetzung organischer
Stoffe aus urbanen Böden, DBG-Mitteilungen 102 (2), 229-230.
Vorträge
R. Becker, T. Reemtsma (2003): Laboratory studies on the transition of aged organic
contaminants from the solid to the liquid phase; Water Chemical Society - Annual Meeting 2003 in
Stade, European Symposium on Water Chemistry.
R. Becker, T. Reemtsma (2003): Wasserchemische Einflüsse auf die Freisetzung organischer
Stoffe aus urbanen Böden, Jahrestagung der Deutschen Bodenkundlichen Gesellschaft 2003 in
Frankfurt (Oder).
R. Becker, T. Reemtsma (2004): Laboratory studies on factors influencing the kinetics of
contaminant release from soil; Eurosoil 2004 in Freiburg, Abstracts Eurosoil 2004, 154.
Poster
R. Becker, T. Reemtsma (2003): Release behaviour of aged organic contaminants in urban soils
under laboratory controlled conditions; Water and Organic Matter in Anthropogenic Soils: Dynamics
and Processes 2003 in Berlin.
INHALTSVERZEICHNIS XIII
INHALTSVERZEICHNIS
Danksagung........................................................................................................................ V
Zusammenfassung ........................................................................................................... VII
Summary............................................................................................................................ IX
Veröffentlichungen............................................................................................................. XI
Abkürzungs- und Symbolverzeichnis..............................................................................XVII
1 Zielsetzung................................................................................................................1
THEORETISCHE GRUNDLAGEN..........................................................................4
2 Anthropogen beeinflusste Böden..............................................................................4
3 Die Berliner Rieselfelder ...........................................................................................5
3.1 Das Prinzip der Rieselfelder................................................................................5
3.2 Die Geschichte der Berliner Rieselfelder ............................................................6
3.3 Die Schadstoffbelastung der Berliner Rieselfeldböden.......................................7
4 Ausgewählte Rieselfeld-typische hydrophobe organische Schadstoffe..................10
4.1 Polyzyklische aromatische Kohlenwasserstoffe................................................10
4.2 Polychlorierte Biphenyle....................................................................................13
5 Das organische Bodenmaterial...............................................................................18
6 Das Verhalten hydrophober organischer Schadstoffe im Boden............................20
6.1 Einteilung der Schadstoffe ................................................................................20
6.2 Sorption.............................................................................................................21
6.3 Desorption.........................................................................................................22
6.4 Die Alterung und Sequestrierung von Schadstoffen .........................................22
7 Einflussfaktoren auf die Mobilisierbarkeit von Stoffen im Boden ............................24
7.1 Salze .................................................................................................................25
7.2 Temperatur........................................................................................................27
7.3 Enzyme .............................................................................................................29
7.3.1 Nomenklatur......................................................................................................29
7.3.2 Enzyme im Boden und Einflussfaktoren auf die Enzymaktivität........................30
7.3.3 Enzym-Kinetik ...................................................................................................32
7.3.4 Die wirtschaftliche Bedeutung der Enzymaktivität im Boden ............................35
7.3.5 Wechselwirkungen zwischen Enzymen und Schadstoffen im Boden ...............36
EXPERIMENTELLES VORGEHEN.......................................................................40
8 Bodenparameter .....................................................................................................40
XIV INHALTSVERZEICHNIS
9 Messung der Schadstoffe mittels Gaschromatographie–
Massenspektrometrie..............................................................................................40
9.1 Auswahl der Schadstoffe...................................................................................41
9.2 Kalibrierung .......................................................................................................43
10 Soxhlet-Extraktion des Bodens...............................................................................44
10.1 Methodenentwicklung........................................................................................44
10.2 Methode für die Soxhlet-Extraktion der Bodenproben ......................................46
10.2.1 Wiederfindungen ...............................................................................................46
10.3 Ergebnisse der Soxhletextraktionen der Bodenproben.....................................47
11 Die Elution der Bodenproben..................................................................................48
11.1 Die Elutionsapparatur........................................................................................48
11.2 Elutionsablauf....................................................................................................49
11.3 Aufarbeitung der Eluate zur Bestimmung der Freisetzungsraten
einzelner Schadstoffgruppen.............................................................................49
11.3.1 Festphasenextraktion – SPE.............................................................................49
11.3.2 Aufarbeitung der Extrakte nach der SPE ..........................................................50
11.3.3 Wiederfindungen ...............................................................................................51
12 Statistik ...................................................................................................................52
BESCHREIBUNG DER VERSUCHE.....................................................................54
13 Nachweis der kinetisch kontrollierten Versuchsbedingungen.................................54
14 Der Einfluss von Salzlösungen und Temperatur.....................................................55
15 Der Einfluss von Enzymen......................................................................................56
15.1 Methodenentwicklung und Vorversuche ...........................................................56
15.1.1 Aktivitätstest – Glukosebestimmung als Maß für die Enzymaktivität ................56
15.1.2 Aktivitätstest – Ermittlung der optimalen Inkubationszeit ..................................58
15.1.3 Aktivitätstest – Ermittlung der optimalen Inkubationstemperatur ......................61
15.1.4 Aktivitätstest – Zusammenfassung....................................................................62
15.1.5 Eigenaktivität des Bodens.................................................................................63
15.1.6 Verhalten der Enzyme während der Bodeninkubation......................................64
15.2 Hauptversuch - Inkubation des Bodens mit anschließender Elution.................66
15.2.1 Inkubation des Bodens......................................................................................67
15.2.2 Elution des inkubierten Bodens.........................................................................68
ERGEBNISSE UND DISKUSSION .......................................................................70
16 Nachweis der kinetisch kontrollierten Versuchsbedingungen.................................70
INHALTSVERZEICHNIS XV
16.1 Gesamtes organisches Material – SAK254 nm .....................................................70
16.1.1 Reproduzierbarkeit............................................................................................73
16.2 Einzelne Schadstoffgruppen .............................................................................73
16.2.1 Reproduzierbarkeit............................................................................................76
17 Der Einfluss von Salzlösungen und Temperatur.....................................................79
17.1 Einfluss der Salze und Temperatur auf das Freisetzungsverhalten
des gesamten organischen Materials................................................................79
17.1.1 Freisetzungsverhalten gemessen als Summenparameter SAK254 nm
während der Elution – Elutionsprofile................................................................79
17.1.2 Freisetzungsverhalten gemessen als Summenparameter SAK254 nm
in den Eluaten ...................................................................................................81
17.1.3 Freisetzungsverhalten gemessen als Summenparameter DOC in
den Eluaten .......................................................................................................83
17.1.4 Freisetzungsverhalten bestimmt als spezifischer UV-
Absorptionskoeffizient (SUVA)..........................................................................84
17.2 Einfluss der Salze und Temperatur auf das Freisetzungsverhalten
der einzelnen Schadstoffgruppen......................................................................85
17.2.1 Generelle Effekte durch den Salzeinfluss .........................................................86
17.2.2 Generelle Effekte durch den Temperatureinfluss..............................................87
17.2.3 Kombinierter Einfluss der Temperatur und des Elutionsmittels auf
das Freisetzungsverhalten der Gesamtschadstoffmengen...............................88
17.2.4 Freisetzungsverhalten einzelner Schadstoffgruppen ........................................89
17.2.5 Der Einfluss des log KOW-Wertes auf das Freisetzungsverhalten der
Schadstoffe in Abhängigkeit von den Eluenten.................................................93
17.2.6 Halbwertzeiten...................................................................................................94
17.2.7 Einfluss des Gesamtkohlenstoffs auf die Freisetzungsraten
einzelner Schadstoffgruppen.............................................................................95
18 Der Einfluss polysaccharidspaltender Enzyme.......................................................96
18.1 Inkubation..........................................................................................................97
18.1.1 Verlauf der Enzymaktivität im Überstand ..........................................................97
18.1.2 pH-Wert im Überstand.......................................................................................98
18.2 Nach der Inkubation ..........................................................................................99
18.2.1 Wassergehalt und Enzymaktivität im Boden.....................................................99
18.2.2 Freigesetzte Mengen des gesamten organischen Materials im
Überstand – DOC............................................................................................100
18.2.3 Freigesetzte Mengen der verschiedenen Schadstoffgruppen im
Überstand ermittelt als Freisetzungsraten.......................................................100
18.2.4 Freigesetzte Mengen der verschiedenen Schadstoffgruppen im
Überstand ermittelt als Freisetzung vom Inventar...........................................102
18.3 Elution des inkubierten Bodens.......................................................................103
XVI INHALTSVERZEICHNIS
18.3.1 Freisetzung des gesamten organischen Materials als SAK254 nm –
Elutionsprofil....................................................................................................103
18.3.2 Freisetzung des gesamten organischen Materials als SAK254 nm in
den Eluaten .....................................................................................................104
18.3.3 Freisetzung des gesamten organischen Materials als DOC in den
Eluaten ............................................................................................................105
18.3.4 pH-Wert in den Eluaten...................................................................................105
18.3.5 Enzymaktivität in den Eluaten .........................................................................106
18.3.6 Freisetzungsverhalten der verschiedenen Schadstoffgruppen in den
Eluaten in Abhängigkeit von der Inkubationsart des Bodens..........................106
19 Diskussion der Ergebnisse ...................................................................................113
19.1 Schadstoffauswahl ..........................................................................................114
19.2 Elutionsversuche unter kinetisch kontrollierten Laborbedingungen ................115
19.3 Der Einfluss von Salzen auf das Freisetzungsverhalten organischer
Stoffe...............................................................................................................119
19.4 Der Einfluss der Temperatur auf das Freisetzungsverhalten der
organischen Stoffe ..........................................................................................124
19.5 Der Einfluss der Enzyme auf die Freisetzungsraten organischer
Stoffe...............................................................................................................125
20 Schlussfolgerungen ..............................................................................................128
Literaturverzeichnis..........................................................................................................130
Chemikalienliste...............................................................................................................147
Abbildungsverzeichnis .....................................................................................................149
Tabellenverzeichnis .........................................................................................................153
Anhang.............................................................................................................................157
ABKÜRZUNGS- UND SYMBOLVERZEICHNIS XVII
ABKÜRZUNGS- UND SYMBOLVERZEICHNIS
a Jahr
Abb. Abbildung
ANOVA engl. Analysis Of Variances – Varianzanalyse
AOX Adsorbierbare organisch gebundene Halogene
BG Bestimmungsgrenze
BV Bettvolumen
Ca Calciumnitrat-Eluent
Cmax Maximale Konzentration
C/N-Verhältnis Kohlenstoff-Stickstoff-Verhältnis
Corg-Gehalt Gehalt an organischem Kohlenstoff im Boden
d Tag
DCM Dichlormethan
DiCl-BP Dichlorobiphenyle
DiCl-OHBP Monohydroxylierte Dichlorobiphenyle
dE Denaturiertes Enzym
DIN Deutsches Institut für Normung
DOC engl. Dissolved Organic Carbon – gelöster organischer Kohlenstoff
DOM engl. Dissolved Organic Matter – gelöstes organisches Bodenmaterial
E Enzym
EG Erfassungsgrenze
EI Elektronenstoßionisation
EN Europäische Norm
EPA engl. Environmental Protection Agency – Umweltschutzbehörde der USA
EtAc Ethylacetat
FG Freiheitsgrad
F-Test Varianzquotienttest
GC-MS Gaschromatographie-Massenspektrometrie
Gew.-% Gewichtsprozent
GST Glutathion-S-Transferase
h Stunden
H0Nullhypothese
HAAlternative Hypothese
HMOM Höhermolekulares organisches Bodenmaterial
HSD-Test engl. Honest-Significant-Difference-Test von Tuckey – Post hoc-Test der
ANOVA
I.D. Innendurchmesser von GC-Kapillarsäulen
IEC engl. International Electrotechnical Commission- Normungsgremium für
Elektrotechnik
ISO engl. International Standards Organization – internationale Vereinigung von
Normungsorganisationen
XVIII ABKÜRZUNGS- UND SYMBOLVERZEICHNIS
IOMD engl. Intra Organic Matter Diffusion - Diffusion in die organische Substanz
ISTD Interner Standard
KOW Oktanol / Wasser-Verteilungskoeffizient
log KOW Logarithmus des Oktanol / Wasser-Verteilungskoeffizienten
MH Methylharnstoff
min Minuten
MNH N-Methyl-N-nitrosoharnstoff
MonoCl-BP Monochlorobiphenyl
MSD Massenselektiver Detektor
MW Mittelwert
m/z Masse-Ladungs-Verhältnis in der Massenspektrometrie
Na Natriumnitrat-Eluent
n.b. nicht bestimmt
NG Nachweisgrenze
Nges Gesamtstickstoffgehalt im Boden
NMOM Niedermolekulares organisches Material
OH-PCB Monohydroxylierte polychlorierte Biphenyle
OctaCl-BP Octachlorobiphenyl
OM Organisches Material
PAK Polyaromatische Kohlenwasserstoffe
PAK 1 Phenanthren und Anthracen
PAK 2 Fluoranthen und Pyren
PCB Polychlorierte Biphenyle
PentaCl-BP Pentachlorobiphenyle
PO4Phosphatpuffer-Eluent
RT engl. Retention Time – Retentionszeit
SAK254 nm Spektraler Absorptionskoeffizient gemessen bei der Wellenlänge 254 nm
SCAN Methode in der Massenspektrometrie zur Erfassung aller Fragmentionen
SIR engl. Selected Ion Recording – Methode in der Massenspektrometrie zur
Erfassung ausgewählter Fragmentionen
SOM engl. Soil Organic Matter – Organisches Bodenmaterial
SPE engl. Solid Phase Extraction – Festphasenextraktion
Stabw. Standardabweichung
SUVA Spezifischer Absorptionskoeffizient
t½ Halbwertzeit
Tab. Tabelle
TC engl. Total Carbon - Gesamtkohlenstoff
TCDD Tetrachlorodibenzodioxine
TetraCl-BP Tetrachlorobiphenyle
TetraCl-OHBP Monohydroxylierte Tetrachlorobiphenyle
TIC engl. Total Inorganic Carbon – gesamter anorganischer Kohlenstoff
ABKÜRZUNGS- UND SYMBOLVERZEICHNIS XIX
TM Trockenmasse
TOC engl. Total Organic Carbon – gesamter organischer Kohlenstoff
TriCl-BP Trichlorobiphenyle
TriCl-OHBP Monohydroxylierte Trichlorobiphenyle
TVO Trinkwasserverordnung
Typ III MQ Quadratmittelwerte der ANOVA nach dem Typ III-Berechnungsmodell
Typ III QS Quadratsummen der ANOVA nach dem Typ III-Berechnungsmodell
U Unit
UV Ultraviolette Strahlung
VIS Sichtbarer Wellenlängenbereich
W Wasser
ZIELSETZUNG 1
1 Zielsetzung
Sowohl chemische, als auch physikalische und mikrobielle Faktoren können einen
Einfluss auf die Struktur der organischen Bodenphase (SOM) haben und Veränderungen
des organischen Bodenmaterials bewirken. Diese Veränderungen wiederum können dazu
führen, dass nicht nur die Mobilisierbarkeit des organischen Bodenmaterials beeinflusst
wird, sondern auch die der an das SOM sorbierten Schadstoffe.
Die Kenntnis der Desorptionsmechanismen von anorganischen und organischen
Schadstoffen ist vor allem im Bereich urbaner Böden von Bedeutung, da sie im
Gegensatz zu anthropogen unbeeinflussten, siedlungsfernen Böden ein höheres Risiko
für die Umwelt und höhere Organismen darstellen. Das Freisetzungsverhalten
anorganischer Schadstoffe, vor allem der Schwermetalle wurde bereits umfassend
untersucht (Blume und Horn, 1982; Brühl und Klussmann, 1987; Auhagen et al., 1994;
Bukowski und Schade, 1995; Blumenstein, 1995; Renger et al., 1995 a und 1995 b;
Blumenstein et al., 1997; Hoffmann, 2001; Savric, 2001; Hoffmann et al. 2000 und 2002),
wohingegen zur Mobilisierbarkeit gealterter, strukturell verschiedener organischer
Schadstoffe bisher nur wenig bekannt ist. Vorangegangene Untersuchungen zur
Freisetzbarkeit organischer Schadstoffe beschränken sich entweder auf Beobachtungen
zum Boden frisch zugesetzter Substanzen (Marschner, 1997), die ein anderes Verhalten
als gealterte organische Schadstoffe aufweisen, oder auf die Ermittlung von
Summenparametern wie DOC oder AOX (Reemtsma et al. 1999 und 2003). Bekannt ist
soweit, dass Salze oder Temperaturänderungen die Mobilisierbarkeit des gesamten
organischen Materials (DOC) verändern können. Unklar ist aber weiterhin, ob sich das
Freisetzungsverhalten gealterter organischer Schadstoffe in gleicher Weise wie das des
DOC beeinflussen lässt und welche weiteren Faktoren eventuell von Bedeutung sein
können.
Ziel dieser Arbeit ist es daher, den Einfluss chemischer, physikalischer und mikrobieller
Faktoren auf die Mobilisierbarkeit hydrophober organischer Schadstoffe im Vergleich zur
Freisetzung des gesamten organischen Materials aus Bodenproben des Rieselfeldes
Berlin-Buch in Elutionsversuchen zu ermitteln.
Der Einsatz von Salzlösungen als Elutionsmittel (chemischer Faktor) kann zu
Wechselwirkungen der gelösten Elektrolyte mit dem weitgehend anionischen organischen
Bodenmaterial führen und so Strukturänderungen des SOM bewirken, die eine erhöhte
oder verringerte Mobilität von organischen Stoffen zur Folge haben. Eine gezielte
Veränderung der organischen Bodenphase beinhaltet zudem die Möglichkeit, die
Sorptionsaffinität organischer Schadstoffe an bestimmte Fraktionen des SOM zu
untersuchen. Diese Zuordnung könnte eventuell auch durch den Zusatz spezieller
2 ZIELSETZUNG
Enzyme zum Boden (mikrobieller Faktor), die definierte chemische Strukturen der
organischen Bodenphase angreifen, möglich sein. Als physikalischer Faktor soll der
Einfluss der Temperatur auf die Mobilisierbarkeit organischer Stoffe im Boden untersucht
werden. Eine Temperaturerhöhung bewirkt eine gesteigerte mikrobielle Aktivität im
Boden, wodurch ein bescheunigter Abbau des SOM erfolgt und organische Stoffe
vermehrt freigesetzt werden können. Des Weiteren wird die Diffusionsgeschwindigkeit der
Schadstoffmoleküle durch das SOM erhöht.
Zur Abschätzung von Freisetzungsraten organischer Stoffe haben sich dynamische
Säulentests bewährt. Die Einstellung kinetisch kontrollierter Elutionsbedingungen ist dabei
wichtig, um verschiedene Einflussfaktoren beobachten zu können und Equifinalität zu
vermeiden (Wehrer und Totsche, 2003). Am Anfang der Arbeit steht daher die
Entwicklung einer Elutionsapparatur, die die Beobachtung der Freisetzung organischer
Stoffe aus dem Boden unter kinetisch kontrollierten Bedingungen erlaubt.
Eine Möglichkeit, für die Versuche geeignete Schadstoffe auszuwählen, stellen
Screening-Messungen der Soxhlet-Extrakte des Bodens dar. Die Identität der Schadstoffe
kann dabei über den Vergleich mit Standardsubstanzen und den entsprechenden GC-
Retentionszeiten geklärt werden. Wichtig ist hierbei, dass die ausgewählten hydrophoben
organischen Schadstoffe anschließend auch in den wässrigen Bodeneluaten in
quantifizierbaren Mengen bestimmt werden können. Die vermuteten
Schadstoffkonzentrationen liegen im pg- bis ng-Bereich pro Liter Eluat. Daher ist es für
die Analytik der organischen Schadstoffe erforderlich, geeignete Extraktions- und
Aufarbeitungsmethoden zu entwickeln und eine entsprechende GC-MS-Methode zu
erstellen. Die Gaschromatographie-Massenspektrometrie (GC-MS) ist zurzeit das
einfachste und genaueste Verfahren für die Analytik hydrophober organischer Schadstoffe
mit guter thermischer Stabilität und daher für diese Untersuchungen am besten geeigenet.
Die Mobilisierbarkeit des gesamten organischen Materials kann über die Messung des
DOC-Gehaltes der Eluate und des spektralen Absorptionskoeffizienten bei 254 nm
(SAK254 nm) verfolgt werden.
Zum Einsatz von Enzymen in Elutionsversuchen liegen bisher keine Erfahrungen vor. Um
einen ersten Einblick zum Einfluss mikrobieller Faktoren zu erhalten, soll der Boden vor
der Elution mit Boden-typischen Enzymen inkubiert werden und anschließend eluiert
werden. Dazu müssen entsprechende Methoden zur Bodeninkubation und Bestimmung
der Enzymaktivitäten entwickelt werden. Schwierigkeiten ergeben sich eventuell durch
den Einsatz freier Enzyme, die möglicherweise, sobald sie in den Boden kommen,
deaktiviert werden. Ein Problem stellt hierbei auch die Auswahl der richtigen Enzyme und
Enzymaktivitäten dar.
ZIELSETZUNG 3
Die Ergebnisse dieser Arbeit sollen Aussagen zur Beeinflussung der Desorptions-
mechanismen und Mobilisierbarkeit hydrophober organischer Schadstoffe im Vergleich
zur Freisetzbarkeit des gesamten organischen Materials ermöglichen und zur
verbesserten Risikoabschätzung organischer Schadstoffe beitragen.
4 ANTHROPOGEN BEEINFLUSSTE BÖDEN
THEORETISCHE GRUNDLAGEN
2 Anthropogen beeinflusste Böden
Nach § 2 des Bundesbodenschutzgesetzes (BBodSchG) vom 17. März 1998 zählen zu
den natürlichen Funktionen des Bodens die Schaffung der Lebensgrundlage und des
Lebensraumes für Menschen, Tiere, Pflanzen und Bodenorganismen. Weiterhin ist der
Boden, aufgrund seiner Wasser- und Nährstoffkreisläufe Bestandteil des Naturhaushaltes
und ein wichtiges Abbau-, Ausgleichs- und Aufbaumedium für stoffliche Einwirkungen
aufgrund der Filter-, Puffer- und Stoffumwandlungseigenschaften, insbesondere auch zum
Schutz des Grundwassers. Des Weiteren ist der Boden als Archiv der Natur- und Kultur-
geschichte von Bedeutung und besitzt außerdem verschiedene Nutzungsfunktionen, z.B.
als Rohstofflagerstätte, als Fläche für Siedlungen und Erholung, als Standort für die land-
und forstwirtschaftliche Nutzung und sonstige wirtschaftliche und öffentliche Nutzungen.
Daher ist es Zweck dieses Gesetzes, nachhaltig die Funktionen des Bodens zu sichern
oder wiederherzustellen und bei Einwirkungen auf den Boden Beeinträchtigungen so weit
wie möglich zu vermeiden (§ 1 BBodSchG).
Durch menschliche Aktivitäten beeinträchtigte Böden werden in der Literatur uneinheitlich
als anthropogene Böden, als Stadtböden, Siedlungsböden, als Kultosole oder Anthrosole
bezeichnet (Mark, 2004). Zu solchen Böden zählen sowohl natürliche Böden, die z.B.
durch Bearbeitung verändert werden bis hin zu einer Zerstörung der ursprünglichen
Horizontierung, als auch anthropogene Umlagerungen natürlicher und künstlicher
Substrate wie z.B. Bauschutt, Mülldeponien, Schlackenböden oder Klärschlämme. Die
Klassifikation dieser Böden erfolgt entsprechend dem Grad der anthropogenen
Veränderung und wird als Hemerobiestufe bezeichnet (Blume, 1990; Anhang D Tab. 37).
Nach Blume (1990) zählen zu den Faktoren, die zu einer Veränderung oder Belastung
von Böden führen, die Bodennutzung, die Bearbeitung und Verdichtung von Böden
(Kulturmaßnahmen, Melioration), der Abtrag von Boden durch induzierte Wind- oder
Wassererosion und durch Massenversatz am Hang (z.B. durch Straßenbau induziert)
oder Umlagerungen in und an offenen Gewässern. Weiterhin werden Böden durch Ent-
und Bewässerung (z.B. Trockenlegen von Mooren, Drainagemaßnahmen,
Nassreisanbau, Bewässerungskanäle) und Düngung, wodurch es zu gasförmigen
Verlusten, NO3-Auswaschung oder Aggregierung kommen kann, beeinflusst. Die
Deponierung von Abfällen, wie z.B. Müll, Schlämme und Bauschutt, und die
Bodenüberformung und –versiegelung führen ebenfalls zu einer Veränderung und
Belastung des Bodens. Ein weiterer wichtiger Faktor ist die Kontamination der Böden mit
Schadstoffen, wie Stäuben, Säuren, Metallen, Salzen, Pflanzenschutzmitteln, organischen
Verbindungen, Radionukliden und Gasen. Im Jahr 2000 galten in Deutschland insgesamt
DIE BERLINER RIESELFELDER 5
202 880 Flächen als mit giftigen Schadstoffen kontaminiert, wobei ehemalige und noch
genutzte, vermutlich kontaminierte Militärflächen nicht mit eingerechnet wurden (White
und Claxton, 2004). Auf einer Fläche von 1000 km2 befinden sich somit in Deutschland
568,4 kontaminierte Böden, was etwa 2,5 Schadstoffbelasteten Flächen pro 1000
Einwohner entspricht.
3 Die Berliner Rieselfelder
Rieselfelder, die Gegenstand der vorliegenden Arbeit sind, zählen zu anthropogen
belasteten Böden und werden innerhalb der Hemerobie-Klassifizierung als euhemerob,
also als stark verändert bis künstlich eingestuft (Anhang D Tab. 37).
3.1 Das Prinzip der Rieselfelder
Die Verrieselung von Abwässern zu ihrer Reinigung stellt eines der ältesten
landgestützten Verfahren der Abwasserbehandlung dar. Das Prinzip beruht zum einen auf
der Eigenschaft des Bodens, aufgrund seiner feinporigen Zwischenräume zwischen den
Mineralkörnern, Abwasser mechanisch zu reinigen und dabei grobe Schwebstoffe und
Partikel zu entfernen. Und zum anderen werden Nähr- und auch Schadstoffe aus dem
Abwasser über chemische Austauschprozesse (Kationenaustauschkapazität) ausgefiltert
und zumindest vorübergehend an einer Verlagerung ins Grundwasser gehindert (Böken
und Hoffmann, 2001). Aufgrund der Zufuhr leicht mineralisierbarer organischer Substanz
kommt es außerdem zu einer Erhöhung der biologischen Aktivität im Boden, wodurch der
Um- und Abbau bodenbürtiger organischer Substanzen stimuliert wird (Marschner, 1997).
Wie bei einem Sieb, spielt für die mechanische Reinigung die Korngröße der
Bodenpartikel eine Rolle. Die Porenräume von Lehm- und Tonböden können, aufgrund
eines hohen Anteils feiner Bestandteile, leicht mit den festen Abwasserinhaltsstoffen
verstopfen und sind somit für den Rieselbetrieb wenig geeignet. Wohingegen sandige
Böden, wie sie überwiegend im Berliner Umland zu finden sind, über lange Zeit die
mechanische Filterleistung gewährleisten und gleichzeitig, aufgrund schneller
Versickerung, in kurzer Zeit große Abwassermengen aufnehmen können.
Die chemische Filterleistung aufgrund von Sorptionsprozessen hängt von verschiedenen
Parametern ab, wie z.B. den austauschaktiven Bodenbestandteilen (Humus, Ton, Oxide),
den Durchlüftungsverhältnissen im Boden und dem pH-Wert des Bodens. Eine erschöpfte
Kationenaustauschkapazität oder veränderte Parameter können dazu führen, dass keine
Stoffe mehr im Boden gespeichert werden. Weiterhin können bereits sorbierte Stoffe
wieder freigesetzt und mit dem Sickerwasser bis ins Grundwasser verlagert werden, oder
es kann zu Ausfällungen kommen (Böken und Hoffmann, 2001).
6 DIE BERLINER RIESELFELDER
3.2 Die Geschichte der Berliner Rieselfelder
Der Ausbau der Kanalisation und des Rieselfeldsystems in Berlin begann 1873 unter der
Leitung von Rudolf Virchow und James Hobrecht. Die Idee war, die schlechte hygienische
Situation in der Stadt, bedingt durch das rasche Bevölkerungswachstum, zu verbessern
und durch die hohen Gehalte an organischer Substanz im Abwasser die
Bodenfruchtbarkeit der sandigen, ertragsarmen Böden im Umland von Berlin zu erhöhen.
Die so behandelten Böden sollten für die Landwirtschaft eingesetzt werden und
wesentlich zur Versorgung Berlins mit Gemüse und anderen Agrarprodukten beitragen
(Böken und Hoffmann, 2001). Landwirtschaftlich gesehen waren Versickerungsmengen
von 1000 bis 3000 mm/a möglich (Savric, 2001).
Zu dieser Zeit lebten bereits etwa eine Millionen Menschen in Berlin, die bis zu diesem
Zeitpunkt ihre „kleinen“ und „großen“ Geschäfte auf Plumpsklos verrichteten. Darüber
hinaus existierten etwa 16 000 Wassertoiletten, die jedoch aufgrund fehlender
Kanalisation in den Rinnstein oder direkt in die Flüsse und Kanäle entwässerten (Böken
und Hoffmann, 2001). Diese Art der Abwasserentsorgung führte zu häufigen Typhus- und
Cholera-Epidemien durch verunreinigtes Wasser. Doch schon kurze Zeit nach dem
Aufbau des Abwassersystems sank die Zahl der Erkrankungen drastisch von z.B. 140
Typhus-Fällen im Jahr 1872 auf 16 Fälle im Jahr 1885, was die hygienische Bedeutung
der unterirdischen Ableitung der Abwässer und deren Behandlung für die Stadt bestätigte
(Bjarsch, 1997).
Bereits vierzehn Jahre später waren 1,15 Millionen Berliner an das Rieselfeldsystem
angeschlossen und die Menge vorwiegend häuslicher Abwässer betrug damals
42 Mill. m3/Jahr. Im Jahr 1913 besaß die Stadt Berlin 14.364 ha (143,64 km2) Rieselgüter
mit 8.563 ha direkter Verrieselungsfläche. Diese Fläche überstieg das damalige
Stadtgebiet von Berlin deutlich, wobei die wesentlichen Flächenanteile im Norden und
Nord-Osten sowie im Süden Berlins lagen und zwischen 11 und 21 km vom damaligen
Stadtgebiet entfernt waren (Hahn und Langbein, 1928).
Die zunehmende Industrialisierung führte allerdings auch zu einem Anstieg der
verrieselten Industrieabwässer und somit einem vermehrten Schadstoffeintrag. Im Jahr
1926 stammen bereits 7,3 % aller eingeleiteten Abwässer aus der Industrie, wobei der
Anteil der Abwässer aus Gaswerken und der Metallverarbeitenden Industrie 25 % betrug.
Da ein Jahr später die vorhandenen Kläranlagen aufgrund von Überlastung abgeschaltet
wurden und die gesamte Abwasserentsorgung nun über Rieselfelder geschah, stieg die
jährliche Abwassermenge im Jahr 1927 auf 182 Mill. m3 an.
Mitte der Sechsziger Jahre des 20. Jahrhunderts waren die Abwassermengen aus Berlin
dann so immens, dass die bestehenden Rieselfeldflächen nicht mehr ausreichten, um das
Abwasser aufzunehmen. Ein Teil der Rieselfelder in Buch und Großbeeren wurde
DIE BERLINER RIESELFELDER 7
daraufhin auf den so genannten Intensivfilterbetrieb umgestellt. Diese Becken wurden mit
teilweise mehr als 10 000 mm/a berieselt, was in etwa dem 20-fachen des
Jahresniederschlags entspricht, und waren nun ganzjährig mit Abwässern überstaut. Mit
dem Bau und der Inbetriebnahme mehrerer Kläranlagen wurden die Rieselfelder
schrittweise entlastet und verloren 1984 durch Inbetriebnahme des Klärwerkes Nord bei
Schönerlinde endgültig ihre einstige Bedeutung für Berlin. Der letzte Rieselbetrieb in Buch
wurde 1986 eingestellt und die Rieselfelder Süd wurden letztmalig im Jahr 1989 mit
Schwarzwasser beschickt (Böken und Hoffmann, 2001; Bjarsch, 1997). Im Jahr 1992
wurden noch etwa 1250 ha der Rieselfeldbezirke Karolinenhöhe, Sputendorf,
Großbeeren, Deutsch-Wusterhausen und Wansdorf (Einstellung der Verrieselung 1998)
genutzt. Aufgrund von Teilflächenstilllegungen wurden allerdings deutlich geringere
Abwassermengen aufgebracht. Vorrangiges Ziel der weiteren Beschickungen war vor
allem die Immobilisierung der im Boden angereicherten Nähr- und Schadstoffe.
Heutzutage wird nur noch mechanischbiologisch gereinigtes Abwasser auf den noch
betriebenen Flächen verrieselt. Die Rieselfelder Sputendorf und Karolinenhöhe dienen
außerdem als Havarieflächen für den Fall einer Überlastung oder eines Ausfalls der
Klärwerke Ruhleben und Stahnsdorf.
Vor allem aber sollen die Rieselbereich als Erholungsraum entwickelt werden, wozu z.B.
auch die Umwandlung geeigneter Rieselfeldflächen in Feuchtbiotope zählt.
3.3 Die Schadstoffbelastung der Berliner Rieselfeldböden
Schädliche Substanzwirkungen drangen erst in den Vierziger Jahren des 20.
Jahrhunderts langsam in das Bewusstsein der Menschen vor, weshalb das auf den
Rieselfeldern aufgebrachte Wasser lange Zeit nur mechanisch vorgereinigt wurde. Durch
die fast hundertjährige Rieselfeldwirtschaft, die auch die Verbringung von einem stetig
ansteigenden Anteil an Industrieabwässern mit einschloss, konnten sich so mit dem
Abwasser große Mengen an Schadstoffen im Boden anreichern.
Mit der Untersuchung der Schadstoffbelastung und Nährstoffsituation der Rieselfeldböden
wurde dennoch erst Anfang der 80er Jahre intensiv begonnen (Salt, 1987; Metz und
Herold, 1991). Hierbei zeigte sich, dass sich die tonarmen, sandigen Ausgangssedimente
in Regosole mit durchschnittlich 15 – 60 cm mächtigen humosen Horizonten entwickelt
hatten und die Böden und angebaute Nutzpflanzen erheblich mit Schadstoffen belastet
waren, was z.B. zum Verbot des Gemüseanbaus im Bereich des Rieselfeldes
Karolinenhöhe im Jahr 1985 führte. Durch die überwiegend partikulare, an organische
Abwasserinhaltsstoffe gebundene Anreicherung der Stoffe im Boden, konnte eine enge
Beziehung zwischen der Menge der organischen Substanz im Boden und den
gemessenen Schadstoffgehalten beobachtet werden (Böken und Hoffmann, 2001).
8 DIE BERLINER RIESELFELDER
Vor allem die Belastung mit Schwermetallen und deren Mobilisierung aus Rieselfeldböden
wurde bisher ausführlich untersucht (Blume und Horn, 1982; Brühl und Klussmann, 1987;
Auhagen et al., 1994; Bukowski und Schade, 1995; Blumenstein, 1995; Renger et al.,
1995 a und 1995 b; Blumenstein et al., 1997; Hoffmann, 2001; Savric, 2001; Hoffmann et
al. 2000 und 2002). Gefunden wurden vor allem Blei, Cadmium, Chrom, Kupfer, Nickel
und Zink. Wie aus Tab. 1 ersichtlich wird, können die genannten Schwermetalle sehr
unterschiedlich in Rieselfeldböden verteilt sein. Dies betrifft sowohl deren horizontale als
auch vertikale Anreicherung innerhalb eines Rieselfeldes.
Minimale und maximale Schwermetallgehalte
[mg/kg]
Element Zuleiter 1) Rieseltafeln
(Oberboden) Dämme 2) Becken 3)
Blei 8,0 - 428 6,0 - 694 10 - 800 3,0 - 977
Cadmium 0,4 - 6,5 0,3 - 41 0,9 - 32 0,10 - 70,1
Chrom 0,1 - 180 4,0 - 140 12,0 - 285 3,0 - 425
Kupfer 3,0 - 990 2,0 - 480 26 - 771 8,0 - 1306
Nickel 16 - 66 1,0 - 180 4,0 - 130 1,0 - 190
Zink 2,0 - 511 26,0 – 1975 67 – 1470 42 – 2718
1) Zuleiter wurden regelmäßig manuell gesäubert
2) auf den Dämmen wurde der Aushub aus den Zuleitern abgelagert
3) Absetzbecken, Schlammtrockenplätze, Intensivfilter
Tab. 1: Schwermetallgehalte im Boden verschiedener Bereiche von ehemaligen
Rieselfeldern im Süden Berlins nach Blumenstein et al. (1997).
Neben Schwermetallen gelangten aber auch organische Schadstoffe mit dem Abwasser
in die Rieselfeldböden. Diese Gruppe von Schadstoffen, wie Polyzyklische Aromatische
Kohlenwasserstoffe (PAK), Polychlorierte Biphenyle (PCB), Mineralölkohlenwasserstoffe
(MKW), Clofibrinsäure, Hexachlorbenzol (HCB), Hexachlorcyclohexan (HCH), 1,1,1-
Trichlor-2,2-bis(chlorphenyl)-ethan (DDT), diverse Wirkstoffe von Pflanzenschutzmitteln
u.a. waren allerdings in der Regel im Abwasser in deutlich geringeren Konzentrationen
vorhanden als Nährstoffe oder Schwermetalle (Tab. 2; Grunewald, 1994; Bechmann und
Grunewald, 1995; Bechmann, 1995; Kratz, 1995; Heberer und Stan, 1996; Blumenstein et
al., 1997; Hoffmann et al., 2000). Demzufolge spielten sie zunächst als Kontaminanten
auf Rieselfeld-böden eine untergeordnete Rolle.
Aufgrund ihrer Persistenz und der möglichen Bildung toxischer Metabolite, die in tiefere
Bodenschichten und ins Grundwasser verlagert werden können, besitzen aber vor allem
PAK, PCB und ggf. MKW in Rieselfeldböden eine Altlastenrelevanz.
DIE BERLINER RIESELFELDER 9
Tab. 2: Organische Schadstoffe im Boden von Rieselfeldern im Süden Berlins nach
Blumenstein et.al. (1997); NWG – Nachweisgrenze.
Weiterhin findet man stark erhöhte Gehalte an anorganischem Stickstoff und Phosphor
und organischen Stickstoffverbindungen bei gleichzeitig niedrigem C/N-Verhältnis (Blume
und Horn, 1982; Bechman et al., 1995).
Durch die Stilllegung der Rieselfeldflächen ergaben sich vor allem Probleme infolge des
veränderten Wasserhaushalts und Bodenzustands, da dadurch der Abbau organischer
Substanz beschleunigt werden kann und somit eine Abnahme des Bindungsvermögens
von Schadstoffen an den Boden und deren Remobilisierung und Grundwasser-
anreicherung möglich ist. Weiterhin erfolgte durch die Einebnung und das Umpflügen
stillgelegter Flächen eine Durchmischung von Böden unterschiedlicher Belastung und
Verlagerung belasteten Bodenmaterials in tiefere Bodenschichten und somit näher zum
Grundwasser. Die Bodenlockerung führte im Oberboden außerdem zu einer starken
Mineralisation und Versauerung, wodurch die pH-Werte von etwa 6 auf aktuelle Werte
von pH 4,5 bis 5,5 sanken und zu einer Schwermetallmobilisierung führten, die
jahrzehntelang durch den kontinuierlichen Zustrom basischer Abwässer verhindert wurde
(Blume et al., 1980; Blume und Horn, 1982; Böken und Hoffmann, 2001).
Diese Veränderungen im Boden beeinflussen außerdem das Rückhaltepotential von
Ammonium, das aufgrund von einsetzender Nitrifikation in gut wasserlösliches Nitrat
umgewandelt wird, und Phosphat. Deshalb ist das Grundwassers im Bereich der
Rieselfelder deutlich beeinflusst und weist nicht nur eine starke Salzbelastung auf (Tröger
und Asbrand, 1995), sondern vor allem auch erhöhte Nitrat- und Phosphat-Gehalte.
Die Belastung des Grundwassers mit organischen Schadstoffen ist insgesamt geringer als
im Falle von Nährstoffen und Schwermetallen.
Die Rieselfelder gelten bis heute als Altlastenverdachtsflächen, wobei die Untersuchung
und Bewertung der Mobilität der anorganischen und organischen Schadstoffe ein Problem
darstellt, da sie in Abhängigkeit vom Zeitpunkt und der Auflassung der Rieselfelder einer
ständigen Dynamik unterliegen. Nach Einschätzung des Landesumweltamtes
Brandenburg (2002) können Rieselfeldflächen auch nicht mit verhältnismäßigen Mitteln
dekontaminiert werden. Daher ist es zur Ermittlung des langfristigen Gefährdungs-
Minimale und maximale organische Schadstoffgehalte im Boden
[mg/kg]
Schadstoffgruppe Rieseltafeln Becken
(Absetzbecken, Schlammtrocken-
plätze, Intensivfilter)
PAK NWG - 13,7 0,01 - 5,1
PCB NWG - 0,846 NWG - 0,237
DDT NWG - 0,234 NWG - 0,037
10 AUSGEWÄHLTE RIESELFELD-TYPISCHE HYDROPHOBE ORGANISCHE SCHADSTOFFE
potentials zwingend erforderlich, ausreichende Kenntnisse der Wechselwirkungen
rieselfeldtypischer Schadstoffe mit den sich verändernden Milieubedingungen zu
erlangen.
4 Ausgewählte Rieselfeld-typische hydrophobe organische
Schadstoffe
4.1 Polyzyklische aromatische Kohlenwasserstoffe
Polyzyklische aromatische Kohlenwasserstoffe (PAK) bestehen aus mindestens zwei
kondensierten Benzolringen, die linear, angulär oder in Clustern angeordnet sein können
(Abb. 1 und Anhang C Abb. 48). Die Molekulargewichte liegen zwischen 130 und
300 g/mol, wobei die Wasserlöslichkeit und die biologische Abbaubarkeit der
Verbindungen mit steigender Ringzahl abnimmt.
Benzo[a]p
y
re
n
Abb. 1: Strukturformel der polyaromatischen Verbindung Benzo[a]pyren.
Hauptsächlich entstehen PAK als komplexe Vielstoffgemische durch unvollständige
Verbrennung organischen Materials, in der Natur beispielsweise durch Waldbrände oder
Vulkanausbrüche (Wilcke, 2000). Vermutlich werden während der Pyrolyse freie
Kohlenstoff-, Wasserstoff- und Kohlenwasserstoffradikale gebildet, die über „naszierendes
Acetylen“ zu polyzyklischen aromatischen Kohlenwasserstoffen polymerisieren
(Marquardt und Schäfer, 2004). Der Haupteintrag in die Umwelt ist allerdings
anthropogenen Ursprungs, z.B. durch unvollständige Verbrennung fossiler Energieträger,
Kohleverwertung in Kokereien oder Bitumenverwendung im Straßenbau (Baek et al.,
1991). Von toxikologischer Bedeutung ist vor allem das Vorkommen von PAK im Haupt-
und Nebenstrom des Tabakrauchs sowie in gebratenem und gegrilltem Fleisch
(Marquardt und Schäfer, 2004).
Welche PAK gebildet werden, hängt von der Temperatur und den Mischungsverhältnissen
in der Flamme ab. Allgemein gilt, dass bei niedrigeren Temperaturen mehr PAK entstehen
als bei höheren. Mit zunehmender Temperatur steigt allerdings der Anteil höher
kondensierter Verbindungen an, während bei niedrigeren Temperaturen Alkyl-Homologe
bevorzugt gebildet werden (Masclet et al., 1987; Gonzales-Vila et al., 1991).
AUSGEWÄHLTE RIESELFELD-TYPISCHE HYDROPHOBE ORGANISCHE SCHADSTOFFE 11
Weiterhin gibt es Hinweise, dass einige PAK auch biologisch gebildet werden können.
Beispielsweise enthalten Pilze, Insekten und marine Organismen 4,9-Dihydroxyperylen-
3,10-chinon, das als Ausgangsstoff einer anaeroben Perylen-Bildung in Frage kommt
(Venekatesan, 1988; Guggenberger et al., 1996; Wilcke et al., 1999 und 2000).
Insgesamt gibt es mehrere hundert polyaromatische Verbindungen, wovon allerdings
meist nur die 16 PAK der EPA-Liste von analytischem Interesse sind (Anhang C Abb. 48),
da ihnen aufgrund ihrer kanzerogenen und mutagenen Wirkungen besondere Priorität
zugeordnet wird. Vor allem das Benzo[a]pyren (Abb. 1) wurde bisher intensiv untersucht,
da es bereits 1895 isoliert, identifiziert und mit dem seit 1775 bekannten erhöhten
Auftreten von Skrotalkrebs bei Schornsteinfegern in Zusammenhang gebracht wurde
(Marquardt und Schäfer, 2004).
Die Verteilung der PAK erfolgt hauptsächlich mit der Luft, wobei die Verbreitung der
Moleküle aufgrund ihrer außerordentlich geringen Flüchtigkeit (außer zweikernige
Aromaten) an das Vorkommen von Partikeln (Staub, Ruß, Pollen) gekoppelt ist. Obwohl
bislang rund 500 PAK in der Luft nachgewiesen wurden, beschränken sich Messungen
der Luftkonzentration zumeist auf das Benzo[a]pyren als Leitsubstanz. Unter dem Einfluss
des Sonnenlichts (UV-Anteil) und in Gegenwart von Photooxidantien können noch in der
bodennahen Atmosphäre enthaltene PAK durch Oxidation und anschließende
Ringöffnung verändert werden.
Weiterhin werden PAK über das Abwasser (Altlasten, Industrie und Gewerbeanlagen) und
Oberflächenwasser verteilt und gelangen auf diese Weise in Böden und Gewässer-
Sedimente, wo sie Halbwertzeiten zwischen Monaten bis Jahrzehnten aufweisen. Da die
Wasserlöslichkeit der drei- und mehrkernigen PAK außerordentlich gering ist, sind die
Substanzen auch bei diesem Verbreitungsweg vornehmlich an Partikel adsorbiert.
Durch natürliche Prozesse (z.B. Vegetationsbrände) verursachte Hintergrundgehalte von
einzelnen PAK werden auf 1 – 10 µg/kgBoden geschätzt (Edwards, 1983). Obwohl die PAK-
Gehalte in Böden entlegener Gebiete, wie der Arktis, auch heute noch Konzentrationen
aufweisen, die denen vor der Industrialisierung entsprechen (0,8 – 4,3 µg/kgBoden; Knoche
et al., 1995), sind die Böden der gemäßigten Klimazone bereits deutlich anthropogen
beeinflusst. So werden Konzentrationen gemessen, die die geschätzten natürlichen
Hintergrundgehalte um das Zehnfache und mehr übertreffen (Edwards, 1983; Sims und
Overcash, 1983). Im Bereich von Altlasten und Altstandorten (Deponien, Metallhütten,
Eisenbahnanlagen, Kokereien); Verkehrswegen (Abgase, Asphalt-, Teer- und
Reifenabrieb) sowie in Gebieten mit landwirtschaftlicher und gärtnerischer Nutzung nach
Aufbringen von Klärschlämmen, Müllkompost, natürlichem Dünger und Torf können
Böden zwischen 1300 µg/kgBoden (Landwirtschaft) und 650 000 µg/kgBoden (Kokerei)
Benzo[a]pyren enthalten (Marquardt und Schäfer, 2004). In Rieselfeldern wurden
12 AUSGEWÄHLTE RIESELFELD-TYPISCHE HYDROPHOBE ORGANISCHE SCHADSTOFFE
zwischen 200 – 7500 µg/kgBoden Gesamtgehalte an PAK (Σ 6 PAK nach TVO; Anhang C
Abb. 48) gemessen (Felix-Henningsen et al., 1993; Grunewald und Bechmann, 1995;
Kratz und Marschner, 1995).
Ab einer Benzo[a]pyren-Konzentration von 1000 µg/kgBoden ist mit einer toxikologisch
relevanten Kontamination von Nutzpflanzen zu rechnen. Die Aufnahme von blättrigem
Gemüse wie Salat, Spinat und Kohl sowie von Räucherwaren stellt für den Menschen den
höchsten PAK-Eintrag dar und übersteigt in den meisten Fällen die Aufnahme mit der Luft
(Marquardt und Schäfer, 2004). Die maximale Konzentration von Benzo[a]pyren im
Trinkwasser sollte 0,2 ppb nicht überschreiten, da ansonsten mit gesundheitlichen Risiken
zu rechnen ist (EPA, 2006). Eine kurzzeitig erhöhte Benzo[a]pyren-Aufnahme kann zur
Schädigung der roten Blutkörperchen, zu Anämien und einem geschwächten
Immunsystem führen. Eine chronische Aufnahme kann schädigend auf die Entwicklungs-
und Reproduktionssysteme wirken und Krebs auslösen.
Der Abbau der polyaromatischen Verbindungen im Boden kann über drei verschiedene
Stoffwechselwege ablaufen (Abb. 2; Mahro und Kästner, 1993; Wischmann et al., 1996;
Wischmann und Steinhart, 1997), wobei die Bioverfügbarkeit der PAK ein entscheidender
Faktor für die Abbaubarkeit ist (Alexander, 1995; Beck et al., 1996).
H
HO
OH OH
OH
O
O
OH
HO HH
cis-Dihydrodiol
CO
2
+ H
2
0
O
H
OH OH
COOH
OH
OH
Dihydroxy-PAK Hydroxycarbonsäure Catechol
H
OH
OHHOH
OH O
O
o-Chinon
o-Dihydroxy-PAKtrans-Dihydrodiol
p
-Chinon
p-Dihydroxy-PAKHydroxy-PAK
Arenoxid
Epoxid-
hydrolase
nicht
enzymatisch
Bakterien
Dioxygenase
Pilze
Cyt. P-450
Dehydro-
genase
Abb. 2: PAK-Abbauwege durch Bakterien und Pilze (aus Meyer, 1999; nach Mahro und
Kästner, 1993).
Die vollständige Mineralisierung zu Kohlendioxid, Wasser und Biomasse erfolgt bakteriell.
Dabei wird der aromatische Ring zunächst durch eine Dioxygenase zum cis-Dihydrodiol
umgesetzt und dann durch eine Dehydrogenase zum Dihydroxy-Derivat rearomatisiert. In
einem weiteren Dioxygenierungs-Schritt wird der Ring gespalten und es kommt zur
Bildung aromatischer Hydroxycarbonsäuren als Zwischenprodukte und Catechol.
AUSGEWÄHLTE RIESELFELD-TYPISCHE HYDROPHOBE ORGANISCHE SCHADSTOFFE 13
Die cometabolische Transformation durch Pilze führt zur Umsetzung des aromatischen
Rings durch eine Monooxygenase- und Epoxidhydrolase-katalysierte Reaktion zum trans-
Dihydrodiol. Häufig kommt die weitere Oxidation schnell zum Erliegen, so dass
Dihydrodiole, Dihydroxy-PAK und Chinone akkumulieren können.
Des Weiteren können Weißfäulepilze PAK in einer unspezifischen radikalischen Oxidation
durch substratunspezifische extrazelluläre Ligninasen (Peroxidasen) umsetzen. Dabei
kommt es zum Auftreten chinoider Abbauprodukte oder einer Polymerisation.
Wie bereits erwähnt, adsorbieren PAK stark an partikuläres Material und werden dadurch
mit der Luft oder dem Wasser in der Umwelt verteilt. Das bedeutendste Sorbent für PAK
im Boden ist die organische Bodensubstanz (SOM – Soil Organic Matter; Means et al.,
1980; Sims und Overcash, 1983; Dzombak und Luthy, 1984), wobei die Sorption der PAK
an das SOM sehr schnell geht (Means et al., 1980; Chiou et al., 1983 und 1998).
Verschiedene PAK können dabei miteinander wechselwirken und um die Sorptionsplätze
konkurrieren (White und Pignatello, 1999). Des Weiteren haben Schoone et al. (1997) und
Chiou et al. (1998) beobachtet, dass die Sorption der PAK an weniger polarem SOM
bevorzugt stattfindet. PAK können mit dem Bodenwasser aufgrund der schlechten
Wasserlöslichkeit nicht in gelöster Form transportiert werden (Simmleit und Herrmann,
1987 a und b). Dennoch können die stark an das SOM sorbierten PAK auch sehr schnell
wieder aus dem Boden ausgewaschen werden, wenn die Eigenschaften (Polarität,
Molekülgröße, Konfiguration, chemische Zusammensetzung) des im Bodenwasser
gelösten organischen Materials (DOM – Dissolved Organic Matter) die Desorption der
PAK vom SOM und Sorption an das DOM begünstigen. Die DOM- oder Partikel-
vermittelte Auswaschung der PAK aus dem Boden wird auch durch die Beobachtung
gestützt, dass mit zunehmendem Molgewicht und damit verbundener schlechterer
Wasserlöslichkeit keine Verringerung der extrahierten Mengen beobachtet wurde (Jones
et al., 1989). Obwohl PAK normalerweise sehr stark im Boden sorbiert sind, können diese
Prozesse somit dazu führen, dass die Schadstoffe auch in tieferen Bodenschichten
gefunden werden und ins Grundwasser verlagert werden können (Wild und Jones, 1995;
Wilcke et al., 1996; Krauss et al., 2000).
4.2 Polychlorierte Biphenyle
Polychlorierte Biphenyle (PCB) bestehen aus zwei miteinander verbundenen
Phenylringen, die ein bis zehn Chloratome binden können (Abb. 3). Insgesamt gibt es 209
Einzelstoffe oder Kongenere (Ballschmiter und Zell, 1980).
14 AUSGEWÄHLTE RIESELFELD-TYPISCHE HYDROPHOBE ORGANISCHE SCHADSTOFFE
C
l
n
Cl
m
Abb. 3: Strukturformel der PCB.
Das Produkt der chemischen Synthese der PCB war keine Einzelsubstanz, sondern ein
technisches PCB-Gemisch mit Handelsnamen wie Arochlor (USA) und Clophen (BRD),
dass durch Chlorierung von Biphenyl hergestellt wurde. Je nach Verwendungszweck
wurden niedrig oder höher chlorierte Gemische synthetisiert, wobei mit ansteigendem
Chlorgehalt die Viskosität und Dichte des Gemischs zunimmt. Die Wasserlöslichkeit der
PCB nimmt mit zunehmendem Chlorierungsgrad ab und reicht von 7500 µg/L (MonoCl-
BP) bis zu 0,02 µg/L (OctaCl-BP; Beck et al., 1995; Haberer und Böttcher, 1996).
Entsprechend variiert der Dampfdruck (1,4 * 10-1 – 3,9 * 10-5 Pa) und der Oktanol /
Wasser-Verteilungskoeffizient (KOW = 104,1 – 108,2). Aufgrund ihrer spezifischen
physikalisch/technischen Eigenschaften, wie z.B. chemische Stabilität, Hitzestabilität,
keine Brennbarkeit und keine Elektrizitätsleitung, haben die PCB eine breite Anwendung
gefunden (Tab. 3).
Anwendung
Transformatorenöl
Dielektrikum in Kondensatoren
Hydraulikflüssigkeit
Geschlossenen Systeme
Wärmetauscher
Schneid- und Bohröl
Schmieröl
Flammhemmende Imprägnierung
Offen Systeme
Weichmacher für Kunststoffe
Druckfarben
Toner für Fotokopierer
Lacke
Als Zusatzmittel
Siloanstriche
Tab. 3: Anwendungsgebiete der PCB nach Steinberg (2005).
Bereits 1978 wurde der Einsatz von PCB verboten. Die Entsorgung PCB-haltiger
Apparaturen oder Gemische war allerdings sehr teuer, so dass man z.B. Transformatoren
oft einfach nur verrotten ließ. Durch den sorglosen Umgang mit den kontaminierten
AUSGEWÄHLTE RIESELFELD-TYPISCHE HYDROPHOBE ORGANISCHE SCHADSTOFFE 15
Abfällen, aber auch durch einige Industrieunfälle gelangten die PCB in die Umwelt und
weiter in die Nahrungskette. Da PCB aufgrund ihrer speziellen Eigenschaften sehr
persistent sind und nur langsam im Boden oder Gewässer abgebaut werden, sind sie
auch heute noch in vielen Bereichen nachweisbar (Safe, 1994). Zum Beispiel findet man
in Seesedimenten PCB-Gehalte zwischen 10 – 100 000 µg/kg (Σ 6 EPA-PCB nach TVO;
Bergen et al., 1993; Järnberg et al., 1993) und in Rieselfeldern zwischen 200 –
2500 µg/kg (Kratz und Marschner, 1995). Weltweit wurden schätzungsweise 1,5 Mill.
Tonnen PCB produziert (De Voogt und Brinkmann, 1989).
Bei Mensch und Tier reichern sie sich, bedingt durch die Lipophilie der Kongenere, vor
allem im Fettgewebe an und werden nur langsam metabolisiert. Fettreiche Nahrungsmittel
haben daher deutlich höhere Belastungen an PCB als fettarme. So findet man z.B: im
sehr fettreichen Aal 1,43 – 6,51 mgPCB/kg, während Gemüse nur etwa 0,005 mgPCB/kg
enthält (Steinberg, 2005). Bekannt geworden sind zwei Massenvergiftungen nach dem
Verzehr von hochgradig kontaminierten Lebensmitteln – 1968 die Yusho-Krankheit in
Japan und 1979 die Yu Cheng-Krankheit in Taiwan (Marquardt und Schäfer, 2004). In
beiden Fällen stammen die PCB aus Wärmetauschern.
Vor allem die koplanaren Kongenere, wie z.B. 3,3’,4,4’-Tetrachlorobiphenyl, sind
besonders toxisch, können allerdings in den meisten Lebensmitteln pflanzlichen und
tierischen Ursprungs nicht nachgewiesen werden (Safe, 1994).
Mit Ausnahme der monochlorierten Vertreter, sind PCB im Tierversuch nicht gentoxisch,
aber tumorpromovierend, so dass die Möglichkeit einer kanzerogenen Wirkung beim
Menschen mit dem bisherigen Wissen nicht ausgeschlossen werden kann.
Die akute Toxizität ist relativ gering, allerdings besitzen PCB eine ausgeprägte chronische
Toxizität, die sich vor allem in akneartigen Hautveränderungen (Clorakne),
Hautpigmentierungen, Bronchitis oder einem geschwächten Immunsystem äußert und
somit zu TCDD-ähnlichen Effekten führt (Safe, 1994; Marquardt und Schäfer, 2004). Die
Aufnahme von PCB während der Schwangerschaft kann das „fetale PCB-Syndrom“
auslösen und führt bei Neugeborenen u.a. zu einer Hyperpigmentierung der Haut und
Mundschleimhaut („Cola-Babies“), einem deutlichen Geburtsuntergewicht und zur
Verknöcherung der Schädelknochen und damit einhergehenden irreversiblen
Hirnschädigungen (Marquardt und Schäfer, 2004).
In der Umwelt können PCB auf drei verschiedenen Wegen abgebaut werden:
Erstens, kann der chemische Abbau durch Photolyse erfolgen, wobei freie Radikale
Chloratome aus dem Ring entfernen. Da die Bildung der Radikale Sonnenlicht erfordert,
ist dieser Abbauweg nur für PCB, die im Wasser oder in der Luft gefunden werden, zu
beobachten (U.S. DHHS, 1992). Neben der Dechlorierung kann es hierbei außerdem zu
16 AUSGEWÄHLTE RIESELFELD-TYPISCHE HYDROPHOBE ORGANISCHE SCHADSTOFFE
einer geringen Bildung von hydroxylierten Produkten kommen (Crosby und Moilanen,
1973; Hutzinger et al., 1974).
Der zweite Abbauweg beinhaltet den anaeroben mikrobiellen Abbau höher chlorierter
PCB-Kongenere durch reduktive Dechlorierung in sauerstofffreien Sedimenten und
Böden. Vor allem para- und meta-ständige Chloratome werden aus dem Ring entfernt
(Abb. 4), so dass die hierbei entstehenden niedriger chlorierten PCB geringere Mengen
an koplanaren, dioxinähnlichen Strukturen und somit eine geringere Toxizität und
Fähigkeit zur Bioakkumulation aufweisen (Abramowicz, 1994).
2,2',4,4',5-Kongener 2,2',4,4'-Kongener 2,2'-Kongener2,2',4-Kongener
Cl
Cl
Cl
Cl
Cl
Cl
Cl
Cl
Cl
C
l
Cl
Cl
Cl
Cl
Abb. 4: Anaerober mikrobieller Abbau höher chlorierter PCB-Kongenere (nach Fish und
Principe, 1994).
PCB-Kongenere, die nach der teilweisen Dechlorierung nicht mehr als 6 Chloratome
enthalten, können, wie im folgenden für den dritten Weg beschrieben, durch aerobe
Bakterien weiter abgebaut werden.
Endprodukte des oxidativen mikrobiellen Abbaus durch aerobe Bodenbakterien und Pilze
sind Chlorbenzoesäuren, wobei vor allem mono- und dihydroxylierte PCB als
Zwischenprodukte entstehen (Neu und Ballschmiter, 1977; Furukawa und Matsumura,
1976; Furukawa et al. 1979; Hankin und Sawhney, 1984; Masse et al., 1984). Die
Abbaurate ist dabei stark abhängig von der Anzahl und der Position der substituierten
Chloratome. Je höher die Anzahl der Chloratome, desto schlechter ist die Abbaurate, so
dass PCB mit mehr als 6 Chloratomen nicht mehr durch aerobe Bakterien abgebaut
werden können (Boyle et al., 1992; Ye et al., 1992; Vrana et al., 1998), sondern wie
bereits beschrieben, zunächst anaerob dechloriert werden müssen. Chloratome in ortho-
Position verringern die Abbaubarkeit ebenfalls. Vergleicht man PCB mit derselben Anzahl
an Chloratomen (gilt für nCl = 1-4), so werden vorwiegend die PCB abgebaut, deren
Chloratome sich nur an einem der Ringe befinden. Die Ringspaltung findet bevorzugt an
dem nichtchlorierten bzw. weniger chlorierten Ring statt. Aufgrund dieser Effekte ist der
mikrobielle Abbau der PCB sehr unterschiedlich und führt zu vielen verschiedenen
Metaboliten (Neu und Ballschmiter, 1977).
AUSGEWÄHLTE RIESELFELD-TYPISCHE HYDROPHOBE ORGANISCHE SCHADSTOFFE 17
Abb. 5 enthält die Darstellung eines möglichen aeroben mikrobiellen Abbauweges.
Molekularer Sauerstoff lagert sich zunächst bevorzugt an der 2’;3’-Position des weniger
chlorierten Ringes an, wobei aus einem zyklischen Peroxid ein cis-Dihydrodiol gebildet
wird (II). Durch Dehydrierung entsteht ein 2’;3’-Dihydroxy-Zwischenprodukt (III), was
durch Spaltung an der 1’,2’-Position (IV) zur Bildung der entsprechenden
Chlorbenzoesäure führt (V).
C
ln
Cl
H
H
OH
O
H
Cln
Cl
OH
OH
Cln
Cl
O
OH
CH3
Cl n
Cl
O
OH
Cl n
III III IV V
Abb. 5: Aerober mikrobieller Abbau der PCB (n = 1–4) durch die Bakterienstämme
Alcaligenes sp.Y42 und Acinetobacter sp. P6 (nach Furukawa et al., 1979).
Die Spezifität der für diese Reaktionen benötigten bakteriellen Enzyme (Oxygenase,
Dehydrogenase, Dioxygenase und Hydrolase) ist ein weiterer Faktor, der die Abbaurate
der PCB beeinflusst, ebenso die Toxizität der Kongenere und entstehenden Metabolite,
das Vorhandensein essentieller Co-Substrate (z.B. Biphenyl) und, vor allem im Boden, die
Verfügbarkeit der Substrate (Vrana et al., 1998) und der Gehalt an organischem
Kohlenstoff (U.S. DHHS, 1992).
Die entstehenden Chlorbenzoesäuren können im Anschluss durch andere
Bakterienstämme zu CO2, Wasser, Chlorid und Biomasse umgewandelt werden
(Abramowicz, 1994).
Der Abbau der PCB durch Bakterien und Mikroorganismen dauert allerdings sehr lange
und wird, wie auch bei den PAK, hauptsächlich durch die Verfügbarkeit der Stoffe
bestimmt. Vor allem höherchlorierte Biphenyle sind oft so fest an das organische
Bodenmaterial sorbiert, dass sie resistent gegen Auswaschung und mikrobielle Prozesse
sind. Andere natürliche Abbauprozesse in Bodensystemen und aquatischen Bereichen
sind bisher aber nicht bekannt, so dass von einer hohen Persistenz der PCB in der
Umwelt aufgrund anhaltender Fixierung im Boden oder im Sediment ausgegangen wird.
Allerdings können auch die PCB wie die PAK mit dem DOM ins Bodenwasser freigesetzt
werden, was die Gefahr einer Verlagerung ins Grundwasser und Kontamination höherer
Organismen in sich birgt. Der Einfluss verschiedenster Umweltfaktoren auf die
Mobilisierbarkeit hydrophober organischer Schadstoffe ist daher für eine Risikobewertung
unerlässlich.
18 DAS ORGANISCHE BODENMATERIAL
5 Das organische Bodenmaterial
Zum organischen Bodenmaterial (SOM), zählen alle im und auf dem Boden befindlichen
abgestorbenen und umgewandelten pflanzlichen und tierischen Reste, wie abgestorbene
Blätter, Nadeln, Wurzeln, Holzkohle, Tierkörper, Pilzhyphen, Kot, sowie Huminstoffe.
Bodenorganismen wie Schnecken, Insektenlarven, Pilze, Algen und Bakterien sowie
lebende Wurzeln werden von Schachtschabel et al. (1998) nicht als Teil der organischen
Bodensubstanz betrachtet. Andere Autoren schließen allerdings auch die lebenden
Organismen der Flora und Fauna, nicht jedoch höhere im Boden lebende Wirbelttiere, mit
ein (Schroeder, 1992; Baldock, 2002). Eine mögliche Beschreibung der Bestandteile des
SOM ist in Abb. 6 dargestellt. Gerade der Begriff Humus ist mit vielen verschiedenen
Bedeutungen belegt. Je nach Autor wird darunter beispielsweise die Gesamtheit der
festen organischen Substanz des Bodens verstanden oder lediglich die Huminstoff-
Fraktion (Abbt-Braun, 1993; Koß, 1997; Schachtschabel et al., 1998; Baldock, 2002).
Organisches Bodenmaterial
(Soil Organic Matter - SOM)
Lebendes organisches
Material Totes organisches Material
Phytomasse
Lebende Zellen
pflanzlichen Ursprungs
Mikrobielle Biomasse
OM, das von lebenden
Bodenmikroorganismen
stammt
Fauna-Biomasse
OM, das von der
lebenden Boden-Fauna
stammt
Partikuläres organisches Material
Organische Fragmente mit
erkennbarer Zellstruktur
Streu
OM an der Bodenoberfläche
ohne Mineralpartikel
Makroorganisches Material
OM mit einem Durchmesser
von > 50 µm
Leichte Fraktion
OM, das durch Auftrieb vom
Boden getrennt wurde
Humus
Polymeres organisches
Material ohne erkennbare
Zellstruktur
Veränderte Biomoleküle
Organische Moleküle,
einschließlich Huminstoffe,
deren chemische Struktur
keine Einteilung in Biopolymer-
Kl
asse
n z
u
l
äss
t
Inertes organisches Material
Organisches Material mit einem
hohen Kohlenstoffanteil, wie z.B.
Holzkohle oder verkohltes
Pflanzenmaterial
Unveränderte Biomolekül
e
Organische Moleküle mit
identifizierbarer chemischer
Struktur, die eine Einteilung
in einzelne Biopolymer-
Klassen zulassen
- Polysaccharide
- Proteine
- Lipide
- Lignin
Abb. 6: Die Bestandteile der organischen Bodensubstanz (nach Baldock, 2002).
Dem organischen Bodenmaterial kommen einige wichtige Funktionen im Boden zu. Zum
einen ist das SOM aufgrund vieler funktioneller Gruppen sehr oberflächenaktiv und kann,
wie auch die Tonminerale, Nährstoffionen adsorbieren und somit als Nährstoffspeicher
fungieren. In den sandigen bis schwach lehmigen und tonfreien Rieselfeldböden gilt das
organische Bodenmaterial gerade wegen dieser Eigenschaft als das wesentliche Sorbens
für organische und anorganische Schadstoffe. Zum anderen ermöglicht die komplexe und
poröse Struktur des SOM eine starke Wasserbindung und -speicherung. Weiterhin wird
DAS ORGANISCHE BODENMATERIAL 19
durch Bindungen zwischen der organischen Bodensubstanz und mineralischen
Komponenten (z.B. Ton-Humuskomplexe) im Boden ein stabiles Aggregatgefüge erzielt,
das Erosionen verhindert. Gleichzeitig wird die organische Bodensubstanz dadurch lange
Zeit vor einem mikrobiellen Abbau geschützt.
Für die Bindung organischer Schadstoffe an das SOM sind vor allem die Huminstoffe mit
ihrer komplexen Molekülstruktur von Bedeutung (Schachtschabel et al., 1998). Sie
enthalten aliphatische, olefinische und aromatische Strukturen sowie konjugierte
Doppelbindungen. Neben größeren hydrophoben Bestandteilen wurden auch viele
hydrophile funktionelle Gruppen nachgewiesen, wie phenolische und alkoholische
Hydroxyl-, Carboxyl- und Ethergruppen. Die Makromoleküle sind meist sehr verzweigt und
können spiralig gewunden sein, wodurch eine große innnere Oberfläche entsteht
(Schinner und Sonnleitner, 1997). Huminstoffe sind dadurch in der Lage, z.B. Alkane,
Fettsäuren, Phthalate, Kohlenhydrate, Eiweiße und Biozide in den Molekül-Hohlräumen
einzuschließen (Koß, 1997).
Die Struktur der Huminstoffmoleküle lässt sich allerdings nur schwer mit einem
allgemeingültigen Modell beschreiben, da die Prozesse während der Humifizierung
(Bildung von Huminstoffen aus Streustoffen) sehr komplex sind und die
Mengenverhältnisse der Ausgangsmaterialen ständig wechseln. Ein hypothetisches
Strukturschema eines Huminstoffmoleküls ist in Abb. 7 gezeigt.
Abb. 7: Strukturschema eines Huminstoffmoleküls (nach Schachtschabel et al., 1998).
Charakteristische Eigenschaften der Huminstoffe, wie die Gelbfärbung (Absorption im
VIS-Bereich bei 436 nm), die spektrale Absorption im UV-Bereich bei 254 nm (SAK254 nm)
sowie die Fluoreszenz finden vor allem bei der Bestimmung der Wasserqualität z.B. nach
der Trinkwasserverordnung Anwendung. In Elutions- und Säulenversuchen wird der
SAK254 nm auch als Maß für die Mobilisierbarkeit des organischen Materials bestimmt
(Reemtsma et al., 1999 und 2003).
20 DAS VERHALTEN HYDROPHOBER ORGANISCHER SCHADSTOFFE IM BODEN
6 Das Verhalten hydrophober organischer Schadstoffe im Boden
Um das Risiko eines Schadstoffes im Boden für die Umwelt richtig abschätzen zu können,
sind Untersuchungen zur Kinetik des Sorptions- und Desorptionsverhalten der jeweiligen
Substanz nötig (Alexander, 1995).
Ein hydrophober organischer Schadstoff der in den Boden gelangt, kann einerseits sofort
durch Bioabbau, Auswaschung oder Verdampfung wieder aus dem System entfernt
werden. Zum anderen besteht die Möglichkeit, dass er innerhalb der Bodenbiota
akkumuliert oder durch die Mineral-Fraktion des Bodens und das organische
Bodenmaterial (SOM – Soil Organic Matter) zurückgehalten wird (McLeod et al., 2001;
Semple et al., 2003).
Das Verhalten hydrophober organischer Substanzen im Boden wird dabei von
verschiedenen Faktoren kontrolliert, wie dem Bodentyp (Mineral- und SOM-Gehalt) und
physiko-chemischen Eigenschaften der Stoffe (z.B. Wasserlöslichkeit, Polarität,
Hydrophobizität, Lipophilie und Molekülstruktur). Schwach polare, hydrophobe und
lipophile Schadstoffe, die nur schlecht wasserlöslich sind, sowie einen niedrigen
Dampfdruck und sperrige Molekülstrukturen haben, werden stark im Boden
zurückgehalten (Reid et al., 2000).
6.1 Einteilung der Schadstoffe
Je nach Wasserlöslichkeit, Mobilität und Abbaubarkeit können Schadstoffe in drei Klassen
unterteilt werden, die ihr Verhalten im Boden beschreiben (Abb. 8; Semple et al., 2003).
Die erste Klasse beinhaltet Schadstoffe, die wasserlöslich, sehr mobil und leicht abbaubar
sind (Kurve A). Diese Stoffe werden innerhalb kurzer Zeit wieder aus dem Boden entfernt.
Die zweite Gruppe (Kurve B) beschreibt Schadstoffe mit einem biphasischen Verhalten.
Die Konzentration dieser Substanzen sinkt zunächst deutlich. Je länger sich diese
Schadstoffe allerdings im Boden aufhalten, desto langsamer ist eine Abnahme der
Konzentration im Boden zu beobachten. Die dritte Klasse (Kurve C) beinhaltet alle
Schadstoffe, die nur sehr langsam aus dem Bodensystem entfernt werden und besonders
schlecht wasserlöslich und abbauresistent sind (Jones et al., 1996). Hydrophobe
organische Schadstoffe, die also nicht sofort wieder vollständig aus dem Boden
freigesetzt oder abgebaut werden, gehen mit dem Boden eine Wechselwirkung ein, meist
in Form einer Sorption, die dem Pfeil unter der Kurve B entspricht.
DAS VERHALTEN HYDROPHOBER ORGANISCHER SCHADSTOFFE IM BODEN 21
Zeit
S
chadstoff-Konzentration
C
B
A
Abb. 8: Verlauf der Schadstoffkonzentrationen im Boden in Abhängigkeit von den
Eigenschaften der Stoffe (nach Semple et al., 2003). Die Kurven sind im Text
genauer beschrieben.
6.2 Sorption
Die Sorption der hydrophoben organischen Schadstoffe an den Boden verläuft dabei in
zwei Phasen. Die erste Phase der Sorption ist sehr schnell und kann dazu führen, dass
innerhalb weniger Stunden oder Minuten fast die Hälfte des nichtionischen hydrophoben
Schadstoffes aus der wässrigen Lösung entfernt wird (Alexander, 1995; Semple et al.,
2003). Dabei kommt es vor allem zur Ausbildung von Wasserstoffbrückenbindungen mit
dem Bodenmaterial und van der Waals-Kräften (Dec und Bolag, 1997; Gevao et al.,
2000). Danach folgt eine meist lang anhaltende Phase langsamer Sorption, die Wochen
oder Monate dauern kann (Xing und Pignatello, 1997). Dieser Prozess beruht auf der
langsamen und kontinuierlichen Diffusion der Moleküle in die Bodenpartikel hinein (Ball
und Roberts, 1991 b). Je mehr Zeit vergeht, desto mehr Moleküle werden somit von der
Oberfläche des Bodens entfernt sorbiert. Weiterhin deutet dies daraufhin, dass die
Sorption hydrophober organischer Schadstoffe ein ratenlimitierter Prozess ist und die
Einstellung eines thermodynamischen Gleichgewichts nur selten stattfindet (Pignatello
und Xing, 1996).
Kovalente Bindungen (Chemisorption) sind vor allem bedeutend für Stoffe, die dem SOM
ähneln, wie z.B. phenolische Strukturen. Die dabei entstehenden Bindungen führen zu
einem fast irreversiblen Einbau der Substanzen in den Boden (Dec Und Bollag, 1997;
Gevao et al., 2000). Die Sorption hydrophober organischer Schadstoffe ist allerdings
meist durch eine Verteilung zwischen der Lösung und dem organischen Material
bestimmt, so dass Wechselwirkungen zwischen Sorbat und Sorbent, die auf
Chemisorption beruhen, keine Bedeutung für die Sorption dieser Stoffe haben (Brusseau
et al., 1991).
22 DAS VERHALTEN HYDROPHOBER ORGANISCHER SCHADSTOFFE IM BODEN
6.3 Desorption
Bei der Desorption vieler hydrophober organischer Stoffe, wie z.B. der polychlorierten
Biphenyle (Witkowski et al., 1988), wird ebenfalls eine biphasische Kinetik beobachtet.
Einer schnellen Desorptionsphase folgt eine langsame Phase. Demnach ist zu vermuten,
dass die schnelle Phase auf der Desorption von Molekülen beruht, die an Stellen sorbiert
sind, die sich in der Nähe der Bodenpartikel / Wasser-Grenze befinden und die langsame
Phase auf der Desorption von Molekülen die weiter entfernt von dieser Grenze sorbiert
sind. Je mehr Schadstoffmoleküle mit der Zeit in die Bodenpartikel diffundieren und dort
sorbiert werden, desto geringer ist der Anteil, der unter natürlichen Bedingungen frei
verfügbar ist und schnell desorbiert werden kann (Alexander, 1995).
6.4 Die Alterung und Sequestrierung von Schadstoffen
Hatzinger und Alexander (1995) bezeichneten die biphasische Abnahme der chemischen
und biologischen Verfügbarkeit hydrophober organischer Schadstoffe in Abhängigkeit von
der Kontaktzeit mit dem Boden als Alterung. Dieser Prozess führt dazu, dass ein Teil der
Schadstoffe gar nicht oder nur mit aggressiven Methoden extrahiert werden kann
(McLeod und Semple, 2000). Die Wechselwirkungen zwischen Boden und Schadstoff
sind dabei abhängig von der Menge und Qualität des SOM (Hatzinger und Alexander,
1995; Piatt und Brusseau, 1998), der Porenstruktur und –größe anorganischer
Bestandteile im Boden (Ball und Roberts, 1991 a und b; Mader et al., 1997; Nam und
Alexander, 1998), der mikrobiellen Aktivität (Guthrie und Pfaender, 1998) und der
Konzentration des Schadstoffes (Divincenzo und Sparks, 1997). Die Hauptmechanismen,
die zur Alterung von Schadstoffen führen, sind die Sorption und die Diffusion und werden
unter dem Begriff der Sequestrierung zusammengefasst. Dabei handelt es sich um
Wechselwirkungen des Schadstoffes mit der stationären Phase des Bodens, nämlich der
Mineral- und SOM-Fraktion (Xing und Pignatello, 1997; Schlebaum et al., 1998). Die
Sequestrierung und die physiko-chemischen Eigenschaften der Stoffe sind gemeinsam
entscheidend für die Geschwindigkeit und das Ausmaß der Alterung hydrophober
organischer Schadstoffe (Alexander, 2000).
Es existieren zwei Modelle, die die Sequestrierung hydrophober organischer Schadstoffe,
beschreiben (Brusseau et al., 1991; Pignatello und Xing, 1996; Cornelissen et al., 1998).
In Abhängigkeit vom Bodenmaterial wird zwischen Diffusion in Mineralpartikel
(Intraparticle Diffusion oder Sorption-Retarded Diffusion) und Diffusion in die organische
Substanz (IOMD - Intra Organic Matter Diffusion) unterschieden.
Bei der Intraparticle Diffusion befindet sich der gelöste Stoff innerhalb von Nano- und
Mikroporen der Bodenpartikel, die nur wenig organisches Material enthalten. Die weitere
Diffusion des Stoffes durch das Porenwasser wird durch die Sorption der Moleküle an die
DAS VERHALTEN HYDROPHOBER ORGANISCHER SCHADSTOFFE IM BODEN 23
Porenwand eingeschränkt (Wu und Gschwend, 1986; Ball und Roberts, 1991 a). Die
Geschwindigkeit der Diffusion ist dabei abhängig vom Radius der Bodenpartikel, der
Struktur der Poren und von sterischen Behinderungen innerhalb der Porenräume
(Pignatello und Xing, 1996). Die meisten Poren im Boden sind nicht größer als 20 nm
(Alexander, 1995). Sie sind somit selbst für die kleinsten Bakterien (1 µm), höheren
Organismen (Protozoen, 10 µm) oder Wurzelhaare (7 µm) nicht durchdringbar (Semple et
al., 2003). Die in diesen feinen Poren eingeschlossenen Schadstoffe sind somit vor einem
Angriff der Biota im Boden geschützt und haben eine deutlich eingeschränkte
Desorbierbarkeit und Bioverfügbarkeit (Farrell und Reinhard, 1994; Alexander, 1995).
Während der IOMD befinden sich die Schadstoffe innerhalb der amorphen
Humuspolymere, wobei die Eigenschaften der Stoffe das Ausmaß der Sorption
bestimmen (Alexander, 1995; McLeod et al., 2001). Organische Schadstoffe, die eine
geringe Polarität und schlechte Wasserlöslichkeit aufweisen, werden verstärkt an das
organische Material sorbieren. Dabei wird angenommen, dass in der ausgedehnten
(rubbery) Region des SOM eine lineare und schnell reversible Sorption und Desorption
stattfindet, während in der verdichteten (glassy) Region nicht-lineare, langsam reversible
Prozesse ablaufen (Pignatello, 1990; Weber et al., 1992; Xing und Pignatello, 1997;
Cornelissen et al., 1998).
Die genauen Mechanismen, die die Sorptions- und Desorptions-Kinetik von Schadstoffen
kontrollieren, sind bisher unbekannt (McLeod et al., 2001). Für hydrophobe organische
Schadstoffe kommen beide Modelle in Frage, wobei gezeigt werden konnte, dass ab
einem SOM-Gehalt des Bodens von über 0,1 % das IOMD-Modell die Prozesse präziser
beschreibt (Means et al., 1980; Steinberg et al., 1987; Pignatello, 1990). Unabhängig
davon, welches der beiden Modelle für einen bestimmten Boden und Schadstoff gültig ist
oder ob beide gleichzeitig agieren, bewirken sie die Alterung der Schadstoffe und somit
eine schlechtere Desorbierbarkeit und Bioverfügbarkeit (Alexander, 1995). Damit
verbunden sinkt die biologische Wirkung der meisten Schadstoffe, da sie an Stellen im
Boden sorbiert sind, die für lebende Organismen nicht erreichbar sind. Allerdings gibt es
auch Schadstoffe, wie z.B. die polychlorierten und polybromierten Biphenyle und das
2,3,7,8-TCDD, die trotz Sequestrierung eine anhaltenden Säugetier-Toxizität des Bodens
bewirken (Bonaccorsi et al., 1984; Umbreit et al., 1986; Fries, 1985; Fries et al., 1989).
Sorptions- und Desorptions-Untersuchungen von Böden mit frisch zugesetzten
Schadstoffen (Spiken) werden daher zu anderen Ergebnissen führen, als Untersuchungen
von Böden, die bereits seit längerer Zeit mit den Chemikalien Kontakt haben (Alexander,
1995; Loehr und Webster, 1996). Ebenso ist die Messung der Gesamtgehalte der
Schadstoffe im Boden kein aussagekräftiger Parameter zur Ermittlung des
Risikopotentials einer Substanz. Um die Bedeutung eines Schadstoffes im Boden für die
24 EINFLUSSFAKTOREN AUF DIE MOBILISIERBARKEIT VON STOFFEN IM BODEN
Umwelt richtig abschätzen zu können, ist es daher wichtig, neben dem Gesamtgehalt vor
allem die Bioverfügbarkeit und Mobilisierbarkeit des gealterten Stoffes in dem speziellen
Boden unter bestimmten Bedingungen zu kennen (Loehr und Webster, 1996).
7 Einflussfaktoren auf die Mobilisierbarkeit von Stoffen im Boden
Aufgrund der Alterung der hydrophoben organischen Schadstoffe sind Diffusionsprozesse
vom Inneren der organischen Bodenphase zur Bodenpartikel / Wasser-Grenze sehr
langsam und die Konzentration der Schadstoffe im Bodenwasser ist somit sehr niedrig.
Eine Verlagerung der Schadstoffe ins Grundwasser stellt daher kein Risiko dar. Allerdings
wurde bis in die 70er Jahre des 20. Jahrhunderts die Aufnahmekapazität von Sedimenten
und Böden überschätzt und die Möglichkeit der Freisetzung einmal festgelegter
Schadstoffe kaum berücksichtigt (Koß, 1997). So können bestimmte Umweltfaktoren die
Struktur des organischen Bodenmaterials derart beeinflussen, dass es zu einer
gesteigerten Mobilisierung des SOM kommt. Die an das gelöste organische Material
(DOM) sorbierten oder durch den Mobilisierungs-Prozess freigesetzten hydrophoben
organischen Schadstoffe sind wieder im Bodenwasser verfügbar und können ins
Grundwasser verlagert werden (Reemtsma et al., 2003). Die Bedeutung des DOM bei der
Mobilisierung von Umweltchemikalien wurde unter anderem durch die Untersuchungen
von Marschner (1997) bestätigt.
Bereits Swift (1979) vermutete, dass die Veränderung und Zersetzung des organischen
Bodenmaterials auf drei Variablen beruht. Dazu zählen geschwindigkeitsbestimmende
physikalische Faktoren (z.B. Temperatur und Bodenfeuchte), die chemische
Zusammensetzung des Bodenmaterials (Qualität) und die Organismentätigkeit im Boden.
Dazu kommen noch eine Reihe weiterer abiotischer Einflussfaktoren, wie z.B. die Bildung
von Bodenaggregaten durch organisch-anorganische Komplexe (Tisdall und Oades,
1982). Hohe pH-Werte, niedrige Elektrolytkonzentrationen, ein niedriges Redoxpotential,
hohe Sulfatkonzentrationen, hohe Temperaturen, eine schwach zersetzte organische
Substanz, ein hoher Humusgehalt, ein weites C/N-Verhältnis und der Einfluss von
Austrocknung und Wiederbefeuchtung wurden von Marschner (1997) als Faktoren
zusammengefasst, die eine gesteigerte Mobilisierung des gelösten organischen Materials
zur Folge haben. Im Gegensatz dazu führen ein niedriger pH-Wert, hoher Elektrolytgehalt,
Fe-Oxide, Ton, hohe Fe-, Al-, Cu-Konzentrationen und eine stark zersetzte organische
Substanz zu einer DOM-Sorption und somit geringeren Freisetzung.
Ein Zusammenwirken der einzelnen Faktoren kann allerdings nur schwer interpretiert
werden. Eine Strukturänderung des SOM in einem bestimmten Boden kann auf ganz
unterschiedliche Art und Weise erfolgen und die Freisetzung organischen Materials und
EINFLUSSFAKTOREN AUF DIE MOBILISIERBARKEIT VON STOFFEN IM BODEN 25
damit verbundener organischer Schadstoffe in die Bodenlösung kann durch
verschiedenste Faktoren beeinflusst sein.
Im Folgenden werden die Grundlagen und bisher bekannten Ergebnisse derjenigen
Einflussfaktoren vorgestellt, die für die vorliegende Arbeit relevant sind. Die Bedeutung
der Enzyme im Boden wird dabei ausführlicher betrachtet, da über die Wirkung von zum
Boden zugesetzter Enzyme auf das organische Bodenmaterial und eine damit
verbundene Beeinflussung der Schadstofffreisetzung kaum Untersuchungen vorliegen.
7.1 Salze
Die Verfügbarkeit von anorganischen Stoffen im Boden wird im Labor meist durch
Elutionsversuche mit Salzlösungen abgeschätzt, die vor allem für den Bereich der
Schwermetalle gut entwickelt sind und hier sogar eine Differenzierung (sequentielle
Elution) verschiedener Bindungsformen an die mineralische und organische Bodenphase
erlauben (Tessier et al., 1979). In der Natur ist der Eintrag von Salzen in den Boden z.B.
durch Düngung, Verwendung von Streusalzen im Winter oder durch seesalzhaltige
Niederschläge in maritimen Gegenden gegeben (Sariyildiz, 2004). Elutionsversuche
können somit auch verwendet werden, um den Einfluss dieser Salzeinträge auf die
Mobilisierbarkeit von Schadstoffen in den entsprechenden Böden zu untersuchen.
Um die sequentielle Elution auch für organische Stoffe anwendbar zu machen, führten
Reemtsma et al. (1998 und 1999) Elutionsversuche mit zwei verschiedenen
Rieselfeldböden bei Verwendung von drei verschiedenen wässrigen Salzlösungen
(NaH2PO4, NaNO3, CaCl2) und deionisiertem Wasser durch. Die Elutionskraft der
Lösungen ermittelten sie anhand des Gehalts an gelöstem organischen Kohlenstoff
(DOC) und der UV-Absorption (entspricht der Aromatizität) in den Eluaten. Die stärkste
Elutionskraft fanden sie für die NaH2PO4-Lösung, während die CaCl2-Lösung das
schwächste Elutionsmittel war. Das Elutionsmittel NaNO3, sowie deionisiertes Wasser
hatten im Vergleich zu den anderen beiden Lösungen eine mittlere Elutionskraft. Die
Ionenstärke war bei den von ihnen verwendeten Konzentrationen nur von geringer
Bedeutung. Ebenso zeigten die Anionen Chlorid und Nitrat keine entscheidende Wirkung
auf die freigesetzten DOC-Mengen (Reemtsma et al., 1998).
Die Abfolge der Elutionsstärken lässt sich über die Wechselwirkung der gelösten
Elektrolyte mit dem weitgehend anionischen organischen Bodenmaterial erklären:
Das zweiwertige Calcium tauscht dabei effektiv gegen einwertige Kationen des Bodens
(einschließlich H+). Gleichzeitig sind die Calcium-Komplexe anionischen organischen
Materials hydrophob und schlecht löslich. Die Tendenz, dass sie sich an organische
Phasen anlagern, ist dadurch erhöht (Randtke und Jepsen, 1982; Fettig und Sontheimer,
1984; Cornel et al., 1986). Des Weiteren kann es zur Ausbildung von Calcium-Brücken
26 EINFLUSSFAKTOREN AUF DIE MOBILISIERBARKEIT VON STOFFEN IM BODEN
kommen, was eine Kummulierung von Kolloiden und deren Ausfällung aus der Lösung
bewirken kann (McCarthy und Zachara, 1989; Romkens und Dolfing, 1998). Somit kann
nur der Teil eluiert werden, der entweder nicht Calcium-komplexiert ist oder trotz der
Komplexierung noch gut löslich ist.
Umgekehrt können einwertige Kationen wie Natrium aufgrund ihres großen Überschusses
und ihres stärkeren Bestrebens, sich an Bodenkolloiden anzulagern (Sariyildiz, 2004)
Calcium aus einem Teil seiner organischen Komplexe verdrängen und diese weniger
hydrophob und besser löslich machen. Die Elutionswirkung einwertiger Kationen ist daher
stärker. Phosphat hingegen ist bekannt für seine starke Affinität zum Calcium, mit dem es
stabile und unter Umständen schlecht lösliche Komplexe bildet. Aufgrund dieses Effektes
kommt es zu einer Umkomplexierung des Calcium heraus aus dem organischen Material
des Bodens hinein in Phosphatkomplexe. Noch unterstützt durch die Austauscherwirkung
des Natriums steigt die Elutionswirkung drastisch an (Reemtsma et al., 1998).
Die Elutionsstärke des deionisierten Wassers beruht vermutlich auf elektrostatischen
Effekten, da der Mangel an gelösten Kationen eine hohe Netto-Ladung des anionischen
organischen Materials verursacht und so dieses hydrophil und gut löslich ist (Ghosh und
Schnitzer, 1980).
Münch et al. (2002) konnten einen ähnlichen Effekt bei der Verwendung von NaCl- und
CaCl2-Lösungen auf die Kohlenstofffreisetzung feststellen. Im Gegensatz zu Reemtsma et
al. (1999) und Gu et al. (1995) waren ihre Beobachtungen allerdings deutlich von der
Ionenstärke der Lösungen beeinflusst, was sie aufgrund von mobilisiertem Kohlenstoff
erklärten, der nicht an Mineraloberflächen sorbiert war. Auch Ghosh und Schnitzer (1980),
Buffle (1988) und Murphy et al. (1994) beobachteten, in Abhängigkeit von der Art des
Kations, eine zum Teil starke Kondensation der DOM-Moleküle in Folge hoher
Salzkonzentration und damit verbundene veränderte Sorptionsfähigkeit.
Die Untersuchung der Molekulargewichtsverteilung mittels Ultrafiltration zeigte sinkende
Anteile niedermolekularen Materials (< 1000 U) mit steigender Elutionskraft von Calcium
zu NaH2PO4 (Reemtsma et al., 1999). Die für Calcium angenommene Bildung schlecht
löslicher Komplexe ist vor allem für höherpolymere organische Anionen von Bedeutung.
Daher steigt der Anteil niedermolekularen organischen Materials. Die Dekomplexierung
durch Phosphat führt dementsprechend zu einem vergleichsweise großen Anteil
höhermolekularer Verbindungen.
Des Weiteren wurde in Hinblick auf die Polarität des freigesetzten DOC in den Eluaten
ermittelt, dass die drei Elutionsmittel CaCl2, NaNO3 und deionisiertes Wasser vor allem
stark polares Material mobilisierten, während die Phosphat-Lösung die Fraktion mit der
geringsten Polarität freisetzte.
EINFLUSSFAKTOREN AUF DIE MOBILISIERBARKEIT VON STOFFEN IM BODEN 27
Auf Basis dieser Ergebnisse sollte eine sequentielle Elution mit den von Reemtsma et al.
(1998 und 1999) untersuchten Salzlösungen die Unterscheidung unterschiedlich stark
gebundener Fraktionen des organischen Materials ermöglichen. Es sollte außerdem
möglich sein, in der jeweiligen Fraktion auftretende organische Einzelverbindungen einer
organischen Bodenfraktion zuzuordnen, der sie zugehörig oder mit der sie vorrangig
assoziiert sind und somit eine differenzierte Aussage zur Verfügbarkeit dieser Stoffe
ermöglichen. Eine erste Bestätigung für die These, dass nicht nur das (z.T. bodenbürtige)
organische Material fraktioniert eluiert werden kann, sondern auch die mit dem
organischen Material des Bodens assoziierten abwasserbürtigen organischen
Schadstoffe, zeigten Reemtsma et al. (1998) durch Untersuchung der AOX-Gehalte
(AOX - adsorbierbare organisch gebundene Halogene) in den Eluaten.
Im Gegensatz dazu konnte Marschner (1997) keine direkte Beeinflussung durch Salze auf
die Sorptionseigenschaften der Festphase und die Mobilisierung hydrophober organischer
Schadstoffe (PAK und PCB) im Säulenversuch nachweisen. Im Vergleich zu anderen
Faktoren (z.B. Temperatur) betrachtete er daher den Einfluss von Salzlösungen als relativ
unbedeutend. Die von ihm verwendeten Böden wurden allerdings mit den untersuchten
Substanzen PCB 52 (2,2’,5,5’-Tetrachlorobiphenyl) und Benzo[a]pyren gespikt und nur
eine relativ kurze Zeit (mindestens 6 Monate) gelagert. Somit ist davon auszugehen, dass
das Freisetzungsverhalten dieser Substanzen nicht dem von über Jahrzehnte hinweg
gealterten Schadstoffen entsprach.
Aufgrund der vorliegenden Daten scheint der Bedarf einer genaueren Untersuchungen
des Salseffektes auf das Freisetzungsverhalten des DOM und damit assoziierter real
gealterter, hydrophober organischer Schadstoffe im Boden gegeben.
7.2 Temperatur
Die Temperatur ist eine wichtige Regelgröße für physiko-chemische und biologische
Prozesse und beeinflusst beispielsweise die mikrobielle Aktivität, das Bodenvolumen, den
Bodendruck, das Redoxpotential, die Viskosität, die Oberflächenspannung und die
Wasserstruktur (Savric, 2001). Auch die Diffusion von Molekülen durch das SOM, die
Brown’sche Molekularbewegung und die Desorption der Schadstoffe von den
verschiedenen Oberflächen sind aktivierte Prozesse und reagieren daher sensibel auf
Temperaturänderungen (Pignatello und Xing, 1996). Beispielsweise konnte die
Desorption von gealtertem 1,2-Dibromethan aus dem Boden durch eine
Temperaturerhöhung von 25 °C auf 40 °C um das Siebenfache beschleunigt werden
(Steinberg et al., 1987). Ebenfalls steigerte eine Erhöhung der Temperatur die
Geschwindigkeit der PCB-Desorption aus einem Flusssediment, wodurch die schlecht-
verfügbare Fraktion minimiert wurde (Carroll et al., 1994). Ein Einfluss auf die
28 EINFLUSSFAKTOREN AUF DIE MOBILISIERBARKEIT VON STOFFEN IM BODEN
Schadstoffmobilität mit steigender Temperatur ist dabei allein schon durch die Zunahme
der Wasserlöslichkeit der Substanzen gegeben (Schwarzenbach et al., 1993; Luers und
ten Hulscher, 1996).
Reemtsma et al. (1999) untersuchten die Mobilisierbarkeit des DOM bei verschiedenen
Temperaturen zwischen 2 °C und 20 °C und mit unterschiedlichen Elutionsmittel (siehe
Kapitel 7.1). Der stärkste Temperatureffekt wurde bei Verwendung des Phosphat-
Eluenten ermittelt und der geringste mit dem Calcium-Eluenten. Generell wurde mit
ansteigender Temperatur eine vermehrte DOC-Freisetzung beobachtet. Die Unterschiede
zwischen der Phosphat- und der Calcium-Lösung lassen sich hierbei wieder auf die
verschiedenen mobilisierten Anteile des organischen Bodenmaterials zurückführen. Auch
die Freisetzungsraten des AOX verhalten sich in ähnlicher Weise wie die des DOC
(Reemtsma et al., 2003) und lassen einen Lösungsvermittelnden Effekt des gelösten
organischen Materials auf die Schadstofffreisetzung vermuten.
Eine Unterscheidung zwischen biologischen Kontrollmechanismen und physikochemisch-
kontrollierter Desorption scheint allerdings kaum möglich zu sein (Marschner, 1997;
Reemtsma et al., 2003), da auch die biologische DOM-Freisetzung, aufgrund gesteigerte
mikrobieller Aktivität, mit zunehmender Temperatur ansteigt (Gödde et al., 1993;
Andersson et al., 2000). Die Mikroorganismentätigkeit im Boden findet dabei meist in
einem relativ engen Bereich zwischen 0 °C und 50 °C statt. Innerhalb dieses aktiven
Temperaturbereichs steigt die Tätigkeit der Organismen meist zwischen 0 °C und einem
Temperaturoptimum bei 30 – 40 °C nach dem van’t Hoffschen Gesetz (Meyer, 1986) um
einen Faktor von 2 – 3 je 10 °C Temperaturerhöhung an. Daher haben Böden aus
kälteren Klimabereichen bei gleichem C-Eintrag deutlich größere C-Vorräte und mehr
mikrobielle Biomasse mit längeren Verweilzeiten als Böden wärmerer Klimabereiche
(Haider, 1996).
Schimel et al. (1994) beobachteten, dass Mineralisationsprozesse im Boden empfindlicher
gegenüber Temperaturschwankungen sind als die Bildungsprozesse des SOM. Generell
gilt, dass der Abbau des Bodens und damit verbunden die CO2-Abgabe mit ansteigender
Temperatur zunimmt (Schlesinger, 1977; Reemtsma et al., 2003). Der Zusammenhang
zwischen Temperatur und SOM-Abbau ist allerdings sehr komplex, da verschiedene
Komponenten des organischen Materials unterschiedlich auf Temperaturschwankungen
reagieren (Kirschbaum, 1995, Agren und Bosatta, 2002). So ist die Fraktion des SOM, die
nur sehr langsam abgebaut wird, stärker von Klimaveränderungen betroffen als die labile
Fraktion (Couteaux et al., 1995). Bol et al. (2003) beobachteten außerdem, dass die CO2-
Produktion bei Erhöhung der Temperatur von 20 °C auf 35 °C stärker anstieg, als man es
aufgrund der Werte, die bei einer Temperatur-Erhöhung von 10 °C auf 20 °C gemessen
EINFLUSSFAKTOREN AUF DIE MOBILISIERBARKEIT VON STOFFEN IM BODEN 29
wurden, erwartet hätte. Sie vermuteten daher, dass bei den verschiedenen Temperaturen
unterschiedliche Fraktionen aktiviert wurden.
Da die DOM-Mobilisierung mit steigender Temperatur erhöht ist, ist auch eine vermehrte
Freisetzung aller an das SOM sorbierten hydrophoben organischen Schadstoffe sehr
wahrscheinlich. Die zugrunde liegenden Mechanismen sind allerdings nur schwer
auseinander zu halten. Aufgrund der komplexen Prozesse ist eine Risikoabschätzung des
Freisetzungsverhaltens verschiedener gealterter Schadstoffgruppen bei unterschiedlichen
Temperaturen daher sehr schwierig und es kann nicht von einer Substanz auf die andere
extrapoliert werden. Der Einfluss der Temperatur auf die Mobilisierbarkeit
unterschiedlicher hydrophober organischer Schadstoffe in Kombination mit dem Salzeffekt
soll daher auch Gegenstand der vorliegenden Arbeit sein.
7.3 Enzyme
Viele Umwandlungen chemischer Substanzen werden durch Enzyme katalysiert. Wie alle
Katalysatoren erhöhen Enzyme die Reaktionsgeschwindigkeit, ohne dabei selbst
dauerhaft verändert zu werden. Enzyme haben dabei einzigartige Eigenschaften, die sie
von anderen Katalysatoren unterscheiden. Erstens, sind sie die Katalysatoren mit der
höchsten Effizienz und in der Lage eine Reaktion bis zum Millionenfachen und mehr zu
beschleunigen. Zweitens, sind sie die Katalysatoren mit der höchsten Reaktionsspezifität.
Und drittens, spielen Enzyme eine entscheidende Rolle bei vielen biochemischen
Regulierungsmechanismen, zu denen der metabolische Abbau von Substanzen,
Energieumwandlungen oder Synthese-Reaktionen zählen (Boyer, 1999).
Erste Untersuchungen zu Enzymen im Boden fanden Ende des 19. Jahrhunderts statt.
Woods stützte seine Untersuchungen auf die Ergebnisse von Eduard und Hans Büchner
und schlug 1899 vor, dass viele Umwandlungen organischer Materie im Boden durch
Enzyme katalysiert sein könnten, die zwar aus lebenden Zellen stammen, allerdings
außerhalb dieser existierten (Šarapatka, 2003).
Während der ersten Dekade des 20. Jahrhunderts wurde für verschiedenste Enzyme, wie
z.B. Katalasen, Oxidasen und Proteinasen, Aktivität im Boden nachgewiesen. Seit dieser
Zeit wurden etwa 100 Enzyme im Boden entdeckt und untersucht. Im Vergleich zu den
über 2000 Enzymen, die in allen anderen Materien zu finden sind, stellt dies allerdings nur
eine geringe Anzahl dar.
7.3.1 Nomenklatur
Die Benennung der Enzyme erfolgte ursprünglich durch Anhängen des Suffix –ase an den
Namen der Substanz, die durch das Enzym katalytisch verändert wird (Boyer, 1999). Zum
Beispiel katalysiert Urease die Umwandlung von Harnstoff (lat. Urea) in CO2 und Wasser.
30 EINFLUSSFAKTOREN AUF DIE MOBILISIERBARKEIT VON STOFFEN IM BODEN
Andere Enzyme wurden nach der chemischen Bindung benannt, die bei der Reaktion eine
Rolle spielt oder nach der chemischen Veränderung im Molekül. Bei einigen Enzymen,
wie z.B. Trypsin und Pepsin, gibt der Name allerdings keinen Hinweis auf die Substanz
oder Reaktion, die durch das Enzym katalysiert wird.
Um dieses Durcheinander zu ordnen, wurde 1964 von der International Enzyme
Commission ein Klassifizierungssystem eingeführt, das 1972 noch einmal geringfügig
überarbeitet wurde. Dabei wurden alle Enzyme in sechs Hauptgruppen eingeordnet,
entsprechend der katalysierten chemischen Reaktion (Anhang D Tab. 38). Diese
Hauptgruppen wurden dann wiederum in Untergruppen aufgespalten. Jedes Enzym hat
seitdem einen offiziellen Namen, der auf –ase endet und eine Klassifizierungsnummer.
Diese Nummer besteht aus vier Zahlen, die aus der entsprechenden Hauptgruppe und
den Untergruppen resultieren. Der offizielle Name der Acetylcholinesterase
(Cholinesterase) ist so z.B. Acetylcholin-acetylhydrolase und die offizielle
Klassifizierungsnummer EC 3.1.1.7.
Da in der Literatur für Boden-Biochemie Enzyme allerdings immer noch häufig als
Amidasen, Decarboxylasen, Dehydrogenasen, Lipasen, Phosphatasen etc. eingruppiert
werden, ist die Kenntnis von zwei Namen für ein Enzym oft unerlässlich.
7.3.2 Enzyme im Boden und Einflussfaktoren auf die Enzymaktivität
Enzyme im Boden werden von Pflanzen, Tieren und Mikroorganismen produziert
(Tabatabai, 1982). Wobei letztere vermutlich die Hauptquelle für die Enzym-Aktivität im
Boden sind, da sie einen großen Anteil der Biomasse stellen, hohe metabolische Aktivität
aufweisen und außerdem, im Vergleich zu Pflanzen und Tieren, viel größere Mengen an
extrazellulären Enzymen produzieren (Spier und Ross, 1978; Zahir et al., 2001). Daher ist
die höchste Enzymaktivität eher in sauerstoffreichen Oberböden (0 – 20 cm) zu finden, als
in den unteren Bodenschichten zwischen 20 – 40 cm (Shukla et al., 1989; Eivazi und
Tabatabai, 1990; Salam et al., 1998).
Die gesamte Enzym-Aktivität im Boden setzt sich aus drei Komponenten zusammen
(Burns, 1977). Ein Teil der Aktivität stammt von so genannten intrazellulären Enzymen,
die in metabolisierenden und proliferierenden mikrobiellen Zellen zu finden sind.
Intrazelluläre Katalyse kann also sowohl in lebenden als auch in intakten toten Zellen
stattfinden.
Ein weiterer Anteil der Aktivität wird durch extrazelluläre Enzyme verursacht, die durch
Assoziation mit Tonmineralien oder Bodenkolloiden stabilisiert sind (Enzymaktivität ist
heruntergesetzt) und so nicht durch Proteolyse oder thermische und pH-abhängige
Denaturierung zerstört werden können (Makboul und Ottow, 1979; Tabatabai, 1982;
Rastin et al., 1988; Sarkar et al., 1989; Dick, 1992; Nannipieri et al., 1996). Das führt
EINFLUSSFAKTOREN AUF DIE MOBILISIERBARKEIT VON STOFFEN IM BODEN 31
dazu, dass stabilisierte extrazelluläre Enzyme auch unter Bedingungen noch aktiv sind,
die für Mikroorganismen im Boden nicht mehr optimal sind (Nannipieri et al., 2001).
Extrazelluläre Enzyme sind Bodenbestandteile, die von lebenden Zellen ausgeschieden
oder nach dem Zelltod durch Auflösung der Zelle freigesetzt werden und keinen Co-
Faktor für die enzymatische Reaktion benötigen.
Der dritte Anteil der Enzym-Aktiviät im Boden stammt ebenfalls von extrazellulären
Enzymen, nur dass diese frei in der Bodenlösung vorliegen oder an lebenden Zellen
anhaften. Da diese Enzyme nicht durch Bodenkolloide geschützt sind und somit schnell
adsorbiert, denaturiert oder abgebaut werden können, haben sie meist nur eine kurze
Lebensdauer.
Je nachdem, wie die Bodenbeschaffenheit ist, um welches Enzym es sich handelt oder
auch welcher Zeitpunkt betrachtet wird, kann die Zusammensetzung der einzelnen
Enzym-Anteile schwanken. Eine Auswahl an bisher bekannten und isolierten
Bodenenzymen kann Tab. 39 im Anhang D entnommen werden.
Da die meisten organischen Polymere pflanzlichen, tierischen oder mikrobiellen
Ursprungs sowohl zu groß als auch zu wenig wasserlöslich sind, um von mikrobiellen
Zellen aufgenommen werden zu können, muss der erste Abbauschritt zwangsläufig durch
Exoenzyme erfolgen. Typische Substrate für extrazelluläre Enzyme sind demnach
Cellulose, Stärke, Proteine, Nukleinsäuren, Chitin und Lignin. Im Gegensatz dazu können
kleinere Moleküle, wie z.B. Harnstoff oder Disaccharide sowohl intra- als auch
extrazellulär hydrolysiert werden (Burns, 1977).
Weiterhin unterscheidet man zwischen induzierbaren und nicht-induzierbaren
(konstitutiven) Enzymen im Boden. Konstitutive Enzyme, wie z.B. die anorganische
Pyrophosphatase, sind in fast konstanten Mengen vorhanden und ihre Aktivität wird nicht
durch Zugabe eines bestimmten Substrates beeinflusst. Im Gegensatz dazu werden
induzierbare Enzyme nur in sehr geringen Mengen gefunden. Ihre Konzentration kann
aber in kurzer Zeit stark ansteigen, wenn das entsprechende Substrat vorliegt.
Induzierbare Enzyme spielen eine entscheidende Rolle bei der Regulierung der
Konzentrationen verschiedenster Substanzen, die in den Boden gelangen. Viele
Polysaccharidasen, wie z.B. Cellulase, sind induzierbare Enzyme (Ruggiero et al., 1996).
In ihrem Reaktionsverhalten ähneln Bodenenzyme Enzymen in anderen Systemen. Die
Reaktionsgeschwindigkeit, mit der sie chemische Reaktionen katalysieren, ist, wie die
anderer Enzyme, stark abhängig vom pH-Wert, der Ionenstärke, der Temperatur, dem
Salzgehalt sowie dem Vorhandensein oder Fehlen von Inhibitoren (Burns, 1978). Der
Einfluß der Temperatur wird z.B. in der Arbeit von Tiwari et al. (1989) deutlich. Sie
untersuchten die zeitliche Abhängigkeit der mikrobiellen Populationen und
Enzymaktivitäten im Boden und ermittelten für beide Faktoren ein Maximum im Frühjahr-
32 EINFLUSSFAKTOREN AUF DIE MOBILISIERBARKEIT VON STOFFEN IM BODEN
Sommer und minimale Werte in der Herbst-Winter-Periode. Malkomes (1991 a) wies
nach, dass enzymatische Aktivitäten dem Einfluß von Feuchtigkeit, Durchlüftung und
Temperatur des Bodens unterliegen.
Iftikhar und Khan (1988) und Eivazi und Tabatabai (1990) beobachteten für
verschiedenste Enzyme eine Verringerung der Aktivitäten mit erhöhtem Salzgehalt im
Boden. Dieses Ergebnis wird durch ein verändertes osmotisches Potential im Boden
aufgrund der höheren Salzkonzentration und damit verbundener spezifischer
Ionentoxizität und Aussalzeffekte löslicher Salze von Enzymproteinen erklärt.
Für die meisten Glucosidasen und Galaktosidasen konnte gezeigt werden, dass die
Enzymaktivitäten mit steigendem pH-Wert abnehmen, während ein erhöhter Gehalt an
organischem Kohlenstoff im Boden die Aktivität der Enzyme steigerte (Eivazi und
Tabatabai, 1990). Weitere Abhängigkeiten vom pH-Wert und organischen Kohlenstoff
wurden von Rojo et al. (1990), Gianfreda und Bollag (1996) und Sannino und Gianfreda
(2001) gefunden.
Aufrgund dieser Ergebnisse ist es nicht verwunderlich, dass auch die Klimaverhältnisse
und die vorherrschende Vegetation einen Einfluss auf die bodenenzymatischen
Aktivitäten haben (Rastin et al., 1988; Lijeroth und Baath, 1988; Tate et al., 1991).
7.3.3 Enzym-Kinetik
Damit eine chemische Reaktion stattfinden kann, müssen die Reaktanden zunächst mit
ausreichender Energie aufeinander treffen, um einen aktivierten Übergangszustand bilden
zu können. Sobald die benötigte Energie vorhanden ist, ist die Wahrscheinlichkeit hoch,
dass die Reaktion bis zur Produktbildung weiterlaufen wird. Katalysatoren verringern
diese Aktivierungsenergie, wobei Enzyme besonders effizient wirken, und beschleunigen
somit die Reaktion.
Ein besonderes Merkmal Enzym-katalysierter Reaktionen ist dabei die Sättigung des
Katalysators, so dass die Geschwindigkeit einer solchen Reaktion von der
Enzymkonzentration abhängig ist. Wenn die Konzentration des Substrats
(Ausgangssubstanz) ansteigt, folgt die Bildungsgeschwindigkeit einer Reaktion 1.
Ordnung (Abb. 9).
Die Anstiegsrate dieser Geschwindigkeit wird allerdings immer geringer je höher die
Substratkonzentration ist. Ab einer bestimmten Konzentration wird ein Zustand erreicht,
bei dem kein weiterer Anstieg der Bildungsgeschwindigkeit beobachtet werden kann und
die Reaktion somit einer Kinetik 0. Ordnung folgt. In diesem Fall ist soviel Substrat
vorhanden, dass das verfügbare Enzym gesättigt ist und die Reaktionsgeschwindigkeit
des Produktes nur durch die Geschwindigkeit bestimmt wird, mit der der Enzym-Substrat-
Komplex zerfällt.
EINFLUSSFAKTOREN AUF DIE MOBILISIERBARKEIT VON STOFFEN IM BODEN 33
Substratkonzentration
R
eaktionsgeschwindigkeit (V
)
0
V
max
bei Sättigung
1/2 V
max
(Halbsättigung)
k
m
Abb. 9: Graphische Darstellung der Michaelis-Menten-Gleichung, aus der Vmax sowie km
ermittelt werden können.
Dass der erste Schritt einer Enzym-katalysierten Reaktion aus der Bildung eines
reversiblen Enzym-Substrat-Komplexes besteht, wurde schon früh vermutet. Diese
Darstellung war eine wichtige Grundlage für die Theorie der Enzym-Kinetik wie sie von
Leonor Michaelis und Maud Menten 1913 entwickelt wurde.
Für die Formulierung der nach ihnen benannten Gleichung machten sie eine Reihe von
Annahmen, wovon die ersten beiden bereits erwähnt wurden:
1. Die Geschwindigkeit einer Enzym-katalysierten Reaktion folgt zunächst einer
Kinetik 1. Ordnung und dann einer Kinetik 0. Ordnung.
2. Das Enzym (E) bindet reversibel an das Substrat (S), so dass ein Enzym-Substrat-
Komplex (ES) entsteht, der nach der Reaktion in Enzym und Produkt (P) zerfällt.
Jeder Reaktionsschritt wird dabei durch eine Geschwindigkeitskonstante k
beschrieben.
3
1
24
k
k
kk
ES ES EP
+
←⎯→←⎯→+
3. Ein Gleichgewichtszustand zwischen der Bildungsgeschwindigkeit und
Zerfallsgeschwindigkeit von ES stellt sich schnell ein.
4. Die Konzentration des Enzyms setzt sich aus der Konzentration an freiem Enzym
und der des Enzym-Substrat-Komplexes zusammen.
5. Der Geschwindigkeitsbestimmende Schritt ist der Zerfall von ES und die Bildung
des Produkts. Die Bildungsgeschwindigkeit der Enzym-katalysierten Reaktion ist
somit proportional zur Konzentration des Enzym-Substrat-Komplexes.
6. Die maximale Reaktionsgeschwindigkeit (Vmax) resultiert aus der maximalen
Konzentration des Enzym-Substrat-Komplexes. Dieser Zustand wird nur erreicht,
wenn das gesamte freie Enzym im Komplex mit dem Substrat gebunden ist, d.h.
eine Sättigung erreicht wurde.
34 EINFLUSSFAKTOREN AUF DIE MOBILISIERBARKEIT VON STOFFEN IM BODEN
Aufgrund dieser Annahmen ergibt sich die klassische Michaelis-Menten-Gleichung:
[
]
[]
max
0
m
VS
VkS
⋅
=+
Dabei entspricht V0 der Bildungsgeschwindigkeit, Vmax der maximalen Reaktionsgeschwin-
digkeit, [S] der Substratkonzentration und km ist die Michaelis-Konstante, die eine
Kombination der einzelnen Geschwindigkeitskonstanten (k1, k2 und k3) der Enzym-
katalysierten Reaktion darstellt. Anhand von km können Aussagen über entsprechende
Wechselwirkungen zwischen Enzym und Substrat gemacht werden. Der Wert entspricht
der Substratkonzentration bei der V0 = ½ Vmax (Abb. 9). Je kleiner der km-Wert, desto
größer ist die Affinität des Enzyms zum Substrat. Am einfachsten kann dieser Wert
allerdings aus der graphischen Darstellung der Lineweaver-Burk-Gleichung abgelesen
werden, bei der 1/V0 auf der y-Achse und 1/[S] auf der x-Achse abgebildet wird. Der
Schnittpunkt der Geraden mit der x-Achse entspricht -1/km.
Ausführlichere Ableitungen der Michaelis-Menten-Kinetik sind in diversen Lehrbüchern
der Biochemie, wie z.B. Nelson und Cox (2000) oder Boyer (1999) zu finden.
Aufgrund der heterogenen Beschaffenheit im Boden, ergeben sich für diese Art der
Enzym-Kinetik allerdings Probleme (Nannipieri und Gianfreda, 1998). Sowohl
intrazelluläre Enzyme in mikrobiellen Zellen, welche an Bodenpartikeln befestigt oder in
Bodenaggregaten eingeschlossen sind, als auch extrazelluläre Enzyme, die an
Tonmineralien adsorbiert oder in Huminmolekülen eingeschlossen sind, werden z.B.
durch sterische Aspekte an der Ausbildung des Enzym-Substrat-Komplexes gehindert.
Des Weiteren spielen unterschiedliche pH-Wert-Bedingungen im Boden und
Ladungsverteilungen eine Rolle.
Ein weiteres Problem stellt die oft schlechte Löslichkeit der Substrate, wie z.B. Cellulose,
Stärke und Lignin, in wässrigen Lösungen dar. In der klassischen Michaelis-Menten-
Kinetik wird die Löslichkeit der Substrate allerdings vorausgesetzt. McLaren und Skujins
(1971) haben daraufhin eine Gleichung formuliert, die die Geschwindigkeit der
Enzymreaktion ermittelt, wenn das Substrat unlöslich ist:
[
]
00
VKE=⋅
Wobei K eine Konstante darstellt, die dem Verteilungskoeffizienten des Enzyms zwischen
der Lösung und der Substrat-Oberfläche entspricht und [E0] der Enzymkonzentration zu
Beginn der Reaktion.
Die Geschwindigkeit der Enzym-Reaktion hängt dabei von der Oberfläche des unlöslichen
Substrates ab. Die Wahrscheinlichkeit, dass mikrobielle Zellen unlösliche Substrate durch
direkten Kontakt entdecken, ist eher gering und die Freisetzung extrazellulärer Enzyme,
um die unlöslichen Substrate zu hydrolysieren, beinhaltet mehrere Nachteile, wie z.B.
Abbau der Enzyme durch Proteolyse, nicht gesicherte optimale pH- und Temperatur-
EINFLUSSFAKTOREN AUF DIE MOBILISIERBARKEIT VON STOFFEN IM BODEN 35
Bedingungen für die nachfolgende Enzym-Reaktion oder Verlust der wasserlöslichen
Reaktionsprodukte an andere Zellen.
Aufgrund dieser Probleme vermutete Burns (1982) für die Hydrolyse unlöslicher Substrate
eine mikrobielle Strategie, die auf dem Vorkommen von Ton- oder Humin-Enzym-
Komplexen beruht. Die so immobilisierten extrazellulären Enzyme besitzen eine größere
Stabilität und verringern die Notwendigkeit der Synthese und Freisetzung größerer
Mengen extrazellulärer Enzyme durch mikrobielle Zellen.
7.3.4 Die wirtschaftliche Bedeutung der Enzymaktivität im Boden
Im Laufe der letzten Jahre hat die Bestimmung von Enzymen im Boden an Bedeutung
gewonnen, da deren Aktivität ein gutes Werkzeug zur Ermittlung der mikrobiellen Aktivität
und der Bodenqualität darstellt (Frankenberger und Dick, 1983; Malkomes, 1991b;
Perucci, 1992; Visser und Parkinson, 1992; Jordan et al., 1995; Diekmann, 1997; Burket
und Dick, 1998; Trasar-Cepeda et al., 1998; Wick et al., 1998). Da Enzyme nur schwer
aus Böden extrahiert werden können, wird ihre Aktivität meist indirekt in einem Assay
bestimmt. Diese Tests werden allerdings in vitro unter kontrollierten Bedingungen (z.B.
Temperatur, Puffer etc.) durchgeführt und spiegeln so nicht die Bedingungen wieder, die
in situ vorherrschen (Dick, 1992). Trotzdem konnte gezeigt werden, dass
Enzymaktivitäten ein zuverlässiger Parameter sind, um Veränderungen im Boden
aufgrund von Umweltbedingungen oder landwirtschaftlicher Nutzung zu beobachten
(Dick, 1992 und 1994). Da Enzyme allerdings substratspezifisch und stark abhängig vom
Gehalt an organischem Material sind (Eivazi und Tabatabai, 1990) und somit ein
einzelnes Enzym in verschiedenen Böden kein aussagekräftiges Ergebnis zulässt, sollten
mehrere verschiedene Enzyme für die Beurteilung der Bodenfruchtbarkeit verwendet
werden. So sind z.B. mehrere Kohlenhydrate (und somit verschiedene Enzyme) an der P-
und N-Erhöhung aufgrund der Streuabbau durch den Pilz Lycopodium tristachyum
beteiligt (Spalding und Duxbury, 1977). Am sichersten ist das Ergebnis, wenn zur
Beurteilung mehrere unabhängige und / oder korrelierte chemische, physikalische und
biologische Eigenschaften, die auf unterschiedlichen räumlichen und zeitlichen Skalen zu
finden sind, Anwendung finden (Parr et al., 1992; Smith et al., 1993; Doran und Parkin,
1994). Wick et al. (1998) nutzten z.B. die mikrobiologischen und biochemischen
Bodenparameter pH-Wert, basische Kationenaustauschkapazität, anorganischer und
organischer Phosphor-Gehalt, organischer Gesamtkohlenstoffgehalt, Gesamtstickstoff-
gehalt, Kohlenstoff aus mikrobieller Biomasse und saure und basische Phosphatase-, β-
Glucosidase- und Protease-Aktivität als Indikatoren für die Qualität des Bodens.
Eine große Rolle spielen Bodenenzyme auch für die Nutzbarkeit verschiedener Dünger.
Da erst durch eine Enzym-katalysierte Reaktion im Boden aus dem Dünger die
36 EINFLUSSFAKTOREN AUF DIE MOBILISIERBARKEIT VON STOFFEN IM BODEN
pflanzenverfügbaren Nährstoffe entstehen und freigesetzt werden. Der bekannteste
Dünger, für den das zutrifft, ist Harnstoff, wobei das Enzym Urease die Umwandlung in
Ammoniumcarbonat katalysiert (Zahir et al., 2001). Viele Reaktionen, die zur
Umwandlung von Düngerinhaltsstoffen führen, sind dabei einfache Hydrolysen, wie etwa
die Phosphat-Freisetzung aus dem Dünger Pyrophosphat (Sutton et al., 1966).
Der Zusatz reiner oder fast reiner Enzyme zum Boden, um die Umwandlung organischer
Schadstoffe zu beschleunigen, wurde z.B. von Dick und Tabatabai (1983) und Shannon
und Bartha (1988) vorgeschlagen. Allerdings wiesen sie daraufhin, dass große
Enzymmengen nötig sind und ein merklicher Effekt nur kurzzeitig zu beobachten ist, da
freies Enzym sofort effektiv gehemmt wird, sobald es in den Boden gelangt. Diese
Hemmung entsteht wahrscheinlich durch die Maskierung der aktiven Zentren, wenn sich
das Enzym an Bodenpartikel anlagert oder durch lösliche Salze in Verbindung mit dem
biologischen Abbau der Enzyme.
Ein bessere Methode beruht darauf, die Enzyme durch Aufbringen auf feste Materialien
(z.B. Ton und Humus), zunächst zu immobilisieren bevor sie in den Boden gelangen
(Hartmeier, 1988). Die Immobilisierung vermindert zwar die Reaktionsgeschwindigkeit und
ist nicht für wasserunlösliche Schadstoffe geeignet, verhindert aber den schnellen
Aktivitätsverlust der freien Enzyme im Boden und bietet eine gewisse Sicherheit
gegenüber Temperaturschwan-kungen, Proteolyse und Inhibitoren (Sarkar et al., 1989).
7.3.5 Wechselwirkungen zwischen Enzymen und Schadstoffen im Boden
Schwermetalle, Spurenelemente und organische Schadstoffe können über Düngemittel,
Verunreinigungen in Düngemitteln oder als Bestandteile von kommunalen und
industriellen Abfällen in den Boden gelangen. Enzyme können dabei im Boden mit
organischen und anorganischen Schadstoffe auf verschiedene Weise wechselwirken.
Erstens, kann der Eintrag von Schadstoffen zur Hemmung von Enzymen führen und so
z.B. den Abbau anderer Schadstoffe im Boden verhindern oder die Produktion von
Substanzen verringern, die eine wichtige Energiequelle für Mikroorganismen im Boden
darstellen.
Zum Beispiel können Metalle Komplexe mit den Substraten bilden, sich an die reaktive
Stelle im Enzym lagern oder mit dem Enzym-Substrat-Komplex reagieren. Gegenüber
erhöhten Metallkonzentrationen reagieren Bodenenzyme oft empfindlich mit einer
verringerten oder gehemmten Reaktivität (Eivazi und Tabatabai, 1990; Senwo und
Tabatabai, 1999). Es wird angenommen, dass die Hemmung auf einer Reaktion der
Metalle mit Sulfhydryl-Gruppen des Enzyms beruht, ähnlich einer Metall-Sulfid-
EINFLUSSFAKTOREN AUF DIE MOBILISIERBARKEIT VON STOFFEN IM BODEN 37
Bildungsreaktion. Sulfhydryl-Gruppen sind z.B. wichtige Bestandteile der aktiven
Bindungszentren im Enzym oder für die Struktur der Enzym-Proteine verantwortlich.
Eivazi und Zakaria (1993) untersuchten den Einfluss von Klärschlamm auf die β-
Glucosidase-Aktivität im Boden und fanden, dass bereits der Eintrag geringer Mengen
(10 – 30 mgTM/gBoden) zu einer verminderten Enzymaktivität führte, die wahrscheinlich auf
die Enzym-Hemmung der enthaltenen Schwermetalle zurückzuführen war. Wurden
allerdings größere Mengen Klärschlamm (100 – 200 mgTM/gBoden) dem Boden zugefügt,
beobachteten sie eine erhöhte Enzymaktivität. Sie vermuteten, dass die zusätzliche
Quelle an Nährstoffen und organischem Material den hemmenden Einfluss von
Spurenelementen (Schwermetalle) auf die Enzyme maskiert hat. Weiterhin zeigten sie,
dass Huminstoffe, ein hoher Gehalt an Tonmineralen und eine hohe
Kationenaustauschkapaziät im Boden eine schützende Funktion haben. Eine Erhöhung
der Klärschlammmenge, trotz erhöhter Enzymaktivität und somit beschleunigtem Abbau
organischer Schadstoffe, birgt aber die Risiken einer Schwermetall-Akkumulation im
Boden, dem vermehrten Eintrag von Nitrat ins Grundwasser und der Hemmung des
Pflanzenwachstums.
Organische Schadstoffe, wie z.B. Pestizide, zeigen einen sehr unterschiedlichen Einfluss
auf die Enzymaktivität. Trotz vieler Studien, in denen versucht wurde, die gemessenen
Effekte in Verbindung mit Bodeneigenschaften, chemischen Eigenschaften von Pestiziden
und Enzymklassen zu bringen, sind keine generellen Aussagen möglich (Shaffer, 1993).
Dennoch konnten Sannino und Gianfreda (2001) eine eindeutige Hemmung des Pestizids
Glyphosat auf das Enzym Phosphatase in den meisten von ihnen untersuchten Böden
beobachten und vermuteten, dass dieser Effekt auf die Anwesenheit einer
Phosphatgruppe am Glyphosphat-Molekül zurückzuführen ist. Bereits Speir et al. (1978)
hatten demonstriert, dass die Enzymaktivität der Phosphatase im Boden durch
anorganisches Phosphat und Phosphat-Dünger stark gehemmt wird.
Eine verringerte Enzymaktivität konnte auch für L-Glutaminase für 21 Spurenelemente, 12
Herbizide, 2 Fungizide und 2 Insektizide nachgewiesen werden (Frankenberger und
Tabatabai, 1991).
Der hemmende Effekt von Pestiziden scheint allerdings nur temporär zu sein und bei
Anwendung in vorgeschriebenen Mengen erreichen die Enzymaktivitäten nach wenigen
Wochen oder Monaten wieder ähnliche Werte wie in unbehandelten Böden (Ladd, 1985).
Bereits Zantua und Bremner (1977) hatten vermutet, dass im Boden ein Hintergrundwert
an Enzymaktivität besteht, der nur sehr schwer dauerhaft verändert werden kann.
Allerdings weisen Bollag und Liu (1990) darauf hin, dass für die meisten abbauresistenten
Schadstoffe selbst unter Laborbedingungen weder die Abbauwege, noch Metabolite und
die meisten dafür nötigen Enzyme bekannt sind.
38 EINFLUSSFAKTOREN AUF DIE MOBILISIERBARKEIT VON STOFFEN IM BODEN
Zweitens, können Schadstoffe die Aktivität verschiedener Enzyme im Boden erhöhen und
auf diese Weise den eigenen Abbau und den anderer Schadstoffe beschleunigen.
So sind viele Metalle sogar Bestandteile von Enzymen und in geringen Konzentrationen
für eine optimale biologische Aktivität notwendig. Zum Beispiel ist Nickel ein
unerlässlicher Bestandteil der Urease. Andere Metalle, wie z.B. Mg, Co, Zn und Mn,
erhöhen die Pyrophosphatase-Aktivität im Boden, vermutlich aufgrund der Ausbildung
einer Substrat-Metal-Enzym-Brücke (Tena et al., 1981; Dick und Tabatabai, 1983).
Eine erhöhte Enzymaktivität konnte auch beim Zusatz der organischen Pestizide
Glyphosphat und Paraquat zum Boden für Invertase und Urease gemessen werden
(Sannino und Gianfreda, 2001).
Wiederholte Anwendungen eines einzelnen Pestizids oder solcher mit ähnlicher
chemischer Struktur, können sogar dazu führen, dass es so schnell durch enzymatische
Katalyse abgebaut wird, dass das Pestizid, sobald es appliziert wird, unwirksam ist.
Dieses Phänomen wird als verstärkter Bioabbau bezeichnet und wurde z.B. für die
Insektizide Isofenphos und Fonofos beobachtet (Murphy und Minor, 1986; Sikora und
Kaufmann, 1987). Hierbei führte die wiederholte Anwendung zu einem starken Anstieg
der Phosphatase-Aktivität im Boden, die die hydrolytische Spaltung der Phosphatgruppe
am Pestizid katalysiert. Auch für andere Organophosphat-Insektizide (z.B. Parathion) und
Acetanilid-Herbizide (z.B. Metolachlor) konnte ein zumindest teilweise enzymatischer
Abbau im Boden nachgewiesen werden (Burns und Edwards, 1980).
Eine bedeutende Enzymklasse in Hinsicht auf die Umwandlung organischer Stoffe im
Boden stellt die der Phenoloxidasen dar. Diese Enzyme sind in der Lage durch
verschiedenste chemische Reaktionen, die Abbau, Polymerisation, Synthese, Kupplungen
und Einbau in Huminstoffe umfassen, den Boden vor der Anreicherung organischer
Schadstoffe zu schützen (Filip und Preusse, 1985). Gerade enzymatische
Kupplungsreaktionen organischer Stoffe sind ein bedeutender natürlicher Prozess, der
über die Reaktivität und Persistenz der Substanzen entscheidet und somit auch über den
Verbleib der Schadstoffe im Boden oder den Transport in das Grundwasser (Sjoblad und
Bollag, 1981; Sakar et al., 1988).
Drittens, können Enzyme zum Abbau von organischem Bodenmaterial, an das
Schadstoffe gebunden sind, führen und diese somit freisetzen, wodurch sie in tiefere
Bodenschichten transportiert werden und ins Grundwasser gelangen können.
Normalerweise dienen Enzyme im Boden, wie z.B. Amylase, Cellulase, Protease, Lipase,
Phosphatase und Sulfatase dazu, das organische Material im Boden so zu verändern,
dass es als Kohlenstoffquelle für Pflanzen verfügbar ist (Burns, 1978; Dodd et al., 1987).
Das am weitesten verbreitete komplexe Kohlenhydrat ist Cellulose, welches neben Lignin
EINFLUSSFAKTOREN AUF DIE MOBILISIERBARKEIT VON STOFFEN IM BODEN 39
zu den am langsamsten abgebauten Komponenten des Humus gehört. Fontaine et al.
(2004) haben gezeigt, dass ein zusätzlicher Eintrag von Cellulose in den Boden die
Cellulase-Aktivität erhöht und es so zu einem schnelleren Abbau der Cellulose kommt.
Zum Einfluss von zum Boden zugesetzten Enzymen auf das SOM in Zusammenhang mit
einer veränderten DOM- und Schadstofffreisetzung aus dem Boden liegen meines
Wissens bisher keine Untersuchungen vor. Dieses Thema soll daher ebenfalls
Gegenstand dieser Arbeit sein.
40 BODENPARAMETER
EXPERIMENTELLES VORGEHEN
8 Bodenparameter
Die in den Versuchen verwendeten Bodenproben stammen vom Rieselfeld Buch bei
Berlin, wobei es sich um einen Mittelsand handelt mit einem Sandanteil von > 95 % und
Tongehalt von < 0,5 %. Die 15 - 20 kg Proben wurden am 18.09. 2002, 08.01. 2003 und
am 04.02. 2004 aus dem Oberboden (Ah, 0 -15 cm Horizonttiefe) entnommen. Die Böden
wurden durch ein Sieb mit einer Maschenweite von 4 mm gesiebt und anschließend bis
zum Gebrauch in lichtundurchlässigen, geschlossenen Plastikbehältern bei 4 °C im
Kühlschrank gelagert.
Der pH-Wert dieser Böden lag im Mittel zwischen 4,5 - 5,0, der Glühverlust zwischen
4 - 8 %, der Corg-Gehalt bei 5 Gew.-% und Nges bei 0,5 Gew.-% (C/N-Verhältnis = 10).
Diese Parameter wurden im Fachgebiet Bodenkunde der TU Berlin bestimmt.
Die Wassergehalte der frischen Bodenproben und behandelten Böden im Versuch
wurden gemäß der Vorschrift nach DIN ISO 11465 ermittelt. Dazu wurden ca. 10 g Boden
genau eingewogen (Feuchtgewicht) und bei 105 °C 24 Stunden bzw. bis zur
Gewichtskonstanz im Trockenschrank getrocknet. Nach dem Abkühlen im Exsikkator
wurden die Bodenproben erneut gewogen (Gewicht im Trockenzustand) und der
Wassergehalt in Gew.-% nach folgender Formel berechnet:
100
bc
W
ba
mm
Wmm
−
=
⋅
−
Wobei WW dem Wassergehalt entspricht, ma dem Tiegel-Gewicht in [g], mb dem Tiegel-
Gewicht mit der Einwaage des feuchten Bodens in [g] und mc dem Tiegel-Gewicht mit
dem getrockneten Boden in [g].
Auf diese Weise wurde für den Boden vom September 2002 ein Wassergehalt von
4,0 Gew.-% bestimmt, für den vom Januar 2003 von 12 Gew.-% und für den Boden vom
Februar 2004 ein Wassergehalt von 9,5 Gew.-%.
9 Messung der Schadstoffe mittels Gaschromatographie–
Massenspektrometrie
Die Messungen wurden mit einem GC-MS-System der Firma Fisons (Mainz-Kastel)
durchgeführt, das aus einem GC8000-Gaschromatographen, einem MD800 Quadrupol-
Massenspektrometer und einem AS800-Autosampler bestand. Zur gaschroma-
tographischen Trennung wurde eine HP-5 MS-Kapillarsäule (Agilent J&W Scientific, Palo
Alto, USA) mit 30 m Länge, 0,25 mm I.D. und 0,25 µm Filmdicke verwendet.
MESSUNG DER SCHADSTOFFE MITTELS GASCHROMATOGRAPHIE–MASSENSPEKTROMETRIE 41
Die Temperatur des Injektors und die des MSD-Interface betrug 250 °C. Die Injektionen
wurden im Splitmodus mit einem Splitverhältnis von 1:10 durchgeführt, wobei das
Injektionsvolumen 4 µL war. Das Temperaturprogramm startete isotherm für 2 Minuten bei
90 °C, dann wurde mit 10 °C/min auf 180 °C geheizt, weiter mit 8 °C/min auf 280 °C und
diese Temperatur für 16 min gehalten (Gesamtzeit = 45 min).
9.1 Auswahl der Schadstoffe
Da der verwendete Boden bis Mitte der achtziger Jahre mit Abwässern berieselt wurde
und somit in den letzten Jahre nur noch geringe Schadstoffeinträge aus der Umwelt
erhalten hat, ist es eher unwahrscheinlich, dass stark polare organische Schadstoffe im
Oberboden enthalten sind, da diese schnell aus diesem Bodenbereich ausgewaschen
werden und auf diese Weise z.B. in tiefere Bodenschichten oder das Grundwasser
gelangen. Weiterhin musste berücksichtigt werden, dass die organischen Substanzen
nicht nur durch Soxhletextraktion der Böden gut bestimmbar sind, sondern auch in den
wässrigen Eluaten detektierbar sein müssen, was zumindest eine geringe
Wasserlöslichkeit voraussetzt.
Die Auswahl der in den Versuchen zu untersuchenden Schadstoffgruppen erfolgte
zunächst durch Messen von Soxhlet-extrahierten Proben mittels GC-MS im SCAN-Modus
(siehe weiter unten). Für diese Soxhlet-Extraktion wurde eine hausinterne Vorschrift
verwendet, wobei 5 g des feldfrischen Bodens mit 80 mL Ethylacetat 6 Stunden extrahiert
wurden. Der Extrakt wurde auf etwa 5 mL am Rotationsverdampfer eingeengt, etwa
500 µL davon in GC-Vials überführt und sowohl underivatisiert als auch derivatisiert (zur
Erfassung oxidierter Metabolite, Anhang A. 4) vermessen. Danach wurden Bodeneluate
mit deionisiertem Wasser erzeugt (Kapitel 11.2), diese Eluate mittels SPE aufgearbeitet
(Kapitel 11.3) und die in den Soxhlet-Extrakten ausgewählten Schadstoffe in den Eluat-
Extrakten durch GC-MS-Messung im SIR-Modus überprüft.
Daraufhin wurden 9 organische Schadstoffgruppen ausgewählt mit insgesamt 57
Einzelsubstanzen. Die Liste der Substanzgruppen kann Abb. 10 und Tab. 4 entnommen
werden (MSD-Spektren einzelner Substanzen befinden sich im Anhang C Abb. 49). Die
Gruppe der PAK 1 setzt sich dabei aus den Einzelsubstanzen Phenanthren und
Anthracen und die der PAK 2 aus Fluoranthen und Pyren zusammen. Diese beiden PAK-
Gruppen wurden festgelegt, da die Peaks der jeweiligen beiden Einzelstoffe in den
Chromatogrammen dieser GC-MS-Methode sehr dicht beisammen liegen und durch SIR-
Messung des gleichen m/z-Wertes häufig schlecht getrennt sind. In der Gruppe der PCB
und PAK wurden auch deutlich mehr, vor allem unpolarere Einzelstoffe in den Soxhlet-
Extrakten gemessen, diese konnten allerdings in den Versuchen aufgrund ihrer
42 MESSUNG DER SCHADSTOFFE MITTELS GASCHROMATOGRAPHIE–MASSENSPEKTROMETRIE
schlechten Wasserlöslichkeit und somit zu geringen Konzentration in den wässrigen
Eluaten nicht weiter beobachtet werden.
100
50
0
Peakintensität [%]
14,0 15,0 16,0 17,0 18,0 19,0 20,0 21,0 22,0
Retentionszeit [min]
12,0 13,0
DiCl-BP
TriCl-BP TetraCl-BP PentaCl-BP
PCB
PAK
OH-PCB
Abb. 10: SCAN-Chromatogramme der Soxhlet-Extrakte mit m/z-Spuren der ausgewählten
Schadstoffgruppen (siehe auch Tabelle 2.1.).
Alle in den Versuchen anfallenden Proben (Soxhlet-Extrakte und SPE-Extrakte) wurden
sowohl im SCAN-Modus (m/z 65 - 450), als auch im SIR-Modus gemessen. Insgesamt
wurden pro Probe drei Messungen durchgeführt – eine für den SCAN, eine SIR-Messung
für die PAK und eine SIR-Messung für die PCB und OH-PCB. Die Werte des SIR-
Programms sind in Tab. 4 dargestellt. Die m/z-Werte der hydroxylierten PCB entsprechen
dabei den durch die Diazomethan-Derivatisierung methylierten Substanzen.
Die Auswertung der Chromatogramme erfolgte mit der Software Masslynx 3.3 der Firma
Micromass Limited (Manchester, GB). Die Peakintensität der internen Standards (Kapitel
10.2) wurde im SCAN-Chromatogramm durch Extraktion der Spuren m/z 128
(Clofibrinsäure, RT = 11,1 min) und m/z 165 (Triphenylmethan, RT = 17,8 min) ermittelt
(MSD-Spektren im Anhang C Abb. 50).
Aus den Ergebnissen für die Einzelsubstanzen wurde innerhalb der Schadstoffgruppen
ein Mittelwert gebildet.
MESSUNG DER SCHADSTOFFE MITTELS GASCHROMATOGRAPHIE–MASSENSPEKTROMETRIE 43
Schadstoffgruppen
(# Einzelsubstanzen) m/z Retetionszeit
[min] SIR Programm
DiCl-BP (2) 222 12,5–14,5
TriCl-BP (8) 256 14,0–17,0
TetraCl-BP (12) 292 16,0–19,0
Kanal 1
9,00–17,80 min
(PCB)
PentaCl-BP (11) 326 18,5–22,0
DiCl-OHBP (2) 252 16,0–17,5
TriCl-OHBP (9 / 8) 286 18,0–20,0
TetraCl-OHBP (9) 322 20,0–21,5
Kanal 2
17,81–35,0 min
(PCB / OH-PCB)
PAK 1 (2) 178 14,5–16,0
PAK 2 (2) 202 18,0–19,5
Kanal 1
12,00–21,50 min
Tab. 4: Ausgewählte Schadstoffgruppen mit entsprechenden GC/MS-Kenndaten.
9.2 Kalibrierung
Die Kalibrierung zur quantitativen Auswertung der Freisetzungsraten der einzelnen
Schadstoffgruppen erfolgte wie deren Messung im SIR-Modus. Da die Identifizierung der
einzelnen PCB- und OH-PCB-Isomere sehr aufwendig ist und für diese Arbeit nicht
gefordert war, wurde von jeder Schadstoffgruppe ein Vertreter als Referenz ausgewählt
unter der Annahme, dass die anderen Isomere im Durchschnitt ähnliche Peakintensitäten
bei gleicher Konzentration aufweisen. Die Standards der PAK und PCB waren bei der Dr.
Ehrenstorfer GmbH (Augsburg) erhältlich und die der OH-PCB bei Campro Scientific
(Berlin). Es wurden insgesamt 7 Verdünnungen zwischen 1 – 1000 pg/µL vor jedem
Versuch gemessen. Tab. 5 enthält die Kalibriergleichungen einer Messung, außerdem die
entsprechenden Nachweis-, Erfassungs- und Bestimmungsgrenzen der einzelnen
Schadstoffgruppen innerhalb des 95 %-igen Vertrauensintervalls, die nach DIN 32645 mit
der Software DINTEST Version 2005 DE berechnet wurden.
Standardsubstanz Kalibriergleichung
NG
[pg/µL]
EG
[pg/µL]
BG
[pg/µL]
2,4-DiCl-BP y = 650,52 x + 154,50 3,3 6,5 12,7
2,4,4'-TriCl-BP y = 351,15 x – 8,80 2,7 5,3 10,8
2,2',5,5'-TetraCl-BP y = 376,85 x + 168,06 3,0 5,9 13,1
2,2',4,5,5'-PentaCl-BP y = 214,06 x – 23,20 1,8 3,6 7,2
3’,4’-DiCl-4-OHBP *)y = 79,74 x – 914,92 8,8 17,5 52,3
2’,4’,5’-TriCl-4-OHBP *)y = 98,95 x – 296,04 7,1 14,2 42,4
2’,3’,4’,5’-TetraCl-4-MeOBP y = 16,61 x + 85,02 10,0 20,1 59,9
Phenanthren (PAK 1) y = 770,79 x – 601,98 3,5 7,0 14,2
Pyren (PAK 2) y = 543,38 x – 1017,91 6,7 13,4 26,1
*) Wurde vor der Messung derivatisiert.
Tab. 5: Auswertung der SIR-Kalibration für die einzelnen Schadstoffgruppen.
44 SOXHLET-EXTRAKTION DES BODENS
Die Bestimmungsgrenzen der OH-PCB liegen im Vergleich zu den PCB deutlich höher.
Die R2-Werte der linearen Korrelation waren für alle Schadstoffgruppen > 0,99, wobei
Ausreißer (maximal 2 pro Schadstoffgruppe) aus der Kalibration entfernt wurden.
10 Soxhlet-Extraktion des Bodens
Die Soxhletextraktionen der Bodenproben wurden durchgeführt, um die Gesamtgehalte
(entspricht dem Inventar) der für die Versuche interessanten Schadstoffgruppen im Boden
zu ermitteln.
10.1 Methodenentwicklung
Häufig angewendete Verfahren zur Extraktion von PAK aus Bodenproben sind die
Soxhlet-Extraktion (Krengel-Rothensee, 1993; Paschke, 1993) und die Ultraschall-
Extraktion (Eschenbach et al. 1994; Wischmann et al. 1996), wobei als Lösungsmittel
häufig Gemische aus Aceton/Toluol oder Aceton/Cyclohexan verwendet werden
(Merkblatt Nr. 1 des LUA NRW, 1994). Für die PCB wird nach DIN 38414-20 die
Soxhletextraktion mit Heptan, Hexan oder Pentan empfohlen, mit anschließender
chromatographischer Aufreinigung an AgNO3- oder Kieselgel-Säulen.
Wenn unpolare bis mittelpolare Lösungsmittel wie n-Hexan, Cyclohexan, Toluol,
Dichlormethan, Aceton sowie Gemische dieser Lösungsmittel eingesetzt werden, wird der
Extraktion des Bodens in der Regel eine Trocknung mit Natriumsulfat vorangestellt.
Das Ansäuern der Bodenproben vor der Trocknung hat sich als vorteilhaft für die
Extraktion von Substanzen mit sauren funktionellen Gruppen (z.B. saure Metabolite)
erwiesen, wodurch die Eigendissoziation zurückgedrängt und die Affinität zum unpolaren
Extraktionsmittel erhöht wird (Langbehn und Steinhart, 1994; Wischmann et al. 1996).
Obwohl sich dadurch die Extrahierbarkeit basischer Substanzen durch Protonierung
verschlechtern könnte, wurde z.B. für basische Hetero-PAK ermittelt, dass der pH-Wert
nur einen geringen Einfluss auf die Extraktionsausbeute dieser Substanzen hat (Meyer,
1999).
Zur simultanen Extraktion von Substanzen eines breiten Polaritätsspektrums hat sich vor
allem die Soxhlet-Extraktion des Bodens mit Dichlormethan bewährt (Mueller et al., 1991;
Bodzek et al., 1993; Meyer 1999). Dichlormethan hat außerdem im Vergleich zu
Lösungsmittel-gemischen wie Aceton / Toluol den Vorteil, dass es bei geringeren Analyt-
Gehalten leichter konzentrierbar ist. Im Fachgebiet Wasserreinhaltung der TU Berlin
wurde für solche Untersuchungen bisher eine Methode angewendet, die die
Soxhletextraktion des Bodens mit Ethylacetat beinhaltet, ohne Trocknung und
Ansäuerung des Bodens.
SOXHLET-EXTRAKTION DES BODENS 45
Daraufhin wurde ein Versuch durchgeführt, in dem die Soxhlet-Extraktion des
getrockneten und angesäuerten Bodens mit Dichlormethan (DCM) und Ethylacetat (EtAc)
verglichen werden sollte. Des Weiteren wurde ein Lösungsmittelgemisch aus DCM/Hexan
19:1 eingesetzt, um den Einfluss des Hexans auf die Extrahierbarkeit der PCB zu testen.
Es wurden 50 g der gesiebten Bodenproben mit 2 mL 1 M HCl in einem Mörser verrieben,
mit 50 g Na2SO4 vermischt und 24 Stunden im Exsikkator stehen gelassen. Von dieser
Mischung wurden 10 – 15 g genau ausgewogen, quantitativ in die Extraktionshülse (im
Muffelofen vorher ausgeglüht) überführt und 6 Stunden mit 80 mL des jeweiligen
Lösungsmittels Soxhlet-extrahiert. Die Extrakte wurden dann auf etwa 5 mL am
Rotationsverdampfer eingeengt, 500 µL davon in GC-Vials überführt und diese sowohl
underivatisiert als auch derivatisiert (Anhang A.4) vermessen (Abb. 11).
0,0
0,4
0,8
1,2
DiCl-BP
TriCl-BP
TetraCl-BP
PentaCl-BP
PAK 1 PAK 2
DiCl-OHBP
TriCl-OHBP
TetraCl-OHBP
DCM EtAc DCM / Hexan 20:1
Relative Peakintensität (DCM = 1,0
)
Abb. 11: Vorversuch – Auswahl der Extraktionsmittel für die Soxhlet-Extraktion.
Während der Zusatz von Hexan zum Lösungsmittel Dichlormethan eine Verschlechterung
der Extrahierbarkeit aller Schadstoffe aus dem Boden bewirkt, sind die Unterschiede im
Vergleich der Extraktionsmittel Ethylacetat und Dichlormethan sehr gering. Die
Bodenextrakte, die durch die Verwendung von Ethylacetat erzeugt wurden, waren
allerdings sehr dreckig und schwer zu verarbeiten. Deshalb wurde für folgende
Extraktionen Dichlormethan als Extraktionsmittel ausgewählt.
Da bei der Extraktion von Matrices mit hohem bioorganischem Anteil (z.B. Klärschlämme
und Böden) neben den Analyten auch beträchtliche Mengen an Huminstoffen, Wachsen,
Fetten, Schwefel und organischen Polymeren (z.B. Proteine) herausgelöst werden, sind
anschließende Reinigungsverfahren der Extrakte fast immer nötig. Zu den am häufigsten
verwendeten Verfahren zählt die Aufreinigung an AgNO3- oder Kieselgel-Säulen. Die in
dieser Arbeit verwendete Fraktionierung der Extrakte mithilfe von Kieselgel-Säulen wurde
aus der Dissertation von Meyer (1999) übernommen. Die Fraktionierung wurde durch die
Elution der Säule mit Lösungsmitteln steigender Polarität (n-Hexan, Dichlormethan,
Methanol) erreicht. Auf die vierte Fraktion (Salzsäure in Methanol) wurde hierbei
verzichtet, da die Polarität der vorherigen drei Elutionsmittel für die ausgewählten
Analyten ausreichend war. Die empfohlene Desaktivierung des Kieselgels (10 % Wasser)
46 SOXHLET-EXTRAKTION DES BODENS
führte zu einem Anstieg der Ausbeute > 30 % für alle untersuchten Schadstoffgruppen
(Daten nicht gezeigt).
10.2 Methode für die Soxhlet-Extraktion der Bodenproben
Von den gesiebten Bodenproben wurden zunächst 50 g mit 2 mL 1 M HCl in einem
Mörser verrieben und anschließend 24 Stunden getrocknet, indem der Boden mit 50 g
Na2SO4 vermischt wurde. Von dieser Mischung wurden 10 - 15 g genau ausgewogen,
quantitativ in die Extraktionshülse (im Muffelofen vorher ausgeglüht) überführt und 6
Stunden mit 80 mL Dichlormethan Soxhlet-extrahiert. Danach wurden die Extrakte im
Rotationsverdampfer auf etwa 2 mL und weiter unter Stickstoff auf etwa 0,5 - 1 mL
eingeengt und in Kieselgel-Mikrosäulen überführt. Vor der Verwendung wurde das
Kieselgel (70 – 230 mesh; Merck, Darmstadt) für 24 Stunden bei 105 °C im
Trockenschrank zunächst aktiviert und dann mit deionisiertem Wasser (10 Gew.-%)
teilweise wieder desaktiviert. Die Säulen wurden mit jeweils 10 mL Hexan, Dichlormethan
und Methanol eluiert und die Extrakte einzeln aufgefangen. Die drei Fraktionen wurden je
mit einem Tropfen 1-Octanol als Keeper versetzt, mithilfe der TurboVap® II Concentration
Workstation der Firma ZYMARK (Hopkinton, USA) auf etwa 500 µL eingeengt, in GC-
Vials überführt und mittels eines Stickstoffsstroms weiter bis zur Trockne eingedampft.
Danach wurden jeweils 10 µL des internen Standards (500 ng/µL Triphenylmethan +
500 ng/µL Clofibrinsäure) zugegeben. Anschließend erfolgte die Derivatisierung der
Proben, indem die trockenen Extrakte mit 500 µL einer ätherischen Diazomethan-Lösung
aufgenommen wurden (Anhang A. 4). Danach wurde dass überschüssige Diazomethan
mit ca. 1 mg Kieselsäure deaktiviert und die Proben mittels GC-MS vermessen. Die
Gehalte der einzelnen Schadstoffgruppen in den drei Fraktionen wurden zu einem Wert
summiert und anschließend entsprechend des Wassergehaltes der Böden korrigiert. Für
jede Bodenprobe wurde eine Doppelbestimmung durchgeführt.
Der interne Standard Triphenylmethan wurde ausgewählt, da er sowohl Ähnlichkeit mit
den PAK als auch mit den PCB hat und bei der GC-MS-Messung keine Überlagerungen
zeigt. Der Erfolg der Derivatisierung wurde durch den internen Standard Clofibrinsäure
kontrolliert.
10.2.1 Wiederfindungen
Die Mittelwerte und Standardabweichungen für die Wiederfindungen der PCB und PAK
mit dieser Methode sind in Tab. 6 dargestellt. Von jeder Schadstoffgruppe wurde der
Einfachheit halber ein Isomer ausgewählt. Da von den OH-PCB nur sehr geringe Mengen
an Standardsubstanz vorhanden waren, wurde auf den Wiederfindungsversuch für diese
Schadstoffgruppen verzichtet. Alle hier eingesetzten Standards der PAK und PCB waren
SOXHLET-EXTRAKTION DES BODENS 47
bei der Dr. Ehrenstorfer GmbH (Augsburg) erhältlich. Es wurden 1000 µL einer Lösung
hergestellt, die je 20 µg der PAK- und je 15 µg der entsprechenden PCB-Standards in
Aceton enthielt. In die Extraktionshülse der Soxhletapparatur wurden 10 g Na2SO4
eingewogen, 300 µL des Standardgemischs zugegeben und wie im Kapitel 10.2
beschrieben mit Dichlormethan extrahiert und weiter aufgearbeitet. Insgesamt wurde
dieser Versuch zweimal durchgeführt. Als Blindwert wurde die gesamte Methode ohne
Wiederfindungsstandard abgearbeitet.
Wiederfindungen
Standardsubstanz
MW
[%]
Stabw.
[%]
2,4-DiCl-BP 112 10
2,4,4'-TriCl-BP 115 17
2,2',5,5'-TetraCl-BP 112 7
2,2',4,5,5'-PentaCl-BP 110 10
Phenanthren 105 6
Pyren 111 11
Tab. 6: Wiederfindungen für die Methode der Soxhlet-Extraktion der Böden.
10.3 Ergebnisse der Soxhletextraktionen der Bodenproben
Die Ergebnisse der Soxhletextraktionen der einzelnen Bodenproben können Tab. 7
entnommen werden.
Gesamtgehalte im Boden [ng/gBoden]
Probe vom 18.09. 2002 Probe vom 08.01. 2003 Probe vom 04.02. 2004
Schadstoffgruppen
(# Einzelsub-
stanzen)
Gesamt
MW
Einzelsub-
stanz
Gesamt
MW
Einzelsub-
stanz
Gesamt
MW
Einzelsub-
stanz
DiCl-BP (2) 85,4 42,7 139,83 69,9 108,3 54,2
TriCl-BP (8) 5326,7 665,8 5501,21 687,7 11607,4 1450,9
TetraCl-BP (12) 6021,9 501,8 6754,37 562,9 12218,8 1018,2
PentaCl-BP (11) 2871,0 261,0 3105,44 282,3 6462,6 587,5
DiCl-OHBP (2) 216,9 108,5 236,10 118,0 *)*)
TriCl-OHBP (9 / 8) 1400,0 155,6 1401,31 155,7 3312,2 414,0
TetraCl-OHBP (9) 1111,1 123,5 3787,29 420,8 961,7 106,9
PAK 1 (2) 975,6 487,8 812,5 406,3 2119,8 1059,9
PAK 2 (2) 2888,6 1444,3 2456,7 1228,3 5768,6 2884,3
*) Die DiCl-OHBP wurden nicht mit erfasst.
Tab. 7: Gesamtgehalte der einzelnen Schadstoffgruppen in den Bodenproben.
48 DIE ELUTION DER BODENPROBEN
11 Die Elution der Bodenproben
11.1 Die Elutionsapparatur
Die Grundlagen der Apparatur für die Elution der Bodenproben wurden von Reemtsma
und Mehrtens (1997) und Reemtsma et al. (1999) entwickelt und für diese Arbeit
übernommen und modifiziert.
Die beschriebene Online-Festphasenextraktion der Eluate wurde aus dem System
entfernt, ebenfalls die Zufuhr der Eluenten über eine Schlauchpumpe. Die Filtration der
Eluate wurde direkt in die Säulen verlegt und ein gleichmäßiger Eluentenfluss durch
Anlegen eines leichten Vakuums erreicht.
Die Glasgeräte für die neu entwickelte Apparatur wurden von der Glasgerätebau OCHS
GmbH (Bovenden / Lenglern) speziell angefertigt. Als Schlauchmaterial wurde Teflon
verwendet. Mit dieser Apparatur war es möglich, bis zu sechs Bodenproben gleichzeitig
zu eluieren. Das Schema für die Elution einer Bodenprobe ist in Abb. 12 dargestellt.
Während der gesamten Elutionsdauer, die in den meisten Fällen 92 Stunden betrug,
konnte die Freisetzung des gesamten organischen Materials aus dem Boden durch die
Messung der UV-Absorption bei 254 nm online für alle sechs Ansätze beobachtet werden
(Elutionsprofile). Die Messung der UV-Absorption erfolgte hierbei mit dem UV/Vis-
Spektrophotometer SPECORD S100 (Analytik Jena, Jena), das über einen offen 10-fach
Küvettenwechsler verfügte. Sowohl die Apparatur als auch das Spektrophotometer waren
in einer Klimakammer untergebracht, um eine konstante Umgebungstemperatur zu
gewährleisten.
Die Säulen waren aus Glasfritten gefertigt, die einen Filtereinsatz (Fritte) der Porenweite
10 – 16 µm aus Keramik enthielten. Die Höhe der Säulen im Vergleich zum Durchmesser
war absichtlich sehr kurz gehalten (h = 70 mm, Ø 93 mm), um Chromatographie-Effekte
während der Elution der Schadstoffe und des Gesamtkohlenstoffs aus dem Boden zu
vermeiden. Die Fritte der Säulen war jeweils mit zwei übereinander liegenden
Glasfaserfiltern (GF 52, Schleicher & Schuell, Dassel) bedeckt, um größere Partikel aus
den Eluaten zu entfernen.
Die Vakuumpumpe (Laboport N86 KN.18, KNF Neuberger GmbH, Freiburg) war an alle
sechs Positionen angeschlossen und sorgte für den steten Eluentenfluss durch den
Boden und die Apparatur. Der Fluss konnte mithilfe von Rotametern (Analyt-MTC,
Müllheim) kontrolliert werden, so dass pro Tag 800 – 900 mL (0,6 - 0,7 mL/min) Eluat
erzeugt wurden. Diese Menge entspricht einem Bettvolumen (1 BV = 250 mL) von etwa
0,2 BV/h mit einer Aufenthaltszeit des Eluenten bzw. Kontaktzeit des Eluenten mit dem
Boden von etwa 190 min (angenommenes Porenvolumen der Bodenschüttung in der
Säule von 45 %).
DIE ELUTION DER BODENPROBEN 49
Vakuumpump
e
Eluat
Rotameter
Durchflußküvette
UV
2
5
4 nm
Eluent
Glasfritte
Eluent
Boden
Glasfaserfilter
Abb. 12: Elutionsapparatur - Schema der Elution einer Bodenprobe.
11.2 Elutionsablauf
Vor dem Beginn einer Bodenelution wurden die Glasgeräte und Eluenten 24 Stunden in
der Klimakammer bei der entsprechenden Temperatur vortemperiert. Bevor der Boden in
die Säulen gefüllt wurde, wurden ungefähr 200 mL des Eluenten vorgelegt und die
Leitungen etwa eine Stunde gespült. Im Durchschnitt wurden pro Ansatz jeweils 300 g der
Bodenproben in die Säulen überführt, wobei der Boden möglichst eingerieselt und durch
Klopfen eine gleichmäßige Schüttung mit wenig Luftblasen erzeugt wurde. Die luftdichte
Abdeckung der Säulen erzeugte einen Unterdruck, der ein gleichmäßiges Nachfließen
des jeweiligen Eluenten bewirkte.
Die Eluate wurden in 1 L-DURAN-Schottflaschen gesammelt und, wenn nicht anders
vermerkt, wurden die Flaschen nach 24 Stunden Elutionsdauer ausgewechselt und die
Eluate für die weitere Aufarbeitung und Analytik entfernt.
(Methoden zur Bestimmung der Freisetzung des gesamten organischen Kohlenstoffs in
den Bodeneluaten und des pH-Wert siehe Anhang A. 1, A. 2 und A. 3)
11.3 Aufarbeitung der Eluate zur Bestimmung der Freisetzungsraten
einzelner Schadstoffgruppen
11.3.1 Festphasenextraktion – SPE
Die Methode wurde von A. Klöpfer (mündliche Absprache, 2001) im Fachgebiet
Wasserreinhaltung der TU Berlin entwickelt und für die Aufarbeitung der Bodeneluate
modifiziert.
Die Eluate wurden zunächst mit konzentrierter HCl auf pH-Wert 3,5 angesäuert, was die
mikrobielle Aktiviät in den Eluaten reduzieren sollte. Außerdem ist das Ansäuern auch hier
50 DIE ELUTION DER BODENPROBEN
vorteilhaft für die Extraktion von Substanzen mit sauren funktionellen Gruppen, da so die
Eigendissoziation der Substanzen zurückgedrängt und die Affinität zu unpolaren
Extraktionsmitteln erhöht wird. Jeweils 700 mL (falls nicht anders vermerkt) der
angesäuerten Eluate wurden dann mittels automatischer Festphasenextraktion mit der
AutoTraceTMSPE-Workstation der Firma ZYMARK (Hopkinton, USA) aufgearbeitet. Als
Adsorbermaterial wurden die Oasis® HLB Extraktionskartuschen (6 cc = 200 mg) der
Firma Waters (Eschborn) verwendet. Diese Kartuschen enthalten ein Reversed-Phase-
Sorbent aus einem Copolymer, deren funktionelle Gruppen an der Oberfläche polare und
unpolare Komponenten gleichermaßen isolieren können und die somit gut für Proben
geeignet sind, die einen großen Polaritätsbereich abdecken. Des Weiteren haben diese
Kartuschen den Vorteil, dass das Sorbent nicht störanfällig für Wasser ist und auch durch
Trocknung nicht in den Eigenschaften verändert wird.
Zur Elution der Kartuschen wurden drei verschieden Lösungsmittel unterschiedlicher
Polarität in der angegebenen Reihenfolge verwendet – Methanol, ein Gemisch aus
Methanol und Aceton im Verhältnis 6:4 und ein weiteres Gemisch aus Aceton und Toluol
im Verhältnis 9:1, so dass drei Fraktionen pro Probe durch die SPE erhalten wurden.
Bevor die Kartuschen mit den jeweiligen Eluaten beladen wurden, wurden sie zunächst
mit jeweils 5,5 mL der Elutionsmittel in umgekehrter Reihenfolge konditioniert und
anschließend mit jeweils 5 mL deionisiertem Wasser gespült. Die Beladung der
Kartuschen mit den Eluaten erfolgte bei einer Durchflussgeschwindigkeit von 4 mL/min.
Die Elution der extrahierten Komponenten wurde pro Lösungsmittel in 4 Schritten mit
insgesamt 6 mL durchgeführt, wobei im ersten Schritt 3,5 mL, im zweiten und dritten
jeweils 1,0 mL und im vierten Schritt 0,5 mL des jeweiligen Elutionsmittels verwendet
wurden. Im vierten Schritt wurde außerdem durch einen Stickstoffstrom das restliche
Lösungsmittel aus den Kartuschen gepresst. Die drei Fraktionen wurden einzeln
aufgefangen, jeweils mit 1 Tropfen 1-Octanol als Keeper versetzt und anschließend, wie
im Folgenden beschrieben, aufgearbeitet.
11.3.2 Aufarbeitung der Extrakte nach der SPE
Zunächst wurden die drei SPE-Fraktionen mit der TurboVap® II Concentration
Workstation der Firma ZYMARK (Hopkinton, USA) mittels eines Stickstoffstroms auf etwa
500 µL eingedampft, in GC-Vials überführt und weiter bis zur Trockne unter einem
Stickstoffstrom verdampft. Die Methanol-Fraktionen wurden zum Eindampfen auf 45 °C
erwärmt, die Methanol/Aceton-Fraktionen auf 30 °C, und die Aceton/Toluol-Fraktionen
wurden bei Raumtemperatur verdampft.
Danach wurden zu allen Proben jeweils 10 µL des internen Standards (Kapitel 10.2)
gegeben und anschließend wurde mit je 500 µL einer ätherischen Diazomethan-Lösung
DIE ELUTION DER BODENPROBEN 51
eine Stunde bei Raumtemperatur derivatisiert (Anhang A. 4). Die Derivatisierung hatte
zum einen zur Folge, dass polarere Verbindungen, wie z.B. die monohydroxylierten PCB
in unpolarere Verbindungen umgewandelt wurden und somit oxidierte Metabolite auch mit
der relativ unpolaren GC-Säule erfasst werden konnten, und zum anderen noch
enthaltenes Wasser aus den Proben entfernt wurde. Nach der Derivatisierung noch
aktives Diazomethan wurde durch Zugabe von ca. 1 mg Kieselsäure zu den Proben
deaktiviert. Anschließend wurden die Proben mittels GC-MS vermessen oder bis zur
Messung tiefgekühlt gelagert.
Bei der Auswertung wurden die Gehalte der einzelnen Schadstoffgruppen in den drei
Fraktionen zu einem Wert summiert.
11.3.3 Wiederfindungen
Die Mittelwerte und Standardabweichungen für die Wiederfindungen der PCB und PAK
nach der Aufarbeitung der Eluate können Tab. 8 entnommen werden. Wie auch schon
beim Wiederfindungsversuch für die Soxhletextraktion beschrieben, wurde jeweils ein
Isomer der Schadstoffgruppen für diesen Versuch ausgewählt und auf die Verwendung
der OH-PCB verzichtet. Das Gemisch des Wiederfindungsstandards enthielt die gleichen
Konzentrationen und Substanzen wie im Kapitel 10.2.1 beschrieben. Da insgesamt sechs
Ansätze (vier Ansätze mit Standard) bearbeitet wurden, wurde die doppelte Menge des
Standards angesetzt.
Wiederfindungen
Wasser Bodeneluat
Standardsubstanz
MW
[%]
Stabw.
[%]
MW
[%]
Stabw.
[%]
2,4-DiCl-BP 112 3 92 24
2,4,4'-TriCl-BP 110 5 80 29
2,2',5,5'-TetraCl-BP 96 1 84 21
2,2',4,5,5'-PentaCl-BP 80 5 69 15
Pyren 159 17 101 40
Phenanthren 167 5 134 36
Tab. 8: Wiederfindungen für die Aufarbeitung der Eluate mit der SPE-Methode.
Drei Ansätze enthielten je 700 mL deionisiertes Wasser, wovon zwei mit jeweils 300 µL
des Standards versetzt wurden und der dritte Ansatz als Blindwertkontrolle diente. Die
anderen drei Ansätze enthielten je 700 mL eines Bodeneluats, das mit deionisiertem
Wasser erzeugt wurden war (Kapitel 11.2). Ebenfalls wurden zwei der Bodeneluat-
Ansätze mit 300 µL des Standards versetzt und der dritte Ansatz als Blindwert mitgeführt.
52 STATISTIK
Alle Ansätze wurden vor der Festphasen-extraktion mit konzentrierter HCl auf pH = 3,5
angesäuert.
12 Statistik
Die statistische Auswertung der Daten erfolgte mit der Software STATISTICA für
Windows Version 5.1 – Studenten-Version 1997 (StatSoft, Inc., Tulsa, USA).
Die Komplexität der Versuche mit bis zu 3 variierbaren Faktoren ermöglicht die
Auswertung der Datensätze in univariaten (1-faktorielle) bis hin zu multivariaten (2- und 3-
faktorielle) ANOVA. Diese Tests setzen voraus, dass die Daten zufällig und unbeeinflusst
gesammelt wurden, die Werte normalverteilt sind und außerdem Varianzengleichheit
vorliegt (Sokal und Rohlf, 1997). Die Normalverteilung der Daten wurde im Shapiro-Wilk-
Test ermittelt und die Varianzenhomogenität im Bartlett-Chi2-Test für univariate
Datensätze oder im Box-M-Test für multivariate Datensätze. Konnten die
Testbedingungen nicht erfüllt werden, wurde der entsprechende Datensatz durch
Transformation (meistens log10) umgewandelt, womit in den meisten Fällen beide
testbaren Bedingungen erfüllt waren. Allerdings ist auch die ANOVA wie der doppelte t-
Test relativ robust gegenüber Abweichungen von den Modellvoraussetzungen.
Für nicht zu kleine und nicht zu unterschiedliche Stichprobenumfänge in den Gruppen
kann von einer F-Verteilung der Teststatistik ausgegangen werden.
In Tab. 9 sind die in der vorliegenden Arbeit verwendeten ANOVA mit den
entsprechenden Modellen und Hypothesen dargestellt.
Art der ANOVA
Modell
(Typ III QS)
Nullhypothese Alternative
Hypothese
1-faktorielle ANOVA Yij = µ + αi + εij H0: αi = 0 HA: αi ≠ 0
2-faktorielle ANOVA
mit festen Effekten
Yijk = µ + αi + βj + (αβ)ij
+ εijk
H0: αi = 0; βj = 0;
(αβ)ij = 0
HA: αi ≠ 0; βj ≠ 0;
(αβ)ij ≠ 0
2-faktorielle ANOVA
mit gemischten Effekten
Yijk = µ + Ai + βj + (Aβ)ij
+ εijk
H0: Ai = 0; βj = 0;
(Aβ)ij = 0
HA: Ai ≠ 0; βj ≠ 0;
(Aβ)ij ≠ 0
3-faktorielle ANOVA
mit gemischten Effekten
Yijkl = µ + αi + βj + Ck +
(αβ)ij + (αC)ik + (βC)jk +
(αβC)ijk + εijkl
H0: αi = 0; βj = 0;
Ck = 0;
alle Interaktionen
= 0
HA: αi ≠ 0; βj ≠ 0;
Ck ≠ 0;
alle Interaktionen
≠ 0
Tab. 9: Modelle und Hypothesen der in der statistischen Auswertung der Daten
verwendeten ANOVEN.
Feste Effekte (α; β) sind Faktoren, die nicht zufällig variiert werden können bzw. keine
Zufallsauswahl aus einer größeren Population darstellen, wie z.B. die Schadstoffgruppen,
verwendete Salzlösungen oder Inkubationsarten. Bei den zufälligen Effekten werden die
STATISTIK 53
Stufen des Einflussfaktors nicht systematisch und bewusst festgelegt oder vorgegeben,
sondern zufällig ausgewählt, wie z.B. für den Faktor Temperatur (A; C). Die
Kombinationen der Faktoren ergeben die jeweiligen Interaktionen (z.B. αβ), und ε
bezeichnet den Fehler.
Die Unterscheidung in feste und zufällige Effekt beeinflusst die Auswertung der Statistik,
da sich für die Modelle zum Teil unterschiedliche Prüfvarianzen ergeben.
Die Quadratsummen der ANOVA wurden jeweils nach dem Standard-Model-Typ III QS
berechnet, das bei ausgeglichenen und unausgeglichenen ANOVA-Modellen ohne leere
Zellen verwendet wird.
Die Nullhypothesen der ANOVA besagen, dass für die untersuchten Faktoren keine
signifikanten Unterschiede festgestellt werden können, während die alternativen
Hypothesen davon ausgehen, dass die Ansätze verschieden sind. Die Nullhypothesen
werden abgelehnt, wenn innerhalb des 95 %igen Vertrauensintervalls p < 0,05 ist (Rohlf
und Sokal, 1995). Die daran anschließenden Post hoc-Tests wurden mittels des HSD-
Test von Tuckey durchgeführt.
Weiterhin wurden Unterschiede in einigen Versuchen durch Vergleich der Mittelwerte im
Student’schen t-Test ermittelt.
54 NACHWEIS DER KINETISCH KONTROLLIERTEN VERSUCHSBEDINGUNGEN
BESCHREIBUNG DER VERSUCHE
13 Nachweis der kinetisch kontrollierten Versuchsbedingungen
Die Vorraussetzung für die folgenden Bodenelutionsversuche war, dass unter kinetisch
kontrollierten Bedingungen gearbeitet wurde, da die Durchführung von
Säulenexperimenten unter Gleichgewichtsbedingungen trotz unterschiedlicher
Einflussfaktoren zu gleichen Ergebnissen und somit Equifinalität führen kann (Wehrer und
Totsche, 2003).
Es wurde mehrfach gezeigt, dass ungesättige, also Raten-limitierte Elutionsbedingungen
durch Flussunterbrechungen beobachtet werden können (Brusseau et al., 1997; Weigand
et al., 1999, 2001 und 2002; Münch et al., 2002; Wehrer und Totsche, 2003; Wehrer et al.,
2003), da nach der Unterbrechung ein Anstieg der Konzentrationen von Stoffen im Eluat
gemessen wird. Sollte diese Konzentrationserhöhung nicht beobachtet werden, müssen
die Versuchsbedingungen z.B. durch Variation der Fliessgeschwindigkeit verändert
werden. Die optimalen Bedingungen für ein Säulenexperiment lassen sich auch durch
numerische Simulation ermitteln, wobei Ungleichgewichtsbedingungen nur in einem
engen Bereich des Verhältnisses von Freisetzungsrate zu Transportgeschwindigkeit
beobachtbar sind (Wehrer und Totsche, 2003).
Für diesen Versuch wurden 300 g Rieselfeldboden (Probe vom 18.09. 2002) in die Säule
der Elutionsapparatur eingebracht und zunächst 93,5 Stunden (ca. 4 Tage) mit
deionisiertem Wasser eluiert. Nach dieser Zeit wurde der Fluss durch die Säule gestoppt
und nach 72 Stunden wieder gestartet. Die gesamte Elutionsdauer betrug 190 Stunden.
Während der Elution wurde die UV-Absorption bei 254 nm als Maß für die Freisetzung
des gesamten organischen Materials beobachtet. An den ersten beiden Tagen der Elution
wurde jeweils nach 24 Stunden das Eluat entnommen, und an den darauf folgenden
Tagen vor und nach der Flussunterbrechung wurde das Eluat jeweils nach 12 Stunden
entfernt, so dass insgesamt 9 Eluate erhalten wurden. Die Temperatur in der
Klimakammer während der Elution betrug 15 °C.
In allen Eluaten wurde durch Auswiegen das Elutionsvolumen sowie der pH-Wert und
SAK254 nm bestimmt. Anschließend wurden die letzten drei 12 h-Eluate vor der
Flussunterbrechung und die drei 12 h-Eluate danach mit konzentrierter HCl auf pH = 3,5
angesäuert. Um die Freisetzung einzelner Schadstoffgruppen zu ermitteln, wurden davon
jeweils 400 mL mittels Festphasenextraktion aufgearbeitet. Die Extrakte wurden bis zur
Trockne eingedampft und mit 10 µL des internen Standards (Kapitel 10.2) versetzt.
Danach wurde mit 500 µL einer ätherischen Diazomethanlösung derivatisiert (Anhang A.
4), das überschüssige Diazomethan mit ca. 1 mg Kieselsäure deaktiviert und die Proben
mittels GC-MS vermessen.
DER EINFLUSS VON SALZLÖSUNGEN UND TEMPERATUR 55
Es wurden insgesamt zwei gleiche Ansätze in diesem Versuch bearbeitet, um außerdem
die Reproduzierbarkeit der Methode zu überprüfen.
14 Der Einfluss von Salzlösungen und Temperatur
In diesem Versuch sollte die Elution des Rieselfeldbodens (Bodenproben vom 18.09.
2002 und 08.01. 2003) mit verschiedenen Salzlösungen Aussagen darüber zulassen,
inwieweit Salze die organische Bodenstruktur beeinflussen können und so zu einer
vermehrten oder verringerten Freisetzung des gesamten organischen Materials im
Vergleich zu der einzelner Schadstoffgruppen führen. Des Weiteren wird ein Einfluss der
Temperatur während der Freisetzung vermutet.
Es wurden drei Salze ausgewählt, die als 50 mM wässrige Lösungen während der
Bodenelutionen eingesetzt wurden – Natriumnitrat (NaNO3), Calciumnitrat (Ca(NO3)2) und
ein Natriumphosphatpuffer mit pH-Wert ~6,5 (NaH2PO4/Na2HPO4). Die entsprechenden
Einwaagen, pH-Werte und Leitfähigkeiten sind in Tab. 10 dargestellt. Die Elution der
Böden mit diesen drei Salzlösungen erfolgte immer im Vergleich zur Elution mit
deionisiertem Wasser, so dass pro Versuch jeweils vier Ansätze vorhanden waren.
Einwaage
[g/L]
pH-Wert Leitfähigkeit
[mS/cm]
deionisiertes Wasser n.b. 0,0005
NaNO34,25 5,7–5,8 4,8–5,5
Ca(NO3)2 (*4H2O) 11,81 5,7–5,8 8,5–9,7
NaH2PO4 / Na2HPO44,23 / 6,44 6,5–6,6*)4,5–5,0
*) Einstellung des Puffer-pH-Wertes mit konz. HCl.
Tab. 10: Zusammensetzung der Eluenten für die Salz- und Temperatur-Versuche.
Jede Elution wurde außerdem bei drei verschiedenen Temperaturen (5, 15 und 20 °C)
untersucht und jeweils zweimal wiederholt, so dass insgesamt 6 Versuche durchgeführt
wurden. Da die Elutionsapparatur in einer Klimakammer aufgebaut war, konnten die
gewünschten Umgebungstemperaturen konstant eingestellt werden. Vor Versuchsbeginn
wurden sowohl die verwendeten Eluenten als auch alle Glasgeräte der Apparatur für 24
Stunden in der Klimakammer vortemperiert.
In die Säulen der Elutionsapparatur wurden je Ansatz 300 g Rieselfeldboden eingebracht.
Der Gehalt an Wasser und Schadstoffen dieses Bodens wurde bereits im Kapitel 8 und
Kapitel 10.3 beschrieben.
Die Elution eines Ansatzes dauerte 96 Stunden. Während der gesamten Elutionsdauer
wurde die Freisetzung des gesamten organischen Materials durch die Messung der
Absorption bei 254 nm beobachtet. Nach jeweils 24 Stunden wurden die Eluate entfernt,
56 DER EINFLUSS VON ENZYMEN
durch Auswiegen die Volumina ermittelt und pH-Wert und SAK254 nm bestimmt. Danach
wurden die Eluate mit konzentrierter HCl auf pH-Wert 3,5 angesäuert und von jeweils
50 mL wurde der DOC gemessen. Die Freisetzung der einzelnen Schadstoffgruppen
wurde ebenfalls in dem angesäuerten Eluat bestimmt. Dazu wurden jeweils 700 mL der
Eluate vom Tag 3 und 4 mittels Festphasenextraktion aufgearbeitet. Die gleichen
Fraktionen der beiden Tage wurden vereinigt, bis zur Trockne eingedampft und mit 10 µL
des internen Standards (Kapitel 10.2) versetzt. Danach wurde mit 500 µL einer
ätherischen Diazomethanlösung derivatisiert, das überschüssige Diazomethan mit ca.
1 mg Kieselsäure deaktiviert und die Proben mittels GC-MS vermessen.
15 Der Einfluss von Enzymen
Der Rieselfeldboden (Bodenprobe vom 04.02. 2004) sollte mit einem Enzym-Cocktail
vorbehandelt und anschließend eluiert werden. Die ausgewählten Enzyme sollten die
chemischen Eigenschaften und die Struktur des organischen Bodenmaterials derart
beeinflussen, dass an diesen Strukturen angelagerte Schadstoffe im Elutionsschritt
freigesetzt würden. Dies sollte Rückschlüsse zum Einfluss von Enzymen zur
Schadstofffreisetzung zulassen und außerdem mögliche präferentielle
Anlagerungsstrukturen dieser Kontaminanten im Boden aufzeigen. Da keine Erfahrungen
über den Einfluss von zum Boden zugesetzten Enzymen vorliegen, sollte also zunächst
ein Gemisch mehrerer ähnlicher Enzyme in relativ großen Mengen verwendet werden.
Die meisten käuflichen Enzyme sind bereits in geringen Mengen sehr teuer, weshalb der
finanzielle Aspekt bei der Auswahl ebenfalls eine Rolle spielte.
Für den Enzym-Cocktail wurden 3 Enzyme ausgewählt, die in der Lage sind,
Polysaccharid-Strukturen im Boden zu lysieren – Invertase, Xylanase und Carboxymethyl-
Cellulase (CM-Cellulase).
Auf den Einsatz von Pufferlösungen musste in diesen Versuchen verzichtet werden, da
nur so verhindert werden konnte, dass die Elution der Schadstoffe bereits durch erhöhten
Salzgehalt beeinflusst wurde. Das bedingte eventuell einen geringen Aktivitätsverlust der
Enzyme, da nicht unter optimalen pH-Wert-Bedingungen gearbeitet werden konnte.
15.1 Methodenentwicklung und Vorversuche
15.1.1 Aktivitätstest – Glukosebestimmung als Maß für die Enzymaktivität
Bei der Spaltung von Kohlenhydraten, wie z.B. Cellulose, Sucrose und Xylan durch
lysierende Enzyme entsteht neben stoffspezifischen Produkten wie Cellobiose, Fruktose
und Xylose auch immer Glukose. Dies bietet die Möglichkeit für die drei im Versuch
eingesetzten Enzyme den gleichen Aktivitätstest zu verwenden, der auf der Bestimmung
DER EINFLUSS VON ENZYMEN 57
der Konzentration der gebildeten Glukose beruht. Dabei wird davon ausgegangen, dass
die Einwirkung von 1 µmol des Enzyms auf 1 µmol des entsprechenden Substrats in einer
bestimmten Zeit zur Bildung von 1 µmol Glukose führt, was 1 Unit Enzymaktivität
entspricht.
Insgesamt sind in der Literatur fünf verschiedene kolorimetrische Methoden zur
Bestimmung reduzierender Zucker in Bodenlösungen aufgeführt (Wood und Bhat, 1988;
Schinner und von Mersi, 1990; Deng und Tabatabai, 1994 a und b) – die Somogyi-
Nelson-Methode (Molybdän-Blau), die Berliner Blau-Methode (Kaliumhexacyanoferrat)
und Reaktionen mit Dinitrosalicylsäure (DNS), dem Phenol-Schwefelsäure-Reagenz oder
dem Anthron-Reagenz (0,2 %ige Lösung aus 9,10-Dihydro-9-oxoanthracen in
Schwefelsäure).
Der Vergleich dieser fünf Methoden (Deng und Tabatabai, 1994 a) führte zu dem
Ergebnis, dass die empfindlichste die Berliner Blau-Methode ist, mit der Konzentrationen
bis zu 1 µg/mL Glukose bestimmt werden können. Der lineare Messbereich ist allerdings
sehr gering, so dass maximal 20 µg/mL Glukose gemessen werden können. Für einen
größeren Messbereich bietet sich daher die Somogyi-Nelson-Methode an, mit der
Glukosemengen zwischen 5 – 100 µg/mL bestimmt werden können. Die anderen drei
Methoden sind weniger empfindlich. Außerdem werden bei Verwendung des Phenol- und
Anthron-Reagenzes auch nicht-reduzierende Zucker mitbestimmt, so dass deren
Verwendung nur empfohlen wird, wenn ausgeschlossen werden kann, dass nicht-
reduzierende Zucker in der Lösung sind.
Schinner und von Mersi (1990) haben Enzymaktivitäten für Invertase, Xylanase und CM-
Cellulase für sieben verschiedene Böden angegeben. Ausgehend von diesen Werten
wurde die folgende Methode entwickelt, bei der die Somogyi-Nelson-Reaktion zur
Glukose-Bestimmung eingesetzt wurde.
Zur Bestimmung der Glukosegehalte wurden 500 µL einer verdünnten oder unverdünnten
Probe in ein 10 mL-Vial pipettiert. Vier Teile der Somogyi I-Lösung und 1 Teil der Somogyi
II-Lösung (Anhang A. 5 und A. 6) wurden frisch vermischt und 500 µL davon zur Probe
gegeben. Dann wurde das Vial für genau 15 min ins kochende Wasserbad gestellt und
anschließend in einem kalten Wasserbad wieder abgekühlt. Nach Zugabe von 500 µL
Nelson-Reagenz (Anhang A. 7) wurde alles vorsichtig auf dem Vortex-Mixer vermischt
und zum Abschluss mit 5 mL Wasser verdünnt. Eine Grün- bis Blaufärbung zeigt an, dass
Glukose in der Lösung enthalten ist. Zur genaueren Konzentrationsbestimmung wurde die
Absorption der Lösung bei 520 nm und 710 nm gemessen. Die Messung bei 520 nm war
allerdings deutlich störempfindlicher bei getrübten Lösungen und wurde daher nur als
Kontrollmessung mitgeführt.
58 DER EINFLUSS VON ENZYMEN
Die Kalibration der Methode erfolgte im Bereich zwischen 0 – 100 µgGlukose/mL bei 710 nm.
Die entsprechenden Werte sind in Tab. 11 und die Kalibriergerade mit der dazugehörigen
Kalibriergleichung in Abb. 13 dargestellt. Die lineare Korrelation der Ergebnisse ergab
einen R2-Wert von 0,997. Die Nachweis-, Erfassungs- und Bestimmungsgrenzen
berechnet nach DIN 32645 mit der DINTEST-Software Version 2005 DE für das 95 %-ige
Vertrauensintervall lagen bei 0,039, 0,079 bzw. 0,134 µmol/mL.
cGlukose
[µg/mL]
cGlukose
[µmol/mL]
Abs710nm
[AU]
0 0,000 0,0222
20 0,111 0,3565
40 0,222 0,6403
60 0,333 0,9467
80 0,444 1,2817
90 0,499 1,4947
100 0,555 1,6895
Tab. 11: Werte der Kalibration für die Glukosebestimmung in den Enzymversuchen.
y = 2,9538 x + 0,0056
0,0
0,5
1,0
1,5
2,0
0,0 0,1 0,2 0,3 0,4 0,5 0,
6
Glukose-Konzentration
[µ
mol/mL
]
A
bsorption 710 nm [AU]
Abb. 13: Kalibriergerade und –gleichung für die Glukosebestimmung in den Enzym-
versuchen.
15.1.2 Aktivitätstest – Ermittlung der optimalen Inkubationszeit
Die in diesen Versuchen verwendeten Substratkonzentrationen für die Aktivitätstests
wurden aus Schinner und von Mersi (1990) und Deng und Tabatabai (1994 b)
entnommen und modifiziert, und die entsprechenden Enzymkonzentrationen anhand der
Aktivitäten berechnet, die vom Hersteller für die verwendeten Enzyme angegeben waren
(siehe Chemikalienliste). Dabei musste darauf geachtet werden, dass die
Substratkonzentrationen einen deutlichen Überschuss im Vergleich zu den
Enzymkonzentrationen und deren Aktivitäten darstellen, damit die Reaktionen innerhalb
eines beobachtbaren Zeitraums ablaufen.
DER EINFLUSS VON ENZYMEN 59
Invertase
Es wurden 1,2 g Sucrose mit deionisiertem Wasser auf 100 mL aufgefüllt
(Substratlösung). Diese Lösung ist im Kühlschrank bis zu einer Woche haltbar (Schinner
und von Mersi, 1990).
Die Enzymlösungen müssen jeweils frisch hergestellt werden. Für diesen Vorversuch
wurden 0,0750 g der Invertase in 100 mL deionisiertem Wasser gelöst, im Verhältnis
1:100 verdünnt und bis zur Verwendung auf Eis gekühlt. Entsprechend der Angaben des
Herstellers hatte die eingesetzte Invertase eine Aktivität von 175 Units/mg
(1 Unit = 1 µmolGlukose/min), so dass die eingesetzte Substratlösung einen deutlichen
Überschuss darstellte.
In acht 50 mL-Zentrifugenröhrchen wurden jeweils 10 mL der Substratlösung gegeben
und diese 5 min bei 55 °C (Temperaturoptimum Herstellerangabe) im Wasserbad
vorinkubiert. Dann wurden je 10 mL der Invertase-Lösung zugegeben und es wurde
weiter bei 50 °C im Wasserbad inkubiert. Nach 0, 1, 5, 10, 30, 70, 90 und 120 min wurde
jeweils eines der Röhrchen aus dem Wasserbad entnommen und die Enzymreaktion
durch 5-minütiges Kochen im Wasserbad gestoppt.
Nach der Deaktivierung wurden die Proben 1:100 verdünnt und davon 500 µL zur
Glukose-bestimmung verwendet.
Das Ergebnis dieses Versuchs ist in Abb. 14 dargestellt. Es ist deutlich zu erkennen, dass
bereits nach etwa 30 Minuten ein Gleichgewicht und das annähernde Maximum der
entstehenden Glukosekonzentration erreicht wird (1 Unit = 1 µmolGlukose/mLProbe). An
diesem Punkt ist also eine Sättigung der eingesetzten Enzymmenge gegeben.
Um in Enzymaktivitätstests Veränderungen messen zu können, sollte allerdings nicht an
der Grenze zur Enzymsättigung gearbeitet werden, sondern eher bei der Hälfte dieses
Wertes, was dem Optimum der Inkubationszeit für einen solchen Test entspricht, oder
darunter. Das bedeutet also, dass die Inkubationszeit im Invertase-Aktivitätstest 15
Minuten beträgt.
0
10
20
30
40
0 20 40 60 80 100 120 140
Inkubationszeit
[
min
]
Invertase-Aktivität [Units]
Abb. 14: Optimale Inkubationszeit des Invertase-Aktivitätstest.
60 DER EINFLUSS VON ENZYMEN
Xylanase
Von dem Substrat Xylan wurden 5,0 g zu 100 mL deionisiertem Wasser gegeben, woraus
durch 2-stündiges Rühren bei 45 °C eine Suspension entsteht, die ebenfalls bis zu einer
Woche im Kühlschrank haltbar ist (Schinner und von Mersi, 1990).
Die Enzymlösung wurde für jeden Versuch frisch angesetzt und bis zur Verwendung auf
Eis gekühlt. Es wurden 0,4 g des Enzyms Xylanase in 100 mL deionisiertem Wasser
gelöst und im Verhältnis 1:100 mit Wasser verdünnt.
Wie bereits für die Invertase beschrieben, wurden jeweils 10 mL der Substratlösung und
10 mL der verdünnten Enzymlösung in einem Zentrifugengläschen vermischt und für die
entsprechende Inkubationszeit (0, 5, 10, 30, 60, 90, 120 und 180 min) bei 50 °C im
Wasserbad inkubiert. Nach der Deaktivierung wurden 250 µL der Proben mit 250 µL
Wasser verdünnt und zur Glukosebestimmung eingesetzt (1 Unit = 1 µmolGlukose/mLProbe).
In Abb. 15 ist zu erkennen, dass die Sättigung des Enzyms erst nach etwa 120 min eintritt
und somit die optimale Inkubationszeit für diesen Enzymaktivitätstest bei 60 Minuten liegt.
Da 60 Minuten Inkubationsdauer für eine Schnellbestimmung der Enzymaktivität einer
Lösung aber deutlich zu lang sind, wurde auch bei der Xylanase-Aktivitätsbestimmung
eine Inkubationszeit von 15 min für die folgenden Versuchen angesetzt. Laut Hersteller
erfolgt der Umsatz von 1 µmol Xylan zu 1 µmol Glukose innerhalb einer Minute, so dass
die Bestimmung bei einer 15-minütigen Inkubationszeit für eine differenzierte Aussage
ausreichend sein sollte. Diese geringere Inkubationszeit stellt nur bei sehr geringen
Enzymmengen in der Probe ein Problem dar, so dass die Verdünnung der Probe
eventuell entsprechend angepasst werden muss.
X
yla
n
ase-
A
kti
v
ität[
U
n
its
]
0,0
0,5
1,0
1,5
2,0
0 50 100 150 200
Inkubationszeit
[
min
]
Abb. 15: Optimale Inkubationszeit des Xylanase-Aktivitätstest.
Cellulase
Die 100 mL-Substratlösung der Cellulase enthielt 3,0 g Carboxymethylcellulose-
Natriumsalz in deionisiertem Wasser. Auch diese Lösung musste vor der Verwendung 2
Stunden bei 45 °C gerührt werden und konnte bis zu einer Woche im Kühlschrank
aufbewahrt werden (Schinner und von Mersi, 1990).
DER EINFLUSS VON ENZYMEN 61
Von dem Enzym Cellulase wurden immer frisch für jeden Versuch 0,1500 g in 100 mL
deionisiertem Wasser gelöst, im Verhältnis 1:100 verdünnt und bis zur Verwendung
eisgekühlt.
Da laut Hersteller die Aktivität der Cellulase 1 Unit = 1 µmolGlukose/h entspricht und somit
der Umsatz der Cellulose langsamer als der der anderen beiden Enzyme verläuft, wurden
für die Cellulase insgesamt sechs Inkubationszeiten bis zu 240 Minuten (0, 5, 30, 120,
180 und 240 min) bei einer Inkubationstemperatur von 50 °C untersucht. Der weitere
Ablauf dieses Versuchs wurde bereits beschrieben (siehe Abschnitt Invertase).
Nach der Deaktivierung wurden die Proben 1:2 verdünnt und 500 µL davon zur
Glukosebestimmung eingesetzt (1 Unit = 1 µmolGlukose/mLProbe).
Die Ergebnisse sind in Abb. 16 dargestellt. Erst ab etwa 240 Minuten zeigt sich hierbei
eine Sättigung der eingesetzten Enzymmenge, so dass die optimale Inkubationszeit für
einen Cellulase-Aktivitätstest in diesem Fall 120 Minuten betragen würde. Wie auch schon
bei der optimalen Inkubationszeit der Xylanase erwähnt, ist dieser Zeitraum allerdings viel
zu lang für einen Test, der in möglichst kurzer Zeit ein Ergebnis liefern soll. Deshalb
wurde die Inkubationszeit des Cellulase-Aktivitätstest auf 30 Minuten festgelegt, da,
anders als bei den Enzymen Invertase und Xylanase, der Umsatz zu Glukose deutlich
langsamer verläuft. Wie auch schon für den Test für die Enzymaktivität der Xylanase
erwähnt, müssen die Verdünnung von Proben mit sehr geringen Enzymmengen eventuell
angepasst werden.
0,0
0,2
0,4
0,6
0,8
1,0
0 50 100 150 200 250
Inkubationszeit
[
min
]
C
ellulase-Aktivität [Units]
Abb. 16: Optimale Inkubationszeit des Cellulase-Aktivitätstest.
15.1.3 Aktivitätstest – Ermittlung der optimalen Inkubationstemperatur
Da in den folgenden Versuchen alle 3 Enzyme gleichzeitig eingesetzt werden sollten,
musste eine Inkubationstemperatur bestimmt werden, die für alle Enzyme optimal ist.
Entsprechend der Angaben des Herstellers liegt die optimale Temperatur der Enzyme
62 DER EINFLUSS VON ENZYMEN
Xylanase und Cellulase bei 50 °C und die der Invertase bei 55 °C. Obwohl dies keine
deutlichen Temperaturunterschiede für die drei Enzyme sind, gibt es in der Literatur
widersprüchliche Angaben über die in Versuchen eingesetzten Inkubationstemperaturen
der einzelnen Enzyme (z.B. 30 °C; Deng und Tabatabai, 1994 a und 1994 b).
Für jedes Enzym wurde ein Versuch mit jeweils sechs Ansätzen durchgeführt. Die
eingesetzten Substrat- und Enzym-Konzentrationen wurden bereits im Kapitel 15.1.2
beschrieben. Es wurden die Enzymaktivitäten bei 20 (bzw. Raumtemperatur), 30, 40, 50,
60 und 75 °C bestimmt. Vor der Zugabe des Enzyms wurde das Substrat bei der
entsprechenden Temperatur vorinkubiert. Die Dauer der Inkubation richtete sich nach der
im Kapitel 15.1.2 ermittelten Inkubationszeit für die einzelnen Enzyme. Als Kontrolle
wurde zu 6 weiteren Ansätzen anstatt der Enzyme deionisiertes Wasser zugesetzt. Nach
der Inkubation wurden die Proben 5 Minuten in kochendem Wasser deaktiviert, wie im
Kapitel 15.1.2 beschrieben verdünnt und jeweils 500 µL davon für die
Glukosebestimmung verwendet.
In Abb. 17 sind die entsprechenden Kurvenverläufe dargestellt (1 Unit =
1 µmolGlukose/mLProbe). Es ist ein deutlicher Aktiviätsverlust zu erkennen, wenn die
Temperatur zu niedrig (Raumtemperatur 24 °C) oder zu hoch ist (75 °C, Denaturierung
setzt ein). Bei den verwendeten Temperaturintervallen liegt das Optimum der Enzym-
Aktivitäten eindeutig bei 50 °C, so dass für alle Versuche mit dem Enzym-Gemisch diese
Temperatur für die Inkubationen verwendet wird.
0,0
0,2
0,4
0,6
20 30 40 50 60 70 80
Inkubationstem
p
eratur
[
°C
]
0
5
10
15
20
Cellulase
Xylanase
Invertase
X
ylanase- und Cellulase-Aktivität
[Units]
Invertase-Aktivität [Units
]
Abb. 17: Optimale Inkubationstemperatur im Aktivitätstest.
15.1.4 Aktivitätstest – Zusammenfassung
Für die hier verwendeten Substrat- und Enzymkonzentrationen konnten Optima für die
Inkubationszeit und Temperatur ermittelt werden. Das deutet daraufhin, dass die
Konzentration der Substrate für die eingesetzten Enzymmengen ausreichend war, um die
Sättigung der Enzymreaktion zu bewirken und davon ausgehend optimale
DER EINFLUSS VON ENZYMEN 63
Versuchsbedingungen zu bestimmen. Daher kann darauf verzichtet werden, einen
weiteren Test zur Bestimmung der optimalen Substratkonzentration durchzuführen. Eine
Zusammenfassung der Ergebnisse ist Tab. 12 zu entnehmen. Ausgehend von diesen
Ergebnissen müssen die Verdünnungen der Proben entsprechend des vermuteten
Enzymaktivitätsgehalts angepasst werden.
Invertase Xylanase Cellulase
Substratlösung
[g/100 mL Wasser]
Sucrose
1,2
Xylan
5,0
CM-Cellulose
3,0
Enzymaktivität
[Units/100 mL Wasser] 131 10 1,5
Inkubationszeit
[min] 15 15 30
Inkubationstemperatur
[°C] 50 50 50
Verdünnung für
Glukosebestimmung 1:100 1:2 1:2
Tab. 12: Zusammenfassung der Parameter für die Enzym-Aktivitätstests.
15.1.5 Eigenaktivität des Bodens
Die Anleitung für diese Bestimmungen wurde aus Schinner und von Mersi (1990)
entnommen und entsprechend der ermittelten optimalen Parameter (Tab. 12) modifiziert.
Xylanase
In drei 100 mL-Erlenmeyerkolben wurden jeweils 5 g feldfrischer Boden genau
eingewogen. Zu zwei Ansätzen wurden jeweils 15 mL Wasser und als Substrat 15 mL der
Xylan-Lösung (5.0 g Xylan in 100 mL Wasser, 2 h bei 45 °C gerührt) gegeben. Zum
dritten Ansatz wurden nur 15 mL Wasser zugegeben (1. Kontrolle). Ein weiterer Ansatz
enthielt 15 mL Wasser und 15 mL der Xylan-Lösung ohne Bodeneinwaage (2. Kontrolle).
Die Ansätze wurden bei 50 °C im Wasserbad für 24 Stunden inkubiert. Nach der
Inkubation wurden zum Ansatz der 1. Kontrolle 15 mL der Xylan-Lösung gegeben und
dann sofort alle Ansätze für 5 min im kochenden Wasserbad deaktiviert. Anschliessend
wurden die Überstände filtriert (Schwarzband-Papierfilter; Schleicher & Schuell, Dassel,
Deutschland) und jeweils 500 µL der Filtrate zur Glukosebestimmung eingesetzt.
Invertase
Die Bestimmung der bereits vorhandenen Invertase-Aktivität im Boden folgte der
Vorschrift der Xylanase-Bestimmung. Als Substrat wurde die Lösung aus 1.2 g Sucrose in
100 mL Wasser verwendet. Die Inkubation erfolgte über 3 Stunden bei ebenfalls 50 °C im
Wasserbad. Nach der Filtration wurden die Filtrate 1:10 verdünnt und davon jeweils
500 µL zur Glukosebestimmung eingesetzt.
64 DER EINFLUSS VON ENZYMEN
Cellulase
Aufgrund der zu erwartenden geringen Cellulase-Eigenaktivität im Boden wurden jeweils
20 g feldfrischer Boden genau eingewogen und wie bei der Xylanase-Bestimmung
weiterbehandelt. Die Lösung aus 3.0 g Carboxymethylcellulose-Natriumsalz in 100 mL
Wasser (2 h bei 45 °C gerührt) wurde als Substrat zugegeben. Die Ansätze wurden bei
50 °C im Wasserbad für 24 Stunden inkubiert. Zur Glukosebestimmung wurden 500 µL
des 1:2 verdünnten Filtrats verwendet.
Tab. 13 enthält die Ergebnisse für die Enzym-Eigenaktivität des Bodens. Die höchste
Aktivität konnte für das Enzym Invertase gemessen werden, während die Enzyme
Xylanase und vor allem Cellulase nur sehr geringe Aktivitäten aufweisen.
Abs710 nm [AU] cGlukose Enzymaktivität Enzymaktivität
Enzym Probe 1 Probe 2 MW [µmol/mL] [Units] [Units in 350 g Boden]
Invertase 0,3316 0,3233 0,3275 0,115 59,8 20915
Xylanase 0,6020 0,6784 0,6402 0,224 1,5 511
Cellulase 0,6197 0,7722 0,6959 0,243 0,8 278
Tab. 13: Enzymaktivitäten im Rieselfeldboden vom 04.02. 2004; 1 Unit =
1 µmolGlukose/(gBoden*24 h); Die Absorptionsergebnisse sind bereits Blindwert-
korrigiert.
15.1.6 Verhalten der Enzyme während der Bodeninkubation
Dieser Test wurde durchgeführt, um die Stabilität der Enzyme während einer 24-
stündigen Inkubation sowohl als reine Enzyme als auch im Gemisch und bei Zusatz des
Rieselfeldbodens zu überprüfen. Es wurde in etwa die 1000-fache Menge der Aktivität der
Enzyme eingesetzt, die bereits im Boden bestimmt wurde. Tab. 14 stellt den
Versuchsansatz dar. Die Deaktivierung der Enzyme im Ansatz #5 erfolgte im kochenden
Wasserbad für 15 min. Insgesamt wurden die Ansätze 24 Stunden inkubiert und bei 0, 2
und 24 h wurden entsprechende Proben für die Enzymaktivitätstests entnommen. Sowohl
die Temperatur für die Inkubation der Ansätze, als auch die für die Inkubationen in den
Aktivitätstests betrug 50 °C. Die eingesetzten Substratlösungen und Inkubationszeiten in
den Aktivitätstests können Tab. 12 entnommen werden. Im Glukosebestimmungstest
wurden jeweils 500 µL der Verdünnungen, die nach der Aktivitätstest-Inkubation
hergestellt wurden, eingesetzt.
DER EINFLUSS VON ENZYMEN 65
Aktivitätstests
Verdünnungen
# Ansatz Konzentrationen
Probenahme
[µL]
Vor
Inkubation
Nach
Inkubation
1 Invertase
(175 Units/mg)
0,0238 g in
100 mL Wasser 300 3:100 1:50
2 Xylanase
(2500 Units/g)
0,0466 g in
100 mL Wasser 100 1:100 1:2
3 Cellulase
(1000 Units/g)
3,3000 g in
100 mL Wasser 50 0,05:100
Keine
Verdünnung
4 Enzym-Gemisch 100 mL; siehe
Einzelansätze
siehe
Einzelansätze
siehe
Einzelansätze
siehe
Einzelansätze
5 denaturiertes
Enzym-Gemisch
100 mL; siehe
Einzelansätze
siehe
Einzelansätze
siehe
Einzelansätze
siehe
Einzelansätze
6 Enzym-Gemisch
+ 100 g Boden
100 mL; siehe
Einzelansätze
siehe
Einzelansätze
siehe
Einzelansätze
siehe
Einzelansätze
Tab. 14: Experimentdesign für das Verhalten der Enzyme während einer 24-stündigen
Inkubation.
Die Ergebnisse sind in Abb. 18 zusammengefasst. Die höchsten Enzymaktivitäten werden
jeweils in den Ansätzen gemessen, in denen die Enzyme einzeln und ohne Boden
vorliegen. Allerdings bringt das Mischen der Enzyme in einem Ansatz für die Xylanase
und Cellulase keinen deutlichen bzw. für die Invertase keinen Aktivitätsverlust. Der Zusatz
des Bodens zum Enzymgemisch vermindert die Aktivität aller Enzyme und hat den
größten Einfluss bereits innerhalb der ersten 2 Stunden. Bis zum Ende der Inkubation
nach 24 Stunden ändert sich die Aktivität dann nur noch geringfügig und es ist für alle drei
Enzyme auch nach 24-stündiger Inkubation noch Aktivität messbar.
Deutlich wird allerdings, dass die Zeit der Denaturierung der Enzyme Xylanase und
Cellulase nicht ausreichend war. Es ist zwar ein geringer Aktivitätsverlust zu beobachten,
dennoch gleicht der Verlauf des denaturierten Ansatzes den Ergebnissen die für die
Ansätze mit aktivem Enzym erhalten wurden. Des Weiteren ist für die Cellulase in den
Ansätzen ohne Boden ein ungewöhnlich deutlicher Anstieg der Aktivität zu beobachten,
der aber wahrscheinlich auf Verunreinigungen oder ähnliches zurückzuführen ist.
Die pH-Werte in den Lösungen während der Inkubation können Tab. 15 entnommen
werden. Interessant ist hier vor allem der deutliche Abfall des pH-Wertes in dem Ansatz
mit Enzymgemisch und Boden, was den schnellen Aktivitätsverlust der Enzyme innerhalb
der ersten beiden Stunden erklären könnte. Wie bereits erwähnt wurde, muss allerdings
auf den Einsatz von Pufferlösungen in den Versuchen verzichtet werden.
66 DER EINFLUSS VON ENZYMEN
Einzelansatz
Gemisch
denat. Gemisch
Gemisch + Boden
Invertase
0,0
0,2
0,4
0,6
0,8
1,0
1
,
2
0 5 10 15 20 25
Inkubationszeit [h]
Abs 710 nm [A
U
]
Cellulase
0,0
0,2
0,4
0,6
0,8
1,0
1,2
1,4
1,6
0 5 10 15 20 25
Inkubationszeit
[
h
]
Abs 710 nm [AU]
Xylanase
0,0
0,2
0,4
0,6
0,8
1,0
1,2
1,4
0 5 10 15 20 25
Inkubationszeit [h]
Abs 710 nm [AU]
Abb. 18: Verlauf der Enzymaktivitäten während der 24-stündigen Inkubation.
Inkub.-Zeit
[h]
Invertase Xylanase Cellulase Gemisch denat.
Gemisch
Gemisch
+Boden
0 5,04 5,04 5,85 5,85 5,51 5,51 5,80 5,80 5,84 5,84 5,70 5,70
2 4,97 6,02 5,44 5,84 5,89 4,79
24 4,92 6,34 4,56 5,14 5,90 5,11
Tab. 15: Verlauf des pH-Wertes während der 24-stündigen Inkubation.
15.2 Hauptversuch - Inkubation des Bodens mit anschließender Elution
Die Inkubation des Bodens und verschiedener Kontrollen erfolgte über 24 Stunden bei
50 °C im Wasserbad. Die eingesetzten Enzymmengen entsprachen in etwa der 1000-
fachen Aktivität der im Boden bereits vorhandenen Enzyme. Während dieser Zeit wurde
die Enzymaktivität sowie der pH-Wert im Überstand bestimmt (15.2.1).
Nach der Inkubation wurde der Boden von der Enzymlösung mit Hilfe eines Siebes
getrennt und in die Elutionsapparatur überführt. Zusätzlich wurde der Wassergehalt des
überführten Bodens und noch vorhandene Enzymaktivität im Boden ermittelt.
Die Elution wurde über einen Zeitraum von 96 Stunden durchgeführt. Im Abstand von 24
Stunden wurden die Eluate entfernt und freigesetzte Schadstoffmengen, sowie der pH-
Wert, SAK254 nm, DOC und noch vorhandene Enzymaktivität in den Eluaten bestimmt
(15.2.2).
DER EINFLUSS VON ENZYMEN 67
15.2.1 Inkubation des Bodens
In drei verschließbare 1 L-Schottflaschen wurden jeweils 350 g Rieselfeldboden
eingewogen. Zum ersten Ansatz wurden 350 mL Wasser gegeben (1. Kontrolle;
Blindwert) und zum zweiten 350 mL des aktiven Enzym-Mix. Der dritte Ansatz enthielt
350 mL des denaturierten Enzym-Mix (2. Kontrolle), um den Einfluss des zusätzlichen
organischen Materials auszuschließen. In eine 4. Schottflasche wurden 350 mL des
aktiven Enzym-Cocktails ohne Bodeneinwaage gegeben, um den Verlauf der
Enzymaktivität während der Inkubation ohne Bodeneinfluss zu kontrollieren (3. Kontrolle).
Für den Enzym-Mix wurden pro Ansatz 12 000 Units (12,0 g) Cellulase, 435 Units (0,17 g)
Xylanase und 16 000 Units (0,09 g) Invertase in 350 mL deionisiertem Wasser gelöst (bei
der Berechnung der 1000-fachen Mengen müssen die entsprechenden Zeitumsätze und
Aktivitäten der gekauften Enzyme beachtet werden). Der denaturierte Ansatz wurde durch
30-minütiges Kochen des Enzym-Mix bei ca. 90 °C im Wasserbad hergestellt. Vor der
Zugabe zum Boden bzw. vor dem Inkubationsbeginn wurden in den Lösungen der pH-
Wert und die Anfangsaktivität der einzelnen Enzyme bestimmt (Anhang A. 8, A. 9 und A.
10).
Die Inkubation erfolgte über 24 Stunden bei 50 °C im Wasserbad. Nach 1 h, 2 h, 20 h und
24 h wurde im Überstand der pH-Wert gemessen und die Aktivität der Enzyme ermittelt
(Anhang A. 8, A. 9 und A. 10).
Nach beendeter Inkubation wurden die Ansätze über ein Sieb mit einer Maschenweite von
400 µm gegeben und so der inkubierte Boden vom Überstand getrennt. Von einem
kleinen Teil der Böden wurde der gravimetrische Wassergehalt, sowie die noch
enthaltene Enzymaktivität bestimmt (Anhang A. 11, A. 12 und A. 13). Der restliche Teil
wurde genau gewogen und in die Elutionsapparatur überführt.
Des Weiteren wurden nach der Inkubation im Überstand die während der Inkubation
freigesetzten Schadstoffmengen und der gelöste organische Gesamtkohlenstoff (DOC)
ermittelt.
Bestimmung des Wassergehaltes im Boden nach der Inkubation
Der Wassergehalt wurde nach DIN-Vorschrift EN 12880 wie bereits im Kapitel 8
beschrieben, ermittelt. Die entsprechenden Ergebnisse können Tab. 16 entnommen
werden.
Ansatz Einwaage
[gBoden]
Auswaage
[gBoden]
Gehalt Boden
[%]
Gehalt Wasser
[%]
Enzymlösung 11,3262 7,1208 62,9 37,1
Wasser 11,9509 8,3309 69,7 30,3
denat. Enzymlösung 13,4360 8,0285 59,8 40,2
Tab. 16: Wassergehalte in den Böden nach der Inkubation.
68 DER EINFLUSS VON ENZYMEN
Bestimmung der freigesetzten Schadstoffmengen und des Gesamtkohlenstoffs im
Überstand nach der Inkubation
Um die während der Inkubation freigesetzten Schadstoffmengen zu ermitteln, wurde der
abgetrennte Überstand mit deionisiertem Wasser auf genau 450 mL aufgefüllt und mit
konz. HCl auf pH-Wert 3,5 angesäuert.
Davon wurden jeweils 300 mL mittels Festphasenextraktion aufgearbeitet und danach bis
zur Trockne eingedampft. Nach Zugabe von 10 µL des Internen Standards (Kapitel 10.2),
Derivatisierung mit 500 µL einer ätherischen Diazomethanlösung (Anhang A. 4) und
anschließender Deaktivierung des überschüssigen Diazomethan mit ca. 1 mg Kieselsäure
wurden die Extrakte mittels GC-MS vermessen.
Jeweils 1 mL der angesäuerten Überstände wurde 1:100 verdünnt (Überstand des mit
Wasser inkubierten Bodens wurde unverdünnt eingesetzt) und zur Bestimmung des
während der Inkubation gelösten organischen Gesamtkohlenstoffs (DOC) verwendet.
15.2.2 Elution des inkubierten Bodens
Der vom Überstand durch Filtration getrennte inkubierte Boden wurde genau gewogen
und in die Elutionsapparatur überführt. Die genauen Bodenmengen können Tab. 17
entnommen werden.
Einwaage Wassergehalt Boden ohne Wasser
Bodenansatz [gBoden] [g] [g]
Enzymlösung 362,6 134,6 228,0
Wasser 356,7 108,0 248,7
denat. Enzymlösung 371,6 149,6 222,0
Tab. 17: Bodenmengen für die Elution.
Als Eluent wurde deionisiertes Wasser verwendet und die Temperatur in der
Klimakammer betrug 15 °C. Während der gesamten Elution über 96 Stunden wurde die
Freisetzung des gesamten organischen Materials über die Messung der UV-Absorption
bei 254 nm beobachtet.
Die Eluate wurden nach jeweils 24 Stunden entnommen, die enthaltenen Volumina durch
Auswiegen der Flaschen ermittelt und der pH-Wert und SAK254 nm gemessen. Weiterhin
wurde die noch enthaltene Enzymaktivität in allen Eluaten bestimmt (Anhang A. 14, A. 15
und A. 16) und nach Ansäuern mit konz. HCl auf pH 3,5 die Freisetzung des gesamten
organischen Kohlenstoff ermittelt. Die Bestimmung der freigesetzten Schadstoffmengen
erfolgte ebenfalls in allen angesäuerten Eluaten. Dazu wurden jeweils 700 mL der
entsprechenden Eluate mittels Festphasenextraktion aufgearbeitet, wobei die Eluate der
Tage 3 und 4 nach der SPE verreinigt wurden. Nach Eindampfen der Proben bis zur
DER EINFLUSS VON ENZYMEN 69
Trockne wurden jeweils 10 µL des Internen Standards (Kapitel 10.2) zugegeben, mit
500 µL einer ätherischen Diazomethanlösung derivatisiert und anschließend das
überschüssige Diazomethan mit ca. 1 mg Kieselsäure wieder deaktiviert. Danach wurden
die Extrakte mittels GC-MS vermessen.
70 NACHWEIS DER KINETISCH KONTROLLIERTEN VERSUCHSBEDINGUNGEN
ERGEBNISSE UND DISKUSSION
16 Nachweis der kinetisch kontrollierten Versuchsbedingungen
Es wurden zwei Ansätze mit der gleichen Menge Rieselfeldboden in die Elutionsapparatur
eingebracht und mit deionisiertem Wasser insgesamt 190 Stunden bei 15 °C
Umgebungstemperatur eluiert. Nach 93,5 Stunden wurde der Fluss durch die Säulen für
72 Stunden unterbrochen und dann wieder gestartet (Versuchsbeschreibung Kapitel 13).
Dieser Versuch wurde durchgeführt, um zu beweisen, dass die folgenden
Elutionsversuche kinetisch kontrolliert sind und die Ergebnisse nicht von der Einstellung
des Gleichgewichts zwischen organischer Substanz bzw. einzelnen Stoffgruppen mit dem
sie umgebenden Wasser abhängig sind. Des Weiteren sollte überprüft werden, inwiefern
die Daten von zwei Ansätzen miteinander vergleichbar sind.
Da bei diesen Bodenexperimenten die Durchführung des Versuchs und die Aufarbeitung
der Proben sehr aufwendig ist, wurde auf mehr Wiederholungen verzichtet. Außerdem
konnten die DiCl-OHBP und TetraCl-OHBP aufgrund der geringeren Eluatvolumina nicht
bestimmt werden.
16.1 Gesamtes organisches Material – SAK254 nm
In Abb. 19 ist die Freisetzung organischer gelöster Stoffe als Summenparameter
SAK254 nm in Abhängigkeit von der Elutionsdauer dargestellt. Bis zur Unterbrechung des
Flusses bei 93,5 Stunden (1. Teil; entspricht einem Elutionsvolumen von etwa 3500 mL)
erhält man einen Kurvenverlauf, der typisch für die in folgenden Experimenten
verwendeten Bedingungen ist.
0
50
100
150
200
250
300
350
0 20 40 60 80 100 120 140 160 180 200
Elutionsdauer
[
h
]
Ansatz 1
Ansatz 2
SAK [1/m
]
254nm
Abb. 19: Elutionsprofil – Verlauf der Freisetzung des gesamten organischen Materials,
gemessen als SAK254 nm mit Flussunterbrechung.
NACHWEIS DER KINETISCH KONTROLLIERTEN VERSUCHSBEDINGUNGEN 71
Die UV-Absorption des Eluats steigt innerhalb der ersten 5 Stunden stark an und bildet
einen Peak innerhalb der ersten 24 Stunden. Dieser Peak entspricht der Freisetzung
organischer Stoffe im Boden, die z.B. nur locker gebunden oder frei verfügbar sind. Die
Stärke dieses Peaks ist unter anderem abhängig von der Vorbehandlung des Bodens und
kann z.B. auch durch mechanische Störungen wie Sieben oder Mischen verändert
werden. Daher eignet sich diese Phase der Elution nicht zur Untersuchung verschiedener
Einflüsse auf das Freisetzungsverhalten von Stoffen.
In den folgenden Stunden fällt die Absorption wieder langsam ab, um sich nach etwa 70
Stunden bei einem annähernd gleich bleibenden Wert einzustellen. Die ab diesem
Zeitpunkt gemessene Absorption entspricht also den Stoffmengen, die unter konstanten
Flussbedingungen dauerhaft gleich bleibend freigesetzt werden und nur durch
permanente Veränderung des Bodens verringert oder vermehrt werden können.
Um solche Veränderungen allerdings sichtbar machen zu können, muss unter kinetisch
kontrollierten Bedingungen gearbeitet werden. D.h. die Freisetzung der Stoffe sollte nicht
auf eine Gleichgewichtseinstellung zwischen Boden und Wasser zurückzuführen sein. Bei
einer Flussunterbrechung und anschließender Weiterelution sollte also unter
Gleichgewichts-bedingungen kein Unterschied in den freigesetzten Stoffmengen bzw. der
Absorption zu erkennen sein. Arbeitet man allerdings unter kinetischer Kontrolle, müsste
sich beim erneuten Starten der Elution ein deutlicher Anstieg der freigesetzten
Stoffmengen zeigen, der auf einer Gleichgewichtseinstellung der Stoffe mit dem
umgebenden Wasser während der Stoppperiode beruht (Brusseau et al., 1997). Da der
Boden während der Stoppzeit in der Elutionsapparatur verbleibt und nicht z.B. durch
Rühren gestört wird, kann ausgeschlossen werden, dass diese Erhöhung der Freisetzung
durch mechanische Störungen, wie es beim Anfangspeak beobachtet wird, ausgelöst
wird. Nachdem sich die Bedingungen der kinetischen Kontrolle wieder eingestellt haben,
sollte ein Wert erreicht werden, der dem vor dem Elutionsstop entspricht.
Dieser Effekt ist deutlich in Abb. 19 zu erkennen (2. Teil). Vor der Unterbrechung des
Eluentenflusses wurde ein SAK254 nm von 20 m-1 gemessen. Der Eluentenfluss durch den
Boden wurde für insgesamt 72 Stunden angehalten und dann wieder gestartet. Daraufhin
zeigte sich ein deutlicher Anstieg der Absorption auf durchschnittlich 300 m-1. Nach etwa
10 Stunden wurde dann wieder ein Wert erreicht, der dem entsprach, der vor der
Flussunterbrechung gemessen wurde.
Aus Tab. 18 können die SAK254 nm-Werte entnommen werden, die jeweils in den einzelnen
Eluaten der beiden Ansätze gemessen wurden.
72 NACHWEIS DER KINETISCH KONTROLLIERTEN VERSUCHSBEDINGUNGEN
SAK254 nm [1/m]
Eluat
#
Elutions-
dauer
[h] Ansatz 1 Ansatz 2 MW
Stabw.
vom MW
% Stabw.
vom MW
Quotient
[Ansatz 1 / Ansatz 2]
1 24 80,2 76,7 78,5 2,4 3 1,05
2 46,5 55,6 42,8 49,2 9,0 18 1,30
3.1 69,5 23,2 29,5 26,4 4,5 17 0,79
3.2 81,5 20,3 25,3 22,8 3,5 16 0,80
3.3 93,5 19,4 20,5 20,0 0,8 4 0,95
4.1 165,5 51,6 69,0 60,3 12,3 20 0,75
4.2 177,5 21,1 22,3 21,7 0,8 4 0,95
4.3 189,5 22,6 17,7 20,2 3,5 17 1,28
Tab. 18: In den Eluaten der beiden Ansätze gemessene SAK254 nm-Werte (Mittelwerte aus 3
Messungen), sowie Mittelwerte (MW) der beiden Ansätze, Standardabweichungen
(Stabw.) und Quotienten.
Anhand eines einseitigen Student’schen t-Test für eine Stichprobe kann bestimmt werden,
ob der Anstieg des SAK-Wertes nach der Flussunterbrechung (Eluat 4.1) signifikant
verschieden ist von dem Wert vor der Flussunterbrechung (Mittelwert der Eluate 3.1, 3.2
und 3.3). Die Nullhypothese lautet hierbei, dass der Mittelwert der Daten vor der
Flussunterbrechung größer oder gleich dem Wert ist, der danach gemessen wurde
(H0: µ ≥ 60,3 m-1). Und die alternative Hypothese ist dementsprechend HA: µ < 60,3 m-1.
Die Nullhypothese wird abgelehnt, wenn p < 0,05 ist.
Der Shapiro-Wilk-Test ergab die Werte W = 0,9960/p < 0,8786 und entspricht somit einer
Normalverteilung der Daten, die Bedingung für diesen Test ist. Durch den t-Test wurde
ein t-Wert von -20,090 ermittelt. Da t(0.05(1),2) = 2,920 und 0,0005 < p< 0,005 wird die
Nullhypothese abgelehnt. Somit sind die Werte vor der Flussunterbrechung signifikant
kleiner als der Wert, der nach der Unterbrechung gemessen wurde, bzw. der nach der
Stoppperiode gemessene Wert zeigt einen signifikanten Anstieg der Freisetzung des
gesamten organischen Materials an. Der Unterschied beträgt das 2,6-fache des
Mittelwertes vor der Unterbrechung.
Vergleicht man die Werte vor der Unterbrechung mit dem letzten gemessenen Wert nach
der Unterbrechung mittels eines zweiseitigen t-Test, ergibt sich kein signifikanter
Unterschied mehr, da t = 1,557 und 0,2 < p < 0,4 (H0: µ = 20,2 1/m; HA: µ ≠ 20,2 1/m;
t(0.05(2),2) = 4,303). Das bedeutet, dass sich die Freisetzung des gesamten organischen
Materials wieder nahe dem Wert eingestellt hat, der vor der Flussunterbrechung
gemessen wurde.
NACHWEIS DER KINETISCH KONTROLLIERTEN VERSUCHSBEDINGUNGEN 73
Für das gesamte organische Material im Boden kann also davon ausgegangen werden,
dass die unter den normalen Versuchsbedingungen beobachtete Freisetzung unter
kinetischer Kontrolle erfolgt.
16.1.1 Reproduzierbarkeit
Der Quotient der SAK254 nm-Werte der beiden Ansätze sollte bei genau gleichen
Messwerten den Wert 1,0 ergeben (Tab. 18). Dabei zeigt sich, dass die maximale
Abweichung von 1,0 bis zu 30 % betragen kann (Quotient Eluat 2 = 1,30 = Maximum),
was einer Standardabweichung von 18 % vom Mittelwert entspricht. Die höchste
Standardabweichung wurde für das Eluat 4.1 mit 20 % ermittelt.
Eine 1-faktorielle ANOVA mit festen Effekten und Typ III QS wurde verwendet, um die
Reproduzierbarkeit der beiden Ansätze in Hinsicht auf die Bestimmung der Freisetzung
des gesamten organischen Materials als SAK254 nm zu ermitteln.
Der Shapiro-Wilk-Test zur Überprüfung der Normalverteilung der Daten ergab die Werte
W = 0,8100 und p = 0,0016, was darauf hindeutet, dass der Datensatz nicht normalverteilt
ist. Um dies zu korrigieren, wurden die Werte in ihr Reziprokes transformiert (W = 0,9159,
p = 0,1115).
Zur Überprüfung der Varianzenhomogenität wurde der Bartlett-Chi2-Test mit den
transformierten Daten durchgeführt. Die Chi2-Verteilung ergab Chi2 = 0,00 mit p = 0,9781,
womit bewiesen ist, das Varianzengleichheit vorliegt und somit beide testbaren
Vorbedingungen einer 1-faktoriellen ANOVA erfüllt sind.
In Tab. 19 sind die Ergebnisse der ANOVA dargestellt, woraus hervorgeht, dass die
Nullhypothese angenommen wird und somit die Daten der beiden Ansätze nicht
signifikant verschiedene Werte liefern. Es kann also davon ausgegangen werden, dass
die experimentelle Methode geeignet ist, zwei Ansätze in Bezug auf die Freisetzung des
gesamten organischen Materials, gemessen als SAK254 nm, zu vergleichen.
FG Typ III SQ Typ III MQ F p-Werte
Ansatz 1 0,00002 0,00002 0,09 0,7677
Fehler 16 0,00367 0,00023
Tab. 19: Ergebnisse der 1-faktoriellen ANOVA.
16.2 Einzelne Schadstoffgruppen
In Abb. 20 ist der relative Verlauf der Freisetzung (Freisetzung im Eluat 3.1 bei 69,5
Stunden = 1,0) für die in diesem Versuch untersuchten Stoffgruppen vor und nach der
Flussunterbrechung gezeigt. Es wurden 3 Werte vor der Flussunterbrechung gemessen,
um sicherzugehen, dass die Freisetzung vor der Stagnation konstant war und 3 Werte
74 NACHWEIS DER KINETISCH KONTROLLIERTEN VERSUCHSBEDINGUNGEN
nach der Flussunterbrechung (Anhang D Tab. 40). Nach erneutem Starten der Elution
konnte ebenfalls, wie für die Freisetzung des gesamten organischen Materials, ein
Anstieg beobachtet werden.
0,0
1,0
2,0
3,0
4,0
5,0
6,0
60 80 100 120 140 160 180
Elutionsdauer
[
h
]
DiCl-BP
TriCl-BP
TetraCl-BP
PentaCl-BP
TriCl-OHBP
PAK 1
PAK 2
P
eakintensität relativ zu der bei 69,5 h
Abb. 20: Elutionsprofile der einzelnen Schadstoffgruppen vor und nach der
Flussunterbrechung.
Die Unterschiede der Werte vor der Stagnation zu den Werten nach der Stagnation liegen
im Mittel zwischen dem 2,3-fachen für die TriCl-OHBP und dem 4,8-fachen für die
TetraCl-BP (Abb. 21). Innerhalb der Reihe der PCB scheinen die hydrophoberen Gruppen
(TetraCl-BP und PentaCl-BP) stärker von der Flussunterbrechung beeinflusst zu sein,
während die polareren DiCl-BP oder auch die TriCl-OHBP, die eine zusätzliche OH-
Gruppe enthalten, vergleichsweise gering mit einer erhöhten Freisetzung reagieren. Nach
24 Stunden liegen die Werte der gemessenen Freisetzungen zwar meist noch über
denen, die vor der Stoppperiode gemessen wurden, der absteigende Trend deutet aber
daraufhin, dass sie sich bei einer längeren Elutionsdauer wieder auf das Ausgangsniveau
vor der Flussunterbrechung einstellen würden.
Eine 2-faktorielle ANOVA mit festen Effekten und Typ III QS wurde eingesetzt, um diese
Unterschiede in der Freisetzung der einzelnen Schadstoffgruppen (berechnet als
[pg/(gBoden*12 h)]) vor und direkt nach der Flussunterbrechung genauer zu bestimmen. Die
drei vor der Unterbrechung pro Schadstoffgruppe gemessenen Werte wurden jeweils zu
einem Mittelwert zusammengefasst und mit dem einen Wert nach der Stoppperiode
verglichen. Die Werte der beiden Ansätze gingen als Doppelbestimmung in den
statistischen Test ein.
Da der Shapiro-Wilk-Test auf keine Normalverteilung der Daten hinweist (W = 0,7787,
p < 0,0000), wurden die Daten Log10-transformiert (W = 0,9756, p < 0,7553), was
außerdem die Varianzenhomogenität im Chi2-Test positiv beeinflusste (Chi2 = 7,61,
p = 0,8679).
NACHWEIS DER KINETISCH KONTROLLIERTEN VERSUCHSBEDINGUNGEN 75
0
20
40
60
80
100
120
140
160
Vorher
Nachher
2,7
3,2
4,8
3,7
2,3 4,3
3,9
DiCl-BP
TriCl-BP
TetraCl-BP
PentaCl-BP
TriCl-OHBP
PAK 1
PAK 2
Freisetzungsrate pro Einzelsu
b
stanz
[pg / (g * 12h)]
Boden
Abb. 21: Vergleich der Freisetzungsraten vor (Vorher) und nach (Nachher) der
Flussunterbrechung. Die Fehlerbalken stellen die Standardabweichungen der
beiden Ansätze dar. Die Zahlen über den Balken entsprechen dem Quotienten der
Werte [Nachher / Vorher].
In Tab. 20 sind die Ergebnisse der 2-faktoriellen ANOVA dargestellt. Die Einzeleffekte
[Substanz] und [Vorher/Nachher] ergeben p-Werte < 0,05, so dass diese Nullhypothesen
abgelehnt werden müssen. Die Interaktion dieser beiden Effekte ist allerdings nicht
signifikant.
Effekt
FG
Effekt
Typ III SQ
Effekt
Typ III MQ
Effekt
FG
Fehler
Typ III SQ
Fehler
Typ III MQ
Fehler F
p-
Werte
Substanz 6 1,91264 0,31877 14 0,16392 0,01171 27,23 0,0000
Vorher/Nachher 1 2,02704 2,02704 14 0,16392 0,01171 173,13 0,0000
Interaktion 6 0,08409 0,01401 14 0,16392 0,01171 1,20 0,3633
Tab. 20: Ergebnisse der 2-faktoriellen ANOVA.
Das bedeutet also zum einen, dass die ausgewählten Stoffgruppen von vornherein ein
unterschiedliches Freisetzungsverhalten aufweisen und es somit möglich ist, in den
weiteren Versuchen nicht nur externe Faktoren, sondern gleichzeitig den Einfluss
stofflicher Unterschiede zu untersuchen. Und zum anderen, dass die Freisetzung vor der
Flussunterbrechung signifikant verschieden von der danach ist und daher auch die
Schadstofffreisetzung unter den gegebenen Versuchsbedingungen kinetisch kontrolliert
ist.
Mittels des Post hoc-Test von Tukey (Tuckey’s HSD-Test) wurde die Interaktion, trotz
fehlender Gesamtsignifikanz, genauer untersucht, um Aussagen darüber treffen zu
können, für welche Stoffgruppen der Vorher-Nachher-Effekt signifikant ist. In Tab. 21 sind
die entsprechenden p-Werte zusammengestellt. Daraus ergibt sich, dass nur für zwei
76 NACHWEIS DER KINETISCH KONTROLLIERTEN VERSUCHSBEDINGUNGEN
Stoffgruppen, nämlich die polareren DiCl-BP und TriCl-OHBP, keine signifikanten
Unterschiede im Freisetzungsverhalten vor und nach der Stoppperiode gemessen werden
konnten. Alle anderen fünf Stoffgruppen werden nach einer Flussunterbrechung
signifikant vermehrt freigesetzt.
Freisetzungsrate pro Einzelsubstanz
[pg/(gBoden*12 h)]
Stoffgruppen MW Stabw.
p-Werte
Interaktionen
[Vorher / Nachher]
DiCl-BP vorher 6,6 0,9
DiCl-BP nachher 17,5 0,9
0,0539
TriCl-BP vorher 35,8 7,3
TriCl-BP nachher 116,0 35,5
0,0158
TetraCl-BP vorher 12,6 4,2
TetraCl-BP nachher 60,1 12,2
0,0011
PentaCl-BP vorher 10,6 0,6
PentaCl-BP nachher 39,0 3,9
0,0061
TriCl-OHBP vorher 22,4 1,0
TriCl-OHBP nachher 51,6 16,1
0,1669
PAK 1 vorher 12,3 4,3
PAK 1 nachher 53,4 20,0
0,0022
PAK 2 vorher 12,6 4,6
PAK 2 nachher 48,8 7,9
0,0036
Tab. 21: Mittelwerte und Standardabweichungen für die einzelnen Schadstoffgruppen vor
und nach der Flussunterbrechung. Zusätzlich sind die p-Werte für den Post hoc-
Test der Interaktion gezeigt.
Auf den Post hoc-Test für die Unterschiede zwischen den einzelnen Schadstoffgruppen
wurde verzichtet, da die Aussage dieses Tests nicht von Bedeutung für diesen Versuch
ist.
Es konnte also gezeigt werden, dass sich für alle betrachteten Schadstoffgruppen ein
Anstieg in der Freisetzungsrate nach einer Flussunterbrechung ergibt, der bei fünf von
sieben Schadstoffgruppen sogar signifikant ist. Die in den folgenden Experimenten
beobachteten freigesetzten Mengen einzelner Schadstoffgruppen sind somit auch auf
kinetische Einflüsse zurückzuführen und nicht nur auf thermodynamische Effekte, wie z.B.
Löslichkeitsgleichgewichte.
16.2.1 Reproduzierbarkeit
Um die Reproduzierbarkeit der beiden Ansätze bei der Bestimmung der freigesetzten
Mengen einzelner Schadstoffgruppen zu untersuchen, wurden jeweils die 3 Werte vor der
NACHWEIS DER KINETISCH KONTROLLIERTEN VERSUCHSBEDINGUNGEN 77
Flussunterbrechung beider Ansätze als Datensatz in eine 2-faktorielle ANOVA mit festen
Effekten und Typ III QS eingebracht.
Auch für diesen Datensatz konnte keine Normalverteilung der Daten (W = 0,8324,
p = 0,0000) und Varianzenhomogenität (Chi2 = 46,90, p = 0,0000) festgestellt werden.
Den besten Erfolg brachte die Log10-Transformation (W = 0,9573, p = 0,1743/Chi2 =
26,52, p = 0,0588), wodurch sowohl die Normalverteilung der Daten als auch
Varianzenhomogenität innerhalb der 95 %-igen statistischen Wahrscheinlichkeit erreicht
wurde.
In Tab. 22 sind die Ergebnisse der 2-faktoriellen ANOVA dargestellt. Sowohl die
Einzeleffekte [Substanz] und [Ansatz] ergeben p-Werte < 0,05, als auch die Interaktion.
Somit müssen alle Nullhypothesen abgelehnt werden. Das bedeutet also, dass es
generell Unterschiede im Freisetzungsverhalten der einzelnen Stoffgruppen gibt, die
Gesamtmittelwerte der beiden Ansätze signifikant verschieden sind und außerdem einige
der getesteten Interaktionen signifikante Unterschiede aufweisen.
Effekte
FG
Effekt
Typ III SQ
Effekt
Typ III MQ
Effekt
FG
Fehler
Typ III SQ
Fehler
Typ III MQ
Fehler F p-Wert
Substanz 6 2,01709 0,33618 28 0,07472 0,00267 125,98 0,0000
Ansatz 1 0,14031 0,14031 28 0,07472 0,00267 52,58 0,0000
Interaktion 6 0,11298 0,01883 28 0,07472 0,00267 7,06 0,0001
Tab. 22: Ergebnisse der 2-faktoriellen ANOVA.
Der Post hoc-Test für die Interaktionen (Abb. 22) wurde mittels Tuckey’s HSD-Test
durchgeführt. Dabei ergab sich, dass nur die Messung der TetraCl-BP (p = 0,0024) und
PAK (PAK 1 p = 0,0013; PAK 2 p = 0,0008) in den beiden Ansätzen zu unterschiedlichen
Werten führte. Während die Werte für die Freisetzungsraten der DiCl-BP (p = 0,7301),
TriCl-BP (p = 0,1565), PentaCl-BP (p = 0,9995) und TriCl-OHBP (p = 1,0000) in beiden
Ansätzen nicht signifikant verschieden sind.
Wie bereits während der SAK254 nm-Auswertung erwähnt, sollte der Quotient der
Datenmittelwerte der beiden Ansätze bei genau gleichen Messwerten den Wert 1,0
ergeben (Tab. 23). Anhand dieser Werte wird deutlich, dass beim 2. Ansatz meist höhere
Werte gemessen wurden. Das weist darauf hin, dass innerhalb eines Ansatzes z.B.
Effekte, die zu Stoffverlusten führen, sich gleichmäßig auf fast alle Schadstoffgruppen
auswirken und Standardabweichungen innerhalb eines Ansatzes daher eher gering sein
sollten. Die Standardabweichungen beim Vergleich von zwei Ansätzen können aber bis
zu 36 % (PAK 2) betragen und deshalb die signifikanten Unterschiede im statistischen
Test bewirken.
78 NACHWEIS DER KINETISCH KONTROLLIERTEN VERSUCHSBEDINGUNGEN
0
10
20
30
40
50
Ansatz 1
Ansatz 2
F
reisetzungsrate pro Einzelsubstanz
[pg / (g * 12 h)]
Boden
DiCl-BP
TriCl-BP
TetraCl-BP
PentaCl-BP
TriCl-OHBP
PAK 1
PAK 2
Abb. 22: Vergleich der mittleren freigesetzten Schadstoffmengen in den beiden Ansätzen.
Die Fehlerbalken geben die Standardabweichungen an.
Freisetzungsrate pro Einzelsubstanz [pg/(gBoden*12 h)]
DiCl-
BP TriCl-BP TetraCl-BP PentaCl-BP TriCl-OHBP PAK 1 PAK 2
Ansatz 1 5,9 30,7 9,6 11,0 23,1 9,3 9,4
Ansatz 2 7,2 41,0 15,5 10,2 21,7 15,4 15,9
MW 6,6 35,8 12,6 10,6 22,4 12,3 12,6
Stabw. vom MW 0,9 7,3 4,2 0,6 1,0 4,3 4,6
Stabw. % vom MW 13 20 33 6 4 35 36
Quotient
[Ansatz 1/Ansatz 2] 0,83 0,75 0,62 1,09 1,06 0,61 0,59
Tab. 23: Mittelwerte (MW), Standardabweichungen (Stabw.) und Quotienten der
freigesetzten mittleren Schadstoffmengen.
Da beim Vergleich der Vorher-Nachher-Daten allerdings auch Unterschiede um den
Faktor 2,7 (2,66) als nicht signifikant getestet wurden (Kapitel 16.2, Abb. 21 und Tab. 21),
kann davon ausgegangen werden, dass die statistischen Tests beim Vergleich von nur 2
Werten genügend statistische Sicherheit bieten, um zumindest die Nullhypothese nicht
fälschlicherweise abzulehnen.
Ein signifikanter Unterschied ergibt sich bei der vorhandenen Datenmenge ab einem
Faktor von 2,69 (Quotient [Nachher / Vorher]) bzw. ab einer Standardabweichung vom
Mittelwert der beiden verglichenen Werte von 77,6 %.
Der experimentelle Versuchsaufbau in Kombination mit den entsprechenden statistischen
Tests ist somit auch für einzelne ausgewählte Stoffgruppen geeignet; signifikante
Unterschiede zwischen zwei Ansätzen zu ermitteln. Der Faktor, ab dem ein signifikanter
DER EINFLUSS VON SALZLÖSUNGEN UND TEMPERATUR 79
Unterschied im statistischen Test besteht, verändert sich allerdings mit der
entsprechenden Datenmenge und kann daher nicht pauschal auf die folgenden Versuche
angewendet werden. Beispielsweise wird bei einem größeren Datensatz der Faktor
aufgrund der höheren statistischen Sicherheit kleiner sein, so dass auch schon geringere
Unterschiede mit 95 %iger Sicherheit als signifikant gelten.
17 Der Einfluss von Salzlösungen und Temperatur
Diese Versuche wurden durchgeführt, um den Einfluss der drei 50 mM Salzlösungen
NaNO3, Ca(NO3)2 und Na2HPO4/NaH2PO4 auf das Freisetzungsverhalten des gesamten
organischen Materials und ausgewählter Schadstoffgruppen im Rieselfeldboden im
Vergleich zu deionisiertem Wasser als Eluenten zu untersuchen (Versuchsbeschreibung
Kapitel 14).
Es wurden insgesamt 6 Versuche bei drei verschiedenen Temperaturen (5 °C, 15 °C und
20 °C) durchgeführt, so dass für jeden Ansatz und Wert eine Doppelbestimmung vorliegt.
Die Freisetzungen der Einzelstoffe wurden für alle neun im Vorversuch (Kapitel 9.1)
ermittelten Schadstoffgruppen sowohl als Freisetzungsrate pro Tag, als auch als
Freisetzung vom Inventar (Gesamtgehalt im Boden) ermittelt, woraus sich entsprechende
Halbwertzeiten berechnen lassen. Zum Vergleich wurde das gesamte organische Material
anhand von Summenparametern wie DOC und SAK254 nm bestimmt.
Die Ergebnisse sollen zeigen, dass Veränderungen in der Struktur des organischen
Bodenmaterials, wie sie z.B. durch die verschiedenen Salze ausgelöst werden können, zu
einer verstärkten oder auch verminderten Freisetzung führen können, und dass dieses
Freisetzungs-verhalten außerdem durch die dabei vorliegende Umgebungstemperatur
beeinflusst werden kann.
17.1 Einfluss der Salze und Temperatur auf das Freisetzungsverhalten
des gesamten organischen Materials
17.1.1 Freisetzungsverhalten gemessen als Summenparameter SAK254 nm während
der Elution – Elutionsprofile
In Abb. 23 sind die Elutionsprofile bei 15 °C für den Einfluss der verschiedenen
Salzlösungen im Vergleich zum Eluenten Wasser dargestellt. Wie bereits im Kapitel 16.1
erläutert, erhält man für alle vier Elutionslösungen innerhalb der ersten 24 Stunden jeweils
einen Peak, der allerdings nicht sehr spezifisch für die spezielle Versuchsanordnung ist,
da die Höhe des Peaks unter anderem z.B. stark von der Vorbehandlung des Bodens
abhängt.
80 DER EINFLUSS VON SALZLÖSUNGEN UND TEMPERATUR
0
50
100
150
200
01000 2000 3000 400
0
Elutionsvolumen [ml]
Ca(NO )
32
NaNO
3
Phosphat (x 2)
Wasser
SAK [1/m]
254nm
Abb. 23: Verlauf der Freisetzung des gesamten organischen Materials, gemessen als
SAK254 nm bei 15 °C, in Abhängigkeit von der Art des Eluenten.
Im weiteren Verlauf der Elution nähert sich die Freisetzung des organischen Materials
einem konstanten Wert an. Wie im Kapitel 16 bewiesen wurde, ist die Freisetzung in
diesem Bereich vor allem kinetisch kontrolliert, so dass Unterschiede nicht z.B. durch
Löslichkeitsgleichgewichte bedingt sind, sondern echte kinetische Effekte darstellen.
Es ist deutlich zu erkennen, dass die Phosphat-Lösung im Vergleich zum Wasser die
Freisetzung des gesamten organischen Materials stark erhöht (Phosphat-Werte wurden
für die Grafik halbiert), wohingegen mit dem Calcium-Eluenten nur etwa die Hälfte des mit
Wasser eluierten organischen Materials mobilisiert wird. Der Natrium-Eluent scheint beim
Vergleich mit Wasser keinen Effekt auf die Freisetzung des gesamten organischen
Materials zu haben.
Der Einfluss der Temperatur ist in Abb. 24 anhand der Daten, die mit Wasser als Eluenten
ermittelt wurden, dargestellt. Wie zu erwarten war, steigt die Freisetzung des organischen
Materials mit zunehmender Temperatur an. Bei einer Temperaturerhöhung von 5 °C auf
15 °C steigt die Freisetzung des organischen Materials bereits um das Zweifache an, bei
einer Temperaturerhöhung von 5 °C auf 20 °C um das 2,5-fache.
0
50
100
150
0 1000 2000 3000 4000
Elutionsvolumen
[
mL
]
5 °C
15 °C
20 °C
S
AK [1/m]
254nm
Abb. 24: Verlauf der Freisetzung des gesamten organischen Materials mit Wasser als
Eluenten, gemessen als SAK254 nm, in Abhängigkeit von der Temperatur.
DER EINFLUSS VON SALZLÖSUNGEN UND TEMPERATUR 81
17.1.2 Freisetzungsverhalten gemessen als Summenparameter SAK254 nm in den
Eluaten
Zur Ermittlung der signifikanten Unterschiede im Freisetzungsverhalten des gesamten
Materials gemessen als SAK254 nm wurden insgesamt 12 Datenpaare (Anhang D Tab. 41)
mit einer 2-faktoriellen ANOVA mit einem festen Effekt [Eluenten] und einem zufällige
Effekt [Temperatur] untersucht. Die Werte der Datenpaare stellen Mittelwerte der
Messungen in den Eluaten vom Tag 3 und 4 dar.
Im Shapiro-Wilk-Test konnte für diesen Datensatz keine Normalverteilung ermittelt
werden (W = 0,7314, p < 0,0000), so dass eine Log10-Transformation durchgeführt wurde.
Nach dieser Transformation entsprachen die Daten einer Normalverteilung (W = 0,9417,
p < 0,1833) und ergaben außerdem im Chi2-Test ein positives Ergebnis für die
Varianzenhomogenität (Chi2 = 4,12, p = 0,9663).
Die Ergebnisse sind in Tab. 24 dargestellt. Die Einzeleffekte [Eluenten] und [Temperatur]
ergaben beide p-Werte unter 0,05, so dass die Nullhypothesen abgelehnt werden
müssen. Die Interaktion der beiden Faktoren führte zu keinem signifikanten Ergebnis.
Damit konnte also gezeigt werden, dass sowohl die Temperatur als auch die
verschiedenen Salzlösungen generell einen signifikanten Effekt auf die Freisetzung des
gesamten organischen Materials haben.
Effekt
FG
Effekt
SQ Typ III
Effekt
MQ Typ III
Effekt
FG
Fehler
SQ Typ III
Fehler
MQ Typ III
Fehler F p-Werte
Temperatur 2 0,24488 0,12244 12 0,16107 0,01342 9,12 0,0039
Salze 3 1,54084 0,51361 6 0,05810 0,00968 53,05 0,0001
Interaktion 6 0,05810 0,00968 12 0,16107 0,01342 0,72 0,6407
Tab. 24: Ergebnisse der 2-faktoriellen ANOVA für den SAK254 nm.
Mithilfe der Post hoc-Tests von Tukey (Anhang D Tab. 45, Tab. 46 und Abb. 25) wurden
die Effekte der einzelnen Faktoren genauer untersucht.
Dabei zeigte sich, dass die Freisetzung mit ansteigender Temperatur zunimmt,
signifikante Unterschiede aber nur beim Vergleich der Werten zwischen 5 °C und 15 °C
und 5 °C und 20 °C bestehen, aber nicht zwischen 15 °C und 20 °C (Abb. 25 a); Anhang
D Tab. 45).
Im Vergleich zu Wasser als Eluenten, führen alle Salzlösungen zu einer vermehrten
Freisetzung des Gesamtkohlenstoffs, wobei die stärksten Effekte durch die Phosphat-
Lösung verursacht werden, gefolgt von der Natrium-Lösung und dem Calcium-Eluenten
(Abb. 25 b); Anhang D Tab. 46). Die Eluenten Wasser und Phosphat sind hierbei
signifikant verschieden von den jeweils anderen 3 Eluenten. Die Natrium- und die
Calcium-Lösung ähneln sich in ihrem Freisetzungsverhalten.
82 DER EINFLUSS VON SALZLÖSUNGEN UND TEMPERATUR
0
40
80
120
160
200
51520
Tem
p
eratur
[
°C
]
S
AK [1/m]
254 nm
0
50
100
150
200
250
Wasser Phosphat NaNO
3
Ca(NO )
32
SAK [1/m]
254 nm
a) b)
Abb. 25: Freisetzung des gesamten organischen Kohlenstoff, gemessen als SAK254 nm in den
Eluaten, in Abhängigkeit a) von der Temperatur und b) vom Eluenten. Die
Fehlerbalken entsprechen den Standardabweichungen.
Trotz fehlender Signifikanz wurde der Post hoc-Test für die Interaktion durchgeführt, da so
genauere Aussagen über einzelne Zusammenhänge erhalten werden können (Anhang D
Tab. 49 a); Abb. 26).
Für alle Eluenten gilt hierbei, dass die jeweiligen Werte mit höherer Temperatur
ansteigen, dass aber keiner der Werte beim Einzelvergleich 5 °C zu 15 °C, 5 °C zu 20 °C
und 15 °C zu 20 °C signifikant ist.
Bei allen drei Temperaturen ist Wasser als Eluent signifikant verschieden zur Phosphat-
Lösung, aber nicht zur Natrium- oder Calcium-Lösung. Bei 5 °C ist der Phosphat-Eluent
nur signifikant höher zu Wasser, bei 15 °C und 20 °C dann auch zu den Eluenten mit
Natrium und Calcium. Die Natrium- und Calcium-Lösungen ähneln sich in ihrem
Freisetzungsverhalten.
0
50
100
150
200
250
300
Wasser Phosphat NaNO
3
Ca(NO )
32
5 °C
15 °C
20 °C
S
AK [1 / m]
254 nm
Abb. 26: Interaktionen der Faktoren Eluenten und Temperatur für die Freisetzung des
gesamten organischen Materials, gemessen als SAK254 nm in den Eluaten. Die
Fehlerbalken entsprechen den Standardabweichungen.
DER EINFLUSS VON SALZLÖSUNGEN UND TEMPERATUR 83
17.1.3 Freisetzungsverhalten gemessen als Summenparameter DOC in den
Eluaten
Zusätzlich zum SAK254 nm wurde der DOC als Maß für die Freisetzung des gesamten
organischen Materials in diesen Versuchen mitbestimmt. Die Daten (Anhang D Tab. 41)
wurden in gleicher Weise wie die SAK254 nm-Daten in einer 2-faktoriellen ANOVA mit
gemischten Effekten ausgewertet. Auch dieser Datensatz musste Log10-transformiert
werden, um eine Normalverteilung der Daten und Varianzenhomogenität zu erreichen
(W = 0,94728, p < 0,2429; Chi2 = 2,70, p = 0,9941).
Die Ergebnisse dieser ANOVA sind in Tab. 25 dargestellt. Wie beim SAK254 nm, sind auch
hier die Haupteffekte signifikant und die Interaktion der beiden Faktoren nicht.
Effekt
FG
Effekt
SQ Typ III
Effekt
MQ Typ III
Effekt
FG
Fehler
SQ Typ III
Fehler
MQ Typ III
Fehler F p-Werte
Temperatur 2 0,47833 0,23916 12 0,34254 0,02854 8,38 0,0053
Salze 3 3,15932 1,05311 6 0,01860 0,00310 339,75 0,0000
Interaktion 6 0,01860 0,00310 12 0,34254 0,02854 0,11 0,9937
Tab. 25: Ergebnisse der 2-faktoriellen ANOVA für den DOC.
Im Post hoc-Test (Anhang D Tab. 47 und Tab. 48) zeigte sich ebenfalls, dass die
Freisetzung des DOC mit ansteigender Temperatur zunimmt, aber nur Signifikanz
zwischen den 5 °C- und den 15 °C-Werten besteht, sowie zwischen den 5 °C- und 20 °C-
Werten (Abb. 27 a); Anhang D Tab. 47).
Die Reihenfolge der Eluenten bei den freigesetzten DOC-Mengen ist Phosphat > Natrium
> Wasser > Calcium, so dass sich eine etwas andere Anordnung als bei den SAK254 nm-
Werten ergibt, bei der Wasser die geringsten Mengen freigesetzt hat (Abb. 27 b); Anhang
D Tab. 48).
0
10
20
30
40
515 20
Temperatur [°C]
DOC [mg / L]
0
10
20
30
40
50
60
Wasser Phosphat NaNO
3
Ca(NO )
32
DOC [mg / L]
a) b)
Abb. 27: Freisetzung des gesamten organischen Kohlenstoff, gemessen als DOC in den
Eluaten, in Abhängigkeit a) von der Temperatur und b) vom Eluenten. Die
Fehlerbalken entsprechen den Standardabweichungen.
84 DER EINFLUSS VON SALZLÖSUNGEN UND TEMPERATUR
Der Phosphat-Eluent setzt, im Vergleich zu allen anderen Eluenten, signifikant mehr DOC
frei. Außerdem besteht ein signifikanter Unterschied zwischen der Natrium- und der
Calcium-Lösung.
Für die Interaktionen (Anhang D Tab. 49 b); Abb. 28) gilt generell, dass bei allen Eluenten
die freigesetzten Mengen an DOC mit ansteigender Temperatur zunehmen, die
Temperaturwerte sind aber in keinem Fall signifikant verschieden. Bei allen Temperaturen
wird durch Wasser und Calcium signifikant weniger DOC frei als durch den Phosphat-
Eluenten. Phosphat als Eluent führt außerdem bei 20 °C zu einer höheren DOC-
Freisetzung im Vergleich zur Natrium-Lösung.
0
20
40
60
5 °C
15 °C
20 °C
DOC [mg / L]
Abb. 28: Interaktionen der Faktoren Eluenten und Temperatur für die Freisetzung des
gesamten organischen Materials, gemessen als DOC in den Eluaten. Die
Fehlerbalken entsprechen den Standardabweichungen.
17.1.4 Freisetzungsverhalten bestimmt als spezifischer UV-Absorptionskoeffizient
(SUVA)
Die spezifische UV-Absorption der Werte ergibt sich aus dem Quotienten [SAK254 nm/DOC]
und stellt ein Maß für die Aromatizität des DOC dar (Weishaar et al., 2003). Eine
Erhöhung des spezifischen UV-Absorptionskoeffizienten kann somit auf eine verstärkte
Freisetzung aromatischer Schadstoffe im Vergleich zum gesamten organischen Material
hinweisen (Daten siehe Anhang D Tab. 41 und Tab. 42).
In Abb. 29 ist zu erkennen, dass für den Phosphat-Eluenten im Vergleich zum Wasser
ähnliche Werte für den SUVA ermittelt werden, die auch im statistischen Test nicht
signifikant verschieden sind (Anhang D Tab. 50, Tab. 52 und Tab. 53). Die Phosphat-
Werte sind aber meist kleiner als die Wasser-Werte. Auch die unterschiedlichen
Temperaturen haben keinen Einfluss auf den Koeffizienten der Elution mit der
Phosphatlösung.
DER EINFLUSS VON SALZLÖSUNGEN UND TEMPERATUR 85
0,0
5,0
10,0
15,0
20,0
25,0
Wasser Phosphat NaNO
3
Ca(NO )
3
2
5 °C
15 °C
20 °C
S
UVA [L / (mg * m)]
Abb. 29: Interaktionen der Faktoren Eluenten und Temperatur für die Freisetzung des
gesamten organischen Materials in den Eluaten, dargestellt als SUVA (Anhang D
Tab. 53). Die Fehlerbalken entsprechen den Standardabweichungen.
Allerdings zeigt sich eine signifikante Erhöhung der freigesetzten aromatischen
Komponenten, wenn die Natrium- oder die Calciumlösung als Eluent eingesetzt werden,
wobei der Effekt bei der Calcium-Lösung am deutlichsten ausgeprägt ist (Anhang D Tab.
52). Auch ein Temperatureffekt ist hier deutlich zu erkennen, der allerdings im
statistischen Test nicht signifikant ist. Bei niedrigeren Temperaturen wird generell eine
(nicht signifikante) erhöhte Freisetzung aromatischer Komponenten im Vergleich zum
Gesamtkohlenstoff beobachtet (Anhang D Tab. 51).
17.2 Einfluss der Salze und Temperatur auf das Freisetzungsverhalten der
einzelnen Schadstoffgruppen
Um die Unterschiede in den Freisetzungsraten der einzelnen Schadstoffgruppen deutlich
machen zu können, wurden die Werte von insgesamt 100 Doppelbestimmungen und 8
Einzelbestimmungen (Anhang D Tab. 43) in einer 3-faktoriellen ANOVA mit zwei festen
Effekten [Stoffgruppen] und [Eluenten] und einem zufälligen Effekt [Temperatur]
eingesetzt. Eine Doppelbestimmung entspricht dabei der zweifachen Bestimmung der
Freisetzungsraten einer Schadstoffgruppe pro Tag mit einem bestimmten Eluenten und
bei einer bestimmten Temperatur, z.B. TriCl-OHBP bei 5 °C mit Wasser eluiert. Da
insgesamt 9 Schadstoffgruppen bei 3 unterschiedlichen Temperaturen und mit 4
unterschiedlichen Eluenten untersucht wurden, für die PAK allerdings nur
Einzelbestimmungen für die 20 °C-Werte vorliegen, erhält man den entsprechenden
Datensatz.
Für diesen Datensatz konnte keine Normalverteilung der Daten (W = 0,8048, p = 0,0000)
und Varianzenhomogenität (Chi2 = 168,76 p = 0,0000) festgestellt werden. Den besten
Erfolg brachte die log10-Transformation (W = 0,9785, p = 0,2250/Chi2 = 71,35,
86 DER EINFLUSS VON SALZLÖSUNGEN UND TEMPERATUR
p = 0,9454), wodurch sowohl die Normalverteilung der Daten im Shapiro-Wilk-Test, als
auch deren Varianzenhomogenität, ermittelt im Test für multivariate Datensätze, erreicht
wurde, so dass die testbaren Bedingungen einer ANOVA in diesem Fall erfüllt sind.
Die Ergebnisse der 3-faktoriellen ANOVA sind in Tab. 26 zusammengestellt, die eine
Übersicht aller Effekte präsentiert. Hieraus ist zu entnehmen, dass bis auf die
Interaktionen [Temperatur / Salze] und [Temperatur / Stoffgruppen / Salze], alle Faktoren
und anderen Interaktionen p-Werte < 0,05 liefern und somit deren Nullhypothesen
abgelehnt werden müssen.
Effekt
FG
Effekt
SQ
Effekt
MQ
Effekt
FG
Fehler
SQ
Fehler
MQ
Fehler F
p-
Werte
Temperatur 2 2,57170 1,28585 100 2,74869 0,02749 46,78 0,0000
Salze 3 7,65213 2,55071 6 0,25080 0,04180 61,02 0,0001
Stoffgruppe 8 16,76173 2,09522 16 0,94105 0,05882 35,62 0,0000
Temperatur /
Salze 6 0,25080 0,04180 100 2,74869 0,02749 1,52 0,1790
Temperatur /
Stoffgruppe 16 0,94105 0,05882 100 2,74869 0,02749 2,14 0,0119
Stoffgruppe /
Salze 24 1,51625 0,06318 48 0,42751 0,00891 7,09 0,0000
Temperatur /
Stoffgruppe /
Salze
48 0,42751 0,00891 100 2,74869 0,02749 0,32 1,0000
Tab. 26: Ergebnisse der 3-faktoriellen ANOVA für die Freisetzungsraten der Schadstoffe pro
Tag.
Das bedeutet also, dass signifikante Unterschiede innerhalb der Stoffgruppen, für den
Einfluss der Salze und den Temperatureffekt vorliegen. Des Weiteren werden durch die
vier Eluenten und auch durch die verschiedenen Temperaturen signifikant
unterschiedliche Substanzmengen freigesetzt.
Im Folgenden soll mithilfe der entsprechenden Post hoc-Tests (Tuckey’s HSD-Test bei
ungleichen Probenmengen) genauer auf die Einzeleffekte eingegangen werden.
17.2.1 Generelle Effekte durch den Salzeinfluss
Aus Tab. 27 sind die Mittelwerte und Standardabweichungen aller Daten für die
verschiedenen Eluenten zu entnehmen. Die Mittelwerte ergeben sich hierbei aus den
Freisetzungsraten aller Schadstoffgruppen bei allen 3 Temperaturen mit dem
entsprechenden Eluenten. Die Ergebnisse des Tuckey-Test sind ebenfalls in dieser
Tabelle enthalten.
DER EINFLUSS VON SALZLÖSUNGEN UND TEMPERATUR 87
Freisetzungsrate pro Einzelsubstanz
[ng/(gBoden*d)] Tuckey's HSD-Test - p-Werte
Eluent MW Stabw. Wasser Phosphat NaNO3 Ca(NO3)2
Wasser 0,045 0,039 0,0001 0,1925 0,0001
Phosphat 0,089 0,062 0,0001 0,0001 0,0001
NaNO30,040 0,033 0,1925 0,0001 0,0003
Ca(NO3)20,028 0,022 0,0001 0,0001 0,0003
Tab. 27: Mittelwerte, Standardabweichungen und p-Werte des Post hoc-Tests für den
Einflussfaktor Eluenten.
Die Mittelwerte der Eluenten Wasser und NaNO3 unterscheiden sich dabei nicht
signifikant voneinander, d.h. also, dass diese beiden Lösungen die gleichen
Schadstoffmengen freisetzen. Das weist außerdem daraufhin, dass eine Lösung, die
Natrium enthält, sofern das Anion Nitrat ist, das Freisetzungsverhalten organischer Stoffe
nicht beeinflusst.
Der Mittelwert der Calciumlösung hingegen ist signifikant kleiner als der der anderen drei
Elutionslösungen. Im Vergleich zu Wasser hat der Calcium-Eluent also einen deutlichen
Einfluss und führt zu einer verringerten Freisetzung der Schadstoffe. Im Gegensatz dazu
bewirkt die Phosphat-Lösung, im Vergleich zu Wasser und allen anderen eingesetzten
Eluenten, einen signifikanten Anstieg der freigesetzten Schadstoffmengen.
Anhand dieser Ergebnisse konnte also bestätigt werden, dass Salzlösungen das
Freisetzungsverhalten organischer Schadstoffe beeinflussen können.
17.2.2 Generelle Effekte durch den Temperatureinfluss
Tab. 28 enthält die Mittelwerte und Standardabweichungen aller Daten für die drei in den
Versuchen angewendeten Temperaturen. Die Mittelwerte ergeben sich hierbei aus den
Freisetzungsraten aller Schadstoffgruppen mit allen 4 Elutionsmitteln bei der
entsprechenden Temperatur.
Der Post hoc-Test für den Temperatureinfluss ergibt, das alle drei Mittelwerte für die
Temperaturen signifikant unterschiedlich sind (p-Werte, Tab. 28). Wie zu erwarten,
werden bei 5 °C die geringsten Freisetzungen der organischen Schadstoffe beobachtet,
während der Wert bei 20 °C der höchste ist.
Wegen des großen Datensatzes ergibt die Auftragung der Temperaturmittelwerte aus
Tab. 28 eine gute lineare Korrelation mit R2 = 0,92 (Abb. 30). Somit konnte bestätigt
werden, dass auch in einem relativ geringen Temperaturschwankungsbereich, wie er im
Feld vorzufinden ist, ein Einfluss der Temperatur auf die Schadstofffreisetzung zu
erwarten ist. Es ist allerdings wahrscheinlich, dass die Linearität der temperaturbedingten
Freisetzung nur in einem kleinen Temperaturbereich gültig ist und für niedrigere und
höhere Temperaturen andere Modelle passender sind.
88 DER EINFLUSS VON SALZLÖSUNGEN UND TEMPERATUR
Freisetzungsrate pro Einzelsubstanz
[ng/(gBoden*d)] Tuckey's HSD-Test - p-Werte
Temperatur
[°C] MW Stabw. 5 °C 15 °C 20 °C
5 0,036 0,032 0,0002 0,0001
15 0,050 0,042 0,0002 0,0001
20 0,069 0,061 0,0001 0,0001
Tab. 28: Mittelwerte, Standardabweichungen und p-Werte des Post hoc-Test für den
Einflussfaktor Temperatur.
y = 0,0021x + 0,0235
0,00
0,02
0,04
0,06
0,08
0 5 10 15 20 25
Tem
p
eratur
[
°C
]
R = 0,92
2
F
reisetzungsrate pro Einzelsubstan
z
[ng / (g* d)]
Boden
Abb. 30: Korrelation der mittleren Temperaturwerte für die Freisetzungsraten der
Schadstoffgruppen.
17.2.3 Kombinierter Einfluss der Temperatur und des Elutionsmittels auf das
Freisetzungsverhalten der Gesamtschadstoffmengen
In Abb. 31 sind die Mittelwerte der Interaktionen der Eluenten- und Temperatur-Effekte
dargestellt. Die Ergebnisse des Tuckey-Test sind dem Anhang D Tab. 54 zu entnehmen.
Dieser Post hoc-Test wurde trotz fehlender Signifikanz durchgeführt, um genauere
Aussagen über die einzelnen Eluenten-Temperatur-Wechselwirkungen zu erhalten.
Hieraus geht hervor, dass durch Wasser bei allen 3 Temperaturen signifikant weniger
Schadstoffe freigesetzt werden als durch die Phosphat-Lösung, und bei 15 °C und 20 °C
signifikant mehr als durch den Calcium-Eluenten. Der Natrium-Eluent verhält sich dabei
immer ähnlich dem Wasser, zeigt aber nur signifikante Unterschiede zur Phosphatlösung
und nicht zum Calcium-Eluenten.
Der Phosphat-Eluent bewirkt im Vergleich zu Wasser und den beiden anderen Eluenten
bei allen Temperaturen eine signifikant erhöhte Freisetzung. Für die Calcium-Lösung
ergibt sich somit eine signifikant geringere Freisetzung im Vergleich zu Phosphat und zu
Wasser (außer bei 5 °C), aber nicht zu NaNO3.
DER EINFLUSS VON SALZLÖSUNGEN UND TEMPERATUR 89
0
0,05
0,10
0,15
0,20
0,25
0,30
0,35
5
15
20
Freisetzungsrate pro Einzelsubstanz
[ng / (g * d)]
Boden
NaNO
3
Ca(NO )
3
2
PhosphatWasser
Abb. 31: Interaktionen der Faktoren Eluenten und Temperatur für die allgemeinen
Freisetzungsraten der Schadstoffe. Die Fehlerbalken entsprechen den
Standardabweichungen.
Vergleicht man die Werte der jeweiligen Eluenten bei den verschieden Temperaturen, so
zeigt sich, dass der 5 °C-Wert bei keinem Eluenten signifikant kleiner ist als der 15 °C
Wert. Und der 15 °C-Wert nur für den Phosphat-Eluenten einen signifikanten Unterschied
zum
20 °C-Wert darstellt. Die 5 °C-Werte sind allerdings für alle Eluenten signifikant kleiner im
Vergleich zu den 20 °C-Werten. Das deutet darauf hin, dass die Abstände für die
eingesetzten Temperaturen zu gering gewählt waren und mindestens 15 °C-Abstände
nötig gewesen wären (z.B. 0, 15 und 30 °C), um signifikante Unterschiede messen zu
können und somit die Fehler-schwankungen der Methode zu umgehen. Diese größeren
Temperaturbereiche waren allerdings mit der vorhandenen Klimakammer nicht
durchführbar. Dennoch bleiben gewisse Trends bei allen Eluenten sichtbar, nämlich die
Erhöhung der Freisetzungsraten durch einen Anstieg der Temperatur.
17.2.4 Freisetzungsverhalten einzelner Schadstoffgruppen
Im Folgenden soll untersucht werden, wie das Freisetzungsverhalten der einzelnen
Schadstoffgruppen durch die Veränderung der Temperatur und des Elutionsmittels
beeinflusst wird.
In Abb. 32 sind zunächst die Freisetzungsraten der einzelnen Schadstoffgruppen unter
Standardbedingungen, also mit dem Elutionsmittel Wasser bei 15 °C, dargestellt
(Mittelwerte einer Doppelbestimmung).
Die Abb. 32 a) entspricht den Freisetzungsraten pro Tag, wobei deutlich wird, dass von
den PAK und den TriCl-BP die höchsten Konzentrationen pro Einzelsubstanz freigesetzt
werden.
90 DER EINFLUSS VON SALZLÖSUNGEN UND TEMPERATUR
0
0,05
0,10
0,15
0,20
PAK 1
DiCl-OHBP
PAK 2
DiCl-BP
TriCl-OHBP
TriCl-BP
TetraCl-OHBP
TetraCl-BP
PentaCl-BP
F
rzspi
eisetungrate ro Enzelsubstan
z
0
5,0
10,0
15,0
Freisetzung vom Inventar [% / a]
a) b)
PAK 1
DiCl-OHBP
PAK 2
DiCl-BP
TriCl-OHBP
TriCl-BP
TetraCl-OHBP
TetraCl-BP
PentaCl-BP
[ng / (g * d)]
Boden
Abb. 32: Freisetzungsverhalten der einzelnen Schadstoffgruppen bei 15 °C mit Wasser als
Elutionsmittel dargestellt als a) Freisetzungsraten pro Tag und b) Freisetzung
bezogen auf das Inventar. Die Fehlerbalken entsprechen den
Standardabweichungen. Die Schadstoffgruppen sind nach ansteigenden log KOW-
Werten geordnet (siehe Tab. 29).
Bezieht man diese Werte allerdings auf das Inventar, also den Gesamtgehalt der
Schadstoffgruppen im Boden, so ergibt sich eine anderes Muster (Abb. 32 b)). Um die
Daten der Freisetzung pro Tag auf Jahreswerte umzurechen, wurde ein linearer
Zusammenhang angenommen, der davon ausgeht, dass pro Tag die gleichen
Absolutmengen vom Inventar freigesetzt werden. Die Darstellung der Daten als
Freisetzung vom Inventar in [%/a] bietet somit die Möglichkeit, prozentuale
Abhängigkeiten zu berechnen und Stoffeigenschaften zu erkennen. Da die
Schadstoffgruppen nach ansteigenden log KOW-Werten aufgetragen wurden, also nach
sinkender Polarität, zeigt sich, dass die jeweils polarsten Vertreter einer homologen Reihe
(PAK 1, DiCl-OHBP und DiCl-BP) die höchsten Freisetzungsraten vom Inventar
aufweisen, während mit sinkender Polarität die inventarbezogenen Freisetzungsraten
abnehmen. Deutlich wird allerdings bei dieser Darstellung, dass die Polarität bzw. der log
KOW-Wert allein das Freisetzungsverhalten organischer Schadstoffe nicht ausreichend
beschreibt, da sich kein einheitliches Bild ergibt und somit nicht von einer organischen
Schadstoffgruppe auf eine andere geschlossen werden kann.
Da die Inventar-bezogenen Werte für die weitere Betrachtung sinnvoller erscheinen, um
den Einfluss der verschiedenen Temperaturen und Elutionsmittel auf die Freisetzung der
einzelnen Schadstoffgruppen zu untersuchen, wurden die Daten in gleicher Weise wie die
Freisetzungsraten pro Tag mittels einer 3-faktoriellen ANOVA ausgewertet.
Auch für diesen Datensatz konnte keine Normalverteilung der Daten (W = 0,7557,
p = 0,0000) und Varianzenhomogenität (Chi2 = 168,79, p = 0,0000) festgestellt werden.
Den besten Erfolg brachte wiederum die log10-Transformation (W = 0,9616, p = 0,0004,
Chi2 = 72,46, p = 0,9340). Obwohl auch hiermit keine Normalverteilung innerhalb der
95 %-igen statistischen Wahrscheinlichkeit erhalten wurde, konnte durch diese
DER EINFLUSS VON SALZLÖSUNGEN UND TEMPERATUR 91
Transformation Varianzenhomogenität erreicht werden. Da es sich um einen sehr großen
Datensatz handelt, kann aber davon ausgegangen werden, dass trotz der fehlenden
Normalverteilung eine ausreichende statistische Sicherheit vorhanden ist. Außerdem ist
eine Varianzenhomogenität nur möglich, wenn die Daten nicht sehr stark von der
Normalverteilung abweichen, so dass die testbaren Bedingungen einer ANOVA auch in
diesem Fall als erfüllt angesehen werden können.
Die Ergebnisse der 3-faktoriellen ANOVA sind im Anhang D Tab. 55 dargestellt und
entsprechen im Allgemeinen denen, die auch für die Freisetzungsraten pro Tag erhalten
wurden. Bis auf die Interaktionen [Temperatur-Salze] und [Temperatur-Stoffgruppe-
Salze], ergeben sich für alle Faktoren und anderen Interaktionen p-Werte < 0,05, so dass
deren Nullhypothesen abgelehnt werden müssen.
Der Einfluss der Temperaturen und Elutionsmittel auf die einzelnen Schadstoffgruppen
wurde über den Post hoc-Test für die Interaktionen [Temperatur / Stoffgruppe] und
[Stoffgruppe / Salze] ermittelt. Die Ergebnisse können dem Anhang D Tab. 56 und Tab.
57, Abb. 33 und Abb. 34 entnommen werden.
Der Einfluss der Temperatur auf die Freisetzungsraten der einzelnen Schadstoffgruppen
Die statistische Auswertung zeigt, dass bei allen PCB eine Erhöhung der Temperatur zu
einer erhöhten Freisetzung führt, die Unterschiede zwischen den Temperaturen allerdings
meist nicht signifikant sind (Abb. 33; Anhang D Tab. 56).
PAK 1
DiCl-OHBP
PAK 2
DiCl-BP
TriCl-OHBP
TriCl-BP
TetraCl-OHBP
TetraCl-BP
PentaCl-BP
0
10
20
30
40
50
5 °C
15 °C
20 °C
Freisetzung vom Inventar [%
/
a]
Abb. 33: Freisetzungsverhalten der einzelnen Schadstoffgruppen bezogen auf das Inventar
in Abhängikeit von der Temperatur. Die Schadstoffgruppen sind nach
ansteigenden log KOW Werten geordnet (siehe Tab. 29).
92 DER EINFLUSS VON SALZLÖSUNGEN UND TEMPERATUR
Auch für die PAK können keine signifikanten Unterschiede beim Vergleich der
Temperaturen ermittelt werden, allerdings ist nur bei der Erhöhung der Temperatur von
5 °C auf 15 °C ein Anstieg der Werte zu beobachten, während der 20 °C-Wert unter dem
15 °C-Wert liegt.
Bei den OH-PCB wird deutlich, dass die Abstände der ausgewählten Temperaturen zu
gering gewählt wurden. Die Werte für die 5 °C- und 15 °C-Messung unterscheiden sich
nicht signifikant voneinander, wobei die 15 °C-Werte sogar unter den 5 °C-Werten liegen.
Allerdings wird eine meist sogar signifikante Erhöhung der Freisetzungsraten beim
Anstieg der Temperatur auf 20 °C beobachtet.
Der Einfluss der Salzeluenten auf die Freisetzungsraten der einzelnen Schadstoffgruppen
Für alle Schadstoffgruppen ergibt sich bei der Verwendung der unterschiedlichen
Elutionsmittel das gleiche Freisetzungsmuster (Abb. 34; Anhang D Tab. 57) – nämlich im
Vergleich zur Elution mit Wasser eine erhöhte Freisetzung durch den Phosphat-Eluenten
und die geringste Freisetzung durch die Elution mit dem Calcium-Eluenten. Der Natrium-
Eluent bewirkt hingegen ähnliche, meist nicht signifikant verschiedene Freisetzungsraten
wie der Wasser-Eluent.
Weiterhin ist zu erwähnen, dass im Vergleich zum Calcium-Eluenten durch die Elution mit
der Phosphat-Lösung, außer für die PAK 2 und die TriCl-OHBP, für alle anderen
Schadstoffgruppen signifikant erhöhte Freisetzungsraten gemessen werden.
Weitere Ergebnisse können dem Anhang D Tab. 57 entnommen werden.
Freisetzung vom Inventar [%
/
a]
0
10
20
30
40
50
Wasser
Phosphat
NaNO3
Ca(NO3)2
PAK 1
DiCl-OHBP
PAK 2
DiCl-BP
TriCl-OHBP
TriCl-BP
TetraCl-OHBP
TetraCl-BP
PentaCl-BP
Abb. 34: Freisetzungsverhalten der einzelnen Schadstoffgruppen bezogen auf das Inventar
in Abhängikeit von den Eluenten. Die Schadstoffgruppen sind nach ansteigenden
log KOW Werten geordnet (siehe Tab. 29).
DER EINFLUSS VON SALZLÖSUNGEN UND TEMPERATUR 93
17.2.5 Der Einfluss des log KOW-Wertes auf das Freisetzungsverhalten der
Schadstoffe in Abhängigkeit von den Eluenten
Log KOW-Werte (Tab. 29) sind ein Maß für die Polarität bzw. Wasserlöslichkeit der
Schadstoffgruppen und somit geeignet, eventuelle Einflüsse der Stoffeigenschaften auf
kinetisch kontrollierte Prozesse zu ermitteln.
PAK 1 DiCl-OHBP PAK 2 DiCl-BP TriCl-OHBP TriCl-BP TetraCl-OHBP TetraCl-BP PentaCl-BP
4,4 4,6 4,9 5,0 5,2 5,7 5,9 6,3 7,0
Tab. 29: Log KOW-Werte der einzelnen Schadstoffgruppen (SRC, 2004).
In Abb. 35 sind dazu die auf die Elution mit Wasser bezogenen relativen
Freisetzungsraten (Quotient der Freisetzungsraten [Wasser / Eluent]) in Abhängigkeit von
den log KOW-Werten der einzelnen Schadstoffgruppen dargestellt.
Wasser
Phosphat
NaNO
3
Ca(NO )
32
0,0
0,5
1,0
1,5
2,0
2,5
3,0
3,5
4,0
4,5
4,0 4,5 5,0 5,5 6,0 6,5 7,0
log K
O
W
Quotient Freisetzungsraten
[Eluent / Wasser]
Abb. 35: Freisetzungsraten der Elutionen mit verschiedenen Salzlösungen relativ zu denen
mit Wasser in Abhängigkeit von den log KOW-Werten (siehe Tab. 29).
Wie auch schon zuvor beschrieben, haben die Eluenten NaNO3 und Ca(NO3)2 im
Vergleich zur Wasser-Elution nur einen geringen Einfluss auf die Freisetzung der
verschiedenen Schadstoffe. Jedoch scheint die Freisetzung mit zunehmendem log KOW-
Wert geringer zu werden und stärker durch die beiden Salz-Eluenten beeinflusst zu sein.
Der Unterschied zur Elution des Bodens mit Phosphat kann bis zum 4,1-fachen des
Wertes der Elution mit Wasser betragen. Besonders deutlich wird hierbei auch der
Einfluss der Polarität der Schadstoffgruppen. Je höher der log KOW-Wert, d.h. je geringer
die Polarität der Substanzen, desto intensiver wirkt sich der Salzeffekt aus.
Das bedeutet also, dass die Freisetzung unpolarerer Substanzen, wie z.B. der Tetra- und
PentaCl-BP viel stärker von Faktoren, die die Bodenstruktur verändern, beeinflusst wird,
als die Freisetzung polarerer Schadstoffe, wie etwa der PAK oder DiCl-BP.
94 DER EINFLUSS VON SALZLÖSUNGEN UND TEMPERATUR
17.2.6 Halbwertzeiten
Anhand der ermittelten freigesetzten Anteile vom Inventar des Bodens pro Tag lassen
sich Aussagen über die Halbwertzeiten der vorhandenen Schadstoffe im Boden unter
bestimmten Laborbedingungen machen. Da aufgrund der kinetisch kontrollierten
Versuchsbedingungen die maximale Löslichkeit der Schadstoffe (Kapitel 19.2, Tab. 36)
nicht erreicht wird und somit pro Zeiteinheit immer die gleichen Absolutmengen freigesetzt
werden, wird für die Berechnung der Halbwertzeiten t½ eine linearere Abnahme der
Ausgangskonzentration mit der Zeit angenommen. Die berechneten Werte sind Tab. 58
im Anhang D zu entnehmen und in Abb. 36 und Abb. 37 dargestellt.
Beim Vergleich der Eluenten zeigt sich für einige Schadstoffgruppen ein dramatischer
Effekt durch die Calcium- und Phosphat-Lösungen (Abb. 36). So erhöht sich z.B. die
Halbwertzeit der PentaCl-BP durch Elution bei 15 °C mit der Calcium-Lösung im Vergleich
zur Elution mit Wasser um das 3,2-fache. Während die Freisetzung dieser
Schadstoffgruppe durch den Phosphat-Eluenten im Vergleich zur Wasser-Elution um den
Faktor 3,4 schneller erfolgt.
Auch die Änderung der Temperatur zeigt für die meisten Schadstoffe einen deutlichen
Einfluss auf die Halbwertzeiten (Abb. 37). Während die PentaCl-BP bei 20 °C mit der
Phosphat-Lösung noch 6,4 mal schneller im Vergleich zum Wasser freigesetzt werden,
beträgt dieser Unterschied bei 5 °C nur noch das 2,4-fache. Vergleicht man nur die
Temperaturwerte für die Elution mit Wasser, so kann der Unterschied von 5 °C auf 20 °C
z.B. bis zum 3,6-fachen für die TetraCl-OHBP ausmachen.
PAK 1
DiCl-OHBP
PAK 2
DiCl-BP
TriCl-OHBP
TriCl-BP
TetraCl-OHBP
TetraCl-BP
PentaCl-BP
0
20
40
60
80
100
120
140 Wasser
Phosphat
NaNO3
Ca(NO3)2
L
ineare Halbwertzeit [a]
Abb. 36: Lineare Halbwertzeiten in Abhängigkeit von den Eluenten bei 15 °C. Die Schadstoff-
gruppen sind nach ansteigenden log KOW-Werten geordnet (siehe Tab. 29).
DER EINFLUSS VON SALZLÖSUNGEN UND TEMPERATUR 95
L
ineare Halbwertzeit [a]
PAK 1
DiCl-OHBP
PAK 2
DiCl-BP
TriCl-OHBP
TriCl-BP
TetraCl-OHBP
TetraCl-BP
PentaCl-BP
0
10
20
30
40
50
60
70
80
5 °C
15 °C
20 °C
Abb. 37: Lineare Halbwertzeiten in Abhängigkeit von der Temperatur mit Wasser als
Eluenten. Die Schadstoffgruppen sind nach ansteigenden log KOW-Werten geordnet
(siehe Tab. 29).
Anhand der beiden Abbildungen ist ebenfalls ein deutlicher Einfluss der Polarität auf die
Halbwertzeiten der PCB und OH-PCB zu erkennen. Je unpolarer die Substanzen (je
höher der logKow-Wert), desto höher sind die Halbwertzeiten. Beim Vergleich der PAK 1
und PAK 2 ist der gleiche Effekt zu beobachten, die ermittelten Werte lassen sich
allerdings nicht in die Abfolge der PCB und OH-PCB einreihen.
17.2.7 Einfluss des Gesamtkohlenstoffs auf die Freisetzungsraten einzelner
Schadstoffgruppen
Um zu klären, ob es einen eindeutigen Zusammenhang zwischen den freigesetzten
Mengen des gesamten organischen Materials (DOC) und denen einzelner
Schadstoffgruppen gibt, wurde ein Quotient aus den Mittelwerten der Freisetzungsraten
pro Tag und dem DOC gebildet. Je höher also der Quotient ist, desto größer ist der Anteil
der Schadstoffe am Gesamtkohlenstoff. Zur besseren Vergleichbarkeit wurden diese
Werte für den Salzeffekt relativ zur Elution mit Wasser (Abb. 38 a)) und für den
Temperatureffekt relativ zur Elution bei 5 °C (Abb. 38 b)) normiert (Standardwert = 1).
Hierbei zeigt sich für die meisten Schadstoffgruppen, dass durch die Elution mit der
Calcium-Lösung im Vergleich zur Wasser-Elution ein DOC mit einem höheren
Schadstoffanteil freigesetzt wird (Abb. 38 a)). Den niedrigsten Wert erhält man durch die
Elution mit der Phosphat-Lösung. Auch die Elution des Bodens mit dem Natrium-Eluenten
führt zu geringeren Schadstoffanteilen, allerdings sind die Werte hierbei denen der
Wasser-Elution ähnlicher. Bemerkenswert ist hierbei, dass der Salzeffekt in diesem Fall
für die polareren Stoffe besonders ausgeprägt ist. Für die TetraCl- und PentaCl-BP sind
96 DER EINFLUSS POLYSACCHARIDSPALTENDER ENZYME
die Werte der Salz-Elutionen mit denen der Wasser-Elution vergleichbar bzw. zeigen sich
keine deutlichen Effekte.
Der Einfluss der Temperatur ist unter den gegebenen Versuchsbedingungen nicht
eindeutig zu ermitteln (Abb. 38 b)). Dennoch scheint für die polareren Substanzen (bis zu
den TriCl-BP) ein Trend vorzuliegen, dass der Schadstoffanteil des Gesamtkohlenstoff bei
5 °C am höchsten ist, während der Anteil der unpolareren Schadstoffe am
Gesamtkohlenstoff erst bei 20 °C den größten Wert erreicht.
(pH-Werte in den Eluaten siehe Anhang B. 1)
PAK 1
DiCl-OHBP
PAK 2
DiCl-BP
TriCl-OHBP
TriCl-BP
TetraCl-OHBP
TetraCl-BP
PentaCl-BP
0,0
0,5
1,0
1,5 Wasser
Phosphat
NaNO
3
Ca(NO )
32
0,0
0,5
1,0
1,5 5 °C 15 °C 20 °C
Freisetzungsrate pro d / DOC
[Quotient / Quotient]
Eluent Wasser
Freisetzungsrate pro d / DOC
[Quotient /
Quotient ]
Temperatur 5 °C
PAK 1
DiCl-OHBP
PAK 2
DiCl-BP
TriCl-OHBP
TriCl-BP
TetraCl-OHBP
TetraCl-BP
PentaCl-BP
a) b)
Abb. 38: Einfluss des DOC auf die Freisetzungsraten der einzelnen Schadstoffgruppen. a)
Salzeffekt: Der Quotient [Freisetzungsrate / DOC] wurde auf die Wasser-Elution
normiert. b) Temperatureffekt: Der Quotient [Freisetzungsrate / DOC] wurde auf die
Elution bei 5 °C normiert. Die Schadstoffgruppen sind nach ansteigenden log KOW-
Werten geordnet (siehe Tab. 29).
18 Der Einfluss polysaccharidspaltender Enzyme
Wie bereits im Kapitel 15 beschrieben wurde, sollte der Rieselfeldboden mit einem
Enzym-Cocktail vorbehandelt und anschließend eluiert werden. Die ausgewählten
Enzyme sollten die chemischen Eigenschaften der organischen Bodenstruktur während
der Inkubationsphase derart beeinflussen, dass an diesen Strukturen angelagerte
Schadstoffe im Elutionsschritt freigesetzt würden. Dies sollte Rückschlüsse zum Einfluss
von Enzymen zur Schadstofffreisetzung zulassen und außerdem mögliche präferentielle
Anlagerungsstrukturen dieser Kontaminanten im Boden aufzeigen. Für den Enzym-
Cocktail wurden die drei Zuckerspaltenden Enzyme Invertase, Xylanase und
Carboxymethyl-Cellulase (CM-Cellulase) ausgewählt.
Der Rieselfeldboden wurde mit diesem Enzym-Gemisch zunächst 24 Stunden bei 37 °C
inkubiert und danach in die Elutionsapparatur überführt. Die Aktivität dieser Enzymlösung
entsprach der 1000-fachen Menge der Aktivität, die bereits im Boden vorhanden war. Als
Kontrolle diente jeweils ein Ansatz mit denaturiertem Enzym-Gemisch und mit
DER EINFLUSS POLYSACCHARIDSPALTENDER ENZYME 97
deionisiertem Wasser. Während der Inkubation wurde in verschiedenen Zeitabständen die
Aktivität der Enzyme und der pH-Wert im Überstand bestimmt. Nach der Inkubation
wurden in der Inkubationslösung außerdem die freigesetzten Schadstoffmengen, sowie im
inkubierten Boden die verbliebene Enzymaktivität und der Wassergehalt ermittelt.
Während der Elution über 96 Stunden mit deionisiertem Wasser bei 15 °C wurden in allen
24 h-Eluaten (insgesamt 3 Eluate, da die Eluate vom Tag 3 und Tag 4 zusammen
aufgearbeitet wurden) die freigesetzten Schadstoffmengen sowohl als Freisetzungsrate
pro Tag, als auch als Freisetzung vom Inventar bestimmt, sowie der SAK254 nm und die
verbliebene Enzymaktivität in allen 4 Einzeleluaten. Die Bestimmung der
Schadstoffgruppen erfolgte in allen Eluaten, um Effekte, die eventuell nur am Anfang der
Elution sichtbar würden, nicht zu übersehen. Die Konzentrationen der DiCl-OHBP waren
allerdings zu gering und konnten in diesem Versuch nicht bestimmt werden.
18.1 Inkubation
Die Inkubation erfolgte über einen Zeitraum von 24 Stunden bei 37 °C im Wasserbad,
wobei ein Kontrollansatz mitgeführt wurde, der zwar die aktive Enzym-Lösung enthielt,
aber keinen Boden, um den Einfluss des Bodens auf die Enzym-Aktivität zu ermitteln.
18.1.1 Verlauf der Enzymaktivität im Überstand
Der Verlauf der Enzymaktivität im Überstand ist in Abb. 39 a) - c) dargestellt.
Enzymlösung
Enzymlösung + Boden
denat. Enzymlösung + Boden
0
1000
2000
3000
4000
0 5 10 15 20 25
Inkubationszeit [h]
Aktiv[it
a)
s]
Un
ität
0
500
1000
1500
2000
0 5 10 15 20 25
Inkubationszeit [h]
Aktivität[
Units]
c)
Aktivität [Units]
b)
0
2000
4000
6000
8000
10000
0 5 10 15 20 25
Inkubationszeit
[
h
]
Abb. 39: Verlauf der Enzymaktivitäten während der Inkubation in den Überständen: a)
Invertase; b) Xylanase; c) Cellulase; [1 Unit = 1 molGlukose/(h*350 mL)]
98 DER EINFLUSS POLYSACCHARIDSPALTENDER ENZYME
Am Anfang der Inkubation wird im Kontrollansatz, der nur die Enzymlösung enthält in
etwa die gleiche Invertase-Aktivität gemessen wie in dem Enzymansatz mit Boden. Nach
20 Stunden ist zwar ein starkes Absinken der Aktivität im Bodenansatz zu beobachten,
aber die Aktivität ist immer noch deutlich höher, als in dem Kontrollansatz mit
denaturiertem Enzym, in dem während der gesamten Inkubationsdauer keine oder nur
eine sehr geringe Invertase-Aktivität gemessen wurde.
Für die Xylanase ist bereits nach einer Stunde ein deutliches Absinken der Aktivität
sowohl im Bodenansatz als auch im Kontrollansatz ohne Boden zu beobachten. Nach
etwa 2 Stunden verändert sich die Aktivität nur noch im Bodenansatz geringfügig, liegt
aber nach 24 Stunden deutlich unter dem Wert, der im Ansatz ohne Boden gemessen
wurde.
Der Ansatz mit denaturiertem Enzym enthält am Anfang der Inkubation noch eine geringe
Xylanase-Aktivität, die auf unvollständige Denaturierung zurückzuführen ist. Im weiteren
Verlauf ist keine nennenswerte Aktivität an Xylanase im Überstand messbar.
Für das Enzym Cellulase kann ein deutlicher Einfluss des Bodens auf die Aktivität des
Enzyms beobachtet werden. Während im Kontrollansatz ohne Boden die Aktivität
innerhalb der ersten beiden Stunden zunächst sinkt, verändert sie sich im weiteren
Verlauf der Inkubation nur noch geringfügig, so dass auch nach 24 Stunden noch
Enzymaktivität gemessen werden kann. In dem Enzymansatz mit Boden ist allerdings
bereits nach einer Stunde Inkubation ein starker Abfall der Enzymaktivität auf das Niveau
des denaturierten Enzymansatzes zu beobachten. Im folgenden Verlauf werden für beide
Ansätze ähnliche Aktivitäten gemessen, da auch hier anscheinend die Denaturierung des
Enzyms nicht vollständig war. Nach 24 Stunden kann in beiden Ansätzen keine Cellulase-
Aktivität mehr nachgewiesen werden.
Diese Messungen haben gezeigt, dass auch nach 24-stündiger Inkubation zumindest
zwei der drei eingesetzten Enzyme noch aktiv waren und dass generell im Bodenansatz
mit der denaturierten Enzymlösung eine deutlich geringere Aktivität vorlag als im
Bodenansatz mit aktivem Enzym. Des Weiteren ist der Einfluss des Bodens auf die
Aktivität für die unterschiedlichen Enzyme verschieden stark, bewirkt aber bei allen
eingesetzten Enzymen einen Abfall der Aktivität im Vergleich zum Enzymansatz ohne
Boden.
18.1.2 pH-Wert im Überstand
Tab. 30 stellt die pH-Werte im Überstand der einzelnen Ansätze dar, die während der
Inkubation gemessen wurden. Zu Beginn der Inkubation wurde in allen Lösungen ein
einheitlicher pH-Wert zwischen 5,8 und 6,0 ermittelt. Bereits nach einer Stunde ist ein
Absinken des pH-Wertes auf etwa 4,9 in den Ansätzen, die Rieselfeldboden enthalten, zu
DER EINFLUSS POLYSACCHARIDSPALTENDER ENZYME 99
beobachten. Diese Erniedrigung ist auf den Boden-pH-Wert (Kapitel 8) zurückzuführen
und wird deshalb im Ansatz ohne Boden nicht beobachtet. Im weiteren Verlauf der
Inkubation steigen die pH-Werte in den Bodenansätzen wieder leicht an, was auf eine
nachlassende Pufferwirkung des Bodens hindeutet. Da im Ansatz der Wasserinkubation
ähnliche pH-Werte wie in den Enzymansätzen gemessen wurden, kann ein Einfluss des
pH-Wertes auf das Freisetzungsverhalten des gesamten organischen Materials und
einzelner Schadstoffgruppen ausgeschlossen werden.
Inkubationszeit
[h]
Enzymlsg.
+
Boden
Wasser
+
Boden
Denat. Enzymlsg.
+
Boden
Enzymlsg.
0 5,84 5,79 6,05 5,89
1 4,91 4,93 4,92 5,79
2 4,90 4,93 4,91 5,79
20 5,04 5,11 5,09 5,19
24 5,07 5,13 5,09 5,15
Tab. 30: Verlauf der pH-Werte während der Inkubation in den Überständen.
18.2 Nach der Inkubation
Nach der Inkubation wurde der Überstand vom Boden durch Filtration abgetrennt und
verschiedene Parameter in den beiden Bestandteilen untersucht.
18.2.1 Wassergehalt und Enzymaktivität im Boden
Aus Tab. 31 können die Wassergehalte und Enzymaktivitäten der eingesetzten Böden vor
und nach der Inkubation entnommen werden.
Enzymaktivitäten im Boden [Units]
Nach der Inkubation
Vor der Inkubation
Wasser
+
Boden
denat. Enzymlsg.
+
Boden
Enzymlsg.
+
Boden
Invertase 59,8 88,4 105,0 2195,2
Xylanase 1,5 5,1 42,5 86,1
Cellulase 0,3 1,2 8,9 9,0
Wassergehalt im Boden
[%] 9,5 30,3 40,2 37,1
Tab. 31: Enzymaktivitäten und Wassergehalt in den Böden (ohne Lösungen) vor und nach
der Inkubation. [1 Unit = 1 µmolGlukose/(gBoden*24 h)]
100 DER EINFLUSS POLYSACCHARIDSPALTENDER ENZYME
Es ergibt sich daraus, dass nach der Inkubation der Enzym-inkubierte Boden noch die 37-
fache Invertase-, die 30-fache Cellulase- und die 57-fache Xylanase-Aktivität enthielt, die
vor der Inkubation des Bodens mit der Enzymlösung ermittelt wurde. Da auch in den
beiden Kontrollböden nach der Inkubation höhere Enzymaktivitäten gemessen wurden,
liegt die Vermutung nah, dass durch die Inkubationsbedingungen vorhandene Enzyme im
Boden zusätzlich aktiviert wurden und die Denaturierung der Enzyme, vor allem die der
Cellulase nicht vollständig war.
18.2.2 Freigesetzte Mengen des gesamten organischen Materials im Überstand –
DOC
Die Messung des gesamten organischen Materials als DOC im Überstand wird stark
beeinflusst durch den zusätzlich eingeführten Kohlenstoff der Enzymlösung bzw. der
Lösung mit denaturiertem Enzym. Im Überstand des mit Wasser inkubierten Bodens
wurden 66 mg/L DOC gemessen. Zieht man diesen Wert vom Ergebnis für den DOC im
Überstand der denaturierten Enzymlösung (5455 mg/L DOC) ab, ergibt sich in etwa der
Betrag, der nur vom Enzymkohlenstoff stammt (5388 mg/L DOC). Da im Überstand des
Enzym-inkubierten Bodens 5880 mg/L DOC gemessen wurden, erhält man somit durch
die Inkubation des Bodens mit Enzym eine erhöhte Freisetzung des DOC um 426 mg/L.
Dieser Wert entspricht der 6,4-fachen Menge an DOC, die durch Inkubation des Bodens
mit Wasser im Überstand erreicht wird.
Da die Inkubation einem Batch-Versuch unter thermodynamischer Kontrolle gleicht,
deutet dieses Ergebnis auf einen starken Einfluss der Enzyme auf die Freisetzung des
gesamten organischen Materials bei Gleichgewichtseinstellung hin. Allerdings kann nicht
ausgeschlossen werden, dass dieser Wert durch die Versuchsbedingungen, wie z.B.
Filtration, beeinflusst ist oder durch Fehler in der DOC-Bestimmung, die sich bei großer
Verdünnung in einem hohen absoluten Fehler äußern können.
18.2.3 Freigesetzte Mengen der verschiedenen Schadstoffgruppen im Überstand
ermittelt als Freisetzungsraten
Wie bereits für die Freisetzung des gesamten organischen Materials (DOC) erwähnt,
gleicht die Inkubationsphase des Bodens mit den jeweiligen Lösungen einem Batch-
Versuch unter thermodynamischer Kontrolle. Somit kann bereits während der Inkubation
auch eine Desorption der organischen Schadstoffe im Boden erfolgen. Die während der
24-stündigen Inkubationszeit beobachteten freigesetzten Mengen an organischen
Schadstoffen sollten daher Aussagen darüber zulassen, inwiefern Enzyme im Boden die
Desorption der untersuchten Schadstoffgruppen unter Gleichgewichtsbedingungen
beeinflussen (Daten im Anhang D Tab. 59).
DER EINFLUSS POLYSACCHARIDSPALTENDER ENZYME 101
In Abb. 40 ist zu erkennen, dass für alle Schadstoffgruppen die Freisetzung durch
Inkubation des Bodens mit der Enzymlösung meist stark erhöht ist. Allerdings bewirkt
auch die Kontrollinkubation des Bodens mit denaturiertem Enzym für alle Gruppen
erhöhte Freisetzungsraten. Diese sind zwar in jedem Fall niedriger als die Werte für den
Enzym-inkubierten Boden, deuten aber darauf hin, dass bei Zusatz der Enzym- und
denaturierten Enzym-Lösung ein Lösungsvermittelnder Effekt durch die große Menge an
zusätzlich eingeführten Kohlenstoff besteht (Kapitel 18.2.2). Des Weiteren kann die nicht
vollständige Denaturierung der Enzyme Xylanase und Cellulase die erhöhten
Freisetzungsraten durch Inkubation mit der denaturierten Enzymlösung bewirkt haben
oder aber auch die Schadstoff-mobilisierende Wirkung von Kolloiden in den nicht ganz
klaren Lösungen. Daher kann im Überstand für die einzelnen Schadstoffgruppen kein
eindeutiger Effekt der Enzymlösung auf deren Freisetzung ermittelt werden. Innerhalb der
Gruppe der PCB und OH-PCB ist ab einem log KOW-Wert von 5,7 (TriCl-BP) außerdem
der Trend zu erkennen, dass geringere Mengen freigesetzt werden je niedriger die
Polarität der Schadstoffe ist, was auf eine Einstellung des Löslichkeits-Gleichgewichts
hindeutet.
0
0,5
1,0
1,5
2,0
2,5
3,0
PAK 1
PAK 2
DiCl-BP
TriCl-OHBP
TriCl-BP
TetraCl-OHBP
TetraCl-BP
PentaCl-BP
Enzymlösung
Wasser
denat. Enzymlösung
F
reisetzungsrate pro Einzelsubstan
z
[ng / (g * 24 h * 450 mL)]
Boden
Abb. 40: Freisetzungsraten der einzelnen Schadstoffgruppen im Überstand der drei
Ansätze. Die Schadstoffgruppen sind nach ansteigenden log KOW-Werten geordnet
(siehe Tab. 29).
Die Auswertung der Daten mittels 1-faktorieller ANOVA beweist, dass die erhöhte
Freisetzung aller Stoffe durch die Enzyminkubation des Bodens im Vergleich zur
Wasserinkubation im Post hoc-Test von Tuckey signifikant ist (p = 0,0348). Zwischen den
beiden Kontrollinkubationen (p = 0,0989) und den Inkubationen mit Enzym und
denaturiertem Enzym (p = 0,8629) besteht kein signifikanter Unterschied.
102 DER EINFLUSS POLYSACCHARIDSPALTENDER ENZYME
Die höchsten Freisetzungsraten werden für die Tri- und TetraCl-BP und TetraCl-OHBP
und die niedrigsten für die DiCl-BP gefunden. Signifikante Unterschiede konnten nur
zwischen diesen drei Schadstoffgruppen mit den höchsten Freisetzungsraten und den
DiCl-BP ermittelt werden (Post hoc-Test im Anhang D Tab. 63).
Zur Auswertung der Daten wurden die Werte Log10-transformiert, wodurch die
Normalverteilung (W = 0,9513, p = 0,2957) und Varianzengleichheit (Chi2 = 0,60/5,66,
p = 0,7398/0,5801) des Datensatzes erreicht wurde.
18.2.4 Freigesetzte Mengen der verschiedenen Schadstoffgruppen im Überstand
ermittelt als Freisetzung vom Inventar
Die höchsten Freisetzungsraten bezogen auf das Inventar erhält man im Überstand des
Enzym-inkubierten und mit denaturiertem Enzym-inkubierten Bodens für die DiCl-BP und
TriCl-BP (Abb. 41; Daten im Anhang D Tab. 60). Die geringsten Freisetzungen ergeben
sich für die PAK 1 und PAK 2. Obwohl diese beiden Schadstoffgruppen die niedrigsten
log KOW-Werte haben (Kapitel 17.2.5, Tab. 29), somit polarer als die anderen betrachteten
Schadstoffgruppen sind und während der Inkubation Gleichgewichtseinstellungen möglich
sind, scheint dies keinen Effekt auf die Freisetzungsrate zu haben. Innerhalb der Gruppe
der PCB gibt es jedoch für den Enzym-inkubierten und mit denaturiertem Enzym
inkubierten Boden wieder einen Trend zu verringerter Desorption bezogen auf das
Inventar mit sinkender Polarität.
0,00
0,05
0,10
0,15
0,20
0
,
2
5
PAK 1
PAK 2
DiCl-BP
TriCl-OHBP
TriCl-BP
TetraCl-OHBP
TetraCl-BP
PentaCl-BP
Enzymlösung
Wasser
denat. Enzymlösung
Freisetzung vom Inventar [% / d]
Abb. 41: Freisetzungsraten im Überstand der drei Ansätze bezogen auf das Inventar der
einzelnen Schadstoffgruppen. Die Schadstoffgruppen sind nach ansteigenden log
KOW-Werten geordnet (siehe Tab. 29).
DER EINFLUSS POLYSACCHARIDSPALTENDER ENZYME 103
Betrachtet man allerdings nur die Freisetzungsraten, die durch die Inkubation des Bodens
mit Wasser gemessen werden, ist der Einfluss der Polarität nicht erkennbar. Die
geringsten Werte ergeben sich für die PAK 2 und PentaCl-BP, während die höchsten
Freisetzungsraten für die Tri- und TetraCl-OHBP ermittelt werden. Im Post hoc-Test der 1-
faktoriellen ANOVA unterscheidet sich allerdings keine der Schadstoffgruppen signifikant
von den anderen (Anhang D Tab. 64).
Beim Vergleich der Inkubationsarten mittels 1-faktorieller ANOVA führt die
Enzyminkubation des Bodens auch in Bezug auf die Gesamtgehalte der Schadstoffe im
Boden zu erhöhten Freisetzungsraten, wobei die Unterschiede nur zur Kontrollinkubation
mit deionisiertem Wasser signifikant sind. Beim Vergleich der beiden Kontrollinkubationen
ergeben sich außerdem durch Inkubation mit denaturiertem Enzym signifikant erhöhte
Werte (Anhang D Tab. 65). Für alle Schadstoffgruppen gilt aber wiederum, dass die
geringsten Freisetzungen durch die Inkubation mit Wasser und die höchsten durch die
Enzyminkubation erreicht werden. Und dass durch Inkubation des Bodens mit
denaturiertem Enzym ebenfalls deutlich erhöhte Werte im Vergleich zur Wasserinkubation
ermittelt werden, die sich nicht signifikant von den Werten der Inkubation mit aktivem
Enzym unterscheiden.
Zur Auswertung der Daten wurden die Werte ebenfalls Log10-transformiert, um die
Normalverteilung (W = 0,9356, p < 0,1335) und Varianzenhomogenität (Chi2 = 0,22/5,66,
p = 0,8956/0,5801) des Datensatzes zu erreichen.
18.3 Elution des inkubierten Bodens
Der vom Überstand abgetrennte Boden wurde in die Elutionsapparatur überführt und
insgesamt 96 Stunden mit deionisiertem Wasser eluiert.
18.3.1 Freisetzung des gesamten organischen Materials als SAK254 nm –
Elutionsprofil
In Abb. 42 sind die Elutionsprofile für diesen Versuch dargestellt. Der typische Verlauf der
Freisetzung des gesamten organischen Materials gemessen als SAK254 nm während einer
Bodenelution ist auch hier wieder zu erkennen. Innerhalb der ersten 24 Stunden ist ein
starker Anstieg der SAK254 nm-Werte zu beobachten, dessen Höhe in diesem Fall
vermutlich durch die verschiedenen Behandlungsschritte während und nach der
Inkubation (Schütteln, Umfüllen etc.) beeinflusst und für jeden Ansatz daher ähnlich ist.
Der zusätzliche Kohlenstoffanteil durch die noch enthaltenen Enzyme hat auf die
SAK254 nm-Messung keine Auswirkung.
104 DER EINFLUSS POLYSACCHARIDSPALTENDER ENZYME
0
50
100
150
200
250
300
0 500 1000 1500 2000 2500 3000
Elutionsvolumen
[
mL
]
denat. Enzymlsg.
Enzymlsg.
Wasser
SAK [1/m]
254nm
Abb. 42: Freisetzung des gesamten organischen Materials gemessen als SAK254 nm während
der Elution.
Im weiteren Verlauf der Elution nähert sich auch hier die Freisetzung des organischen
Materials einem konstanten Wert an. Obwohl es anfänglich keinen Unterschied zwischen
dem mit Wasser inkubierten Boden und dem mit Enzym inkubierten gibt, zeichnet sich ab
etwa 800 mL Elutionsvolumen eine erhöhte Freisetzung des gesamten organischen
Materials für den Enzym-inkubierten Boden ab. Zum Ende der Elution liegen die
SAK254 nm-Werte des Enzym-inkubierten Bodens um den Faktor 1,6 über denen des mit
Wasser inkubierten Bodens (Mittelwerte aus den Daten der letzten Elutionsstunde (= 12
Messungen pro Ansatz) verglichen). Auch durch die Inkubation des Bodens mit
denaturiertem Enzym sind die freigesetzten Mengen des organischen Materials im
Vergleich zum Enzym-inkubierten Boden geringer, die Unterschiede sind allerdings so
minimal, dass ein signifikanter Einfluss der Enzym-Lösung im Vergleich zur denaturierten
Lösung nicht ermittelt werden kann.
18.3.2 Freisetzung des gesamten organischen Materials als SAK254 nm in den
Eluaten
In Tab. 32 ist der Verlauf der SAK254 nm-Werte, die in den jeweiligen Eluaten gemessen
wurden, gezeigt. Wie auch schon aus den Elutionsprofilen in Kapitel 18.3.1 zu entnehmen
ist, werden im ersten Eluat nach 24 Stunden Elutionsdauer die höchsten Werte
gemessen. Im Unterschied zu den Elutionsprofilen kann hier allerdings überhaupt kein
Einfluss der verschiedenen Inkubationsarten beobachtet werden.
DER EINFLUSS POLYSACCHARIDSPALTENDER ENZYME 105
SAK254 nm [1/m]
Eluat [#] Enzymlsg. Wasser Denat. Enzymlsg.
1 158,7 146,1 160,4
2 75,7 67,7 78,3
3 44,4 42,9 39,8
4 34,0 33,6 31,2
Tab. 32: Freisetzung des gesamten organischen Materials in den Eluaten gemessen als
SAK254 nm.
18.3.3 Freisetzung des gesamten organischen Materials als DOC in den Eluaten
Die Messung des gesamten organischen Materials als DOC ist stark beeinflusst durch
den Kohlenstoff der noch enthaltenen Enzymmengen im Eluat. Die Werte im ersten Eluat
der Böden, die mit Enzym und denaturiertem Enzym inkubiert wurden, sind um mehr als
eine Größenordnung höher als der Wert des mit Wasser inkubierten Bodens (Tab. 33). In
den folgenden Eluaten unterscheiden sich alle drei Ansätze nur noch geringfügig und ein
Einfluss der Enzym-Lösung kann nicht ermittelt werden.
DOC [mg/L]
Eluat [#] Enzymlsg. Wasser
Denat.
Enzymlsg.
1 573,8 38,2 612,9
2 39,4 10,9 53,0
3 8,8 6,0 9,2
4 6,2 5,0 6,8
Tab. 33: Freisetzung des gesamten organischen Materials in den Eluaten gemessen als
DOC.
Zusammenfassend lässt sich für das gesamte organische Material somit feststellen, dass
es keinen, mit den hier beschriebenen Methoden deutlich messbaren Einfluss der
Enzymlösung im Vergleich zu den Kontrolllösungen auf die Freisetzung gibt.
18.3.4 pH-Wert in den Eluaten
Die pH-Werte in den Eluaten sind nicht deutlich verschieden zu pH-Werten, die während
anderer Bodenelutionen mit deionisiertem Wasser gemessen wurden (Anhang B. 1). Es
gibt auch keine signifikanten Unterschiede zwischen den einzelnen Inkubationsarten. Die
Werte schwanken zwischen 5,8 und 6,3, wobei kein Trend von den ersten Eluaten zu den
letzten zu erkennen ist.
106 DER EINFLUSS POLYSACCHARIDSPALTENDER ENZYME
18.3.5 Enzymaktivität in den Eluaten
Bereits im ersten Eluat des Enzym-inkubierten Bodens wurden Aktivitäten für die Enzyme
Xylanase und Cellulase bestimmt die 463 % bzw. 307 % der Restaktivität im Boden vor
der Elution entsprachen, was daraufhin deutet, dass mit dem ersten Eluat die gesamte
Restaktivität aus dem Boden gelöst wurde. Die Überbestimmung ist auf die nur noch
geringen Enzym-Mengen im Boden zurückzuführen, die einen großen Methodenfehler
bewirken. Im zweiten und dritten Eluat konnte daher auch keine Aktivität der Enzyme
Xylanase und Cellulase mehr gemessen werden.
Die Aktivität des Enzyms Invertase betrug im ersten Eluat insgesamt 17 415 Units (1 Unit
= 1 µmolGlukose/h), was 84 % der Aktivität entspricht, die als Restaktivität im Boden vor der
Elution gemessen wurde. Im zweiten Eluat konnten noch 2341 Units (11 % der
Restaktivität) bestimmt werden. Im dritten Eluat war keine Invertase-Aktivität mehr
nachweisbar, so dass davon ausgegangen werden kann, dass nach 48 Stunden Elution
die zugesetzten Enzyme komplett aus dem Bodensystem entfernt wurden.
In den Eluaten der Böden die mit Wasser und denaturiertem Enzym inkubiert wurden,
konnte erwartungsgemäß keine Enzymaktivität bestimmt werden.
18.3.6 Freisetzungsverhalten der verschiedenen Schadstoffgruppen in den
Eluaten in Abhängigkeit von der Inkubationsart des Bodens
Die beste Möglichkeit, Abhängigkeiten der Freisetzungsraten der Schadstoffe von den
verschieden Inkubationsarten in den 3 Eluaten sichtbar zu machen, wäre auch in diesem
Fall die Auswertung des Datensatzes als 3-faktorielle ANOVA, wobei die 3 Faktoren die
Anzahl der Eluate (Tag 1 bis Tag 4; vereinigte Eluate vom Tag 3 und 4 im Folgenden als
„Eluat 3“ benannt), die Inkubationsart und die Substanzen wären und alle feste Effekte
darstellen. Da hierfür allerdings mindestens eine Doppelbestimmung vorliegen muss,
wurden jeweils zwei Faktoren und die entsprechenden Interaktionen mittels einer 2-
faktoriellen ANOVA ausgewertet und miteinander verglichen. Als Post hoc-Test wurde der
HSD-Test von Tuckey verwendet.
Der Datensatz wurde Log10-transformiert, um eine Normalverteilung der Daten im
Shapiro-Wilk-Test (W = 0,9840, p < 0,7972) und Varianzenhomogenität im Test für
multivariate Datensätze (Chi2 = 1,84/13,43/18,45, p = 0,9879/0,9419/0,7326) zu erreichen
(Daten siehe Anhang D Tab. 61). Die Ergebnisse aus den verschiedenen ANOVA sind in
Tab. 34 aufgelistet.
Während für die Einzeleffekte alle p-Werte < 0,05 ermittelt wurden und somit die
entsprechenden Nullhypothesen abgelehnt werden müssen, wurde keine der
Interaktionen als signifikant getestet.
DER EINFLUSS POLYSACCHARIDSPALTENDER ENZYME 107
Effekt
FG
Effekt
Typ III MQ
Effekt
Typ III SQ
Effekt
FG
Fehler
Typ III MQ
Fehler
Typ III SQ
Fehler F p-Wert
Inkubationsart 2 0,54463 1,08925 48 0,05775 2,77202 9,43 0,0004
Substanz 7 0,96977 6,78840 48 0,05775 2,77202 16,79 0,0000
Inkubationsart /
Substanz 14 0,01068 0,14954 48 0,05775 2,77202 0,18 0,9993
Eluat 2 0,94050 1,88100 63 0,12221 7,69929 7,70 0,0010
Inkubationsart 2 0,54463 1,08925 63 0,12221 7,69929 4,46 0,0155
Eluat /
Inkubationsart 4 0,03242 0,12968 63 0,12221 7,69929 0,27 0,8992
Eluat 2 0,94050 1,88100 48 0,03129 1,50180 30,06 0,0000
Substanz 7 0,96977 6,78840 48 0,03129 1,50180 31,00 0,0000
Eluat /
Substanz 14 0,04486 0,62802 48 0,03129 1,50180 1,43 0,1746
Tab. 34: Ergebnisse der 2-faktoriellen ANOVA.
Das bedeutet also, dass es signifikante Unterschiede zwischen den 3 Eluaten gibt, wobei
im Eluat 1 jeweils die höchsten Freisetzungsraten gemessen wurden, dass die
verschiedenen Inkubationsarten signifikant verschiedene Schadstoffmengen mobilisieren
und dass sich einzelne Schadstoffgruppen in ihrem Freisetzungsverhalten signifikant
unterscheiden (Anhang D Tab. 66, Tab. 67 und Tab. 68). Im Folgenden sollen die
wichtigsten Interaktionen trotz fehlender Signifikanz ausführlicher betrachtet werden, um
detailliertere Aussagen zum Freisetzungsverhalten der Schadstoffgruppen in diesem
Versuch zu erhalten.
Freisetzungsraten der Gesamtschadstoffmengen in den Eluaten in Abhängigkeit von der
Inkubationsart
Zunächst sollte untersucht werden, ob der Einfluss der Enzyme über den gesamten
Zeitraum der Elution beobachtet werden kann oder eventuell nur im ersten Eluat auftritt.
Dazu wurden, wie bereits erwähnt, sowohl die Eluate wie gewohnt vom Tag 3 und Tag 4
gemeinsam aufgearbeitet (entspricht Eluat 3), als auch die Eluate vom Tag 1 (entspricht
Eluat 1) und Tag 2 (entspricht Eluat 2). In Abb. 43 sind die entsprechenden Mittelwerte
(Gesamtschadstoff-freisetzungen) des Post hoc-Tests für diese Interaktion dargestellt.
Obwohl keine der Abhängigkeiten signifikant ist (Anhang D Tab. 69), zeigt sich dennoch
ein genereller Trend in allen drei Eluaten. Die Inkubation des Bodens mit der
Enzymlösung führt in allen Eluaten jeweils zu höheren Freisetzungsraten als die beiden
Kontrollinkubationen, wobei durch die Inkubation mit Wasser die geringsten
Freisetzungsraten erreicht werden. Die Werte der Kontrollinkubation mit denaturiertem
Enzym liegen dabei vor allem im ersten Eluat deutlich unter den Werten des Enzym-
inkubierten Bodens. Aufgrund der geringeren Konzentrationen im Eluat 3 sind die Effekte
nicht mehr so ausgeprägt und der Einfluss der Enzyme scheint rasch nachzulassen,
108 DER EINFLUSS POLYSACCHARIDSPALTENDER ENZYME
sobald sie aus dem Bodensystem entfernt sind. Dennoch kann ein Effekt der
Enzymlösung über die gesamte Elutionsdauer beobachtet werden, wobei die restliche
Enzymaktivität in der denaturierten Lösung nicht ausreichend war, um die gleichen Effekt
wie die Enzymlösung hervorzurufen.
0
100
200
300
400
500
Enzym
Wasser
denat.
Enzym
Eluat 1 Eluat 2 Eluat
3
Enzym
Wasser
denat.
Enzym
Enzym
Wasser
denat.
Enzym
F
re
i
setzungsrate pro Einzelsubstanz
[pg / (g * d)]
Boden
Abb. 43: Freisetzungsraten in Abhängigkeit von der Inkubationsart und der Elutionsdauer.
Die Fehlerbalken geben die Standardabweichungen der Gesamtschadstoff-
freisetzungen an.
Der Einfluss der Inkubationsart auf die einzelnen Schadstoffgruppen
Um den Enzymeinfluss auf die einzelnen Schadstoffgruppen zu untersuchen, wurden die
Daten der drei Eluate aufsummiert (Abb. 44).
Hierbei zeigt sich, dass bei allen Schadstoffgruppen die höchsten Freisetzungsraten
durch die Inkubation des Bodens mit der Enzymlösung und die niedrigsten durch die
Wasserinkubation erzielt werden. Durch die Inkubation des Bodens mit denaturiertem
Enzym kommt es bei allen Schadstoffgruppen zwar ebenfalls zu einer erhöhten
Freisetzung, allerdings liegen die Werte, außer für die Di- und TriCl-BP, näher an den
Werten für die Freisetzung durch Inkubation mit Wasser als mit Enzym. Ein Einfluss der
Enzyme auf die Freisetzungsraten einzelner Schadstoffgruppen ist somit erkennbar und
unter den verwendeten Laborbedingungen messbar. Diese Ergebnisse weisen darauf hin,
dass zumindest Zuckerspaltende Enzyme im Boden die Schadstofffreisetzung
beeinflussen können. Die Intensität dieser Beeinflussung kann allerdings für die einzelnen
Schadstoffgruppen unterschiedlich sein (Abb. 45).
DER EINFLUSS POLYSACCHARIDSPALTENDER ENZYME 109
0
200
400
600
800
1000
1200
EWdE
PAK 1
PAK 2
DiCl-BP
TriCl-OHBP
TriCl-BP
TetraCl-OHBP
TetraCl-BP
PentaCl-BP
EWdEEWdEEWdEEWdEEWdEEWdEEWdE
F
reisetzungsrate pro Einzelsubstanz
[pg / (g * d)]
Boden
E - Enzymlösung
W - Wasser
dE - denaturierte Enzymlösung
Abb. 44: Freisetzungsraten der einzelnen Schadstoffgruppen in Abhängigkeit von der
Inkubationsart. Die Schadstoffgruppen sind nach ansteigenden log KOW-Werten
geordnet (siehe Tab. 29).
0,0
1,0
2,0
3,0
4,0
4,0 4,5 5,0 5,5 6,0 6,5 7,0
Log K
O
W
Eluat 1 [E / dE]
Eluat 1 [W / dE]
Trendlinie [E / dE]
Trendlinie [W / dE]
R
elativfreisetzungsraten
Abb. 45: Relativfreisetzungsraten bezogen auf die Werte der Inkubation des Bodens mit der
denaturierten Enzymlösung (dE) im Eluat 1 in Abhängigkeit vom log KOW-Wert
(siehe Tab. 29). W – Wasser, E – Enzymlösung
Wie bereits im Kapitel 17.2.5 erwähnt wurde, sind die log KOW-Werte ein Maß für die
Polarität bzw. Wasserlöslichkeit der Schadstoffgruppen und können zur Ermittlung
eventueller Einflüsse der Stoffeigenschaften herangezogen werden.
Die Quotienten [W/dE] der Schadstofffreisetzungen in Abb. 45 schwanken um den Wert
1,0. Es ist kein deutlicher Einfluss auf die Freisetzungsraten durch Inkubation des Bodens
110 DER EINFLUSS POLYSACCHARIDSPALTENDER ENZYME
mit denaturiertem Enzym erkennbar ist und auch die sinkende Polarität (zunehmender log
KOW-Wert) ist für diesen Vergleich nicht von Bedeutung.
Betrachtet man allerdings den Quotienten [E/dE] der Schadstofffreisetzungen wird ein
deutlicher Anstieg der Relativfreisetzungsraten sichtbar. Des Weiteren zeigt sich, dass
sich mit zunehmendem log KOW-Wert die Auswirkungen des Einflussfaktors Enzymlösung
deutlicher bemerkbar machen. So erhöhen sich vor allem die Freisetzungsraten der
unpolareren TetraCl- und PentaCl-BP und der TetraCl-OHBP merklich durch die
Inkubation des Bodens mit der Enzymlösung (entsprechende log KOW-Werte können Tab.
29 im Kapitel 17.2.5 entnommen werden). Demnach ist also die Intensität der Freisetzung
der einzelnen Schadstoffgruppen, die der Faktor Enzyminkubation des Bodens bewirkt,
abhängig von der Polarität der Stoffe und nimmt, wie bereits für den Salzeffekt ermittelt
wurde, mit steigenden log KOW-Werten, also abnehmender Polarität der Substanzen zu.
Interessant ist zudem, dass die Enzymlösung auf die Freisetzungsraten der OH-PCB im
Vergleich zu den PCB eine stärkere Wirkung zeigt, als anhand der log KOW-Werte zu
erwarten wäre. Dies könnte ein Hinweis darauf sein, dass die OH-PCB häufiger an
Polysaccharid-Strukturen des Bodens gebunden sind als die PCB und durch den Einsatz
der entsprechenden Enzyme vermehrt freigesetzt wurden.
Freigesetzte Mengen der verschiedenen Schadstoffgruppen in den Eluaten ermittelt als
Freisetzung vom Inventar pro Jahr
Wie bereits im Kapitel 17.2.4 erläutert, wurden auch für diesen Versuch die Daten der
Freisetzungsraten pro Tag in Inventarbezogene Freisetzungsraten umgerechnet. Die
Auswertung erfolgte wie im Kapitel 18.3.6 beschrieben mittels 2-faktorieller ANOVA.
Trotz log10-Transformation der Daten, konnte keine Normalverteilung erreicht werden
(W = 0,9468, p < 0,0092). Die Voraussetzung der Varianzenhomogenität war dadurch
allerdings erfüllt (Chi2 = 0,40/13,43/22,33, p = 0,9999/0,9419/0,7326). Die Ergebnisse aus
den verschiedenen ANOVA und Post hoc-Tests sind dem Anhang D Tab. 70, Tab. 71,
Tab. 72, Tab. 73 und Tab. 74 zu entnehmen.
Werden die inventarbezogenen Freisetzungsraten der einzelnen Schadstoffgruppen nach
dem Einfluss der verschiedenen Inkubationsarten untersucht (Abb. 46), findet man die
höchsten Freisetzungen beim Vergleich aller Schadstoffgruppen und Inkubationsarten für
die DiCl-BP, die aus dem Enzym-inkubierten Boden eluiert wurden. Die geringsten
Mengen werden jeweils von den Tetra- und PentaCl-BP und den PAK 2 freigesetzt.
Innerhalb der Gruppen der PCB und PAK ergibt sich somit eine starke Polaritäts-
Abhängigkeit der freigesetzten Mengen bezogen auf die Gesamtgehalte im Boden.
Allerdings trifft diese Aussage nicht für die OH-PCB zu. Wiederum wird deutlich, dass die
Polarität bzw. der log KOW-Wert allein das Freisetzungsverhalten organischer Schadstoffe
DER EINFLUSS POLYSACCHARIDSPALTENDER ENZYME 111
nicht ausreichend beschreibt, da sich kein einheitliches Bild ergibt und somit nicht von
einer organischen Schadstoffgruppe auf eine andere geschlossen werden kann.
PAK 1
PAK 2
DiCl-BP
TriCl-OHBP
TriCl-BP
T
etraCl-OHBP
TetraCl-BP
PentaCl-BP
F
reisetzung vom Inventar [% / a]
0
10
20
30
40
50
60
EWdEE W dE E W dE E W dE E W dE E W dE E W dE E W dE
E - Enzymlösung
W - Wasser
dE - denat. Enzymlösung
Abb. 46: Freisetzungsraten der einzelnen Schadstoffgruppen bezogen auf die
Gesamtgehalte im Boden in Abhängigkeit von der Inkubationsart. Die
Schadstoffgruppen sind nach ansteigenden log KOW-Werten geordnet (siehe Tab.
29).
Die Unterschiede bei den Freisetzungsraten der einzelnen Inkubationsarten sind für keine
der untersuchten Schadstoffgruppen signifikant (Anhang D Tab. 74). Generell gilt aber für
alle einzeln betrachteten Schadstoffgruppen, dass die höchsten Freisetzungsraten
bezogen auf das Inventar pro Jahr durch die Inkubation des Bodens mit der Enzymlösung
und die niedrigsten durch die Wasserinkubation erreicht werden. Durch die Inkubation des
Bodens mit der denaturierten Enzymlösung werden nur die DiCl-BP deutlich vermehrt
freigesetzt, was auf einen lösungsvermittelnden Effekt des zusätzlichen
Enzymkohlenstoffs auf diese Schadstoffgruppe hinweisen könnte. Bei allen anderen
Schadstoffgruppen gleichen die Werte der Inkubation mit denaturiertem Enzym denen der
Kontrollinkubation mit Wasser und liegen dabei erkennbar unter denen der
Enzyminkubation. Ein Einfluss der Enzymlösung auf die Freisetzungsraten ist also für alle
Schadstoffgruppen erkennbar.
Der Einfluss der Inkubationsart auf die Halbwertzeiten der Schadstoffgruppen
Wie bereits Kapitel 17.2.6 beschrieben wurde, können anhand der unter kinetisch
kontrollierten Laborbedingungen (Eluat 3) ermittelten freigesetzten Anteile vom Inventar
des Bodens pro Tag Halbwertzeiten der Schadstoffe berechnet werden (Tab. 35).
Der Effekt der Enzyminkubation im Vergleich zur Kontrollinkubation mit denaturiertem
Enzym ist am stärksten für die Halbwertzeiten der PentaCl-BP zu beobachten, die durch
die Enzymbehandlung des Bodens bis zu 2,4 mal schneller als durch die Inkubation mit
112 DER EINFLUSS POLYSACCHARIDSPALTENDER ENZYME
denaturiertem Enzym aus dem Boden eluiert werden. Die Halbwertzeiten der DiCl-BP und
TriCl-BP werden nicht durch die Inkubation des Bodens mit der Enzymlösung beeinflusst.
Für die anderen Schadstoffgruppen werden zwar ebenfalls verringerte Halbwertzeiten
durch die Enzyminkubation im Vergleich zur Inkubation mit denaturiertem Enzym ermittelt,
die Unterschiede sind allerdings nicht so ausgeprägt wie bei den PentaCl-BP.
Halbwertzeit [a]
Schadstoffgruppen Enzym Wasser denat. Enzym
PAK 1 14 19 21
PAK 2 56 84 70
DiCl-BP 3 4 3
TriCl-OHBP 10 16 17
TriCl-BP 14 22 15
TetraCl-OHBP 16 25 29
TetraCl-BP 46 64 52
PentaCl-BP 50 109 118
Tab. 35: Lineare Halbwertzeiten der Schadstoffgruppen in Abhängigkeit von der
Inkubationsart. Die Schadstoffgruppen sind nach ansteigenden log KOW-Werten
geordnet (siehe Tab. 29).
Beim Vergleich der Halbwertzeiten der beiden Kontrollinkubationen zeigt sich ein
beschleunigender Effekt der denaturierten Enzymlösung auf die PAK 2 und die Di-, Tri-
und TetraCl-BP (Faktor 1,2–1,5). Dies weist ebenfalls auf unvollständige Denaturierung
der Enzyme oder einen möglichen Lösungsvermittelnden Effekt der zusätzlichen
Kohlenstoffmengen durch die denaturierten Enzyme hin. Bei den Halbwertzeiten der
anderen Schadstoffgruppen zeigt sich allerdings kein Einfluss der denaturierten
Enzymlösung (t½Wasser/t½denat. Enzym = 0,9), so dass für diese Stoffgruppen die erhöhte
Freisetzung durch Inkubation des Bodens mit Enzymlösung eindeutig auf die
Enzymaktivität zurückgeführt werden kann.
DISKUSSION DER ERGEBNISSE 113
19 Diskussion der Ergebnisse
Der Begriff der hydrophoben organischen Schadstoffe (HOC – Hydrophobic Organic
Contaminants) umfasst eine Vielzahl organischer Xenobiotika in der Umwelt, die schlecht
wasserlöslich und oft resistent gegen biologischen, chemischen und photolytischen Abbau
sind. Dazu zählen sowohl einfache aromatische Verbindungen, wie Benzol, Toluol,
Ethylbenzol und Xylol (BTEX), als auch polyaromatische Kohlenwasserstoffe (PAK) und
polychlorierte Biphenyle. Viele dieser Schadstoffe sind potentiell toxisch, kanzerogen und
mutagen und weisen eine hohe Persistenz in der Umwelt auf. In den Boden gelangen
diese Stoffe beispielsweise durch Niederschlag, Fabrik-Leckagen oder Müllablagerungen.
Der Prozess der Sequestrierung kann bei einer Vielzahl der hydrophoben organischen
Schadstoffe im Boden zu einer verringerten Bioverfügbarkeit und Toxizität führen, obwohl
die Gesamtgehalte dieser Substanzen im Boden unverändert sind. Die Mobilisierung der
Stoffe ist dann nur in geringem Umfang möglich, da diese Schadstoffe oft sehr stark an
das organische Bodenmaterial (SOM) sorbiert sind. Auch die geringe Wasserlöslichkeit
der meisten Stoffe verhindert den Transport in gelöster Form mit dem Bodenwasser.
Umweltfaktoren können die Struktur des organischen Bodenmaterials allerdings stark
beeinflussen und so zu einer gesteigerten Freisetzbarkeit des SOM führen. Die ebenfalls
durch den Mobilisierungs-Prozess freigesetzten hydrophoben organischen Schadstoffe
sind somit wieder im Bodenwasser verfügbar und können in tiefere Bodenschichten und
ins Grundwasser verlagert werden.
Die in dieser Untersuchung verwendeten Böden des Rieselfeldes Berlin-Buch sind
flächendeckend in zum Teil erheblichen Maße mit einer Vielzahl unterschiedlicher
gealterter organischer und anorganischer Schadstoffe belastet und stellen somit ein
hohes potentielles Risiko für die Umwelt und höhere Organismen dar. Faktoren, die das
Ausmaß und die Kinetik der Schadstofffreisetzung aus kontaminierten Böden
beeinflussen, sind allerdings bisher nur wenig bekannt. Vorangegangene Studien im
Fachgebiet Wasserreinhaltung hatten gezeigt, dass Elutionsversuche ein geeignetes
Mittel sind, um Desorptionsvorgänge organischer Stoffe im Boden zu untersuchen und
Einflüsse verschiedenster Faktoren (z.B. Temperatur und Ionenstärke) auf die
Freisetzungsraten sichtbar zu machen. Bisher wurden vor allem Summenparameter
untersucht, die die Mobilisierbarkeit des gesamten organischen Materials aus dem Boden
aufzeigen, allerdings kaum Aussagen zum Freisetzungsverhalten einzelner organischer
Schadstoffgruppen zulassen.
Um die Kenntnisse zur Freisetzbarkeit organischer Schadstoffe aus urbanen Böden zu
vertiefen, wurde in der vorliegenden Arbeit mithilfe von Elutionsversuchen zunächst die
verfügbare Fraktion der gealterten organischen Schadstoffe des verwendeten
114 DISKUSSION DER ERGEBNISSE
Rieselfeldbodens unter kinetisch kontrollierten Laborbedingungen bestimmt.
Anschliessend wurde der Einfluss verschiedener Salzlösungen, der Temperatur und
verschiedener Enzyme auf das Ausmaß der Mobilisierbarkeit der Schadstoffe im
Vergleich zur Freisetzung des gesamten organischen Materials untersucht.
19.1 Schadstoffauswahl
Die für die Versuche ausgewählten hydrophoben organischen Schadstoffe sollten im
Rieselfeldboden gefährdungsrelevante Konzentrationen aufweisen und in
quantifizierbaren Mengen im Wasser löslich bzw. unter bestimmten Versuchsbedingungen
in den wässrigen Eluaten analysierbar sein. Sehr polare Stoffe kamen daher nicht in
Frage, da diese im Laufe der Zeit vermutlich bereits aus dem Oberboden ausgewaschen
worden sind und somit auch gar nicht mehr nachgewiesen werden konnten. Genauso
wenig waren sehr unpolare Substanzen von Interesse, wie z.B. höherkernige PAK und
hochchlorierte PCB, weil unter den gegebenen Laborbedingungen diese Stoffe nicht mit
den wässrigen Lösungen eluiert wurden. Diese Beobachtungen decken sich mit den
Ergebnissen von Reemtsma und Mehrtens (1997) und Enell et al. (2004), die vor allem
PAK mit geringeren Molgewichten und bis zu 4 Ringen in wässrigen Eluaten analysierten.
Auch für die polychlorierten Biphenyle fanden Adeel et al. (1997), dass maximal PCB mit
bis zu 5 Chloratomen mit wässrigen Lösungen eluiert werden können, monochlorierte
PCB allerdings aufgrund guter Wasserlöslichkeit und hoher Bioverfügbarkeit meist nicht
mehr im Boden und in den Eluaten enthalten sind. Andere Substanzen wiederum, wie z.B.
die verschiedensten Phthalate, wurden nicht betrachtet, weil eine Unterscheidung
zwischen der aus dem Boden stammenden Konzentration und Verunreinigungen während
der Aufarbeitung der Extrakte nur mit sehr großem Aufwand möglich gewesen wäre.
Daher wurden die PAK Phenanthren und Anthracen (PAK 1) und Fluoranthen und Pyren
(PAK 2) und die verschiedensten Kongenere der Di- Tri-, Tetra- und Pentachlorobiphenyle
für die Untersuchungen ausgewählt.
Weiterhin zeigte sich, dass auch eine Vielzahl der monohydroxylierten Metabolite der Di-,
Tri-, und TetraCl-BP im Boden enthalten waren, die ebenfalls in den Eluaten detektiert
werden konnten und bisher in Elutionsversuchen noch nicht untersucht worden sind.
Höherchlorierte OH-PCB wurden auch in den Soxhlet-Extrakten der Bodenproben nicht
gefunden, was darauf hindeutet, dass die höherchlorierten PCB zunächst im Boden durch
anaerobe mikrobielle reduktive Dechlorierung zu den Di-, Tri- oder TetraCl-BP-
Kongeneren abgebaut und anschließend weiter aerob oxidiert wurden (Abbauwege vgl.
Kapitel 4.2). Allerdings ist auch ein Eintrag der monohydroxylierten Metabolite der PCB
mit dem verrieselten Abwasser denkbar. PCB werden in Säugern und fischfressenden
Vögeln durch das mikrosomale Cytochrom P450-System zu OH-PCB oxidiert (Abb. 47;
DISKUSSION DER ERGEBNISSE 115
Borlakoglu und Wilkins, 1993; Connor et al., 1997). Vor allem in Säugern sind diese
hauptsächlich an der para-Position hydroxylierten Metabolite relativ stabil und wurden
beim Menschen im Blut, Fettgewebe, in verschiedenen Organen und in der Muttermilch
nachgewiesen (Bergman et al., 1994; Sinajari et al., 1998). Ausgeschieden werden sie
vorwiegend mit dem Kot und Urin und gelangen so in die Umwelt (Klasson-Wehler et al.,
1989). Darling et al. (2004) detektierten beispielsweise im Oberflächenwasser in der Nähe
eines Abwasserrohres einer kommunalen Kläranlage Mono- bis TetraCl-OHBP, während
höher chlorierte OH-PCB ebenfalls nicht gefunden wurden. Die Persistens der
monohydroxylierten PCB-Metabolite im Organismus und in der Umwelt ist Besorgnis
erregend, da sie meist eine höhere Toxizität als die Muttersubstanz aufweisen und
außerdem als endokrine Disruptoren wirken können (Connor et al., 1997; Hovander et al.,
2002). Sie können daher die Fortpflanzung, das Wachstum und die Entwicklung höherer
Organismen beeinflussen und gelten als potentiell kanzerogen.
Cl
Cl
Cl
Cl
n
Cl
Cl
Cl
Cl
O
n
Cl
Cl
Cl
Cl
O
Cl
Cl
Cl
Cl
HO
OH
Cl
Cl
Cl
Cl
Cl
OH
Cl
Cl
Cl
Cl
Cl
Cl
Cl
OH
1,2-Verschiebung
Epoxid-
Öffnung
direkte Addition
Epoxid-
Öffnung
CYP1A
CYP2B
GST
Bildung der MeSO -PCB-Metabolite
2
Abb. 47: Metabolismus der PCB in Säugern durch Enzyme der Cytochrom P450-
Enzymfamilie (nach Letcher et al., 1999). Das Enzym CYP2B greift vorwiegend
Positionen mit Chloratomen in ortho-Stellung an, das Enzym CYP1A die nicht-
ortho-Positionen.
19.2 Elutionsversuche unter kinetisch kontrollierten Laborbedingungen
Die Abschätzung der Mobilisierbarkeit des DOM und hydrophober organischer
Schadstoffe im Labor unter bestimmten Bedingungen wäre mit drei verschiedenen
Verfahren möglich gewesen.
116 DISKUSSION DER ERGEBNISSE
Der statische Schüttel- oder Rührtest (Batch-Versuch) zählt zu den am häufigsten
verwendeten Auslaugtests für anorganische und organische Schadstoffe (Cornelissen et
al., 1999). Allerdings beinhaltet diese Methode einige Nachteile, wie z.B. das Auftreten
von Scherkräften, die vor allem für ein unverhältnismäßiges Ansteigen der Schadstoff-
Desorption verantwortlich sind. Bei einer weiteren Methode wird dem Boden / Wasser-
System ein polymeres Adsorbens (z.B. Tenax®, XAD-Harze) als eine dritte Phase
zugesetzt (Carroll et al., 1994; Cornelissen et al., 1997 und 1999; van Noort et al., 2003).
Durch die Messung des Übergangs eines Schadstoffes von der Boden / Wasser-
Mischung zum Adsorbens ermöglicht dieses Verfahren eine recht gute Abschätzung von
Freisetzungsraten und der Extrahierbarkeit der Schadstoffe. Allerdings sind auch hierbei
die gleichen Nachteile wie bei Verwendung der Batch-Versuche zu beobachten, wenn
diese Methode als statischer Test durchgeführt wird. Des Weiteren besteht die
Möglichkeit einer Überbestimmung der Desorbierbarkeit der Schadstoffe, wenn der
Übergang des Analyten vom Boden zum Sorbens direkt stattfindet.
Eine bessere Methode zur Abschätzung von Freisetzungsraten organischer Stoffe stellen
daher dynamische Säulentests dar. Nicht nur das Fehlen von Scherkräften zählt zu den
Vorteilen dieser Methode gegenüber statischen Verfahren, sondern z.B. auch eine
unproblematische Phasentrennung. Weiterhin sind dynamische Säulentests realen
Feldbedingungen ähnlicher als Batch-Versuche (Jackson et al., 1984). Allerdings wurden
bisher meist Verfahren für anorganische Schadstoffe übernommen und für die Elution
organischer Schadstoffe entsprechend modifiziert, da standardisierte Verfahren für
organische Schadstoffe bisher nicht verfügbar sind. Die häufig verwendete und vom
Deutschen Institut für Normung (DIN) vorgeschlagene Methode DIN V 19736 beinhaltet
die Verwendung aufrechtstehender Bodensäulen, durch die das Elutionsmittel mit
konstanter Geschwindigkeit gepumpt wird. Allerdings werden hierbei die Eluate ungefiltert
in Gefäßen gesammelt, die ein organisches Lösungsmittel enthalten.
Für die vorliegende Arbeit war vor allem von Bedeutung, dass bei den Elutionsversuchen
keine Sättigung der Wasserphase mit den Schadstoffen auftritt, um den Einfluss der
verschiedenen Faktoren auf die Mobilisierbarkeit organischer Stoffe beobachten zu
können. Wie bereits erwähnt, hatten Wehrer und Totsche (2003) bemerkt, dass die
Durchführung von Säulenexperimenten unter Gleichgewichtsbedingungen trotz
unterschiedlicher Einflussfaktoren zu gleichen Ergebnissen und somit Equifinalität führen
kann und daher kinetisch-kontrollierte Versuchsbedingungen notwendig sind. Diese
Bedingungen können durch Flussunterbrechungsexperimente überprüft und
gegebenenfalls durch Verändern der Flussrate eingestellt werden (Brusseau et al., 1997;
Wehrer und Totsche, 2003). Die Konzentration der gelösten Stoffe im Eluat ist daher nicht
vorrangig abhängig von ihrer Löslichkeit, sondern z.B. ihrer Diffusionsfähigkeit durch die
DISKUSSION DER ERGEBNISSE 117
Poren der Bodenstruktur. Faktoren, die einen Einfluss auf diese Struktur haben, sollten
demnach eine Verringerung oder Beschleunigung der Freisetzungsrate zur Folge haben
und somit einen starken Einfluss auf die Mobilisierbarkeit dieser Stoffe.
In einem ersten Versuch konnte mithilfe der Flussunterbrechung gezeigt werden, dass der
Versuchsaufbau eine kinetisch-kontrollierte Freisetzung sowohl des gesamten
organischen Materials als auch der einzelnen ausgewählten Schadstoffgruppen
ermöglicht. Diese Beobachtungen stehen im Gegensatz zu den von Wehrer et al. (2003)
ermittelten Ergebnissen, die für die PAK keine ratenlimitierte Freisetzung ableiten konnten
und somit einen löslichkeitslimitierten Verteilungsprozess für diese Schadstoffgruppe
zugrunde legten.
Auch Enell et al. (2004) vermuteten, dass die gleichmäßig beobachteten
Freisetzungsraten der von ihnen untersuchten PAK auf der Einstellung von
Verteilungsgleichgewichten beruhten, d.h. höhere Freisetzungsraten der PAK nicht
beobachtet werden könnten. Die von Reemtsma und Mehrtens (1997) vorgeschlagenen
kurzen Elutionssäulen zur Vermeidung von Chromatographieeffekten wären daher auch
nicht nötig, weil die Stoffkonzentrationen im Wasser bereits maximale Werte erreicht
hätten. Die von ihnen ermittelte Kontaktzeit des Eluenten mit dem Boden betrug allerdings
etwa 30 min, was für eine Gleichgewichts-Einstellung des Systems vermutlich zu kurz ist.
Auch die in der vorliegenden Arbeit ermittelte Kontaktzeit von ca. 190 min (Kapitel 11.1)
bei ähnlichem Versuchsaufbau deutet daraufhin, dass Enell et al. (2004) ebenfalls eher
ratenlimitiert als löslichkeitslimitiert gearbeitet haben und maximale Werte der PAK im
Eluat noch nicht erreicht wurden. Die Unklarheit über die Art der Versuchsbedingungen
birgt somit auch ein hohes Fehlerpotential bei der Bewertung eines Schadstoffs. Um das
Ausmaß der Gefährdung richtig einschätzen und die Ergebnisse entsprechend
interpretieren zu können, sollten Elutionsversuche daher zunächst immer auf die Art der
Desorption hin untersucht werden (Wehrer und Totsche, 2003).
Die Polarität der Stoffe kann dabei eine große Rolle spielen, vor allem, wenn mehrere
Schadstoffgruppen mit stark unterschiedlicher Polarität untersucht werden. Während die
Versuchbedingungen für hydrophile Stoffe aufgrund der höheren Wasserlöslichkeit noch
deutlich kinetisch-kontrolliert sind, können die Freisetzungsraten hydrophober Stoffe
möglicherweise bereits auf der Einstellung des Verteilungsgleichgewichtes beruhen
(Wehrer und Totsche, 2003). Die für die vorliegende Arbeit ausgewählten hydrophoben
organischen Schadstoffe deckten einen relativ engen Polaritätsbereich ab (log KOW 4,4–
7,0), so dass die Versuchsbedingungen für alle Stoffgruppen geeignet waren, um
Einflussfaktoren auf die Freisetzungsraten zu beobachten. Wie in Tab. 36 gezeigt ist,
wurden außerdem bei allen Versuchen Schadstoffkonzentrationen in den Eluaten
gemessen, die deutlich unterhalb der maximalen Wasserlöslichkeit der Substanzen lagen.
118 DISKUSSION DER ERGEBNISSE
Für die OH-PCB wurden keine Angaben über Wasserlöslichkeiten gefunden, es kann
aber davon ausgegangen werden, dass aufgrund der log KOW-Werte und der OH-Gruppe
die Löslichkeiten höher als die der PCB-Muttersubstanzen sind und somit in den Eluaten
keinesfalls maximal mögliche Konzentrationen erreicht wurden. Daher kann zusätzlich
ausgeschlossen werden, dass sich während der Versuche ein Verteilungsgleichgewicht
einstellen konnte.
Schadstoffgruppe
Log KOW
Wasserlöslichkeit
[µg/L]
Cmax
in den Eluaten
[µg/L]
DiCl-BP 5,0 1000 – 2100 0,04
TriCl-BP 5,7 100 – 400 0,12
TetraCl-BP 6,3 17 – 200 0,07
PentaCl-BP 7,0 4 – 30 0,04
DiCl-OHBP 4,6 k.A. 0,07
TriCl-OHBP 5,2 k.A. 0,05
TetraCl-OHBP 5,9 k.A. 0,09
PAK 1 4,4 70 - 1290 0,23
PAK 2 4,9 140 - 260 0,06
Tab. 36: Vergleich der Wasserlöslichkeiten der einzelnen Schadstoffgruppen ( nach
Harberer et al., 1996; Wang et al., 2003; Martinez et al., 2004) mit den höchsten in
den Eluaten gefundenen Konzentrationen (Cmax). Die Werte beziehen sich jeweils
auf eine Einzelsubstanz. (k.A. – keine Angaben gefunden).
Der Nachteil dynamischer Säulentests im Vergleich zu statischen Methoden liegt vor
allem in der relativ schlechten Reproduzierbarkeit (= hohe Standardabweichung) der
Ergebnisse (Jackson et al., 1984). Das analytische Leistungskriterium validierter
Methoden nach DIN EN ISO/IEC 17025 (2005) sieht eine Varianz von < 15 % für die
Reproduzierbarkeit vor. Mit dem verwendeten Elutionsaufbau schwankten die Werte
allerdings zwischen 3 - 20 % für die Messungen des gesamten organischen Materials
(SAK254 nm) und zwischen 4 – 36 % für die der einzelnen Schadstoffgruppen, so dass das
Leistungskriterium nicht immer eingehalten werden konnte. Dies liegt vor allem in der
Inhomogenität des Bodenmaterials begründet, das zum Teil Agglomerate bis zu einem
Durchmesser von 2 cm mit vermutlich deutlich höheren Schadstoffanteilen enthielt. Der
Boden wurde zwar durch Mischen homogenisiert und die Agglomerate weitestgehend
beim Sieben entfernt, dennoch kann nicht ausgeschlossen werden, dass die Verteilung
der organischen Stoffe im Rieselfeldboden inhomogen war und dies somit
ungleichmäßige Gehalte in den Säulen verursachte. Auch analytische Unsicherheiten
durch die Vielzahl der Aufarbeitungsschritte können zu den beobachteten Schwankungen
DISKUSSION DER ERGEBNISSE 119
der Varianz beigetragen haben. Weiterhin kann es zur Ausbildung von Kanälen im Boden
und Chromatographieeffekten während der Elution kommen, so dass freigesetzte
hydrophobe organische Schadstoffe wieder re-adsorbiert werden können und die
gemessenen Freisetzungsraten dadurch stark variieren. Diese Probleme wurden
allerdings durch die Verwendung kurzer Säulen beseitigt, wie sie bereits von Reemtsma
und Mehrtens (1997) vorgeschlagen wurden.
Trotz der mäßigen Reproduzierbarkeit konnte gezeigt werden, dass der verwendete
Versuchsaufbau geeignet war, verschiedene Einflüsse auf die Mobilisierbarkeit
organischer Stoffe im Boden sichtbar zu machen. Vor allem die statistische Auswertung
der Ergebnisse erlaubte eindeutige Aussagen zu signifikanten Veränderungen und bot
auch bei wenig Wiederholungen genügend Sicherheit, um die Nullhypothese nicht
fälschlicherweise abzulehnen. Allerdings muss auch davon ausgegangen werden, dass
einige signifikante Unterschiede dadurch übersehen wurden.
19.3 Der Einfluss von Salzen auf das Freisetzungsverhalten organischer
Stoffe
Wie im Kapitel 7.1 beschrieben, können gelöste Salze die Struktur des organischen
Bodenmaterials derart verändern, dass es zur einer verstärkten, aber auch verringerten
Mobilisierung und Freisetzung des SOM kommt. Vermutlich ist die Verfügbarkeit
organischer Schadstoffe, je nach dem Ort der Anlagerung an das organische
Bodenmaterial, aufgrund der Strukturänderung des SOM daher in ähnlicher Weise
beeinflusst. Die Ergebnisse dieser Untersuchung sind folglich nicht nur geeignet, die
Reaktion organischer Schadstoffe auf zusätzlichen Salzeintrag im Boden im Vergleich
zum gesamten organischen Material aufzuzeigen, sondern auch, durch die Möglichkeit
der sequentiellen Elution mittels unterschiedlich starker Salzlösungen, bevorzugte
Sorptionsplätze der Schadstoffe am SOM aufzuklären.
In diesem Versuch wurden drei Salzlösungen (Ca(NO3)2, NaNO3 und ein Phosphat-Puffer)
mit einer Konzentration von 50 mM und deionisiertes Wasser als Elutionsmittel eingesetzt
und in Hinblick auf das Ausmaß der Freisetzung des gesamten organischen Materials und
ausgewählter organischer Schadstoffe untersucht. Die Auswahl und Konzentration der
Elutionsmittel orientierte sich an den von Reemtsma et al. (1999) verwendeten Lösungen.
Die CaCl2-Lösung wurde für die vorliegende Arbeit durch eine Ca(NO3)2-Lösung ersetzt,
um eventuell AOX-Messungen durchführen zu können und da sich gezeigt hatte, dass
das Anion, sofern es Nitrat oder Chlorid ist, keinen Einfluss auf die Freisetzung des
gesamten organischen Materials hat. Die eingesetzte Salzkonzentration sollte während
der Elution möglichst stabil bleiben und nicht durch anorganische Ionen im Boden
beeinflusst werden. Reemtsma et al. (1999) hatten ermittelt, dass Salzlösungen mit
120 DISKUSSION DER ERGEBNISSE
Konzentrationen von 2 mM und 10 mM zu schwach sind und die geforderten Kriterien
nicht erfüllen, während Lösungen mit einem Salzgehalt von 50 mM für die Versuche
geeignet sind.
Die Leitfähigkeit der verwendeten Eluenten lag zwischen 4,5 - 5,5 mS/cm für die NaNO3-
Lösung und den Phosphatpuffer und zwischen 8,5 - 9,7 mS/cm für die Calcium-Lösung.
Nach Achtnich (1980) werden Abwässer mit einer Leitfähigkeit zwischen 3,0 - 6,0 mS/cm
als sehr stark salzhaltig eingestuft und eine salzhaltiges Abwasser mit einer Leitfähigkeit
> 2,55 mS/cm wird nur noch für gut salzverträgliche Pflanzen als Bewässerungswasser
empfohlen. Obwohl diese hohen Salzgehalte der Eluenten als analytische Strategie
gedacht waren, handelt es sich dennoch um Konzentrationen, die vor allem in ariden
Gebieten auch in Abwässern, die zur Bewässerung verwendet werden, zu finden sind, da
im Rahmen der konventionellen Klärtechnik Salze im Abwasser nicht eliminiert werden.
Beispielsweise ist in Tunesien der Grenzwert für einen noch tolerierbaren Salzgehalt von
Bewässerungswasser auf 7,0 mS/cm festgesetzt (Neubert, 2003). Somit muss davon
ausgegangen werden, dass die in den Versuchen verwendeten Salzkonzentrationen auch
unter Feldbedingungen in den Boden eingetragenen werden können.
Die bereits von Reemtsma et al. (1999) beobachteten Effekte der erhöhten Freisetzung
durch die Phosphatlösung und verringerte Freisetzungsraten durch den Calcium-Eluenten
im Vergleich zur Elution mit deionisiertem Wasser konnten für das gesamte organische
Material (DOC) bestätigt werden. Interessant ist hierbei allerdings, dass bei der
Auftragung des spezifischen Absorptionskoeffizienten (SUVA) im Vergleich zur Elution mit
deionisiertem Wasser das Verhältnis SAK254 nm zu DOC bei Verwendung des Calcium-
Eluenten deutlich größer und mit der Phosphat-Lösung kleiner wird. Dieser Befund
widerspricht den Ergebnissen von Reemtsma et al. (1999), die erhöhte SUVA-Werte
durch Elution mit dem Phosphat-Eluenten und die niedrigsten Werte für den Calcium-
Eluenten ermittelten, wobei die höchsten Werte durch Elution mit deionisiertem Wasser
erreicht wurden.
Geht man davon aus, dass mit dem Calcium-Eluenten vor allem stark polares,
niedermolekulares organisches Material (NMOM; < 1000 g/mol) freigesetzt wird und der
Phosphat-Eluent zusätzlich höhermolekulares organisches Bodenmaterial (HMOM) mit
geringer Polarität mobilisieren kann (Reemtsma et al., 1999), so deutet das Ergebnis
daraufhin, dass das NMOM des in diesem Versuch verwendeten Bodens mehr
aromatische Bestandteile und das HMOM geringere Mengen an Aromaten als der von
Reemtsma et al. (1999) eingesetzte Boden enthält.
Die Reihenfolge der Elutionskraft der Salzlösungen für das gesamte organische Material
bestätigt sich auch bei der Betrachtung der einzelnen Schadstoffgruppen. Generell
wurden für alle Schadstoffgruppen die höchsten Freisetzungsraten durch Elution mit dem
DISKUSSION DER ERGEBNISSE 121
Phosphat-Eluenten im Vergleich zur Wasser-Elution ermittelt und die geringsten durch die
Elution mit dem Calcium-Eluenten. Wie bereits im Kapitel 7.1 beschrieben wurde, lässt
sich die Abfolge der Elutionsstärken für das gesamte organische Material über die
Wechselwirkungen der gelösten Elektrolyte mit dem weitgehend anionischen organischen
Bodenmaterial erklären. Aufgrund der Ergebnisse lassen sich diese Zusammenhänge
auch auf die Eluierbarkeit organischer Schadstoffe übertragen. So verringert die
Ausbildung von Calcium-Komplexen und Calcium-Brücken die Eluierbarkeit des
organischen Bodenmaterials und daran gebundener Schadstoffe, während Phosphat
aufgrund seiner starken Affinität zum Calcium eine Umkomplexierung des Calciums
heraus aus dem organischen Material des Bodens hinein in Phosphatkomplexe bewirkt
und dadurch die Verfügbarkeit sowohl des organischen Bodenmaterials als auch der
Schadstoffe steigert. Calciumlösungen bewirken somit eine Verfestigung der Struktur der
organischen Bodenphase, während Phosphatlösungen diese Strukturen auflockern. Auch
Natrium-Ionen sind in der Lage, Calcium aus einem Teil seiner organischen Komplexe zu
verdrängen und erhöhen aufgrund der Austauscherwirkung die Eluierbarkeit der an das
SOM sorbierten Schadstoffe. Dagegen sind für die Elutionsstärke des deionisierten
Wassers vermutlich elektrostatische Effekte verantwortlich.
Eine besondere Rolle spielt die Polarität der Substanzen. Je unpolarer die Schadstoffe
sind, desto stärker ist das Freisetzungsverhalten durch die verschiedenen Elutionsmittel
beeinflussbar. Für die Schadstoffgruppen der Tetra- und PentaCl-BP sind die
Freisetzungsraten bezogen auf das Inventar z.B. durch Elution mit der Phosphatlösung
besonders stark erhöht, während sich dieser Einfluss bei den PAK nur schwach
bemerkbar macht.
Da mit zunehmender Hydrophobizität der Stoffe auch deren Molekülgröße ansteigt (Liu
und Roy, 2000) und hydrophobe Stoffe daher in ihrer Diffusivität eingeschränkt sind,
beeinflusst die durch den Phosphateluenten ausgelöste Lockerung der Festigkeit der
organischen Bodenphase die Mobilität der hydrophoben Stoffe stärker.
Geht man von einer Carrier-Funktion des DOM aus, lässt sich die Reaktion der
hydrophoberen Schadstoffgruppen möglicherweise auch auf den höheren Anteil
hochmolekularen Materials, das durch die Phosphat-Elution mobilisiert wird, zurückführen.
Größere Moleküle des OM enthalten mehr hydrophobe Anlagerungsmöglichkeiten für
unpolare Stoffe als niedermolekulare. Wird die Freisetzung des HMOM durch den
Phosphat-Eluenten erhöht, sollten sich somit auch die Freisetzungsraten der daran
assoziierten Schadstoffe erhöhen. Eine verringerte Mobilisierbarkeit der höherpolymeren
Anteile sollte somit zu einer stärker verringerten Freisetzungsrate der daran angelagerten
Stoffe führen. Weniger hydrophobe Stoffe sind demnach geringer von diesen Einflüssen
betroffen, da sie sowohl an höher- als auch an niedermolekulares Material gebunden sein
122 DISKUSSION DER ERGEBNISSE
können. Eine Carrier-Funktion des DOM und anderer Partikel und Kolloide für den
Schadstofftransport in tiefere Bodenschichten wurde bereits mehrfach für HOC wie die
PCB oder PAK vermutet (McCarthy und Zachara, 1989; Maxin und Kögel-Knaber, 1995;
Guggenberger et al., 1996; Marschner, 1999; Krauss et al., 2000).
Beim Vergleich der freigesetzten Mengen des gesamten organischen Materials (DOC) mit
denen der einzelnen Schadstoffgruppen wird diese These unterstützt. Der Phosphat-
Eluent führt zu einem deutlich geringeren Schadstoffanteil am DOC für alle Substanzen
die hydrophiler als die Tetra- und PentaCl-BP sind. Bei Verwendung der Calcium-Lösung
ist der Anteil der polareren Schadstoffgruppen am DOC deutlich erhöht und deutet somit
auf eine stärkere Assoziation dieser Stoffe an niedermolekulares polareres Material hin,
wobei sich ein Maximum für Schadstoffe mit einem log KOW-Wert zwischen 4,9 - 5,7
abzeichnet. Der höchste Anteil am DOC wird für die polarsten Vertreter der ausgewählten
Schadstoffgruppen (PAK 1 und DiCl-OHBP) bei Verwendung mit deionisiertem Wasser
beobachtet. Auch Kukkonen et al. (1990) ermittelten für TetraCl-BP eine hohe Affinität für
neutrale hydrophobe Bestandteile des gelösten organischen Bodenmaterials, während
höherkernige PAK wie das Benzo[a]pyren bevorzugt an saure hydrophobe Bestandteile
sorbierten. Des Weiteren stimmen die Vermutungen mit den Ergebnissen von Reemtsma
et al. (1999) überein, die durch sequentielle Festphasenextraktion mit deionisiertem Was-
ser mit Abstand die höchsten Anteile polaren Materials eluieren konnten, da die Wirkung
des deionisierten Wassers darauf beruht, dass dieser Eluent mangels Ionenstärke die
elektrostatischen Ladungen der organischen Polyanionen nicht abzuschirmen vermag und
sich diese deshalb durch elektrostatische Abstoßung in Lösung begeben. Daraus
resultiert eine hohe Polarität des gelösten organischen Materials.
Betrachtet man also die Möglichkeit einer OM-gesteuerten Freisetzung der Schadstoffe,
deuten die Ergebnisse somit daraufhin, dass nicht nur das organische Material fraktioniert
eluiert werden kann, sondern auch die mit dem organischen Material des Bodens
assoziierten organischen Schadstoffe.
Des Weiteren ist mit ansteigender Hydrophobizität innerhalb einer Schadstoffgruppe ein
Absinken der Inventar-bezogenen Freisetzungsraten zu beobachten, was wiederum
neben der schlechteren Wasserlöslichkeit auch auf die geringe Diffusivität der größeren,
hydrophoberen Moleküle zurückzuführen ist. Eine Kombination kinetischer und thermody-
namischer Effekte auf die Mobilisierbarkeit der Schadstoffe ist daher wahrscheinlich.
Allerdings sind die Freisetzungsraten der PAK, der Schadstoffgruppe mit der höchsten
Polarität in den Versuchen, nicht mit denen der PCB oder OH-PCB vergleichbar. Anhand
der log KOW-Werte und der Gesamtgehalte im Boden würde man für die PAK deutlich
höhere Inventar-bezogene Freisetzungsraten im Vergleich zu den PCB und OH-PCB
erwarten. Stattdessen sind die Freisetzungsraten der PAK 1 geringer als die der weniger
DISKUSSION DER ERGEBNISSE 123
polaren Di-ClBP und das Freisetzungsverhalten der PAK 2 ist sogar mit dem der
unpolarsten untersuchten Schadstoffgruppen (TetraCl- und PentaCl-BP) vergleichbar.
Ein Grund für die niedrigen PAK-Freisetzungsraten können Verluste durch Filtration der
Eluate in der Elutionsapparatur sein. Es wurden zwar Glasfaserfilter (ca. 0,45 µm
Porendurchmesser) eingesetzt, um die Sorption an das Filtermaterial zu minimieren
(Reemtsma und Mehrtens, 1997; Enell et al., 2004), dennoch besteht die Möglichkeit,
dass PAK an größere Partikel sorbiert vom Filter zurückgehalten wurden und nicht in die
Eluate gelangten. Verluste durch Sorption an die Elutionsapparatur betrachteten
Reemtsma und Mehrtens (1997) für weniger hydrophobe PAK allerdings als gering im
Vergleich zu den in den Eluaten gemessenen Konzentrationen. Ebenso ermittelten Lung
et al. (2000) für Tri-, Tetra- und PentaCl-BP nur geringfügige Verluste (< 5 % der
Konzentration in wässrigen Lösungen) innerhalb 24 Stunden an Glasgeräte. Auch in der
vorliegenden Arbeit betrug der Verlust durch Sorption an Glas- und Teflon-Materialien
während der Elution weniger als 5 % der Gesamtkonzentrationen in den Eluaten (Daten
nicht gezeigt).
Ein weiterer Grund kann die unterschiedlich starke Sorption der PAK und PCB an Böden
und Sedimente sein, was beispielsweise die Bioverfügbarkeit und Mobilisierbarkeit
organischer Schadstoffe merklich beeinflusst. Aufgrund stärkerer Wechselwirkungen mit
aromatischen Strukturen des SOM zeigen die PAK trotz gleicher oder ähnlicher log KOW-
Werte eine höhere Affinität für das organische Bodenmaterial als die PCB (Chiou et al.,
1998; Krauss et al., 2000; Krauss und Wilcke, 2002). Die Neigung der Schadstoffe, sich
an das SOM anzulagern, wird über den Boden-Wasser-Verteilungskoeffizienten KOC
bestimmt, wobei der Koeffizient für die PAK in Abhängigkeit vom Bodenmaterial bis zum
Faktor 100 größer sein kann, als der KOC für die PCB (Krauss und Wilcke, 2002).
Weiterhin wird vermutet, dass PCB bis zu einem log KOW von 6 und PAK bis zu einem
log KOW von 5 im Bodenwasser echt gelöst transportiert werden, wobei die PCB bis zu
zehnmal mobiler sind als die PAK aufgrund der schwächeren Bindung an das SOM
(Krauss et al., 2000).
McGroddy et al. (1996) und van Noort et al. (2003) beobachteten außerdem einen
Einfluss der Planarität organischer Schadstoffe auf das Desorptionsverhalten. PAK und
planare PCB sorbieren deutlich stärker an das SOM als unplanare Verbindungen und sind
somit viel schlechter mobilisierbar.
Somit konnte gezeigt werden, dass es möglich ist, unter kinetisch kontrollierten
Versuchsbedingungen mit Salzlösungen die Struktur des organischen Bodenmaterials
derart zu verändern, dass das Freisetzungsverhalten und somit die Halbwertzeiten
hydrophober organischer Schadstoffe im Boden deutlich beeinflusst werden. Die Effekte
können für unterschiedliche Schadstoffgruppen verschieden stark ausfallen. Der log KOW-
124 DISKUSSION DER ERGEBNISSE
Wert besitzt allerdings nur eine begrenzte Aussagekraft zur Beschreibung der
Mobilisierbarkeit der Stoffe unter bestimmten Bedingungen und kann nicht dazu
verwendet werden, um von einer Schadstoffgruppe auf die nächste zu schließen.
Vielmehr müssen neben der Polarität auch weitere Eigenschaften des organischen
Bodenmaterials und der Schadstoffgruppen mit einbezogen werden, wie z.B. der
Aromatenanteil und die Molekülstruktur. Die Wahl des Elutionsmittels lässt zudem
Aussagen über bevorzugte Sorptionsstellen der einzelnen Schadstoffe am OM zu.
19.4 Der Einfluss der Temperatur auf das Freisetzungsverhalten der
organischen Stoffe
Der Effekt der Temperatur auf die Geschwindigkeit chemischer Reaktionen ist hinreichend
bekannt. Aufgrund gesteigerter Molekülbewegungen bei höheren Temperaturen würde
man auch für Schadstoffe im Boden eine beschleunigte Diffusion erwarten und somit
höhere Freisetzungsraten als bei niedrigeren Temperaturen. Auch ein beschleunigter
Abbau des SOM durch gesteigerte mikrobielle Aktivität bei höheren Temperaturen kann
eine erhöhte Freisetzung des organischen Materials und daran gebundener Schadstoffe
bewirken. Schließlich ist bei höheren Temperaturen auch die Löslichkeit erhöht.
Die Temperaturversuche wurden in einer Klimakammer durchgeführt, die eine konstante
Umgebungstemperatur gewährleistete, und der Boden und die Elutionslösungen wurden
vor dem Versuch bei der entsprechenden Temperatur zunächst für 24 Stunden
temperiert. Die möglichen Temperaturen waren allerdings auf einen Bereich zwischen
5 °C und 20 °C limitiert, so dass nur ein relativ geringer Temperaturbereich untersucht
werden konnte. Vor allem für die Untersuchung der einzelnen Schadstoffgruppen ergaben
sich dadurch Probleme, da größere Temperatur-Abstände nötig gewesen wären, um
eindeutige Effekte zu erzeugen. Auch Marschner (1997) beobachtete in einem
Temperaturbereich zwischen 5 °C und 30 °C zum Teil nicht konsistente Desorptionsraten
des DOC und der von ihm untersuchten PAK und PCB.
Dennoch ist ein genereller Trend sowohl für das Freisetzungsverhalten des gesamten
organischen Materials als auch für die einzelnen Schadstoffgruppen erkennbar – nämlich,
eine gesteigerte Freisetzungsrate bei Erhöhung der Temperatur und damit verbunden
verringerte Halbwertzeiten der organischen Schadstoffe im Boden.
Interessant ist auch hierbei die Betrachtung des SUVA. Vor allem bei Verwendung der
Elutionsmittel NaNO3 und Ca(NO3)2 zeigt sich der höchste aromatische Anteil am DOC
bei niedrigeren Temperaturen. Auch bei Verwendung des deionisierten Wassers als
Elutionsmittel ist dieser Effekt noch leicht zu erkennen, während der mit dem Phosphat-
Eluenten freigesetzte aromatische Anteil bei allen drei untersuchten Temperaturen (5, 15
und 20 °C) gleich bleibt. Eine Erklärung dafür könnte sein, dass bei Verwendung des
DISKUSSION DER ERGEBNISSE 125
Calcium- und Natrium-Eluenten der Anteil des freigesetzten, weniger aromatischen
HMOM (siehe Kapitel 19.3) aufgrund beschleunigter Diffusion oder höherer Abbauraten
des SOM mit zunehmender Temperatur ansteigt. Der Anteil aromatischer Verbindungen
an der Gesamtmenge des organischen Materials wird dadurch geringer. Im Gegensatz
dazu mobilisiert der Phosphat-Eluent aufgrund der starken Elutionskraft bei jeder
Temperatur auch höhermolekulares Materials aus dem Boden. Unterschiede beim SUVA
sind somit nicht erkennbar.
Betrachtet man allerdings die Freisetzungsraten der einzelnen Schadstoffgruppen im
Vergleich zur Menge des DOC, ergibt sich ein komplexeres Bild. Hydrophilere Stoffe, wie
die PAK 1, PAK 2, DiCl-BP und Di- und TriCl-OHBP, zeigen den höchsten Anteil am DOC
bei niedrigeren Temperaturen. Dieser Befund lässt vermuten, dass diese
Schadstoffgruppen somit vor allem mit niedermolekularem Material im Boden assoziiert
sind und dadurch ihr Anteil am DOC bei höherer Temperatur durch den Anstieg des
freigesetzten hochmolekularen Materials sinkt. Betrachtet man hierzu auch gleichzeitig die
Ergebnisse der Salzeffekte, wird diese Theorie unterstützt. Wie bereits im vorigen
Abschnitt beschrieben, werden die größten Anteile dieser Stoffe am DOC entweder mit
deionisiertem Wasser oder mit dem Calcium-Eluenten mobilisiert, welcher vor allem zur
Freisetzung niedermolekularen, polaren Materials aus dem Boden führt. Während der
Einsatz des Phosphat-Eluenten, auch verstärkt hochmolekulares, hydrophobes Material
freisetzt und die geringsten Schadstoffanteile bewirkt. Hydrophobere Stoffe, wie die Tetra-
und PentaCl-BP, werden stärker durch den Phosphat-Eluenten beeinflusst. Sie sind somit
stärker mit hochmolekularem Material assoziiert, was auch dadurch zum Ausdruck
kommt, dass die höchsten Anteile am DOC bei 20 °C erreicht werden, wo vermehrt
hochmolekulares Material freigesetzt wird, und die niedrigsten bei 5 °C.
Somit konnte auch für den Faktor Temperatur ein Einfluss auf die Freisetzungsraten
organischer Stoffe im Boden nachgewiesen werden. Auch hierbei ist das Ausmaß des
Effektes auf die hydrophoben organischen Schadstoffe zu allererst abhängig von der Art
des DOC und den Eigenschaften der Schadstoffe und nicht unmittelbar von der Menge
des gelösten organischen Bodenmaterials.
19.5 Der Einfluss der Enzyme auf die Freisetzungsraten organischer
Stoffe
Eine gesteigerte Aktivität hydrolysierender Enzyme im Boden kann zu verstärkten
Strukturänderungen der organischen Bodenphase führen und dadurch eine erhöhte
Mobilisierbarkeit des gesamten organischen Materials und einzelner organischer
Schadstoffgruppen bewirken. Der Zusatz bodentypischer Enzyme zum Boden, die in der
Lage sind, chemische Bindungen des SOM aufzubrechen oder umzuwandeln, bietet
126 DISKUSSION DER ERGEBNISSE
daher nicht nur die Möglichkeit, den Einfluss der Enzyme auf die Verfügbarkeit
organischer Stoffe zu untersuchen, sondern auch bevorzugte Sorptionsstrukturen für
Schadstoffe im Boden aufzuklären.
Ein Problem derartiger Untersuchungen ist allerdings, dass freie Enzyme in aufgereinigter
Form sofort effektiv inhibiert werden, sobald sie zum Boden zugegeben werden (Dick und
Tabatabai, 1983; Hope und Burns, 1987). Dieser Effekt konnte auch für die drei in der
vorliegenden Arbeit verwendeten Enzyme Invertase, Xylanase und CM-Cellulase im
Überstand der Inkubationslösungen beobachtet werden. Dennoch wurde die Aktivität der
Enzyme nicht vollständig inhibiert, so dass während der gesamten Inkubationsphase eine
erhöhte Enzymaktivität vorlag. Bereits Burns (1977) bemerkte, dass es Beweise dafür
gibt, dass ein Teil der zugesetzten freien Enzyme durch das Bodenmaterial diffundieren
kann und nicht nur überlebt, sondern die katalytische Aktivität für lange Zeit beibehält.
Eine Möglichkeit, eine hohe und gleich bleibende Enzymaktivität während der
Inkubationsphase des Versuches zu gewährleisten, wäre aber auch, in regelmäßigen
kurze Abständen frische Enzymlösung zuzugeben, anstatt einer einmaligen Gabe zu
Beginn des Versuchs.
Ein Problem für die Interpretation der Ergebnisse stellt außerdem die nicht vollständige
Denaturierung der Enzyme des nichtaktiven Ansatzes dar. Dieser Ansatz sollte vor allem
dazu dienen, Unterschiede im Freisetzungsverhalten der organischen Stoffe aufgrund des
zusätzlichen lösungsvermittelnden Enzym-Kohlenstoffs aufzuzeigen. Allerdings muss
durch die noch vorhandene Aktivität in der denaturierten Lösung davon ausgegangen
werden, dass auch diese Lösung eine erhöhte Mobilisierbarkeit organischer Stoffe durch
aktive Enzyme bewirkte. Die Intensität des Effektes, der durch die eigentliche
Bodeninkubation mit aktivem Enzym ausgelöst wurde, ist dadurch verringert. Eine
mögliche Aktivierung bodeneigener Enzyme wurde durch den Vergleich mit dem Wasser-
inkubierten Boden ausgeschlossen.
Im anschließenden Elutionsversuch konnte kein Einfluss der Enzymlösung auf die
Freisetzung des gesamten organischen Materials im Vergleich zur denaturierten
Enzymlösung beobachtet werden. Der extrem hohe Kohlenstoff-Eintrag durch die Enzyme
macht zum einen die Interpretation der DOC-Messungen in den ersten Eluaten
unmöglich. Zum anderen besteht aber auch die Möglichkeit, da die DOC- und SAK254 nm-
Messungen der späteren Eluate sowohl für die Wasser-, als auch für die Enzym-
Inkubation ähnliche Werte ergaben, dass die zugesetzten Enzyme keinen Einfluss auf die
Freisetzung des organischen Materials haben. Auch die Elutionskurven des gesamten
organischen Materials, die durch Messung des SAK254 nm während der Elution erhalten
wurden, sind sowohl in der Anfangsphase, als auch in der späteren Phase zwischen
denaturiertem und aktiven Ansatz kaum verschieden. Deshalb wurden alle Eluate auf das
DISKUSSION DER ERGEBNISSE 127
Freisetzungs-Verhalten der organischen Schadstoffgruppen untersucht, um mögliche
kurzeitige Enzymeffekte, die eventuell nur in der Anfangsphase zu beobachten sind, nicht
zu übersehen.
Dabei zeigte sich, dass in allen Eluaten und für alle untersuchten Schadstoffgruppen die
höchsten Freisetzungsraten durch die Inkubation des Bodens mit der Enzymlösung
ausgelöst wurden. Der Einfluss durch Inkubation des Bodens mit denaturiertem Enzym
auf die Mobilisierbarkeit der Schadstoffe ist gering und die Werte sind eher mit denen des
Wasser-Kontrollansatzes vergleichbar. Wie auch bei den anderen beiden untersuchten
Faktoren Salze und Temperatur beobachtet werden konnte, nimmt die Intensität des
Enzym-Effektes mit sinkender Hydrophobizität und Diffusivität der Schadstoffe zu.
Somit wurde die These bestätigt, dass eine erhöhte Enzymaktivität im Boden zu einer
vermehrten Freisetzung organischer Schadstoffe führen kann. Die Art der eingesetzten
Enzyme lässt vermuten, dass Strukturen des SOM verändert wurden, die entweder
Cellulose, Xylan oder Sucrose gleichen. Die freigesetzten organischen Schadstoffe waren
entweder an diese Strukturen sorbiert oder konnten durch die Auflockerung der Festigkeit
der organischen Bodenphase schneller durch das SOM diffundieren. Da allerdings alle
Schadstoffgruppen durch die Enzyminkubation vermehrt freigesetzt wurden und die drei
Enzyme als Gemisch verwendet wurden, ist eine differenzierte Aussage über
präferentielle Anlagerungsstellen der Schadstoffe am Boden mit den bisherigen Daten
nicht möglich. Dazu bedarf es weiterer Untersuchungen, eventuell auch mit Enzymen
anderer Klassen.
Problematisch bei der Auswahl der Enzyme ist dabei, dass relativ große Bodenmengen
(300 g) in den Versuchen eingesetzt werden müssen, um die Schadstofffreisetzungen
sicher bestimmen zu können und daher auch große Mengen aufgereinigter Enzyme
benötigt werden, um einen Effekt auszulösen. Denkbar wäre zunächst, außer den drei
bereits verwendeten Enzymen noch Amylase, Lipase, Protease, Phosphatase und
Sulfatase einzusetzen. Diese Enzyme sollten ebenfalls einen Einfluss auf die organische
Substanz im Boden haben, greifen aber jeweils andere chemische Strukturen des SOM
an (Anhang D Tab. 38 und Tab. 39). Somit wäre eine differenzierte Aussage über das
Freisetzungsverhalten der Schadstoffe möglich. Phosphatase und Sulfatase sind in den
benötigten Mengen allerdings sehr teuer. Lipase erwies sich in bereits durchgeführten
Vorversuchen als wenig geeignet, da die bei der Reaktion entstehenden Fettsäuren zu
einer starken Versauerung der Inkubationslösung führten (Daten nicht gezeigt). Ein
Einfluss der veränderten pH-Wert-Bedingungen auf die Freisetzungsraten der Stoffe wäre
daher mit diesem Enzym nur schwer auszuschließen.
128 SCHLUSSFOLGERUNGEN
20 Schlussfolgerungen
Die Untersuchungen des Rieselfeldbodens haben gezeigt, dass hydrophobe organische
Schadstoffe trotz Sequestrierung und damit verbundener schlechterer Bioverfügbarkeit
und Mobilisierbarkeit in gefährdungsrelevanten Mengen aus dem Boden freigesetzt
werden können. Nach DIN 38414–4 (1984) liegen die Grenzwerte für PCB in
Bodeneluaten bei 0,05 µg/L (nach Ballschmiter, [Σ6 PCB * 5]) und für die PAK bei
0,2 µg/L (Σ15 EPA-PAK ohne Naphthalin). Bei 15 °C und Elution des Bodens mit Wasser
unter kinetisch-kontrollierten Bedingungen wurden allein von einem einzigen TriCl-BP des
verwendeten Rieselfeldbodens 0,03 µg/L im Eluat gemessen. Insgesamt wurden 8 TriCl-
BP und 25 weitere PCB untersucht. Auch ohne Anwendung des Balschmiter-Faktors wird
daher der Grenzwert unter „normalen“ Bedingungen im Labor schon deutlich
überschritten. Ähnlich ist die Situation bei den PAK, wo bereits Konzentrationen eines
einzelnen PAK aus der Gruppe der PAK 1 zu Konzentrationen im Eluat von 0,06 µg/L
führten. Allerdings ist zu berücksichtigen, dass die gesättigte Fahrweise der Säulen zu
einer ständigen Wasserverfügbarkeit im Boden führte und somit auch maximal mögliche
Schadstoffmengen ausgetragen wurden. Die in den Versuchen vorherrschenden
Bedingungen werden so im Feld höchstwahrscheinlich nicht auftreten. Weiterhin wird
vernachlässigt, dass neben der Mobilisierung und Desorption auch eine Re-Adsorption
organischer Stoffe an das SOM möglich ist. Dennoch ist davon auszugehen, dass der
verwendete Rieselfeldboden, aufgrund der möglichen Verlagerung der Schadstoffe ins
Grundwasser, immer noch ein erhebliches Risiko für die Umwelt und höherer Organismen
darstellt.
Bereits geringfügig veränderte Bedingungen, wie die Erhöhung der Temperatur von 5 °C
auf 20 °C oder Salzlösungen haben im Laborversuch die organische Bodenphase derart
beeinflusst, dass sowohl für das gesamte organische Material, als auch für die
untersuchten Schadstoffgruppen deutliche Unterschiede in den Freisetzungsraten
ermittelt wurden.
Allerdings deuten die Ergebnisse daraufhin, dass Böden mit unterschiedlicher
Zusammensetzung der organischen Phase auch verschieden auf Einflussfaktoren
reagieren können, so dass die Untersuchungen auch noch mit weiteren Böden
durchgeführt werden müssen, um allgemeingültige Aussagen treffen zu können.
Weiterhin zeigten die Untersuchungen, dass die Freisetzung hydrophober organischer
Schadstoffe nicht allein ratenlimitiert abläuft, sondern eine Kombination kinetischer und
thermodynamischer Prozesse darstellt. So lassen sich die Freisetzungsraten aller
untersuchter Schadstoffgruppen durch die verschiedenen Faktoren verändern, die
freigesetzten Mengen nehmen aber mit zunehmender Hydrophobizität innerhalb einer
Schadstoffklasse (z.B. PCB) ab, weil die Diffusion der größeren, hydrophoberen
SCHLUSSFOLGERUNGEN 129
Schadstoffmoleküle verlangsamt ist. Hydrophobere Verbindungen, wie die TetraCl- und
PentaCl-BP, sind zudem deutlich stärker von den Einflüssen betroffen als etwa die DiCl-
BP. Da diese Beobachtungen konsistent für alle untersuchten Faktoren sind, kann
generell vermutet werden, dass sehr hydrophobe Verbindungen zwar stärker an das SOM
sorbieren als hydrophilere Verbindungen und aufgrund von Sequestrierungsprozessen
gleich bleibende Umweltbedingungen mit der Zeit zu einer deutlich verminderten
Desorption dieser Stoffe führen, Strukturänderungen des SOM durch äußere Faktoren die
Freisetzbarkeit dieser hydrophoben Schadstoffe aber besonders stark beeinflussen.
Somit wird deutlich, dass das Risikopotentials eines hydrophoben organischen
Schadstoffs von vielen unterschiedlichen Faktoren abhängt und zur realistischen
Gefährdungsabschätzung nicht nur Daten zu den Stoffeigenschaften, sondern auch
Eigenschaften des jeweiligen Bodens mit in die Desorptionsmodelle eingehen müssen.
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CHEMIKALIENLISTE 147
CHEMIKALIENLISTE
Name Hersteller
Aceton, SupraSolv MerckA
Ammoniummolybdat Sigma-AldrichB
Calciumnitrat Merck
Cellulase 1000 U/g (1 Unit = 1 µmolGlukose/h) Sigma-Aldrich
Carboxymethylcellulose-Natriumsalz FlukaB
Clofibrinsäure Sigma-Aldrich
2,4’-Dichlorobiphenyl Dr. Ehrenstorfer GmbHC
Dichlormethan, SupraSolv Merck
Dinatriumhydrogenphosphat Merck
Diethylether, p.a. Merck
Ethylacetat, SupraSolv Merck
Glukose Sigma-Aldrich
n-Hexan, SupraSolv Merck
4-Hydroxy-3’,4’-dichlorobiphenyl Campro Scientific GmbHD
4-Hydroxy-2’,4’,5’-trichlorobiphenyl Campro Scientific GmbH
Invertase 175 U/mg (1 Unit = 1 µmolGlukose/min) Fluka
Kaliumhydroxid, p.a. Merck
Kaliumnatriumtartrat*4H2O (Rochelle-Salz) Sigma-Aldrich
Kieselsäure < 20 µm, p.a. Sigma-Aldrich
Kupfersulfat (CuSO4*5H2O) Merck
Methanol,SupraSolv Merck
4-Methoxy-2’,3’,4’,5’-tetrachlorobiphenyl Campro Scientific GmbH
N-Methylharnstoff, p.a. Merck
Natriumarsenat Sigma-Aldrich
Natriumcarbonat Merck
Natriumdihydrogenphosphat Merck
Natriumhydrogencarbonat Merck
Natriumnitrat Merck
Natriumnitrit, p.a. Merck
Natriumsulfat (wasserfrei), p.a. Merck
1-Octanol, p.a. Merck
PAH-Mix 9 (enthält die 16 US-EPA-PAK) Dr. Ehrenstorfer GmbH
PCB-Mix 1
(2,4,4’-Trichlorobiphenyl; 2,2’,5,5’-Tetrachlorobiphenyl;
2,2’,4,5,5’-Pentachlorobiphenyl; 2,2’,4,4’,5,5’-Hexachlorobiphenyl;
2,2’,3,4,4’,5,5’-Heptachlorobiphenyl)
Dr. Ehrenstorfer GmbH
Salzsäure (HCl) 32 %ig, p.a. Merck
Schwefelsäure (H2SO4) 95 – 97 %ig, p.a. Merck
Sucrose Sigma-Aldrich
148 CHEMIKALIENLISTE
Toluol, SupraSolv Merck
Triphenylmethan Merck
Stickstoff 5.0 Messer Griesheim GmbHE
Xylan Fluka
Xylanase 2500 U/g (1 Unit = 1 mmolGlukose/min) Sigma-Aldrich
A Darmstadt, Deutschland
B Steinheim, Deutschland
C Augsburg, Deutschland
D Berlin, Deutschland
E Krefeld, Deutschland
ABBILDUNGSVERZEICHNIS 149
ABBILDUNGSVERZEICHNIS
Abb. 1: Strukturformel der polyaromatischen Verbindung Benzo[a]pyren. 10
Abb. 2: PAK-Abbauwege durch Bakterien und Pilze (aus Meyer, 1999; nach Mahro und
Kästner, 1993). 12
Abb. 3: Strukturformel der PCB. 14
Abb. 4: Anaerober mikrobieller Abbau höher chlorierter PCB-Kongenere (nach Fish und
Principe, 1994). 16
Abb. 5: Aerober mikrobieller Abbau der PCB (n = 1–4) durch die Bakterienstämme
Alcaligenes sp.Y42 und Acinetobacter sp. P6 (nach Furukawa et al., 1979). 17
Abb. 6: Die Bestandteile der organischen Bodensubstanz (nach Baldock, 2002). 18
Abb. 7: Strukturschema eines Huminstoffmoleküls (nach Schachtschabel et al., 1998). 19
Abb. 8: Verlauf der Schadstoffkonzentrationen im Boden in Abhängigkeit von den
Eigenschaften der Stoffe (nach Semple et al., 2003). Die Kurven sind im Text
genauer beschrieben. 21
Abb. 9: Graphische Darstellung der Michaelis-Menten-Gleichung, aus der Vmax sowie km
ermittelt werden können. 33
Abb. 10: SCAN-Chromatogramme der Soxhlet-Extrakte mit m/z-Spuren der ausgewählten
Schadstoffgruppen (siehe auch Tabelle 2.1.). 42
Abb. 11: Vorversuch – Auswahl der Extraktionsmittel für die Soxhlet-Extraktion. 45
Abb. 12: Elutionsapparatur - Schema der Elution einer Bodenprobe. 49
Abb. 13: Kalibriergerade und –gleichung für die Glukosebestimmung in den
Enzymversuchen. 58
Abb. 14: Optimale Inkubationszeit des Invertase-Aktivitätstest. 59
Abb. 15: Optimale Inkubationszeit des Xylanase-Aktivitätstest. 60
Abb. 16: Optimale Inkubationszeit des Cellulase-Aktivitätstest. 61
Abb. 17: Optimale Inkubationstemperatur im Aktivitätstest. 62
Abb. 18: Verlauf der Enzymaktivitäten während der 24-stündigen Inkubation. 66
Abb. 19: Elutionsprofil – Verlauf der Freisetzung des gesamten organischen Materials,
gemessen als SAK254 nm mit Flussunterbrechung. 70
Abb. 20: Elutionsprofile der einzelnen Schadstoffgruppen vor und nach der
Flussunterbrechung. 74
Abb. 21: Vergleich der Freisetzungsraten vor (Vorher) und nach (Nachher) der
Flussunterbrechung. Die Fehlerbalken stellen die Standardabweichungen der
beiden Ansätze dar. Die Zahlen über den Balken entsprechen dem Quotienten der
Werte [Nachher / Vorher]. 75
Abb. 22: Vergleich der mittleren freigesetzten Schadstoffmengen in den beiden Ansätzen.
Die Fehlerbalken geben die Standardabweichungen an. 78
150 ABBILDUNGSVERZEICHNIS
Abb. 23: Verlauf der Freisetzung des gesamten organischen Materials, gemessen als
SAK254 nm bei 15 °C, in Abhängigkeit von der Art des Eluenten. 80
Abb. 24: Verlauf der Freisetzung des gesamten organischen Materials mit Wasser als
Eluenten, gemessen als SAK254 nm, in Abhängigkeit von der Temperatur. 80
Abb. 25: Freisetzung des gesamten organischen Kohlenstoff, gemessen als SAK254 nm in
den Eluaten, in Abhängigkeit a) von der Temperatur und b) vom Eluenten. Die
Fehlerbalken entsprechen den Standardabweichungen. 82
Abb. 26: Interaktionen der Faktoren Eluenten und Temperatur für die Freisetzung des
gesamten organischen Materials, gemessen als SAK254 nm in den Eluaten. Die
Fehlerbalken entsprechen den Standardabweichungen. 82
Abb. 27: Freisetzung des gesamten organischen Kohlenstoff, gemessen als DOC in den
Eluaten, in Abhängigkeit a) von der Temperatur und b) vom Eluenten. Die
Fehlerbalken entsprechen den Standardabweichungen. 83
Abb. 28: Interaktionen der Faktoren Eluenten und Temperatur für die Freisetzung des
gesamten organischen Materials, gemessen als DOC in den Eluaten. Die
Fehlerbalken entsprechen den Standardabweichungen. 84
Abb. 29: Interaktionen der Faktoren Eluenten und Temperatur für die Freisetzung des
gesamten organischen Materials in den Eluaten, dargestellt als SUVA (Anhang D
Tab. 53). Die Fehlerbalken entsprechen den Standardabweichungen. 85
Abb. 30: Korrelation der mittleren Temperaturwerte für die Freisetzungsraten der
Schadstoffgruppen. 88
Abb. 31: Interaktionen der Faktoren Eluenten und Temperatur für die allgemeinen
Freisetzungsraten der Schadstoffe. Die Fehlerbalken entsprechen den
Standardabweichungen. 89
Abb. 32: Freisetzungsverhalten der einzelnen Schadstoffgruppen bei 15 °C mit Wasser als
Elutionsmittel dargestellt als a) Freisetzungsraten pro Tag und b) Freisetzung
bezogen auf das Inventar. Die Fehlerbalken entsprechen den
Standardabweichungen. Die Schadstoff- gruppen sind nach ansteigenden log KOW-
Werten geordnet (siehe Tab. 29). 90
Abb. 33: Freisetzungsverhalten der einzelnen Schadstoffgruppen bezogen auf das Inventar
in Abhängikeit von der Temperatur. Die Schadstoffgruppen sind nach
ansteigenden log KOW Werten geordnet (siehe Tab. 29). 91
Abb. 34: Freisetzungsverhalten der einzelnen Schadstoffgruppen bezogen auf das Inventar
in Abhängikeit von den Eluenten. Die Schadstoffgruppen sind nach ansteigenden
log KOW Werten geordnet (siehe Tab. 29). 92
Abb. 35: Freisetzungsraten der Elutionen mit verschiedenen Salzlösungen relativ zu denen
mit Wasser in Abhängigkeit von den log KOW-Werten (siehe Tab. 29). 93
ABBILDUNGSVERZEICHNIS 151
Abb. 36: Lineare Halbwertzeiten in Abhängigkeit von den Eluenten bei 15 °C. Die
Schadstoffgruppen sind nach ansteigenden log KOW-Werten geordnet (siehe Tab.
29). 94
Abb. 37: Lineare Halbwertzeiten in Abhängigkeit von der Temperatur mit Wasser als
Eluenten. Die Schadstoffgruppen sind nach ansteigenden log KOW-Werten
geordnet (siehe Tab. 29). 95
Abb. 38: Einfluss des DOC auf die Freisetzungsraten der einzelnen Schadstoffgruppen. a)
Salzeffekt: Der Quotient [Freisetzungsrate / DOC] wurde auf die Wasser-Elution
normiert. b) Temperatureffekt: Der Quotient [Freisetzungsrate / DOC] wurde auf die
Elution bei 5 °C normiert. Die Schadstoffgruppen sind nach ansteigenden log KOW-
Werten geordnet (siehe Tab. 29). 96
Abb. 39: Verlauf der Enzymaktivitäten während der Inkubation in den Überständen: a)
Invertase; b) Xylanase; c) Cellulase; [1 Unit = 1 molGlukose/(h*350 mL)] 97
Abb. 40: Freisetzungsraten der einzelnen Schadstoffgruppen im Überstand der drei
Ansätze. Die Schadstoffgruppen sind nach ansteigenden log KOW-Werten geordnet
(siehe Tab. 29). 101
Abb. 41: Freisetzungsraten im Überstand der drei Ansätze bezogen auf das Inventar der
einzelnen Schadstoffgruppen. Die Schadstoffgruppen sind nach ansteigenden log
KOW-Werten geordnet (siehe Tab. 29). 102
Abb. 42: Freisetzung des gesamten organischen Materials gemessen als SAK254 nm
während der Elution. 104
Abb. 43: Freisetzungsraten in Abhängigkeit von der Inkubationsart und der Elutionsdauer.
Die Fehlerbalken geben die Standardabweichungen der
Gesamtschadstofffreisetzungen an. 108
Abb. 44: Freisetzungsraten der einzelnen Schadstoffgruppen in Abhängigkeit von der
Inkubationsart. Die Schadstoffgruppen sind nach ansteigenden log KOW-Werten
geordnet (siehe Tab. 29). 109
Abb. 45: Relativfreisetzungsraten bezogen auf die Werte der Inkubation des Bodens mit der
denaturierten Enzymlösung (dE) im Eluat 1 in Abhängigkeit vom log KOW-Wert
(siehe Tab. 29). W – Wasser, E – Enzymlösung 109
Abb. 46: Freisetzungsraten der einzelnen Schadstoffgruppen bezogen auf die
Gesamtgehalte im Boden in Abhängigkeit von der Inkubationsart. Die
Schadstoffgruppen sind nach ansteigenden log KOW-Werten geordnet (siehe Tab.
29). 111
Abb. 47: Metabolismus der PCB in Säugern durch Enzyme der Cytochrom P450-
Enzymfamilie (nach Letcher et al., 1999). Das Enzym CYP2B greift vorwiegend
Positionen mit Chloratomen in ortho-Stellung an, das Enzym CYP1A die nicht-
ortho-Positionen. 115
Abb. 48: Strukturformeln der 16 PAK aus der EPA-Liste (Keith und Telliard, 1979) 163
TABELLENVERZEICHNIS 153
TABELLENVERZEICHNIS
Tab. 1: Schwermetallgehalte im Boden verschiedener Bereiche von ehemaligen
Rieselfeldern im Süden Berlins nach Blumenstein et al. (1997). 8
Tab. 2: Organische Schadstoffe im Boden von Rieselfeldern im Süden Berlins nach
Blumenstein et.al. (1997); NWG – Nachweisgrenze. 9
Tab. 3: Anwendungsgebiete der PCB nach Steinberg (2005). 14
Tab. 4: Ausgewählte Schadstoffgruppen mit entsprechenden GC/MS-Kenndaten. 43
Tab. 5: Auswertung der SIR-Kalibration für die einzelnen Schadstoffgruppen. 43
Tab. 6: Wiederfindungen für die Methode der Soxhlet-Extraktion der Böden. 47
Tab. 7: Gesamtgehalte der einzelnen Schadstoffgruppen in den Bodenproben. 47
Tab. 8: Wiederfindungen für die Aufarbeitung der Eluate mit der SPE-Methode. 51
Tab. 9: Modelle und Hypothesen der in der statistischen Auswertung der Daten
verwendeten ANOVEN. 52
Tab. 10: Zusammensetzung der Eluenten für die Salz- und Temperatur-Versuche. 55
Tab. 11: Werte der Kalibration für die Glukosebestimmung in den Enzymversuchen. 58
Tab. 12: Zusammenfassung der Parameter für die Enzym-Aktivitätstests. 63
Tab. 13: Enzymaktivitäten im Rieselfeldboden vom 04.02. 2004; 1 Unit =
1 µmolGlukose/(gBoden*24 h); Die Absorptionsergebnisse sind bereits Blindwert-
korrigiert. 64
Tab. 14: Experimentdesign für das Verhalten der Enzyme während einer 24-stündigen
Inkubation. 65
Tab. 15: Verlauf des pH-Wertes während der 24-stündigen Inkubation. 66
Tab. 16: Wassergehalte in den Böden nach der Inkubation. 67
Tab. 17: Bodenmengen für die Elution. 68
Tab. 18: In den Eluaten der beiden Ansätze gemessene SAK254 nm-Werte (Mittelwerte aus 3
Messungen), sowie Mittelwerte (MW) der beiden Ansätze, Standardabweichungen
(Stabw.) und Quotienten. 72
Tab. 19: Ergebnisse der 1-faktoriellen ANOVA. 73
Tab. 20: Ergebnisse der 2-faktoriellen ANOVA. 75
Tab. 21: Mittelwerte und Standardabweichungen für die einzelnen Schadstoffgruppen vor
und nach der Flussunterbrechung. Zusätzlich sind die p-Werte für den Post hoc-
Test der Interaktion gezeigt. 76
Tab. 22: Ergebnisse der 2-faktoriellen ANOVA. 77
Tab. 23: Mittelwerte (MW), Standardabweichungen (Stabw.) und Quotienten der
freigesetzten mittleren Schadstoffmengen. 78
Tab. 24: Ergebnisse der 2-faktoriellen ANOVA für den SAK254 nm. 81
Tab. 25: Ergebnisse der 2-faktoriellen ANOVA für den DOC. 83
154 TABELLENVERZEICHNIS
Tab. 26: Ergebnisse der 3-faktoriellen ANOVA für die Freisetzungsraten der Schadstoffe
pro Tag. 86
Tab. 27: Mittelwerte, Standardabweichungen und p-Werte des Post hoc-Tests für den
Einflussfaktor Eluenten. 87
Tab. 28: Mittelwerte, Standardabweichungen und p-Werte des Post hoc-Test für den
Einflussfaktor Temperatur. 88
Tab. 29: Log KOW-Werte der einzelnen Schadstoffgruppen (SRC, 2004). 93
Tab. 30: Verlauf der pH-Werte während der Inkubation in den Überständen. 99
Tab. 31: Enzymaktivitäten und Wassergehalt in den Böden (ohne Lösungen) vor und nach
der Inkubation. [1 Unit = 1 µmolGlukose/(gBoden*24 h)] 99
Tab. 32: Freisetzung des gesamten organischen Materials in den Eluaten gemessen als
SAK254 nm. 105
Tab. 33: Freisetzung des gesamten organischen Materials in den Eluaten gemessen als
DOC. 105
Tab. 34: Ergebnisse der 2-faktoriellen ANOVA. 107
Tab. 35: Lineare Halbwertzeiten der Schadstoffgruppen in Abhängigkeit von der
Inkubationsart. Die Schadstoffgruppen sind nach ansteigenden log KOW-Werten
geordnet (siehe Tab. 29). 112
Tab. 36: Vergleich der Wasserlöslichkeiten der einzelnen Schadstoffgruppen ( nach
Harberer et al., 1996; Wang et al., 2003; Martinez et al., 2004) mit den höchsten in
den Eluaten gefundenen Konzentrationen (Cmax). Die Werte beziehen sich jeweils
auf eine Einzelsubstanz. (k.A. – keine Angaben gefunden). 118
Tab. 37: Klassifizierungssystem anthropogen beeinflusster Böden nach Blume (1990) 166
Tab. 38: Klassifizierungssystem der Enzyme nach der International Enzyme Commission 167
Tab. 39: Ausgewählte Enzyme im Boden nach Thornton und McLaren (1975) 168
Tab. 40: Daten zum Flussunterbrechungs-Versuch 169
Tab. 41: Daten zu den Salz- und Temperatur-Versuchen – DOC, SAK254 nm, SUVA 170
Tab. 42: Daten zu den Salz- und Temperatur-Versuchen – SUVA Mittelwerte und
Standardabweichungen 171
Tab. 43: Daten zu den Salz- und Temperatur-Versuchen – Freisetzungsraten der
Schadstoffgruppen 172
Tab. 44: Daten zu den Salz- und Temperatur-Versuchen – Inventar-bezogene
Freisetzungsraten der Schadstoffgruppen 173
Tab. 45: SAK254 nm - Einflussfaktor Temperatur 174
Tab. 46: SAK254 nm - Einflussfaktor Salzeluenten 174
Tab. 47: DOC - Einflussfaktor Temperatur 174
Tab. 48: DOC - Einflussfaktor Salzeluenten 174
TABELLENVERZEICHNIS 155
Tab. 49: Post hoc-Tests der Interaktionen [Salze / Temperatur] für den SAK254 nm und
DOC 175
Tab. 50: SUVA - Ergebnisse der 2-faktoriellen ANOVA 176
Tab. 51: Post hoc-Test SUVA – Einflussfaktor Temperatur 176
Tab. 52: Post hoc-Test SUVA – Einflussfaktor Salzeluenten 176
Tab. 53: Post hoc-Test SUVA – Interaktionen [Temperatur / Salze] 177
Tab. 54: Post hoc-Test für die Interaktionen [Temperatur / Salze] der Freisetzungsraten der
Schadstoffgruppen 178
Tab. 55: Ergebnisse der 3-faktoriellen ANOVA für das Freisetzungsverhalten der
Schadstoffgruppen vom Inventar 179
Tab. 56: Freisetzungsverhalten der Schadstoffgruppen vom Inventar – Post hoc-Test für die
Interaktion [Temperatur / Stoffgruppe] 180
Tab. 57: Freisetzungsverhalten der Schadstoffgruppen vom Inventar – Post hoc-Test für die
Interaktion [Stoffgruppe / Salze] 181
Tab. 58: Salz- und Temperaturversuche – lineare Halbwertzeiten 182
Tab. 59: Daten der Freisetzungsraten der einzelnen Schadstoffgruppen im Überstand nach
entsprechender Inkubation 182
Tab. 60: Daten der Freisetzungsraten der einzelnen Schadstoffgruppen bezogen auf das
Inventar im Überstand nach entsprechender Inkubation 183
Tab. 61: Daten der Freisetzungsraten der einzelnen Schadstoffgruppen während des
Elutionsversuches nach entsprechender Inkubation 183
Tab. 62: Daten der Freisetzungsraten der einzelnen Schadstoffgruppen während des
Elutionsversuches nach entsprechender Inkubation bezogen auf das Inventar 184
Tab. 63: Freisetzungsraten der einzelnen Schadstoffgruppen im Überstand – Post hoc-Test
Schadstoffgruppen 184
Tab. 64: Freisetzungsraten der einzelnen Schadstoffgruppen vom Inventar im Überstand –
Post hoc-Test für die Schadstoffgruppen 185
Tab. 65. Freisetzungsraten der einzelnen Schadstoffgruppen vom Inventar im Überstand –
Post hoc-Test für die Inkubationsarten 185
Tab. 66. Freisetzungsraten der einzelnen Schadstoffgruppen während des
Elutionsversuches – Post hoc-Test für die Eluate (Bsp. ANOVA [Eluat # /
Inkubationsart]) 185
Tab. 67. Freisetzungsraten der einzelnen Schadstoffgruppen während des
Elutionsversuches – Post hoc-Test für die Inkubationsarten (Bsp. ANOVA
[Inkubationsart / Schadstoffgruppen]) 186
Tab. 68. Freisetzungsraten der einzelnen Schadstoffgruppen während des
Elutionsversuches – Post hoc-Test für die Schadstoffgruppen (Bsp. ANOVA
[Inkubationsart / Schadstoffgruppen]) 186
156 TABELLENVERZEICHNIS
Tab. 69: Freisetzungsraten der einzelnen Schadstoffgruppen während des
Elutionsversuches – Post hoc-Test für die Interaktion [Eluat / Inkubationsart] 187
Tab. 70: Freisetzungsraten der einzelnen Schadstoffgruppen während des
Elutionsversuches bezogen auf das Inventar - Ergebnisse der 2-faktoriellen
ANOVA 187
Tab. 71: Freisetzungsraten der einzelnen Schadstoffgruppen während des
Elutionsversuches bezogen auf das Inventar - Post hoc-Test für die Eluate (Bsp.
ANOVA [Eluat # / Inkubationsart]) 188
Tab. 72: Freisetzungsraten der einzelnen Schadstoffgruppen während des
Elutionsversuches bezogen auf das Inventar - Post hoc-Test für die
Inkubationsarten (Bsp. ANOVA [Inkubationsart / Schadstoffgruppen]) 188
Tab. 73: Freisetzungsraten der einzelnen Schadstoffgruppen während des
Elutionsversuches bezogen auf das Inventar - Post hoc-Test für die
Schadstoffgruppen (Bsp. ANOVA [Inkubationsart / Schadstoffgruppen]) 188
Tab. 74: Freisetzungsraten der einzelnen Schadstoffgruppen während des
Elutionsversuches bezogen auf das Inventar – Post hoc-Test für die Interaktion
[Inkubationsart / Schadstoffgruppen] 189
ANHANG 157
ANHANG
Anhang A
A. 1: Bestimmung des gelösten organischen Kohlenstoffs – DOC
Die Messung erfolgte mittels Hochtemperaturoxidation (1000 °C) im Differenzmodus mit
dem HighTOC-Gerät der Firma ELEMENTAR (Hanau). Im Differenzmodus wird aus
einem Teil der eingespritzten Probe der anorganische Kohlenstoff (TIC, Total Inorganic
Carbon) mit Salzsäure ausgetrieben, ein anderer Teil wird zur Bestimmung des
Gesamtkohlenstoffgehalts (TC, Total Carbon) im dynamischen Heizer verdampft und im
Ofenrohr oxidiert. Die Differenz aus TC und TIC ist der gesamte organische Kohlenstoff
(TOC, Total Organic Carbon), der in der vorliegenden Arbeit als DOC bezeichnet wird.
Von den Eluaten wurden jeweils 50 mL abgenommen und vor der Messung des DOC mit
konzentrierter HCl auf pH = 3,5 angesäuert. Durch das Ansäuern sollte vor allem die
mikrobielle Aktivität in den Eluaten reduziert werden, da die Messung oftmals nicht sofort
erfolgen konnte. Jede Probe wurde insgesamt dreimal gemessen und der Mittelwert
daraus berechnet. Der Blindwert wurde mit deionisiertem Wasser ermittelt.
A. 2: Bestimmung des spektralen Absorptionskoeffizienten – SAK254 nm
Gemäß DIN 38404 Teil 3 wurde der spektrale Absorptionskoeffizient bei 254 nm mit dem
Spektrophotometer Lambda 12 UV/Vis der Firma PERKIN-ELMER (Berlin) in den Eluaten
gemessen, wobei jeweils zwei Parallelmessungen durchgeführt wurden. Als Referenz
wurde deionisiertes Wasser verwendet und die Messung des entsprechenden Eluenten
als Blindwert eingesetzt.
Der SAK254 nm ergibt sich dabei aus der Division der gemessenen Extinktion mit der
Einheit [1/cm] durch die Schichtdicke der verwendeten Quarzküvette (d = 1 cm) und wird
mit der Einheit [1/m] angegeben.
In gleicher Weise wurden die UV254 nm-Absorptions-Werte der Elutionsprofile in die
SAK254 nm-Werte umgewandelt.
A. 3: Bestimmung des pH-Wertes
Die Bestimmung des pH-Wertes in den verschiedenen Lösungen erfolgte nach DIN 38404
- 5 mit dem pH-Meter WTW 537 Microprocessor (WTW GmbH & Co. KG, Weilheim) bei
einer Bezugstemperatur von 20 °C.
A. 4: Herstellung des Derivatisierungs-Reagenz Diazomethan
Diazomethan (CH2N2) ist ein bei Raumtemperatur gelbes, leicht nach Laub riechendes,
sehr explosives Gas mit einem Siedepunkt von -23 °C. Es greift Haut, Lungen und Augen
158 ANHANG
an, kann asthmatische Beschwerden hervorrufen und wirkt bei Mäusen karzinogen
(Black, 1983; Hang, 2003).
Bei der Diazomethan-Derivatisierung von organischen Verbindungen, die OH-Gruppen
enthalten (wie z.B. Karbonsäuren und Phenole), kommt es zu einer Methylierung dieser
entsprechenden Gruppen. Des Weiteren findet Diazomethan Anwendung bei der
Methylierung von Substanzen mit Heteroatomen wie z.B. Schwefel oder Stickstoff.
Die Bildung von Diazomethan erfolgt in der Regel durch Spaltung mit Kaliumhydroxid
(KOH) oder Natriumhydroxid (NaOH) aus Verbindungen, die bereits eine N-N-Bindung im
Molekül enthalten, wie z.B. Diazald (N-Methyl-N-nitroso-p-toluensulfonamid), MNNG (1-
Methyl-3-nitro-1-nitrosoguanidin) oder MNH (N-Methyl-N-nitrosoharnstoff).
Die Herstellung von MNH wurde aus N-Methylharnstoff (MH) durchgeführt (hausinterne
Vorschrift), wobei 1,29 g (17,4 mmol) MH in 7,5 mL deionisiertem Wasser gelöst wurden
und diese Lösung mit HCl (1:2) auf pH = 3,0 eingestellt wurde. Dann wurden 1,2 g
(17,4 mmol) Natriumnitrit unter Rühren zugegeben und anschließend wurde diese
Mischung auf 0 °C gekühlt.
In einem 100 mL-Becherglas wurden 9 g Eis mit 800 µL konzentrierter Schwefelsäure
versetzt und unter kräftigem Rühren und Eiskühlung die gekühlte MH-Lösung zugegeben.
Die dabei entstandene weißliche Masse (MNH) wurde über eine Glasfritte (D2) abgesaugt
und mit wenig deionisiertem Wasser und Diethylether gespült.
Zur Herstellung der ätherischen Diazomethan-Lösung wurden dann 0,7 g MNH in der
eisgekühlten Diazomethan-Apparatur (Aldrich, Taufkirchen) vorgelegt. Durch tropfenweise
Zugabe von 40 %-iger wässriger KOH-Lösung entstand ein gelbliches Gas
(Diazomethan), dass über einen Teflonschlauch in ein eisgekühltes Gefäß geleitet wurde,
das mit 15 mL Diethylether gefüllt war. Die so erhaltene ätherische Diazomethan-Lösung
konnte mehrere Wochen tiefgekühlt aufbewahrt werden.
Zur Derivatisierung der Proben wurden diese in der Regel bis zur Trockne eingedampft
und mit 500 µL der Diazomethan-Lösung versetzt. Die Reaktion fand innerhalb einer
Stunde bei Raumtemperatur statt.
Da die meisten auch unpolaren GC-Kapillarsäulen auf der Oberfläche des
Trägermaterials noch freie OH-Gruppen enthalten können, kann es bei Injektion von
aktiven Diazomethan-Lösungen zur Zerstörung dieses Materials kommen. Deshalb sollte
vor der Injektion eine Deaktivierung des überschüssigen Diazomethan in den Proben z.B.
mit geringen Mengen Kieselsäure (z.B. 1 mg/500 µL Diazomethanlösung) erfolgen
(Tucker, 2001).
ANHANG 159
A. 5: Somogyi-Reagenz I
Es werden 288 g Na2SO4 (wasserfrei) in 1 Liter kochendem destilliertem Wasser gelöst.
Anschließend werden 24 g Rochelle-Salz (Kaliumnatriumtartrat*4H2O, auch Seignette-
Salz), 48 g Na2CO3 und 32 g NaHCO3 zugegeben. Diese Lösung wird dann mit
kochendem destilliertem Wasser auf 1600 mL aufgefüllt und möglichst bei 27 °C gelagert.
A. 6: Somogyi-Reagenz II
Es werden 72 g Na2SO4 (wasserfrei) in 300 mL kochendem destilliertem Wasser gelöst.
Anschließend werden 8 g CuSO4*5H2O zugegeben, die Lösung wird auf 400 mL mit
kochendem destilliertem Wasser aufgefüllt und möglichst bei 27 °C gelagert.
A. 7: Nelson-Reagenz
In 1,8 Litern destilliertem Wasser werden 100 g Ammoniummolybdat gelöst und 84 mL
konzentrierter H2SO4 zugegeben. Anschließend werden 12 g Natriumarsenat in 100 mL
destilliertem Wasser gelöst und diese Lösung wird der Ammoniummolybdat-Lösung
zugefügt. Diese Mischung muss zunächst für 24 - 48 Stunden bei 37 °C in einer braunen
Glasflasche inkubiert werden und sollte dann bis zum Gebrauch möglichst bei 27 °C in
der braunen Glasflasche gelagert werden.
A. 8: Bestimmung der Enzymaktivität im Überstand zu Beginn und während der
Inkubation - Invertase
Aus dem Überstand wurden 300 µL entnommen und mit Wasser auf 10 mL verdünnt.
Davon wurden 2 mL zu 2 mL einer Sucrose-Lösung (1,2 g Sucrose in 100 mL Wasser)
gegeben und 15 min bei 50 °C inkubiert. Danach wurde die so inkubierten Probe 1:50 mit
Wasser verdünnt und 500 µL davon wurden zur Glukosebestimmung eingesetzt.
A. 9: Bestimmung der Enzymaktivität im Überstand zu Beginn und während der
Inkubation – Xylanase
Aus dem Überstand wurden 100 µL entnommen und mit Wasser auf 10 mL verdünnt.
Davon wurden 2 mL zu 2 mL einer Xylan-Lösung (5;0 g Xylan in 100 mL Wasser; 2 h bei
45 °C gerührt) gegeben und 15 min bei 50 °C inkubiert. Danach wurden 250 µL der so
inkubierten Probe mit 250 µL Wasser verdünnt und zur Glukosebestimmung eingesetzt.
A. 10: Bestimmung der Enzymaktivität im Überstand zu Beginn und während der
Inkubation – Cellulase
Aus dem Überstand wurden 50 µL entnommen und mit Wasser auf 100 mL verdünnt.
Davon wurden 2 mL zu 2 mL einer Cellulose-Lösung (3,0 g Carboxymethylcellulose-
160 ANHANG
Natriumsalz in 100 mL Wasser; 2 h bei 45 °C gerührt) gegeben und 30 min bei 50 °C
inkubiert. Danach wurden 500 µL der so inkubierten Probe zur Glukosebestimmung
eingesetzt.
A. 11: Bestimmung der Enzymaktivität im Boden nach der Inkubation - Xylanase
Je Ansatz wurden 5 g des inkubierten Bodens in 100 mL-Erlenmeyerkolben genau
eingewogen. Jeweils 15 mL Wasser und als Substrat 15 mL der Xylan-Lösung (5,0 g
Xylan in 100 mL Wasser, 2 h bei 45 °C gerührt) wurden dazugegeben. Die Böden wurden
bei 50 °C im Wasserbad für 24 Stunden inkubiert. Nach der Inkubation wurden sofort alle
Ansätze für 5 min im kochenden Wasserbad deaktiviert und anschließend die Überstände
über Papierfilter filtriert. Das Filtrat des Bodens, der mit Wasser inkubiert wurde (1.
Kontrolle), wurde unverdünnt (500 µL) zur Glukosebestimmung eingesetzt. Die anderen
beiden Filtrate wurden 1:10 (Ansatz mit denaturiertem Enzym-Mix; 2. Kontrolle) bzw. 1:20
(Ansatz mit aktivem Enzym-Mix) mit Wasser verdünnt und 500 µL wurden davon im
Aktivitätstest verwendet.
A. 12: Bestimmung der Enzymaktivität im Boden nach der Inkubation – Invertase
Es wurden ebenfalls 5 g Boden je Ansatz eingewogen. Als Substrat wurde hierbei eine
Lösung aus 1,2 g Sucrose in 100 mL Wasser verwendet. Die Inkubation erfolgte über 3
Stunden bei ebenfalls 50 °C im Wasserbad. Nach der Filtration wurden die Filtrate 1:10
(1. und 2. Kontrolle) bzw. 1:100 (Ansatz mit aktivem Enzym-Mix) verdünnt und davon
jeweils 500 µL zur Glukosebestimmung eingesetzt.
A. 13: Bestimmung der Enzymaktivität im Boden nach der Inkubation – Cellulase
Zu 5 g Boden je Ansatz wurden hierbei 10 mL Wasser und als Substrat 10 mL einer
Lösung aus 3,0 g Carboxymethylcellulose-Natriumsalz in 100 mL Wasser (2 h bei 45 °C
gerührt) gegeben. Die Böden wurden bei 50 °C im Wasserbad für 24 Stunden inkubiert.
Zur Glukosebestimmung wurden 500 µL des unverdünnten Filtrats der 1. Kontrolle
verwendet und jeweils 500 µL der 1:10 verdünnten Filtrate der 2. Kontrolle und des
Ansatzes mit aktivem Enzym-Mix.
A. 14: Bestimmung der restlichen Enzymaktivität in den Eluaten – Invertase
Aus dem Eluat wurde 1 mL entnommen und zu 1 mL der Sucrose-Lösung (1,2 g Sucrose
in 100 mL Wasser) gegeben. Die Inkubation erfolgte 15 min bei 50 °C. Danach wurde die
so inkubierte Probe 1:10 mit Wasser verdünnt und 500 µL davon wurden zur
Glukosebestimmung eingesetzt.
ANHANG 161
A. 15: Bestimmung der restlichen Enzymaktivität in den Eluaten – Xylanase
Es wurde 1 mL des entsprechenden Eluats zu 1 mL der Xylan-Lösung (5,0 g Xylan in
100 mL Wasser; 2 h bei 45 °C gerührt) gegeben und 15 min bei 50 °C inkubiert. Danach
wurden 100 µL der so inkubierten Probe mit 400 µL Wasser verdünnt und zur
Glukosebestimmung eingesetzt.
A. 16: Bestimmung der restlichen Enzymaktivität in den Eluaten – Cellulase
Vom Eluat wurde 1 mL entnommen und zu 1 mL der Cellulose-Lösung (3,0 g
Carboxymethylcellulose-Natriumsalz in 100 mL Wasser; 2 h bei 45 °C gerührt) gegeben.
Die Mischung wurde 30 min bei 50 °C inkubiert. Danach wurden 500 µL der so inkubierten
Probe unverdünnt zur Glukosebestimmung eingesetzt.
162 ANHANG
Anhang B
B. 1: Salz- und Temperaturversuche – pH-Werte in den Eluaten
Die pH-Werte in den Eluaten der Böden, die mit deionisiertem Wasser und NaNO3 eluiert
wurden, lagen im Mittel zwischen 5,6 und 5,9, wobei kein Trend im Verlauf der Elution zu
erkennen war.
Da es sich bei der Phosphatlösung um einen Puffer mit pH = 6,5 handelt, waren die pH-
Werte dieser Eluate entsprechend höher - zwischen 6,3 und 6,7. Der niedrigste Wert
wurde jeweils für das erste Eluat gemessen, was wahrscheinlich auf den niedrigeren
Boden-pH-Wert (Kapitel 8) zurückzuführen ist, der die Pufferwirkung der Phosphatlösung
verminderte.
Für die Elution mit Ca(NO3)2 wurden im ersten Eluat jeweils ähnliche Werte wie für die
Wasser- bzw. Natrium-Eluate gemessen. In den folgenden Eluaten sank der pH allerdings
auf Werte zwischen 5,2 und 5,3 ab.
Ein Temperatureffekt auf die gemessenen pH-Werte in den Eluaten konnte nicht
beobachtet werden.
ANHANG 163
Anhang C
Abb. 48: Strukturformeln der 16 PAK aus der EPA-Liste (Keith und Telliard, 1979)
Naphtalen
Acenaphtylen
Acenapthen
Fluoren
Phenanthren
Anthracen
Fluoranthen
Benzo[b]fluoranthen P
y
ren
Chrysen
Benz[a]anthracen
Benzo[k]fluoranthen Benzo[a]pyren
Dibenz[a,h]anthracen
Benzo[g,h,i]perylen
Indeno[1,2,3-c,d]pyren
*
*
*
*
*
*
* PAK die nach der Trinkwasserverordnung (TVO) bestimmt werden (Aurand und
Hässelbarth, 1987).
164 ANHANG
Abb. 49: MSD-Spektren einzelner Substanzen der verschiedenen Schadstoffgruppen nach
EI+
80 120 160 200 240 280
m/z
0
100
%
220
150
110
74
92
86
98
111
123
185
159 194
292
222
290
255
224
257
259
294
296
80 100 120 140 160 180 200 220 240
m/z
0
100
%
152
75
150
93 126
111
98 136
222
186
160
224
226
DiCl-BP
0
100
80 120 160 200 240 280
m/z
%
186
150
75
93
86
110
99 123 160
256
188
220
258
260
TriCl-BP
TetraCl-BP
75 125 175 225 275 325
m/z
0
100
254
184
109
74
98
92
85
127
149
163
186 219
256 326
324
291
258
289
293
328
330
332
PentaCl-BP
%
80 120 160 200 240 280
m/z
0
100
%
236
173
86
75 137
99 111
118
150
152
216
175
207
181 218
238
286
251
253
266
288
290
TriCl-OHBP
80 120 160 200 240
m/z
0
0
10
%
139
75 87 113
99 126
252
209
173
149
183
202
237
211
239
254
256
DiCl-OHBP
80 100 120 140 160 180 200 220
m/z
0
100
%
202
101
100
88
74
200
174
150
122
110
203
PAK 2 - Pyren
70 90 110 130 150 170 190
m
/
z
0
00
1
%
178
176
76
69
152
89
98 126
111 139149
163
179
PAK 1 - Phenanthren
75 125 175 225 275 325
m/z
0
00
1
322
207
137
110
85
74 98 171
145161 184
320
209
279
277
219 241
307
305
324
326
TetraCl-OHBP
%
ANHANG 165
Abb. 50: MSD-Spektren der internen Standards (ISTD) nach EI+
80 120 160 200 240 280
m/z
0
100
%
165
152
77 115
89 139
128
167
244
243
229
215
202
189
245
ISTD
Triphenylmethan
ISTD
Clofibrinsäure
128
0
100
80 100 120 140 160 180 200 220 240
73
75 99
93
85
111
130
169
141
143
228
171
213 230
%
m/z
166 ANHANG
Anhang D
Tab. 37: Klassifizierungssystem anthropogen beeinflusster Böden nach Blume (1990)
Bodenveränderungen
Hemerobiestufe Ökosysteme Anthropogene
Einwirkungen Beeinflussung
bodenbildender
Prozesse
Veränderung
edaphischer
Eigenschaften
Veränderung
diagnostischer
Merkmale
ahemerob
(natürlich)
Fels- und Moor- sowie
Tundrenregionen in
manchen Teilen
Europas, in
Mitteleuropa nur Teile
des Hochgebirges
nicht vorhanden nicht vorhanden nicht vorhanden nicht vorhanden
oligohemerob
(naturnah)
schwach durchforstete
oder schwach
beweidete Wälder,
anwachsende Dünen,
wachsende Flach- und
Hochmoore
geringe Holzentnahme,
Beweidung, Luft- und
Gewässerimmissionen
(z.B. Auenüberflutung
mit eutrophiertem
Wasser)
Streuabbau,
Versauerung oder
Alkalisierung
geringfügige
Veränderungen des
Nährstoffangebotes
Humusform; Cl-,
SO4-Anstieg in der
Bodenlösung
mesohemerob
(mäßig bis stark
verändert)
Forsten
standortsfremder
Arten; Heiden;
Trocken- und
Magerrasen;
Landschaftsparke
(extensiv Wiesen und
Weiden)
Rodung und seltener
Umbruch bzw.
Kahlschlag,
Streunutzung und
Plaggenhieb,
gelegentlich schwache
Düngung
Zersetzung und
Humifizierung, z.T.
Podsolierung oder
Pseudovergleyung
geringfügige
Veränderung des
Nährstoffangebotes,
des Wasser-oder
Sauerstoffangebotes
Humusform
dystropher
eutropher
Intensivweiden und –
forsten, Zierrasen
Düngung, Kalkung,
Biozideinsatz, leichte
Grabenentwässerung
Zersetzung,
Humifizierung und
Aggregierung
verstärkt;
Versauerung,
Podsolierung,
Vergleyung
vermindert
erhöhtes
Nährstoffangebot bei
pH-veränderter
Verfügbarkeit der
Nährstoffreserven;
verändertes Wasser-
oder O2-Angebot
kein O-Horizont, pH-
Anstieg
Ackerfluren Planierung, stetiger
Umbruch, mäßige
Mineraldüngung
wie darüber; dazu
flachgründige
Turbation, Erosion
wie darüber; dazu
flachgründige
Veränderung der
Durchwurzelbarkeit im
Oberboden
Ap-Horizont, pH-
Anstieg
Sonderkulturen (z.B.
Obst, Wein, Zierrasen)
oder Ackerfruchtfolgen
mit stark selektierter
Unkrautflora
Tiefumbruch (bzw.
Rigolen), dauerhafte
und tiefgreifende
Entwässerung
(und/oder intensive
Bewässerung);
Intensivdüngung und
Biozideinsatz
wie darüber; dazu
tiefgründige
Turbation, Erosion,
Umlagerungen
stark erhöhtes Angebot
(u. Austrag) von
Nährstoffen bei
verminderter
redoxabhängiger
Verfügbarkeit; erhöhte
Durchwurzelbarkeit
des Unterbodens;
erhöhtes O2- oder
Wasserangebot
Bildung von
Kultosolen mit
humosem,
homogenem
Oberboden > 30 bis
80 cm; pH-Anstieg
euhemerob (stark
verändert bis
künstlich)
Rieselfelder Planieren; starke
Bewässerung mit
Abwässern
Redoximorphierung,
Humusakkumulation
, Gefügezerfall
stark erhöhtes Angebot
(u. Austrag) von
Wasser u. Nährstoffen
bei verminderter
Durchlüftung
Rostflecken; VNa-
Anstieg
Abfalldeponien,
Abraumhalden,
Trümmerschuttflächen
Vernichtung der
Biozönose bei
gleichzeitiger
Bedeckung mit
Fremdmaterial
(Teil)fossilisierung
bei Sedimentzufuhr
Veränderung aller
Standorteigenschaften
überschichtet mit
anthropogenem
Gestein
polyhemerob
(künstlich)
teilversiegelte Flächen
(z.B. gepflasterte
Wege, geschotterte
Gleisanlagen)
Biozönose stark
dezimiert; Biotop
anhaltend stark
verändert
Streuabbau und
Bioturbation stark
vermindert
verminderte
Durchwurzelbarkeit
und Durchlüftung
fehlender O- und
Ah- Horizont
vergiftete Ökosysteme Biozönose vernichtet Schadstoffdominanz metahemerob
vollständig versiegelte
Ökosysteme (z.B.
Gebäude, Teerdecken)
Biozönose vernichtet
starker Rückgang
biogener Vorgänge
(Zersetzung,
Humifizierung,
Bioturbation)
fehlender Wurzelraum
stark verminderte
bis fehlende CO2-
Entbindung
ANHANG 167
Tab. 38: Klassifizierungssystem der Enzyme nach der International Enzyme Commission
Aufgeführt sind die Hauptgruppen und ausgewählte Untergruppen.
Hauptgruppen Untergruppen
1.1. Reaktion an >CH-OH
1.2. Reaktion an >C=O
1.3. Reaktion an >C=CH-
1.4. Reaktion an >CH-NH2
1.5. Reaktion an >CH-NH-
1. Oxireduktasen
(Redoxreaktionen)
1.6. Reaktionen an NADH, NADPH
2.1. Übertragung eines C-Atoms
2.2. Übertragung von Aldehyd- oder
Ketongruppen
2.3. Übertragung von Acyl-Gruppen
2.4. Übertragung von Glycosyl-Gruppen
2.7. Übertragung von Phosphat-Gruppen
2. Transferasen
(Übertragung von Atomgruppen eines
Donor-Moleküls auf ein Akzeptor-Molekül)
2.8. Übertragung von S-haltigen Gruppen
3.1. Hydrolyse von Ester-Bindungen
3.2. Hydrolyse glykosidischer Bindungen
3.4. Hydrolyse von Peptid-Bidungen
3.5. Hydrolyse von C-N-Bindungen
3. Hydrolasen
(Bindungsspaltung durch Hydrolyse)
3.6. Hydrolyse von Säure-Anhydriden
4.1. Spaltung von C-C-Bindungen
4.2. Spaltung von C-O-Bindungen
4.3. Spaltung von C-N-Bindungen
4. Lyasen
(Bindungsspaltungen, die nicht durch
Oxidation oder Hydrolyse bedingt sind;
Entstehung von Doppelbindungen) 4.4. Spaltung von C-S-Bindungen
5.1. Razemisierung und Epimerisierung
5.2. Cis-Trans-Isomerisation
5. Isomerasen
(Übertragung von Gruppen innerhalb eines
Moleküls, wobei Isomere entstehen)
6.1. Bildung von C-O-Bindungen
6.2. Bildung von C-S-Bindungen
6.3. Bildung von C-N-Bindungen
6. Ligasen
(Bindungsbildung durch ATP-Spaltung)
6.4. Bildung von C-C-Bindungen
168 ANHANG
Tab. 39: Ausgewählte Enzyme im Boden nach Thornton und McLaren (1975)
Enzym-
Hauptgruppe Enzym Katalysierte Reaktion
Oxireduktasen Katalase 2H2O2 → 2H2O + O2
Catecholoxidase
(Tyrosinase) o-Diphenol + ½ O2 → o-Chinon + H2O
Dehydrogenase XH2 + A → X + AH2
Diphenoloxidase p-Diphenol + ½ O2 → p-Chinon + H2O
Glukoseoxidase Glukose + O2 → Glukonsäure + H2O2
Peroxidase und
Polyphenoloxidase A + H2O2 → Aox + H2O
Uratoxidase (Uricase) Harnsäure + O2 → Allantoin + CO2
Transferasen Transaminase R1R2-CH-N+H3 + R3R4CO → R3R4-CH-N+H + R1R2CO
Transglycosylase und
Levansucrase nC12H22O11 + ROH → H(C6H10O)nOR + nC6H12O6
Hydrolasen Acetylesterase Essigsäureethylester + H2O → EtOH + Essigsäure
α- und β-Amylase Hydrolyse 1,4-glucosidischer Bindungen
Asparaginase Asparagin + H2O → Aspartat + NH3
Cellulase Hydrolyse β-1,4-Glucan-Bindungen
Deamidase Carbonsäureamid + H2O → Carbonsäure + NH3
β-Fruktofuranosidase
(Invertase, Sucrase,
Saccharase)
β-Fruktofuranosid + H2O → ROH + Fruktose
α- und β-
Galaktosidase Galaktosid + H2O → ROH + Galaktose
α- und β-Glukosidase Glukosid + H2O → ROH + Glukose
Inulase
Hydrolyse von β-1,2-Fruktan-Bindungen
Lichenase
Hydrolyse von β-1,2-Cellotriose-Bindungen
Lipase Triglyceride + 3H2O → Glycerol + 3 Fettsäuren
Metaphosphatase meta-Phosphat → ortho-Phosphat
Nucleotidase Dephosphorylierung von Nukleotiden
Phosphatase Phosphatester + H2O → ROH + Phosphat
Phytase
Inositol-hexaphosphat + 6H2O → Inositol + 6
Phosphat
Protease Protein → Peptid + Aminosäuren
Pyrophosphatase Pyrophosphat + H2O → 2 ortho-Phosphat
Urease Harnstoff → 2NH3 + CO2
ANHANG 169
Tab. 40: Daten zum Flussunterbrechungs-Versuch
Elutionsdaue
r
[h]
Freisetzungsraten pro Einzelsubstanz
[pg/gBoden*12h]
Ansatz 1 DiCl-BP TriCl-BP TetraCl-BP PentaCl-BP TriCl-OHBP PAK 1 PAK 2
69,5 4,94 24,21 9,00 10,60 23,95 4,78 4,80
81,5 5,97 29,81 10,01 11,25 27,52 4,47 4,60
93,5 6,93 37,98 9,91 11,28 17,82 4,71 4,69
165,5 18,09 90,97 51,50 41,76 62,97 19,63 21,61
177,5 12,69 67,88 21,63 13,55 38,99 10,86 11,79
189,5 10,27 50,03 18,90 12,44 28,74 8,29 10,68
Ansatz 2 DiCl-BP TriCl-BP TetraCl-BP PentaCl-BP TriCl-OHBP PAK 1 PAK 2
69,5 6,75 38,65 16,42 10,78 21,95 7,80 8,41
81,5 7,23 37,58 14,86 11,09 24,33 7,49 8,14
93,5 7,60 46,85 15,34 8,62 18,80 7,75 7,27
165,5 16,86 141,13 68,70 36,18 40,16 33,79 27,21
177,5 12,80 66,36 22,25 12,12 30,99 12,40 16,96
189,5 14,02 70,57 22,12 10,60 28,11 9,40 15,90
170 ANHANG
Tab. 41: Daten zu den Salz- und Temperatur-Versuchen – DOC, SAK254 nm, SUVA
1. Messung
Temperatur
[C°] Salzeluenten DOC
[mg/L]
SAK254 nm
[1/m]
SUVA
[L/(mg*m)]
5 Wasser 4,340 26,78 6,17
5 Phosphat 22,013 102,23 4,64
5 NaNO36,818 47,36 6,95
5 Ca(NO3)22,950 42,44 14,39
15 Wasser 11,388 44,70 3,93
15 Phosphat 38,533 173,69 4,51
15 NaNO39,698 61,74 6,37
15 Ca(NO3)24,595 51,37 11,18
20 Wasser 9,165 46,66 5,09
20 Phosphat 54,312 263,28 4,85
20 NaNO313,033 77,22 5,93
20 Ca(NO3)25,928 55,90 9,43
2. Messung
Temperatur
[C°] Salzeluenten DOC
[mg/L]
SAK254 nm
[1/m]
SUVA
[L/(mg*m)]
5 Wasser 2,637 15,70 5,95
5 Phosphat 16,282 72,01 4,42
5 NaNO33,453 32,79 9,50
5 Ca(NO3)21,762 39,82 22,60
15 Wasser 4,035 22,99 5,70
15 Phosphat 28,250 131,50 4,65
15 NaNO35,903 44,14 7,48
15 Ca(NO3)22,683 42,72 15,92
20 Wasser 5,682 29,60 5,21
20 Phosphat 44,773 194,85 4,35
20 NaNO37,350 51,55 7,01
20 Ca(NO3)23,555 46,63 13,12
ANHANG 171
Tab. 42: Daten zu den Salz- und Temperatur-Versuchen – SUVA Mittelwerte und
Standardabweichungen
SUVA [L/(mg*m)]
Temperatur [°C] Salzeluenten MW STABW
5 Wasser 6,09 0,15
5 Phosphat 4,55 0,16
5 NaNO37,80 1,80
5 Ca(NO3)217,46 5,81
15 Wasser 4,39 1,25
15 Phosphat 4,57 0,10
15 NaNO36,79 0,79
15 Ca(NO3)212,93 3,35
20 Wasser 5,14 0,08
20 Phosphat 4,62 0,35
20 NaNO36,32 0,77
20 Ca(NO3)210,81 2,61
172 ANHANG
Tab. 43: Daten zu den Salz- und Temperatur-Versuchen – Freisetzungsraten der
Schadstoffgruppen
1. Messung
Temp.
[°C] Salzeluenten Freisetzungsraten pro Einzelsubstanz [ng/(gBoden*d)]
PAK 1 PAK 2 DiCl-
BP
TriCl-
BP
TetraCl-
BP
PentaCl-
BP
DiCl-
OHBP
TriCl-
OHBP
TetraCl-
OHBP
5 Wasser 0,113 0,032 0,012 0,040 0,014 0,011 0,054 0,028 0,033
5 Phosphat 0,198 0,046 0,028 0,067 0,031 0,022 0,107 0,046 0,083
5 NaNO30,113 0,040 0,007 0,027 0,011 0,005 0,034 0,024 0,034
5 Ca(NO3)20,062 0,029 0,008 0,028 0,009 0,005 0,042 0,024 0,022
15 Wasser 0,117 0,056 0,012 0,051 0,013 0,012 0,032 0,021 0,023
15 Phosphat 0,140 0,067 0,021 0,114 0,069 0,047 0,053 0,028 0,049
15 NaNO30,087 0,048 0,011 0,047 0,013 0,006 0,030 0,016 0,018
15 Ca(NO3)20,036 0,039 0,005 0,046 0,012 0,005 0,026 0,017 0,020
20 Wasser 0,104 0,085 0,017 0,054 0,017 0,009 0,074 0,052 0,045
20 Phosphat 0,222 0,103 0,032 0,133 0,109 0,069 0,122 0,079 0,110
20 NaNO30,079 0,043 0,012 0,044 0,017 0,005 0,060 0,041 0,055
20 Ca(NO3)20,077 0,053 0,013 0,036 0,010 0,004 0,049 0,028 0,025
2. Messung
Temp.
[°C] Salzeluenten Freisetzungsraten pro Einzelsubstanz [ng/(gBoden*d)]
PAK 1 PAK 2 DiCl-
BP
TriCl-
BP
TetraCl-
BP
PentaCl-
BP
DiCl-
OHBP
TriCl-
OHBP
TetraCl-
OHBP
5 Wasser 0,040 0,041 0,011 0,036 0,012 0,008 0,030 0,019 0,029
5 Phosphat 0,088 0,073 0,015 0,068 0,035 0,021 0,056 0,026 0,068
5 NaNO30,045 0,042 0,012 0,043 0,014 0,006 0,030 0,020 0,041
5 Ca(NO3)20,027 0,025 0,009 0,025 0,006 0,003 0,029 0,014 0,023
15 Wasser 0,147 0,128 0,019 0,077 0,026 0,012 0,046 0,022 0,036
15 Phosphat 0,166 0,135 0,027 0,146 0,082 0,038 0,059 0,036 0,095
15 NaNO30,150 0,124 0,022 0,072 0,023 0,008 0,051 0,026 0,042
15 Ca(NO3)20,074 0,107 0,017 0,057 0,012 0,003 0,033 0,021 0,028
20 Wasser 0,017 0,088 0,042 0,019 0,092 0,048 0,183
20 Phosphat 0,099 0,308 0,189 0,094 0,170 0,113 0,238
20 NaNO3 0,016 0,075 0,031 0,013 0,069 0,063 0,128
20 Ca(NO3)2 0,013 0,057 0,017 0,008 0,030 0,034 0,078
ANHANG 173
Tab. 44: Daten zu den Salz- und Temperatur-Versuchen – Inventar-bezogene
Freisetzungsraten der Schadstoffgruppen
1. Messung
Temp.
[°C] Salzeluenten Freisetzungsraten vom Inventar pro Einzelsubstanz [%/a]
PAK 1 PAK 2 DiCl-
BP
TriCl-
BP
TetraCl-
BP
PentaCl-
BP
DiCl-
OHBP
TriCl-
OHBP
TetraCl-
OHBP
5 Wasser 8,49 0,80 9,98 2,18 1,01 1,50 18,22 6,53 9,84
5 Phosphat 14,78 1,15 24,16 3,69 2,25 3,06 36,01 10,77 24,40
5 NaNO38,47 1,00 6,21 1,48 0,77 0,75 11,51 5,64 10,04
5 Ca(NO3)24,67 0,72 6,56 1,55 0,62 0,66 14,02 5,74 6,58
15 Wasser 8,73 1,41 10,26 2,78 0,97 1,73 10,77 4,99 6,68
15 Phosphat 10,44 1,70 17,61 6,24 4,99 6,53 17,91 6,55 14,63
15 NaNO36,50 1,20 9,67 2,58 0,96 0,79 10,02 3,72 5,33
15 Ca(NO3)22,73 0,98 4,44 2,53 0,86 0,74 8,65 4,01 5,80
20 Wasser 7,77 2,16 14,31 2,94 1,25 1,28 24,78 12,23 13,29
20 Phosphat 16,58 2,60 27,26 7,31 7,95 9,69 41,16 18,56 32,64
20 NaNO35,90 1,08 10,04 2,39 1,20 0,75 20,31 9,61 16,39
20 Ca(NO3)25,78 1,35 10,69 1,99 0,70 0,55 16,49 6,55 7,43
2. Messung
Temp.
[°C] Salzeluenten Freisetzungsraten vom Inventar pro Einzelsubstanz [%/a]
PAK 1 PAK 2 DiCl-
BP
TriCl-
BP
TetraCl-
BP
PentaCl-
BP
DiCl-
OHBP
TriCl-
OHBP
TetraCl-
OHBP
5 Wasser 3,60 1,22 5,93 1,89 0,81 1,00 9,23 4,41 2,51
5 Phosphat 7,87 2,16 7,96 3,63 2,28 2,68 17,35 6,09 5,91
5 NaNO34,02 1,23 6,42 2,26 0,91 0,84 9,34 4,80 3,52
5 Ca(NO3)22,46 0,73 4,48 1,31 0,37 0,35 8,91 3,18 2,00
15 Wasser 13,23 3,82 10,14 4,10 1,69 1,59 14,29 5,25 3,10
15 Phosphat 14,94 4,01 13,90 7,77 5,35 4,91 18,17 8,54 8,28
15 NaNO313,47 3,67 11,44 3,82 1,50 1,07 15,63 6,02 3,63
15 Ca(NO3)26,62 3,19 9,04 3,01 0,77 0,40 10,21 4,90 2,39
20 Wasser 9,11 4,67 2,71 2,46 28,49 11,36 15,84
20 Phosphat 51,45 16,34 12,26 12,19 52,59 26,58 20,62
20 NaNO3 8,40 3,99 1,99 1,74 21,27 14,70 11,13
20 Ca(NO3)2 6,61 3,01 1,10 0,98 9,31 7,86 6,81
174 ANHANG
Tab. 45: SAK254 nm - Einflussfaktor Temperatur
p-Wahrscheinlichkeiten
Temperatur [°C] 5 15 20
5 0,0499 0,0033
15 0,0499 0,3031
20 0,0033 0,3031
Tab. 46: SAK254 nm - Einflussfaktor Salzeluenten
p-Wahrscheinlichkeiten
Salzeluenten Wasser Phosphat NaNO3Ca(NO3)2
Wasser 0,0002 0,0163 0,0463
Phosphat 0,0002 0,0003 0,0002
NaNO30,0163 0,0003 0,9298
Ca(NO3)20,0463 0,0002 0,9298
Tab. 47: DOC - Einflussfaktor Temperatur
p-Wahrscheinlichkeiten
Temperatur [°C] 5 15 20
5 0,0447 0,0047
15 0,0447 0,4365
20 0,0047 0,4365
Tab. 48: DOC - Einflussfaktor Salzeluenten
p-Wahrscheinlichkeiten
Salzeluenten Wasser Phosphat NaNO3Ca(NO3)2
Wasser 0,0002 0,6670 0,1695
Phosphat 0,0002 0,0003 0,0002
NaNO30,6670 0,0003 0,0244
Ca(NO3)20,1695 0,0002 0,0244
ANHANG 175
Tab. 49: Post hoc-Tests der Interaktionen [Salze / Temperatur] für den SAK254 nm und DOC
a) SAK254 nm b) DOC
p-Wahrscheinlichkeiten
Temp.
[C°]
5 5 5 5
15
15 15 15
20
20 20 20
Salzeluenten W PO
4
Na
Ca
W
PO
4
Na Ca
W PO
4
Na Ca
5 Wasser
0,0057
0,4425 0,3664 0,8497 0,0004
0,1035
0,1894 0,5600 0,0002 0,0341
0,1175
5
Phosphat
0,0057
0,2444 0,3025 0,0775
0,6198
0,7611 0,5384 0,1790 0,0841
0,9839
0,7170
5 NaNO
3
0,4425 0,2444 1,0000 0,9994
0,0094 0,9917 0,9999 1,0000
0,0011
0,8098 0,9956
5 Ca(NO
3
)
2
0,3664 0,3025 1,0000 0,9968 0,0120 0,9977
1,0000
1,0000
0,0013 0,8779 0,9990
15 Wasser 0,8497
0,0775 0,9994 0,996
8
0,0030
0,7786 0,9369 1,0000 0,0005
0,3989
0,8190
15 Phosphat 0,0004 0,6198 0,0094 0,0120 0,0030
0,0490 0,0258 0,0067 0,9094
0,1462 0,0429
15
NaNO
3
0,1035 0,7611 0,9917
0,9977
0,7786 0,0490
1,0000
0,9680
0,0047 0,9997 1,0000
15 Ca(NO
3
)
2
0,1894
0,5384
0,9999
1,0000 0,9369 0,0258
1,0000 0,9983 0,0026 0,9872
1,0000
20 Wasser 0,5600 0,1790 1,0000 1,0000 1,0000 0,0067 0,9680 0,9983 0,0008
0,6962 0,9798
20
Phosphat 0,0002 0,0841 0,0011
0,0013
0,0005 0,9094 0,0047 0,0026
0,0008
0,0137 0,0041
20 NaNO
3
0,0341 0,9839
0,8098
0,8779 0,3989 0,1462
0,9997
0,9872
0,6962 0,0137
0,9992
20 Ca(NO
3
)
2
0,1175 0,7170 0,9956 0,9990 0,8190 0,0429 1,0000 1,0000 0,9798 0,0041 0,9992
p-Wahrscheinlichkeiten
Temp.
[C°]
5 5 5 5 15 15 15 15 20 20 20 20
Salzeluenten W PO
4
Na Ca W PO
4
Na Ca W PO
4
Na Ca
5 Wasser 0,0244 0,9970 0,9938 0,7990 0,0028 0,6492 1,0000 0,7163 0,0007 0,3135 0,9993
5 Phosphat 0,0244 0,1041 0,0051 0,3520 0,9354 0,4902 0,0284 0,4276 0,4368 0,8409 0,0836
5 NaNO
3
0,9970 0,1041 0,7193 0,9984 0,0111 0,9849 0,9988 0,9935 0,0024 0,7908 1,0000
5 Ca(NO
3
)
2
0,9938 0,0051 0,7193 0,2858 0,0008 0,1932 0,9877 0,2295 0,0003 0,0712 0,7928
15 Wasser 0,7990 0,3520 0,9984 0,2858 0,0429 1,0000 0,8431 1,0000 0,0085 0,9965 0,9944
15 Phosphat 0,0028 0,9354 0,0111 0,0008 0,0429 0,0669 0,0032 0,0553 0,9929 0,1824 0,0089
15 NaNO
3
0,6492 0,4902 0,9849 0,1932 1,0000 0,0669 0,7022 1,0000 0,0132 0,9998 0,9663
15 Ca(NO
3
)
2
1,0000 0,0284 0,9988 0,9877 0,8431 0,0032 0,7022 0,7668 0,0008 0,3542 0,9998
20 Wasser 0,7163 0,4276 0,9935 0,2295 1,0000 0,0553 1,0000 0,7668 0,0109 0,9993 0,9829
20 Phosphat 0,0007 0,4368 0,0024 0,0003 0,0085 0,9929 0,0132 0,0008 0,0109 0,0373 0,0020
20 NaNO
3
0,3135 0,8409 0,7908 0,0712 0,9965 0,1824 0,9998 0,3542 0,9993 0,0373 0,7171
20 Ca(NO
3
)
2
0,9993 0,0836 1,0000 0,7928 0,9944 0,0089 0,9663 0,9998 0,9829 0,0020 0,7171
176 ANHANG
Tab. 50: SUVA - Ergebnisse der 2-faktoriellen ANOVA
Effekt FG
Effekt
SQ
Effekt
MQ
Effekt
FG
Fehler
SQ
Fehler
MQ
Fehler F p-Wert
Temperatur 2 0,00269 0,00135 12 0,00601 0,00050 2,69 0,1084
Salze 3 0,07220 0,02407 12 0,00203 0,00050 48,08 0,0000
Temperatur / Salze 6 0,00203 0,00034 12 0,00601 0,00050 0,68 0,6715
Shapiro-Wilk-Test
Untransformierte Daten W = 0,7725, p < 0,0001
Reziproke-transformierte Daten W = 0,9556, p < 0,3634
Varianzenhomogenität
Reziproke-transformierte Daten Chi2 = 8,11, p = 0,7033
Tab. 51: Post hoc-Test SUVA – Einflussfaktor Temperatur
p-Wahrscheinlichkeiten
Temperatur [°C] 5 15 20
5 0,1644 0,1423
15 0,1644 0,9956
20 0,1423 0,9956
Tab. 52: Post hoc-Test SUVA – Einflussfaktor Salzeluenten
p-Wahrscheinlichkeiten
Salzeluenten Wasser Phosphat NaNO3Ca(NO3)2
Wasser 0,1973 0,0111 0,0002
Phosphat 0,1973 0,0005 0,0002
NaNO30,0111 0,0005 0,0013
Ca(NO3)20,0002 0,0002 0,0013
ANHANG 177
Tab. 53: Post hoc-Test SUVA – Interaktionen [Temperatur / Salze]
p-Wahrscheinlichkeiten
Temp.
[C°]
5
5
5
5
15
15
15
15
20 20
20 20
Salzeluenten
W
PO
4
Na
Ca
W
PO
4
Na
Ca W
PO
4
Na
Ca
5
Wasser 0,4227
0,7900
0,0129
0,5539
0,4766
0,9981
0,0498
0,9629
0
,4838
1,0000
0
,1403
5 Phosphat 0,4227
0,0300
0,0005
1,0000
1,0000
0,1275
0,0012
0,9804
1,0000
0,2477 0,0030
5
NaNO
3
0,7900
0,0300 0,2089
0,0445
0,0355
0,9970
0,5939
0,1862
0,0363
0,9455 0,9156
5 Ca(NO
3
)
2
0,0129
0,0005
0,2089
0,0006
0,0005
0,0511 0,9984
0,0019
0,0005
0,0248
0,9043
15 Wasser
0,5539
1
,0000
0,0445
0
,0006
1
,0000
0,1841 0,0017
0,9967
1,0000
0,3441
0,0044
15
Phosphat 0,4766
1,0000
0,0355
0,0005
1,0000 0,1494
0,0014
0,9900
1,0000
0,2859
0,0035
15
NaNO
3
0,9981
0,1275
0,9970 0,0511
0,1841
0,1494
0,1897
0,5868
0,1525
1,0000
0,4548
15
Ca(NO
3
)
2
0,0498
0,0012
0
,5939
0,9984
0
,0017
0,0014
0,1897
0,0065
0,0014
0,0955
0,9998
20
Wasser
0,9629
0,9804
0,1862
0,0019
0
,9967
0,9900
0
,5868
0,0065 0,9910
0,8293
0,0184
20
Phosphat 0,4838
1,0000
0,0363
0,0005
1,0000
1,0000
0,1525
0,0014
0,9910
0,2911
0,0036
20
NaNO
3
1,0000
0,2477
0,9455
0,0248 0,3441
0,2859
1,0000
0,0955
0,8293
0,2911
0,2555
20 Ca(NO
3
)
2
0,1403
0,0030 0,9156
0,9043
0,0044
0,0035
0,4548
0,9998
0,0184
0,0036
0,2555
178 ANHANG
Tab. 54: Post hoc-Test für die Interaktionen [Temperatur / Salze] der Freisetzungsraten der
Schadstoffgruppen
p-
Wahrscheinlichkeiten
Temp.
[C°]
5
5 5 5 15
15
15
15
20
20
20
20
Salzeluenten
W
PO
4
Na
Ca W
PO
4
Na Ca
W
PO
4
Na
Ca
5
Wasser
0,0002 1,0000 0,0596
0,3975
0,0001
0,9335
0,9928 0,0003
0,0001
0,1205
0,9999
5
Phosphat
0,0002 0,0001
0,0001
0,1809
0,6095 0,0148 0,0001
1,0000
0,0001 0,7238
0,0028
5 NaNO
3
1,0000
0,0001
0,2640 0,1081
0,0001
0,5949
1,0000
0,0001 0,0001
0,0235
0,9769
5
Ca(NO
3
)
2
0,0596
0,0001 0,2640
0,0001
0,
0001
0,0004
0,5834 0,0001
0,0001
0,0001 0,0124
15 Wasser
0,3975
0,1809
0,1081
0,0001
0,0003
0,9989
0,0273
0,2901 0,0001
0,9999
0,9128
15
Phosphat
0,0001
0,6095 0,0001
0,0001 0,0003
0,0001
0,0001
0,6468 0,0003
0,0077
0,0001
15 NaNO
3
0,9335 0,0148
0,5949 0,0004
0,9989
0,0001 0,2726
0,0352
0,0001 0,9103
0,9999
15
Ca(NO
3
)
2
0,9928
0,0001
1,0000
0,5834 0,0273
0,0001
0,2726
0,0001 0,0001
0,0051
0,8285
20
Wasser
0,0003
1,0000 0,0001
0,0001
0,2901
0,6468
0,0352
0,0001
0,0001
0,7660 0,0035
20 Phosphat
0,0001 0,0001
0,0001
0,0001
0,0001 0,0003
0,0001
0,0001
0,0001
0,0001
0,0001
20
NaNO
3
0,1205
0,7238
0,0235
0,0001 0,9999
0,0077
0,9103
0,0051
0,7660 0,0001
0,4827
20
Ca(NO
3
)
2
0,9999
0,0028 0,9769 0,0124
0,9128
0,0001 0,9999 0,8285
0,0035
0,0001
0,4827
ANHANG 179
Tab. 55: Ergebnisse der 3-faktoriellen ANOVA für das Freisetzungsverhalten der
Schadstoffgruppen vom Inventar
Effekt FG
Effekt
SQ
Effekt
MQ
Effekt
FG
Fehler
SQ
Fehler
MQ
Fehler F p-Werte
Temperatur 2 2,42117 1,21059 100 2,89178 0,02892 41,86 0,0000
Salze 3 7,65213 2,55071 6 0,25080 0,04180 61,02 0,0001
Stoffgruppe 8 28,86666 3,60833 16 1,01655 0,06353 56,79 0,0000
Temperatur /
Salze 6 0,25080 0,04180 100 2,89178 0,02892 1,45 0,2049
Temperatur /
Stoffgruppe 16 1,01655 0,06353 100 2,89178 0,02892 2,20 0,0096
Stoffgruppe /
Salze 24 1,51625 0,06318 48 0,42751 0,00891 7,09 0,0000
Temperatur /
Stoffgruppe /
Salze
48 0,42751 0,00891 100 2,89178 0,02892 0,31 1,0000
180 ANHANG
p-
Wahrscheinlichkeiten
Temp.
[°C] 5 5 5 5 5 5 5 5 5 15 15 15 15 15 15 15 15 15 20 20 20 20 20 20 20 20 20
Schadstoffgruppen {1} {2} {3} {4} {5} {6} {7} {8} {9} {1} {2} {3} {4} {5} {6} {7} {8} {9} {1} {2} {3} {4} {5} {6} {7} {8} {9}
5 PAK 1 {1} 0,01 1,00 1,00 0,00 0,00 1,00 0,00 0,00 0,97 0,03 1,00 1,00 0,00 0,00 0,50 0,88 0,00 1,00 0,00 0,06 0,01 0,00 0,01 0,01 0,99 0,00
5 DiCl-OHBP {2} 0,01 0,00 0,01 0,00 0,00 0,38 0,00 0,00 0,73 1,00 0,00 0,00 0,00 0,00 1,00 0,00 0,00 0,97 0,56 1,00 1,00 0,00 0,00 1,00 0,00 0,00
5 TriCl-OHBP {3} 1,00 0,00 1,00 0,00 0,00 0,99 0,00 0,00 0,90 0,01 1,00 1,00 0,00 0,00 0,32 0,96 0,00 1,00 0,00 0,03 0,00 0,00 0,01 0,00 1,00 0,00
5 TetraCl-OHBP {4} 1,00 0,01 1,00 0,00 0,00 1,00 0,00 0,00 0,99 0,04 1,00 1,00 0,00 0,00 0,58 0,82 0,00 1,00 0,00 0,08 0,01 0,00 0,00 0,02 0,98 0,00
5 TetraCl-BP {5} 0,00 0,00 0,00 0,00 1,00 0,00 0,02 1,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,63 0,01 0,00 0,00 0,89 0,00 0,00 0,00 0,00 0,01 0,94 0,00 0,00 0,05
5 PAK 2 {6} 0,00 0,00 0,00 0,00 1,00 0,00 0,12 1,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,94 0,07 0,00 0,00 1,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,05 0,99 0,00 0,00 0,21
5 DiCl-BP {7} 1,00 0,38 0,99 1,00 0,00 0,00 0,00 0,00 1,00 0,71 0,97 0,98 0,00 0,00 1,00 0,07 0,00 1,00 0,00 0,84 0,41 0,00 0,00 0,49 0,26 0,00
5 TriCl-BP {8} 0,00 0,00 0,00 0,00 0,02 0,12 0,00 0,15 0,00 0,00 0,00 0,00 1,00 1,00 0,00 0,36 0,99 0,00 0,00 0,00 0,00 1,00 1,00 0,00 0,11 1,00
5 PentaCl-BP {9} 0,00 0,00 0,00 0,00 1,00 1,00 0,00 0,15 0,00 0,00 0,00 0,00 0,96 0,09 0,00 0,00 1,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,06 1,00 0,00 0,00 0,25
15 PAK 1 {1} 0,97 0,73 0,90 0,99 0,00 0,00 1,00 0,00 0,00 0,95 0,78 0,80 0,00 0,00 1,00 0,02 0,00 1,00 0,00 0,99 0,76 0,00 0,00 0,83 0,08 0,00
15 DiCl-OHBP {2} 0,03 1,00 0,01 0,04 0,00 0,00 0,71 0,00 0,00 0,95 0,01 0,01 0,00 0,00 1,00 0,00 0,00 1,00 0,25 1,00 1,00 0,00 0,00 1,00 0,00 0,00
15 TriCl-OHBP {3} 1,00 0,00 1,00 1,00 0,00 0,00 0,97 0,00 0,00 0,78 0,01 1,00 0,00 0,00 0,19 0,99 0,00 1,00 0,00 0,01 0,00 0,01 0,02 0,00 1,00 0,00
15 TetraCl-OHBP {4} 1,00 0,00 1,00 1,00 0,00 0,00 0,98 0,00 0,00 0,80 0,01 1,00 0,00 0,00 0,21 0,99 0,00 1,00 0,00 0,01 0,00 0,01 0,02 0,00 1,00 0,00
15 TetraCl-BP {5} 0,00 0,00 0,00 0,00 0,63 0,94 0,00 1,00 0,96 0,00 0,00 0,00 0,00 1,00 0,00 0,01 1,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,99 1,00 0,00 0,00 1,00
15 PAK 2 {6} 0,00 0,00 0,00 0,00 0,01 0,07 0,00 1,00 0,09 0,00 0,00 0,00 0,00 1,00 0,00 0,50 0,96 0,00 0,00 0,00 0,00 1,00 1,00 0,00 0,18 1,00
15 DiCl-BP {7} 0,50 1,00 0,32 0,58 0,00 0,00 1,00 0,00 0,00 1,00 1,00 0,19 0,21 0,00 0,00 0,00 0,00 1,00 0,01 1,00 1,00 0,00 0,00 1,00 0,00 0,00
15 TriCl-BP {8} 0,88 0,00 0,96 0,82 0,00 0,00 0,07 0,36 0,00 0,02 0,00 0,99 0,99 0,01 0,50 0,00 0,00 0,52 0,00 0,00 0,00 0,58 0,43 0,00 1,00 0,23
15 PentaCl-BP {9} 0,00 0,00 0,00 0,00 0,89 1,00 0,00 0,99 1,00 0,00 0,00 0,00 0,00 1,00 0,96 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,92 1,00 0,00 0,00 1,00
20 PAK 1 {1} 1,00 0,97 1,00 1,00 0,00 0,00 1,00 0,00 0,00 1,00 1,00 1,00 1,00 0,00 0,00 1,00 0,52 0,00 0,04 1,00 0,98 0,00 0,00 0,99 0,79 0,00
20 DiCl-OHBP {2} 0,00 0,56 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,25 0,00 0,00 0,00 0,00 0,01 0,00 0,00 0,04 0,15 0,52 0,00 0,00 0,43 0,00 0,00
20 TriCl-OHBP {3} 0,06 1,00 0,03 0,08 0,00 0,00 0,84 0,00 0,00 0,99 1,00 0,01 0,01 0,00 0,00 1,00 0,00 0,00 1,00 0,15 1,00 0,00 0,00 1,00 0,00 0,00
20 TetraCl-OHBP {4} 0,01 1,00 0,00 0,01 0,00 0,00 0,41 0,00 0,00 0,76 1,00 0,00 0,00 0,00 0,00 1,00 0,00 0,00 0,98 0,52 1,00 0,00 0,00 1,00 0,00 0,00
20 TetraCl-BP {5} 0,00 0,00 0,00 0,00 0,01 0,05 0,00 1,00 0,06 0,00 0,00 0,01 0,01 0,99 1,00 0,00 0,58 0,92 0,00 0,00 0,00 0,00 1,00 0,00 0,24 1,00
20 PAK 2 {6} 0,01 0,00 0,01 0,00 0,94 0,99 0,00 1,00 1,00 0,00 0,00 0,02 0,02 1,00 1,00 0,00 0,43 1,00 0,00 0,00 0,00 0,00 1,00 0,00 0,21 1,00
20 DiCl-BP {7} 0,01 1,00 0,00 0,02 0,00 0,00 0,49 0,00 0,00 0,83 1,00 0,00 0,00 0,00 0,00 1,00 0,00 0,00 0,99 0,43 1,00 1,00 0,00 0,00 0,00 0,00
20 TriCl-BP {8} 0,99 0,00 1,00 0,98 0,00 0,00 0,26 0,11 0,00 0,08 0,00 1,00 1,00 0,00 0,18 0,00 1,00 0,00 0,79 0,00 0,00 0,00 0,24 0,21 0,00 0,06
20 PentaCl-BP {9} 0,00 0,00 0,00 0,00 0,05 0,21 0,00 1,00 0,25 0,00 0,00 0,00 0,00 1,00 1,00 0,00 0,23 1,00 0,00 0,00 0,00 0,00 1,00 1,00 0,00 0,06
Tab. 56: Freisetzungsverhalten der Schadstoffgruppen vom Inventar – Post hoc-Test für die
Interaktion [Temperatur / Stoffgruppe]
ANHANG 181
Tab. 57: Freisetzungsverhalten der Schadstoffgruppen vom Inventar – Post hoc-Test für die
Interaktion [Stoffgruppe / Salze]
p-Wahrscheinlichkeiten
Salzeluenten PO
4
PO
4
PO
4
PO
4
PO
4
PO
4
PO
4
PO
4
PO
4
Na Na Na Na Na Na Na Na Na Ca Ca Ca Ca Ca Ca Ca Ca Ca W W W W W W W W W
Schadstoffgruppen {1} {2} {3} {4} {5} {6} {7} {8} {9} {1} {2} {3} {4} {5} {6} {7} {8} {9} {1} {2} {3} {4} {5} {6} {7} {8} {9} {1} {2} {3} {4} {5} {6} {7} {8} {9}
Phosphat PAK 1 {1} 0,47 1,00 1,00 0,05 0,00 1,00 0,64 0,21 0,77 1,00 0,68 0,85 0,00 0,00 1,00 0,00 0,00 0,01 1,00 0,09 0,02 0,00 0,00 0,67 0,00 0,00 0,97 1,00 0,78 0,79 0,00 0,00 1,00 0,00 0,00
Phosphat DiCl-OHBP {2} 0,47 0,04 0,73 0,00 0,00 1,00 0,00 0,00 0,00 0,46 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,03 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,91 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00
Phosphat TriCl-OHBP {3} 1,00 0,04 1,00 0,13 0,00 0,75 0,92 0,48 0,99 1,00 0,94 0,99 0,00 0,00 1,00 0,00 0,00 0,09 1,00 0,23 0,06 0,00 0,00 0,94 0,00 0,00 1,00 1,00 0,98 0,98 0,00 0,00 1,00 0,00 0,00
Phosphat TetraCl-OHBP {4} 1,00 0,73 1,00 0,00 0,00 1,00 0,10 0,01 0,35 1,00 0,13 0,25 0,00 0,00 0,81 0,00 0,00 0,00 1,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,12 0,00 0,00 0,71 1,00 0,18 0,19 0,00 0,00 0,99 0,00 0,00
Phosphat TetraCl-BP {5} 0,05 0,00 0,13 0,00 0,34 0,00 1,00 1,00 1,00 0,01 1,00 1,00 0,00 0,00 0,86 0,66 0,00 1,00 0,15 1,00 1,00 0,00 0,00 1,00 0,12 0,00 1,00 0,00 1,00 1,00 0,00 0,02 0,46 0,95 0,00
Phosphat PAK 2 {6} 0,00 0,00 0,00 0,00 0,34 0,00 0,01 0,09 0,01 0,00 0,01 0,00 0,78 0,99 0,00 1,00 0,20 0,67 0,00 0,21 0,52 0,01 0,86 0,01 1,00 0,00 0,00 0,00 0,01 0,01 0,96 1,00 0,00 1,00 1,00
Phosphat DiCl-BP {7} 1,00 1,00 0,75 1,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,01 1,00 0,00 0,01 0,00 0,00 0,08 0,00 0,00 0,00 0,71 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,07 1,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,31 0,00 0,00
Phosphat TriCl-BP {8} 0,64 0,00 0,92 0,10 1,00 0,01 0,00 1,00 1,00 0,25 1,00 1,00 0,00 0,00 1,00 0,04 0,00 1,00 0,94 1,00 1,00 0,00 0,00 1,00 0,00 0,00 1,00 0,04 1,00 1,00 0,00 0,00 1,00 0,16 0,00
Phosphat PentaCl-BP {9} 0,21 0,00 0,48 0,01 1,00 0,09 0,00 1,00 1,00 0,04 1,00 1,00 0,00 0,00 1,00 0,23 0,00 1,00 0,52 1,00 1,00 0,00 0,00 1,00 0,02 0,00 1,00 0,00 1,00 1,00 0,00 0,00 0,89 0,59 0,00
NaNO
3
PAK 1 {1} 0,77 0,00 0,99 0,35 1,00 0,01 0,01 1,00 1,00 0,59 1,00 1,00 0,00 0,00 1,00 0,06 0,00 1,00 1,00 1,00 1,00 0,00 0,00 1,00 0,00 0,00 1,00 0,18 1,00 1,00 0,00 0,00 1,00 0,21 0,00
NaNO
3
DiCl-OHBP {2} 1,00 0,46 1,00 1,00 0,01 0,00 1,00 0,25 0,04 0,59 0,29 0,48 0,00 0,00 0,96 0,00 0,00 0,00 1,00 0,01 0,00 0,00 0,00 0,28 0,00 0,00 0,90 1,00 0,39 0,40 0,00 0,00 1,00 0,00 0,00
NaNO
3
TriCl-OHBP {3} 0,68 0,00 0,94 0,13 1,00 0,01 0,00 1,00 1,00 1,00 0,29 1,00 0,00 0,00 1,00 0,03 0,00 1,00 0,96 1,00 1,00 0,00 0,00 1,00 0,00 0,00 1,00 0,05 1,00 1,00 0,00 0,00 1,00 0,14 0,00
NaNO
3
TetraCl-OHBP {4} 0,85 0,00 0,99 0,25 1,00 0,00 0,01 1,00 1,00 1,00 0,48 1,00 0,00 0,00 1,00 0,01 0,00 0,99 0,99 1,00 0,99 0,00 0,00 1,00 0,00 0,00 1,00 0,11 1,00 1,00 0,00 0,00 1,00 0,06 0,00
NaNO
3
TetraCl-BP {5} 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,78 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 1,00 0,00 0,14 1,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,95 1,00 0,00 0,72 0,42 0,00 0,00 0,00 0,00 1,00 1,00 0,00 0,03 1,00
NaNO
3
PAK 2 {6} 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,99 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 1,00 0,00 0,76 1,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,72 1,00 0,00 1,00 0,19 0,00 0,00 0,00 0,00 1,00 1,00 0,00 0,40 1,00
NaNO
3
DiCl-BP {7} 1,00 0,00 1,00 0,81 0,86 0,00 0,08 1,00 1,00 1,00 0,96 1,00 1,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,73 1,00 0,95 0,69 0,00 0,00 1,00 0,00 0,00 1,00 0,58 1,00 1,00 0,00 0,00 1,00 0,00 0,00
NaNO
3
TriCl-BP {8} 0,00 0,00 0,00 0,00 0,66 1,00 0,00 0,04 0,23 0,06 0,00 0,03 0,01 0,14 0,76 0,00 0,01 0,98 0,00 0,48 0,84 0,00 0,39 0,03 1,00 0,00 0,01 0,00 0,02 0,02 0,39 1,00 0,00 1,00 0,91
NaNO
3
PentaCl-BP {9} 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,20 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 1,00 1,00 0,00 0,01 0,00 0,00 0,00 0,00 1,00 1,00 0,00 0,13 0,96 0,00 0,00 0,00 0,00 1,00 0,89 0,00 0,00 0,96
Ca(NO
3
)
2
PAK 1 {1} 0,01 0,00 0,09 0,00 1,00 0,67 0,00 1,00 1,00 1,00 0,00 1,00 0,99 0,00 0,00 0,73 0,98 0,00 0,10 1,00 1,00 0,00 0,00 1,00 0,55 0,00 0,93 0,00 1,00 1,00 0,00 0,08 0,34 1,00 0,02
Ca(NO
3
)
2
DiCl-OHBP {2} 1,00 0,03 1,00 1,00 0,15 0,00 0,71 0,94 0,52 1,00 1,00 0,96 0,99 0,00 0,00 1,00 0,00 0,00 0,10 0,26 0,07 0,00 0,00 0,95 0,00 0,00 1,00 1,00 0,98 0,98 0,00 0,00 1,00 0,00 0,00
Ca(NO
3
)
2
TriCl-OHBP {3} 0,09 0,00 0,23 0,00 1,00 0,21 0,00 1,00 1,00 1,00 0,01 1,00 1,00 0,00 0,00 0,95 0,48 0,00 1,00 0,26 1,00 0,00 0,00 1,00 0,06 0,00 1,00 0,00 1,00 1,00 0,00 0,01 0,65 0,85 0,00
Ca(NO
3
)
2
TetraCl-OHBP {4} 0,02 0,00 0,06 0,00 1,00 0,52 0,00 1,00 1,00 1,00 0,00 1,00 0,99 0,00 0,00 0,69 0,84 0,00 1,00 0,07 1,00 0,00 0,00 1,00 0,23 0,00 0,97 0,00 1,00 1,00 0,00 0,04 0,28 0,99 0,00
Ca(NO
3
)
2
TetraCl-BP {5} 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,01 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,95 0,72 0,00 0,00 1,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,96 0,00 0,00 1,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,71 0,14 0,00 0,00 0,18
Ca(NO
3
)
2
PAK 2 {6} 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,86 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 1,00 1,00 0,00 0,39 1,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,96 0,00 0,93 0,51 0,00 0,00 0,00 0,00 1,00 1,00 0,00 0,13 1,00
Ca(NO
3
)
2
DiCl-BP {7} 0,67 0,00 0,94 0,12 1,00 0,01 0,00 1,00 1,00 1,00 0,28 1,00 1,00 0,00 0,00 1,00 0,03 0,00 1,00 0,95 1,00 1,00 0,00 0,00 0,00 0,00 1,00 0,05 1,00 1,00 0,00 0,00 1,00 0,14 0,00
Ca(NO
3
)
2
TriCl-BP {8} 0,00 0,00 0,00 0,00 0,12 1,00 0,00 0,00 0,02 0,00 0,00 0,00 0,00 0,72 1,00 0,00 1,00 0,13 0,55 0,00 0,06 0,23 0,00 0,93 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,95 1,00 0,00 1,00 1,00
Ca(NO
3
)
2
PentaCl-BP {9} 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,42 0,19 0,00 0,00 0,96 0,00 0,00 0,00 0,00 1,00 0,51 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,15 0,01 0,00 0,00 0,02
Wasser PAK 1 {1} 0,97 0,00 1,00 0,71 1,00 0,00 0,07 1,00 1,00 1,00 0,90 1,00 1,00 0,00 0,00 1,00 0,01 0,00 0,93 1,00 1,00 0,97 0,00 0,00 1,00 0,00 0,00 0,48 1,00 1,00 0,00 0,00 1,00 0,06 0,00
Wasser DiCl-OHBP {2} 1,00 0,91 1,00 1,00 0,00 0,00 1,00 0,04 0,00 0,18 1,00 0,05 0,11 0,00 0,00 0,58 0,00 0,00 0,00 1,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,05 0,00 0,00 0,48 0,08 0,08 0,00 0,00 0,93 0,00 0,00
Wasser TriCl-OHBP {3} 0,78 0,00 0,98 0,18 1,00 0,01 0,00 1,00 1,00 1,00 0,39 1,00 1,00 0,00 0,00 1,00 0,02 0,00 1,00 0,98 1,00 1,00 0,00 0,00 1,00 0,00 0,00 1,00 0,08 1,00 0,00 0,00 1,00 0,09 0,00
Wasser TetraCl-OHBP {4} 0,79 0,00 0,98 0,19 1,00 0,01 0,00 1,00 1,00 1,00 0,40 1,00 1,00 0,00 0,00 1,00 0,02 0,00 1,00 0,98 1,00 1,00 0,00 0,00 1,00 0,00 0,00 1,00 0,08 1,00 0,00 0,00 1,00 0,09 0,00
Wasser TetraCl-BP {5} 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,96 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 1,00 1,00 0,00 0,39 1,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,71 1,00 0,00 0,95 0,15 0,00 0,00 0,00 0,00 1,00 0,00 0,12 1,00
Wasser} PAK 2 {6} 0,00 0,00 0,00 0,00 0,02 1,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 1,00 1,00 0,00 1,00 0,89 0,08 0,00 0,01 0,04 0,14 1,00 0,00 1,00 0,01 0,00 0,00 0,00 0,00 1,00 0,00 0,96 1,00
Wasser DiCl-BP {7} 1,00 0,00 1,00 0,99 0,46 0,00 0,31 1,00 0,89 1,00 1,00 1,00 1,00 0,00 0,00 1,00 0,00 0,00 0,34 1,00 0,65 0,28 0,00 0,00 1,00 0,00 0,00 1,00 0,93 1,00 1,00 0,00 0,00 0,00 0,00
Wasser TriCl-BP {8} 0,00 0,00 0,00 0,00 0,95 1,00 0,00 0,16 0,59 0,21 0,00 0,14 0,06 0,03 0,40 0,00 1,00 0,00 1,00 0,00 0,85 0,99 0,00 0,13 0,14 1,00 0,00 0,06 0,00 0,09 0,09 0,12 0,96 0,00 0,58
Wasser PentaCl-BP {9} 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 1,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 1,00 1,00 0,00 0,91 0,96 0,02 0,00 0,00 0,00 0,18 1,00 0,00 1,00 0,02 0,00 0,00 0,00 0,00 1,00 1,00 0,00 0,58
182 ANHANG
Tab. 58: Salz- und Temperaturversuche – lineare Halbwertzeiten
Die Schadstoffgruppen sind nach ansteigenden log KOW-Werten geordnet (siehe Tab. 29).
Halbwertzeit [a]
Temp.
[°C]
Eluent
PAK 1
DiCl-
OHBP
PAK 2
DiCl-
BP
TriCl-
OHBP
TriCl-
BP
TetraCl-
OHBP
TetraCl-
BP
PentaCl-
BP
Wasser 10 4 52 7 9 25 12 56 42
Phosphat 5 2 33 4 6 14 5 22 18
NaNO39 5 45 8 10 28 10 60 63
5
Ca(NO3)216 5 69 9 12 35 16 108 109
Millipore 5 4 24 5 10 15 12 41 30
Phosphat 4 3 21 3 7 7 5 10 9
NaNO36 4 28 5 11 16 12 43 55
15
Ca(NO3)213 5 33 8 11 18 15 62 97
Millipore 6 2 23 4 4 14 3 29 30
Phosphat 3 1 19 1 2 5 2 5 5
NaNO3 8 2 46 5 4 17 4 33 48
20
Ca(NO3)29 4 37 6 7 21 7 58 71
Tab. 59: Daten der Freisetzungsraten der einzelnen Schadstoffgruppen im Überstand nach
entsprechender Inkubation
Freisetzungsraten pro Einzelsubstanz
[ng/(gBoden*450 mL*24 h*#Substanz)]
Schadstoffgruppe Enzym Wasser denat. Enzym
DiCl-BP 0,116 0,014 0,102
TriCl-BP 2,740 0,347 2,398
TetraCl-BP 1,224 0,172 1,015
PentaCl-BP 0,411 0,072 0,313
TriCl-OHBP 0,691 0,188 0,451
TetraCl-OHBP 1,694 0,789 1,143
PAK 1 0,632 0,336 0,446
PAK 2 0,723 0,319 0,533
ANHANG 183
Tab. 60: Daten der Freisetzungsraten der einzelnen Schadstoffgruppen bezogen auf das
Inventar im Überstand nach entsprechender Inkubation
Freisetzungsraten vom Inventar pro
Einzelsubstanz [%/d]
Schadstoffgruppe Enzym Wasser denat. Enzym
DiCl-BP 0,21 0,03 0,19
TriCl-BP 0,19 0,02 0,17
TetraCl-BP 0,12 0,02 0,10
PentaCl-BP 0,07 0,01 0,05
TriCl-OHBP 0,17 0,05 0,11
TetraCl-OHBP 0,16 0,08 0,11
PAK 1 0,06 0,03 0,04
PAK 2 0,03 0,01 0,02
Tab. 61: Daten der Freisetzungsraten der einzelnen Schadstoffgruppen während des
Elutionsversuches nach entsprechender Inkubation
Freisetzungsraten pro Einzelsubstanz
[pg/gBoden*d]
Eluat # Inkubation DiCl-BP TriCl-BP TetraCl-
BP
PentaCl-
BP
TriCl-
OHBP
TetraCl-
OHBP PAK 1 PAK 2
1 Enzym 74,937 229,405 77,372 48,110 126,113 687,970 705,025 181,825
Wasser 32,349 107,348 26,822 14,888 48,412 210,651 381,059 107,608
denat.
Enzym 58,760 178,235 41,471 16,510 51,783 198,366 385,656 134,697
2 Enzym 54,141 106,431 26,314 20,113 70,499 144,444 316,836 170,484
Wasser 25,108 64,149 19,691 10,774 34,986 89,624 108,005 45,955
denat.
Enzym 51,795 100,528 26,066 13,819 46,991 111,371 252,168 97,461
3 Enzym 28,604 138,624 30,448 16,001 58,597 87,998 106,112 71,018
Wasser 18,637 89,889 21,949 7,361 35,784 56,602 74,924 47,184
denat.
Enzym 28,160 130,589 26,589 6,808 32,572 49,813 69,868 56,363
184 ANHANG
Tab. 62: Daten der Freisetzungsraten der einzelnen Schadstoffgruppen während des
Elutionsversuches nach entsprechender Inkubation bezogen auf das Inventar
Freisetzungsraten vom Inventar pro Einzelsubstanz
[%/a]
Eluat
# Inkubation DiCl-BP TriCl-BP
TetraCl-
BP
PentaCl-
BP
TriCl-
OHBP
TetraCl-
OHBP PAK 1 PAK 2
1 Enzym 50,49 5,77 2,77 2,99 11,12 23,91 24,28 2,30
Wasser 21,80 2,70 0,96 0,92 4,27 7,32 13,12 1,36
denat.
Enzym 39,59 4,48 1,49 1,03 4,57 6,89 13,28 1,70
2 Enzym 36,48 2,68 0,94 1,25 6,22 5,02 10,91 2,16
Wasser 16,92 1,61 0,71 0,67 3,08 3,12 3,72 0,58
denat.
Enzym 34,90 2,53 0,93 0,86 4,14 3,87 8,68 1,23
3 Enzym 19,27 3,49 1,09 0,99 5,17 3,06 3,65 0,90
Wasser 12,56 2,26 0,79 0,46 3,15 1,97 2,58 0,60
denat.
Enzym 18,97 3,29 0,95 0,42 2,87 1,73 2,41 0,71
Tab. 63: Freisetzungsraten der einzelnen Schadstoffgruppen im Überstand – Post hoc-Test
Schadstoffgruppen
p-Wahrscheinlichkeiten
Schadstoffgruppen DiCl-BP TriCl-BP TetraCl-
BP
PentaCl-
BP
TriCl-
OHBP
TetraCl-
OHBP PAK 1 PAK 2
DiCl-BP 0,0053 0,0482 0,5351 0,1489 0,0077 0,4639 0,3934
TriCl-BP 0,0053 0,9349 0,1998 0,6408 1,0000 0,2428 0,2954
TetraCl-BP 0,0482 0,9349 0,7844 0,9978 0,9746 0,8446 0,8975
PentaCl-BP 0,5351 0,1998 0,7844 0,9823 0,2700 1,0000 1,0000
TriCl-OHBP 0,1489 0,6408 0,9978 0,9823 0,7521 0,9925 0,9976
TetraCl-OHBP 0,0077 1,0000 0,9746 0,2700 0,7521 0,3237 0,3871
PAK 1 0,0997 0,7727 0,9999 0,9410 1,0000 0,8651 1,0000
PAK 2 0,0794 0,8356 1,0000 0,9028 0,9999 0,9124 1,0000
ANHANG 185
Tab. 64: Freisetzungsraten der einzelnen Schadstoffgruppen vom Inventar im Überstand –
Post hoc-Test für die Schadstoffgruppen
p-Wahrscheinlichkeiten
Schadstoffgruppen DiCl-BP TriCl-BP TetraCl-
BP
PentaCl-
BP
TriCl-
OHBP
TetraCl-
OHBP PAK 1 PAK 2
DiCl-BP 1,0000 0,9908 0,7866 1,0000 1,0000 0,9058 0,2338
TriCl-BP 1,0000 0,9977 0,8638 1,0000 1,0000 0,9520 0,2994
TetraCl-BP 0,9908 0,9977 0,9949 0,9964 0,9805 0,9998 0,6422
PentaCl-BP 0,7866 0,8638 0,9949 0,8420 0,7259 1,0000 0,9575
TriCl-OHBP 1,0000 1,0000 0,9964 0,8420 1,0000 0,9400 0,2780
TetraCl-OHBP 1,0000 1,0000 0,9805 0,7259 1,0000 0,8596 0,1921
PAK 1 0,9058 0,9520 0,9998 1,0000 0,9400 0,8596 0,8744
PAK 2 0,2338 0,2994 0,6422 0,9575 0,2780 0,1921 0,8744
Tab. 65. Freisetzungsraten der einzelnen Schadstoffgruppen vom Inventar im Überstand –
Post hoc-Test für die Inkubationsarten
p-Wahrscheinlichkeiten
Inkubationsart Enzym Wasser Denat. Enzym
Enzym 0,0022 0,7317
Wasser 0,0022 0,0121
Denat. Enzym 0,7317 0,0121
Tab. 66. Freisetzungsraten der einzelnen Schadstoffgruppen während des
Elutionsversuches – Post hoc-Test für die Eluate (Bsp. ANOVA [Eluat # /
Inkubationsart])
p-Wahrscheinlichkeiten
Eluat # 1 2 3
1 0,0942 0,0034
2 0,0942 0,4120
3 0,0034 0,4120
186 ANHANG
Tab. 67. Freisetzungsraten der einzelnen Schadstoffgruppen während des
Elutionsversuches – Post hoc-Test für die Inkubationsarten (Bsp. ANOVA
[Inkubationsart / Schadstoffgruppen])
p-Wahrscheinlichkeiten
Inkubationsart Enzym Wasser Denat. Enzym
Enzym 0,0003 0,0312
Wasser 0,0003 0,2187
Denat. Enzym 0,0312 0,2187
Tab. 68. Freisetzungsraten der einzelnen Schadstoffgruppen während des
Elutionsversuches – Post hoc-Test für die Schadstoffgruppen (Bsp. ANOVA
[Inkubationsart / Schadstoffgruppen])
p-Wahrscheinlichkeiten
Schadstoffgruppen DiCl-BP TriCl-BP TetraCl-
BP
PentaCl-
BP
TriCl-
OHBP
TetraCl-
OHBP PAK 1 PAK 2
DiCl-BP 0,0014 0,9893 0,0138 0,9288 0,0006 0,0001 0,0325
TriCl-BP 0,0014 0,0002 0,0001 0,0430 1,0000 0,5139 0,9561
TetraCl-BP 0,9893 0,0002 0,1174 0,4650 0,0002 0,0001 0,0029
PentaCl-BP 0,0138 0,0001 0,1174 0,0004 0,0001 0,0001 0,0001
TriCl-OHBP 0,9288 0,0430 0,4650 0,0004 0,0186 0,0002 0,4056
TetraCl-OHBP 0,0006 1,0000 0,0002 0,0001 0,0186 0,7172 0,8506
PAK 1 0,0001 0,5139 0,0001 0,0001 0,0002 0,7172 0,0659
PAK 2 0,0325 0,9561 0,0029 0,0001 0,4056 0,8506 0,0659
ANHANG 187
Tab. 69: Freisetzungsraten der einzelnen Schadstoffgruppen während des
Elutionsversuches – Post hoc-Test für die Interaktion [Eluat / Inkubationsart]
p-Wahrscheinlichkeiten
Eluat 1 1 1 2 2 2 3 3 3
# Inkubation Enzym Wasser
Denat.
Enzym Enzym Wasser Denat.
Enzym Enzym Wasser Denat.
Enzym
1 Enzym 0,5942 0,8858 0,7768 0,0506 0,4365 0,2574 0,0240 0,0431
1 Wasser 0,5942 0,9999 1,0000 0,9349 1,0000 0,9998 0,8276 0,9165
1 denat.
Enzym 0,8858 0,9999 1,0000 0,6898 0,9978 0,9767 0,5077 0,6504
2 Enzym 0,7768 1,0000 1,0000 0,8203 0,9998 0,9950 0,6573 0,7879
2 Wasser 0,0506 0,9349 0,6898 0,8203 0,9807 0,9984 1,0000 1,0000
2 denat.
Enzym 0,4365 1,0000 0,9978 0,9998 0,9807 1,0000 0,9244 0,9726
3 Enzym 0,2574 0,9998 0,9767 0,9950 0,9984 1,0000 0,9852 0,9971
3 Wasser 0,0240 0,8276 0,5077 0,6573 1,0000 0,9244 0,9852 1,0000
3 denat.
Enzym 0,0431 0,9165 0,6504 0,7879 1,0000 0,9726 0,9971 1,0000
Tab. 70: Freisetzungsraten der einzelnen Schadstoffgruppen während des
Elutionsversuches bezogen auf das Inventar - Ergebnisse der 2-faktoriellen ANOVA
Effekt FG
Effekt
Typ III MQ
Effekt
Typ III SQ
Effekt
FG
Fehler
Typ III MQ
Fehler
Typ III SQ
Fehler F p-Werte
Substanz 7 15,21101 2,17300 48 2,77208 0,05775 37,63 0,0000
Inkubationsart 2 1,08929 0,54465 48 2,77208 0,05775 9,43 0,0004
Substanz /
Inkubationsart 14 0,14955 0,01068 48 2,77208 0,05775 0,18 0,9993
Eluat 2 1,88103 0,94051 63 16,12192 0,25590 3,68 0,0309
Inkubationsart 2 1,08929 0,54465 63 16,12192 0,25590 2,13 0,1275
Eluat /
Inkubationsart 4 0,12968 0,03242 63 16,12192 0,25590 0,13 0,9723
Eluat 2 1,88103 0,94051 48 1,50186 0,03129 30,06 0,0000
Substanz 7 15,21101 2,17300 48 1,50186 0,03129 69,45 0,0000
Eluat /
Substanz 14 0,62803 0,04486 48 1,50186 0,03129 1,43 0,1746
188 ANHANG
Tab. 71: Freisetzungsraten der einzelnen Schadstoffgruppen während des
Elutionsversuches bezogen auf das Inventar - Post hoc-Test für die Eluate (Bsp.
ANOVA [Eluat # / Inkubationsart])
p-Wahrscheinlichkeiten
Eluat # 1 2 3
1 0,2234 0,0249
2 0,2234 0,5732
3 0,0249 0,5732
Tab. 72: Freisetzungsraten der einzelnen Schadstoffgruppen während des
Elutionsversuches bezogen auf das Inventar - Post hoc-Test für die
Inkubationsarten (Bsp. ANOVA [Inkubationsart / Schadstoffgruppen])
p-Wahrscheinlichkeiten
Inkubationsart Enzym Wasser Denat. Enzym
Enzym 0,0003 0,0312
Wasser 0,0003 0,2187
Denat. Enzym 0,0312 0,2187
Tab. 73: Freisetzungsraten der einzelnen Schadstoffgruppen während des
Elutionsversuches bezogen auf das Inventar - Post hoc-Test für die
Schadstoffgruppen (Bsp. ANOVA [Inkubationsart / Schadstoffgruppen])
p-Wahrscheinlichkeiten
Schadstoffgruppen DiCl-BP TriCl-BP TetraCl-
BP
PentaCl-
BP
TriCl-
OHBP
TetraCl-
OHBP PAK 1 PAK 2
DiCl-BP 0,0001 0,0001 0,0001 0,0001 0,0001 0,0003 0,0001
TriCl-BP 0,0001 0,0065 0,0008 0,7603 0,7737 0,0496 0,0113
TetraCl-BP 0,0001 0,0065 0,9967 0,0002 0,0002 0,0001 1,0000
PentaCl-BP 0,0001 0,0008 0,9967 0,0001 0,0001 0,0001 0,9856
TriCl-OHBP 0,0001 0,7603 0,0002 0,0001 1,0000 0,7516 0,0002
TetraCl-OHBP 0,0001 0,7737 0,0002 0,0001 1,0000 0,7378 0,0002
PAK 1 0,0003 0,0496 0,0001 0,0001 0,7516 0,7378 0,0001
PAK 2 0,0001 0,0113 1,0000 0,9856 0,0002 0,0002 0,0001
ANHANG 189
p-Wahrscheinlichkeiten
Inkubationsart E E E E E E E E W
W W W W W W W dE dE dE dE dE dE dE dE
Schadstoffgruppen {1} {2} {3} {4} {5} {6} {7} {8} {1} {2} {3} {4} {5} {6} {7} {8} {1} {2} {3} {4} {5} {6} {7} {8}
Enzym TriCl-BP {1} 0,88 0,87 0,97 1,00 1,00 0,00 0,94 1,00 1,00 0,15 0,12 1,00 1,00 0,19 0,05 1,00 1,00 0,51 0,57 1,00 1,00 0,01 0,08
Enzym PAK 1 {2} 0,88 0,01 0,04 1,00 1,00 0,56 0,03 0,16 1,00 0,00 0,00 0,78 0,82 1,00 0,00 0,73 1,00 0,00 0,00 0,88 0,83 0,72 0,00
Enzym TetraCl-BP {3} 0,87 0,01 1,00 0,10 0,10 0,00 1,00 1,00 0,47 1,00 1,00 0,94 0,92 0,00 0,99 0,96 0,16 1,00 1,00 0,86 0,91 0,00 1,00
Enzym PAK 2 {4} 0,97 0,04 1,00 0,22 0,21 0,00 1,00 1,00 0,69 0,99 0,99 0,99 0,99 0,00 0,92 0,99 0,31 1,00 1,00 0,97 0,98 0,00 0,97
Enzym TriCl-OHBP {5} 1,00 1,00 0,10 0,22 1,00 0,15 0,16 0,57 1,00 0,00 0,00 0,99 1,00 0,96 0,00 0,99 1,00 0,02 0,03 1,00 1,00 0,24 0,00
Enzym TetraCl-OHBP {6} 1,00 1,00 0,10 0,21 1,00 0,16 0,15 0,55 1,00 0,00 0,00 0,99 1,00 0,96 0,00 0,99 1,00 0,02 0,03 1,00 1,00 0,25 0,00
Enzym DiCl-BP {7} 0,00 0,56 0,00 0,00 0,15 0,16 0,00 0,00 0,02 0,00 0,00 0,00 0,00 1,00 0,00 0,00 0,10 0,00 0,00 0,00 0,00 1,00 0,00
Enzym PentaCl-BP {8} 0,94 0,03 1,00 1,00 0,16 0,15 0,00 1,00 0,60 1,00 1,00 0,98 0,97 0,00 0,96 0,99 0,24 1,00 1,00 0,94 0,96 0,00 0,99
Wasser TriCl-BP {1} 1,00 0,16 1,00 1,00 0,57 0,55 0,00 1,00 0,96 0,87 0,83 1,00 1,00 0,01 0,59 1,00 0,70 1,00 1,00 1,00 1,00 0,00 0,73
Wasser PAK 1 {2} 1,00 1,00 0,47 0,69 1,00 1,00 0,02 0,60 0,96 0,03 0,02 1,00 1,00 0,56 0,01 1,00 1,00 0,16 0,20 1,00 1,00 0,04 0,01
Wasser TetraCl-BP {3} 0,15 0,00 1,00 0,99 0,00 0,00 0,00 1,00 0,87 0,03 1,00 0,22 0,20 0,00 1,00 0,26 0,01 1,00 1,00 0,15 0,19 0,00 1,00
Wasser PAK 2 {4} 0,12 0,00 1,00 0,99 0,00 0,00 0,00 1,00 0,83 0,02 1,00 0,19 0,17 0,00 1,00 0,22 0,00 1,00 1,00 0,12 0,16 0,00 1,00
Wasser TriCl-OHBP {5} 1,00 0,78 0,94 0,99 0,99 0,99 0,00 0,98 1,00 1,00 0,22 0,19 1,00 0,13 0,08 1,00 1,00 0,64 0,70 1,00 1,00 0,00 0,13
Wasser TetraCl-OHBP {6} 1,00 0,82 0,92 0,99 1,00 1,00 0,00 0,97 1,00 1,00 0,20 0,17 1,00 0,14 0,07 1,00 1,00 0,60 0,67 1,00 1,00 0,00 0,11
Wasser DiCl-BP {7} 0,19 1,00 0,00 0,00 0,96 0,96 1,00 0,00 0,01 0,56 0,00 0,00 0,13 0,14 0,00 0,11 0,90 0,00 0,00 0,20 0,15 1,00 0,00
Wasser PentaCl-BP {8} 0,05 0,00 0,99 0,92 0,00 0,00 0,00 0,96 0,59 0,01 1,00 1,00 0,08 0,07 0,00 0,10 0,00 1,00 1,00 0,05 0,06 0,00 1,00
denat. Enzym TriCl-BP {1} 1,00 0,73 0,96 0,99 0,99 0,99 0,00 0,99 1,00 1,00 0,26 0,22 1,00 1,00 0,11 0,10 1,00 0,70 0,76 1,00 1,00 0,00 0,15
denat. Enzym PAK 1 {2} 1,00 1,00 0,16 0,31 1,00 1,00 0,10 0,24 0,70 1,00 0,01 0,00 1,00 1,00 0,90 0,00 1,00 0,04 0,05 1,00 1,00 0,17 0,00
denat. Enzym TetraCl-BP {3} 0,51 0,00 1,00 1,00 0,02 0,02 0,00 1,00 1,00 0,16 1,00 1,00 0,64 0,60 0,00 1,00 0,70 0,04 1,00 0,50 0,59 0,00 1,00
denat. Enzym PAK 2 {4} 0,57 0,00 1,00 1,00 0,03 0,03 0,00 1,00 1,00 0,20 1,00 1,00 0,70 0,67 0,00 1,00 0,76 0,05 1,00 0,57 0,65 0,00 1,00
denat. Enzym TriCl-OHBP {5} 1,00 0,88 0,86 0,97 1,00 1,00 0,00 0,94 1,00 1,00 0,15 0,12 1,00 1,00 0,20 0,05 1,00 1,00 0,50 0,57 1,00 0,01 0,08
denat. Enzym TetraCl-OHBP {6} 1,00 0,83 0,91 0,98 1,00 1,00 0,00 0,96 1,00 1,00 0,19 0,16 1,00 1,00 0,15 0,06 1,00 1,00 0,59 0,65 1,00 0,00 0,11
denat. Enzym DiCl-BP {7} 0,01 0,72 0,00 0,00 0,24 0,25 1,00 0,00 0,00 0,04 0,00 0,00 0,00 0,00 1,00 0,00 0,00 0,17 0,00 0,00 0,01 0,00 0,00
denat. Enzym PentaCl-BP {8} 0,08 0,00 1,00 0,97 0,00 0,00 0,00 0,99 0,73 0,01 1,00 1,00 0,13 0,11 0,00 1,00 0,15 0,00 1,00 1,00 0,08 0,11 0,00
Tab. 74: Freisetzungsraten der einzelnen Schadstoffgruppen während des
Elutionsversuches bezogen auf das Inventar – Post hoc-Test für die Interaktion
[Inkubationsart / Schadstoffgruppen]
