Synthesen zu C-glycosylierten Aminosäuren
Vom Fachbereich Chemie und Chemietechnik
der Universität Paderborn
zur Erlangung des Grades eines
Doktors der Naturwissenschaften
– Dr. rer. nat. –
genehmigte Dissertation
von
Armin Walter
aus Warburg
Paderborn 2001
II
III
Eingereicht am: 20. Juni 2001
Mündliche Prüfung am: 13. Juli 2001
Referent: Priv.-Doz. Dr. B. Westermann
Korreferent: Prof. Dr. K. Krohn
IV
Die vorliegende Arbeit wurde in dem Zeitraum von August 1999 bis Juni 2001 im Fach der
Organischen Chemie des Fachbereichs 13 der Universität Paderborn angefertigt.
Herrn Priv.-Doz. Dr. B. Westermann danke ich für die Übernahme des Referates und die gute
Betreuung meiner Arbeit. Ich möchte mich auch bei Ihm bedanken, daß er mir stets die
Möglichkeit eingeräumt hat, meine Versuchsergebnisse auf nationalen und internationalen
Symposien und Konferenzen vorzustellen.
Herrn Prof. Dr. K. Krohn danke ich für die Übernahme des Korreferates.
Der Deutschen Forschungsgemeinschaft danke ich für die finanzielle Unterstützung dieser
Arbeit.
Bei den Herrn Ralf Krelaus, Nasir Hayat, Ulrich Heggemann möchte ich mich herzlichst für die
tatkräftige Unterstützung und der ständigen Diskussionsbereitschaft bedanken. Ein besonderen
Dank gilt auch meiner Partnerin Julia Riepe und meiner Familie.
Ferner möchte ich den Damen Birte Krebs und Nicole Diedrichs und allen anderen
Mitarbeiterinnen und Mitarbeitern der Organischen Chemie für deren Hilfsbereitschaft und für
das angenehme Betriebsklima danken.
V
Inhaltsverzeichnis
1 Einleitung ...........................................................................................................................1
1.1 Warum sind C-Glycoproteine so reizvoll?..........................................................................2
1.1.1 C-glycosylierte Aminosäuren in der Immuntherapie von Krebs.....................................4
1.1.2 C-glycosylierte Aminosäuren in der Anti-Infektions-Therapie.......................................7
1.2 Herstellung von C-glycosylierten Aminosäuren in der Literatur........................................9
2 Aufgabenstellung.............................................................................................................13
3 Durchführung und Diskussion.......................................................................................15
3.1 Herstellung von C-glycosylierten Aminosäuren über eine [2+3]-Cycloaddition..............15
3.1.1 Synthese der Zucker- und Nitron-Edukte......................................................................18
3.1.2 Die [2+3]-Cycloaddition als Schlüsselschritt................................................................21
3.1.3 Vollständige Synthese zu C-glycosylierten Aminosäuren ............................................25
3.1.4 Herstellung der
D- und L-C-glycosylierten Aminosäuren.............................................29
3.1.5 Versuche zur Quaternisierung der α-Aminosäure.........................................................31
3.1.6 Übertragung der Ergebnisse auf die Synthese von O-glycosylierten Aminosäuren .....35
3.1.7 Herstellung von glycosylierten Aminosäuren mit anderen Nitronen............................38
3.2 Herstellung von C-glycosylierten Aminosäuren über eine Grubbs-Olefinmetathese.......40
3.2.1 Synthese der Zucker- und Aminosäure-Edukte.............................................................41
3.2.2 Die Grubbs-Olefinmetathese als Schlüsselschritt..........................................................44
3.2.3 Öffnung der Ringschlußprodukte zu C-glycosylierten Aminosäuren...........................49
3.2.4 Herstellung der biologisch relevanten α-GalNAc-Verbindung ....................................51
3.2.5 Das Galactose-Derivat
185 als vielseitige Verbindung.................................................56
3.2.6 Kombinierte Peptidsynthese mit gleichzeitiger Glycosylierung...................................60
4 Zusammenfassung und Ausblick ...................................................................................63
5 Experimenteller Teil........................................................................................................71
VI
5.1 Methoden und Meßverfahren............................................................................................71
5.2 Versuchsvorschriften.........................................................................................................72
6 Literatur.........................................................................................................................145
7 Abkürzungen .................................................................................................................151
8 Strukturverzeichnis ......................................................................................................153
1 Einleitung
1
1 Einleitung
Glycopeptide (glycosylierte Peptide) sind im Tier- und Pflanzenreich weit verbreitet. Sie
kommen membrangebunden an Oberflächen von Zellen und in löslicher Form im extrazellulären
Raum, z.B. im Blutplasma, vor.[1,2,3] Bei den membrangebundenen Glycopeptiden (Abbildung
1.1) ist der Peptidanteil fest in der Membran verankert und der Kohlenhydratanteil ragt in Form
langer Polysaccharidketten aus der Zelloberfläche heraus. Der Kohlenhydratanteil dient hierbei
als Bindungs- und Erkennungsstelle für eine Vielzahl von Verbindungen und Organismen
(Abbildung 1.1).[4,5] So können sich Bakterien, Viren, Giftstoffe oder körpereigene Zellen mit
deren Lektinen (kohlenhydratbindenden Proteinen) an den äußeren Kohlenhydraten der
membrangebundenen Glycopeptide koordinieren. Im Gegensatz zu den Bakterien binden letztere
aber nicht nur mit einem oder wenigen Zuckermolekülen, sondern sie erkennen und binden
lediglich eine bestimmte größere paßgenaue Kohlenhydratstruktur.
Abbildung 1.1: Schematische Darstellung einer Zelloberfläche mit membrangebundenen
Glycopeptiden.[6,7]
Um die so entstehenden, sehr komplexen molekularen Erkennungsprozesse (Zell-Zell-
Kommunikation) zu steuern, liegt in der Natur eine enorme Vielfalt der Kohlenhydrat-Strukturen
vor. Abbildung 1.2 zeigt zwei Beispiele für die hochmolekularen Kohlenhydratstrukturen auf der
Oberfläche einer gesunden Zelle.[8] Die Verbindungen 1 und 2 verdeutlichen, daß die einzelnen
Kohlenhydrate generell über jede vorhandene OH-Gruppe miteinander verknüpft werden
können. Die mannigfaltigen Verknüpfungsmöglichkeiten ermöglichen so die enorme strukturelle
Vielfalt der Kohlenhydrate.
1 Einleitung
2
O
HO
O
O
NHAc
O
OOH
O
O
OH
OH
OO
CO2-
HO
AcHN
HO OH
OH OH
O
OH
OH
OO
CO2-
HO
AcHN
HO
OH
OH OH OOH
OH
HO
H3C
AcHNOX
N
HO
1: X = H (Serin)
2: X = CH3 (Threonin)
Abbildung 1.2: Beispiel einer typischen Glycosylierung einer gesunden Zelle.
Im Gegensatz zu den vielfältigen Kohlenhydratstrukturen, gibt es bei den natürlichen
Glycopeptiden nur wenige unterschiedliche Kohlenhydrat-Peptid-Verknüpfungen, es kommen
lediglich N- und O-Glycopeptide vor. Bei den O-Glycopeptiden kommt meistens eine α-
glycosidische Verknüpfung zwischen N-Acetylgalactosamin (GalNAc) und Serin (3) oder
Threonin (4) vor (Abbildung 1.3). Bei den N-Glycopeptiden ist dagegen eine β-glycosidische
Verknüpfung zwischen dem N-Acetylglucosamin (GlcNAc) und dem Asparagin am häufigsten
(5) (Abbildung 1.3).[9,10] Die Natur benutzt also nur drei verschiedene Aminosäuren und in der
Regel nur zwei verschiedene Monosaccharide, die über das anomere Zentrum α- oder β-selektiv
verknüpft sind.
O
R'''O AcHN
R''O
R'O H
N
ONH
O
5
3: X = H (Serin)
4: X = CH3 (Threonin)
O
R''O
R'''O AcHNOX
N
HO
OR'
R',R'',R'''=Kohlenhydratreste
Abbildung 1.3: Darstellung der natürlichen O- und N-Glycopeptid Verknüpfungen.
1.1 Warum sind
C-Glycoproteine so reizvoll?
Eine Vielzahl der natürlichen Glycopeptide werden nach heutigen Erkenntnissen als
Therapeutika eingeschätzt, von denen ein sehr geringer Anteil bereits in der klinischen
Anwendung ist.[11] Somit ist es nicht verwunderlich, daß man versucht, das enorme Potential der
1 Einleitung
3
Glycopeptide weiterhin auszuschöpfen und zu verbessern. Eine Grundvoraussetzung hierfür ist
die Stabilisierung der Kohlenhydrat-Peptid-Bindung, da sie die labilste Bindung ist und im Fall
eines enzymatischen Abbaus zuerst gespalten wird.[12] Abhilfe kann hier über eine andere
Verknüpfungsart geschaffen werden. Die neue Verknüpfung soll aber keine große Konfor-
mationsänderung im Molekül hervorrufen, sondern nur die chemische und metabolische
Stabilität erhöhen. Die S- und C-Glycoproteine (6 u. 7, Abbildung 1.4) können diesen
Sachverhalt bewerkstelligen. Sie sind gegenüber den natürlichen N- und O-Glycoproteinen (3–5,
Abbildung 1.3) chemisch und metabolisch stabiler und besitzen dabei eine fast identische
Konformation am anomeren Zentrum.[13,14]
O
HO HOS
N
HO
OH
6
O
HO
HO AcHN
H2C
N
HO
OH
7
HO
Abbildung 1.4: Darstellung der unnatürlichen C- und S-Glycopeptide.
Eine Vielzahl an S-glycosylierten Aminosäuren wurden bereits von H. Kessler hergestellt und in
Peptide eingebaut.[15,16] Die interessantere und zukunftsreichere Stoffklasse, ist aber nach
Expertenmeinung, die der C-Glycopeptide.[8,17] Von den stabilen C-Glycopeptiden werden
identische oder nur sehr leicht veränderte biochemische Eigenschaften im Vergleich zu den
natürlichen N- bzw. O-Glycopeptiden erwartet.
Trotz der hohen Erwartungen in die C-Glycopeptide sind in der Literatur nur sehr wenige
Beispiele bekannt, in denen sie bislang erfolgreich eingesetzt wurden.[18,19,20] Die wenigen
Beispiele machen aber Hoffnung, den Erwartungen gerecht zu werden. So konnte z.B.
J. Kihlberg zeigen, daß das Peptidfragment CII (256–270) von Kollagen des Typs II (9), trotz
eines isosteren Sauerstoff-Kohlenstoff-Austausches in der Seitenkette (Abbildung 1.5), selektiv
von T-Helferzellen erkannt wurde.[21,22,23]
1 Einleitung
4
OX
OH
HO
HO OH
N
HO
Gly Glu Gln Gly Pro LysPheGly Glu Hyp IIe Ala Gly
260 263 264 270
256 Gly
8: X = O
9: X = CH2
Abbildung 1.5: Peptidfragment CII (256–270) von Kollagen des Typs II in der natürlichen Form 8
und in der isosteren unnatürlichen Form 9.
Der von J. Kihlberg gezeigte biochemische Analogieschluß zwischen den O- und den C-
Glycopeptiden motiviert, den isosteren Austausch auf weitere wichtige biologische Moleküle
auszudehnen oder neuartige Einsatzmöglichkeiten zu suchen. Eine weitgefächerte
Einsatzmöglichkeit ergibt sich somit durch den Einbau von C-glycosylierten Aminosäuren in
biomedizinischen Anwendungen, z.B. in der Immuntherapie von Krebs oder in der Anti-
Infektions-Therapie.[9,24,25]
1.1.1 C-glycosylierte Aminosäuren in der Immuntherapie von Krebs
Wie bereits in Abschnitt 1.1 angesprochen, sind die Kohlenhydratstrukturen der
membrangebundenen Glycopeptide für die Bindungs- und Erkennungsprozesse an der Peripherie
einer Zelle verantwortlich. Betrachtet man eine gesunde Zelle und eine Tumorzelle, so stellt man
fest, daß die Proteine auf tumorassoziierten Oberflächen weniger und unvollständig glycosyliert
sind. Die verkürzten Kohlenhydratseitenketten können somit als Antigen-Strukturen
fungieren.[25] Das Immunsystem erkennt normalerweise die veränderten Zell-Erkennungsstellen
und bildet Antikörper gegen die Antigene. Gegen Tumorzellen werden zwar auch Antikörper
gebildet, deren Menge ist aber verschwindend gering, so daß die Tumorzellen nicht zerstört
werden können. Ansatz für die Entwicklung eines Impfstoffes auf dieser Basis muß es daher sei,
hier Abhilfe zu schaffen. Es müssen Verbindungen hergestellt werden, die tumorassoziierte
Antigen-Strukturen besitzen und in der Lage sind, ausreichende Mengen von Antikörpern gegen
Tumorzellen zu erzeugen.
Um eine hohe Tumorselektivität im Impfstoff zu erreichen, versucht man sich möglichst an
Strukturen auf natürlichen Tumorzelloberflächen zu orientieren.[26,27,28] Die membran-
gebundenen Mucin-Glycoproteine sind deswegen Zielmoleküle in der Immuntherapie von
Krebs. In diesem Zusammenhang ist das MUC1 das am besten untersuchte Mucin. Es ist ein
1 Einleitung
5
stark glycosyliertes Protein, welches vornehmlich in Schleimen und auf der Oberfläche von
Epithelzellen zu finden ist.[29] Die Peptidstruktur besteht aus einer sich wiederholenden Sequenz
von 20 Aminosäuren (tandem repeats), die im wesentlichen aus Prolin, Serin und Threonin
gebildet werden. Die Kohlenhydratseitenketten auf tumorassoziierten Zelloberflächen bestehen
aus dem Thompsen-Friedenreich-Antigen 10 bzw. 11 (TF-Antigen) und dem TN-Antigen 12 bzw.
13. Des weiteren werden auch deren Sialylierungsprodukte, das STF-Antigen 14 bzw. 15 und das
STN-Antigen 16 bzw. 17 gefunden (Abbildung 1.6).
O
COOH
OO
OH
HO AcHNO
N
H
HO
AcHN
HO OHOH
O
X
O
COOH
O
O
HO
OAcHNO
N
H
HO
AcHN
HO OHOH
O
X
O
HO
HO
HO OH
O
HO
OAcHNO
N
HO
X
O
HO
HO
HO OH
HO O
OH
HO AcHNO
N
HO
X
OH
10: X=H (Serin)
11: X=CH3 (Threonin) 12: X=H (Serin)
13: X=CH3 (Threonin)
14: X=H (Serin)
15: X=CH3 (Threonin) 16: X=H (Serin)
17: X=CH3 (Threonin)
Abbildung 1.6: Darstellung der MUC1-Antigenstrukturen.
Die synthetischen Bemühungen gehen heute dahin, die tumorspezifische Glycosylierungsseite
nachzubilden.[25] Ein Beispiel hierfür ist das von H. Kunz abgeleitete MUC1 Derivat 18
(Abbildung 1.7).[26] Es besitzt eine STN-Antigenstruktur an der achten Aminosäure eines
Undecapeptides.
1 Einleitung
6
O
COOH
OO
OH
HO AcHNO
N
H
HO
AcHN
HO OHOH
O
Ser Ala Pro OH
Ac Ala Pro Ala His Gly Val
Pro
18
Abbildung 1.7: Vom MUC1 abgeleitetes Glycopeptid mit Sialyl-TN-Antigen.
Optimierungsmöglichkeiten ergeben sich in den vom MUC1 abgeleiteten Derivaten in der
Funktionalisierung des Peptides mit unterschiedlichen Antigenen, der Variation des Peptidanteils
oder, bei mehreren Antigenen, in der räumlichen Anordnung der Antigene am Peptidgerüst.
Trotz der großen Optimierungsmöglichkeiten der MUC1-Derivate ergibt sich aber immer noch
die größte Immunogenizitäts-Steigerung durch das Anbringen eines kleinen Glycopeptid-
fragmentes (Haptene) an ein größeres Trägerprotein oder Dendrimer.[25,30,31,32] Das so
entstehende große Molekül kann so besser vom Immunsystem erkannt werden. S. Danishefsky
versucht das auszunutzen, indem er die notwendigen Antigene über einen Spacer an ein
Trägerprotein bindet (Abbildung 1.8).[33,34,35]
Antigen Spacer O N
HTrägerprotein
n
a)
b) Antigen Spacer
Antigen Spacer
Antigen Spacer
P-e-p-t-i-d Glycolipid, oder
Trägerprotein
Abbildung 1.8: Glycokonjugate als potentielle Antitumor-Impfstoffe, a) Tumorantigene gebunden
über einen Spacer an ein Trägerprotein (n=1 oder 3), b) Multiantigene gebunden über einen Spacer
an ein Peptidgerüst.
Die Antigen-Spacer Einheit kann monovalent oder multivalent an ein Protein gebunden werden
(Abbildung 1.8 a, b). Bei der monovalenten Bindung wird eine Antigen-Struktur oder eine
Vielzahl von Antigen-Strukturen an ein Trägerprotein gebunden. Bei der multivalenten Bindung
werden unterschiedliche Antigen-Strukturen (z.B. Globo-H, Fucosyl GM1, Ley oder TN)
gebunden. Dadurch soll gewährleistet werden, daß für die unterschiedlichen Krebsarten (z.B.
1 Einleitung
7
Lungen-, Prostata-, Eierstock- oder Brustkrebs) Antikörper gebildet werden und eine umfassende
Krebsimpfung möglich ist.
Die beiden Ansätze, die MUC1-Derivate und die Antigen-Glycokonjugate, sind bis jetzt noch
keine ausgereiften Methoden. Bindungsstudien zeigen aber, daß es zwei potentielle Wege gibt
einen Impfstoff zu entwickeln.
Alle in diesem Zusammenhang synthetisierten Verbindungen sind sehr unterschiedlich und
haben trotzdem eine Gemeinsamkeit. Sie sind alle über eine O-glycosidische Bindung an das
Peptidgerüst gebunden. Da diese eine instabile Sollbruchstelle im Molekül ist, könnte sie den
Impfstoff zerstören.
Gelingt an solchen wichtigen Molekülen ein isosterer O-C-Austausch, so ist das Antigen fest an
das Peptidgerüst gebunden und der Impfstoff erlangt entscheidend an Stabilität. In den von
S. Danishefsky synthetisierten Verbindungen könnte des weiteren die Aminosäure so funktionali-
siert werden, daß nicht Serin oder Threonin gebunden werden, sondern auch längerkettige
Derivate. In dem Fall kann auf den Spacer für die Anbindungen verzichtet werden.
1.1.2 C-glycosylierte Aminosäuren in der Anti-Infektions-Therapie
Die meisten mikrobiologischen Infektionen beruhen auf Lektin-Kohlenhydrat-Wechselwirkun-
gen zwischen Bakterien und membrangebundenen Glycopeptiden (Abbildung 1.1). Um die
entstehenden Infektionen zu unterbinden, werden neuartige multivalente Liganden hergestellt,
welche die Bakterien passivieren sollen.[36,37,38]
Multivalente Liganden sind Verbindungen, die eine Vielzahl von strukturellen Kopien eines
Erkennungselementes besitzen. Die Erkennungselemente sind meistens Kohlenhydrate (1 bis 3
Stück), die mit den Lektinen auf Bakterien, Viren oder anderen Zellen in Wechselwirkung treten
können. Die Liganden werden durch die schwachen Lektin-Kohlenhydrat-Wechselwirkungen
gebremst und angelagert (Abbildung 1.9). Da die multivalenten Liganden mehrere
Erkennungsstellen haben, werden sie aufgrund erhöhter Wechselwirkungen schneller abgebremst
und angelagert. Nach der ersten Anlagerung können die übrigen Valenzen noch mehrere Lektine
des Parasiten binden. Dadurch wird der multivalente Ligand dauerhaft gebunden und die Lektine
z.B. des Bakteriums werden blockiert. Wenn alle oder eine Vielzahl der Lektine blockiert sind,
ist die Bakterienzelle passiviert und kann nicht mehr mit anderen Zellen in Wechselwirkung
treten.
1 Einleitung
8
Abbildung 1.9: Darstellung des Wirkmechanismusses von Glycomimetica.[36]
Die multivalenten Liganden dienen aber nicht nur zur vollständigen Absättigung der Lektine, sie
können auch eine Signalwirkung hervorrufen.[38] Die Signalwirkung kommt zustande, wenn die
Lektine auf der Oberfläche einer Zelle durch eine Bindung verschoben werden können. Durch
den Einsatz von multivalenten Liganden lassen sich also Bakterien oder Viren blockieren oder es
kann ein Signal in eine Zelle übertragen werden.
In der Literatur sind bis jetzt noch keine multivalenten Liganden bekannt, die mit C-
glycosylierten Aminosäuren hergestellt wurden. Würde man C-glycosylierte Aminosäuren zum
Aufbau solcher multivalenter Liganden verwenden, so ergebe sich einerseits ein stabil
anhaftender Kohlenhydratbaustein und zum anderen ließe sich über eine ausgereifte
Peptidchemie eine variable 3D-Struktur des Liganden erzeugen. Als Strukturelement eines
solchen Liganden könnten z.B. cyclische Peptide oder β-turn induzierende Elemente verwendt
werden. Als Kohlenhydratbausteine sind im Gegensatz zu den multivalenten Antigen-Glyco-
peptiden einfache Einheiten wie z.B. Glucose, Mannose und Galactose denkbar (Abschnitt 1).
Glycomimeticum mit
drei Mannose-Gruppen
Bindungsstelle
für Mannose
Mannose
Lektine
Ketten aus
Zuckermolekülen
Ohne Glycomimeticum Mit Glycomimeticum
1 Einleitung
9
1.2 Herstellung von
C-glycosylierten Aminosäuren in der Literatur
Aufgrund der im Abschnitt 1.1 angesprochen positiven Eigenschaften von Glycopeptiden ist es
nicht verwunderlich, daß die Synthesebemühungen zu C-glycosylierten Aminosäuren in den
letzten Jahren stark zugenommen haben.[39,40] Die wichtigsten Synthesestrategien werden in
diesem Abschnitt kurz erläutert.
Die von J. K. Taylor und auch zeitgleich von R. W. Franck beschriebene Synthese (Schema 1.1)
geht von dem exo-Glycal 19 aus, das zunächst in der Seitenkette iodiert wird und schließlich mit
einem chiralen Thiol 21 reagiert. Nach Oxidation und Deprotonierung mit Base, lagert die
Thioverbindnug 22 nach einer Ramberg-Bäcklund Umlagerung um. Im Anschluß daran muß nur
noch die Doppelbindung hydriert und die Säure 24 oxidativ freigelegt werden.[41,42]
O
BnO
BnO
BnO
BnO O
BnO
BnO
BnO
BnO
I
BOCN O
HS
O
BnO
BnO
BnO
BnO
S
O2NO
BOC
O
BnO
BnO
BnO
BnO O
BOCN
O
BnO
BnO
BnO
BnO
CO2H
BOCHN
i, ii
iii, iv
v
vi, vii
19 20
21
22 23
24
Schema 1.1: Synthese von C-glycosylierten Aminosäuren nach J. K. Taylor, i) 9-BBN, H2O2, ii)
PPh3, Imidazol I2, iii) K2CO3, iv) MCPBA, v) CBr2F2, KOH-Al2O3, vi) TsHNNH2, vii) Jones-Oxid.
Die Gesamtausbeute über alle Schritte beträgt hierbei nur 9 %. Problematisch ist, daß das
Startmolekül 19 nur sehr schwer zugänglich ist und nur die β-konfigurierten Produkte
synthetisiert werde können. Weiterhin läßt diese Reaktionsführung nur eine sehr begrenzte
Anzahl an Kohlenhydrat-Edukten zu.
Ein anderer interessanter Syntheseansatz wurde von J. M. Beau vorgestellt. Es handelt sich
hierbei um eine Sm(II)-vermittelte radikalische Alkylierung des Aldehyds 26 mit einem an C-1
aktivierten Galactosylpyridyl-Sulfon Derivat 25 (Schema 1.2).[43,44]
1 Einleitung
10
O
SO2Py
AcHN
BnO OBn
BnO
O
AcHN
BnO OBn
BnO
HO
RN O
O
O
HO
RN
O
R = SiMe2t-Bu
O
AcHN
BnO OBn
BnO NHBOC
CO2H
i,
α/β = 3.3/1
ii − vii
25
26
27/28 29/30
31/32
α/β = 3.3/1
H
Schema 1.2: Synthese von C-glycosylierten Aminosäuren nach J. M. Beau, i) SmI2, ii) NaH, CS2,
MeI, iii) HSnBu3, AIBN, iv) TBAF, v) BOC2O, NEt3, vi) Cs2CO3, vii) Jones-Oxidation.
Zur Vervollständigung der Synthese müssen die OH-Gruppen der Seitenkette entfernt, der
Oxazolidinon-Ring abgespalten und die epimeren Säuren 31 und 32 freigelegt werden. Das
Verfahren benötigt zwar sieben Syntheseschritte, aber die erzielte Ausbeute liegt mit 37 % in
einem zufriedenstellenden Rahmen. Ein großer Vorteil dieser Syntheseführung ist die sehr große
Palette an Edukten, denn es lassen sich sowohl GalNAc als auch alle normal benzylierten Zucker
wie z.B. Glucose oder Galactose umsetzen. Ein großer Nachteil hingegen ist das schlechte α/β-
Verhältnis.
Zwei häufig angewandte Synthesen zu C-glycosylierten Aminosäuren wurden von A. Dondoni
entwickelt. Die erste Synthese bedient sich einer Wittig-Reaktion zur C-C Verknüpfung (Schema
1.3).[45] Der eingesetzte Garner-Aldehyd 34 reagiert hierbei mit einem Zucker-Phosphorylid 33
zum Wittig-Produkt 35/36. Die Synthese ist sehr einfach gehalten und ist vielleicht auch
deswegen die einzige, die sich bis jetzt durchgesetzt hat (Synthese auch von J. Kihlberg benutzt,
Abschnitt 1.1).
OCH2PPh3I
BnO
BnO
BnO
BnO CHO
NBOC
O
i, O
BnO
BnO
BnO
BnO O
BOCN
H
O
BnO
BnO
BnO
BnO NHBOC
CO2H
ii, iii
33
34
35/36
37
Schema 1.3: Synthese nach A. Dondoni, i) BuLi, ii) TsNHNH2, AcONa, iii) Jones-Oxidation.
1 Einleitung
11
Der Vorteil der Synthese ist, daß kein α/β-Epimerengemisch entsteht, da die Konfiguration am
anomeren Zentrum von Anfang an festgelegt ist. Des weiteren sind die Gesamtausbeuten von
48 % gut. Nachteilig ist aber, daß nur einfache Zucker-Edukte, wie z.B. Glucose oder Galactose,
eingesetzt werden können. Zudem ist die isostere Verbindung zu Serin nur in der β-Konfigura-
tion erzeugbar.
Bei der zweiten Synthese nach A. Dondoni reagiert ebenfalls der Garner-Aldehyd 34, aber nun
wird er nucleophil von einem Acetylid 38 angegriffen. In den folgenden Schritten wird der
entstehende Alkohol abgespalten, die Dreifachbindung hydriert und die Säure 41 freigesetzt
(Schema 1.4).[46]
O
BnO
BnO
BnO
BnO CHO
NBOC
O
i, O
BnO
BnO
BnO
BnO
O
BnO
BnO
BnO
BnO
ii − iv
OH
BOCN O
CO2H
NHBOC
38
34
39/40
41
Schema 1.4: Synthese von C-glycosylierten Aminosäuren nach A. Dondoni, i) LiHMDS, ii)
Diimid, iii) Desoxygenierung, iv) Jones-Oxidation.
Zusätzlich zu den Vorteilen der ersten Synthese wird das Ganze aber dadurch ergänzt, daß nun
eine breite Eduktpalette, wie z.B. GalNAc, GlcNAc, Galactose und Glucose eingesetzt werden
kann. Nachteilig wirkt sich aber aus, daß nur die isosteren Verbindungen zum Homoserin
erzeugt werden können.
Die in Schema 1.5 illustrierte Synthese wurde von P. Sinaÿ entwickelt und von H. Kessler auf
das GlcNAc-Derivat übertragen.[47,48,49,50] In der Synthese reagiert das Glycosyldianion 43
selektiv mit einem Aldehyd 44 zu dem β-glycosylierten GlcNAc Produkt 47.
1 Einleitung
12
OSnBu3
OBn
BnO
BnO NHAc
OLi
OBn
BnO
BnO AcNLi
OHC CO2Me
NBOC2
O
OBn
BnO
BnO NHAc CO2Me
OH
NHBOC
O
OBn
BnO
BnO NHAc CO2Me
NHBOC
i, ii
iii, iv
42 43
44
45/46 47
Schema 1.5: Synthese von C-glycosylierten Aminosäuren nach H. Kessler, i) MeLi, ii) BuLi, iii)
MgClO4, iv) Desoxigenierung.
Vorteil der Synthese ist, daß nicht nur die β-Konfiguration, sondern auch die α-Konfiguration
am anomeren Zentrum, je nach Erzeugungsart des Dianions, hergestellt werden kann. Nachteilig
ist aber, daß man nur N-acetylierte Derivate synthetisieren kann. Des weiteren ist die Synthese
zu aufwendig für einen größeren Ansatz.
Eine in unserem Arbeitskreis weiterentwickelte Route des Kesslerschen Verfahrens ist in
Schema 1.6 dargestellt.[51] Das gleiche Glycosyldianion 43 reagiert hierbei nicht mit einem
Aldehyd, sondern öffnet nukleophil BOC geschützte Lactame 48–50 und bildet so selektiv β-
glycosylierte GlcNAc-Derivate 51–53.
OSnBu3
OBn
BnO
BnO NHAc
OLi
OBn
BnO
BnO AcNLi
i, ii
NBOC
O
EtO2CR
n
O
OBn
BnO
BnO NHAc
ONHBOC
CO2Et
n
R
42 43
48: n = 1, R = H
49: n = 2, R = H
50: n = 3, R = Alkyl
51-53
Schema 1.6: Synthese von C-glycosylierten Aminosäuren nach B. Westermann und A. Walter i)
MeLi, ii) BuLi.
Die so durchgeführte racemisierungsfreie Synthese ermöglicht erstmalig die Einführung einer
quartären, konformativ eingeschränkten Aminosäure 50 in glycosylierte Aminosäuren.
Nachteilig sind aber die geringen Ausbeuten von 30–40 % und die Beschränkung auf β-
konfigurierte Produkte.
2 Aufgabenstellung
13
2 Aufgabenstellung
Wie im Kapitel 1 bereits angesprochen, besitzen die C-Glycopeptide ein enormes
pharmakologisches Potential. Das Potential läßt sich aber nur ergiebig nutzen, wenn auf gute
Synthesemöglichkeiten zu C-glycosylierten Aminosäuren zurückgegriffen werden kann. In
Abschnitt 1.3 wurden zwar bereits Synthesen hierzu vorgestellt, aber alle sind mit Nachteilen
behaftet und nicht allgemein anwendbar.
Die Aufgabe der vorliegenden Arbeit war es deshalb, neuartige Synthesemethoden zu C-
glycosylierten Aminosäuren zu entwickeln. Die neuen Synthesemethoden sollten mehreren
Kriterien genügen, wobei die in der Abbildung 2.1 dargestellten Kriterien den Grundstock
hierfür bilden sollten.
O
n
NHPG
O
OH
PGO
a
b
cd
Abbildung 2.1: Darstellung des geforderten Zielmoleküls mit mehreren Variablen.
Folgende Grundforderungen soll die Synthese erfüllen:
• ein weites Spektrum an Kohlenhydratbausteinen, wie z.B. Glucose, Mannose, Galactose,
GlcNAc, GalNAc und 1,3-Desoxy-Derivate, sollen eingebaut werden (Abbildung 2.1, Pfeil
a),
• ein selektiver Zugang zu α- sowie zu β-konfigurierten Produkten soll ermöglicht werden
(Abbildung 2.1, Pfeil b),
• es sollen eine Vielzahl an Aminosäuren eingeführt werden können. Dadurch ergeben sich
unterschiedlich lange Seitenketten an dem Kohlenhydratbaustein (Abbildung 2.1 Pfeil c),
• die D- und die L-Aminosäuren sollten beide zugänglich sein (Abbildung 2.1 Pfeil d).
Die Grundforderungen werden dadurch ergänzt, daß die Synthesen möglichst einfach sein sollen
und auch im Multigramm-Maßstab durchgeführt werden können. Weiterhin sollten alle
Synthesen mit den klassischen Schutzgruppen möglich sein. Bei ausgewählten Beispielen sollte
eine orthogonale Schutzgruppenstrategie angewendet werden, damit in einer folgenden
chemischen Synthese sowohl die einzelnen Hydroxygruppen, als auch die Amino- und
Säuregruppen selektiv umgesetzt werden können. Wünschenswert ist außerdem der Einbau von
konformativ eingeschränkten quartären Aminosäuren (Abbildung 2.2).
2 Aufgabenstellung
14
ONHPG
O
OPG'
PGO R
n
R=Alkyl oder Carboxylgruppe
Abbildung 2.2: Darstellung einer C-glycosylierten quartären Aminosäure.
Des weiteren soll geprüft werden, ob sich der Synthesebaustein auch an die Festphase anknüpfen
läßt und somit als Startmolekül einer Peptidsynthese dienen kann (Abbildung 2.3).
ONHPG
O
OPG'
O
Harz
n
Abbildung 2.3: Darstellung einer festphasengebundenen C-glycosylierten Aminosäure.
Um die Synthesevielfalt noch abzurunden, soll weiterhin geprüft werden, ob sich die
Glycosylierung der Aminosäure auf einzelne Aminosäuren beschränkt, oder ob sich auch
Dipeptide glycosylieren lassen. Ist das der Fall, so bietet sich die Möglichkeit, eine Glycosy-
lierung während einer Peptidsynthese durchzuführen. (Schema 2.1).
ASIASII ASIASII ASIASII ASIII
O
OPG
O
OPG
nn
Schema 2.1: Peptidsynthese mit Einführung eines Zuckerbausteins.
Die Aufgabenstellung der vorliegenden Arbeit war es, alle geschilderten Grundforderungen und
auch die gewünschten Zusatzforderungen möglichst in einer Synthesesequenz unterzubringen.
3 Durchführung und Diskussion
15
3 Durchführung und Diskussion
In diesem Kapitel werden zwei gänzlich neu entwickelte Synthesen zu C-glycosylierten
Aminosäuren vorgestellt. Beiden Synthesen ist allerdings gemein, daß sie als Edukte die
gleichen Kohlenhydratbausteine benutzen. Es werden Kohlenhydrate eingesetzt, die
C-glycosidisch eine Alkenylseitenkette am anomeren Zentrum besitzen. Die Alkenylseitenketten
haben den großen Vorteil, daß sie sich leicht α- oder β-selektiv einführen lassen und so bereits
am Anfang der Synthese für eine festgelegte Konfiguration an der Position C-1 sorgen.
Die eingeführte Doppelbindung dient als Anknüpfungsstelle von Aminosäuren: Zum einen wird
die C-glycosylierte Aminosäure über eine 1,3-dipolare Cycloaddition aufgebaut und zum
anderen über eine Grubbs Olefinmetathese.
3.1 Herstellung von
C-glycosylierten Aminosäuren über eine [2+3]-Cycloaddition
Das Schema 3.1 zeigt die Synthesestrategie zum Aufbau der C-glycosylierten Aminosäuren über
eine [2+3]-Cycloaddition. Das Zucker-Alkenyl-Derivat 54 soll mit einem Glycinäquivalent in
einer 1,3-dipolaren-Cycloaddition reagieren. Durch die Verwendung eines chiralen
Glycinäquivalentes 55 soll eine diastereoselektive Cycloaddition erzielt werden. In den
nachfolgenden Schritten (Weg a) muß nur noch die gebildete N-O-Bindung gespalten und das
Auxiliar abgespalten werden, damit die freie C-glycosylierte Aminosäure 57 erhalten wird.
O
BnO
O,NHN
O
O
chirales
Auxiliar
O
BnO
ONO,NH
O
chirales
Auxiliar
[2+3]-Cycloaddition
O
BnO
OH NH2
OH,NH2
O
Base,
Elektrophil
O
BnO
ONO,NH
O
chirales
Auxiliar
R
R
HH
H
54
55 56
58
57
a)
b)
R = H (Weg a)
R = Alkyl (Weg b) R = Alkyl
Schema 3.1: Synthesestrategie zum Aufbau von C-glycosylierten Aminosäuren mittels einer
[2+3]-Cyloaddition.
3 Durchführung und Diskussion
16
Ausgehend von dem Cycloadditionsprodukt 56 soll weiterhin geprüft werden, ob sich eine
wünschenswerte Quaternisierung der Aminosäure 57 realisieren läßt (Weg b). Die Verbindung
56 besitzt noch das chirale Auxiliar und scheint so ein geeignetes Substrat für eine
diasteroselektive nukleophile Substitution zu sein.
Damit die ausgewählte Cycloaddition diastereoselektiv verläuft, benötigt man ein chirales
Glycinäquivalent, welches folgenden Kriterien genügen muß:
• einfache Herstellung,
• in beiden enantiomeren Konformationen zugänglich (damit die D- und L-Aminosäuren
erzeugt werden können),
• hohe Regio- und Diastereoselektivität bei der Cycloaddition,
• gute Abspaltbarkeit und Recycling des Auxiliars.
In der Literatur sind mehrere chirale Glycinäquivalente bekannt. Alle bestehen aus Glycin,
welches mit einem chiralen Auxiliar kondensiert ist. In Abbildung 3.1 sind vier
Glycinäquivalente dargestellt, die durch Deprotonierung jeweils zum Glycinanion werden. Das
Anion kann durch Elektrophile diastereoselektiv derivatisiert werden.
BOCN
O
O
Ph
Ph
N
BOC
N
O
N
NO
59 60 61 62
PG
N
N
MeO
OMe
Abbildung 3.1: Darstellung von chiralen Glycinäquivalenten 59 nach U. Schöllkopf, 60 nach
R. M. Williams, 61 nach D. Seebach und 62 nach H. J. Altenbach.
Das Auxiliar 59 wurde von U. Schöllkopf entwickelt.[52] Es wird durch Kondensation von Glycin
und Valin zum Diketopiperazin hergestellt. Das chirale Auxiliar ist Valin, welches in der D- und
der L-Konformation zugänglich ist. Die Variabilität des Auxiliars ermöglicht so eine Alkylierung
des Glycinäquivalentes zu den D- oder L-Aminosäuren. Bei dem Glycinäquivalent 60 nach R. M.
Williams wird Glycin mit Benzoin kondensiert.[53,54] Es entsteht ein Racemat, das erst durch eine
Kristallisation in die enantiomerenreinen Formen getrennt werden muß. Ähnlich verhält es sich
bei dem Glycinäquivalent 61 von D. Seebach, das aus Glycin und Pivaldehyd hergestellt
wird.[55,56] Es ergibt sich ebenfalls ein Racemat, welches durch eine Kristallisation getrennt
werden muß. Strukturell sehr ähnlich ist das chirale Glycinäquivalent 62 nach H. J. Altenbach,
das aus Glycin und Menthon gewonnen wird.[57] Vorteilhaft ist aber, daß keine Racematspaltung
3 Durchführung und Diskussion
17
notwendig ist, da auf die enantiomerenreinen Formen des Menthons zurückgegriffen werden
kann.
Die geschilderten chiralen Glycinäquivalente lassen sich alle diastereoselektiv elektrophil
substituieren. In der Synthesestrategie zu C-glycosylierten Aminosäuren ist aber bereits
angedeutet, daß wegen der Einfachheit von Alkenylseitenketten im saccharidischen Teil
ausgegangen werden soll. Damit aber aus einer Doppelbindung ein Elektophil wird, bedarf es
mehrerer Umfunktionalisierungsschritte. Eine direkte Nutzung der Doppelbindung ermöglichen
Nitrone, die durch eine Cycloaddition direkt angelagert werden können.[58] In Abbildung 3.2 sind
drei Nitrone von chiralen Glycinäquivalenten dargestellt.
N
NO
65
O
N
OO
O
64
O
N
O
Ph
63
O
Abbildung 3.2: Darstellung der Nitrone 63 nach S. W. Baldwin, 64 nach N. Katagiri und 65 nach
H. J Altenbach.
Das Nitron 63 wurde von S. W. Baldwin entwickelt.[59,60] Es wird durch Kondensation von
enantiomerenreinem Phenylglycinol mit Glycin und anschließender Oxidation gewonnen. Es
besteht aus einem Ester und einer benzylierten Aminogruppe. Die so entstandenen funktionellen
Gruppen vereinfachen die Abspaltung extrem: Der Ester kann sauer oder basisch gespalten
werden und die benzylische Aminogruppe hydrogenolytisch oder radikalisch. Der Nachteil des
chiralen Glycinäquivalentes ist der Preis, denn das verwendete enantiomerenreine Phenylglycin-
ol ist sehr teuer.
Das Nitron 64 nach N. Katagiri beinhaltet enantiomerenreines Menthon als Auxiliar.[61] Die
Herstellung des chiralen Nitrons ist aber sehr aufwendig. So muß ein Nitrosoketen in situ
hergestellt werden, das aus der transoiden Form in einer [2+3]-Cycloaddition an Menthon
addiert. Die Gefahr bei der Addition ist, daß sich zwei Regioisomere bilden können. Das
gebildete Glycinäquivalent 64 besteht aus einem N,O-Acetal und einem Ester. Die Abspaltung
des Auxiliars kann leicht durch Säuren vorgenommen werden. Die leichte Spaltung kann sich
aber auch negativ auf die Reaktionen mit dem Auxiliar auswirken, weil möglicherweise das
Auxiliar vorzeitig abgespalten wird.
Das Nitron 65 nach H. J. Altenbach ist strukturell sehr ähnlich zu dem Nitron 64 nach N.
Katagiri, aber wesentlich einfacher in der Herstellung.[57] Es wird ebenfalls aus Menthon
hergestellt, welches aber nicht mit einem Nitrosoketen, sondern mit Glycinmethylamid
3 Durchführung und Diskussion
18
kondensiert wird. Hierdurch bildet sich ein N,N-Acetal und ein Amid aus. Das N,N-Acetal 65 ist
wesentlich stabiler als das Auxiliar 64 nach N. Katagiri. Die erhöhte Stabilität hat den Vorteil,
daß das Nitron 65 vielfältiger einsetzbar ist und so nachfolgende Reaktionen (z.B.
Quaternisierung) ermöglichen könnte. Für die Abspaltung des Auxiliars ergeben sich aber durch
die erhöhte Stabilitität zwangsläufig auch sehr harte Abspaltbedingungen, wie z.B. kochen in
konzentrierter oder halbkonzentrierter Salzsäure.[62]
Das Nitron 65 nach H. J. Altenbach wurde aus den beschriebenen Nitronen zur diastereo-
selektive Synthese von C-glycosylierten Aminosäuren ausgewählt, da es sehr stabil ist und in der
Herstellung das einfachste und wirtschaftlichste ist.
Die nachteiligen harten Abspaltbedingungen gilt es in der vorliegenden Arbeit zu beseitigen und
so eine große Anzahl an unterschiedlichen C-glycosylierten Aminosäuren zu erzeugen.
3.1.1 Synthese der Zucker- und Nitron-Edukte
Die zur Cycloaddition notwendigen C-glycosylierten Zuckerbausteine lassen sich selektiv in der
α- und in der β-Konformation erzeugen.[63,39,64]
Die β-konfigurierten Produkte können durch eine Grignard-Reaktion hergestellt werden (Schema
3.2).[65]
O
BnO
BnO
BnO BnO O
O
BnO
BnO
BnO BnOOH
O
BnO
BnO
BnO BnO
iii
66 67/68 69
Schema 3.2: Herstellung eines β-Allyl-Zuckerderivates über eine Grignard-Reaktion, i)
C3H5MgBr, –78°C, ii) Et3SiH, –78°C.
Als Ausgangsmaterial dient hierbei das benzylgeschützte Glycon 66, welches durch
Allylmagnesiumbromid bei –78°C alkyliert wird. In der nachfolgenden Abspaltung der OH-
Gruppe mit Triethylsilan bildet sich das β-konfigurierte Allyl-Zuckerderivat 69 in einer
Gesamtausbeute von 60 %. Die Reaktion ist weder auf Glucose noch auf Allylseitenkette
beschränkt. Es lassen sich auch andere Zucker, wie z.B. Galactose oder Mannose, mit
homologen Kettenlängen umsetzen.
Die α-konfigurierten Produkte können in einem Schritt durch eine Sakurai-Reaktion hergestellt
werden.[66,67,68] Bei der Sakurai-Reaktion reagiert Allyltrimethylsilan mit einem an C-1
3 Durchführung und Diskussion
19
aktivierten Zucker (70) unter Lewis-Säure-Katalyse selektiv zum α-konfigurierten Produkt 71
(Schema 3.3).[68]
O
BnO
BnO
BnO BnOOMe
O
BnO
BnO
BnO BnO
i
70 71
Schema 3.3: Sakurai-Reaktion zur α-selektiven Alkylierung von C-1-aktivierten Zuckerderivaten,
i) AllylTMS, TMSOTf.
Bei der Sakurai-Reaktion ergeben sich mehrere Variationsmöglichkeiten. Die Zuckeredukte sind
vielfaltig veränderbar. Dadurch ist die Synthese nicht nur auf Glucose beschränkt, sondern es
lassen sich auch α-Mannose- und α-Galactose-Derivate herstellen. Des weiteren kann auch das
pentaacetylierte Zuckeredukt eingesetzt werden, das analog zu der Reaktion in Schema 3.3
gezeigten reagiert.[69] In allen Fällen werden bei der Sakurai-Reaktion Ausbeuten von 55–65 %
erhalten. Nachteil der Sakurai-Reaktion ist, daß nur die Allylseitenkette eingeführt werden kann.
Es gibt aber Alternativen zur Sakurai-Reaktion. Eine Alternative ist die Synthese ausgehend von
Glycalen, die epoxidiert und durch Bor- oder Aluminiumalkenylverbindungen geöffnet und
schließlich α-selektiv alkyliert werden.[70] Über die so durchgeführte Reaktion lassen sich eine
Vielzahl an homologen Alkenylketten einführen. In der vorliegenden Dissertation wurden aber
lediglich die α-C-Allylderivate über eine Sakurai-Reaktion hergestellt.
Die α-2,3-Didesoxy-Zuckerderivate werden über eine Ferrier-Umlagerung erzeugt (Schema
3.4).[71,72]
O
AcO
AcO
AcO
i
72 73
O
AcO
AcO
74
O
BnO
BnO
ii, iii
Schema 3.4: Herstellung des Desoxy-Zuckerderivates 74 mittels einer Ferrier-Umlagerung, i)
AllylTMS, BF3·Et2O, ii) NaOCH3, iii) BnBr, NaH.
Die Ferrier-Umlagerung benutzt das Glycal 72 als Edukt, das unter Lewis-Säure-Katalyse mit
Allytrimethylsilan zum Produkt 73 umgelagert wird. Werden Benzylschutzgruppen benötigt, so
müssen die OH-Gruppen umgeschützt werden (74). Die Reaktion verläuft in guten Ausbeuten
von 64 %.
3 Durchführung und Diskussion
20
Bei den biologisch interessanteren N-Acetyl-Kohlenhydratverbindungen kann eine Grignard-
oder Sakurai-Reaktion nur unter erschwerten Bedingungen durchgeführt werden. Die N-Acetyl-
Gruppe der Kohlenhydrate stört bei den Reaktionen, so daß von den 2-Azido-Verbindungen
ausgegangen werden muß.[73,74] Eine radikalische Alkylierung des Zuckerchlorids 77 mit
Allyltributylzinn führt dagegen einfacher zum gewünschten α-konfigurierten Produkt 78
(Schema 3.5).[75,76,77]
O
AcO
AcO
OAc
AcHN
O
AcO
AcO
OAc
AcHNCl
O
HO
HO
OH
AcHN OH
iii
75/76 77 78
Schema 3.5: α-selektive Alkylierung von GlcNAc, i) AcCl, ii) C3H5SnBu3, AIBN.
Bei der Synthese werden die freien OH-Gruppen geschützt und die Allylgruppe an C-1 selektiv
eingeführt. Die Gesamtausbeute ist mit 32 % über beide Syntheseschritte ausreichend. Die
radikalische α-Alkylierung ist auch auf GalNAc anwendbar. Soll die β-Konformation an dem
GlcNAc-Derivat hergestellt werden, so gelingt dieser Schritt ebenfalls über eine radikalische
Alkylierung. Im Gegensatz zu der in Schema 3.5 beschriebenen Reaktion wird aber keine
N-Acetyl Gruppe an C-2 verwendet, sondern das Phthalimid.[76] Das α-konfigurierte GlcNAc-
Derivat wurde in der vorliegenden Arbeit nicht hergestellt, weil bereits eine selektive Synthese
zu den α-C-GlcNAc-Aminosäuren erarbeitet wurde (Abschnitt 1.2).
Das verwendete Menthosan-Nitron kann in beiden enantiomeren Formen hergestellt
werden.[57,78] Schema 3.6 illustriert die Herstellung des (+)- und des (–)-Menthosan-Nitrons.
Beide Enantiomere werden nach der gleichen Synthesestrategie hergestellt. Unterschiede
ergeben sich lediglich in dem Menthon-Edukt. Wird das (+)-Menthosan-Nitron 84 hergestellt, so
wird vom (+)-Menthon 80 ausgegangen und wird das (–)-Menthosan-Nitron 65 hergestellt, so
wird das (–)-Menthon 79 eingesetzt. Der nächste Schritt ist die Kondensation mit
Glycinmethylamid 81 zu den N,N-Acetalen 82 und 83. Die Kondensation ist diastereoselektiv
und es bildet sich nur das jeweils angegebene Regioisomer. Durch Oxidation mit meta-
Chlorperbenzoesäure werden schließlich die beiden Nitrone 65 und 84 in Ausbeuten von 60 %
erhalten. Die Synthese ist sehr einfach durchführbar und ein scale-up ist bis zu einem 50
Gramm-Ansatz problemlos möglich.
3 Durchführung und Diskussion
21
O
N
N
O
O
N
N
O
H2N
HN O
(+)-Menthosan-Nitron
(−)-Menthon
O
(+)-Menthon
N
NO
N
NO
O
(−)-Menthosan-Nitron
H2N
HN O
i
79 80
81 81
i
65 84
82 83
Schema 3.6: Herstellung des (+)- und (–)-Menthosan-Nitrons nach H. J. Altenbach, i) m-CPBA.
Die in diesem Abschnitt geschilderten Edukte sollen den Grundstock für die [2+3]-
Cycloadditionen zu den C-glycosylierten Aminosäuren bilden. Weitere benötigte Edukte werden
an den Stellen beschrieben, an denen sie zur Anwendung kommen.
3.1.2 Die [2+3]-Cycloaddition als Schlüsselschritt
Der Schlüsselschritt der gesamten Synthese ist die [2+3]-Cycloaddition (Schema 3.7). Präparativ
ist das der einfachste Syntheseschritt. Das (–)-Mentosan-Nitron 65 und der Kohlenhydrat-
baustein 71 werden äquimolar in Toluol gelöst und zwei Tage auf 110°C erhitzt. Nach
vollständigem Umsatz wird das Cycloadditionsprodukt 85 durch säulenchromatographische
Reinigung an Kieselgel in einer Ausbeute von 80 % als farbloses Öl erhalten. Eine anschließende
spektroskopische Analyse zeigt, daß die Reaktion sowohl regio- als auch diastereoselektiv
verläuft (Schema 3.7).
3 Durchführung und Diskussion
22
O
ONN
O
BnO
BnO
BnO
BnO
H
H
85
O
BnO
BnO
BnO
BnO
N
NO
O
65
71
i*
*
Schema 3.7: [2+3]-Cycloaddition zum Produkt 85, i) Toluol, 110°C, 2 d.
Aus der Literatur ist bekannt, daß sich aus stereoelektronischen Gründen bevorzugt nur das
Regioisoisomer bildet, in dem der Nitron-Kohlenstoff an das niedrigst substituierte Kohlenstoff-
Atom der Doppelbindung angelagert wird.[58,79] Bei der Cycloaddition können theoretisch vier
Diastereoisomere gebildet werden: Zum einen kann die Doppelbindung an das Nitron von der
Isopropyl-Seite oder von der Methyl-Seite angelagert werden und zum anderen kann die
Doppelbindung über einen endo- oder exo-Übergangszustand addiert werden (Abbildung 3.4).
NN
O
O
HR
NN
O
O
H
R
exo-Übergangszustand endo-Übergangszustand
Abbildung 3.4: Darstellung des endo- und exo-Übergangszustandes während der [2+3]-
Cycloaddition von (–)-Menthosan-Nitron mit einer endständigen Doppelbindung.
Abbildung 3.4 zeigt zwei mögliche Übergangszustände während der Cycloaddition von (–)-
Menthosan-Nitron mit einer endständigen Doppelbindung einer Alkenylseitenkette. Die zwei
weiteren möglichen Übergangszustände sind nicht dargestellt, da ein Angriff der Doppelbindung
von der Isopropyl-Seite aus sterischen Gründen höchst unwahrscheinlich ist. Bei der Betrachtung
der dargestellten Übergangszustände wird auch ersichtlich, daß durch die sterischen
Wechselwirkungen ein Übergangszustand bevorzugt sein sollte. So sind die sterischen
Wechselwirkungen im exo-Übergangszustand wesentlich geringer als beim endo-
Übergangszustand. Folglich sollte der exo-Übergangszustand bevorzugt werden.
Um zu prüfen, ob sich die theorischen Überlegungen in der Praxis widerspiegeln, bedarf es einer
genauen Konformationsanalyse des Diastereomers 85. Problematisch ist aber, daß die neu
3 Durchführung und Diskussion
23
gebildete CH-O Gruppe (Schema 3.7 mit *) theoretisch ein ddt Signal im 1H-NMR-Spektrum
ergeben müsste. Das doppelt aufgespaltene Triplett wird aber nicht mehr vom 300 MHz NMR-
Gerät aufgelöst. Eine Zuweisung der Konfiguration über NMR-spektroskopische Methoden ist
somit nicht möglich. Eine Röntgenstrukturanalyse kann ebenfalls nicht vorgenommen werden,
weil das Cycloadditionsprodukt 85 ein Öl ist. Um die Konfiguration über eine
Röntgenstrukturanalyse zu bestimmen, wird para-Brombenzoesäureallylester 86 mit dem (–)-
Menthosan-Nitron 65 umgesetzt (Schema 3.8). Die Durchführung und Reinigung erfolgt analog
zu dem oben beschriebenen Fall.
ONN
O
H
H
O
O
Br
N
NO
O
65
i
O
O
Br
86 87
Schema 3.8: Herstellung des Cycloadditionsproduktes 87 für eine Röntgenstrukturanalyse, i)
Toluol, 110°C, 2 d.
Das erhaltene Cycloadditionsprodukt 87 ist ein weißer Feststoff, welcher in langen dünnen
Nadeln auskristallisiert. Abbildung 3.3 zeigt die durch Röntgenstrukturanalyse ermittelte
Struktur.
Abbildung 3.3: Röntgenstruktur des Cycloadditionsproduktes 87.
3 Durchführung und Diskussion
24
Die Röntgenstruktur ist so dargestellt, daß die neugebildeten stereogenen Zentren (C13 und C15)
gut zu erkennen sind. Da die Konfiguration des Menthonrestes bekannt ist, kann die absolute
Konfiguration im Molekül bestimmt werden. Die Zentren C13 und C15 liegen beide in einer
S-Konfiguration vor. Die 13S,15S-Konfiguration kann aber nur dann entstehen, wenn ein exo-
Übergangszustand durchlaufen wird (Schema 3.9). Würde der endo-Übergangszustand
durchlaufen, wäre eine 13S,15R-Konfiguration zu beobachten. Die ermittelten Ergebnisse
decken sich also mit den theoretischen Überlegungen.
NN
O
O
HO
NN
O
O
H
exo-Übergangszustand endo-Übergangszustand
NN
O
O
H
NN
O
O
H
HH
O
Br
O
OBr
O
O
Br
O
OBr
C15=S
C13=S
C15=R
C13=S
87 88
Schema 3.9: Darstellung der Synthese des Produktes 87 bzw. 88 über einen endo- und einen exo-
Übergangszustand.
Setzt man voraus, daß bei allen Cycloadditionen mit dem Menthosan-Nitron der exo-
Übergangszustand durchlaufen wird, so kann die Konfiguration an den entstehenden stereogenen
Zentren festgelegt werden.
3 Durchführung und Diskussion
25
3.1.3 Vollständige Synthese zu C-glycosylierten Aminosäuren
Nach der erfolgreichen Durchführung der Cycloaddition muß lediglich die N-O-Bindung, das
N,N-Acetal und das Amid gespalten werden, damit die Aminosäure freigelegt wird (Schema
3.10).
Die üblichen Spaltungsmethoden eines Isoxazolidins, die Pd/C-katalysierte Hydrierung und die
Spaltung mit Zink in Eisessig, konnten nicht erfolgreich durchgeführt werden.[80,81,82,83,84] Bei der
Reduktion mit Zink in Eisessig haben sich nur minimale Mengen des Eduktes umgesetzt und bei
der katalytischen Hydrierung sind lediglich die Benzylschutzgruppen abgespalten worden. Bei
der katalytischen Hydrierung wurden noch mehrere Optimierungsversuche vorgenommen. So
wurde der Druck bei der Hydrierung von 1 bar auf 5 bar erhöht und die Hydrierung bei pH<7
durchgeführt. Das saure Medium sollte dazu führen, daß die entstehende Aminogruppe
protoniert wird und nicht den Katalysator dauerhaft bindet und somit passiviert. Die
Optimierungsversuche waren gänzlich erfolglos.
Für die N-O-Bindungsspaltung wurde deswegen eine reduktive SmI2-Spaltung entwickelt, die es
erlaubt, selektiv die N-O-Bindung orthogonal zu vielen funktionellen Gruppen zu spalten. So
besitzt z.B. das Cycloadditionsprodukt 85 (Schema 3.10) ein Amid, ein N,N-Acetal und
Benzylether, die bei der N-O-Bindungsspaltung nicht gespalten werden. Präparativ erfolgt die N-
O-Bindungspaltung durch Zugabe von 4 Äquivalenten SmI2 in einem Tetrahydrofuran/Methanol
Gemisch (9/1).[85,86,87,88] Da das Sm(II) zu Sm(III) oxidiert wird, ändert sich die Farbe der
Reaktionslösung von blau nach gelb. Die Farbänderung gibt auch gleichzeitig das Ende der
Reaktion wieder. Nach säulenchromatographischer Reinigung des Produktes 89 erhält man ein
farbloses Öl in einer Ausbeute von 72 %.
O
HN N
O
BnO
BnO
BnO
BnO
HH
HO
O
NH2
BnO
BnO
BnO
HH
HO OH
O
BnO
O
ONN
O
BnO
BnO
BnO
BnO
H
Hi
ii
85 89
90
Schema 3.10: Freilegung der Aminosäure 90 i) SmI2, THF MeOH, ii) a) HCl, b) LiOH.
3 Durchführung und Diskussion
26
Der letzte Schritt zur Vervollständigung der Synthese ist die Spaltung des Amids und Aminals
der Verbindung 89 (Schema 3.10). In der Literatur wird das Menthon-Auxiliar durch Erhitzen in
konzentrierter oder wenn möglich in halbkonzentrierter Salzsäure abgespalten.[62] Die sehr
drastischen Bedingungen sind auf das Molekül 89 nicht anwendbar, da die starke Säure zuerst
die Benzylether spaltet und dann erst das Auxiliar. In der vorliegenden Arbeit wurde deswegen
eine neue Möglichkeit zur Aminal- und Amid-Spaltung erarbeitet.
Schema 3.11 zeigt das erarbeitete Verfahren. Es handelt sich hierbei um einen Zweistufenprozeß.
Der erste Schritt ist eine saure Abspaltung des N,N-Acetals. Hierzu wird die Verbindung 89 in
2 N Salzsäure und Essigsäure (1/1) gelöst und zwei Stunden auf 80°C erhitzt. Das
Zwischenprodukt 91 wird nach Abzug des Lösungsmittels quantitativ in analysenreiner Form
erhalten. Das verwendete Lösungsmittelgemisch Salzsäure/Essigsäure ist aus einer Reihe von
Optimierungsversuchen hervorgegangen. Denn es wurde festgestellt, daß die Aminalspaltung mit
verdünnter Salzsäure nur dann erfolgreich war, wenn Ethylacetat zugegeben wurde. Da der
Reaktionsansatz nach der Zugabe von Ethylacetat stark nach Essigsäure roch, wurde daraus
geschlossen, daß erst das Ethylacetat zu Essigsäure gespalten wird, welche dann die
Aminalspaltung einleitet. Die Vermutung wurde durch die Verwendung von Salzsäure/Essig-
säure Gemischen bestätigt. Eine alleinige Nutzung der Essigsäure als Säure, führte zu keinerlei
Reaktion. Das Mischungsverhältnis von 2 N Salzsäure und Essigsäure im Verhältnis von 1/1
ergab die schnellste und auch sauberste Abspaltung.
Der nächste Schritt zur Freilegung der Aminosäure ist die Spaltung des Amids 91 (Schema
3.11). Das Amid 91 wird hierzu in THF/Wasser (1/1) gelöst und mit LiOH versetzt. Nach zwei
Stunden rühren bei Raumtemperatur ist die Reaktion abgeschlossen und das Produkt 90 wird
nach Neutralisation und Extraktion mit Dichlormethan analysenrein in 96 % Ausbeute erhalten.
3 Durchführung und Diskussion
27
O
HN N
O
BnO
BnO
BnO
BnO
HH
HO
O
NH2
BnO
BnO
BnO
HH
HO OH
O
BnO
89
90
O
NH2
BnO
BnO
BnO
BnO
HHHO
91
O
NH2
BnO
BnO
BnO
BnO
ON
H
O
O
BnO
BnO
BnO
BnO
O
O
NH2
N
H
O
92 93
i
ii
OH
Schema 3.11: Abspaltung des Menthons in einem Zweistufenprozeß, i) HCl, HOAc, ii) LiOH.
Die basische Spaltung eines Amids ist in aller Regel nur sehr schwer möglich. In der oben
geschilderten Reaktion findet aber eine Spaltung bereits bei sehr geringen Konzentrationen an
Base statt. Ein postulierter Mechanismus ist in Schema 3.11 dargestellt. Danach wird die
Alkoholfunktion deprotoniert und greift nukleophil das Carbonyl-Kohlenstoffatom des Amids
an. Das Methylamin wird in der Folge freigesetzt und es bildet sich das Lacton 93 aus. Das
Lacton 93 wird dann nukleophil durch das Hydroxid-Anion zur Säure geöffnet. Gestützt wird der
postulierte Mechanismus durch die Tatsache, daß die Amid-Gruppe in Molekül 91 nicht spaltbar
ist, wenn die Alkohol-Funktion als Benzylether geschützt ist.
Die Gefahr, die sich bei einer basischen Abspaltung ergeben kann, ist eine Epimerisierung an der
α-Position der Amionsäure. Eine Epimerisierung wurde aber nicht beobachtet. Ein Grund dafür
kann die niedrige Basenkonzentration sein.
Betrachtet man die beschriebenen Syntheseschritte in einem Gesamtüberblick, so läßt sich
festhalten, daß die Synthese zu C-glycosylierten Aminosäuren in nur drei Syntheseschritten mit
geringem präparativen Aufwand im Gramm-Maßstab durchgeführt werden kann. Daß die
beschriebene Synthese aber nicht nur auf den bislang geschilderten Kohlenhydratbaustein
beschränkt ist, zeigen die ebenfalls verwendeten Kohlenhydratedukte in Abbildung 3.4.
3 Durchführung und Diskussion
28
O
OBn
BnO
BnO
BnO
O
OBn
BnO
BnO
BnO
O
BnO
BnO
BnO
BnO
O
BnO
BnO
BnOOBn
O
BnO
BnO
BnO OBn
O
AcO
AcO
AcO
AcO
O
AcHN
AcO
AcO
AcO
O
BnO
BnO
β
ββ
β
-Konfiguration α
αα
α-Konfiguration
69 71
99
97
102
95
78
74
Abbildung 3.4: Verwendete α- und β-konfigurierte Kohlenhydratedukte.
Die verwendeten Kohlenhydratbausteine besitzen eine große strukturelle Vielfalt:
• verschiedene Zuckerkonfigurationen (Glucose, Galactose, Mannose, GlcNAc, pseudo-
Glycal),
• α- und β-konfigurierte Verbindungen,
• Allyl- und Vinylseitenketten,
• Benzyl- und Acetylschutzgruppen.
Trotz der großen strukturellen Unterschiede reagieren alle eingesetzten Kohlenhydratbausteine
analog zu der beschriebenen Cycloaddition (Schema 3.7). So entstand in allen Synthesen nur ein
diastereomerenreines Regioisomer und die Ausbeuten lagen bei allen Reaktionen zwischen 80
und 94 %.1
Besonders hervorzuheben sind das GlcNAc-Derivat 78 und das pseudo-Glycal 74. Das GlcNAc-
Derivat 78 besitzt an C-2 eine N-Acetyl-Gruppe, die in der Synthese nicht stört. Das ist
bemerkenswert, da nur sehr wenige Synthesen literaturbekannt sind, die sowohl auf Zucker-
Derivate wie z.B. Glucose und Galactose, als auch auf N-Acetylderivate anwendbar sind
(Abschnitt 1.2). Bei dem pseudo-Glycal 74 muß erwähnt werden, daß nur die endständige
Doppelbindung mit dem Nitron 65 reagiert. Die Doppelbindung im Glycal-Ring ist unreaktiver
und kann erst unter extremen Drücken abreagieren.[87]
1 Die Molekülnummern der einzelnen Cycloadditionen werden im Text nicht weiter erläutert und werden an dieser
Stelle nur genannt: 69 reagiert zu 94, 95 zu 96, 97 zu 98, 99 zu 100, 78 zu 101, 102 zu 103 und 74 zu 104.
3 Durchführung und Diskussion
29
Aus den in Abbildung 3.4 hergestellten Kohlenhydrat-Derivaten wurden zwei (103, 85)
exemplarisch zu den Säuren 107 und 90 und in einem weiteren Derivat (98) nur die N-O-Bin-
dung gespalten (105) (Schema 3.12).
O
ONN
O
BnO
BnO
BnO
BnO H
H
O
ONN
O
OBn
BnO
BnO
BnO
H
H
O
ONN
O
BnO
BnO
BnO
BnO
H
H
OHN N
O
BnO
BnO
BnO
BnO HH
HO
O
NH2
BnO
BnO
BnO
HH
HO OH
O
BnO
O
NH2
BnO
BnO
BnO
BnO
HH
HO OH
O
98 105
103
90
85
107
i
i, ii
i, ii
Schema 3.12: Darstellung der exemplarischen N-O-Bindungsspaltungen und Auxiliar-Abspaltung,
i) SmI2, THF MeOH, ii) a) HCl, b) LiOH.
Bei den Spaltungsreaktionen wurden die Glucose- und Mannose-Derivate eingesetzt.2 Bei den
Glucose-Derivaten wurde noch zwischen der α- und der β-Konfiguration und der Kettenlänge an
C-1 unterschieden. Die durchgeführten Spaltungsreaktionen verliefen analog zu der im Schema
3.10 dargestellten Reaktion. Die Ausbeuten bei den in Schema 3.12 dargestellten Reaktionen
liegen zwischen 72 und 96 %.
3.1.4 Herstellung der
D- und L-C-glycosylierten Aminosäuren
Die bisherigen Synthesen verwendeten allesamt das (–)-Menthosan-Nitron 65 für die
[2+3]-Cycloaddition. Die erhaltenen Aminosäuren besaßen dadurch eine L-Konfiguration am
2 In dem Mannose-Derivat 103 wird zuerst die N-O-Bindung gespalten, es bildet sich das Derivat 106, welches
weiter zu 107 reagiert.
3 Durchführung und Diskussion
30
peptidischen stereogenen Zentrum. Um zu testen, ob man durch die Verwendung von (+)-
Menthosan-Nitron 84 selektiv in die D-Aminosäure-Reihe gelangen kann, wurde das Glucose-
Derivat 71 mit (+)-Menthosan-Nitron 84 umgesetzt und das Resultat mit dem des (–)-
Menthosan-Nitrons verglichen. Schema 3.13 zeigt die beiden Reaktionen nebeneinander.
O
ONN
O
BnO
BnO
BnO
BnO
H
H
85
O
BnO
BnO
BnO
BnO
N
NO
O
65
71 O
ONN
O
BnO
BnO
BnO
BnO
H
H
108
N
NO
O
84
L-Konfiguration
D-Konfiguration
(−)-Menthosan-Nitron
(+)-Menthosan-Nitron
i
Schema 3.13: Darstellung der [2+3]-Cycloaddition mit (–)- und (+)-Menthosan-Nitron, i) Toluol,
110°C, 2 d.
Die beiden Reaktionen wurden analog durchgeführt und die Ausbeuten sind mit 82 % und 84 %
nahezu identisch. Wie zuvor für die Reaktion des (–)-Menthosan-Nitrons 65 beschrieben,
reagiert das (+)-Menthosan-Nitron ebenfalls regio- und diastereoselelektiv ab. Die beiden
Diastereomeren 85 und 108 besaßen leicht veränderte 1H-NMR- und 13C-NMR-Spektren und
konnten so eindeutig als unterschiedliche Diastereomere identifiziert werden.3 Allerdings wies
das Produkt 108 das gleiche analytische Problem wie die Verbindung 85 auf. Eine eindeutige
Konfigurationsanalyse ist mit der 1H-NMR-Spektroskopie nicht möglich, weil die Signale nicht
mehr komplett aufgelöst werden. Eine Röntgenstrukturanalyse ist ebenfalls nicht möglich, da das
Produkt 108 ein farbloses Öl ist. Geht man aber davon aus, daß der exo-Übergangszustand
(Abbildung 3.4) wieder bevorzugt wird, so kann aus Analogiebetrachtungen die Konfiguration
3 Ob die Stereoselektion ausschließlich auf das Menthon-Auxiliar zurückzuführen ist, wird in Abschnitt 3.1.7
behandelt.
3 Durchführung und Diskussion
31
zugeordnet werden. Es bildet sich eine D-Konfiguration am peptidischen stereogenen Zentrum
aus.
Es läßt sich also selektiv die D- oder die L-Konfiguration, über die Wahl der enantiomeren Form
des Menthosan-Nitrons, erzeugen. Damit sind die Grundanforderungen aus der Aufgabenstellung
erfüllt:
• eine breite Zucker-Edukt-Palette ist einsetzbar,
• α- und β-selektive Synthese ist möglich,
• unterschiedliche Aminosäuren sind anknüpfbar (durch unterschiedliche Alkenylketten),
• unterschiedliche Schutzgruppen (Ac, Bn) sind einsetzbar,
• selektiv D- und L-Aminosäuren sind erzeugbar.
3.1.5 Versuche zur Quaternisierung der α
αα
α-Aminosäure
Wie bereits in der Synthesestrategie (Abschnitt 1.1) aufgeführt, soll geprüft werden, ob das
Menthosan-Auxiliar auch für eine stereoselektive Quaternisierung der α-Aminosäure dienen
kann. Als Edukt für die Untersuchung wurde das Cycloadditionsprodukt 85 verwendet.
In der ersten Untersuchung wurde getestet, ob sich das Cycloadditionsprodukt 85 durch die
starke, sterisch gehinderte Base Lithiumhexamethyldisilazid (LHMDS) deprotonieren und mit
Allylbromid alkylieren läßt (Schema 3.14).[89] Hierzu wurde das Cycloadditionsprodukt 85 mit
LHMDS bei –78°C deprotoniert und bei –55°C mit Allylbromid versetzt. Nach Analyse des
Produktes wurde festgestellt, daß sich nicht das Produkt 109 sondern das Produkt 110 in einer
Ausbeute von 60 % gebildet hat.
O
ONN
O
BnO
BnO
BnO
BnO
H
H
85
i
O
ONN
O
BnO
BnO
BnO
BnO
H
109
O
ONN
O
BnO
BnO
BnO
BnO
H
110
Schema 3.14: Quaternisierungsversuche der Verbindung 85, i) LHMDS, –55°C, C3H5Br.
3 Durchführung und Diskussion
32
Das Produkt 110 wird durch eine basische Ringöffnung des Isoxazolidin-Ringes mit
gleichzeitiger Schützung der freiwerdenden Hydroxygruppe gebildet. Der Befund ist nicht sofort
einsichtig, aber bei genauer Verfolgung der Reaktion nachvollziehbar. Die Base deprotoniert an
der α-Position der Aminosäure (Schema 3.15). Die negative Ladung verschiebt sich zwischen
die C-N Bindung und öffnet dadurch die N-O-Bindung. Die negative Ladung befindet sich dann
am Sauerstoff und wird durch das Allylbromid abgefangen. Es bildet sich so der Allylether und
das α,β-ungesättigte Amid 110 aus.
O
ONN
O
BnO
BnO
BnO
BnO
H
H
85
O
ONN
O
BnO
BnO
BnO
BnO
H
110
O
ONN
O
BnO
BnO
BnO
BnO
H
111
O
ONN
O
BnO
BnO
BnO
BnO
H
112
Br
i
i
Schema 3.15: Mechanistische Erklärung des Nebenproduktes 110, i) LiHMDS, –55°C, C3H5Br.
Zu der Reaktion hat es mehrere Versuche gegeben, um die Bildung des Nebenproduktes 110 zu
unterbinden und so das gewünschte Produkt 109 zu bilden. Es wurde die Reaktionstemperatur
auf –78°C abgesenkt, und das Nukleophil von Allylbromid auf Methyliodid bzw. Benzylbromid
verändert. Keine Veränderung führte zum gewünschten Produkt 109.
Für weitere Quaternisierungsversuche schien das gebildete Imin 110 gut geeignet zu sein.[90,91,92]
Es wurde versucht, die α,β-ungesättigte Carbonylverbindung 110 in der α-Position über eine
Grignard- oder Reformatzky-Reaktion zu funktionalisieren. In Schema 3.16 sind die
Synthesebemühungen hierzu dargestellt.
3 Durchführung und Diskussion
33
O
ONN
O
BnO
BnO
BnO
BnO
H
110
O
OHN N
O
BnO
BnO
BnO
BnO
H
113
O
OHN N
O
BnO
BnO
BnO
BnO
H
114
OO
i
ii
Schema 3.16: Darstellung der Quaternisierungsversuche über eine Grignard- oder eine
Reformatzky-Reaktion, i) C3H5MgBr, –78°C, ii) BrCH2CO2C2H5, Zn.
Die Grignard-Reaktion (Schema 3.16, Reaktionspfeil i) wurde bei –78°C durchgeführt.[93] Es
kam aber unter den Reaktionsbedingungen zu keiner Reaktion. Bei einer Erhöhung der
Reaktionstemperatur fanden eine Vielzahl undefinierter Reaktionen statt. Als Optimierung
wurde versucht, die α-Position der α,β-ungesättigten Carbonylverbindung bei –78°C zu
aktivieren. Es wurden Lewis-Säuren zugegeben, die sich an den Stickstoff der β-Position
komplexieren und so die α-Position aktivieren sollten. Der Einsatz der Lewis-Säuren BF3·Et2O
und TMSOTf ergab aber lediglich eine Zersetzung des Produktes.
Die Reformatzky-Reaktion (Schema 3.16, Reaktonspfeil ii) wurde mit Bromessigsäureethylester
und Zink durchgeführt.[57,94] Die Organozink-Verbindung läßt sich aber nicht mit der α,β-
ungesättigten Carbonylverbindung 110 zur Reaktion bringen. Auch hier wurde die Temperatur
von Raumtemperatur bis 40°C variiert, wobei jedoch keine Reaktion stattfand. Das Edukt konnte
vollständig zurückgewonnen werden.
Da alle Funktionalisierungsversuche der Verbindung 110 gescheitert sind, muß davon
ausgegangen werden, daß das sehr günstig scheinende Edukt 110 nicht zur Quaternisierung der
Aminosäure geeignet ist.
Die weiteren Quaternisierungsversuche gehen von dem in Abschnitt 1.3 geöffneten
Cycloadditionsprodukt 98 aus. Wie oben beschrieben, spaltet sich das N,O-Acetal und das Amid
der Verbindung 98 durch Behandlung mit Base. Deswegen wurde versucht, das bereits geöffnete
Produkt 98 als Edukt einzusetzen und es wieder zu einem stabileren Ring zu schließen. Der
stabilere Ring sollte dann mit Base deprotoniert und alkyliert werden (Schema 3.17).
3 Durchführung und Diskussion
34
O
HN N
O
BnO
BnO
BnO
BnO
HH
HO
89
O
NN
O
BnO
BnO
BnO
BnO
O
115 O
O
NN
O
BnO
BnO
BnO
BnO
O
116 O
iii
Schema 3.17: Darstellung des Alkylierungsversuches von 115, i) N,N’-CDI, ii) C3H5MgBr.
Die Alkohol- und die Aminogruppe der Verbindung 89 lassen sich mit N,N’-Carbonyldiimidazol
als Carbamat überbrücken, aber das entstandene Produkt 115 kann nicht deprotoniert und zur
Verbindung 116 alkyliert werden.[95] Es wurden die Basen LDA und KHMDS verwendet und die
Temperaturen von –78°C bis –55°C variiert. In allen Fällen wurde nur eine Zersetzung des
Eduktes 115 festgestellt.
Der letzte Quaternisierungsversuch beginnt ebenfalls mit der geöffneten Cycloadditions-
verbindung 89. Es wurde versucht, die freie OH-Gruppe als Benzylether zu schützen und die
Aminogruppe über ein Nitron zu aktivieren. Das aktivierte Nitron sollte so in einer Grignard-
Reaktion unter den analogen Reaktionsbedingungen wie in den vorhergegangenen Reaktionen
alkyliert werden (Schema 3.18).[57]
O
HN N
O
BnO
BnO
BnO
BnO
HH
HO
89
O
NN
O
BnO
BnO
BnO
BnO
H
BnO
117 O
O
NN
O
BnO
BnO
BnO
BnO
H
BnO
118 HO
i, ii iii
Schema 3.18: Darstellung des Alkylierungsversuches des Nitrons 117, i) NaH, BnBr, ii) m-CPBA,
iii) C3H5MgBr.
Die OH-Gruppe der Verbindung 89 läßt sich problemlos als Benzylether schützen und die
Aminogruppe mit meta-Chlorperbenzoesäure zum Nitron 117 oxidieren. Die Grignard-Reaktion
mit Allylmagnesiumbromid konnte jedoch nicht erfolgreich durchgeführt werden. Es wurden
auch hier mehrere Temperaturen von –55°C bis Raumtemperatur getestet, aber es konnte in
keinem Fall eine Reaktion beobachtet werden.
3 Durchführung und Diskussion
35
Da alle untersuchten Verfahren nicht zu den gewünschten quartären Verbindungen reagierten,
muß davon ausgegangen werden, daß es nicht möglich ist, die Cycloadditionsprodukte zu
quaternisieren.
3.1.6 Übertragung der Ergebnisse auf die Synthese von O-glycosylierten
Aminosäuren
Nachdem sich die Cycloadditionsreaktion als gute Möglichkeit für die Herstellung der C-
glycosylierten Aminosäuren herausgestellt hat, ist zu prüfen, ob sich das gute Ergebnis auch auf
die O-glycosylierten Aminosäuren übertragen läßt.
Um diesen Sachverhalt zu testen, wurden zwei verschiedene Zucker-O-Allyl-Derivate
hergestellt: das β-O-Allyl-GlcNAc 121 und das β-O-Allyl-Galactose-Derivat 119. Beide
Derivate sind sehr leicht herzustellen.[96,97] Die ungeschützte Galactose oder das GlcNAc wird in
Allylalkohol suspendiert und mit der Lewis-Säure BF3·Et2O versetzt. Wenn sich die Suspension
aufgelöst hat, ist die Reaktion beendet und das Lösungsmittel kann entfernt werden. Das
gebildete Rohprodukt kann direkt zur Schützung der freien OH-Gruppen eingesetzt werden. In
der Versuchsreihe wurden Benzyl- und Acetat-Schutzgruppen verwendet.
Schema 3.19 zeigt das Galactose-Derivat 119, das mit dem (–)-Menthosan-Nitron 65 zur
Reaktion gebracht wurde. Die Durchführung ist analog zu den C-glycosylierten Aminosäuren. Es
bildet sich ebenfalls nur ein diastereomerenreines Regioisomer in einer Ausbeute von 84 %.
O
BnO
BnO
BnO NN
O
O
H
H
O
OBn
O
BnO
BnO
BnO
O
OBn
119 120
N
NO
O
65
i
Schema 3.19: Darstellung der Cycloaddition von (–)-Nitron 65 und dem Galactose-Derivat 119, i)
Toluol 110°C, 2 d.
Schema 3.20 zeigt die Cycloaddition des GlcNAc-Derivates 121 an (–)-Menthosan-Nitron 65.
Die Durchführung ist analog zu den anderen Cycloadditionen. Die ermittelten Produkte weisen
aber auf ein anderes Versuchsergebnis hin. Es bilden sich zwei Regioisomere (122 und 123), die
diastereomerenrein sind. Die beiden Regioisomeren 122 und 123 werden in einem Verhältnis
3 Durchführung und Diskussion
36
von 4:1 gebildet und lassen sich durch Säulenchromatographie trennen. Die Gesamtausbeute der
beiden Isomeren beträgt 80 %.
O
AcNH
AcO
AcO
AcO NN
O
O
H
H
O
O
N
N
O
O
AcNH
AcO
AcO
AcO
OH
H
+
O
AcNH
AcO
AcO
AcO
O
121
122
123
N
NO
O
65
i
Schema 3.20: Darstellung der Cycloaddition von O-Allyl-GlcNAc mit (–)-Menthosan-Nitron zu
den Produkten 122 und 123 (122/123 = 4/1), i) Toluol 110°C, 2 d.
Der Befund ist sehr verwirrend, weil beim C-Alkenyl-GlcNAc-Derivat lediglich ein Regioisomer
beobachtet wurde. Eine Erklärung ist ein begünstigter Übergangszustand zur Bildung des
Nebenproduktes 123. Abbildung 3.5 zeigt zwei mögliche Übergangszustände bei der Anlagerung
von (–)-Menthosan-Nitron an die Doppelbindung von 121.
O
N
AcO
AcO
AcO
O
ÜZ A
N
N
O
O
H
O
O
N
AcO
AcO
AcO
ON
N
O
O
H
O
ÜZ B
Abbildung 3.5: Mögliche Übergangszustände während der Cycloaddition von O-Allyl-GlcNAc
und (–)-Menthosan-Nitron.
In Analogie zu vorherigen Versuchen (Abschnitt 1.1.2) kann geschlossen werden, daß in den
beiden Übergangszuständen (Abbildung 3.5) wahrscheinlich wieder der exo-Übergangszustand
durchlaufen wird. Im Übergangszustand A kommt es eventuell zur Ausbildung einer
Wasserstoff-Brückenbindung, die den nicht begünstigten Übergangszustand teilweise stabili-
sieren kann. Der Übergangszustand B gibt die Bildung des Hauptproduktes wieder.
Um die Ausbildung einer Wasserstoff-Brückenbindung zu unterbinden, wurden die
Hydoxygruppen des GlcNAc-Derivats 121 mit sterisch anspruchsvolleren Benzylethern
3 Durchführung und Diskussion
37
geschützt. Das Versuchsergebnis ist in Schema 3.21 wiedergegeben. Es entsteht nur das
gewünschte Diastereoisomer 125. Die Bildung des zweiten Regioisomers wurde vollständig
unterbunden. Scheinbar sind die Benzylgruppen groß genug, um das Nitron 65 weit genug vom
NH des GlcNAc-Derivates 124 fernzuhalten, so daß sich keine Wasserstoff-Brückenbindung
mehr ausbilden kann.
O
AcNH
BnO
BnO
BnO NN
O
O
H
H
O
O
AcNH
BnO
BnO
BnO
O
125
124
N
NO
O
65
i
Schema 3.21: Darstellung der Reaktion von (–)-Menthon 65 und dem GalNAc-Derivat 124, i)
Toluol 110°C, 2 d.
Der nächste Reaktionsschritt in der Aminosäure-Synthese ist die reduktive N-O-Bindungs-
spaltung mit SmI2. Schema 3.22 zeigt, daß unter den gleichen Bedingungen, wie bei den
C-glycosylierten Aminosäuren eine Spaltung mit SmI2 möglich ist. Die Ausbeuten sind mit 74 %
ebenfalls recht hoch.
O
BnO
BnO
BnO HN
N
OH
O
H
H
O
OBn
O
BnO
BnO
BnO NN
O
O
H
H
O
OBn
120 126
i
Schema 3.22: N-O-Bindungsspaltung des Galactosederivats 120, i) SmI2, THF/MeOH.
Das Versuchsergebnis verdeutlicht noch einmal, wie selektiv und schonend die SmI2-Spaltung
ist. So werden das Acetal, das Aminal, die Benzylether und das Amid toleriert.
Die Synthese wurde an dieser Stelle abgebrochen, da die weitere Spaltung unter Verwendung
von Säuren und Basen verläuft, die das Acetal an C-1 zerstören würden. Aber es konnte generell
gezeigt werden, daß die Synthese theoretisch auf die O-glycosylierten Aminosäuren übertragen
werden kann.
3 Durchführung und Diskussion
38
3.1.7 Herstellung von glycosylierten Aminosäuren mit anderen Nitronen
Die hohen Selektivitäten der [2+3]-Cycloaddition von Menthosan-Nitron mit Kohlenhydrat-
Derivaten lassen zwei Fragen aufkommen: Ist das chirale Menthon-Auxiliar für die
diastereoselektive Einführung von Glycin notwendig, oder reicht der chirale Zuckerbaustein für
eine diastereoselektive Synthese bereits aus?
Genügt der Zuckerbaustein, so ist eine wesentlich größere Auswahl an Nitronen gegeben, da von
jeder Aminosäure das Nitron erzeugt werden kann.[98,99] Um das zu testen, wurde die
Aminosäure Prolin zum Nitron oxidiert (Schema 3.23). Das Prolin wurde ausgewählt, weil es
eine cyclische Aminosäure ist und somit ein einheitliches Nitron bildet. Bei acyclischen
Aminosäuren muß zwischen den cis- und trans-Nitronen unterschieden werden.
N
O
O
O
128
H
NO
O
127
i
Schema 3.23: Darstellung der Nitronherstellung aus Prolin 127, i) H2O2, Na2WO4·8H2O.
Zur Herstellung des Prolin-Nitrons 128, wird Prolinmethylester 127 in einem Ethanol/Wasser-
Gemisch gelöst und mit H2O2, unter Verwendung von Na2WO4·8H2O als Katalysator, oxidiert.
Nach Aufarbeitung und säulenchromatographischer Reinigung wird das Prolin-Nitron 128 in
einer Ausbeute von 60 % erhalten.
Für die vorgesehenen Cycloadditionen wurde das β-C-Allyl-Glucose-Derivat 71 und das
α-O-Allyl-GlcNAc-Derivat 124 verwendet. Mit den ausgewählten Derivaten sollte eine
möglichst große Strukturvielfalt abgedeckt werden. Die Substanzen unterscheiden sich durch
eine α- und β-Konformation an der Position C-1, durch eine N-Acetyl-Gruppe an C-2 und durch
einen O- und C-gebundenen Allylrest. Das Schema 3.24 zeigt die Cycloaddition des β-C-Allyl-
Derivates an das Prolin-Nitron 128. Die Cycloaddition erfolgt analog zu den anderen
Cycloadditionen. Der Zuckerbaustein und das Nitron 128 werden äquimolar in Toluol gelöst und
zwei Tage auf 110°C erhitzt.[100] Nach säulenchromatographischer Reinigung wird ein nicht
einheitliches Produkt in einer Ausbeute von 69 % erhalten. Die folgende 13C-NMR-spektros-
kopische Untersuchung ergab, daß die erhaltenen Produkte keine Regioisomere sondern zwei
Stereoisomere im Verhältnis von 1:1 sind. Welche diastereomeren Verbindungen sich gebildet
haben, konnte nicht festgestellt werden.
3 Durchführung und Diskussion
39
O
ON
BnO
BnO
BnO
BnO
OO
O
BnO
BnO
BnO
BnO N
O
O
O
128
i
71 129/130
Schema 3.24: Darstellung der Cycloaddition von dem Prolin-Nitron 128 mit dem C-Allyl-Zucker-
Derivat 71, i) Toluol, 110°C, 2 d.
Die Diastereoisomeren 129 und 130 konnten nicht durch Säulenchromatographie oder HPLC
getrennt werden.
Die gleichen Ergebnisse lieferte das β-O-Allyl-GlcNAc-Derivat 124 in der [2+3]-Cycloaddition
mit dem Prolin-Nitron 128 (Schema 3.25). Es wurde ein Regioisomer und zwei
Diastereoisomere (im Verhältnis 1:1) beobachtet. Die Reaktion wurde analog der oben
beschriebenen Reaktion durchgeführt. Die Ausbeute ist mit 72 % ebenfalls gut.
O
AcNH
BnO
BnO
BnO N
O
O
OO
O
AcNH
BnO
BnO
BnO
O
N
O
O
O
128
i
124 131/132
Schema 3.25: Darstellung der Cycloaddition von dem Prolin-Nitron 128 an das O-Allyl-GlcNAc-
Derivat 124, i) Toluol, 110°C, 2 d.
Die diastereomeren Verbindungen 131 und 132 konnten wieder nicht durch Säulenchromato-
graphie oder HPLC getrennt werden. Eine Identifizierung war somit auch nur über das
13C-NMR-Spektrum möglich.
Es wurde also festgestellt, daß die [2+3]-Cycloaddition von Prolin-Nitron 128 und den
Kohlenhydratbausteinen 71 und 124 zwar in guten Ausbeuten und einer hohen Regioselektivität
erfolgt, aber es bilden sich jeweils zwei Diastereomere im Verhältnis von 1:1. Aus den
Ergebnissen muß geschlossen werden, daß der Kohlenhydrat-Baustein nicht als chirales Auxiliar
dienen kann und man auf die chiralen Nitron-Auxiliare angewiesen ist.
3 Durchführung und Diskussion
40
3.2 Herstellung von C-glycosylierten Aminosäuren über eine Grubbs-
Olefinmetathese
Wie bereits in den einleitenden Worten zum Kapitel 3 erwähnt wurde, soll die Synthese zu C-
glycosylierten Aminosäuren mit einem Zuckerbaustein, der am anomeren Zentrum eine
Alkenylseitenkette trägt, beginnen. Die Kohlenhydratbausteine sollen über eine Grubbs-
Olefinmetathese mit Aminosäuren verknüpft werden, die ebenfalls eine Doppelbindung besitzen.
Die Synthese soll mehrere Kriterien erfüllen:
• hohe Ausbeuten,
• geringe Katalysatormengen,
• einfache Durchführung.
Die Grubbs-Olefinmetathese kann generell inter- oder intramolekular durchgeführt
werden.[101,102,103,104,105] Sollen aber die geforderten Kriterien in einer Synthese untergebracht
werden, so ist es sinnvoll, die Grubbs-Olefinmetathese über einen intramolekularen Ringschluß
durchzuführen, weil bei einer intermolekularen Grubbs-Olefinmetathese mehr Katalysator
benötigt wird und sich Produktgemische durch Dimerisierungen ergeben können.
Das Schema 3.26 zeigt die Synthesestrategie, die aus dieser Überlegung heraus entwickelt
worden ist. An dem vollständig geschützten Zucker-Alkenyl-Derivat 133 soll selektiv eine
Hydroxy-Schutzgruppe abgespalten werden. Das erhaltene Monohydroxy-Zuckerderivat 134 soll
dann mit der benötigten ungesättigten Aminosäure verestert werden. Das resultierende Molekül
135 erhält so zwei terminale Doppelbindungen, die über eine Ringschlußmetathese (RCM)
abreagieren sollen. Der ausgebildete Cyclus 136 soll im letzten Syntheseschritt an der
Esterfunktion gespalten werden und so die C-glycosylierte Aminosäure 137 ausbilden.
3 Durchführung und Diskussion
41
O
PGO O
PGO
HO O
PGO O
ONHBOC
O
PGO O
ONHBOC
O
PGO
HO NHBOC
OH
O
133 134 135
136137
Schema 3.26: Darstellung der Synthesestrategie zur Synthese von C-glycosylierten Aminosäuren
mittels Ringschlußmetathese.
Der Schlüsselschritt in der Synthesestrategie ist die intramolekulare Grubbs-Olefinmetathese. Sie
sollte in hohen Ausbeuten verlaufen und selektiv nur intra- und nicht intermolekular reagieren.
Weiterhin muß der Grubbs-Katalysator eine Vielzahl an funktionellen Gruppen tolerieren, z.B.
Amide oder Carbamat-Gruppen.
Über die oben beschriebene Synthesestrategie sollen noch weitere außer der genannten
Aminosäure angeknüpft werden, die bereits quaternisiert sind. Des weiteren gilt es zu testen, ob
mit der Synthesestrategie auch Glycokonjugate mit ungesättigten Carbonsäuren oder Aminen
hergestellt werden können.
Fernerhin sieht die Synthesestrategie vor, daß nach Abschluß der Synthese wiederum eine OH-
Gruppe ungeschützt anfällt, die so die Möglichkeit bietet, die C-glycosylierte Aminosäure an
eine feste Phase anzuknüpfen.
3.2.1 Synthese der Zucker- und Aminosäure-Edukte
Die verwendeten Kohlenhydratbausteine sind die gleichen, die bereits in der [2+3]-
Cycloaddition verwendet wurden. Eine Hydroxy-Gruppe muß aber an den Derivaten noch
freigelegt werden. Das Schema 3.27 zeigt die selektive Entschützung der OH-Gruppe an C-6 des
tetra-benzylgeschützten Galactose-Derivats 71.[106,107]
3 Durchführung und Diskussion
42
O
OBn
BnO
BnO BnO
O
OAc
BnO
BnO BnO
O
OH
BnO
BnO BnO
71 138 139
iii
Schema 3.27: Darstellung der selektiven C-6 Entschützung des Galactose-Derivates 71, i) Ac2O,
TMSOTf, ii) MeOH, Na.
Die selektive Entschützung wird in einem Zweistufenprozess nach C.-H. Wong durchgeführt. In
der ersten Stufe wird das Galactose-Derivat in Essigsäureanhydrid gelöst und bei 0°C mit
katalytischen Mengen an Trimethylsilyltrifluormethansulfonat versetzt. Nach 5 Minuten ist die
Reaktion bereits abgeschlossen und kann aufgearbeitet werden. Das erhaltene, an C-6 acetylierte
Rohprodukt 138 kann ohne Reinigung zu dem Produkt 139 gespalten werden. Dazu muß
lediglich das Rohprodukt in absolutem Methanol gelöst und mit katalytischen Mengen an
Natrium versetzt werden. Nach Aufarbeitung und säulenchromatographischer Reinigung wird
das Produkt 139 in einer Ausbeute von 85 % erhalten. Die selektive Entschützung wurde
zusätzlich auf das β-C-Allyl-Glucose-Derivat 69 und auf das α-C-Allyl-Mannose-Derivat 102
angewendet. Die Durchführung und Ausbeuten waren dabei identisch mit der Entschützung des
Galactose-Derivates 71.
Bei dem acetylgeschützten GlcNAc-Derivat 78 gestaltet sich die selektive Entschützung der C-6
Position wesentlich schwieriger, da eine chemische Differenzierung der einzelnen
Acetylgruppen im Normalfall nicht möglich ist. In der vorliegenden Dissertation wurde
deswegen eine lipasenkatalysierte Entschützung der C-6-Position gewählt (Schema 3.28).[98]
O
OAc
AcO
AcO AcHN
78
O
OH
AcO
AcO AcHN
140
i
Schema 3.28: Darstellung der lipasenkatalysierten Esterspaltung an C-6, i) Lipase Candida
Cylindracea, CH3CN/Phosphatpuffer (pH 5).
Die lipasenkatalysierte Esterspaltung ist für das vorliegende GlcNAc-Derivat nicht
literaturbekannt. Die Entschützung wurde in einem Acetonitril/Phosphat-Puffer-Gemisch bei
pH 5 und mit der Lipase Candida Cylindracea durchgeführt. Die Suspension wurde 72 Stunden
auf 40°C erhitzt. Nach Filtration und säulenchromatographischer Reinigung wurde das selektiv
entschützte Derivat 140 in einer Ausbeute von 87 % erhalten.
3 Durchführung und Diskussion
43
Die selektive Acetyl-Esterspaltung an C-6 ist sehr stark pH-Wert abhängig. Wird der pH-Wert
auf pH 4 abgesenkt, so beobachtete man keine Monoentschützung an C-6 sondern eine
zweifache Esterspaltung an C-6 und C-4.
Bei den benötigten ungesättigten Aminosäuren kann im einfachsten Fall auf das kommerziell
erhältliche enantiomerenreine D- oder L-Allylglycin zurückgegriffen werden. Die benötigten
quartären Aminosäuren müssen dagegen synthetisiert werden (Schema 3.29).
Die quartären Aminosäuren 150/151 und 152/153 lassen sich sehr einfach aus dem β-Ketoester
141 herstellen.[108,109] Der β-Ketoester wird durch Base deprotoniert, mit den benötigten
Alkenylhalogeniden nukleophil substituiert und mit Hydroxylammoniumhydrochlorid zum Oxim
142/143 oder 144/145 umgesetzt. Die erhaltenen Oxime lagern nach Tosylierung säurekatalysiert
in einer Beckmann-Umlagerung zu den Lactamen um. Nach BOC-Schützung der Lactame
werden die Verbindungen 146/147 bzw. 148/149 erhalten. Die benötigten Säuren 150/151 und
152/153 werden durch eine basische Lactamöffnung mit LiOH aus den Lactamen 146/147 bzw.
148/149 hergestellt.
NBOC
O
CO2C2H5
n
vNHBOCC2H5O2C
n
146/147: n=1
148/149: n=2
150/151: n=1
152/153: n=2
OO
OC2H5
NO
C2H5
n
142/143: n=1
144/145: n=2
i, ii iii, iv
141
O
HO
HO
Schema 3.29: Darstellung der Synthese zu den quartären Aminosäuren 150/151 und 152/153, i)
NaOH, C3H5Br bzw. C4H7Br, ii) a) NH2OH·HCl, b) TsCl, Py iii) Kieselgel, iv) NaH, BOC2O, v)
LiOH.
Die so durchgeführte Synthese zu den α,α’-disubstituierten Aminosäuren läßt eine sehr hohe
Variabilität zu. Zum einen kann die Größe des Lactamringes verändert werden und zum anderen
die Länge der Alkenylseitenkette. Eine weitere Besonderheit der Synthese ist, daß die
racemischen Lactame 146/147 bzw. 148/149 durch eine kinetische Racematspaltung mit Lipase
getrennt werden können.[110] In der vorliegenden Dissertation wurde die Racemattrennung aber
nicht vorgenommen und die entstehenden Säuren 150/151 und 152/153 als Racemat eingesetzt.
Die in diesem Abschnitt geschilderten Edukte sollten den Grundstock für die Grubbs-
Olefinmetathese zu den C-glycosylierten Aminosäuren bilden. Weitere benötigte Edukte werden
an den Stellen beschrieben, an denen sie zur Anwendung kommen.
3 Durchführung und Diskussion
44
3.2.2 Die Grubbs-Olefinmetathese als Schlüsselschritt
Wie bereits in der Synthesestrategie angemerkt, ist die Grubbs-Olefinmetathese der
Schlüsselschritt der gesamten Synthese. Um zu prüfen, ob sich die ausgewählten Zucker-
Derivate mit dem Grubbs-Katalysator 156 zu einem Bicyclus schließen lassen, wurde das
Galactose-Derivat 139 mit 4-Pentensäure 154 umgesetzt (Schema 3.30).
O
OH
BnO
BnO BnO
139
HO
O
O
BnO
BnO BnO
155
O
O
O
BnO
BnO BnO
157
O
O
Ru Ph
PCy3
PCy3
Cl
Cl
156
154
iii
Schema 3.30: Herstellung der bicyclischen Verbindung 157, i) DCC, DMAP, ii) CH2Cl2, 40°C.
Die Pentensäure 154 wurde mit DCC und DMAP an die freie Alkohol-Gruppe des Galactose-
Derivates 139 geknüpft. Nach säulenchromatographischer Reinigung erhält man den Ester 155 in
einer Ausbeute von 85 %. Der nächste Syntheseschritt ist die Grubbs-Olefinmetathese. Der Ester
155 wird hierzu in Dichlormethan gelöst und mit 2.5 mol% Grubbs-Katalysator 156 versetzt. Die
Reaktionslösung wird 12 Stunden auf 40°C erhitzt und mit weiteren 2.5 mol% Katalysator
versetzt. Die Reaktionslösung wird erneut 12 Stunden auf 40°C erhitzt. Die Reaktion ist dann
abgeschlossen und das Produkt 157 kann nach säulenchromatographischer Reinigung in einer
Ausbeute von 84 % erhalten werden. Die Durchführung ist sehr einfach und das Produkt wird in
hohen Ausbeuten erhalten. Nachteilig erweist sich bei der Reaktionsführung lediglich die
Entfernung des Katalysators am Ende der Reaktion. In vereinzelten Fällen ist eine Abtrennung
des Katalysators nur sehr schwer durch eine säulenchromatographische Reinigung erreichbar.
Alternativ dazu kann aber der Katalysator auch durch Extraktion mit Tris(hydroxymethyl)phos-
phin entfernt werden.[111]
Die spektoskopische Analyse des Produktes 157 ergab, daß der Bicyclus diastereomerenrein ist.
Im 1H- und im 13C-NMR-Spektrum traten alle Signale nur einfach auf. Weiterhin kann der
gebildeten Doppelbindung eine Z-Konfiguration zugeordnet werden, da die Kopplungskonstan-
ten der beiden Protonen an der Doppelbindung einen Wert von 10.0 Hz aufweisen.
Das zufriedenstellende Ergebnis der Grubbs-Olefinmetathese sollte dann auf drei weitere
Kohlenhydrat-Derivate (158, 161, 140) ausgedehnt werden, so daß insgesamt vier unterschied-
liche Kohlenhydratbausteine getestet wurden (Abbildung 3.6). Die so erreichte strukturelle
Vielfalt kann stichpunktartig festgehalten werden:
3 Durchführung und Diskussion
45
• verschiedene Zuckerkonfigurationen (Glucose, Galactose, Mannose und GlcNAc),
• α- und β-konfigurierte Produkte,
• Benzyl- und Acetylschutzgruppen.
O
158
BnO
BnO OBn
HO O
OBn
BnO
BnO
HO O
AcHN
AcO
AcO
HO
161 140
O
OH
BnO
BnO BnO
139
Abbildung 3.6: Verwendete Kohlenhydratbausteine für die Grubbs-Olefinmetathese.
Das Mannose-Derivat 158 und das Glucose-Derivat 161 wurden ebenfalls mit 4-Pentensäure
umgesetzt und über eine Grubbs-Olefinmetathese zum Bicyclus geknüpft.4 Die Reaktionen
wurden analog zu den oben beschriebenen Reaktion durchgeführt. Die Ausbeuten waren mit
82 % und 88 % ebenfalls sehr hoch. Es entsteht auch nur ein Diastereoisomer, wobei die Frage,
ob sich eine Z- oder eine E-Doppelbindung ausgebildet hat, nur durch Analogieschluß mit der
vorherigen Ringschlußmetathese (Schema 3.26) bestimmt werden kann. Es bildet sich ebenfalls
ein 11-gliederiger Cyclus aus, der vermutlich über eine Z-Doppelbindung verknüpft ist. Für die
weitere Synthese ist die Konfiguration der Doppelbindung aber unerheblich, da die
Doppelbindung im Laufe der Synthese hydriert werden soll und somit die Unterscheidung
zwischen Z- und E-Isomer wegfällt.
Das biologisch interessantere GlcNAc-Derivat 140 wurde nicht mit 4-Pentensäure, sondern mit
enantiomerenreinen D-BOC-Allylglycin 164 umgesetzt (Schema 3.31).
O
AcHN
AcO
AcO
165
O
O
NHBOC
O
AcHN
AcO
AcO
HO
140
HO
O
NHBOC O
AcHN
AcO
AcO
166
O
ONHBOC
164 ii
i
Schema 3.31: Darstellung der Synthese zum Bicyclus 166, i) DCC, DMAP, ii) Grubbs-Kat. 156,
CH2Cl2, 40°C.
Die Anknüpfung von Allylglycin 164 an das GlcNAc-Derivat 140 erfolgte ebenfalls mit DCC
und DMAP in einer guten Ausbeute von 76 %. Bei der Reaktion wurde keine Racemisierung der
4 Die Molekülnummern der veresterten und geschlossenen Verbindung sind im Text nicht erwähnt und werden an
dieser Stelle aufgezählt: 158 reagiert erst zu 159 und dann zu 160, 161 reagiert zu 162 und dann zu 163.
3 Durchführung und Diskussion
46
Aminosäure beobachtet. Die Grubbs-Olefinmetathese mußte ebenfalls mit 2 × 2.5 mol%
Katalysator durchgeführt werden, damit sich das bicyclische Produkt 166 in einer Ausbeute von
84 % bildete.
Der Bicyclus 166 besteht ebenfalls aus nur einem Diastereoisomer. Ob sich eine Z- oder E-
Doppelbindung gebildet hat, kann aus dem 1H-NMR-Spektrum nicht abgeleitet werden. Da der
neugebildete Cyclus erneut ein 11-Ring ist, liegt die Vermutung nahe, daß sich wieder eine Z-
Doppelbindung gebildet hat.
Das gleiche Ergebnis wurde bei der Umsetzung von D-BOC-Allylglycin mit dem Galactose-
Derivat 139 erhalten (Schema 3.32).
O
BnO
BnO
167
O
O
NHBOC
O
BnO
BnO
139
HO
O
NHBOC O
BnO
BnO
168
O
ONHBOC
164 ii
i
BnO BnO BnO
OH
Schema 3.32: Darstellung der Synthese zum Bicyclus 168, i) DCC, DMAP, ii) Grubbs-Kat. 156,
CH2Cl2, 40°C.
Die Ausbeuten waren mit 71 und 80 % gut. Es bildete sich ein Diastereoisomer aus, das nicht
eindeutig als E- oder Z-Isomer identifiziert werden kann.
Da alle verwendeten Kohlenhydrate analog reagierten und die Ausbeuten fast identisch waren,
wurde für die weiteren Untersuchungen nur noch das Galactose-Derivat 139 als Edukt
verwendet. In der nächsten Untersuchung sollte getestet werden, ob sich über die Grubbs-
Olefinmetathese die quartären Aminosäuren 150/151 und 152/153 anknüpfen lassen.
Dazu wurden die Aminosäuren analog zu den oben beschriebenen Reaktionen angeknüpft und
mittels des Grubbs-Katalysators 156 zum 14- bzw. 15-gliedrigen Ring verbunden (Schema 3.33).
Die Ausbeuten lagen in allen Fällen zwischen 70 und 80 %. Es bilden sich jeweils vier
diastereoisomere Verbindungen aus: die epimeren Aminosäuren und eine Z- und E-
Doppelbindung. Die Diastereoisomere lassen sich nicht durch Säulenchromatographie oder
HPLC trennen. Eine Analyse des Produktes konnte nur mittels 1H-NMR-Spektroskopie und
Massenspektrometrie vorgenommen werden. Im 13C-NMR-Spektrum konnten zwar alle
charakteristischen Signale, wie z.B. die Estergruppe, BOC-Gruppe, Bn-Gruppen, interne
Doppelbindung und die Abwesenheit von terminalen Doppelbindungen, beobachtet werden, aber
die Signale waren alle vierfach aufgespalten und somit schlecht zuweisbar.
3 Durchführung und Diskussion
47
HO
ONHBOCC2H5O2C
n
150/151: n=1
152/153: n=2
O
BnO
BnO
139
BnO OH
O
BnO
BnO
BnO O
ONHBOCC2H5O2C
n
169/170: n=1
171/172: n=2
O
BnO
BnO
BnO O
NHBOC
CO2C2H5
173/174/175/176: n=1
177/178/179/180: n=2
O
n
i
ii
Schema 3.33: Anknüpfung der quartären Aminosäuren 150/151 und 152/153 an das Galactose-
Derivat 139, i) DCC, DMAP, ii) Grubbs-Kat. 156, CH2Cl2, 40°C.
Es konnte generell gezeigt werden, daß quartäre Aminosäuren über eine Ringschlußmetathese an
einen Kohlenhydratbaustein gebunden werden können. Die ausgewählten Aminosäuren besitzen
unterschiedlich lange Alkenylseitenketten. Dadurch werden an die Position C-1 des
Zuckergerüstes unterschiedliche Aminosäuren gebunden. Für den Fall n = 1, ist die isostere
Verbindung zu 5-Hydroxynorvalin als Aminosäure gebunden. Für n = 2, ist die isostere
Verbindung zu 6-Hydroxynorleucin an den Zuckerbaustein gebunden. Die beiden Homologen
sind die einzigen, die in der vorliegen Dissertation verwendet wurden. Denkbar ist aber, daß am
Zucker-Derivat und an der Aminosäure eine Vinylkette einführt wird und man so zu den
isosteren Verbindungen der natürlichen Serin-Verknüpfung gelangt.
Die Länge der Seitenkette der quartären Aminosäuren wird aus der Ringgröße des
ursprünglichen Lactams abgeleitet (Schema 3.29). Über die Variation der Ringgröße des
Lactams kann die Länge der Seitenketten der quartären Aminosäure verändert werden.
Wird 4-Pentensäure in der Olefinmetathese eingesetzt, so gelangt man nicht zu glycosylierten
Aminosäuren, sondern zu Glycokonjugaten. Da die Glycokonjugate auch vielseitig einsetzbar
sind (Abschnitt 1.11), soll getestet werden, ob sich auch eine Aminogruppe über eine Alkankette
an die Position C-1 des Zuckergerüstes anknüpfen läßt. Zu dem Zweck wurde das Galactose-
Derivat 139 mit Allylisocyanat 181 als Carbamat 182 verknüpft und über eine Olefinmetathese
zum Bicyclus 183 umgesetzt (Schema 3.34).
3 Durchführung und Diskussion
48
O
BnO
BnO
182
O
O
N
H
O
BnO
BnO
139
O
BnO
BnO
183
O
O
NH
181 ii
i
BnO BnO BnO
OH NCO
Schema 3.34: Herstellung der Glycokonjugatverbindung 183, i) (i-Pr)2EtN, ii) CH2Cl2, Grubbs-
Kat. 156, 40°C.
Die Durchführung zu dem Carbamat 182 ist sehr einfach. Das Zucker-Derivat 139 wird in
Dichlormethan gelöst und mit Allylisocyanat versetzt. Nach Zugabe einer katalytischen Menge
von Diisopropylethylamin wird 12 Stunden bei Raumtemperatur gerührt und nach
säulenchromatographischer Reinigung das Produkt 182 in 74 %iger Ausbeute erhalten.[112] Der
nächste Schritt, die Olefinmetathese, wurde analog zu den oben beschriebenen Reaktionen
durchgeführt. Es setzten sich aber nur minimale Mengen des Eduktes um, so daß die
Katalysatormenge auf 3 × 2.5 mol% erhöht wurde. Nach säulenchromatographischer Reinigung
wird das Produkt 183 in einer Ausbeute von 26 % erhalten.
Die niedrige Ausbeute von 26 % ist zwar unbefriedigend, aber im Vergleich zu den Ausbeuten
von literaturbekannten intermolekularen Olefinmetathesen akzeptabel. Die Ausbeuten von
intramolekularen Grubbs-Olefinmetathesen sind mit geringen Katalysatormengen fast nicht
möglich und erst wenn die Katalysatormenge auf 50 mol% angehoben wird, erhält man eine
Ausbeute von 57 %.[113]
Bei der Reaktion bildet sich nur ein Diastereomer, welches im 1H-NMR-Spektrum nicht
eindeutig als E- oder Z-konfiguriertes Produkt zugeordnet werden kann. Das erhaltene
bicyclische Carbamat 183 kann leicht durch Säure in die Zucker-Aminoverbindung
umgewandelt werden. Im Rahmen dieser Arbeit wurde das Carbamat aber nicht gespalten.
3.2.3 Öffnung der Ringschlußprodukte zu C-glycosylierten Aminosäuren
Die in Abschnitt 3.2.2 geschlossenen Ringe sind alle, bis auf die Ausnahme 183, Makrolactone.
Die Esterfunktion ist die labilste Stelle in dem Ring und wird somit am einfachsten gespalten.
Für die weiteren Untersuchungen wurde lediglich das Galactose-Derivat verwendet, da die
Esterspaltung auf die anderen bicyclischen Derivate übertragen werden kann.
Das Schema 3.35 zeigt die Lactonspaltung des Bicyclus 168 mit LiOH und mit
Natriummethanolat.
3 Durchführung und Diskussion
49
O
BnO
BnO
168
O
ONHBOC
BnO
O
BnO
BnO
185
OH
BnO
NHBOC
O
OMe
O
BnO
BnO
184
OH
BnO
NHBOC
O
OH
i
ii
Schema 3.35: Darstellung der selektiven Ringöffnung von Verbindung 168, i) LiOH, THF/H2O, ii)
NaOCH3.
Die Verbindung 168 wird in einem Tetrahydrofuran/Wasser-Gemisch (1/1) gelöst und mit 0.1 N
LiOH versetzt. Nach ca. einer Stunde Reaktionszeit ist die Spaltung abgeschlossen und nach
Neutralisation und Extraktion mit Dichlormethan wird die Säure 184 quantitativ in analysen-
reiner Form erhalten. Die Verbindung 184 besitzt eine geschützte Aminogruppe und eine
ungeschützte Säuregruppe. Der partiell geschützte Baustein eignet sich somit, direkt in einer
Peptidsynthese verwendet zu werden. Die freie OH-Gruppe an der C-6-Position des Zuckers
stört die weitere Peptidsynthese nicht. Dies wird aber noch an späterer Stelle erläutert (Schema
3.43).
Die Spaltung mit Natriummethanolat ist ebenfalls sehr einfach. Der Bicyclus 168 wird in
Methanol gelöst und mit einer katalytischen Menge an Natrium versetzt. Nach ca. 2 Stunden ist
die Umesterung abgeschlossen und der Ester 185 wird analysenrein in quantitativer Ausbeute
erhalten. Durch die so durchgeführte Spaltung gelangt man nicht zu der partiell geschützten
Aminosäure, sondern zu einer orthogonal geschützten glycosylierten Aminosäure:
• die BOC-Gruppe an der Aminofunktion ist sauer mit Trifluoressigsäure abspaltbar,
• der Methylester ist mit leichten Basen spaltbar,
• die Benzylether sind hydrogenolytisch spaltbar,
• die Doppelbindung läßt sich ebenfalls hydrogenolytisch, aber auch selektiv neben den
Benzylethern mit Toluolsulfonhydrazin entfernen.
Die selektive Hydrierung der Doppelbindung ist in den meisten Fällen nicht notwendig, da sie
bei der hydrogenolytischen Abspaltung der Benzylether hydriert wird. Sollte sie aber in einer
Synthese stören, so kann sie selektiv neben den Benzylethern hydriert werden.
3 Durchführung und Diskussion
50
Das Schema 3.36 zeigt die selektive Hydrierung der Doppelbindungen der diastereomeren
Bicyclen 177, 178, 179 und 180. Die Makrolactone werden in Dioxan gelöst und mit para-
Toluolsulfonhydrazin bei 85°C versetzt. Nach vier Stunden bei 85°C ist die Hydrierung
abgeschlossen und es kann aufgearbeitet werden.[45,114] Die zwei diastereomeren Produkte 186
und 187 werden in einer Ausbeute von 90 % ohne zusätzliche Reinigung erhalten.
177/178/179/180
O
BnO
BnO
BnO O
O
CO2C2H5
NHBOC
186/187
O
BnO
BnO
BnO O
O
CO2C2H5
NHBOC
i
Schema 3.36: Darstellung der selektiven Hydrierung der Doppelbindung neben Benzylethern, i)
para-Toluolsulfonhydrazin.
Die beiden gebildeten diastereomeren Verbindungen lassen sich nicht durch
Säulenchromatographie oder HPLC trennen. Eine Identifizierung der beiden Diastereomeren ist
nur mittels 1H-NMR- und 13C-NMR-Spektroskopie und der Massenspektrometrie möglich.
Die selektive nukleophile Ringöffnung an der C-6-Position ist bei dem acetylgeschützten
Bicyclus 166 nur schwer möglich, da die Acetat-Gruppen ebenfalls abgespalten werden könnten.
Deswegen wurde das Derivat 166 mit Natriummethanolat geöffnet, um die Acetat-Gruppen
abzuspalten und gleichzeitig eine Umesterung vorzunehmen. Das resultierende Produkt besitzt
freie Hydroxygruppen und eine Säuregruppe, die als Methylester geschützt ist. Für die weiteren
Synthesen können die Hydroxygruppen nachgeschützt werden oder direkt in einer
enzymatischen Kohlenhydratsynthese eingesetzt werden.
Die Hydrierung der verbleibenden Doppelbindung kann vor bzw. nach der Ringöffnung
erfolgen. In der vorliegenden Arbeit wurde sie zunächst mit Pd/C und Wasserstoff hydriert und
anschließend die Acetat-Schutzgruppen und das Lacton mit Natriummethanolat gespalten
(Schema 3.37). Die Ausbeute über beide Syntheseschritte beträgt 96 %. Eine Reinigung des
Produktes 188 ist nicht notwendig.
3 Durchführung und Diskussion
51
O
AcHN
AcO
AcO
166
O
ONHBOC
O
AcHN
HO
HO
188
OH
OMe
O
NHBOC
i, ii
Schema 3.37: Spaltung des GlcNAc-Bicyclus 166 zu dem α-C-glycosylierten-Hydroxynorvalin-
Derivat 188, i) Pd/C, H2, ii) MeOH/Na.
Die in Schema 3.37 gezeigte α-C-glycosylierte Aminosäure 188 ist isoster zu 5-Hydroxynorvalin
(vgl. Abschnitt 1.1). Die isostere Verbindung zu 5-Hydroxynorvalin bildet sich immer aus, wenn
Allylglycin mit einem C-Allyl-funktionalisierten Zucker-Derivat in einer Olefinmetathese
reagiert. Um andere Aminosäuren an die C-1 Position des Zuckers anzuknüpfen, muß entweder
die Seitenkette am Zucker oder an der Aminosäure verändert werden.
Das wurde aber in der vorliegenden Dissertation nicht untersucht, da mit den quartären
Aminosäuren bereits gezeigt wurde, daß die Grubbs-Olefinmetathese nicht auf die 11-gliedrigen
Ringe beschränkt ist.
3.2.4 Herstellung der biologisch relevanten α
αα
α-GalNAc-Verbindung
Wie in der Einleitung erwähnt (Abschnitt 1.1.1), ist die α-GalNAc-Serin/Threonin Verbindung
maßgeblich an den Antigenstrukturen von Krebszellen beteiligt. Aber auch andere
Glycokonjugate von α-GalNAc können antigene Eigenschaften übernehmen. Die antigenen
Eigenschaften sollen in der Impfstoff-Therapie gegen Krebszellen eingesetzt werden.
Die Synthesen zu den stabilen α-C-GalNAc-Aminosäuren stellen somit eine besondere
Herausforderung dar. Damit ein Synthesebaustein mit einer großen Variationsmöglichkeit
erzeugt wird, soll ein α-GalNAc-Derivat synthetisiert werden, das an allen Hydroxygruppen des
Zuckers und die Aminosäure orthogonale Schutzgruppen besitzt. Des weiteren soll die Synthese
im Multigramm-Maßstab durchführbar sein. Die Wirtschaftlichkeit der Synthese muß aber auch
bei der Entwicklung beachtet werden, da das ungeschützte GalNAc bereits sehr teuer ist. Als
Startmolekül wurde aus den oben genannten Gründen das GlcNAc-Derivat 189 (Abbildung 3.6)
ausgewählt. Es ist um den Faktor 100 preiswerter als die entsprechende GalNAc-Verbindung
und es läßt sich einfach orthogonal schützen. Damit aus dem GlcNAc-Derivat ein GalNAc-
Derivat wird, muß an der Position C-4 eine Inversion vorgenommen werden (Abbildung
3.6).[115,116,117,118]
3 Durchführung und Diskussion
52
O
HO
HO
OH
AcHN
189
Inversion
Aminosäure Anknüpfung
Ringschluß-Metathese
2
3
45
6
1
Abbildung 3.6: Startmolekül der GalNAc-Aminosäure Synthese.
Damit die Inversion an C-4 vorgenommen werden kann, wird eine gut durchdachte
Schutzgruppenstrategie angewendet. Als erstes werden die Positionen C-4 und C-6 mit einem
para-Methoxybenzaldehydacetal überbrückt und die verbleibende Hydroxygruppe an C-3 als
Benzylether geschützt. Die benötigte Hydroxygruppe an C-4 wird dann durch eine reduktive
Spaltung des Acetals freigelegt. Es bildet sich dabei der para-Methoxybenzylether (PMB-Ether)
an C-6. Die Inversion an C-4 wird in der Folge durch eine Mesylierung und nukleophile
Substitution mit Caesiumacetat vorgenommen. Die Benzylgruppe an C-3 und der PMB-Ether an
C-6 können orthogonal abgespalten werden, so daß selektiv die Position C-6 freigelegt werden
kann. Das so erhaltene Produkt, besitzt die GalNAc-Konformation, orthogonale Schutzgruppen
an C-3 und C-4 und eine freie Hydroxygruppe an der Position C-6. Mit dem so synthetisierten
Kohlenhydratbaustein kann eine Synthese zur glycosylierten Aminosäure wie in den bereits
beschriebenen Fällen vorgenommen werden.
Die komplette Synthese ist in Schema 3.38 dargestellt und wird in diesem Abschitt genauer
erläutert.
3 Durchführung und Diskussion
53
O
HO
OH
AcHN
O
O
NHBOC
HO
O
BnO AcHN
O
AcO
ONHBOC
O
BnO
OPMB
AcHN
AcO
O
BnO
OH
AcHN
AcO
O
BnO AcHN
O
AcO
ONHBOC
O
BnO
HO
O
AcHN
O
O
BnO
O
AcHN
O
O
O
AcO
AcO
OAc
AcHN
O
HO
HO
OH
AcHN
O
HO
O
AcHN
O
O
O
BnO
O
OPMB
AcHN
S
O
O
78 189 190
191 192
193 194 195
196 197
198
iii
iii iv
vvivii
viii ix
x
Schema 3.38: Herstellung des α-GalNAc-CH2-Hydroxynorvnalin-Derivates 198, i) MeOH, Na, ii)
p-CH3C6H4C(OCH3)2, iii) BnBr, BaO, Ba(OH)2·8H2O, iv) NaCNBH3, TFA, v) MsCl, Pyridin, vi)
CsOAc, DMF, 120°C, vii) DDQ, viii) D-BOC-Allylglycin, DCC, DMAP, ix) Grubbs-Kat. 156, x)
Pd/C 10%, H2, NaOCH3.
Der erste Syntheseschritt, ausgehend von dem acetylierten GlcNAc-Derivat 78, ist wenig
aufwendig. Die Acetylschutzgruppen werden durch Natriummethanolat abgespalten und nach
Neutralisation wird das ungeschützte Derivat 189 analysenrein in einer Ausbeute von 96 %
erhalten. Beim nächsten Syntheseschritt, der Überbrückung der C-4 und der C-6 Position mit
einem para-Methoxybenzaldehydacetal, sind theoretisch zwei verschiedene Synthesen möglich:
Die Acetalisierung findet mit para-Methoxybenzaldehyd und Zinkchlorid statt, oder die
Acetalisierung wird durch eine Umacetalisierung mit para-Methoxybenzaldehyd-dimethylacetal
3 Durchführung und Diskussion
54
erreicht.[119,120] Es wurden beide Verfahren getestet und die Umacetalisierung als beste Methode
ermittelt. Die Umacetalisierung findet in Dimethylformamid mit katalytischen Mengen an para-
Toluolsulfonsäure statt. Nach Umkristallisation wird das Produkt 190 in einer Ausbeute von
72 % erhalten. Die folgende Benzylschützung der Hydroxygruppe an C-3 kann mit
Benzylbromid, Bariumoxid und Bariumhydroxid als Base erreicht werden.[120] Nach Abschluß
der Reaktion wird das Produkt 191 ausgefällt und gegebenfalls umkristallisiert. Das Produkt 191
wird in einer Ausbeute von 84 % erhalten. Die reduktive Acetalöffnung wird mit
Natriumcyanoborhydrid und Trifluoressigsäure durchgeführt.[120] Das Acetal wird dabei geöffnet
und bildet den para-Methoxybenzylether an der Position C-6. Das Produkt 192 wird nach
Aufarbeitung und Umkristallisation in einer Ausbeute von 67 % erhalten. Die Hydroxygruppe an
C-4, die invertiert werden soll, ist nun ungeschützt und kann in eine gute Fluchtgruppe
umgewandelt werden. Erste Versuche, das Triflat als Abgangsgruppe herzustellen, waren nicht
erfolgreich. Das Triflat hatte sich zwar gebildet, es war jedoch nicht stabil und unterlag einer
raschen Zersetzung. Bessere Resultate erzielt man mit der Mesylat-Fluchtgruppe. Die Mesylat-
Gruppe läßt sich einfach einführen, indem das Methansulfonsäurechlorid mit der Verbindung
192 in Pyridin eine Stunde reagiert.[121] Das gebildete Mesylat 193 ist luft- und
feuchtigkeitsstabil und kann durch Säulenchromatographie gereinigt werden. Die Ausbeute bei
der Reaktion beträgt 63 %. Die Inversion der Stereochemie an C-4 erfolgt durch eine SN2-
Reaktion mit Caesiumacetat.[118] Die nukleophile Substitution konnte auch mit anderen
Nukleophilen wie KOH oder Kaliumacetat durchgeführt werden.[122] In beiden Fällen mußte aber
ein Kronenether (18-Krone-6) zugegeben werden, damit das Kation komplexiert wird und das
Anion abreagieren kann. Bei Caesiumacetat ist das Caesium-Kation aufgrund seiner Größe
bereits so weich, daß es nicht mehr komplexiert werden muß. Wie bereits erwähnt, ist das
Mesylat recht stabil. Das wirkt sich auch auf die Reaktionsbedingungen der SN2-Reaktion aus.
Das Mesylat 193 wird in Dimethylformamid gelöst, mit Caesiumacetat versetzt und 24 Stunden
auf 120°C erwärmt. Nach Aufarbeitung wird das GalNAc-Produkt 194 in 98 % Ausbeute
erhalten. Die GalNAc-Konfiguration des Produktes 194 wurde über das 1H-NMR-Spektrum und
über einen direkten Vergleich des GalNAc- mit dem entspechenden GlcNAc-Derivat ermittelt.
Im 1H-NMR-Spektrum wird das 3-H Signal als doppeltes Dublett mit J = 6.3 Hz und J = 3.0 Hz
gut aufgelöst. Die Kopplungskonstante von 3.0 Hz entspricht einer Kopplung zwischen einem
axial und einem äquatorial stehenden Proton und die Kopplungskonstante von 6.3 Hz einer
Kopplung zwischen zwei axial stehenden Protonen. In der Galactose-Konformation besitzt das
3-H zum 4-H eine axial-äquatorial-Kopplung und zum 2-H eine axial-axial Kopplung. Das
doppelte Dublett im 1H-NMR-Spektrum beweist also die Galactose-Konfiguration. Eine
3 Durchführung und Diskussion
55
zusätzliche Absicherung der Galactose-Konfiguration ist durch den Vergleich mit dem
entsprechenden GlcNAc-Derivat 199 vorgenommen worden.5 Das GlcNAc-Derivat 192 wurde
zu diesem Zweck an C-4 acetyliert und NMR-spektroskopisch vermessen. Ein Vergleich der 1H-
und 13C-NMR-Spektren der GalNAc- und der GlcNAc-Verbindung ergab, daß sie sehr
verschieden sind und es sich somit um zwei verschiedene Verbindungen handeln muß.
Die Abspaltung der para-Methoxygruppe an C-6 kann reduktiv mit DDQ im Zweiphasensystem
(Wasser/Dichlormethan) erfolgen.[120] Nach Aufarbeitung und Umkristallisation wird das Produkt
195 in einer Ausbeute von 72 % erhalten. Die so erhaltene freie Hydoxygruppe an C-6 kann mit
allen zur Verfügung stehenden Aminosäuren verestert werden. In der Dissertation wurde aber
lediglich das D-BOC-Allylglycin verwendet. Die Veresterung erfolgt wie bereits in Abschnitt
3.2.2 geschildert mit DCC und DMAP. Die Ausbeute an Verbindung 196 nach
säulenchromatographischer Reinigung beträgt 81 %. Die nachfolgende Grubbs-Olefinmetathese
wurde wie bereits geschildert, bei 40°C und mit zweimal 2.5 mol% Katalysator 156
durchgeführt. Der so gebildete Bicyclus 197 wird durch Säulenchromatographie gereinigt und in
einer Ausbeute von 86 % erhalten. Betrachtet man den Bicyclus 197 genauer, so stellt man fest,
daß die Hydroxygruppen und die Aminogruppe orthogonal geschützt sind: der Benzylether kann
hydrogenolytisch abgespalten werden, das Lacton kann durch schwache Basen gespalten werden
und die Acetatschutzgruppe kann zusammen mit dem Lacton durch Natriummethanolat
gespalten werden.
In der vorliegenden Arbeit wurde aber keine selektive Entschützung einer Hydroxygruppe
vorgenommen, sondern alle Schutzgruppen entfernt. Das hatte den Grund, daß das hergestellte
GalNAc-Derivat 198 nicht zu einer chemischen Kohlenhydratsynthese verwendet werden sollte,
sondern zu einer enzymatischen Saccharidsynthese.[123,124] Die Abspaltung der Schutzguppen
erfolgt durch Hydrogenolyse mit Pd/C und Wasserstoff und anschließender basischer Spaltung
mit Natriummethanolat. Die α-GalNAc-CH2-Hydroxynorvalin Verbindung 198 wird ohne
weitere Aufarbeitung analysenrein in einer Ausbeute von 97 % erhalten.
Die oben beschriebene Synthese zu dem α-GalNAc-CH2-Hydroxynorvalin Derivat 198 kann
auch ohne Inversion an C-4 zu dem analogen orthogonal geschützten GlcNAc-Derivat
durchgeführt werden. Die Reaktion wurde aber im Rahmen der Dissertation nicht durchgeführt.
5 Nähere Informationen zum GlcNAc-Derivat 199 im experimentellen Teil
3 Durchführung und Diskussion
56
Betrachtet man alle bis hierhin durchgeführten Olefinmetathesen (Abschnitt 3.2.2 bis Abschnitt
3.2.5), so läßt sich zusammenfassen, daß die Grundanforderungen an die Synthese zu C-
glycosylierten Aminosäuren allesamt erfüllt sind:
• eine breite Zucker-Edukt-Palette ist einsetzbar (GlcNAc, GalNAc, Glucose, Galactose,
Mannose),
• α- und β-selektive Synthesen sind möglich,
• unterschiedliche Aminosäuren sind anknüpfbar (auch quartäre Aminosäuren),
• unterschiedliche Schutzgruppen sind einsetzbar (Ac, Bn),
• orthogonal geschützte Kohlenhydratbaustein sind einsetzbar.
3.2.5 Das Galactose-Derivat 185 als vielseitige Verbindung
Wie in der Aufgabenstellung gefordert, soll die entwickelte Synthese zu C-glycosylierten
Aminosäuren sehr vielfältig sein. Daß die eingesetzten Kohlenhydratbausteine und Aminosäuren
stark variiert werden können, wurde in den vorherigen Abschnitten bereits angesprochen.
Welches weitere Potential die gebildeten Verbindungen in sich bergen, wird in diesem Abschnitt
behandelt. Das Schema 3.39 illustriert die Möglichkeiten, die von Verbindung 185 ausgehen.
O
BnO
BnO
185
OH
BnO
NHBOC
O
OMe
Saccharid-Synthese
an der C-6-Position
Anknüpfung der glycosylierten
Aminosäure über die C-6 Position
des Zuckers an die Festphase
Peptidsynthese
OH TFA
NHBOC
O
OH
NH2
O
OMe
a
b
c
d
ef
O
BnO
BnO
O
BnO OOPG
200
Schema 3.39: Darstellung der potentiellen Nutzung der C-glycosylierten Aminosäure 185.
Als erste Möglichkeit ist die Synthese an der freien OH-Gruppe des Kohlenhydratgerüstes mit
einem Glycosyldonor dargestellt (Pfeil a). Zusätzlich kann sie auch als Verknüpfungsstelle
zwischen einem festen Träger und der glycosylierten Aminosäure dienen (Pfeil b). Der
orthogonal geschützte Synthesebaustein 185 kann natürlich auch direkt in einer Peptidsynthese
3 Durchführung und Diskussion
57
eingesetzt werden (Pfeile c, e, f). Ist die glycosylierte Aminosäure an einen polymeren Träger
angeknüpft, so kann das System zur Festphasen-Peptidsynthese genutzt werden (Pfeile d, e, f).
Der kleine Überblick, der durch Schema 3.39 gegeben wurde, wird in dem folgenden Abschnitt
vertieft.
Das Schema 3.40 zeigt die Herstellung eines Disaccharides ausgehend von der C-glycosylierten
Aminosäure 185. Die Glycosylierung erfolgt über die Trichloracetimidat-Methode nach R. R.
Schmidt.[125,126] Das verwendete Glucose-Trichloracetimidat-Derivat 201 läßt sich sehr einfach
aus der tetra-O-benzylierten Glucose mit Trichloracetonitril herstellen.[127] Der so hergestellte
Glycosyldonor 201 reagiert mit der C-glycosylierten Aminosäure 185 unter Säure-Katalyse
(1 mol% Trimethylsilyltrifluormethansulfonsäure) zu den Disacchariden 202 und 203. Nach
säulenchromatographischer Reinigung wird eine Gesamtausbeute von 68 % erhalten. Die beiden
anomeren Verbindungen 202 und 203 konnten nicht durch Säulenchromatographie oder HPLC
getrennt werden.
O
BnO
BnO
185
OH
BnO
NHBOC
O
OMe
O
BnO
BnO BnOO
BnO
NH
CCl3
O
BnO
BnO
202/203
OBn
NHBOC
O
OMe
O
BnO
BnO BnO
BnO
O
i
201 =
201
Schema 3.40: Herstellung der Disaccharide 202 und 203 über die Imidat-Methode nach R. R.
Schmidt, i) TMSOTf, CH2Cl2, RT.
Die beiden gebildeten Diastereomeren 202 und 203 sind Epimere, die sich in der Konfiguration
des anomeren Zentrums des zweiten Kohlenhydratbausteins unterscheiden. Die beiden Epimere,
das α- und das β-Epimer, werden in einem Verhältnis von 1:1 gebildet. Durch Variation der
Reaktionstemperatur von –50°C bis 20°C oder durch Veränderung der Lewis-Säure von
Trimethylsilyltrifluormethansulfonsäure auf BF3·Et2O konnte keine Verbesserung des α/β-
Verhältnisses erreicht werden. Es konnte aber generell gezeigt werden, daß eine
Disaccharidsynthese an der freien Hydroxygruppe der glycosylierten Verbindung möglich ist.
3 Durchführung und Diskussion
58
Die freie Hydroxygruppe der C-glycosylierten Aminosäure 185 kann aber auch genutzt werden,
um ein Polystyrol-Harz zu binden. Das Schema 3.41 zeigt die Anknüpfung der glycosylierten
Aminosäure an das Wang-Harz und an das Merrifield-Harz. Die beiden Harze wurden
ausgewählt, da nach der Anknüpfung der Harze an den Zuckerbaustein alle Hydroxygruppen des
Zuckers als Benzylether geschützt sind. Bei einer Abspaltung vom Harz werden die Benzyl-
Schutzgruppen mit abgespalten.[128]
Die Anknüpfung der Aminosäuren ist für beide Harze gleich. Die Aminosäure 185 wird mit dem
Harz in DMF mit NaH versetzt und 12 Stunden auf 100°C erhitzt.[129,130] Das Harz wird
anschließend filtriert und mehrere Male mit viel Wasser, Tetrahydrofuran und Dichlormethan
gewaschen. Nach Trocknung erhält man die festphasengebundenen C-glycosylierten
Aminosäuren 206 und 207.
Die Belegung der beiden Harze wurde durch Differenzwägung des eingesetzten Harzes und des
Produkt-Harzes ermittelt. Aus der Massenzunahme kann bestimmt werden, wieviel Mole der
Aminosäure pro Gramm Harz gebunden sind. Aus der vom Hersteller angegebenen Belegung
des Harzes mit Benzylbromid, kann dann die Belegung des Harzes mit der Aminosäure
berechnet werden. Die Belegungen der beiden Harze waren mit 80 und 84 % fast identisch.
O
BnO
BnO
185
OH
BnO
NHBOC
O
OMe
O
BnO
BnO
O
BnO
NHBOC
O
OMe
Br
Harz OBr
Harz Br
204 (Wang-Harz)
205 (Merrifield-Harz)
i
204/205
206 (Wang-Harz)
207 (Merrified-Harz)
PP
Schema 3.41: Anknüpfung der C-glycosylierten Aminosäure 185 an die Festphase, i) DMF, NaH,
80°C, 12 h.
Die Analytik der harzgebundenen Aminosäuren ist auf die IR-Spektroskopie beschränkt. Die
Edukt-Harze besitzen nur aromatische CH-Schwingungen und das Wang-Harz zusätzlich noch
3 Durchführung und Diskussion
59
eine Etherschwingung. Das Produkt-Harz besitzt charakteristisch eine Ester-Carbonyl-
Streckschwingung bei 1720 cm-1 und eine Carbamat-Carbonyl-Streckschwingung bei 1700 cm-1.
Die beiden Harze sind strukturell sehr ähnlich, aber in der Stabilität sehr unterschiedlich. Das
Wang-Harz und das Merrifield-Harz besitzt den gleichen polymeren Träger, wobei das Wang-
Harz zusätzlich noch mit para-Hydroxybenzylbromid versehen ist (Schema 3.41). Wird das
Wang-Harz an den Kohlenhydratbaustein gebunden, so entsteht ein Benzylether, der in der para-
Position eine Etherfunktion besitzt. Der so gebildete Benzylether ist säureempfindlicher als ein
normaler Benzylether. Bei der Abspaltung der BOC-Gruppe durch Trifluoressigsäure wird nicht
nur die Abspaltung der BOC-Gruppe im IR-beobachtet, sondern auch eine teilweise Abspaltung
der Aminosäure. Bei der Benutzung von Merrifield-Harz bilden sich normale Benzylether aus,
die bei der BOC-Abspaltung stabil sind.
Die Abspaltung der Aminosäure vom Harz kann nicht durch eine heterogene Katalyse erfolgen.
Die Versuche die Abspaltung mit Pd/C und H2 durchzuführen war nicht erfolgreich, auch nicht
durch die Erhöhung des Druckes bis zu 100 bar. Eine Erklärung dafür kann die Tatsache sein,
daß das heterogene Palladium nicht in das Harz hinein diffundieren kann und so katalytisch
inaktiv ist. Abhilfe schafft hier die Spaltung der Benzylether mit Lewis-Säure. Die Abspaltung
der Benzylether und der Aminosäure kann durch Bortribromid erfolgen.[131] Die abgespaltene
Säure enthält aber nach der so durchgeführten Spaltung noch Spuren an Lewis-Säure. Wesentlich
sauberer gelingt die Abspaltung durch einen homogenen Katalysator, der während der
Abspaltung heterogen wird.[132,133] Das Harz quillt im Lösungsmittel DMF und wird mit
Pd(OAc)2 versetzt. Das Pd(OAc)2 diffundiert so in das Harz und wird dort durch den Wasserstoff
von Pd(II) zu Pd(0) reduziert. Das entstandene Pd(0) kann dann die Benzylether und die
Aminosäure vom Harz abspalten. Die Reaktionskontrolle kann erneut leicht über das IR-
Spektrum erfolgen. Bei vollständiger Abspaltung ist die Carbonylschwingung komplett
verschwunden. Ist die Abspaltung nach der ersten Zugabe von Pd(OAc)2 nicht vollständig, so
wird erneut Pd(OAc)2 zugegeben.
Die an das Merrifield-Harz gebundene Aminosäure kann zum Aufbau eines Peptides an der
Säure und Aminogruppe verwendet werden. Das ist aber nur möglich, da die Hydroxygruppen,
die Aminogruppe und die Säuregruppe orthogonal geschützt sind.
Die Orthogonalität der Schutzgruppen an der Aminogruppe und der Säuregruppe ist in Schema
3.42 dargestellt. Durch Behandlung der Verbindung 185 mit Trifluoressigsäure/Dichlormethan
(1/1) wurde die BOC-Gruppe in weniger als 30 Minuten abgespalten. Man erhält das Produkt
208 nach Aufarbeitung in analysenreiner Form in quantitativer Ausbeute.
3 Durchführung und Diskussion
60
Der Methylester wird dagegen basisch, mit einer wässrigen LiOH-Lösung und Tetrahydrofuran
gespalten. Nach Aufarbeitung wird auch hier das Produkt 184 analysenrein in quantitativen
Ausbeuten erhalten.
O
BnO
BnO
185
OH
BnO
NHBOC
O
OMe
O
BnO
BnO
208
OH
BnO
NH2
O
OMe
O
BnO
BnO
184
OH
BnO
NHBOC
O
OH
i
ii
Schema 3.42: Selektive Entschützung der Amino- oder der Säuregruppe des Derivates 185,
i) TFA/CH2Cl2 (1/1), ii) LiOH, H2O, THF.
Die beiden selektiven Spaltungen zeigen, daß die Peptidsynthese sowohl an der Amino- als auch
an der Säuregruppe vorgenommen werden kann.
3.2.6 Kombinierte Peptidsynthese mit gleichzeitiger Glycosylierung
In den vorherigen Untersuchungen wurden durch eine Ringschlußmetathese C-glycosylierte
Aminosäuren hergestellt, die als Synthesebausteine dienen. In dieser Untersuchung sollte
getestet werden, ob sich die Ringschlußmetathese auch eignet, um eine Glycosylierung während
einer Peptidsynthese vorzunehmen.
Für die Untersuchung wurde ein Tripeptid synthetisiert, wovon die zweite Aminosäure beim
Aufbau des Peptids glycosyliert werden sollte. Die Synthesestrategie ist im Prinzip die gleiche,
wie die bei den zuvor beschriebenen Ringschlußmetathesen. Unterschiede ergeben sich durch die
Auswahl der Edukte und der Reagenzien. Als Edukt wird keine BOC-geschützte Aminosäure
eingesetzt, sondern ein Peptid und die Lactonöffnung erfolgt direkt zum Amid eines Peptids. Die
Einzelheiten zu den Reaktionen sind in Schema 3.43 dargestellt und werden in dem folgenden
Abschnitt näher erläutert.
3 Durchführung und Diskussion
61
O
H
N
O
OH
BOCHN
O
H
N
O
O
BOCHN
O
OBn
OBn
OBn
O
H
N
O
N
H
BOCHN
O
BnO
OBn
OBn
O
OC2H5
OH
O
H
N
O
O
BOCHN
O
OBn
OBn
OBn
O
OH
BOCHN
209 210/211 212/213
214/215 216/217
iii
iii iv
Schema 3.43: Peptidsynthese mit gleichzeiter Glycosylierung, i) Allylglycin, Isobutylchlorformiat,
ii) 139, DCC, DMAP, iii) Grubbs-Kat. 156, iv) a) LiOH, b) Glycinethylester-Hydrochlorid,
Cyanodiethylphosphonat, NEt3.
Das L-BOC-Phenylalanin 209 wird mit Isobutylchlorformiat aktiviert und mit ungeschütztem
DL-Allylglycin versetzt.[134] Nach Aufarbeitung werden die Produkte 210 und 211 in einer
Ausbeute von 87 % erhalten. Das besondere an dem Syntheseschritt ist, daß das Allylglycin
ungeschützt eingesetzt wird. Somit kommt das Anheften von Phenylalanin einer Schützung der
Aminogruppe von Allylglycin gleich, oder anders formuliert: es wird ein Schützungs- oder
Entschützungsschritt eingespart. Die nächsten beiden Syntheseschritte sind analog zu den bereits
beschriebenen Ringschlußmetathesen durchgeführt worden (Abschnitt: 3.2.1). Das Galactose-
Derivat 139 wird mit DCC und DMAP und der Säuregruppe der Dipeptide 210 und 211
verestert. Die Gesamtausbeute der beiden Produkte 210 und 211 beträgt 62 %. Die
Ringschlußmetathese wurde ebenfalls bei 40°C und zweimaliger Zugabe des Grubbs-
Katalysators 156 (2 × 2.5 mol%) durchgeführt. Nach säulenchromatographischer Reinigung
werden die bicyclischen Produkte 214 und 215 in einer Ausbeute von 82 % erhalten. Der nächste
Syntheseschritt ist die Lactonöffnung zu den Tripeptiden 216 und 217. Hier wurden mehrere
Synthesebemühungen vorgenommen. Als erstes wurde die Aminolyse direkt mit dem
Glycinethylester getestet. Die Aminogruppe des Glycinethylesters sollte mit Base (Triethylamin)
deprotoniert werden und so nukleophil das Lacton öffnen.[135] Die Umsetzung war aber erfolglos.
Eine Temperaturerhöhung von Raumtemperatur auf 60°C brachte ebenfalls keine Reaktion und
das Edukt konnte zurückgewonnen werden. Um die Aminolyse durchführen zu können, wurde
deswegen ein Zweistufenprozess gewählt.[136] Zuerst wird das Lacton mit Base geöffnet und die
3 Durchführung und Diskussion
62
entstehende Säure mit Glycinethylester umgesetzt. Die zweistufige Synthese wurde aber ohne
Aufarbeitung durchgeführt, so daß zwei Syntheseschritte in einem bearbeitet wurden. Die
basische Spaltung kann wie in Abschnitt 3.2.3 beschrieben mit LiOH durchgeführt werden.
Anschließend wird die Säure in DMF gelöst und mit Glycinethylester-Hydrochlorid versetzt. Die
Aktivierung der Säuregruppe erfolgt mit Cyanodiethylphosphonat und Triethylamin. Nach acht
Stunden Reaktionszeit wird aufgearbeitet und säulenchromatographisch gereinigt. Die Produkte
216 und 217 werden in einer Ausbeute von 82 % erhalten.
Da die zweistufige Aminolyse über das geöffnete Lacton erfolgt, wird an dem Beispiel deutlich,
daß die freiwerdende Hydoxygruppe am Kohlenhydratanteil in einer Peptidsynthese nicht stört.
Die Synthese zu den C-glycosylierten Tripeptiden 216 und 217 hat gezeigt, daß eine
Peptidsynthese mit gleichzeitiger Glycosylierung über eine Ringschlußmetathese möglich ist.
Als Edukte für die oben beschriebene Reaktion sind alle im Kapitel 3.2 verwendeten
Aminosäuren und Zuckerbausteine denkbar.
Wenn man die Syntheseschritte zwischen der Peptidsynthese ohne und mit Glycosylierung
vergleicht, so stellt man fest, daß lediglich zwei Syntheseschritte mehr benötigt werden. Der so
entstehende geringe präparative Aufwand, die hohen Ausbeuten und eine große Anzahl an
möglichen Kohlenhydratbausteinen und Aminosäuren zeichnen die oben beschriebene Synthese
aus. Die zusätzlichen Anforderungen an die Synthese zu den C-glycosylierten Aminosäuren sind
somit auch erfüllt:
• Saccharidsynthese an der C-glycosylierten Aminosäure möglich (Schema 3.40),
• Anknüpfung an die feste Phase möglich (Schema 3.41),
• kombinierte Peptid-Synthese mit gleichzeitiger Glycosylierung (Schema 3.43).
4 Zusammenfassung und Ausblick
63
4 Zusammenfassung und Ausblick
In der vorliegenden Dissertation wurden zwei Synthesen zu C-glycosylierten Aminosäuren
entwickelt. Beide Synthesen benutzen Kohlenhydratbausteine mit Alkenylketten an der Position
C-1. Die Alkenylseitenketten lassen sich leicht α- oder β-selektiv einführen und sorgen so
bereits am Anfang der Synthese für eine festgelegte Konfiguration an der Position C-1.
Die erste Synthese nutzt die Doppelbindung eines ungesättigten Kohlenhydratbausteins, um eine
[2+3]-Cycloaddition vornehmen zu können (Schema 4.1). Hierbei wird ein Glycinäquivalent auf
die Doppelbindung übertragen. Damit die Cycloaddition stereoselektiv verläuft, wurde das
chirale Glycinäquivalent nach H. J. Altenbach, das (–)-Menthosan-Nitron 65 oder das
Enantiomer (+)-Menthosan-Nitron 84, verwendet. Die freie Aminosäure wird nach N-O-
Bindungsspaltung und Abspaltung des Menthon-Auxiliars erhalten.
Das Schema 4.1 zeigt die Cycloaddition von (–)-Menthosan-Nitron 65 an einen schematisch
dargestellten Kohlenhydratbaustein mit einer Allylseitenkette an der Position C-1. Als
Kohlenhydratbausteine wurden acetyl- oder benzylgeschützte Galactose-, Mannose-, Glucose-,
pseudo-Glycal- und GlcNAc-Derivate verwendet. Die jeweiligen Verbindungen waren α- oder
β-selektiv mit Allyl- oder Vinylseitenketten versehen. Alle Derivate reagierten analog, es bildete
sich bei der Cycloaddition nur ein diastereomerenreines Regioisomer in einer Ausbeute von 80–
90 %.
O
ONN
O
H
H
O
N
NO
O
65
i
*
*
O
HN N
O
HH
HO
O
NH2
HH
HO OH
O
iii
PGO
PGO
PGO PGO
ii
69,71,74,78,94,95,96,97 94,85,96,98,100,
101,103,104
91,106,107 108,109
Schema 4.1: Die [2+3]-Cycloaddition, i) Toluol, 110°C, 2 d, ii) SmI2, THF, MeOH, iii) a) HCl, b)
LiOH.
4 Zusammenfassung und Ausblick
64
Die Konfiguration der beiden neu gebildeten stereogenen Zentren wurde durch eine
Röntgenstrukturanalyse bewiesen. Für die Röntgenstruktur wurde die Cycloaddition mit para-
Brombenzoesäureallylester und (–)-Menthosan Nitron 65 durchgeführt. Die Cycloaddition
reagiert über einen exo-Übergangszustand von der Methylseite des Nitrons. Bei den restlichen
Cycloadditionen konnte die Konfiguration nicht über NMR-spektroskopische Methoden oder
Röntgenstrukturanalyse aufgeklärt werden. In den Fällen wurde die Konfiguration an den neu
entstandenen stereogenen Zentren durch Analogiebetrachtungen zugeordnet.
Die notwendige reduktive Spaltung des Isoxazolidin-Ringes wird mit SmI2 in Tetrahydrofuran-
Methanol durchgeführt. Die Sm(II)-Spaltung stellte sich dabei als sehr milde Methode heraus. So
wurden die Benzylether, das N,N-Aminal, und das Amid nicht gespalten. Die Ausbeuten bei der
Spaltungsreaktion lagen zwischen 72 und 85 %. Die notwendige Acetalspaltung wurde mit
verdünnter Salzsäure und Essigsäure durchgeführt und die Amidspaltung mit schwach
alkalischer LiOH-Lösung. Die Gesamtausbeuten der zwei Syntheseschritte beträgt 96 %.
Verwendet man (–)-Menthosan-Nitron 65 in der Cycloaddition, so gelangt man zur L-Konfigu-
ration der Aminosäure. Benutzt man aber die enantiomere Form, das (+)-Menthosan-Nitron 84,
so gelangt man selektiv zu den D-konfigurierten Aminosäuren. Bei der Verwendung von (+)-
Menthosan-Nitron 84 wurde ebenfalls eine regio- und diastereoselektive Cycloaddition in einer
Ausbeute von 80–85 % erhalten.
Die angestrebte Quaternisierung des Cycloadditionsproduktes 85 konnte nicht erfolgreich
durchgeführt werden. Es wurden zahlreiche Synthesebemühungen unternommen, wie z.B.
Deprotonierung mit Base und elektrophile Substitution, Grignard-Reaktion oder Reformatzky-
Reaktion, aber alle führten lediglich zur Zersetzung oder zu Nebenreaktionen.
Die Cycloaddition mit dem (–)-Menthosan-Nitron (Schema 4.1) wurde nicht nur mit
C-Alkenylketten an C-1 ausgetestet, sondern es wurden auch O-Allyl-Zuckerderivate verwendet.
Die Reaktionen waren analog zu der in Schema 3.14 dargestellten Reaktion. So konnte nach
Optimierung nur ein diastereomerenreines Regioisomer beobachtet werden. Die Ausbeuten bei
der Cycloaddition waren mit 74–84 % ebenfalls sehr hoch. Die reduktive Sm(II)-Spaltung wurde
ebenfalls duchgeführt. Eine Spaltung des Aminals und des Amids wurde nicht vorgenommen, da
hierbei das Acetal des Zuckergerüstes mit zerstört würde.
Es wurde auch versucht, die oben beschriebene Synthese auf Nitrone von natürlichen
Aminosäuren auszuweiten. In diesem Zusammenhang wurde das Nitron 128 von Prolin
hergestellt und mit dem Galactose-Derivat 71 umgesetzt. Die Cycloaddition verlief ebenfalls in
4 Zusammenfassung und Ausblick
65
guten Ausbeuten von 72 %, aber es bildete sich ein Regioisomer, das aus zwei Diastereomeren
bestand (Schema 4.2). Die zwei diastereomeren Verbindungen lassen sich nicht durch
Säulenchromatographie oder HPLC trennen.
O
ON
BnO
BnO
BnO
BnO
OO
O
BnO
BnO
BnO
BnO N
O
O
O
128
i
71 129/130
Schema 4.2: Darstellung der Cycloaddition des Prolin-Nitrons 128 mit dem C-Allyl-Zucker-
Derivat 71, i) Toluol, 110°C, 2 d.
Das Ergebnis zeigte, daß es nicht sinnvoll ist, die Cycloaddition ohne chirales Auxiliar durch-
zuführen. In diesem Zusammenhang wurde noch das O-Allyl-GlcNAc-Derivat umgesetzt,
welches analog reagierte. Da die Reaktion nicht zu reinen Diastereomeren führte und auch keine
Aussicht auf Optimierung bestand, wurde die Testreihe eingestellt.
Es lassen sich die ermittelten Ergebnisse für die Synthese zu C-glycosylierten Aminosäuren
mittels der [2+3]-Cycloaddition vom Menthosan-Nitron stichpunktartig festhalten:
• eine große Zuckervielfalt ist einsetzbar (Glucose, Galactose, Mannose, GlcNAc, pseudo-
Glycal und viele andere sind denkbar),
• eine α- und β-selektive Synthese ist von Anfang an gegeben,
• die Kohlenhydratbausteine können mit den verschiedensten Schutzgruppen eingesetzt
werden,
• die Variation der angeknüpften Aminosäure erfolgt über die Länge der Alkenylseitenkette an
C-1. (Bei der Vinylkette werden die zum Serin analogen Verbindungen und bei der
Allylkette die Homoserin analogen Verbindungen gebildet),
• die D- und L-Aminosäure läßt sich einfach durch die Wahl der enantiomeren Menthon-
Auxiliare erzeugen,
• einfache Durchführbarkeit mit hohen Ausbeuten,
• eine Übertragung auf die Herstellung von O-glycosylierten Aminosäuren ist denkbar.
Als Fazit der oben genannten Synthesevariablen kann festgehalten werden, daß die [2+3]-
Cycloaddition eine sehr vielseitige und allgemein anwendbare Synthesemöglichkeit ist, um C-
glycosylierte Aminosäuren herzustellen. Die weitgesteckten Grundanforderungen der
4 Zusammenfassung und Ausblick
66
Aufgabenstellung werden durch die Cycloaddtion sehr gut erfüllt. Die Abrundungen der
Synthesevielfalt durch die verlangten Zusatzforderungen, wie z.B. der Einbau von quartären
Aminosäuren, ist über die Cycloaddtion mit den Menthosan-Nitronen 65 und 84 nicht erfüllbar.
Die zweite entwickelte Synthese zu C-glycosylierten Aminosäuren nutzt die Doppelbindung des
Kohlenhydratbausteins aus, um eine Grubbs-Olefinmetathese mit olefinischen Aminosäuren
durchzuführen.
Damit die Grubbs-Olefinmetathese mit geringen Katalysatormengen in hohen Ausbeuten
reagiert, wurde zur Synthese eine intramolekulare Ringschlußmetathese ausgewählt. Der
benötigte Zuckerbaustein muß deswegen selektiv an einer Hydroxyruppe entschützt werden, um
die olefinische Aminosäure durch Veresterung binden zu können. In der vorliegenden Arbeit
wurden benzylgeschützte β-Glucose-, α-Mannose- und α-Galactose-Derivate und eine
acetylgeschützte α-GlcNAc-Verbindung selektiv an C-6 entschützt. Das GlcNAc-Derivat wurde
aber nicht nur selektiv entschützt, sondern auch so aufgebaut, daß die Hydroxygruppe an C-6 frei
ist und die restlichen Hydroxygruppen orthogonal geschützt sind. Das GlcNAc-Derivat wurde
auch in die entsprechende GalNAc-Verbindung, durch Inversion der Position C-4 überführt.
Die so erhaltenen Kohlenhydratbausteine werden mit den benötigten Aminosäuren (Schema 4.3)
verestert und die terminalen Doppelbindungen über eine Ringschlußmetathese (RCM) zum
Bicyclus verknüpft. Durch Öffnung der bicyclischen Verbindungen werden die C-glycosylierten
Aminosäuren erhalten.
Die Ausbeuten bei der Veresterungen lagen zwischen 70–88 %, bei der Ringschlußmetathese
(2 × 2.5 mol% Grubbs-Katalysator) zwischen 75–84 % und bei der Lactonöffnung bei 95 %.
Das Schema 4.3 zeigt die außerordentliche Produktvielfalt, die über eine Ringschlußmetathese
hergestellt wurde.
4 Zusammenfassung und Ausblick
67
O
PGO
OH O
PGO
OH
O
OR1
NHBOC
R2
n
R1 = H, CH3, noch Cyclus
R2 = C3H6COOH, H
PG = Ac, Bn
n = 1, 2
Kohlenhydratsynthese oder
Anknüpfung an die Festphase
ungesättigte-
Säuren
HO
ONHBOCC2H5OOC
n
150/151: n=1
152/153: n=2
HO
O
NHBOC
164
HO
O
154
3 Schritte
Anknüpfung der
ungesättigen Säure
RCM
ungesättigte-
Säuren
139,158,161,140,195 157,173-176,177-180,
184,185,188,198
Schema 4.3: Darstellung der Synthesevielfalt der C-glycosylierten Produkte.
Die enorme Kohlenhydratvielfalt wurde bereits erwähnt. Die Aminosäuren reichen von D-BOC-
Allylglycin 164 bis zu den quartären Aminosäuren 150/151 und 152/153. Theoretisch sind aber
alle olefinischen Aminosäuren einsetzbar. Die 4-Pentensäure 154 wurde ebenfalls eingesetzt. Sie
reagiert aber nicht zu den C-glycosylieten Aminosäuren, sondern zu den C-Glycokonjugaten.
Die Öffnung der Bicyclen zu den glycosylierten Säuren mit einer freien Hydroxygruppe kann
mit LiOH zur freien Säure und mit Natriummethanolat zum Methylester erfolgen. Wird direkt
zur Säure geöffnet, so kann die resultierende Aminosäure direkt in einer Peptidsynthese
eingesetzt werden und in dem Fall, daß zum Methylester geöffnet wird, entsteht ein orthogonal
geschützter Synthesebaustein.
Der Synthesebaustein kann aber nicht nur zur Peptidsynthese verwendet werden, er kann auch
über die an C-6 frei werdende Hydroxygruppe an eine feste Phase (Merrifield-, Wang-Harz)
angeknüpft werden. Die Hydroxygruppe kann zudem als Synthesestelle für den Aufbau von
größeren Kohlenhydratstrukturen dienen.
Die Doppelbindung im Molekül kann bei Bedarf selektiv neben den Benzylethern in
quantitativen Ausbeuten mit para-Toluolsulfonhydrazin hydriert werden.
4 Zusammenfassung und Ausblick
68
Ein weiterer Vorteil der Synthese ist, daß die Grubbs-Olefinmetathese nicht nur zum Aufbau von
Synthesebausteinen dienen kann, sondern auch zum Aufbau eines Peptids mit gleichzeitiger
Glycosylierung. Das Schema 4.4 zeigt den Aufbau eines Tripeptides mit einer gleichzeitigen
Glycosylierung.
O
H
N
O
OH
BOCHN
O
H
N
O
O
BOCHN
O
OBn
OBn
OBn
O
H
N
O
N
H
BOCHN
O
BnO
OBn
OBn
O
OC2H5
OH
O
H
N
O
O
BOCHN
O
OBn
OBn
OBn
O
OH
BOCHN
209 210/211 212/213
214/215 216/217
iii
iii iv
Schema 4.4: Peptidsynthese mit gleichzeiter Glycosylierung, i) Allylglycin, i-BuOCOCl, ii) 139,
DCC, DMAP, iii) Grubbs-Kat. 156, iv) a) LiOH, b) Glycinethylester-Hydrochlorid, Cyano-
diethylphosphonat, NEt3.
Das Syntheseprinzip ist das gleiche, wie bereits beschrieben. Änderungen ergeben sich aber bei
der Verwendung der Aminosäure und der Lactonöffnung. Das Allylglycin wird nicht BOC-
geschützt eingesetzt, sondern als Dipeptid 210/211. Die nach der Ringschlußmetathese
erhaltenen Lactone 214/215 werden mit LiOH zu den Säuren geöffnet und mit Glycinethylester
zu den Tripeptiden 216/217 umgesetzt. Die frei werdende Hydroxygruppe stört die weitere
Synthese nicht. Die erzielten Ausbeuten sind allesamt gut. Die Dipeptide 210/211 lassen sich in
87 % Ausbeute herstellen, die Veresterung zu den Produkten 212/213 verläuft in einer Ausbeute
von 62 %, die Ringschlußmetathese mit 82 % Ausbeute und die Herstellung der Tripeptide
216/217 mit 82 % Ausbeute.
Die Möglichkeiten, die sich über die Ringschlußmetathese ergeben, können stichpunktartig
festgehalten werden:
4 Zusammenfassung und Ausblick
69
• eine enorme Vielfalt an Kohlenhydraten ist einsetzbar (Glucose, Mannose, Galactose,
GlcNAc, GalNAc und viele andere sind denkbar),
• die Verwendung von verschiedenen Schutzgruppen ist möglich,
• eine α- und β-selektive Synthese ist von Anfang an gegeben,
• eine große Bandbreite an olefinischen Aminosäuren ist anknüpfbar (auch quartäre
Aminosäuren sind einsetzbar),
• selektive Herstellung von orthogonal geschützten Aminosäuren und Kohlenhydratbausteinen,
• durch die freiwerdende Hydroxygruppe ergibt sich die Möglichkeit, die glycosylierte
Aminosäure an die feste Phase anzuknüpfen oder mit anderen Kohlenhydratdonoren
umzusetzen,
• die Variation der angeknüpften Aminosäure erfolgt über die Länge der Alkenylseitenkette an
C-1 und der Kettenlänge der olefinischen Aminosäure. (Bei der C-Allylkette am Zucker und
einer Allylkette an der Aminosäure ergibt sich eine analoge Verbindung zu
5-Hydroxynorvalin und mit einer Butenylkette an der Aminosäure eine vom 6-
Hydroxynorleucin abgeleitete Verbindung),
• während einer Peptidsynthese kann in nur zwei zusätzlichen Syntheseschritten eine
Glycosylierung in guten Ausbeuten vorgenommen werden.
Aus den oben beschriebenen Synthesemöglichkeiten kann das Fazit gezogen werden, daß die
Ringschlußmetathese eine hervorragende Möglichkeit ist, um C-glycosylierte Aminosäuren
aufzubauen. Es werden die hohen Grundforderungen der Aufgabenstellung und die
wünschenswerten Zusatzforderungen erfüllt, wie z.B. das Anknüpfen von quartären Amino-
säuren oder das Anbindung an die feste Phase.
Vergleicht man die erste Synthese mit der Zweiten, so stellt man fest, daß die Erste nur die
Grundanforderungen und die Zweite die Grund- und Zusatzanforderungen erfüllt. Ein direkter
Vergleich der beiden Synthesen ist aber dennoch nur sehr schwer möglich, da sehr
unterschiedliche Produkte gebildet werden. Es werden zwar die gleichen Kohlenhydratedukte
verwendet, aber die gebundenen Aminosäuren sind sehr unterschiedlich. Bei der Cycloaddition
werden 1,3-Aminoalkohol-Aminosäuren gebildet und bei der Ringschlußmetathese nur
Aminosäuren. Des weiteren ist es schwierig, die isostere Verbindung zu Serin über eine
Ringschlußmetathese herzustellen. Im Gegensatz dazu ist bei der Verwendung von
Vinylseitenketten in der Cycloaddition eine Herstellung von den Serin analogen Verbindungen
4 Zusammenfassung und Ausblick
70
kein Problem. Da die beiden Synthesen eine unterschiedliche Produktvielfalt abdecken, sind sie
zwei unabhängige Verfahren, die gegenseitig eine gelungene Ergänzung darstellen.
Ausblick:
Die zwei entwickelten Synthesen zu C-glycosylierten Aminosäuren sind sehr vielfältig
variierbar. Die so erhaltene extrem große Produktpalette ist mit den bisher literaturbekannten
Synthesemöglichkeiten nur sehr schwer oder überhaupt nicht gegeben (Abschnitt 1.2). Da die
entwickelten Synthesen sehr einfach durchzuführen sind, gute Ausbeuten liefern und ein großes
Spektrum an Produkten zugänglich ist, liegt die Zukunft der C-glycosylierten Aminosäuren nicht
mehr in der Optimierung der Synthese, sondern in deren Anwendungen. Mögliche Anwen-
dungen wie z.B. bei der Immunotherapie von Krebs oder als multivalente Liganden sind in der
Einleitung (Kapitel 1) angeführt.
Beim Einsatz der C-glycosylierten Aminosäuren in der Immunotherapie gegen Krebs ist es
wünschenswert, daß die isostere Verbindung zum TN-Antigen hergestellt wird. Das Antigen
enthält α-GalNAc, das mit der Aminosäure Serin verknüpft ist. Das einzige α-GalNAc-Derivat,
welches in der vorliegenden Arbeit hergestellt wurde, ist isoster zu der Aminosäure
5-Hydroxynorvalin. Das wichtige Antigen-Derivat gilt es in der Zukunft zu synthetisieren.
Mit der Cycloadditionsreaktion sind wir bereits in der Lage, Serin-analoge Verbindungen
herzustellen (Vinylseitenkette). In Zukunft soll das auch über die Grubbs-Olefinmetathese
bewerkstelligt werden, indem das α-C-Allyl-GalNAc-Derivat 195 mit 2-Aminoacrylsäure
umgesetzt wird.
5 Experimenteller Teil
71
5 Experimenteller Teil
5.1 Methoden und Meßverfahren
Analytische Dünnschichtchromatographie:
Die analytische Dünnschichtchromatographie wurde mit Kieselgelfolien (Kieselgel 60 F254) der
Firma E. Merck KGaA, Darmstadt durchgeführt. Die Detektion der Substanzen erfolgte mit
Hilfe von:
• UV-Licht (λ = 254 nm),
• Färbung mit Iod,
• Cer(IV)molybdatophosphorsäure-Reagenz:
10 g Cer(IV)sulfat, 25 Molybdatophosphorsäure in 60 ml konz. H2SO4 und 940 ml H2O;
nach dem Besprühen mit diesem Reagenz wird das Dünnschichtchromatogramm erhitzt,
detektierbare Substanzen ergeben einen blauen Fleck,
• H2SO4/EtOH (1:10), nach anschließendem Erhitzen ergeben detektierbare Substanzen einen
braunen Fleck.
Säulenchromatograhie:
Als stationäre Phase diente Kieselgel 60 (230 – 400 mesh, 0.040 – 0.063 mm) der Firma Merck
AG Darmstadt. Die Lösungsmittel bzw. -gemische sind bei den jeweiligen Versuchsvorschriften
durch die jeweiligen Rf-Werte angegeben.
Trocknung und Reinigung von Lösungsmitteln:
Die Trocknung der verwendeten Lösungsmittel erfolgte nach gängigen Methoden.[137,138]
Absolutes THF wurde direkt vor der Reaktion von Natrium abdestilliert und DMF direkt von
CaH2.
Instumentelle Analytik:
Schmelzpunkte: Die Schmelzpunkte wurden an einer Gallenkamp Melting Point
Apparatur in offenen Kapillaren gemessen und sind nicht korrigiert.
IR-Spektoskopie: FT-IR Spektrometer NICOLET 510 P
Elementaranalyse: Perkin-Elmer Elementar-Analysator 240
Drehwertmessung: Perkin-Elmer Polarimeter 241
NMR-Spektroskopie: Bruker ARX 200 (200/50 MHz)
Bruker AMX 300 (300/75 MHz)
5 Experimenteller Teil
72
Massenspektrometer: FINNEGAN MAT 8200
Für die Durchführung der Massenspektroskopie danke ich Herrn Dülcks und Herrn E. Jonk. Für
die Aufnahme von zweidimensiolalen NMR-Spektren bedanke ich mich bei Herrn Prof. Dr.
Marsmann und Herrn K. Steingröver und für die Aufnahme der Röntgenstruktur danke ich Herrn
Dr. U. Flörke. Für die Spende von (+)-Menthol bedanke ich mich bei der Firma H&R,
Holzminden.
5.2 Versuchsvorschriften
Allgemeine Arbeitsvorschrift (AAV 1) zur 1,3-dipolaren Cycloaddition von C-1 allylierten
Kohlenhydratbausteinen mit Nitron 65, 84 oder 128
1.0 mmol des allylsubstituieten Zuckers wird mit 1.2 mmol Nitron in 5 ml Toluol gelöst und 3
Tage unter Rückfluß erhitzt. Nach vollständigem Umsatz (DC-Kontrolle) wird das
Lösungsmittel im Vakuum entfernt und das Produkt durch Säulenchromatographie an Kieselgel
gereinigt. Das jeweilige Produkt wird als farbloses Öl in 80 – 90 % Ausbeute erhalten.
(2S,2’S,2’’S,3aS,3’’R,4’’S,5’R,5’’S,6S,6’’R)-6-Spiro-[2’-isopropyl-5’-methylcyclohexan]-5-
methyl-2-({3’’,4’’,5’’-tris(benzyloxy)-6’’-[(benzyloxy)methyl]tetrahydro-2H-pyran-2’’-
yl}methyl)tetrahydroimidazo[1,5-b]isoxazol-4(2H)-on (94)
O
ONN
O
BnO
BnO
BnO
BnO
H
H
3
3a 4
5
6
2'
3'
4'
5'
1
2''
3''
4''
5'' 6''
6'
2
Hergestellt nach AAV 1
Eingesetzte Mengen: 69 (200 mg, 0.355 mmol), (–)-Menthosan-Nitron 65 (101 mg,
0.425 mmol), Toluol (15 ml),
Ausbeute: 80 % (227 mg, 0.282 mmol)
5 Experimenteller Teil
73
Rf (PE/EE = 1/1) = 0.38
[]
20
D
α
= +37.64 (c = 0.84, CH2Cl2)
1H-NMR (200 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 0.83 (d, J = 6.5 Hz, 6H, 2×CH3), 0.96 (d, J = 6.5 Hz,
3H, CH3), 1.20 (t, J = 12.3 Hz, 1H, CHH 3-H), 1.30–1.34 ( m, 1H, CH), 1.36–1.40 (m, 1H, CH),
1.57–1.84 (m, 4H, 2×CH2), 1.97–2.01 (m, 1H, CHH 3-H), 2.05–2.23 (m, 4H, CH2, CH, CHH-
CHON), 2.64 (s, 3H, N-CH3), 2.69–2.86 (m, CHH-CHON), 3.32–3.34 (m, 3H, 3-CH), 3.61–3.70
(m, 4H, CH2, 2×CH), 3.94 (d, J = 8.4 Hz, 1H, CH 3a-H), 4.00 (m, 1H, CH 2-H), 4.48–4.94 (m,
8H, 4×CH2 (Bn)), 7.25–7.33 (m, 20H, 20×CH(Bn)).–
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 18.84 (CH3), 22.69 (CH2, C-3’), 23.06 (CH3), 24.65
(CH3), 24.76 (CH, C-5’), 26.42 (N-CH3), 30.14 (CH(Propyl)), 34.78 (CH2, C-4’), 35.15 (CH2, C-3),
39.43 (CH2, CH2-CHON), 40.85 (CH2, C-6’), 48.53 (CH), 66.79 (CH, C-3a), 69.13 (CH2-O),
73.79 (CH2 (Bn)), 74.36 (CH, C-2), 75.44 (CH2 (Bn)), 75.67 (CH2 (Bn)), 75.90 (CH2 (Bn)), 77.11 (CH),
78.66 (CH), 79.34 (CH), 82.32 (CH), 87.70 (CH), 90.29 (C, C-6), 127.93–128.85 (20×CH(Bn)),
138.47 (C(Bn)), 138.54 (C(Bn)), 138.61 (C(Bn)), 139.11 (C(Bn)), 171.50 (C=O).–
IR (Film): ~
ν
[cm-1] = 3026.1 (CHaromat ν), 2952.2 u. 2925.4 (CH, CH2 ν), 1696.3 (C=OAmid ν),
1447.8 u. 1400.7 (CH3, CH2, C-H δ), 1098.5 (C-O-CEther ν), 1031.3 (C-N ν).–
MS (DCI (+), NH3, 8 mA/s); m/z (%): 803 (37) [M++1], 717 (3), 582 (8), [M++2-C13H22N2O],
477 (4), 329 (6), 239 (100) [C13H22N2O+NH4+-1), 221 (10) [C13H22NO-1], 125 (4) [OBn+NH4+],
91 (13) [Bn].–
HREIMS: C50H62N2O7 ber.: 802.4557
gef.: 802.4557
(2S,2’S,2’’S,3aS,3’’R,4’’S,5’R,5’’S,6S,6’’R)-6-Spiro-[2’-isopropyl-5’-methylcyclohexan]-5-
methyl-2-(3’’,4’’,5’’-tris(benzyloxy)-6’’-[(benzyloxy)methyl]tetrahydro-2H-pyran-2’’-
yl)tetrahydroimidazo[1,5-b]isoxazol-4(2H)-on (98)
O
ONN
O
BnO
BnO
BnO
BnO H
H
3''
4''
5'' 6''
2
3
3a 4
5
6
2'
3'
4'
5'
6'
1
2''
5 Experimenteller Teil
74
Hergestellt nach AAV 1
Eingesetzte Mengen: 97 (380 mg, 0.691 mmol), (–)-Menthosan-Nitron 65 (198 mg,
0.829 mmol), Toluol (30 ml),
Ausbeute: 94 % (510 mg, 0.647 mmol)
Rf (PE/EE = 1/1) = 0.46
[]
α
D
20= +28.48 (c = 1.10, CH2Cl2)
1H-NMR (200 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 0.93 (d, J = 6.2 Hz, 9H, 3×CH3), 1.20–1.86 (m, 7H,
2×CH2, 3×CH), 1.97–2.17 (m, 2H, CH2), 2.55 (m, 1H, CHH, 3-H), 2.79 (s, 4H, NCH3, CHH,
3-H), 3.48–3.82 (m, 7H, CH2, 5×CH), 4.03 (d, J = 8.2 Hz, 1H, CH, 3a-H), 4.11–4.21 (m, 1H,
CH, 2-H), 4.56–4.73 (m, 4H, 2×CH2), 4.87–5.05 (m, 4H, 2×CH2 (Bn)), 7.32–7.49 (m, 20H,
20×CH(Bn)).–
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 18.86 (CH3), 22.74 (CH2, C-3’), 22.91 (CH3), 24.67
(CH3), 24.81 (CH, C-5’). 26.42 (NCH3), 29.89 (CH(Propyl)), 33.31 (CH2, C-4’), 35.17 (CH2, C-3),
40.93 (CH2, C-6’), 48.61 (CH, C-2’), 66.52 (CH, C-3a), 69.13 (CH2-O), 73.85 (CH2 (Bn)), 75.38
(CH2 (Bn)), 75.68 (CH2 (Bn)), 76.01 (CH2 (Bn)), 77.15 (CH, C-2), 77.21 (CH), 78.57 (CH), 79.34
(CH), 80.07 (CH), 87.60 (CH), 90.16 (C, C-6), 128.03–128.95 (20×CH(Bn)), 138.27 (C(Bn)),
138.82 (C(Bn)), 138.92 (C(Bn)), 173.47 (C=O).–
IR (Film): ~
ν
[cm-1] = 3026.1 (CHaromat ν), 2959.0 u. 2858.2 (CH, CH2 ν), 1696.3 (C=OAmid ν),
1461.2 u. 1427.6 (CH3, CH2, C-H δ), 1098.5 (C-O-CEther ν), 1031.3 (C-N ν).–
MS (DCI (+), NH3, 8 mA/s); m/z (%): 789 (27) [M++1], 703 (4), 568 (14) [M++2-C13H22N2O],
477 (10), 329 (4), 239 (100) [C13H22NO-1], 221 (13) [C13H22NO-1], 125 (2) [OBn+NH4+], 91
(11) [Bn].–
HREIMS: C49H60N2O7 ber.: 799.4400
gef.: 799.4400
5 Experimenteller Teil
75
(2S,2’S,2’’R,3aS,3’’R,4’’S,5’R,5’’S,6S,6’’R)-6-Spiro-[2’-isopropyl-5’-methylcyclohexan]-5-
methyl-2-({3’’,4’’,5’’-tris(benzyloxy)-6’’-[(benzyloxy)methyl]tetrahydro-2H-pyran-2’’-
yl}methyl)tetrahydroimidazo[1,5-b]isoxazol-4(2H)-on (85)
O
ONN
O
BnO
BnO
BnO
BnO
H
H
3
2
2''
4''
3''
5'' 6''
13a 4
5
6
2' 6'
5'
3'
4'
Hergestellt nach AAV 1
Eingesetzte Mengen: 71 (1.00 g, 1.77 mmol), (–)-Menthosan-Nitron 65 (507 mg, 2.13 mmol),
Toluol (50 ml),
Ausbeute: 82 % (1.15 g, 1.43 mmol)
Rf (PE/EE = 1/1) = 0.35
[]
α
D
20= +17.2 (c = 1.16, CH2Cl2)
1H-NMR (200 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 0.90 (d, J = 6.5 Hz, 6H, 2×CH3), 1.02 (d, J = 6.5 Hz,
3H, CH3), 1.19–1.51 (m, 4H, CH, CH2, CHH-CHON), 1.62–1.91 (m, 3H, CH, CH2), 2.03–2.28
(m, CH2, CH, CHH-CHON, CHH 3-H), 2.73 (s, 4H, N-CH3, CHH 3-H), 3.62 (m, 6H, CH2,
4×CH), 4.01 (d, J = 8.4 Hz, 2H, CH, CH 3a-H), 4.27–4.42 (m, 1H, CH 2-H), 4.49–4.99 (m, 8H,
4×CH2 (Bn)), 7.11–7.46 (m, 20H, 20×CH(Bn)).–
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 18.92 (CH3), 22.85 (CH2, C-3’), 22.94 (CH3), 24.62
(CH3), 24.82 (CH, C-5’), 26.36 (N-CH3), 28.41 (CH2, C-4’), 30.31 (CH(Propyl)), 35.18 (CH2, C-3),
39.20 (CH2, CH2-CHON), 40.85 (CH2, C-6’), 48.60 (CH, C-2’), 66.51 (CH, C-3a), 69.45
(CH2-O), 71.64 (CH), 72.07 (CH, C-2), 73.06 (CH2 (Bn)), 73.44 (CH), 73.96 (CH2 (Bn)), 75.41
(CH2 (Bn)), 75.83 (CH2 (Bn)), 78.39 (CH), 79.78 (CH), 82.60 (CH), 89.95 (C, C-6), 128.02–128.81
(20×CH(Bn)), 138.47 (C(Bn)), 138.52 (C(Bn)), 138.66 (C(Bn)), 139.14 (C(Bn)), 173.40 (C=O).–
IR (Film):
~
ν
[cm-1] = 3022.4 (CHaromat ν), 2952.2 u. 2878.4 (CH2, CH ν), 1696.3 (C=OAmid ν),
1454.5 u. 1427.6 (CH, CH2, C-H δ), 1091.8 (C-O-CEther ν), 1031.3 (C-N ν).–
5 Experimenteller Teil
76
MS (EI, 70 eV, 200°C); m/z (%): (802 (50) [M+], 717 (72), 589 (36), 535 (15) [M+-2-
C15H25N2O2], 519 (17), 483 (22), 429 (25) [M+-1-Bn-C15H25N2O2], 371 (12), 321 (27), 265 (98)
[C15H25N2O5+], 181 (89) [C11H21N2+], 125 (94), 92 (100) [Bn+1].–
HREIMS: C50H62N2O7 ber.: 802.4557
gef.: 802.4540
(2R,2’R,2’’R,3aR,3’’R,4’’S,5’S,5’’S,6R,6’’R)-6-Spiro-[2’-isopropyl-5’-methylcyclohexan]-5-
methyl-2-({3’’,4’’,5’’-tris(benzyloxy)-6’’-[(benzyloxy)methyl]tetrahydro-2H-pyran-2’’-
yl}methyl)tetrahydroimidazo[1,5-b]isoxazol-4(2H)-on (108)
O
ONN
O
BnO
BnO
BnO
BnO
H
H
3
3a 4
5
6
2'
3'
4'
5'
1
2''
3''
4''
5'' 6''
6'
2
Hergestellt nach AAV 1
Eingesetzte Mengen: 71 (300 mg, 0.532 mmol), (+)-Menthosan-Nitron 84 (152 mg,
0.638 mmol), Toluol (15 ml),
Ausbeute: 84 % (358 mg, 0.447 mmol)
Rf (PE/EE = 1/1) = 0.35
[]
α
D
20= +5.45 (c = 0.50, CH2Cl2)
1H-NMR (200 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 0.90 (d, J = 6.8 Hz, 6H, 2×CH3), 0.97 (d, J = 6.3 Hz,
3H, CH3), 1.25 (t, J = 12.1 Hz, 1H, CHH-CHON), 1.34–1.52 (m, 3H, CH, CH2), 1.62–2.21 (m,
8H, 2×CH2, 2×CH, CHH-CHON, CHH 3-H), 2.63–2.78 (m, 1H, CHH 3-H), 2.72 (s, 3H,
N-CH3), 3.63–3.77 (m, 6H, CH2, 4×CH), 3.86–3.96 (m, 2H, 2×CH), 3.98 (d, J = 7.5 Hz, 1H, CH
3a-H), 4.10–4.19 (m, 1H, CH 2-H), 4.46–4.98 (m, 8H, 4×CH2 (Bn)), 7.26–7.46 (m, 20H,
20×CH(Bn)).–
5 Experimenteller Teil
77
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 18.91 (CH3), 22.74 (CH2, C-3’), 23.07 (CH3), 24.66
(CH3), 24.80 (CH, C-5’), 26.42 (N-CH2), 28.80 (CH2, C-4’), 29.99 (CH(Propyl)), 35.15 (CH2, C-3),
38.70 (CH2, CH2-CON), 40.97 (CH2, C-6’), 48.58 (CH, C-2’), 66.52 (CH, C-3a), 69.24 (CH2-O),
72.17 (CH), 72.45 (CH, C-2), 73.76 (CH2 (Bn)), 73.94 (CH2 (Bn)), 75.24 (CH), 75.42
(CH(Bn)),75.85 (CH(Bn)), 78.24 (CH), 80.32 (CH), 82.57 (CH), 90.02 (C, C-6), 128.10–128.92
(20×CH(Bn)), 138.41 (C(Bn)), 138.56(C(Bn)), 138.62 (C(Bn)), 139.07 (C(Bn)), 173.38 (C=O).–
IR (Film): ~
ν
[cm-1] = 3063.8 u. 3022.4 (CHaromat ν), 2965.5 u. 2919.0 (CH, CH2 ν), 1698.3
(C=OAmid ν), 1450.2 u. 1408.6 (CH, CH2, C-H δ), 1093.1 (C-O-CEther ν), 1031.0 (C-N ν).–
(2S,2’S,2’’R,3aS,3’’R,4’’S,5’R,5’’R,6S,6’’R)-6-Spiro-[2’-isopropyl-5’-methylcyclohexan]-5-
methyl-2-({3’’,4’’,5’’-tris(benzyloxy)-6’’-[(benzyloxy)methyl]tetrahydro-2H-pyran-2’’-
yl}methyl)tetrahydroimidazo[1,5-b]isoxazol-4(2H)-on (100)
O
ONN
O
BnO
BnO
BnO
H
H
3
2
2''
4''
3''
5'' 6''
13a 4
5
6
2' 6'
5'
3'
4'
BnO
Hergestellt nach AAV 1
Eingesetzte Mengen: 99 (200 mg, 0.355 mmol), (–)-Menthosan-Nitron 65 (101 mg,
0.426 mmol), Toluol (10 ml),
Ausbeute: 86 % (245 mg, 0.305 mmol)
Rf (PE/EE = 1/1) = 0.36
[]
α
D
20= +56.11 (c = 0.90, CH2Cl2)
1H-NMR (200 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 0.89 (d, J = 5.7 Hz, 6H, 2×CH3), 0.95 (d, J = 6.3 Hz,
3H, CH3), 1.15–1.53 (m, 4H, CH2, CH, CHH-CHON), 1.61–1.96 (m, 5H, 2×CH2, CH), 2.02–
2.32 (m, 3H, CH, CHH-CHON, CHH 3-H), 2.67 (s, 3H, N-CH3), 2.72 (dd, J = 4.9 Hz, 12.2 Hz,
5 Experimenteller Teil
78
1H, CHH 3-H), 3.66–4.11 (m, 8H, CH2, 5×CH, CH 3a-H), 4.22–4.27 (m, 1H, CH 2-H), 4.45–
4.86 (m, 8H, 4×CH2(Bn)), 7.24–7.46 (m, 20H, 20×CH(Bn)).–
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 18.90 (CH3), 22.80 (CH2, C-3’), 22.96 (CH3), 24.63
(CH3), 24.76 (CH, C-5’), 26.34 (N-CH3), 30.22 (CH(Propyl)), 31.29 (CH2, C-4’), 35.15 (CH2, C-3),
39.31 (CH2, CH2-CHON), 40.82 (CH, C-6’), 48.51 (CH, C-2’), 66.62 (CH, C-3a), 68.23
(CH2-O), 69.30 (CH), 72.69 (CH, C-2), 73.35 (CH2 (Bn)), 73.46 (CH2 (Bn)), 73.66 (CH), 73.79
(CH, CH2 (Bn)), 74.26 (CH), 74.75 (CH), 77.21 (CH), 89.99 (C(Bn)), 127.93–128.76 (20×CH(Bn)),
138.61 (C(Bn)), 138.90 (C(Bn)), 139.96 (C(Bn)), 173.40 (C=O).–
IR (Film): ~
ν
[cm-1] = 3062.4 u. 3029.6 (CHaromat ν), 2950.5 u. 2867.6 (CH2, CH ν), 1695.1
(C=OAmid ν), 1454.0 u. 1403.9 (CH, CH, C-H δ), 1095.3 (C-O-CEther ν), 1027.8 (C-N ν).–
C50H62N2O7 (802.46) ber.: C 74.78 H 7.78 N 3.49
gef.: C 74.80 H 7.79 N 3.49
(2S,2’S,2’’R,3aS,3’’S,4’’S,5’R,5’’S,6S,6’’R)-6-Spiro-[2’-isopropyl-5’-methylcyclohexan]-5-
methyl-2-({3’’,4’’,5’’-tris(benzyloxy)-6’’-[(benzyloxy)methyl]tetrahydro-2H-pyran-2’’-
yl}methyl)tetrahydroimidazo[1,5-b]isoxazol-4(2H)-on (103)
O
ONN
O
OBn
BnO
BnO
BnO
H
H
3
2
2''
4'' 3''
5'' 6''
13a 4
5
6
2' 6'
5'
3'
4'
Hergestellt nach AAV 1
Eingesetzte Mengen: 102 (680 mg, 1.206 mmol), (–)-Menthosan-Nitron 65 (345 mg,
1.447 mmol), Toluol (30 ml),
Ausbeute: 78 % (754 mg, 0.941 mmol)
Rf (PE/EE = 1/1) = 0.41
[]
α
D
20= +23.67 (c = 1.17, CH2Cl2)
5 Experimenteller Teil
79
1H-NMR (200 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 0.87 (d, J = 6.5 Hz, 6H; 2×CH3), 0.94 (d, J = 6.0 Hz,
3H, CH3), 1.17–1.47 (m, 4H, CH, CH2, CHH-CHON), 1.66–1.79 (m, 3H, CH, CH2), 1.99–2.25
(m, 5H, CH2, CH, CHH 3H, CHH-CHON), 2.61–2.81 (m,1H, CHH 3-H), 2.71 (s, 3H, N-CH3),
3.57–4.24 (m, 9H, CH2-OBn, 5×CH, CH 2-H, CH 3a-H), 4.48–4.82 (m, 8H, 4×CH2 (Bn)), 7.22–
7.43 (m, 20H, 20×CH(Bn)).–
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 18.83 (CH3), 22.72 (CH2, C-3’), 22.83 (CH3), 24.57
(CH3), 24.73 (CH, C-5’), 26.29 (N-CH3), 30.19 (CH(Propyl)), 33.51 (CH2, C-4’), 35.09 (CH2, C-3),
39.31 (CH2, CH2-CHON), 40.79 (CH2, C-6’), 48.43 (CH, C-2’), 66.62 (CH, C-3a), 69.66
(CH2-O), 70.36 (CH), 71.70 (CH2 (Bn)), 72.49 (CH2 (Bn)), 73.60 (CH2 (Bn)), 73.99 (CH2 (Bn)), 74.06
(CH, C-2), 74.25 (CH), 75.14 (CH), 76.81 (CH), 77.16 (CH), 89.91 (C, C-6’), 127.84–128.71
(20×CH(Bn)), 128.66 (3×C(Bn)), 138.85 (C(Bn)), 173.19 (C=O).–
IR (Film): ~
ν
[cm-1] = 3022.4 (CHaromat ν), 2952.2 u. 2878.4 (CH2, CH ν), 1696.3 (C=OAmid ν),
1454.5 u. 1427.6 (CH, CH2, CH δ), 1091.8 (C-O-CEther ν), 1031.3 (C-N ν).–
MS (EI, 70 eV, 200°C); m/z (%): 802 (6) [M+], 717 (18), 605 (4), 535 (3) [M+-2-C15H25N2O2],
483 (6), 429 (3) [M+-1-Bn-C15H25N2O2], 309 (6), 265 (58) [C15H25N2O5+], 181 (58) [C11H21N2+],
125 (12), 91 (100) [Bn].–
HREIMS: C50H62N2O7 ber.: 802.4557
gef.: 802.4555
(2S,2’S,2’’R,3aS,3’’R,4’’S,5’R,5’’S,6S,6’’R)-6-Spiro-[2’-isopropyl-5’-methylcyclohexan]-5-
methyl-2-({3’’,4’’,5’’-tris(acetyloxy)-6’’-[(acetyloxy)methyl]tetrahydro-2H-pyran-2’’-
yl}methyl)tetrahydroimidazo[1,5-b]isoxazol-4(2H)-on (96)
O
ONN
O
AcO
AcO
AcO
AcO
H
H
3
2
2''
4''
3''
5'' 6''
13a 4
5
6
2' 6'
5'
3'
4'
Hergestellt nach AAV 1
5 Experimenteller Teil
80
Eingesetzte Mengen: 95 (170 mg, 0.456 mmol), (–)-Menthosan-Nitron 65 (130 mg,
0.548 mmol), Toluol (15 ml),
Ausbeute: 79 % (219 mg, 0.359 mmol)
Rf (PE/EE =1/1) = 0.12
[]
α
D
20= +65.75 (c = 0.73, CH2Cl2)
1H-NMR (200 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 0.77 (d, J = 6.2 Hz, 6H, 2×CH3), 0.83 (d, J = 6.1 Hz,
3H, CH3), 1.05–1.37 (m, 4H, CH2, CH, CHH-CHON), 1.56–1.78 (m, 3H, CH2, CH), 1.81–2.19
(m, 5H, CH2, CH, CHH-CON, CHH 3-H), 1.96 (s, 12H, 2×CH3 (Ac)), 2.66 (s, 4H, NCH3, CHH
3-H), 3.70–4.25 (m, 6H, CH2-OAc, 2×CH, CH 2-H, CH 3a-H), 4.84–5.22 (m, 3H, 3×CH).–
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 18.66 (CH3), 20.93 (4×CH3 (Ac)), 22.57 (CH3), 22.65
(CH2, C-3’), 24.41 (CH3), 24.68 (CH, C-5’), 26.39 (N-CH3), 28.90 (CH2, C-4’), 30.15
(CH(Propyl)), 34.87 (CH2, C-3), 38.97 (CH2, CH2-CHON), 40.68 (CH2, C-6’), 48.31 (CH, C-2’),
62.71 (CH2-O), 66.32 (CH, C-3a), 69.13 (CH), 69.48 (CH), 69.95 (CH), 70.28 (2×CH), 72.45
(CH, C-2), 90.00 (C, C-6), 169.65 (C=O), 169.76 (C=O), 170.31 (C=O), 170.78 (C=O), 172.94
(C=O).–
IR (Film): ~
ν
[cm-1] = 2993.3 u. 2901.1 (CH2, CH ν), 1766.8 (C=OEster ν), 1688.8 (C=OAmid ν),
1433.6 (CH, CH2, C-H δ), 1235.1 (C-O ν), 1036.6 (C-N ν).–
MS (EI, 70 eV, 200°C); m/z (%): 610 (5) [M+], 525 (100) [M++1-2Ac], 465 (3) [M+-2Ac-OAc],
423 (1) [M+-1-3Ac-OAc], 345 (1) [M+-C15H25N2O], 265 (62) [C15H25N2O5+], 180 (7)
[C11H21N2+-1], 151 (7) [C10H18N+-1], 125 (9), 55 (15), 43 (44) [Ac].–
HREIMS: C30H46N2O11 ber.: 610.3101
gef.: 610.3105
5 Experimenteller Teil
81
(2S,2’S,2’’R,3aS,3’’R,4’’S,5’R,5’’S,6S,6’’R)-6-Spiro-[2’-isopropyl-5’-methylcyclohexan]-5-
methyl-2-({3’’-acetyloxy-4’’,5’’-bis(acetyloxy)-6’’-[(acetyloxy)methyl]tetrahydro-2H-
pyran-2’’-yl}methyl)tetrahydroimidazo[1,5-b]isoxazol-4(2H)-on (101)
O
ONN
O
AcHN
AcO
AcO
AcO
H
H
3
2
2''
4''
3''
5'' 6''
13a 4
5
6
2' 6'
5'
3'
4'
Hergestellt nach AAV 1
Eingesetzte Mengen: 78 (200 mg, 0.538 mmol), (–)-Menthosan-Nitron 65 (154 mg,
0.646 mmol), Toluol (15 ml),
Ausbeute: 85 % (279 mg, 0.457 mmol)
Rf (EE) = 0.11
Smp.: 98°C
[]
α
D
20= +53.00 (c = 1.00, CH2Cl2)
1H-NMR (200 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 0.77 (d, J = 5.3 Hz, 3H, CH3), 0.80 (d, J = 5.8 Hz, 3H,
CH3), 0.88 (d, J = 6.1 Hz, 3H, CH3), 1.10–1.41 (m, 4H, CH, CH2, CHH-CON), 1.56–2.22 (m,
8H, 2×CH2, 2×CH, CHH-CHON, CHH 3-H), 1.91 (s, 3H, CH3 (NAc)), 2.01 (s, 9H, 3×CH3 (Ac)),
2.58–2.77 (m, 1H, CHH 3-H), 2.68 (s, 3H, CH3, NCH3), 3.78–4.25 (m, 7H, CH2-OAc, 3×CH,
CH 2-H, CH 3a-H), 4.83–4.98 (m, 2H, 2×CH), 6.03 (d, J = 8.7 Hz, 1H, NH).–
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 18.73 (CH3), 21.07 (CH3 (Ac)), 21.12 (2×CH3 (Ac)), 22.66
(CH3, CH2, C-3’), 23.48 (CH3 (NAc)), 24.47 (CH3), 24.70 (CH, C-5’), 26.43 (N-CH3), 30.11
(CH(Propyl)), 31.15 (CH2, C-4’), 34.93 (CH2, C-3), 39.09 (CH2-CON), 40.76 (CH2, C-6’), 48.34
(CH, C-2’), 50.32 (CH, C-3’), 62.06 (CH2-O), 66.43 (CH, C-3a), 68.17 (CH, C-2), 69.12 (CH),
69.88 (CH), 71.31 (CH), 73.14 (CH), 90.00 (C, C-6), 169.32 (C=O), 169.96 (C=O), 170.84
(C=O), 170.92 (C=O), 173.05 (C=O).–
5 Experimenteller Teil
82
IR (KBr-Preßling): ~
ν
[cm-1] = 2952.4 u. 2869.5 (CH2, CH ν), 1447.1 (C=OEster ν), 1695.1 u.
1683.5 (C=OAmid ν), 1455.9 u. 1434.7 (CH2, C-H δ), 1371.1 (C-N ν), 1234.2 (C-OEster ν), 1035.5
(C-N ν).–
C30H47N3O10 (609.33) ber.: C 59.10 H 7.77 N 6.89
gef.: C 59.06 H 7.67 N 6.83
(2S,2’S,2’’R,3aS,5’R,5’’S,6S,6’’R)-6-Spiro-[2’-isopropyl-5’-methylcyclohexan]-5-methyl-2-
({5’’-(benzyloxy)-6’’-[(benzyloxy)methyl]-5’’,6’’-dihydro-2H-pyran-2-yl}methyl)-
tetrahydroimidazo[1,5-b]isoxazol-4(2H)-on (104)
O
ONN
O
BnO
BnO
H
H
3
2
2''
4'' 3''
5'' 6''
13a 4
5
6
2' 6'
5'
3'
4'
Hergestellt nach AAV 1
Eingesetzte Mengen: 74 (150 mg, 0.428 mmol), (–)-Menthosan-Nitron 65 (123 mg,
0.514 mmol), Toluol (15 ml),
Ausbeute: 88 % (221 mg, 0.376 mmol)
Rf (PE/EE = 1/1) = 0.47
[]
α
D
20= +109.71 (c = 1.05, CH2Cl2)
1H-NMR (200 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 0.85 (d, J = 6.7 Hz, 6H, 2×CH3), 0.93 (d, J = 6.4 Hz,
3H, CH3), 1.17–1.41 (m, 4H, CH, CH2, CHH 3-H), 1.65–2.24 (m, 8H, 2×CH2, 2×CH, CHH-
CHON, CHH 3-H), 2.65–2.80 (m, 1H, CHH 3-H), 2.70 (s, 3H, N-CH3), 3.66–3.71 (m, 3H, CH,
CH2-OBn), 3.93–4.18 (m, 3H, 2×CH, CH 3a-H), 4.32–4.41 (m, 1H, CH 2-H), 4.45–4.63 (m, 4H,
2×CH2 (Bn)), 5.75–5.93 (m, 2H, 2×CH=), 7.29–7.32 (m, 10H, 10×CH(Bn)).–
5 Experimenteller Teil
83
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 18.75 (CH3), 22.70 (CH2, C-3’), 22.82 (CH3), 24.57
(CH3), 24.74 (CH, C-5’), 26.41 (N-CH3), 30.24 (CH(Propyl)), 35.05 (CH2, C-4’), 36.47 (CH2, C-3),
39.48 (CH2, CH2-CHON), 40.81 (CH2, C-6’), 48.47 (CH, C-2’), 66.73 (CH, C-3a), 69.76 (CH2),
70.35 (CH), 70.64 (2×CH), 71.42 (CH2 (Bn)), 73.77 (CH2 (Bn)), 74.58 (CH), 90.21 (C(Bn)), 126.01
(CH=), 127.97–128.78 (10×CH(Bn)), 131.75 (CH=), 138.55 (C(Bn)), 138.63 (C(Bn)), 173.23
(C=O).–
IR (Film): ~
ν
[cm-1] = 3020.1 (CHaromat ν), 2955.2 u. 2867.2 (CH2, CH ν), 1693.1 (C=OAmid ν),
1455.2 u. 1403.4 (CH2, CH, C-H δ), 1093.1 (C-O-CEther ν), 1025.3 (C-N ν).–
MS (EI, 70 eV, 200°C); m/z (%): 588 (4) [M+], 503 (25), 413 (8), 348 (7), 265 (30)
[C15H25N2O2+], 181 (15) [C11H21N2O+], 91 (100) [Bn].–
HREIMS: C36H48N2O5 ber.: 588.3563
gef.: 588.3572
(2S,3aS,6S)-6-Spiro-[2’-isopropyl-5’-methylcyclohexan]-5-methyl-2-({4’’-bromobenzoyl-
oxy)}methyl)tetrahydroimidazo[1,5-b]isoxazol-4(2H)-on (87)
ONN
O
H
H
3
2
13a 4
5
6
2' 6'
5'
3'
4'
O
O
Br
Hergestellt nach AAV 1
Eingesetzte Mengen: Allyl-4-Brombenzoat 86 (100 mg, 0.415 mmol), (–)-Menthosan-Nitron 65
(198 mg, 0.829 mmol), Toluol (5 ml),
Ausbeute: 63 % (125 mg, 0.261 mmol)
Rf (PE/EE = 1/1) = 0.25
[]
α
D
20= +45.69 (c = 0.86, CH2Cl2)
5 Experimenteller Teil
84
1H-NMR (200 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 0.85 (d, J = 6.7 Hz, 6H, 2×CH3), 0.99 (d, J = 6.4 Hz,
3H, CH3), 1.14–1.87 (m, 8H, 3×CH2, 2×CH), 1.98–2.09 (m, 3H, CH2, CH), 2.25–2.42 (m, 1H,
CHH 3-H), 2.71–2.83 (m, 1H, CHH 3-H), 2.77 (s, 3H, N-CH3), 4.02 (d, J = 8.8 Hz, 1H, CH
3a-H), 4.16–4.28 (m, 1H, CH 2-H), 4.30–4.50 (m, 2H, CH2), 7.59 (d, J = 8.6 Hz, 2H, AB,
2×CH(aromat)), 7.92 (d, J = 8.6 Hz, 2H, AB, 2×CH(aromat)).–
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 18.87 (CH3), 22.66 (CH3), 22.74 (CH2, C-3’), 24.57
(CH3), 24.57 (CH3), 24.77 (CH, C-5’), 26.47 (N-CH3), 29.84 (CH(Propyl)), 35.02 (CH2, C-4’),
35.58 (CH2, C-3’), 41.17 (CH2, C-6’), 48.50 (CH, C-2’), 65.40 (O-CH2), 65.91 (CH, C-3a),
74.57 (CH, C-2), 89.76 (C, C-6), 128.74 (C), 129.13 (C(aromat)), 131.58 (2×CH(aromat)), 132.16
(2×CH(aromat)), 165.79 (C=O), 173.00 (2×CH).–
IR (Film): ~
ν
[cm-1] = 3068.1 u. 3037.3 (CHaromat ν), 2948.6 u. 2863.2 (CH2, CH ν), 1743.2
(C=OAmid ν), 1696.3 (C=OAmid ν), 1455.9 u. 1402.0 (CH2, C-H δ), 1270.8 (C-OEster ν), 1012.4
(C-N ν).–
Allgemeine Arbeitsvorschrift (AAV 2) zur N-O Bindungsspaltung des Isoxazolin-Rings mit
Sm(II)
Die benötigte Sm(II)-Lösung wird aus Sm-Pulver (150 mg, 1.00 mmol) und 1,2-Diiodethan
(253 mg, 0.90 mmol) in Tetrahydofuran (2 ml) hergestellt. Diese Suspension wird solange bei
Raumtemperatur gerührt, bis das Sm-Pulver vollständig zu Sm(II) oxidiert ist.[139,140] Die
Reaktionslösung färbt sich dabei dunkelblau. Nun gibt man das Cycloadditionsprodukt (0.20
mmol), welches in absolutem Tetrahydrofuran (3 ml) und absolutem Methanol (0.5 ml) gelöst
ist, zu der fertiggestellten Sm(II)-Lösung. Nach dem die Farbe der Reaktionslösung von blau
nach gelb umgeschlagen ist (ca. 1 Stunde), ist die Reaktion beendet und der Reaktionsansatz
wird mit gesättigter NH4Cl-Lsg. gequencht. Nach Extraktion mit Ethylacetat und Trocknung der
org. Phasen mit MgSO4 werden die Produkte nach säulenchromatographischer Reinigung an
Kieselgel als farblose Öle in 70 – 80 %iger Ausbeute isoliert.
5 Experimenteller Teil
85
(2S,2’S,2’’R,2’’’S,3’’R,4’’S,5S,5’’S,5’’’R,6’’R)-5-(2’-Hydroxy-2’-{3’’,4’’,5’’-tris(benzyloxy)-
6’’-[(benzyloxy)methyl]tetrahydro-2H-pyran-2’’-yl}ethyl)-3-methyl-2-spiro-[2’’’-isopropyl-
5’’’-methylcyclohexan]-4-imidazolidinon (105)
OHN N
O
BnO
BnO
BnO
BnO HH
OH 23
4
5
1'
2'
2''
3''
4''
5'' 6''
2'''
3'''
4'''
5'''
6'''
1
Hergestellt nach AAV 2
Eingesetzte Mengen: 98 (156 mg, 0.200 mmol)
Ausbeute: 77 % (122 mg, 0.154 mmol)
Rf (PE/EE = 1/1) = 0.32
[]
α
D
20= +15.57 (c = 0.61, CH2Cl2)
1H-NMR (300 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 0.89 (d, J = 6.5 Hz, 10H, 3×CH3), CHH 6’’’-H), 1.11–
1.36 (m, 3H, CH2, CH 2’’-H), 1.43–1.65 (m, 5H, CH2, CH(Propyl), CH 5’’’-H, CHH 6’’’-H), 1.72–
1.79 (m, 1H, CHH 1’-H), 1.93–2.05 (m, 1H, CHH, 1’-H), 2.63 (s, 3H, NCH3), 3.36–3.39 (m, 2H,
2×CH, 5’’-H, 2’’-H), 3.45–3.54 (m, 2H, 2×CH, 6’’-H, 4’’-H), 3.58–3.87 (m, 4H, CH2, 2×CH,
3’’-H, 5-H), 4.05 (d, J = 10.2 Hz, 1H, CH 2’-H), 4.48 (2d, J = 12.2 Hz, 4H, 2×CH2 (Bn)), 4.68
(2d, J = 10.8 Hz, 2H, CH2 (Bn)), 4.79–4.83 (m, 2H, CH2 (Bn)), 7.17–7.25 (m, 20H, 2×CH(Bn)).–
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 18.93 (CH3), 22.56 (CH3), 22.71 (CH2, C-3’’’), 24.38
(CH3), 25.10 (CH, C-5’’’), 25.74 (N-CH3), 34.91 (CH(Propyl)), 34.91 (CH2, C-4’’’), 35.11 (CH2,
C-1’), 47.16 (CH, C-2’’), 48.43 (CH2, C-6’’’), 58.18 (CH, C-5), 69.56 (CH2), 70.14 (CH, C-2’),
73.84 (CH2 (Bn)), 75.22 (CH2 (Bn)), 75.42 (CH2 (Bn)), 75.92 (CH2 (Bn)), 78.87 (CH), 79.43 (2×CH),
81.49 (C, C-2), 82.51 (CH, C-2’’), 87.96 (CH, C-3’’), 128.00–128.87 (20×CH(Bn)), 138.51
(C(Bn)), 138.60 (C(Bn)), 138.70 (C(Bn)), 139.04 (C(Bn)), 174.75 (C=O).–
IR (Film): ~
ν
[cm-1] = 3061.4 u. 3029.2 (CHaromat ν), 2955.2 u. 2867.2 (CH, CH2 ν), 1667.2
(C=OAmid ν), 1460.3 (CH3, CH2, C-H δ), 1149.2 (C-OAlkohol ν), 1098.3 (C-O-CEther ν), 1036.2
(C-N ν).–
5 Experimenteller Teil
86
MS (EI, 70 eV, 200°C); m/z (%): 790 (2) [M+], 705 (13), 699 (4) [M+-Bn], 577 (2) [M++1-
2OBn], 523 (1) [M+-C15H27N2O5], 471 (5) [M++2-3OBn], 267 (8) [C15H27N2O5+], 224 (7)
[C13H23N2O++1], 181 (8) [C11H21N2+], 152 (4), 91 (100) [Bn].–
HREIMS: C49H62N2O7 ber.: 790.4557
gef.: 790.4531
(2S,2’S,2’’S,2’’’S,3’’R,4’’S,5S,5’’S,5’’’R,6’’R)-5-(2’-Hydroxy-3’-{3’’,4’’,5’’-tris(benzyloxy)-
6’’-[(benzyloxy)methyl]tetrahydro-2H-pyran-2’’-yl}propyl)-3-methyl-2-spiro-[2’’’-isopro-
pyl-5’’’-methylcyclohexan]-4-imidazolidinon (89)
O
HN N
O
BnO
BnO
BnO
BnO
HH
HO 3
4
5
1'
2'
3'
2''
3''
4''
5'' 6''
2'''
3'''
4'''
5'''
6'''
1
2
Hergestellt nach AAV 2
Eingesetzte Mengen: 85 (160 mg, 0.200 mmol)
Ausbeute: 72 % (116 mg, 0.144 mmol)
Rf (PE/EE = 1/1) = 0.27
[]
α
D
20= +17.2 (c = 1.16, CH2Cl2)
1H-NMR (200 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 0.89 (d, J = 6.7 Hz, 6H, 2×CH3), 0.91 (d, J = 7.0 Hz,
3H, CH3), 0.90–1.07 (m, 1H, CHH 6’’’-H), 1.25–1.89 (m, 12H, 4×CH2, 3×CH, CHH 6’’’-H,
4’’-H, 3’’’-H, 1’-H, 5’’’-H, 2’’’-H, CH(Propyl)), 2.78 (s, 3H, N-CH3), 3.67–3.85 (m, 7H, CH2,
5×CH), 4.00–4.11 (m, 1H, CH, 5-H), 4.48–4.56 (m, 1H, CH 2’-H), 4.63–5.03 (m, 8H, 4×CH2
(Bn)), 7.15–7.45 (m, 20H, 20×CH(Bn)).–
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 18.89 (CH3), 22.67 (CH3, CH2 C-3’’’), 24.39 (CH3),
25.06 (CH, C-5’’’), 25.79 (N-CH3), 29.30 (CH(Propyl)), 33.19 (CH2, C-4’’’), 34.95 (CH2, C-3’),
41.09 (CH2, C-1’), 47.15 (CH, C-2’’’), 48.44 (CH2, C-6’’’), 58.69 (CH, C-5), 66.69 (CH, C-2’),
5 Experimenteller Teil
87
69.49 (CH2), 71.01 (CH), 72.05 (CH), 73.20 (CH2(Bn)), 73.88 (CH2 (Bn)), 75.37 (CH2 (Bn)), 75.77
(CH2 (Bn)), 78.47 (CH), 79.98 (CH), 81.61 (C, C-2), 128.03–128.81 (20×CH(Bn)), 138.53
(2×C(Bn)), 138.63 (C(Bn)), 139.14 (C(Bn)), 175.01 (C=O).–
IR (Film): ~
ν
[cm-1] = 3063.8 u. 3027.6 (CHaromat ν), 2955.2 u. 2867.2 (CH, CH2 ν), 1698.3
(C=OAmid ν), 1455.2 u. 1408.6 (CH3, CH2, C-H δ), 1093.1 (C-O-CEther ν), 1025.9 (C-N ν),–
MS (EI, 70 eV, 200°C); m/z (%): 804 (2) [M+], 719 (7), 591 (2), 485 (3) [M++2-3OBn], 412 (4),
261 (4), 224 (5) [C13H22N2O5++1], 181 (14) [C11H21N2+], 91 (100) [Bn].–
HREIMS: C30H47N3O11 ber.: 625.3210
gef.: 625.3213
(2S,2’S,2’’S,2’’’S,3’’S,4’’S,5S,5’’S,5’’’R,6’’R)-5-(2’-Hydroxy-3’-{3’’,4’’,5’’-tris(benzyloxy)-
6’’-[(benzyloxy)methyl]tetrahydro-2H-pyran-2’’-yl}propyl)-3-methyl-2-spiro-[2’’’-isopro-
pyl-5’’’-methylcyclohexan]-4-imidazolidinon (106)
O
HN N
O
BnO
BnO
BnO
BnO
HH
HO 3
4
5
1'
2'
3'
2''
3''
4''
5'' 6''
2'''
3'''
4'''
5'''
6'''
12
Hergestellt nach AAV 2
Eingesetzte Mengen: 103 (160 mg, 0.200 mmol)
Ausbeute: 78 % (116 mg, 0.144 mmol)
Rf (PE/EE = 1/1) = 0.34
[]
α
D
20= +6.21 (c = 1.24, CH2Cl2)
1H-NMR (200 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 0.92 (d, J = 6.4 Hz, 10H, 3×CH3, CHH 6’’’-H), 1.29–
1.88 (m, 12H, 4×CH2, 3×CH, CHH 6’’’-H, 4’’’-H, 3’’’-H, 1’-H, 5’’’-H, 2’’’-H, CH(Propyl)), 2.78
(s, 3H, NCH3), 3.62–3.79 (m, 3H, 3×CH), 3.84–3.91 (m, 4H, CH2, 2×CH), 4.05–4.12 (m, 1H,
5 Experimenteller Teil
88
CH, C-5), 4.28–4.45 (m, 1H, CH, 2’-H), 4.50–4.79 (m, 8H, 4×CH2 (Bn)), 7.23–7.36 (m, 20H,
20×CH(Bn)).–
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 13.86 (CH3), 22.63 (CH2, C-3’’’), 22.69 (CH3), 24.39
(CH3), 25.13 (CH, C-5’’’), 25.78 (N-CH3), 29.28 (CH(Propyl)), 34.99 (CH2, C-4’’’), 37.92 (CH2,
C-3’), 40.81 (CH2, C-1’), 47.19 (CH, C-2’’’), 48.43 (CH2, C-6’’’), 58.60 (CH, C-5), 67.41 (CH,
C-2’), 69.33 (CH2), 70.13 (CH), 71.90 (CH2 (Bn)); 72.51 (CH2 (Bn)), 73.71 (CH2 (Bn)), 74.01
(CH2 (Bn)); 74.15 (CH), 75.39 (CH), 76.74 (CH), 77.22 (CH), 81.61 (C, C-2), 127.94 (20×CH(Bn)),
138.69 (2×CH(Bn)), 138.76 (2×C(Bn)), 175.20 (C=O).–
IR (Film): ~
ν
[cm-1] = 3032.8 (CHaromat ν), 2952.7 u. 2864.8 (CH, CH2 ν), 1696.3 (C=OAmid ν),
1454.5 u. 1407.5 (CH3, CH2, C-H δ), 1150.1 (C-O(Alkohol) ν), 1105.2 ( C-O-CEther ν), 1062.2 (N-H
ν).–
MS (EI, 70 eV, 200°C); m/z (%): 804 (20) [M+], 719 (36), 591 (7), 485 (12) [M++2-3OBn], 412
(6), 311 (8), 267 (7) [C15H27N2O5+], 224 (26) [C13H23N2O5++1], 181 (32) [C11H21N2+], 152 (11),
91 (100) [Bn].–
HREIMS: C30H47N3O11 ber.: 625.3210
gef.: 625.3213
Allgemeine Arbeitsvorschrift (AAV 3) zur Spaltung des Menthon-Aminals und des Amids
der Verbindung 89, 106 und 120
0.124 mmol des N,N-Acetals 89 oder 106 wird in 2 N HCl (12 ml) und Essigsäure (10 ml) gelöst
und auf 80°C erhitzt. Nach ca. 2 Stunden ist das Acetal vollständig gespalten und der
Reaktionsansatz wird bis zur Trockene eingeengt. Der erhaltene Rückstand wird in
Tetrahydrofuran (4 ml) und Wasser (4 ml) gelöst und mit LiOH (80 mg, 3.3 mmol) versetzt.
Nach ca. 2 Stunden Reaktionszeit bei Raumtemperatur ist die Amidspaltung abgeschlossen und
der Reaktionsansatz wird erneut zur Trockne eingeengt. Der Rückstand wird in Dichlormethan
(10 ml) aufgenommen und mit Wasser (2 × 5 ml) neutral gewaschen. Die organische Phase wird
dann eingeengt und das Produkt 106 oder 90 mit Petrolether ausgefällt.
5 Experimenteller Teil
89
(2S,2’R,3’R,4S,4’S,5’S,6’R)-2-Amino-4-hydroxy-5-{3’,4’,5’-tris(benzyloxy)-6’-[(benzyloxy)-
methyl]tetrahydro-2H-pyran-2’-yl}pentansäure (90)
O
NH2
BnO
BnO
BnO
HH
HO OH
O
BnO 2
3
4
5
2'
3'
4'
5' 6'
1
Hergestellt nach AAV 3
Eingesetzte Mengen: 89 (77 mg, 0.096 mmol)
Ausbeute: 96 % (60 mg, 0.092 mmol)
Rf (CH2Cl2/MeOH = 1/1) = 0.12
[]
α
D
20= +51.44 (c = 2.30, CH2Cl2)
Smp.: Zersetzung bei T>218°C
1H-NMR (200 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 0.79–0.86 (m, 4H, 2×CH3, 2-H, 4-H), 3.48–3.71 (m,
7H, CH2, 5×CH, 3’-H, 4’-H, 5’-H, 6’-H, 2-H), 3.90–3.94 (m, 1H, CH 2’-H), 4.37–4.62 (m, 6H,
3×CH2 (Bn)), 4.67–4.83 (m, 3H, CH2 (Bn), CH 4-H), 7.20–7.26 (m, 20 H, 20×CH(Bn)).–
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 36.75 (CH2, C-5), 40.96 (CH2, C-3), 56.56 (CH, C-2),
69.00 (CH, C-2’), 73.05 (CH2), 74.46 (CH, C-4’), 75.74 (CH), 77.11 (CH2 (Bn)), 77.66 (CH2 (Bn)),
79.19 (CH2 (Bn)); 79.58 (CH2 (Bn)), 82.02 (CH), 83.40 (CH), 86.05 (CH), 132.13–132.72
(20×CH(Bn)), 141.81 (C(Bn)), 142.08 (C(Bn)), 142.22 (C(Bn)), 142.62 (C(Bn)), 177.24 (C=O).–
IR (KBr-Pressling): ~
ν
[cm-1] = 3062.4 u. 3029.6 (CHaromat ν), 2923.5 u. 2869.1 (CH, CH2 ν),
1612.2 (C=O in COO– ν), 1600.2 u. 1508.2 (-NH3 δ), 1452.1 u. 1430.9 (CH2, CH, C-H ν),
1353.7 (C-O in COO– ν), 1087.6 (C-O-CEster ν), 1027.8 (C-N ν).–
C39H45NO8 (655.31) ber.: C 71.43 H 6.92 N 2.14
gef.: C 71.03 H 6.86 N 2.52
5 Experimenteller Teil
90
(2S,2’R,3’S,4S,4’S,5’S,6’R)-2-Amino-4-hydroxy-5-{3’,4’,5’-tris(benzyloxy)-6’-[(benzyloxy)-
methyl]tetrahydro-2H-pyran-2’-yl}pentansäure (107)
O
NH2
BnO
BnO
BnO
BnO
HH
HO OH
O
2
3
4
5
2'
3'
4'
5' 6'
1
Hergestellt nach AAV 3
Eingesetzte Mengen: 106 (60 mg, 0.075 mmol)
Ausbeute: 92 % (45 mg, 0.069 mmol)
Rf (CH2Cl2/MeOH = 1/1) = 0.10
[]
α
D
20= +36.42 (c = 0.82, CH2Cl2)
Smp.: Zersetzung bei T>218°C
1H-NMR (200 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 1.59–1.71 (m, 1H, CHH, 3-H), 1.79 (ddd, J = 4.0 Hz,
10.0 Hz, 14.5 Hz, 1H, CHH 5-H), 2.04 (ddd, J = 2.7 Hz, 8.5 Hz, 14.4 Hz, 1H, CHH, 5-H), 2.59–
2.67 (m, 1H, CHH 3-H), 3.61–3.91 (m, 6H, CH2, 4xCH, 4’-H, 5’-H, 6’-H, 2-H), 4.20 (ddd, J =
2.6 Hz, 6.8 Hz, 10.0 Hz, 1H, CH 2’-H), 4.47–4.64 (m, 9H, 4×CH2 (Bn), CH 4-H), 7.21–7.48 (m,
20 H, 20×CH(Bn)).–
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 36.97 (CH2, C-5), 39.12 (CH2, C-3), 52.12 (CH, C-2),
68.35 (CH, C-2’), 69.08 (CH2), 71.82 (CH2 (Bn)), 72.79 (CH2 (Bn)), 73.43 (CH2(Bn)), 73.78
(CH2 (Bn)), 74.72 (2×CH, C-4, C-5’), 74.96 (CH), 75.29 (CH), 76.61 (CH, C-3’), 128.04–129.49
(20×CH(Bn)), 138.35 (2×C(Bn)), 138.40 (C(Bn)), 138.70 (C(Bn)), 178.76 (C=O).–
IR (KBr-Pressling): ~
ν
[cm-1] = 3062.4 u. 3029.6 (CHaromat ν), 2923.5 u. 2869.1 (CH, CH2 ν),
1612.2 (C=O in COO– ν), 1600.2 u. 1508.2 (-NH3 δ), 1452.1 u. 1430.9 (CH2, CH, C-H ν),
1353.7 (C-O in COO– ν), 1087.6 (C-O-CEster ν), 1027.8 (C-N υ).–
C39H45NO8 (655.31) ber.: C 71.43 H 6.92 N 2.14
gef.: C 71.17 H 6.95 N 2.62
5 Experimenteller Teil
91
(2S,2’S,2’’R,3aS,3’’R,4’’R,5’R,5’’S,6S,6’’R)-6-Spiro-[2’-isopropyl-5’-methylcyclohexan]-5-
methyl-2-[({3’’-(acetylamino)-4’’,5’’-bis(acetyloxy)-6’’-[(benzyloxy)methyl]tetrahydro-2H-
pyran-2’’-yl}oxy)methyl]tetrahydroimidazo[1,5-b]isoxazol-4(2H)-on (122)
(2’S,2’’R,3S,3aS,3’’R,4’’R,5’R,5’’S,6S,6’’R)-6-Spiro-[2’-isopropyl-5’-methylcyclohexan]-5-
methyl-3-[({3’’-(acetylamino)-4’’,5’’-bis(acetyloxy)-6’’-[(benzyloxy)methyl]tetrahydro-2H-
pyran-2’’-yl}oxy)methyl]tetrahydroimidazo[1,5-b]isoxazol-4(2H)-on (123)
O
AcNH
AcO
AcO
AcO NN
O
O
H
H
O
3''
4''
5'' 6''
23
3a 45
6
2'
3'
4'
5'
6'
1
2''
O
N
N
O
O
AcNH
AcO
AcO
AcO
O
3' 4'
H
H
2''
3''
4''
5'' 6''
2
3
4
5
3a
6
2' 5'
6'
1
122 123
Hergestellt nach AAV 1, die Regioisomeren 122 und 123 wurden durch Säulenchromatograpie
getrennt.
Eingesetzte Mengen: 121 (300 mg, 1.034 mmol), (–)-Menthosan-Nitron 65 (271 mg,
1.137 mmol), Toluol (20 ml),
Ausbeute: 122: 65 % (420 mg, 0.672 mmol)
123: 16 % (103 mg, 0.165 mmol)
122:
Rf (EE) = 0.17
[]
α
D
20= +90.5 (c = 0.97, CH2Cl2)
1H-NMR (300 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 0.67 (d, J = 6.7 Hz, 3H, CH3), 0.72 ppm (d, J = 6.7 Hz,
3H, CH3), 0.81 (d, J = 6.7 Hz, 3H, CH3), 1.27–1.70 (m, 9H, 3×CH2, 3×CH, 3’-H, 4’-H, 6’-H,
2’-H, 5’-H, CH(Propyl)), 1.81 (s, 3H, CH3 (Ac)), 1.86 (s, 3H, CH3 (Ac)), 1.87 (s, 3H, CH3 (Ac)), 1.94 (s,
3H, CH3 (NAc)), 2.00–2.08 (m, 1H, CHH 3-H), 2.55 (ddd, J = 1.0 Hz, 6.1 Hz, 12.5 Hz, 1H, CHH
3-H), 2.62 (s, 3H, NCH3), 3.32 (dd, J = 2.9 Hz, 10.0 Hz, 1H, CHH O-CH2), 3.64 (dd, J = 8.0 Hz,
10.3 Hz, 1H, CHH O-CH2), 3.81 (d, J = 8.5 Hz, 1H, CH 3a-H), 3.83–3.89 (m, 1H, CH 6’’-H),
3.93 (m, 2H, CH 2-H, CHH, AcO-CH2), 4.08 (dd, J = 4.2 Hz, J = 12.4 Hz, 1H, CHH AcO-CH2),
4.21 (dt, J = 3.6 Hz, 9.9 Hz, 1H, CH 3’’-H), 4.69 (d, J = 3.5 Hz, 1H, CH 2’’-H), 4.98 (t, J = 9.5
Hz, 1H, CH 4’’-H), 5.05 (t, J = 9.5 Hz, 1H, CH 5’’-H), 5.90 (d, J = 9.4 Hz, 1H, NH).–
5 Experimenteller Teil
92
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 18.83 (CH3), 20.93 (CH2 (Ac)), 21.02 (CH3 (Ac)), 21.14
(CH3 (Ac)), 22.61 (CH3), 22.65 (CH2, C-3’), 23.35 (CH3 (NAc)), 24.42 (CH3), 24.64 (CH, C-5’),
26.42 (NCH3), 29.80 (CH(Propyl)), 34.90 (2×CH2, C-3, C-4’), 41.03 (CH2, C-6’), 48.26 (CH,
C-2’), 52.04 (CH, C-3’’), 61.86 (AcOCH2), 65.58 (CH, C-3a), 68.07 (2×CH, C-5’’, C-6’’), 68.24
(O-CH2), 71.51 (CH, C-4’’), 75.05 (CH, C-2), 89.64 (C, C-6), 97.26 (CH, C-2’’), 169.57 (C=O),
170.77 (C=O), 171.01 (C=O), 171.54 (C=O), 173.13 (C=O).–
IR (Film): ~
ν
[cm-1] = 2952.2 u. 2872.8 (CH, CH2 ν), 1750.0 (C=OEster ν), 1689.6 (C=OAmid ν),
1461.2 u. 1434.3 (CH2, C-H δ), 1239.6 (C-O-CEther u. Acetal ν), 1038.1 (C-H ν).–
MS (EI, 70 eV, 200°C); m/z (%): 625 (3) [M+], 540 (4) [M++1-2Ac], 330 (8) [M+-OCH2-
C15H25N2O2+], 265 (100) [C15H25N2O2+], 181 (7) [C11H21N2O+], 150 (16), 43 (14) [Ac].–
HREIMS: C30H47N3O11 ber.: 625.3210
gef.: 625.3213
123:
Rf (EE) = 0.32
[]
α
D
20= +82.3 (c = 0.86, CH2Cl2)
1H-NMR (300 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 0.86 (d, J = 6.4 Hz, 3H, CH3), 0.87 (d, J = 6.5 Hz, 3H,
CH3), 0.94 (d, J = 6.3 Hz, 3H, CH3), 1.19–1.88 (m, 9H, 3×CH2, 3×CH, 2’-H, 3’-H, 4’-H, 5’-H,
6’-H, CH(Propyl)), 1.96 (s, 3H, CH3 (Ac)), 2.02 (s, 3H, CH3 (Ac)), 2.09 (s, 3H, CH3 (Ac)), 2.10 (s, 3H,
CH3 (NAc)), 2.76 (s, 3H, NCH3), 3.14–3.20 (m, 1H, CH 3-H), 3.56–3.59 (m, 1H, CHH 2-H), 3.68–
3.72 (m, 1H, CHH 2-H), 3.70–3.81 (m, 1H, CH 3a-H), 3.85–3.96 (m, 3H, O-CH2, CH 6’’-H),
4.09–4.28 (m, 2H, AcOCH2), 4.40 (dt, J = 3.6 Hz, 9.8 Hz, 1H, CH 3’’-H), 4.84 (d, J = 3.6 Hz,
1H, CH 2’’-H), 5.17–5.24 (m, 1H, CH 4’’-H), 5.26–5.34 (m, 1H, CH 5’’-H), 6.59 (d, J = 9.5 Hz,
1H, NH).–
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 18.94 (CH3), 21.02 (CH3 (Ac)), 21.14 (CH3 (Ac)), 21.20
(CH3 (Ac)), 22.61 (CH3), 22.67 (CH2, C-3’), 23.19 (CH3 (NAc)), 24.44 (CH3), 24.89 (CH, C-5’),
26.54 (NCH3), 29.72 (CH(Propyl)), 34.94 (CH2, C-4’), 40.83 (CH2, C-6’), 47.18 (CH, C-3) 48.34
(CH, C-2’), 51.93 (CH, C-3’’), 62.29 (CH2, AcO-CH2), 68.29 (O-CH2), 68.48 (2×CH, C-4’’,
C-5’’), 68.88 (CH, C-6’’), 69.60 (CH2, C-2), 71.82 (CH, C-3a), 89.77 (C, C-6), 98.82 (CH, C-
2’’), 169.80 (C=O), 171.14 (2× C=O), 171.50 (C=O) 172.97 (C=O).–
5 Experimenteller Teil
93
IR (Film): ν [cm-1] = 2959.0 u. 2872.8 (CH2, CH ν), 1743.3 (C=OEster ν), 1689.6 (C=OAmid ν),
1461.2 u. 1427.6 (CH3, CH2 C-H ν), 1232.4 (C-O-CEster u. Acetal ν), 1038.1 (C-H, C-N ν).–
(2S,2’S,2’’R,3aS,3’’R,4’’R,5’R,5’’S,6S,6’’R)-6-Spiro-[2’-isopropyl-5’-methylcyclohexan]-5-
methyl-2-[({3’’-(acetylamino)-4’’,5’’-bis(benzyloxy)-6’’-[(benzyloxy)methyl]tetrahydro-2H-
pyran-2’’-yl}oxy)methyl]tetrahydroimidazo[1,5-b]isoxazol-4(2H)-on (125)
O
AcNH
BnO
BnO
BnO NN
O
O
H
H
O
2''
3''
4''
5'' 6''
23
3a 4
5
6
2'
3'
4'
5'
6'
1
Hergestellt nach AAV 1
Eingesetzte Mengen: 124 (300 mg, 0.564 mmol), (–)-Menthosan-Nitron 65 (148 mg,
0.620 mmol), Toluol (20 ml),
Ausbeute: 86 % (373 mg, 0.485 mmol)
Rf (EE) = 0.10
[]
α
D
20= +76.9 (c = 1.05, CH2Cl2)
1H-NMR (200 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 0.76 (d, J = 6.9 Hz, 3H, CH3), 0.83 (d, J = 6.7 Hz, 6H,
2×CH3), 1.16–2.19 (m, 10H, 3×CH2, 3’-H, 4’-H, 6’-H, 2’-H, 5’-H, CH(Propyl), CHH 3-H), 2.60
(dd, J = 6.6 Hz, 11.8 Hz, 1H, CHH 3-H) 2.65 (s, 3H, NCH3), 3.30 (dd, J = 3.1 Hz, 10.2 Hz, 1H,
CHH O-CH2), 3.66–4.06 (m, 8H, 5×CH, CH2, CHH O-CH2, 3a-H, 2-H, 4’’-H, 5’’-H, 6’’-H,
CH2-OBn), 4.18–4.27 (m, 1H, CH 3’-H), 4.39–4.87 (m, 7H, 3×CH2 (Bn), CH 2’’-H), 5.87 (d, J =
8.9 Hz, 1H, NH), 7.01–7.37 (m, 15H, 15×CH(Bn)).–
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 18.90 (CH3), 22.40 (CH2, C-3’), 22.69 (CH3), 23.68
(CH3 (NAc)), 24.49 (CH2), 25.02 (CH, C-5’), 26.37 (NCH3), 34.77 (CH2, C-4’), 34.99 (CH2, C-3),
41.12 (CH2, C-6), 43.15 (CH, C-2’), 48.34 (CH, C-3’’), 65.62 (CH, C-3a), 67.57 (CH2,
BnO-CH2), 68.77 (CH2, O-CH2), 71.32 (CH, C-6’’), 73.77 (CH2 (Bn)), 75.13 (CH, C-2), 75.22
(2×CH2 (Bn)), 78.57 (CH, C-5’’), 80.88 (CH, C-4’’), 89.45 (C, C-6), 98.10 (CH, C-2’’), 127.97–
5 Experimenteller Teil
94
128.76 (15×CH(Bn)), 138.41 (C(Bn)), 138.64 (C(Bn)), 138.93 (C(Bn)), 170.35 (C=O), 173.19
(C=O).–
IR (Film): ~
ν
[cm-1] = 3026.6 (CHaromat ν), 2924.1 u. 2858.8 (CH2, CH ν), 1651.7 (C=OAmid ν),
1455.2 (CH3, CH2, CH2, C-H δ), 1248.1 (C-O-CAcetal ν), 1100.5 (C-O-CEther ν), 1041.4 (C-H,
C-N ν).–
MS (EI, 70 eV, 200°C); m/z (%): 769 (1) [M+], 556 (2), 474 (9) [M+-OCH2-C15H25N2O2], 439
(1), 366 (4) [M+-1-OCH2-C15H25N2O5-OBn], 307 (9), 265 (18) [C15H25N2O2+], 168 (13) [M+-1-
OCH2-C15H25N2O5-Bn-2OBn], 138 (9), 91 (100) [Bn].–
HREIMS: C50H62N2O8 ber.: 818.4506
gef.: 818.4510
(2S,2’S,2’’R,3aS,3’’R,4’’S,5’R,5’’S,6S,6’’R)-6-Spiro-[2’-isopropyl-5’-methylcyclohexan]-5-
methyl-2-[({3’’,4’’,5’’-tris(benzyloxy)-6’’-[(benzyloxy)methyl]tetrahydro-2H-pyran-2’’-
yl}oxy)methyl]tetrahydroimidazo[1,5-b]isoxazol-4(2H)-on (120)
O
BnO
BnO
BnO NN
O
O
H
H
O
OBn
2''
3''
4''
5'' 6''
23
3a 45
6
2'
3'
4'
5'
6'
1
Hergestellt nach AAV 1
Eingesetzte Mengen: 119 (260 mg, 0.447 mmol), (–)-Menthosan-Nitron 65 (117 mg,
0.493 mmol), Toluol (15 ml),
Ausbeute: 84 % (307.3 mg, 0.375 mmol)
Rf (EE) = 0.60
[]
α
D
20= +38.54 (c = 0.94, CH2Cl2)
1H-NMR (200 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 0.85 (d, J = 6.2 Hz, 3H, CH3), 0.89 (d, J = 6.0 Hz, 3H,
CH3), 0.92 (d, J = 6.4 Hz, 3H, CH3), 1.16–2.35 (m, 10H, 3×CH, 3×CH2, 2’-H, 3’-H, 4’-H, 5’-H,
6’-H, CH(Propyl), CHH 3-H), 2.65–2.73 (m, 1H, CHH 3-H), 2.77 (s, 3H, NCH3), 3.58–3.84 (m,
5 Experimenteller Teil
95
4H, O-CH2, 2×CH, 3a-H), 3.89–4.21 (m, 6H, 4×CH, CH2-OBn, 2-H), 4.73–5.02 (m, 9H,
4×CH2 (Bn), CH 2’’-H), 7.32–7.41 (m, 20H, 20×CH(Bn)).–
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 18.89 (CH3), 22.80 (CH2, C-3’), 22.85 (CH3), 24.62
(CH3), 24.76 (CH, C-5’), 26.43 (NCH3), 29.98 (CH(Propyl)), 35.06 (CH2, C-4’), 35.75 (CH2, C-3),
41.05 (CH2, C-6’), 48.54 (CH, C-2’), 66.13 (CH, C-3a), 68.16 (CH2, CH2-OBn), 69.13 (CH2,
O-CH2), 69.58 (CH), 73.59 (CH2 (Bn)), 73.66 (CH2 (Bn)), 73.77 (CH2 (Bn)), 75.30 (CH2 (Bn)), 75.61
(CH), 76.01 (CH, C-2), 76.89 (CH), 79.38 (CH), 89.94 (C, C-6), 98.30 (CH, C-2’’), 127.84–
128.77 (20×CH(Bn)), 138.55 (C(Bn)), 139.15(C(Bn)), 139.26 (2×C(Bn)), 173.27 (C=O).–
IR (Film): ~
ν
[cm-1] = 3062.4 u. 3029.6 (CHaromat ν), 2948.6 u. 2867.6 (CH, CH2 ν), 1698.8
(C=OAmid ν), 1454.0 (CH2, CH3 C-H δ), 1097.3 (C-O-CEther ν), 1054.8 u. 1041.3 (C-H ν).–
MS (EI, 70 eV, 200°C); m/z (%): 818 (2) [M+], 733 (5), 621 (2), 551 (3) [M+-2-C15H25N2O], 431
(4) [M+-1-Bn-OCH2-C15H25N2O+], 415 (3) [M+-1-OBn-OCH2-C15H25N2O2], 265 (16)
[C15H25N2O2+], 181 (8) [C11H21N2+], 123 (5), 91 (100) [Bn].–
HREIMS: C45H59N3O8 ber.: 769.4302
gef.: 769.4307
(2S,2’S,2’’S,2’’’S,3’’R,4’’S,5S,5’’S,5’’’R,6’’R)-5-[(2’-Hydroxy-3’-{3’’,4’’,5’’-tris(benzyl-
oxy)-6’’-[(benzyloxy)methyl]tetrahydro-2H-pyran-2’’-yl}oxy)propyl]-3-methyl-2-spiro-
[2’’’-isopropyl-5’’’-methylcyclohexan]-4-imidazolidinon (126)
O
BnO
BnO
BnO HN
N
OH
O
H
H
O
OBn
3''
4''
5'' 6'' 2
3
4
5
1'
2'
3'
2'''
5'''
6'''
1
2''
4'''
3'''
Hergestellt nach AAV 2
Eingesetzte Mengen: 120 (116 mg, 0.200 mmol)
Ausbeute: 74 % (86 mg, 0.148 mmol)
Rf (EE) = 0.58
[]
α
D
20= +18.7 (c = 0.55, CH2Cl2)
5 Experimenteller Teil
96
1H-NMR (200 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 0.80 (d, J = 6.6 Hz, 3H, CH3), 0.93 (d, J = 6.5 Hz, 3H,
CH3), 0.97 (d, J = 6.5 Hz, 3H, CH3), 0.78–1.17 (m, 2H, CH2 6’’’-H), 1.24–1.33 (m, 2H, 2×CH,
2’’’-H, 5’’’-H), 1.68–1.82 (m, 4H, 2×CH2, 4’’-H, 3’’-H), 1.99–2.39 (m, 3H, 2×CH, 1’-H,
CH(Propyl)), 2.73 (s, 3H, NCH3), 3.48–3.76 (m, 5H, 2×CH2, CH 2’-H, O-CH2), 3.99–4.21 (m, 5H,
3×CH, CH2-OBn), 4.38–5.00 (m, 9H, 4×CH2 (Bn), CH 2’’-H), 7.22–7.39 (m, 20H, 20×CH(Bn)).–
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 15.69 (CH3), 21.96 (CH3), 22.96 (CH3, CH C-5’), 23.77
(CH2, C-3’), 26.20 (NCH3), 32.31 (CH(Propyl)), 35.11 (CH2, C-4’), 37.30 (CH2, C-3), 42.32 (CH2,
C-6), 49.06 (CH, C-2’), 56.98 (CH, C-3a), 57.23 (CH, C-2), 68.29 (CH), 69.26 (CH2, CH2-OBn),
70.10 (CH), 73.15 (CH2 (Bn)), 73.32 (CH2 (Bn)), 73.92 (CH2 (Bn)), 74.38 (CH2 (Bn)), 75.22 (CH2,
CH2-O), 77.01 (CH), 78.50 (C, C-6), 79.50 (CH), 98.77 (CH, C-2’’), 127.81–128.85
(20×CH(Bn)), 138.28 (C(Bn)), 138.56 (C(Bn)), 138.98 (2×C(Bn)), 175.89 (C=O).–
IR (Film): ~
ν
[cm-1] = 3069.4 u. 3032.8 (CHaromat ν), 2949.3 u. 2865.2 (CH, CH2 ν), 1653.7
(C=OAmid ν), 1455.2 (CH2, C-H δ), 1094.8 (C-O-CEther ν).–
(2’R,3’R,4’R,5’S,6’R)-Methyl-2-[({3’-(acetylamino)-4’,5’-bis(benzyloxy)-6’-[(benzyloxy)-
methyl]tetrahydro-2H-pyran-2’-yl}oxy)methyl]tetrahydropyrrolo[1,2-b]isoxazole-3a(4H)-
carboxylat (131/132)
O
AcNH
BnO
BnO
BnO N
O
O
OO
4'
5' 6'
23
4
5
6
3a
2'
3'
1
Hergestellt nach AAV 2
Eingesetzte Mengen: 124 (200 mg, 0.376 mmol), Prolin-Nitron 128[98,99] (66 mg, 0.451 mmol),
Toluol (15 ml),
Ausbeute: 72 % (183 mg, 0.271 mmol)
Rf (CH2Cl2/MeOH = 9/1) = 0.58
1H-NMR (200 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 1.74–2.58 (m, 6H, 3×CH2, 4-H, 5-H, CH2), 3.05–3.13
(m, 1H, CHH 3-H), 3.35–3.46 (m, 1H, CHH 3-H), 3.61–3.84 (m, 8H, 4×CH, CH2 6-H,
5 Experimenteller Teil
97
CH2-OBn), 3.79 (s, 3H, OCH3), 4.09–4.23 (m, 1H, CH), 4.26–4.37 (m, 1H, CH 2-H), 4.48–5.21
(m, 8H, 4×CH2 (Bn)), 7.20–7.59 (m, 20H, 20×CH(Bn)).–
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 24.84 (CH2, C-5), 28.59 (CH2, C-4), 36.27 (CH2), 46.12
(CH2, C-3), 53.21 (OCH3), 57.55 (CH2, C-6), 69.51 (CH2-OBn), 71.85 (CH, C-2’), 73.17 (CH),
73.89 (CH2 (Bn)), 74.66 (CH2 (Bn)), 75.14 (CH, C-2), 75.32 (CH2 (Bn)), 75.47 (CH2 (Bn)), 77.30 (C,
C-3a), 78.47 (CH), 79.82 (CH), 82.39 (CH), 128.12–128.86 (20×CH(Bn)), 138.44 (C(Bn)), 138.50
(C(Bn)), 138.54 (C(Bn)), 138.72 (C(Bn)), 175.19 (C=O).–
IR (Film): ~
ν
[cm-1] = 3063.8 u. 3032.8 (CHaromat ν), 2955.2 u. 2872.4 (CH, CH2 ν), 1734.5
(C=OEster ν), 1455.2 (CH2, CH, C-H δ), 1098.3 (C-O-CEther ν), 1025.4 (C-H ν).–
(2’R,3’R,4’S,5’S,6’R)-Methyl-2-({3’,4’,5’-tris(benzyloxy)-6’-[(benzyloxy)methyl]tetrahydro-
2H-pyran-2’-yl}methyl)tetrahydropyrrolo[1,2-b]isoxazol-3a(4H)-carboxylat (129/130)
O
ON
BnO
BnO
BnO
BnO
OO
23
4
5
6
3a
2'
4'
5' 6' 3'
1
Hergestellt nach AAV 1
Eingesetzte Mengen: 71 (200 mg, 0.354 mmol), Prolin-Nitron 128[98,99] (61 mg, 0.425 mmol),
Toluol (15 ml),
Ausbeute: 69 % (173 mg, 0.244 mmol)
Rf (PE/EE = 1/1) = 0.35
1H-NMR (200 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 1.84–2.44 (m, 4H, 2×CH2, 4-H, 5-H), 1.95 (s, 3H,
CH2 (NAc)), 3.09–3.41 (m, 2H, CH2 3-H), 3.67–3.85 (m, 8H, 4×CH, 2×CH2, 6-H, CH2-BnO), 3.75
(s, 3H, OCH3), 4.33–4.44 (m, 1H, CH 2-H), 4.50–4.90 (m, 7H, 3×CH2 (Bn), CH 2’-H), 6.08 (d,
J = 9.6 Hz, 1H, NH), 7.18–7.34 (m, 15H, 15×CH(Bn)).–
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 23.75 (CH3 (NAc)), 24.44 (CH2, C-5), 36.14 (CH2, C-4),
41.81 (CH2, C-3), 53.14 (O-CH3), 53.94 (CH, C-3’), 56.60 (CH2, C-6), 68.49 (O-CH2), 69.09
(CH2-OBn), 71.48 (CH), 73.82 (CH2 (Bn)), 75.45 (2×CH2 (Bn)), 76.27 (CH, C-2), 78.00 (C, C-3a),
5 Experimenteller Teil
98
78.46 (CH), 81.32 (CH), 99.26 (CH, C-2’), 128.04–128.81 (15×CH(Bn)), 138.47 (C(Bn)), 138.52
(C(Bn)), 138.96 (C(Bn)), 170.21 (C=O), 174.47 (C=O).–
IR (Film): ~
ν
[cm-1] = 3037.9 (CHaromat ν), 2955.2 u. 2872.4 (CH2, CH ν), 1739.7 (C=OEster ν),
1622.1 (C=OAmid ν), 1450.0 (CH, CH2, C-H δ), 1100.2 (C-O-CEster ν), 1041.4 (C-H ν).–
Allgemeine Arbeitsvorschrift (AAV 4) zur selektiven Entschützung der C-6 Position in den
Verbindungen 69, 71 und 102
Das zu entschützende tetra-O-benzylierte Zucker-Edukt wird in absolutem Acetonitril gelöst und
auf 0°C abgekühlt. Nach Zugabe von Trimethylsilyltriflat und Essigsäureanhydrid wird noch
weitere 5 min bei 0°C gerührt und anschließend mit Dichlormethan verdünnt und mit gesättigter
Na2CO3 Lösung gequencht. Die beiden entstehenden Phasen werden getrennt und die wässerige
wird mehrmals mit Dichlormethan extrahiert. Die vereinigten organischen Phasen werden mit
MgSO4 getrocknet und bis zur Trockne eingeengt.
Das nun an C-6 acetylierte Zwischenprodukt wird in absolutem Methanol gelöst und mit
katalytischen Mengen von Natrium versetzt. Nach etwa 1 Stunde ist die Abspaltung der
Acetylgruppe vollständig und die Reaktionslösung wird mit stark saurem Kationenaustauscher
(Amberlite IR-120) neutralisiert. Nach Filtration und Einengen bis zur Trockne wird das Produkt
nach säulenchromatographischer Reinigung an Kieselgel als farbloses Öl erhalten.
3-(2’3’,4’-Tri-O-benzylacetyl-α
αα
α-D-galactopyranosyl)-1-propen (139)
O
BnO
OH
BnO
BnO
Hergestellt nach AAV 4
Eingesetzte Mengen: a) 3-(2’,3’,4’,6’-Tretra-O-benzyl-β-D-glalactopyranosyl)-1-propen 71
(1.28 g, 2.26 mmol), Acetonitril (5 ml), TMSOTf (0.2 ml),
Essigsäureanhydrid (2.2 ml)
b) Methanol (25 ml), Natrium (50 mg)
Ausbeute: 82 % (878 mg, 1.85 mmol)
5 Experimenteller Teil
99
Rf (EE) = 0.40
1H-NMR (200 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 2.43–2.59 (m, 2H, CH2), 3.75–3.84 (m, 3H, CH2, CH),
3.98–4.21 (m, 4H, 4×CH), 4.57–4.84 (m, 6H, 3×CH2 (Bn)), 5.03–5.21 (m, 2H, CH2=), 5.75–5.95
(m, 1H, CH=), 7.12–7.58 (m, 15H, 15×CH(Bn)).–
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 33.20 (CH2), 61.16 (CH2), 70.84 (CH), 73.21 (CH2 (Bn)),
73.58 (CH2 (Bn)), 73.73 (CH2 (Bn)), 74.09 (CH), 74.39 (CH), 76.19 (CH), 76.92 (CH), 117.65
(CH2=), 128.13–128.93 (15×CH(Bn)), 135.38 (CH=), 138.61 (2×CH(Bn)), 138.81 (C(Bn)).–
3-(2’,3’,4’-Tri-O-benzyl-α
αα
α-D-mannoyranosyl)-1-propen (158)
O
BnO
BnO
HO OBn
Hergestellt nach AAV 4
Eingesetzte Mengen: a) 3-(2’,3’,4’,6’-Tera-O-benzyl-β-D-mannopyranosyl)-1-propen 102
(230 mg, 0.406 mmol), Acetonitril (1 ml), TMSOTf (0.04 ml),
Essigsäureanhydrid (0.6 ml)
b) Methanol (5 ml), Natrium (10 mg)
Ausbeute: 86 % (197 mg, 0.349 mmol)
Rf (EE) = 0.40
1H-NMR (200 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 2.22–2.39 (m, 2H, CH2), 3.63–3.75 (m, 2H, 2×CH),
3.77–3.97 (m, 4H, CH2, 2×CH), 4.03–4.05 (m, 1H, CH), 4.55 (m, 5H, 2×CH2 (Bn), CHH(Bn)), 4.90
(d, J = 11.1 Hz, 1H, CHH(Bn)), 5.02–5.32 (m, 2H, CH2=), 5.64–5.89 (m, 1H, CH=), 7.17–7.52
(m, 15H, 15×CH(Bn)).–
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 34.11 (CH2), 62.56 (CH2), 72.46 (CH2 (Bn)), 72.66
(CH2 (Bn)); 74.04 (CH), 74.38 (CH), 75.03 (CH2 (Bn)), 75.61 (CH), 75.66 (CH), 78.43 (CH),
118.12 (CH2=), 128.24–128.90 (15×CH), 134.26 (CH=), 138.45 (C(Bn)), 138.57 (C(Bn)), 138.97
(C(Bn)).–
5 Experimenteller Teil
100
3-(2’,3’,4’-Tri-O-benzyl-β
ββ
β-D-glucopyranosyl)-1-propen (161)
O
BnO
BnO
OH
BnO
Hergestellt nach AAV 4
Eingesetzte Mengen: a) 3-(2’,3’,4’,6’-Tetra-O-benzyl-β-D-glucopyranosyl)-1-propen 69
(200 mg, 0.353 mmol), Acetonitril (1 ml), TMSOTf (0.04 ml),
Essigsäureanhydrid (0.6 ml)
b) Methanol (5 ml), Natrium (10 mg)
Ausbeute: 78 % (155 mg, 0.275 mmol)
Rf (EE) = 0.40
1H-NMR (200 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 2.06–2.25 (m, 1H, CHH 1-H), 2.28–2.42 (m, 1H, CHH
1-H), 3.34–3.54 (m, 3H, CH2, CH), 3.58–3.98 (m, 4H, 4×CH), 4.71–4.78 (m, 2H, CH2 (Bn)),
4.93–5.01 (m, 4H, 2×CH2 (Bn)), 5.14–5.22 (m, 2H, CH2=), 5.86–6.06 (m, 1H, CH=), 7.21–7.39
(m, 15H, 15×CH (Bn)).–
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 36.42 (CH2), 62.68 (CH2), 75.56 (CH2 (Bn)), 75.65 (CH2
(Bn)), 76.05 (CH2 (Bn)), 78.86 (CH), 78.94 (CH), 79.37 (CH), 82.05 (CH); 87.56 (CH), 117.78
(CH2=), 128.20–129.00 (15×CH(Bn)), 134.93 (CH=), 138.45 (C(Bn)), 138.57 (C(Bn)), 138.97
(C(Bn)).–
(2R,3R,4S,5R,6R)-[6-Allyl-3,4,5-tris(benzyloxy)tetrahydro-2H-pyran-2-yl]methyl-allylcar-
bamat (182)
O
BnO
BnO
BnO O
O
NH
2
3
4
56
1
5 Experimenteller Teil
101
Das an C-6 entschützte Galactose-Derivat 139 (150 mg, 0.316 mmol) wird in 4 ml abs.
Dichlormethan gelöst und langsam mit Allyisocyanat (0.04 ml, 0.474 mmol) versetzt. Nach
Zugabe einer katalytischen Menge Diisopropylethylamin (ca. 0.02 ml) läßt man den
Reaktionsansatz über Nacht rühren. Nach Abzug des Lösungsmittels wird das Produkt 183 nach
säulenchromatogaphischer Reinigung an Kieselgel (PE/EE = 2/1) als farbloses Öl (130 mg,
0.223 mmol) in 73.8 % erhalten.
Rf (PE/EE = 2/1) = 0.51
[]
α
D
20= +35.32 (c = 0.93, CH2Cl2)
1H-NMR (200 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 2.27–2.53 (m, 2H, CH2), 3.59–3.71 (m, 1H, CH), 3.79–
3.84 (m, 3H, CH2, CH), 4.02–4.06 (m, 1H, CH), 4.10–4.22 (m, 2H, CH2), 4.31–4.38 (m, 1H,
CH), 4.49–4.86 (m, 7H, 3×CH2 (Bn), CH), 4.98–5.28 (m, 4H, 2×CH2=), 5.69–5.98 (m, 2H,
2×CH=), 7.20–7.57 (m, 15H, 15×CH(Bn)).–
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 33.61 (CH2), 43.87 (CH2), 62.48 (CH2), 69.75 (CH),
72.80 (CH2 (Bn)), 72.85 (CH), 73.43 (CH2 (Bn)), 73.67 (CH2 (Bn)), 74.30 (CH), 75.41 (CH), 76.81
(CH), 116.36 (CH2=), 117.24 (CH2=), 128.10–128.84 (15×CH(Bn)), 135.03 (CH=), 135.35
(CH=), 138.56 (C(Bn)), 138.66 (C(Bn)), 138.88 (C(Bn)), 156.89 (C=O).–
IR (Film): ~
ν
[cm-1] = 3064.3 u. 3029.6 (CHaromat ν), 2921.6 u. 2873.4 (CH, CH2 ν), 1716.3
(C=OCarbamat ν), 1454.0 (CH2, C-H δ), 1247.7 (C-OCarbamat ν), 1097.3 (CH=CH2, C-H ν).–
MS (EI, 70 eV, 200°C); m(z (%): 557 (7) [M+], 466 (15) [M+-Bn], 365 (6) [M+-Bn-C4H6O2N],
342 (5), 253 (14) [M++1-2Bn-OBn], 181 (30), 105 (51), 91 (100) [Bn].–
HREIMS: C34H39NO6 ber.: 557.2777
gef.: 557.2777
Allgemeine Arbeitsvorschrift (AAV 5) zur Veresterung der Position C-6
Das an C-6 entschützte Kohlenhydrat-Derivat wird in absolutem Dichlormethan gelöst und mit
der zu veresternden Säure versetzt. Nach Zugabe von DCC und DMAP wird noch 4 Stunden bei
Raumtemperatur gerührt und nach vollständigem Umsatz (DC-Kontrolle) filtriert. Nach
säulenchromatographischer Reinigung an Kieselgel wird das veresterte Produkt als leicht gelbes
Öl erhalten.
5 Experimenteller Teil
102
(2’R,3’R,4’S,5’R,6’R)-[6’-Allyl-3’,4’,5’-tris(benzyloxy)tetrahydro-2H-pyran-2’-yl]methyl 4-
pentenoat (155)
O
BnO
BnO
BnO O
O
2'
3'
4'
5' 6'
1' 234
5
1
Hergestellt nach AAV 5
Eingesetzte Mengen: 139 (150 mg, 0.32 mmol), CH2Cl2 (6 ml), 4-Pentensäure (0.03 ml,
0.47 mmol), DCC (126 mg, 0.60 mmol), DMAP (36 mg, 0.30 mmol)
Ausbeute: 85 % (153 mg, 0.27 mmol)
Rf (PE/EE = 2/1) = 0.70
[]
α
D
20= +46.12 (c = 0.87, CH2Cl2)
1H-NMR (200 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 2.44 (m, 6H, 3×CH2), 3.64–3.81 (m, 2H, 2×CH), 4.05–
4.34 (m, 4H, CH2, 2×CH), 4.53–4.95 (m, 7H, 3×CH2 (Bn), CH), 5.07–5.15 (m, 4H, 2×CH2=),
5.73–6.18 (m, 2H, 2×CH=), 7.37 (m, 15H, CH(Bn)).–
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] =26.08 (CH2), 29.34 (CH2), 34.01 (CH2), 61.67 (CH2),
69.42 (CH), 72.67 (CH2 (Bn)), 72.74 (CH), 73.42 (CH2 (Bn)), 73.70 (CH2 (Bn)), 74.18 (CH), 75.06
(CH), 76.79 (CH), 115.90 (CH2=), 117.25 (CH2=), 128.13–128.87 (15×CH(Bn)), 135.38 (CH=),
137.25 (CH=), 138.52 (C(Bn)), 138.60 (C(Bn)), 138.85 (C(Bn)), 173.43 (C=O).–
IR (Film): ~
ν
[cm-1] = 3064.3 u. 3029.6 (CHaromat ν), 2925.4 u. 2857.9 (CH, CH2 ν), 1733.6
(C=OEster ν), 1454.1 (CH2, C-H δ), 1259.0 (C-OEster ν), 1099.2 (CH=CH2, C-H ν).–
MS (DCI (+), NH3, 8 mA/s); m/z (%): 574 (22) [M+NH4+], 512 (50), 498 (50), 408 (20), 306
(30), 225 (69), 105 (100).–
HREIMS: C35H40O6 ber.: 556.2825
gef.: 556.2830
5 Experimenteller Teil
103
(2R,2’R,3’R,4’S,5’R,6’R)-[6’-Allyl-3’,4’,5’-tris(benzyloxy)tetrahydro-2H-pyran-2’-yl]me-
thyl-2-[(tert-butoxycarbonyl)amino]-4-pentenoat (167)
O
BnO
BnO
BnO O
O
234
5
1NHBOC
2'
3'
4'
5' 6'
1'
Hergestellt nach AAV 5
Eingesetzte Mengen: 139 (180 mg, 0.38 mmol), CH2Cl2 (7 ml), D-BOC-Allylglycin (82 mg,
0.38 mmol), DCC (160 mg, 0.76 mmol), DMAP (36 mg, 0.30 mmol)
Ausbeute: 71 % (184 mg, 0.27 mmol)
Rf (PE/EE = 2/1) = 0.66
[]
α
D
20= +39.74 (c = 1.24, CH2Cl2)
1H-NMR (200 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 1.49 (s, 9H, 3×CH3 (BOC)), 2.17–2.67 (m, 4H, 2×CH2),
3.55–3.83 (m, 1H, CH), 4.03–4.24 (m, 3H, CH, CH2), 4.31–5.04 (m, 10H, 3×CH2 (Bn), 4×CH),
5.09–5.20 (m, 4H, 2×CH2=), 5.65–5.86 (m, 2H, 2×CH=), 7.18–7.53 (m, 15H, 15×CH(Bn)).–
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 28.75 (3×CH3 (BOC)), 34.29 (CH2), 37.31 (CH2), 53.39
(CH), 62.17 (CH2), 68.86 (CH), 72.43 (CH2 (Bn)) 72.64 (CH), 73.37 (CH2 (Bn)), 73.72 (CH2 (Bn)).
73.92 (CH), 74.54 (CH), 76.63 (CH), 80.14 (C(BOC)), 117.37 (CH2=), 119.51 (CH2=), 128.11–
128.85 (15×CH(Bn)), 132.88 (CH=), 135 (CH=), 138.37 (C(Bn)), 138.49 (C(Bn)), 138.73 (C(Bn)),
155.57 (C=O), 172.33 (C=O).–
IR (Film): ~
ν
[cm-1] = 3040.0 (CHaromat ν), 2929.3 u. 2856.0 (CH, CH2 ν), 1737.5 (C=OEster ν),
1712.4 (C=OCarbamat ν), 1494.6 (CH2, C-H δ), 1242.0 (C=O ν), 1160.9, 1097.3, 1052.9, 1027.8
(CH=CH2, C-H ν).–
MS (DCI (+), NH3, 8 mA/s); m/z (%): 689 (100) [M+NH4+], 633 (28) [M+NH4+-C4H8], 599 (25)
[M++1-OtBu], 572 (28) [M++2-BOC], 482 (12) [M+NH4++1-BOC-OBn], 422 (60), 366 (6)
[M++1-C10H15NO3), 297 (37) [M+NH4+-2-BOC-2Bn-2OBn], 214 (20) [C10H15NO3+NH4+], 177
(41), 108 (54).–
5 Experimenteller Teil
104
C40H49NO8 (671.35) ber.: C 71.51 H 7.35 N 2.08
gef.: C 70.69 H 7.46 N 2.01
(2’R,3’R,4’S,5’R,6’R)-6-{[6’-Allyl-3’,4’,5’-tris(benzyloxy)tetrahydro-2H-pyran-2’-yl]me-
thyl} 1-ethyl 2-(3’’-butenyl)-2-[(tert-butoxycarbonyl)amino]hexandioat (171/172)
O
BnO
BnO
BnO O
O
2'
3'
4'
5' 6'
1'
NHBOCEtO2C
2
3
4
5
61''
2''
3''
4''
1
Hergestellt nach AAV 5
Eingesetzte Mengen: 139 (150 mg, 0.32 mmol), CH2Cl2 (6 ml), 152/153[108] (108 mg, 0.33
mmol), DCC (126 mg, 0.60 mmol), DMAP (36 mg, 0.30 mmol)
Ausbeute: 69 % (176 mg, 0.22 mmol)
Rf (PE/EE = 2/1) = 0.59
1H-NMR (200 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 1.32 (t, J = 7.0 Hz, 3H, CH3), 1.48 (s, 9H, CH3 (BOC)),
1.58–1.93 (m, 4H, 2×CH2), 2.01–2.08 (m, 2H, CH2), 2.18–2.42 (m, 6H, 3×CH2), 3.63–3.79 (m,
2H, 2×CH), 4.03–4.27 (m, 7H, 2×CH2, 3×CH), 4.46–4.88 (m, 6H, 3×CH2 (Bn)), 4.94–5.13 (m,
4H, 2×CH2=), 5.62–5.89 (m, 2H, 2×CH=), 7.29–7.46 (m, 15H, 15×CH(Bn)).–
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 14.61 (CH3), 19.96 (CH2), 25.42 (CH2), 28.81
(3×CH3 (BOC)), 28.92 (CH2), 33.80 (CH2), 34.33 (CH2), 35.07 (CH2), 61.60 (CH2), 62.21 (CH2),
63.58 (C, C-2), 69.41 (CH), 72.58 (CH), 72.67 (CH2 (Bn)), 73.39 (CH2 (Bn)), 73.66 (CH2 (Bn)),
74.13 (CH), 75.12 (CH), 76.72 (CH), 79.58 (C(BOC)), 115.37 (CH=), 117.23 (CH=), 128.06–
128.83 (15×CH(BOC)), 135.29 (CH=), 138.01 (CH=), 138.49 (C(Bn)), 138.57 (C(Bn)), 138.83
(C(Bn)), 154.17 (C=O), 173.57 (C=O), 174.05 (C=O).–
IR (Film): ~
ν
[cm-1] = 3064.3 u. 3029.6 (CHaromat ν), 2977.5 u. 2931.2 (CH, CH2 ν), 1731.6
(C=OEster ν), 1714.4 (C=OCarbamat ν), 1496.4 u. 1454.0 (CH2, CH δ), 1367.2 (CH3, C-H ν), 1270.8
(C-O ν), 1097.1 u. 1076.0 u. 1027.8 (CH=CH2,C-H ν).–
5 Experimenteller Teil
105
MS (DCI (–), NH3, 8 mA/s); m/z (%): 798 (3) [M+-1], 723 (68), 708 (26) [M+-Bn], 633 (34)
[M+-2-OtBu-Bn], 508 (17) [M+-2-2Bn-OBn], 493 (9) [M+-1-2OBn-Bn], 493 (9) [M+-1-2OBn-
Bn], 474 (6) [M++1-C17H27NO5], 342 (78), 291 (11) [M+-C17H28NO5-2Bn], 210 (40), 121 (100).–
C47H61NO10 (799.43) ber.: C 70.56 H 7.69 N 1.75
gef.: C 69.74 H 7.91 N 1.82
(2’R,3’R,4’S,5’R,6’R)-6-{[6’-Allyl-3’,4’,5’-tris(benzyloxy)tetrahydro-2H-pyran-2’-yl]me-
thyl} 1-ethyl 2-allyl-2-[(tert-butoxycarbonyl)amino]hexandioat (169/170)
O
BnO
BnO
BnO O
O
2'
3'
4'
5' 6'
1'
NHBOCEtO2C
2
3
4
5
61''
2''
3''
1
Hergestellt nach AAV 5
Eingesetzte Mengen: 139 (150 mg, 0.32 mmol), CH2Cl2 (6 ml), 150/151[108] (110 mg, 0.35
mmol), DCC (126 mg, 0.60 mmol), DMAP (36 mg, 0.30 mmol)
Ausbeute: 74 % (186 mg, 0.24 mmol)
Rf (PE/EE = 2/1) = 0.66
1H-NMR (200 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 1.31 (t, J = 6,9 Hz, 3H, CH3), 1.47 (s, 9H, 3×CH3 (BOC)),
1.52–1.93 (m, 4H, 2×CH2), 2.24–2.42 (m, 5H, 2×CH2, CHHAllyl), 2.53 (dd, J = 7.3 Hz, 13.8 Hz,
1H, CHHAllyl), 3.81 (dd, J = 2,8 Hz, 6.0 Hz, 1H, CH), 4.00–4.30 (m, 5H, CH2, 3×CH), 4.19 (d, J
= 6.9 Hz, 2H, CH2), 4.46–4.88 (m, 6H, 3×CH2 (Bn)), 5.03–5.14 (m, 4H, 2×CH2=), 5.53–5.86 (m,
2H, 2×CH=), 7.13–7.49 (m, 15H, 15×CH(Bn)).–
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 14.65 (CH3), 19.93 (CH2), 28.78 (3×CH3 (BOC)), 33.78
(CH2), 34.31 (CH2), 35.08 (CH2), 40.17 (CH2), 61.62 (CH2), 62.18 (CH2), 63.57 (C, C-2), 69.44
(CH), 72.60 (CH), 72.68 (CH2 (Bn)), 73.39 (CH2 (Bn)), 73.67 (CH2 (Bn)), 74.16 (CH), 75.15 (CH),
76.76 (CH), 79.62 (C(BOC)), 117.20 (CH2=), 119.29 (CH2=), 128.05–128.82 (15×CH(Bn)), 132.84
(CH=), 135.29 (CH=), 138.50 (C(Bn)), 138.58 (C(Bn)), 138.83 (C(Bn)), 154.30 (C=O), 173.53
(C=O), 173.58 (C=O).–
5 Experimenteller Teil
106
IR (Film): ~
ν
[cm-1] = 3064.3 u. 3029.6 (CHaromat ν), 2977.5 u. 2929.3 (CH, CH2 ν), 1731.7
(C=O ν), 1716.3 (C=O ν), 1494.5 (CHaromat Rings.), 1454.0 (CH2, C-H δ), 1367.2 (C-NCarbamat ν),
1270.8 (C-OEster ν), 1097.3 (C-O-CEther ν), 1027.8 (CH=CH2, C-H ν).–
MS (DCI (–), NH3, 8 mA/s); m/z (%): 784 (12) [M+-1], 709 (100), 695 (71), [M+-Bn], 683 (45)
[M+-BOC], 619 (16), [M+-2-Bn-OtBu], 494 (11) [M+-2-2Bn-OBn], 381 (10) [M+-2-OBn-2Bn-
NBOC], 328 (64), 243 (30), 121 (90), 79 (18).–
HREIMS: C46H59NO10 ber.: 785.4139
gef.: 785.4139
(2’R,3’S,4’S,5’R,6’S) [6’-Allyl-3’,4’,5’-tris(benzyloxy)tetrahydro-2H-pyran-2’-yl]methyl-4-
pentenoat (162)
O
BnO
BnO
O
O
2'
3'
4'
5'
6'
1'
BnO
2345
1
Hergestellt nach AAV 5
Eingesetzte Mengen: 161 (80 mg, 0.17 mmol), CH2Cl2 (5 ml), 4-Pentensäure (0.02 ml,
0.31 mmol), DCC (65 mg, 0.30 mmol), DMAP (18 mg, 0.15 mmol)
Ausbeute: 88 % (82 mg, 0.15 mmol)
Rf (PE/EE = 2/1) = 0.65
[]
α
D
20= +18.23 (c = 0.78, CH2Cl2)
1H-NMR (200 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 2.30–2.66 (m, 6H, 3×CH2), 3.33–3.78 (m, 5H, CH2,
3×CH), 4.23–4.45 (m, 2H, 2×CH), 4.54–4.75 (m, 2H, CH2 (Bn)), 4.83–5.19 (m, 8H, 2×CH2 (Bn),
2×CH2=), 5.82–6.05 (m, 2H, 2×CH=), 7.35–7.44 (m, 15H, 15×CH(Bn)).–
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 29.26 (CH2), 33.90 (CH2), 36.20 (CH2), 63.75 (CH2),
75.58 (2×CH2 (Bn)), 76.09 (CH2 (Bn)), 77.25 (CH), 78.92 (CH), 79.03 (CH), 81.92 (CH), 87.67
(CH), 116.02 (CH2=), 117.57 (CH2=), 128.17–128.96 (15×CH(Bn)), 134.90 (CH=), 137.08
(CH=), 138.15 (C(Bn)), 138.50 (C(Bn)), 138.82 (C(Bn)), 173.23 (C=O).–
5 Experimenteller Teil
107
IR (Film): ~
ν
[cm-1] = 3064.3 u. 3031.5 (CHaromat ν), 2906.2 u. 2857.9 (CH, CH2 ν), 1737.5
(C=O ν), 1454.0 (CH2, C-H δ ), 1099.2 u. 1062.5 u. 1027.8 (CH=CH2, C-H ν).–
MS (DCI (–), NH3, 8 mA/s); m/z (%): 555 (64) [M+-1], 466 (100) [M+-Bn], 375 (8) [M++1-
2Bn], 341 (5) [M+-2OBn], 265 (74) [M+-2-2Bn-OBn], 210 (8), 121 (54), 99 (62) [C5H7O2].–
HREIMS: C35H40O6 ber.: 556.2825
gef.: 556.2825
(2’R,3’S,4’S,5’S,6’R)-[6’-Allyl-3’,4’,5’-tris(benzyloxy)tetrahydro-2H-pyran-2’-yl]methyl-4-
pentenoat (159)
O
BnO
O
O
2'
3'
4' 5' 6'
1'
BnO OBn
2
34
5
1
Hergestellt nach AAV 5
Eingesetzte Mengen: 158 (150 mg, 0.32 mmol), CH2Cl2 (6 ml), 4-Pentensäure (0.03 ml,
0.47 mmol), DCC (126 mg, 0.60 mmol), DMAP (36 mg, 0.30 mmol)
Ausbeute: 82 % (146 mg, 0.26 mmol)
Rf (PE/EE = 2/1) = 0.63
[]
α
D
20= +10.12 (c = 0.69, CH2Cl2)
1H-NMR (200 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 2.36–2.52 (m, 6H, 3×CH2), 3.70 (dd, J = 1.8 Hz, 4.4
Hz, 1H, CH), 3.80–3.93 (m, 3H, CH2, CH), 4.06–4.37 (m, 2H, 2×CH), 4.46–4.89 (m, 7H, 3×CH2
(Bn), CH), 5.02–5.23 (m, 4H, 2×CH2=), 5.71–5.99 (m, 2H, 2×CH=), 7.27–7.50 (m, 15H,
15×CH(Bn)).–
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 29.25 (CH2), 33.90 (CH2), 34.90 (CH2), 63.52 (CH2),
72.06 (CH2 (Bn)), 72.66 (CH), 74.41 (CH2 (Bn)), 74.50 (CH2 (Bn)), 75.29 (CH), 75.62 (CH), 77.32
(CH), 77.40 (CH), 115.95 (CH2=), 117.72 (CH2=), 128.16–128.92 (15×CH(Bn)), 134.54 (CH=),
137.14 (CH=), 138.47 (2×C(Bn)), 138.61 (C(Bn)), 173.28 (C=O).–
5 Experimenteller Teil
108
IR (Film): ~
ν
[cm-1] = 3072.0 u. 3029.6 (CHaromat ν), 2925.4 u. 2856.0 (CH, CH2, ν), 1731.7
(C=OEster, ν), 1454.0 (CH2, C-H, δ), 1083.8 u. 1027.8 (CH=CH2, C-H, ν).–
MS (DCI (+), NH3, 8 mA/s); m/z (%): 574 (19) [M+NH4+], 512 (16), 408 (4), 307 (9), 225 (70),
105 (100).–
HREIMS: C35H40O6 ber.: 556.2825
gef.: 556.2833
Allgemeine Arbeitsvorschrift zur Ringschluß-Metathese (AAV 6)
Das Kohlenhydrat-Derivat mit den zwei termnalen Doppelbindungen wird in Dichlormethan
gelöst und mit 2.5 mol% Grubbs-Katalysator versetzt. Nach 8 Stunden refluxieren wird
nochmals 2.5 mol% Katalysator zugegeben und weitere 12 Stunden unter Rückfluß erhitzt. Ist
die Reaktion abgeschlossen (DC-Kontrolle), so wird das Lösungsmittel abgezogen und der reine
Bicyclus wird nach säulenchromatographischer Reinigung an Kieselgel als farblose Öl erhalten.
(1R,10R,11R,12S,13R,7Z)-11,12,13-Tris(benzyloxy)-3,14-dioxa-5-azabicyclo[8.3.1]tetradec-
7-en-4-on (183)
O
BnO
BnO
BnO O
O
NH
2
3456
1
8
9
10
11
12
13 14
7
Hergestellt nach AAV 6
Eingesetzte Mengen: 182 (100 mg, 0.18 mmol), CH2Cl2 (20 ml), 3 × Grubbs-Kat. 156 (12 mg,
13.5⋅10-3 mmol),
Ausbeute: 26 % (25 mg, 4.7·10-2 mmol)
Rf (PE/EE = 2/1) = 0.35
[]
α
D
20= +64.92 (c = 0.53, CH2Cl2)
5 Experimenteller Teil
109
1H-NMR (200 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 2.57–2.63 (m, 2H, CH2), 3.35 (m, 1H, CH), 3.67–4.07
(m, 6H, CH2, 4×CH), 4.24–4.29 (m, 1H, CH), 4.35–4.39 (m, 1H, CH), 4.48–4.56 (m, 4H, 2×CH2
(Bn)), 4.68–4.72 (m, 2H, CH2 (Bn)), 5.12 (t, J = 11.0 Hz, 1H, CH=), 5.43 (m, 1H, CH=), 5.58 (bs,
1H, NH), 7.26–7.33 (m, 15H, 15×CH(Bn)).–
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 28.67 (CH2), 37.49 (CH2), 61.19 (CH2, C-2), 67.71
(CH), 72.19 (CH2 (Bn)), 73.24 (CH2 (Bn)), 73.65 (CH2 (Bn)), 73.83 (CH), 74.00 (CH), 74.10 (CH),
78.44 (CH), 128.00–128.87 (15×CH(Bn)), 129.88 (CH=), 136.84 (CH=), 138.12 (2×C(Bn)), 138.65
(C(Bn)), 156.73 (C=O).–
IR (Film): ~
ν
[cm-1] = 3027.6 (CHaromat ν), 2927.4 (CH, CH2 ν), 1716.3 (C=OCarbamat ν), 1455.9 u.
1434.7 (CH2, C-H δ), 1245.7 (C-OCarbamat ν), 1093.4 u. 1031.7 ( CH=CH, C-H ν).–
MS (DCI (–), NH3, 8 mA/s); m/z (%): 528 (3) [M+-1], 583 (10) [M+-2-CO2], 438 (46) [M+-Bn],
390 (53), 242 (12) [M+-2-Bn-OBn-CO2NC2H3], 210 (16), 121 (100), 79 (93).–
C32H35NO6 (529.25) Ber.: C 72.57 H 6.66 N 2.64
Gef.: C 71.93 H 6.35 N 2.37
(1R,10R,11R,12S,13R,7Z)-11,12,13-Tris(benzyloxy)-3,14-dioxabicyclo[8.3.1]tetradec-7-en-4-
on (157)
O
BnO
BnO
BnO O
O
2
345
6
1
8
9
10
11
12
13 14
7
Hergestellt nach AAV 6
Eingesetzte Mengen: 155 (140 mg, 0.245 mmol), CH2Cl2 (20 ml), 2 × Grubbs-Kat. 156 (10 mg,
1.2⋅10-2 mmol)
Ausbeute: 84 % (111 mg, 0.206 mmol)
Rf (PE/EE = 2/1) = 0.44
[]
α
D
20= +62.19 (c = 0.64, CH2Cl2)
5 Experimenteller Teil
110
1H-NMR (200 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 2.01–2.63 (m, 6H, 3×CH2), 3.55–4.23 (m, 6H, CH2,
4×CH), 4.51–4.90 (m, 7H, CH, CH2 (Bn)), 5.30–5.53 m, 2H, 2×CH), 7.23–7.70 (m, 15H, CH(Bn)).–
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 29.74 (CH2), 35.17 (2×CH2), 71.76 (CH), 73.48
(CH2 (Bn)), 73.725 (2×CH2 (Bn)), 74.57 (2×CH), 77.70 (2×CH), 128.06–128.90 (15×CH(Bn)),
129.54 (CH=), 129.89 (CH=), 138.65 (C(Bn)), 138.79 (C(Bn)), 138.87 (C(Bn)), 173.52 (C=O).–
IR (Film): ~
ν
[cm-1] = 3062.4 u. 3029.6 (CHaromat ν), 2923.5 u. 2865.7 (CH, CH2, ν), 1731.7
(C=OEster ν), 1454.0 (CH2, C-H, δ), 1274.7 u. 1261.2 (C-OEster ν), 1099.2 (C-O-CEther ν), 1027.8
(CH=CH2, C-H ν).–
C33H36O6 (528.25) ber.: C 74.98 H 6.86
gef.: C 74.23 H 6.58
(1R,5R,10R,11R,12S,13R,7Z)-tert-Butyl-[11,12,13-tris(benzyloxy)-4-oxo-3,14-dioxabicyclo-
[8.3.1]tetradec-7-en-5-yl]methylcarbamat (168)
O
BnO
BnO
BnO O
O
2
345
6
1
8
9
10
11
12
13 14
7
NHBOC
Hergestellt nach AAV 6
Eingesetzte Mengen: 167 (125 mg, 0.186 mmol), CH2Cl2 (20 ml), 2 × Grubbs-Kat. 156 (8 mg,
9.5·10-3 mmol)
Ausbeute: 80 % (96 mg, 0.149 mmol)
Rf (PE/EE = 2/1) = 0.43
[]
α
D
20= +20.52 (c = 0.99, CH2Cl2)
1H-NMR (200 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 1.48 (s, 9H, 3×CH3 (BOC)), 2.25–2.80 (m, 4H, 2×CH2),
3.74 (dd, J = 2.9 Hz, 7.5 Hz, 1H, CH, 5-H), 3.96–4.22 (m, 5H, CH2, 3×CH), 4.47–4.89 (m, 8H,
3×CH2 (Bn), 2×CH), 5.29–5.60 (m, 2H, 2×CH=), 7.24–7.52 (m, 15H, 15×CH(Bn)).–
5 Experimenteller Teil
111
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 28.77 (3×CH3 (BOC)), 30.14 (CH2), 37.59 (CH2), 54.39
(CH), 65.27 (CH2, C-2), 73.52 (CH2 (Bn)), 73.70 (CH2 (Bn)), 73.81 (CH2 (Bn)), 74.15 (2×CH), 77.67
(2×CH), 80.35 (C(BOC)), 125.85 (CH=), 128.07–128.93 (15×CH(Bn)), 130.38 (CH=), 138.09
(C(Bn)), 138.47 (C(Bn)), 138.79 (C(Bn)), 155.23 (C=O), 171.74 (C=O).–
IR (Film): ~
ν
[cm-1] = 3040.2 (CHaromat ν), 2927.4 u. 2867.6 (CH, CH2 ν), 1741.4 (C=OEster ν),
1712.4 (C=OCarbamat ν), 1496.4 (CH2,C-H δ), 1249.2 (C=O ν), 1160.9, 1087.6, 1052.9, 1027.8
(CH=CH, C-H ν).–
MS (DCI (–), NH3, 8 mA/s); m/z (%): 642 (7) [M+-1], 552 (100) [M+-Bn], 478 (6) [M+-1-Bn-
OtBu], 352 (5) [M+-2-2Bn-OBn], 295 (8) [M+-2-3Bn-OtBu], 221 (12), 127 (4).–
HREIMS: C38H45NO8 ber.: 643.3145
gef.: 643.3145
(1R,14R,15R,16S,17R)-Ethyl-15,16,17-tris(benzyloxy)-8-[(tert-butoxycarbonyl)amino]-4-
oxo-3,18-dioxabicyclo[12.3.1]octadec-11-en-8-carboxylat (177/178/179/180)
O
BnO
BnO
BnO O
O
2
3456
18
9
10
11
12
13
14
7
NHBOC
CO2Et
16
17 18
15
Hergestellt nach AAV 6
Eingesetzte Mengen: 171/172 (150 mg, 0.188 mmol), CH2Cl2 (20 ml), 2 × Grubbs-Kat. 156
(8 mg, 9.5·10-3 mmol)
Ausbeute: 77 % (112 mg, 0.145 mmol)
Rf (PE/EE = 2/1) = 0.37
1H-NMR (200 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 1.30 (t, J = 6.9 Hz, 3H, CH3), 1.44 (s, 9H, 3×CH3 (BOC)),
2.04–2.49 (m, 12H, 6×CH2), 3.84–4.14 (m, 9H, 2×CH2, 5×CH), 4.38–4.71 (m, 6H, 3×CH2 (Bn)),
5.20–5.46 (m, 2H, 2×CH=), 7.29–7.46 (m, 15H, 15×CH).–
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 14.68 (CH3), 20.22 (CH2), 21.84 (CH2), 28.37 (CH2),
28.81 (3×CH3 (BOC)), 31.85 (CH2), 33.67 (CH2), 37.03 (CH2), 60.67 (CH2), 61.29 (CH2, C-2),
5 Experimenteller Teil
112
62.79 (C, C-8), 69.15 (CH), 72.36 (CH2 (Bn)), 73.08 (CH), 73.24 (CH2 (Bn)), 73.34 (CH2 (Bn)),
74.24 (CH), 76.70 (CH), 78.02 (CH), 79.60 (C(BOC)), 126.99 (CH=), 128.01–128.82 (15×CH(Bn)),
133.71 (CH=), 138.36 (C(Bn)), 138.46 (C(Bn)), 138.70 (C(Bn)), 155.00 (C=O), 173.15 (C=O),
174.04 (C=O).–
IR (Film): ~
ν
[cm-1] = 3029.2 (CHaromat ν), 2975.6 u. 2929.3 (CH, CH2 ν), 1727.9 (C=OEster ν),
1712.4 (C=OCarbamat ν), 1454.0 (CH2, C-H δ), 1365.3 (CH3, C-H ν), 1253.5 (C-O ν), 1097.3 u.
1027.3 (CH=CH, C-H ν).–
MS (DCI (–), NH3, 8 mA/s); m/z (%):770 (18) [M+-1], 680 (100) [M+-Bn], 606 (13) [M+-1-Bn-
OtBu], 580 (20) [M++1-BOC-Bn], 465 (6) [M+-1-Bn-2OBn], 360 (3), 210 (9), 121 (98).–
HREIMS: C45H57NO10 ber.: 771.3982
gef.: 771.3998
(1R,13R,14R,15S,16R)-Ethyl-14,15,16-tris(benzyloxy)-8-[(tert-butoxycarbonyl)amino]-4-
oxo-3,17-dioxabicyclo[11.3.1]heptadec-10-en-8-carboxylat (173/174/175/176)
O
BnO
BnO
BnO O
O
2
3456
18
9
10
11
12
13
14
7
16 17
15
CO2Et
NHBOC
Hergestellt nach AAV 6
Eingesetzte Mengen: 169/170 (100 mg, 0.127 mmol), CH2Cl2 (20 ml), 2 × Grubbs-Kat. 156
(6 mg, 6.4·10-3 mmol)
Ausbeute: 71 % (68 mg, 0.09 mmol)
Rf (PE/EE = 2/1) = 0.38
1H-NMR (200 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 1.32 (t, J = 6.8 Hz, 3H, CH3), 1.45 (s, 9H, 3×CH3 (BOC)),
1.54–2.22 (m, 6H, 3×CH2), 2.37–2.67 (m, 4H, 2×CH2), 3.81–3.83 (m, 1H, CH), 4.03–4.25 (m,
7H, 2×CH2, 3×CH), 4.39–4.78 (m, 7H, 3×CH2 (Bn), CH), 5.37–5.69 (m, 2H, 2×CH=), 7.21–7.43
(m, 15H, 15×CH).–
5 Experimenteller Teil
113
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 14.67 (CH3), 19.46 (CH2), 28.70 (3×CH3 (BOC)), 30.13
(CH2), 32.90 (CH2), 34.81 (CH2), 36.96 (CH2), 60.18 (CH2), 62.20 (CH2, C-2), 62.79 (C, C-8),
66.30 (CH), 71.89 (CH2 (Bn)), 72.14 (CH), 73.33 (CH2 (Bn)), 73.45 (CH2 (Bn)), 74.32 (CH), 74.95
(CH), 77.49 (CH), 80.05 (C(BOC)), 126.82 (CH=), 128.17–128.73 (15×CH(Bn)), 132.44 (CH=),
138.09 (C(Bn)), 138.29 (C(Bn)), 138.38 (C(Bn)), 154.39 (C=O), 173.57 (C=O), 173.68 (C=O).–
IR (Film): ~
ν
[cm-1] = 3030.0 (CHaromat ν), 2970.6 u. 2930.2 (CH, CH2 ν), 1733.2 (C=OEster ν),
1712.4 (C=OCarbamat ν), 1454.0 (CH2, C-H δ), 1360.1 (CH3, C-H ν), 1249.2 (C-O ν), 1097.2 u.
1020.2 (CH=CH, C-H ν).–
MS (DCI (–), NH3, 8 mA/s); m/z (%): 756 (10) [M+-1], 666 (100) [M+-Bn], 592 (10) [M+-1-tBu-
Bn], 566 (6) [M++1-BOC-Bn], 466 (4), 328 (5), 243 (3), 121 (10).–
HREIMS: C44H55NO10 ber.: 757.3826
gef.: 757.3825
(1R,10S,11R,12S,13S,7Z)-11,12,13-Tris(benzyloxy)-3,14-dioxabicyclo[8.3.1]tetradec-7-en-4-
on (163)
O
BnO
BnO
O
O
2
3456
1
8
9
10
11
12
13 14 7
BnO
Hergestellt nach AAV 6
Eingesetzte Mengen: 162 (60 mg, 0.108 mmol), CH2Cl2 (10 ml), 2 × Grubbs-Kat. 156 (7 mg,
5.4·10-3 mmol)
Ausbeute: 82 % (47 mg, 0.088 mmol)
Rf (PE/EE = 2/1) = 0.29
[]
α
D
20= +23.92 (c = 0.73, CH2Cl2)
1H-NMR (200 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 2.39–2.59 (m, 6H, 3×CH2), 3.23–3.36 (m, 2H, 2×CH),
3.45–3.50 (m, 2H, CH2), 3.65–3.74 (m, 1H, CH), 4.12–4.26 (m, 1H, CH), 4.37–4.51 (m, 1H,
5 Experimenteller Teil
114
CH), 4.58–4.74 (m, 2H, CH2 (Bn)), 4.88–5.08 (m, 4H, 2×CH2 (Bn)), 5.44–5.64 (m, 2H, 2×CH=),
7.30–7.37 (m, 15H, 15×CH(Bn)).–
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 23.33 (CH2), 28.73 (CH2), 35.82 (CH2), 63.51 (CH2,
C-2), 75.60 (CH2 (Bn)), 75.79 (CH2 (Bn)), 76.05 (CH2 (Bn)), 76.13 (CH), 78.62 (CH), 81.38 (CH),
82.25 (CH), 87.63 (CH), 126.53 (CH=), 128.17–128.96 (15×CH(Bn)), 131.21 (CH=), 138.09
(C(Bn)), 138.51 (C(Bn)), 138.77 (C(Bn)), 173.17 (C=O).–
IR (Film): ~
ν
[cm-1] = 3087.4 u. 3062.4 (CHaromat ν), 2904.02 u. 2856.0 (CH, CH2 ν), 1737.5
(C=O ν), 1454.0 (CH2, C-H δ), 1257.3 (C-OEster ν), 1101.1 u. 1046.5 u. 1027.8 (CH=CH, C-H
ν).–
C33H36O6 (528.25) Ber.: C 74.98 H 6.86
Gef.: C 74.32 H 6.51
(1R,10R,11S,12S,13S,7Z)-11,12,13-Tris(benzyloxy)-3,14-dioxabicyclo[8.3.1]tetradec-7-en-4-
on (160)
O
BnO
BnO O
O
2
345
6
1
8
9
10
11
12
13 14 7
OBn
Hergestellt nach AAV 6
Eingesetzte Mengen: 159 (120 mg, 0.216 mmol), CH2Cl2 (20 ml), 2 × Grubbs-Kat. 156 (15 mg,
1.9·10-2 mmol)
Ausbeute: 75 % (87 mg, 0.164 mmol)
Rf (PE/EE = 2/1) = 0.29
[]
α
D
20= +15.62 (c = 0.62, CH2Cl2)
1H-NMR (200 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 2.16–2.60 (m, 6H, 3×CH2), 3.47–3.53 (m, 1H, CH),
3.59–3.71 (m, 2H, CH2), 3.82–3.85 (m, 1H, CH), 3.97–4.28 (m, 2H, 2×CH), 4.43–4.74 (m, 7H,
3×CH2 (Bn), CH), 5.35–5.59 (m, 2H, 2×CH=), 7.23–7.40 (m, 15H, 15×CH(Bn)).–
5 Experimenteller Teil
115
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 30.64 (CH2), 33.21 (CH2), 35.07 (CH2), 63.55 (CH2, C-
2), 71.60 (CH), 71.99 (CH2 (Bn)), 72.78 (CH2 (Bn)), 72.99 (CH2 (Bn)), 73.62 (CH), 75.49 (CH),
76.41 (CH), 76.76 (CH), 126.57 (CH=), 128.20–128.94 (15×CH(Bn)), 131.48 (CH=), 138.31
(C(Bn)), 138.41 (C(Bn)), 138.69 (C(Bn)), 173.69 (C=O).–
IR (Film): ~
ν
[cm-1] = 3029.6 (CHaromat ν), 2923.5 u. 2856.0 (CH, CH2 ν), 1733.6 (C=OEster ν),
1454.0 u. 1434.7 (CH2, C-H δ), 1093.4 u. 1072.2 u. 1029.8 (CH=CH, C-H ν).–
MS (DCI (+), NH3, 8 mA/s), m/z (%): 546 (100) [M+NH4+], 470 (23) [M+-2-COC2H4], 456 (50),
[M+NH4++1-Bn], 366 (15) [M+NH4++2-2Bn], 307 (15), 182 (11) [M+-1-2Bn-OBn-COC2H4],
124 (9), 91 (35) [Bn].–
C33H36O6 (528.25) Ber.: C 74.98 H 6.86
Gef.: C 74.41 H 6.48
(2R,2’R,3’R,4’S,5’R,6’R,4Z)-Methyl-2-{[(tert-butoxycarbonyl)amino]methyl}-6-[3’,4’,5’-
tris(benzyloxy)-6’-(hydroxymethyl)tetrahydro-2H-pyran-2’-yl]-4-hexenoat (185)
Die Verbindung 168 (100 mg, 0.156 mmol) wird in abs. Methanol (5 ml) gelöst und mit Natrium
(4 mg, 0.174 mmol) versetzt. Nach ca. 4 Stunden ist der vollständige Umsatz (DC-Kontrolle)
erreicht und es wird mit wässeriger HCl-Lösung (0.1 %) neutalisiert. Nach Abzug des
Lösungsmittels wird der Rückstand in Dichlormethan aufgenommen und mit Wasser
ausgeschüttelt. Die organische Phase wird über MgSO4 getrocknet und erneut eingeengt. Das
Produkt 185 wird in Ausbeuten von 93 % als farblose Öle erhalten.
O
BnO
BnO
BnO OH
2
3
4
5
61
O
O
2'
3'
4'
5' 6' 1'
NHBOC
Rf (PE/EE = 2/1) = 0.08
[]
α
D
20= +32.64 (c = 0.91, CH2Cl2)
1H-NMR (200 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 1.47 (s, 9H, 3×CH3 (BOC)), 2.30–2.47 (m, 4H, 2×CH2),
3.59–3.78 (m, 2H, 2×CH), 3.74 (s, 3H, O-CH3), 3.94–4.08 (m, 5H, CH2, 3×CH), 4.36–4.40 (m,
5 Experimenteller Teil
116
1H, CH), 4.51-4.85 (m, 6H, 3×CH2 (Bn)), 5.40–5.46 (m, 2H, 2×CH=), 7.22–7.37 (m, 15H,
15×CH(Bn)).–
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 28.74 (3×CH3 (BOC)), 31.40 (CH2), 35.80 (CH2), 52.71
(O-CH3), 53.60 (CH), 61.32 (CH2), 71.12 (CH), 73.32 (CH2 (Bn)), 73.52 (CH2 (Bn)), 73.67
(CH2 (Bn)), 74.21 (CH), 74.59 (CH), 76.44 (CH), 76.96 (CH), 80.36 (C(BOC)), 126.63 (CH=),
127.97–128.85 (15×CH(Bn)), 131.72 (CH=), 138.50 (C(Bn)), 138.62 (C(Bn)), 138.79 (C(Bn)), 155.71
(C=O), 173.19 (C=O).–
IR (Film): ~
ν
[cm-1] = 3087.4 u. 3062.4 (CHaromat ν), 2927.4 (CH2, CH ν), 1745.2 (C=OEster ν),
1714.4 (C=OCarbamat ν), 1454.2 (CH2, C-H ν), 1367.2 (CH3, C-H ν), 1249.6 (C-O ν), 1093.4 u.
1054.8 (CH=CH, C-H ν).–
MS (DCI (+), NH3, 8 mA/s), m/z (%): 676 (68) [M++1], 637 (21), 576 (100) [M++1-BOC], 486
(23) [M++2-BOC-Bn], 422 (16), 375 (8) [M++1-BOC-OH-2Bn], 297 (43) [M++1-3OBn-tBu],
225 (95), 151 (35), 108 (58) [OBn].–
HREIMS: C39H49NO9 ber.: 675.3407
gef.: 675.3407
(1R,14R,15R,16S,17R)-Ethyl-15,16,17-tris(benzyloxy)-8-[(tert-butoxycarbonyl)amino]-4-
oxo-3,18-dioxabicyclo[12.3.1]octadecan-8-carboxylat (186/187)
O
BnO
BnO
BnO O
O
2
3456
18
9
10
11
12
13
14
7
NHBOC
CO2Et
16
17 18
15
Die Verbindungen 177/178/179/180 (72 mg, 0.094 mmol) werden in Dioxan (1 ml) gelöst und
mit para-Toluolsulfonhydrazin (35 mg, 0.187 mmol) versetzt. Die Reaktionsmischung wird auf
85°C erhitzt und über einen Zeitraum von 2 Stunden mit einer 1M wässerigen Natriumacetat-
Lösung (0.2 ml) versetzt. Nach ca. 4 Stunden ist die Reaktion beendet und der Reaktionsansatz
wird mit Wasser gequencht. Die wässerige Phase wird dreimal mit Dichlormethan extrahiert. Die
vereinigten organischen Phasen werden mit MgSO4 getrocknet und im Vakuum eingeengt. Man
erhält die Verbindungen 186/187 analysenrein in einer Gesamtausbeute von 90 % (66 mg, 0.085
mmol) als farbloses Öl.
5 Experimenteller Teil
117
Rf (PE/EE = 2/1) = 0.37
1H-NMR (200 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 1.25–1.44 (m, 6H, 3×CH2), 1.30 (t, J = 6.9 Hz, 3H,
CH3), 1.45 (s, 9H, 3×CH3 (BOC)), 1.65–2.08 (m, 8H, 4×CH2), 2.30–2.41 (m, 2H, CH2), 3.50–4.11
(m, 6H, CH2, 4× CH), 4.20 (d, J = 7.0 Hz, 2H, CH2), 4.33–4.39 (m, 1H, CH), 4.46–4.79 (m, 7H,
3×CH2 (Bn), CH), 7.29–7.36 (m, 15H, 15×CH(Bn)).–
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 14.66 (CH3), 19.46 (CH2), 19.74 (CH2), 23.12 (CH2),
23.32 (CH2), 26.29 (CH2), 28.14 (CH2), 28.70 (3×CH3 (BOC)), 33.25 (CH2), 35.04 (CH2), 61.45
(CH2), 61.96 (CH2, C-2), 64.25 (C, C-8), 72.48 (CH), 72.90 (CH), 73.28 (CH2 (Bn)), 73.46
(CH2 (Bn)), 73.55 (CH2 (Bn)), 73.68 (CH), 74.74 (CH), 77.50 (CH), 80.12 (C(BOC)), 128.09–128.85
(15×CH(Bn)), 138.51 (C(Bn)), 138.64 (C(Bn)), 138.84 (C(Bn)), 154.75 (C=O), 173.60 (C=O), 174.14
(C=O).–
IR (Film): ~
ν
[cm-1] = 3062.4 u. 3029.6 (CHaromat ν), 2931.2 u. 2867.6 (CH, CH2 ν), 1731.1
(C=OEster ν), 1712.2 (C=OCarbamat ν), 1454.0 (CH2, C-H δ), 1367.2 (CH3, C-H ν), 1255.4 (C-O
ν).–
MS (DCI (–), NH3, 8 mA/s); m/z (%): 772 (3) [M+-1], 697 (37), 682 (26) [M+-Bn], 607 (19)
[M+-2-Bn-OtBu], 483 (10) [M+-1-2Bn-OBn], 390 (7), 278 (2) [M+-BOC-3OBn-CO2C2H5], 210
(25), 155 (100), 121 (28).–
HREIMS: C45H59NO10 ber.: 773.4139
gef.: 773.4139
(2R,2’R,3’R,4’S,5’R,6’R,4Z)-2-{[(tert-Butoxycarbonyl)amino]methyl}-6-[3’,4’,5’-
tris(benzyloxy)-6’-(hydroxymethyl)tetrahydro-2H-pyran-2’-yl]-4-hexensäure (184)
O
BnO
BnO
BnO OH
2
3
4
5
61
O
OH
2'
3'
4'
5' 6' 1'
NHBOC
Die Verbindung 168 (25 mg, 0.037 mmol) wird in Tetrahydrofuran (1 ml) gelöst und mit einer
0.1 M wässerigen NaOH Lösung (0.6 ml) versetzt. Der Reaktionsansatz wird bei
Raumtemperatur ca. 2 Stunden gerührt und nach vollständigem Umsatz mit 0.1 % HCl Lösung
neutralisiert. Das Tetrahydrofuran wird unter vermindertem Druck entfernt und die erhaltene
5 Experimenteller Teil
118
wässerige Phase dreimal mit Dichlormethan (10 ml) extrahiert. Die vereinigten organischen
Phasen werden mit MgSO4 getrocknet und bis zur Trockne eingeengt. Man erhält das Produkt
187 als farbloses Öl in 97 % Ausbeute (24 mg, 0.036 mmol).
Rf (EE ) = 0.21
[]
α
D
20= +26.12 (c = 1.65, CH2Cl2)
1H-NMR (200 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 1.46 (s, 9H, 3×CH3 (BOC)), 2.04–2.50 (m, 4H, 2×CH2),
3.64–3.82 (m, 2H, 2×CH), 3.96–4.20 (m, 5H, CH2, 3×CH), 4.35–4.46 (m, 1H, CH), 4.52–4.76
(m, 6H, 3×CH2 (Bn)), 5.29–5.51 (m, 2H, 2×CH=), 7.18–7.51 (m, 15H, 15×CH(Bn)).–
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 28.74 (3×CH3 (BOC)), 30.12 (CH2), 36.10 (CH2), 54.10
(CH), 60.79 (CH2), 70.47 (CH), 72.98 (CH2 (Bn)), 73.44 (CH2 (Bn)), 73.72 (CH2 (Bn)), 74.26 (CH),
74.51 (CH), 75.49 (CH), 77.20 (CH), 80.34 (C(BOC)), 126.44 (CH=), 128.13–128.86 (15×CH(Bn)),
132.05 (CH=), 138.40 (C(Bn)), 138.46 (C(Bn)), 138.57 (C(Bn)), 155.74 (C=O), 174.46 (C=O).–
IR (Film): ~
ν
[cm-1] = 3415.3 (O-H ν), 3040.0 (CHaromat ν); 2962.1 u. 2927.4 (CH, CH2 ν),
1722.1 (C=OSäure ν), 1710.5 (C=OCarbamat ν), 1452.2 (C-O ν), 1368.3 (C-H ν), 1164.7 u. 1083.8 u.
1052.9 (CH=CH, C-H ν).–
MS (DCI (–), NH3, 8 mA/s); m/z (%): 660 (21) [M+-1], 570 (48) [M+-Bn], 553 (24), 509 (11)
[M+-1-CO2-OBn], 463 (16), 390 (35) [M++2-3OBn], 278 (54) [M+-2Bn-C3H4(NHBOC)CO2H],
214 (100), 148 (47), 121 (69).–
HREIMS: C38H47NO9 ber.: 661.3251
gef.: 661.3251
(2S,2’R,3’R,4’S,5’R,6’R,4Z)-Methyl-2-amino-6-[3’,4’,5’-tris(benzyloxy)-6’-(hydroxy-
methyl)tetrahydro-2H-pyran-2’-yl]-4-hexenoat (208)
O
BnO
BnO
BnO OH
2
3
4
5
61
O
O
2'
3'
4'
5' 6' 1'
NH2
5 Experimenteller Teil
119
Die Verbindung 185 (22 mg, 0.033 mmol) wird in Dichlormethan (0.5 ml) gelöst und langsam
mit Trifluoressigsäure (0.5 ml) versetzt. Man läßt die Reaktionsmischung noch 30 Minuten bei
Raumtemperatur rühren und engt sie bis zur Trockne ein. Der Rückstand wird in Dichlormethan
(5 ml) aufgenommen und mit Wasser (5 ml) ausgeschüttelt. Die so gereinigte organische Phase
wird mit MgSO4 getrocknet und erneut evaporiert. Das Produkt 208 wird so analysenrein als
farbloses Öl in einer Ausbeute von 90 % (17 mg, 0.029 mmol) erhalten.
Rf (EE ) = 0.12
[]
α
D
20= +64.16 (c = 0.36, CH2Cl2)
1H-NMR (200 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 2.21–2.60 (m, 4H, 2×CH2), 3.57 (dd, J = 1.8 Hz,
11.5 Hz, 1H, CH), 3.74 (s, 3H, O-CH3), 3.77–4.12 (m, 7H, CH2, 5×CH), 4.53–4.83 (m, 6H,
3×CH2 (Bn)), 5.33–5.60 (m, 2H, 2×CH=), 7.30–7.49 (m, 15H, 15×CH(Bn)).–
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 30.41 (CH2), 37.56 (CH2), 52.70 (O-CH3), 53.84 (CH),
61.84 (CH2), 71.35 (CH), 73.60 (CH2 (Bn)), 73.65 (CH2 (Bn)), 74.60 (CH2 (Bn)), 75.00 (CH), 77.06
(CH), 77.21 (CH), 125.16 (CH=), 127.62–128.86 (15×CH(Bn)), 131.95 (CH=), 138.56 (C(Bn)),
138.62 (C(Bn)), 138.81 (C(Bn)), 175.31 (C=O).–
IR (Film): ~
ν
[cm-1] = 3411.4 (N-H ν), 3062.4 u. 3029.6 (CHaromat ν), 2923.5 u. 2856.0 (CH, CH2
ν), 1743.3 (C=OEster ν), 1639.2 (N-H δ), 1454.0 (CH2, C-H δ), 1261.2 (C-OEster ν), 1093.4
(C-O-C ν), 1027.8 (CH=CH, C-H ν).–
C34H41NO7 (575.29) ber.: C 70.93 H 7.18 N 2.43
gef.: C 70.10 H 6.84 N 1.95
2-Acetamido-3,4,6-tri-O-acetyl-2-deoxy-α
αα
α-D-glucopyranosyl Chlorid (77)
O
AcO
AcO
OAc
Cl
AcHN
2-Acetamido-2-desoxy-D-glucose (10.00 g, 45.2 mmol) wird in einem ausgeheitzten Kolben mit
Rückflußkühler vorgelegt und langsam mit Acetylchlorid (20 ml) versetzt. Die
Reaktionsmischung wird 16 Stunden bei Raumtemperatur gerührt, wobei die Lösung innerhalb
der ersten Stunde von selbst anfängt zu sieden. Ist die Reaktion abgeschlossen (DC-Kontrolle),
5 Experimenteller Teil
120
so resultiert ein dickflüssiger gelber Sirup, der mit Dichlormethan (40 ml) verdünnt und auf
Eiswasser (50 g) gegossen wird. Die Phasen werden getrennt und die organische Phase wird mit
gesättigter Na2CO3-Lösung (40 ml) gewaschen, mit MgSO4 getrocknet und auf 15 ml eingeengt.
Bei der gesamten Aufarbeitung sollte darauf geachtet werden, daß ein Zeitrahmen von 15
Minuten nicht überschritten wird.
Zu der eingeengten Lösung wird absoluter Diethylether (100 ml) hinzugefügt, wodurch das
Produkt 77 ausfällt. Nach Filtration und Trocknung wird das Produkt 77 als farblosen Feststoff
in einer Ausbeute von 67 % (11.08 g, 30.3 mmol) erhalten. Die Ausbeute kann jedoch durch
Einengen der Mutterlauge auf 77 % (12.73 g, 34.8 mmol) gesteigert werden.
Rf (EE) = 0.45
1H-NMR (200 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 2.02 (s, 6H, 2×CH3 (Ac)), 2.09 (s, 3H, CH3 (Ac)), 2.12 (s,
3H, CH3 (NAc)), 3.37–4.06 (m, 3H, CH2, 2×CH), 4.51–4.62 (m, 1H, CH), 5.20–5.41 (m, 2H,
2×CH), 5.80 (bs, 1H, NH), 6.20–6.23 (m, 1H, CH 1-H).–
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 20.98 (CH3 (Ac)), 21.05 (CH3 (Ac)), 21.11 (CH3 (Ac)), 23.52
(CH3 (NAc)), 53.90 (CH, C-2), 61.54 (CH2, C-6), 67.33 (CH, C-5), 70.53 (CH, C-4), 71.30 (CH,
C-3), 94.04 (CH, C-1), 169.56 (C=O), 170.52 (C=O), 171.01 (C=O), 171.01 (C=O).–
3-(2’-Acetamido-3’,4’,6’-tri-O-acetyl-2’-desoxy-α
αα
α-D-glucopyranosyl)-1-propen (78)
O
AcO
AcO
OAc
AcHN
2
3
1'
2'
3'
4' 5'
6'
1
77 (10.97 g, 30.0 mmol) wird mit Allyltributylzinn (29 ml, 91.0 mmol) und AIBN (738 mg, 4.5
mmol) in absolutem Toluol (60 ml) suspendiert. Diese Suspension wird 10 Minuten im
Utraschallbad entgast und für 8 Stunden auf 85°C erwärmt. Nachdem das Edukt vollständig
umgesetzt ist, wird die Reaktionsmischung bis zur Trockne eingeengt und mit Petrolether 50-70
(300 ml) überschichtet. Die entstehende Suspension wird bei –23°C 24 Stunden stehengelassen.
Hierbei lagert sich das gewünschte Rohprodukt am Kolbenboden ab und das überschüssige Zinn
wird quantitativ in der Petrolether-Phase gelöst. Die Ether-Phase wird entfernt und das
Rohprodukt an Kieselgel säulenchromatographisch gereinigt. Man erhält das Produkt 78 als
5 Experimenteller Teil
121
weißen Feststoff in einer Ausbeute von 46 % (5.12 g, 13.8 mmol) mit einem α/β-Verhälnis von
10/1. Um das β-Anomer zu entfernen, wird aus Ethylacetat/Hexan (1/3) umkristallisiert.
Rf (EE) = 0.33
1H-NMR (200 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 1.96 (s, 3H, CH3 (Ac)), 2.06 (s, 9H, 3×CH3 (Ac, NAc)),
2.24–2.51 (m, 2H, CH2 3-H), 3.84–3.93 (m, 1H, CH 6-H), 4.09–4.13 (m, 1H, CH 2’-H), 4.16–
4.34 (m, 3H, CH2O, CH 3’-H), 4.90–4.97 (m, 1H, CH 5’-H), 5.03–5.16 (m, 3H, CH2=, CH 4’-
H), 5.65–5.90 (m, 1H, CH=), 6.05–6.09 (bs, 1H, NH).–
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 21.15 (2×CH3 (Ac)), 21.24 (CH3 (Ac)), 23.56 (CH3 (NAc)),
32.35 (CH2, C-3), 50.87 (CH, C-2’), 62.05 (CH2, C-6’), 68.36 (CH, C-3’), 70.41 (CH), 70.80
(CH), 71.40 (CH), 118.05 (CH, C-2), 133.72 (CH2, C-1), 169.48 (C=O), 170.20 (C=O), 170.54
(C=O), 171.34 (C=O).–
3-(2’-Acetamido-2’-desoxy-α
αα
α-D-glucopyranosyl)-1-propen (189)
O
HO
HO
OH
AcHN
2
3
1'
2'
3'
4' 5'
6'
1
78 (8.40 g, 22.60 mmol) wird in absolutem Methanol (150 ml) gelöst und mit Natrium (52 mg,
2.26 mmol) versetzt. Die Reaktionsmischung wird ca. 2 Stunden bei Raumtemperatur gerührt
und mit stark sauren Ionenaustauscher (Amberlit IR-120) neutralisiert. Nach Filtration und
Einengen wird das Produkt 189 als farbloser Feststoff in einer Ausbeute von 96 % (5.31 g, 21.69
mmol) erhalten.
Rf (CH2Cl2/MeOH = 9/1) = 0.10
1H-NMR (200 MHz, MeOH-d4): δ [ppm] = 1.98 (s, 3H, CH3), 2.16–2.28 (m, 1H, CHHAllyl),
2.41–2.54 (m, 1H, CHHAllyl), 3.34–3.49 (m, 2H, 2×CH), 3.62–3.82 (m, 3H, CH2, CH); 3.94 (dt,
1H, J = 10.0, 5.5 Hz 2’-H), 4.10 (dt, 1H, J = 10.1, 5.5 Hz 1’-H), 5.05–5.18 (m, 2H, CH2=), 5.75–
5.95 (m, 1H, CH=), .7.95 (d, 1H, J = 5.5 Hz, NH).–
5 Experimenteller Teil
122
13C-NMR (50 MHz, MeOH-d4): δ [ppm] = 21.70 (CH3 (NAc)), 30.76 (CH2), 53.93 (CH, C-2’),
61.85 (CH2, C-6’), 71.30 (CH), 71.68 (CH), 73.31 (CH), 73.80 (CH), 116.23 (CH2=), 135.05
(CH=), 172.62 (C=O).–
3-(2’-Acetamido-2’-desoxy-4’,6’-O-[4’’-methoxybenzyliden]-α
αα
α-D-glucopyranosyl)-1-propen
(190)
O
HO
O
AcHN
2
3
1'
2'
3'
4' 5'
6'
1
O
O
2''
3''
4''
5'' 6''
1''
Das Triol 189 (5.54 g, 22.60 mmol) wird in absolutem DMF (70 ml) gelöst und mit
4-Methoxybenzaldehyd-dimethylacetal (7.4 ml, 43.45 mmol) und einer katalytischen Menge an
p-Toluolsulfonsäure (74 mg, 0.39 mmol) versetzt. Die Reaktionsmischung wird 10 Stunden bei
Raumtemperatur gerührt und anschließend in Wasser (300 ml) gegossen. Der erhaltene
Niederschlag wird abgesaugt und mit Wasser und Diethylether rein gewaschen. Man erhält das
Produkt 190 als weißen Feststoff in einer Ausbeute von 72 % (5.91 g, 16.20 mmol).
Rf (CH2Cl2/MeOH = 9/1) = 0.42
[]
α
D
20= +41.17 (c = 0.85, DMF)
Smp: 261.5°C
1H-NMR (200 MHz, DMSO-d6): δ [ppm] = 2.07 (s, 3H, CH3 (NAc) ), 2.25–2.32 (m, 1H,
CHHAllyl), 2.42–2.58 (m, 1H, CHHAllyl), 3.28–3.68 (m, 5H, CH2, 3×CH), 3.76 (s, 3H, OCH3),
3.87–4.11 (m, 2H, 2H, 2×CH), 5.00–5.09 (m, 2H, CH2=), 5.18 (d, J = 5.4 Hz, 1H, NH), 5.55 (s,
1H, CHO2), 5.67–5.80 (m, 1H, CH=), 6.93 (d, J = 7.6 Hz, 2H, 2×CH(PMB)), 7.39 (d, J = 7.8 Hz,
2H, 2×CH(PMB)), 7.96 (d, J = 6.6 Hz, 1H, OH).–
13C-NMR (50 MHz, DMSO-d6): δ [ppm] = 23.52 (CH3 (NAc)), 31.14 (CH2, C-3), 54.86 (CH,
C-2’), 55.97 (O-CH3), 64.26 (CH), 67.92 (CH), 69.25 (CH2, C-6’), 74.83 (CH), 83.75 (CH),
101.70 (CHO2), 114.14 (2×CH(PMB)), 117.47 (CH2=), 128.60 (2×CH(PMB)), 131.04 (C(PMB)),
136.24 (CH=), 160.38 (C(PMB)), 170.27 (C=O).–
5 Experimenteller Teil
123
IR (KBr-Pressling): ~
ν
[cm-1] = 3448.1 (O-H ν), 3077.8 (CHaromat ν), 2936.1 u. 2897.5 (CH, CH2
ν), 1635.3 (C=O ν), 1539.8 (N-H ν), 1375.96 (C-O-C ν), 1251.5 (C-O ν), 1093.4 u. 1036.5
(CH=CH, CH ν).–
C19H25NO6 (363.17) ber.: C 62.80 H 6.93 N 3.85
gef.: C 62.12 H 7.04 N 3.76
3-(2’-Acetamido-3’-O-benzyl-2’-desoxy-4’,6’-O-[4’’-methoxybenzyliden]-α
αα
α-D-glucopyra-
nosyl)-1-propen (191)
O
BnO
O
AcHN
2
3
1'
2'
3'
4' 5'
6'
1
O
O
2''
3''
4''
5'' 6''
1''
Zu einer Suspension von 190 (1.50 g, 4.13 mmol), BaO (4.55 g, 29.67 mmol), Ba(OH)2·8H2O
(1.42 g, 4.51 mmol) und absolutem DMF (25 ml) wird langsam Benzylbromid (1.3 ml,
6.5 mmol) hinzugefügt und 24 Stunden bei Raumtemperatur gerührt. Der Reaktionsansatz wird
filtriert und der Filterkuchen 3 mal mit heißem DMF gewaschen. Nachdem die organische Phase
mit Wasser (200 ml) verdünnt wurde, fällt das Produkt als weißer Feststoff aus. Nach Filtration
und mehrmaligem Waschen mit Wasser und Diethylether wird 191 analysenrein in einer
Ausbeute von 84 % (1.57 g, 3.47 mmol) erhalten.
Rf (EE) = 0.44
[]
α
D
20= +71.60 (c = 0.24, DMF)
Smp: 247.8°C
1H-NMR (200 MHz, DMSO-d6): δ [ppm] = 1.87 (s, 3H, CH3 (NAc)), 2.24–2.32 (m, 1H, CHHAllyl),
2.51–2.74 (m, 1H, CHHAllyl), 3.65–3.86 (m, 4H, CH2, 2×CH), 3.77 (s, 3H, O-CH3), 3.98 (dd,
J = 9.9 Hz, 5.07 Hz, 1H, CH), 4.05–4.16 (m, 2H, 2×CH), 4.75 (2d, J = 11.5 Hz, 2H, CH2), 5.03–
5.21 (m, 2H, CH2=), 5.65 (s, 1H, CHO2), 5.70–5.86 (m, 1H, CH=), 6.95 (d, J = 8.7 Hz, AB, 2H,
2×CH(PMB)), 7.28 (d, J = 8.7 Hz, AB, 2H, 2×CH(PMB)), 7.35–7.39 (m, 5H, 5×CH(Bn)), 8.17 (d, J =
7.9 Hz, 1H, NH).–
5 Experimenteller Teil
124
13C-NMR (50 MHz, DMSO): δ [ppm] = 23.47 (CH3 (NAc)), 31.55 (CH2, C-3), 53.18 (CH, C-2’),
55.95 (OCH3), 64.18 (CH), 69.24 (CH2, C-6’), 73.96 (CH2 (Bn)), 74.88 (CH), 77.19 (CH), 83.28
(CH), 101.10 (CHO2), 114.24 (2×CH(PMB)), 117.68 (CH2=), 128.16 (5×CH(Bn)), 128.95
(2×CH(PMB)), 130.09 (C(PMB)), 136.01 (CH=), 139.83 (C(Bn)), 160.28 (C(PMB)), 170.19 (C=O).–
IR (KBr-Pressling): ~
ν
[cm-1] = 3076.8 (CHaromat ν), 2977.5 u. 2905.2 u. 2837.7 (CH, CH2 ν),
1646.9 (C=O ν), 1544.7 (N-H δ), 1454.1 (CH2, C-H δ), 1373.0 (C-O ν), 1251.5 (C-O ν), 1091.5
u. 1036.5 (CH=CH,C-H ν).–
C26H31NO6 (453.22) ber.: C 68.86 H 6.89 N 3.09
gef.: C 68.21 H 7.12 N 3.09
3-(2’-Acetamido-3’-O-benzyl-2’-desoxy-6’-O-[4’’-methoxybenzyl]-α
αα
α-D-glucopyranosyl)-1-
propen (192)
O
BnO
HO
O
AcHN
2
3
1'
2'
3'
4' 5'
6'
1
O
2'' 3''
4''
5''
6''
1''
191 (3.00 g, 6.62 mmol) wird in absolutem DMF (30 ml) gelöst und mit gepulvertem Molsieb
(4 Å) versetzt. Zu dieser Suspension wird Natriumcyanoborhydrid (2.92 g, 46.47 mmol) und
Trifluoressigsäure (6 ml) zugegeben. Nachdem die Reaktionsmischung 12 Stunden bei
Raumtemperatur gerührt wurde, wird weiteres Natriumcyanoborhydrid (0.60 g, 9.55 mmol) und
Trifluoressigsäure (1.8 ml) zugegeben. Nach erneuten 12 Stunden Reaktionszeit wird das
Molsieb durch Filtration entfernt und das Filtrat in Dichlormethan (90 ml) aufgenommen. Die
organische Phase wird durch zweimaliges Ausschütteln mit 1N NaOH (2 × 40 ml) und Wasser (2
× 80 ml) gereinigt. Nach Trocknung der organischen Phase mit MgSO4 wird das Lösungsmittel
im Vakuum entfernt und das Produkt 192 als weißer Feststoff analysenrein in einer Ausbeute
von 67 % (2.02 g, 4.44 mmol) erhalten.
Rf (EE) = 0.40
[]
α
D
20= +37.07 (c = 1.30, CH2Cl2)
5 Experimenteller Teil
125
Smp: 95°C
1H-NMR (200 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 2.07 (s, 3H, CH3 (NAc)), 2.31–2.64 (m, 2H, CH2), 3.78–
3.81 (m, 2H, 2×CH), 3.85 (S, 3H, O-CH3), 3.86–4.00 (m, 2H, 2×CH), 4.13–4.20 (m, 2H, CH2),
4.34–4.46 (m, 1H, CH), 4.59 (2d, J = 11.8 Hz, 2H, CH2 (Bn)), 4.73–4.89 (m, 2H, CH2 (PMB)), 5.13–
5.34 (m, 2H, CH2=), 5.87–6.07 (m, 1H, CH=), 6.93 (d, J 8.5 Hz, AB, 2H, 2×CH(PMB)), 7.36 (d,
J = 8.5 Hz, AB, 2H, 2×CH(PMB)), 7.41–7.60 (m, 5H, 5×CH(Bn)).–
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 23.41 (CH3 (NAc)), 34.34 (CH2, C-3), 49.54 (CH, C-2’’),
55.36 (O-CH3), 68.32 (CH), 68.47 (CH2, C-6’), 69.75 (CH), 72.52 (CH2 (Bn)), 72.70 (CH2 (PMB)),
76.25 (CH), 77.99 (CH), 113.90 (2×CH(PMB)), 117.09 (CH2=), 127.67 (2×CH(Bn)), 128.59
(2×CH(PMB)), 129.47 (3×CH(Bn)), 130.49 (C(PMB)) 134.70 (CH=), 138.67 (C(Bn)), 159.34 (C(PMB)),
170.57 (C=O).–
IR (KBr-Pressling): ~
ν
[cm-1] = 3390.2 (O-H ν), 3072.0 u. 3029.3 (CHaromat ν), 2933.2 (CH, CH2
ν), 1650.7 (C=O ν), 1513.8 (N-H δ), 1454.1 (CH2, C-H δ), 1249.6 (C-O ν), 1101.1 u. 1033.6
(CH=CH ν).–
C26H33NO6 (455.23) ber.: C 68.55 H 7.30 N 3.07
gef.: C 68.15 H 7.25 N 3.17
3-(2’-Acetamido-3’-O-benzyl-2’-desoxy-4’-methansulfonat-6’-O-[4’’-methoxybenzyl]-α
αα
α-D-
glucopyranosyl)-1-propen (193)
O
BnO
O
O
AcHN
2
3
1'
2'
3'
4' 5'
6'
1
2'' 3''
4''
5''
6''
1''
S
O
O
O
Die Verbindung 192 (1.5 g, 3.30 mmol) wird in absolutem Pyridin (12 ml) gelöst und auf 0°C
abgekühlt. Zu dieser kühlen Reaktionsmischung wird innerhalb von 15 Minuten
Methansulfonylchlorid (0.75 ml, 9.90 mmol) gegeben und auf Raumtemperatur erwärmt. Nach
einer weiteren Reaktionszeit von einer Stunde wird die Reaktion mit Wasser (10 ml) versetzt und
mit Dichlormethan (3 × 30 ml) extrahiert. Die vereinigten organischen Phasen werden mit
gesättigter NaHCO3 Lösung (3 × 50 ml) gewaschen und über MgSO4 getrocknet. Nach Abzug
5 Experimenteller Teil
126
des Lösungsmittels wird das erhaltene Rohprodukt säulenchromatographisch an Kieselgel
gereinigt. Das Produkt 193 wird als weißer Feststoff in 63 % Ausbeute (1.11 g, 2.08 mmol)
erhalten.
Rf (EE) = 0.49
[]
α
D
20= +18.80 (c = 0.36, CH2Cl2)
Smp: 153°C
1H-NMR (200 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 2.04 (s, 3H, CH3 (NAc)), 2.11–2.38 (m, 2H, CH2), 2.95
(s, 3H, S-CH3), 3.71–3.80 (m, 2H, 2×CH), 3.82 (s, 3H, O-CH3), 3.89–4.01 (m, 2H, CH2), 4.18–
4.28 (m, 2H, 2×CH), 4.47–4.50 (m, 1H, CH), 4.66–4.75 (m, 4H, 2×CH2(Bn, PMB)), 5.07–5.16 (m,
2H, CH2=), 5.66–5.87 (m, 1H, CH=), 6.05 (d, J = 9.7 Hz, 1H, NH), 6.89 (d, J = 8.6 Hz, AB, 2H,
2×CH(PMB)), 7.24 (d, J = 8.6 Hz, AB, 2H, 2×CH(PMB)), 7.29–7.43 (m, 5H, 5×CH(Bn)).–
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 23.76 (CH3 (NAc)), 35.96 (CH2, C-3), 38.73 (S-CH3),
47.64 (CH, C-2’), 55.69 (O-CH3), 67.22 (CH2, C-6’), 67.98 (CH), 73.06 (CH2 (Bn)), 73.45
(CH2 (PMB)), 74.87 (CH), 75.19 (CH), 75.91 (CH), 114.26 (2×CH(PMB)), 118.18 (CH2=), 128.26
(2×CH(Bn)), 128.56 (CH(Bn)), 129.00 (2×CH(PMB)), 129.77 (2×CH(Bn)), 130.13 (C(PMB)), 133.87
(CH=), 137.52 (C(Bn)), 159.74 (C(Bn)), 170.41 (C=O).–
IR (KBr-Pressling): ~
ν
[cm-1] = 3064.3 u. 3033.4 (CHaromat ν), 2935.1 u. 2904.2 (CH, CH2 ν),
1644.9 (C=O ν), 1515.8 (N-H δ), 1454.0 (CH2, C-H ν), 1351.8 (-SO2 ν), 1249.6 (C-O ν), 1176.3
(SO2 ν), 1079.9 (S=O ν), 1010.5 (CH=CH, C-H ν).–
C27H35NO8S (533.21) ber.: C 60.77 H 6.61 N 2.62
gef.: C 60.21 H 6.91 N 2.56
3-(2’-Acetamido-4’-O-acetyl-3’-O-benzyl-2’-desoxy-6’-O-[4’’-methoxybenzyl]-α
αα
α-D-
galactosyl)-1-propen (194)
O
BnO
O
AcHN
2
3
1'
2'
3'
4' 5'
6'
1
2'' 3''
4''
5''
6''
1'' O
AcO
5 Experimenteller Teil
127
193 (500 mg, 0.936 mmol) wird in absolutem DMF (25 ml) gelöst und mit Caesiumacetat (1.00
g, 5.616 mmol) versetzt. Die Reaktionsmischung wird auf 120–130°C für 24 Stunden erwärmt
und anschließend mit Wasser (200 ml) gequencht. Das Produkt 194 wird mit Ethylacetat
extrahiert (3 × 100 ml) und mit gesättigter NaHCO3-Lösung (2 × 50 ml) gereinigt. Nachdem die
organische Phase mit MgSO4 getrocknet wurde, wird das Lösungsmittel im Vakuum entfernt und
man erhält das Produkt 194 als weißen Feststoff in 98 % Ausbeute (456 mg, 0.917 mmol).
Rf (EE) = 0.49
[]
α
D
20= +53.15 (c = 0.57, CH2Cl2)
Smp: 131°C
1H-NMR (200 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 1.98 (s, 3H, CH3 (Ac)), 2.05 (s, 3H, CH3 (NAc)), 2.09–2.37
(m, 2H, CH2, 3-H), 3.54 (dd, J = 4.8 Hz, 10.6 Hz, 1H, CH 5’-H), 3.69 (dd, J = 6.3 Hz, 3.0 Hz,
1H, CH 3’-H), 3.83 (s, 3H, O-CH3), 3.87–3.98 (m, 1H, CH), 4.04.–4.17 (m, 1H, CH), 4.19–4.24
(m, 2H, CH2, C-6’), 4.49 (s, 2H, CH2 (PMB)), 4.60 (2d, J = 12.2 Hz, 2H, CH2 (Bn)), 5.04–5.15 (m,
2H, CH2=), 5.31–5.37 (m, 1H, CH), 5.63–5.84 (m, 1H, CH=), 6.90 (d, J = 8.6 Hz, AB, 2H,
2×CH(PMB)), 7.27 (d, J = 8.6 Hz, AB, 2H, 2×CH(PMB)), 7.32–7.44 (m, 5H, 5×CH(Bn)).–
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 21.30 (CH3 (Ac)), 23.68 (CH3 (NAc)), 50.09 (CH, C-2’),
55.69 (O-CH3), 66.67 (CH2, C-6’), 67.28 (2×CH), 72.38 (CH2 (Bn)), 73.35 (CH2 (PMB)), 74.56
(CH), 114.18 (2×CH(PMB)), 117.82 (CH2=), 128.32 (2×CH(Bn)), 128.93 (2×CH(PMB)), 129.81
(2×CH(Bn)), 129.93 (CH(Bn)), 130.52 (C(PMB)), 134.24 (CH=), 138.34 (C(Bn)), 159.65 (C(PMB)),
168.16 (C=O), 170.58 (C=O).–
IR (KBr-Pressling): ~
ν
[cm-1] = 3033.4 (CHaromat ν), 2919.7 u. 2896.5 (CH, CH2 ν), 1739.4 (C=O
ν), 1650.7 (C=O ν), 1515.7 (N-H δ), 1454.0 (CH2, C-H δ), 1234.2 (C-O ν), 1106.9 u. 1035.5
(CH=CH, C-H ν).–
C28H35NO7 (497.24) ber.: C 67.59 H 7.09 N 2.81
gef.: C 66.99 H 6.91 N 3.02
5 Experimenteller Teil
128
3-(2’-Acetamido-4’-O-acetyl-3’-O-benzyl-2’-desoxy-α
αα
α-D-galactosyl)-1-propen (195)
O
BnO
OH
AcHN
2
3
1'
2'
3'
4' 5'
6'
1
AcO
Die Verbindung 194 (590 mg, 1.186 mmol) wird in einem Zweiphasensystem aus
Dichlormethan und Wasser (36 ml, 18 ml) aufgenommen und mit 2,3-Dichloro-5,6-dicyano-1,4-
benzochinon (109 mg, 1.494 mmol) versetzt. Die Reaktionsmischung wird 4 Stunden bei
Raumtemperatur gerührt und anschließend mit 5 %iger NaHCO3-Lösung (2 × 20 ml) extrahiert.
Die vereinigten wässerigen Phasen werden mit Dichlormethan (2 × 10 ml) extrahiert.
Anschließend werden die organischen Phasen vereinigt, mit MgSO4 getrocknet und eingeengt.
Der erhaltene Rückstand wird in wenig Ethylacetat aufgenommen und mit Petrolether 50–70 (ca.
300 ml) überschichtet. Das Produkt 195 fällt spontan als weißer Feststoff aus. Zur vollständigen
Ausfällung des Produktes wird das Kristallisationsgemisch bei –23°C über Nacht gelagert und
anschließend abgesaugt. Sollte sich noch Anisaldehyd im Produkt befinden, so wird die
Kristallisation erneut durchgeführt. Nach Trocknung des erhaltenen Niederschlages wird das
Produkt 195 als weißer Feststoff in ein Ausbeute von 72 % (320 mg, 0.848 mmol) erhalten.
Rf (EE) = 0.30
[]
α
D
20= +46.55 (c = 0.90, CH2Cl2)
Smp: 150°C
1H-NMR (200 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 2.01 (s, 3H, CH3 (Ac)), 2.11 (s, 3H, CH3 (NAc)), 2.16–2.38
(m, 2H, CH2, 3-H), 3.63 (d, J = 7.9 Hz, 1H, CH), 3.77 (dd, J = 3.4 Hz, 6.8 Hz, 1H, CH), 3.89–
4.17 (m, 2H, CH2, C-6’), 4.26–4.45 (m, 2H, 2×CH), 4.65 (2d, J = 12.0 Hz, CH2 (Bn)), 5.08–5.16
(m, 2H, CH2=), 5.31–5.33 (m, 1H, CH), 5.53 (d, J = 7.0 Hz, 1H, NH), 5.67–5.87 (m, 1H, CH=).
7.38–7.45 (m, 5H, 5×CH(Bn)).–
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 21.29 (CH3 (Ac)), 23.75 (CH3 (NAc)), 33.42 (CH2, C-3),
50.21 (CH, C-2’), 60.43 (CH2, C-6’), 67.36 (2×CH), 69.35 (CH), 72.53 (CH2 (Bn)), 73.04 (CH),
74.17 (CH), 118.32 (CH2=), 128.45 (2×CH(Bn)), 128.62 (2×CH(Bn)), 129.06 (CH(Bn)), 134.08
(CH=), 137.93 (C(Bn)), 170.56 (C=O), 171.08 (C=O).–
5 Experimenteller Teil
129
IR (KBr-Pressling): ~
ν
[cm-1] = 3406.0 (O-H ν), 3072.0 (CHaromat ν), 2925.4 u. 2854.1 (CH, CH2
ν), 1741.4 (C=O ν), 1655.5 (C=O ν), 1548.5 (N-H δ), 1454.0 (CH2, C-H δ), 1236.1 (C-O ν),
1099.2 u. 1037.5 (CH=CH, C-H ν).–
C20H27NO6 (377.18) ber.: C 63.64 H 7.21 N 3.71
gef.: C 63.51 H 7.33 N 3.68
(2R,2’R,3’R,4’R,5’R,6’R)-[5’-(Acetylamino)-3’-(acetyloxy)-6’-allyl-4’-(benzyloxy)tetra-
hydro-2H-pyran-2’-yl]methyl-2-[(tert-butoxycarbonyl)amino]-4-pentenoat (196)
O
BnO AcHN
O
AcO
ONHBOC
2'
3'
4'
5' 6'
12
3
45
1'
Hergestellt nach AAV 5
Eingesetzte Mengen: 195 (300 mg, 0.795 mmol), CH2Cl2 (12 ml), ), D-BOC-Allylglycin
(205 mg, 0.954 mmol), DCC (328 mg, 1.590 mmol), DMAP (97 mg,
0.795 mmol)
Ausbeute: 81 % (370 mg, 0.644 mmol)
Rf (EE) = 0.53
[]
α
D
20= +42.60 (c = 0.50, CH2Cl2)
1H-NMR (200 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 1.48 (s, 9H, 3×CH3 (BOC)), 2.04 (s, 3H, CH3 (Ac)), 2.07 (s,
3H, CH3 (NAc)), 2.14–2.40 (m, 2H, CH2), 2.51–2.64 (m, 2H, CH2), 3.84 (dd, J = 3.3 Hz, 8.2 Hz,
1H, CH), 4.14–4.31 (m, 4H, CH2, 2×CH), 4.35–4.45 (m, 1H, CH), 4.68 (d, J = 1.9 Hz, 2H, CH2),
4.86–4.97 (m, 1H, CH), 5.06–5.21 (m, 6H, 2×CH=, 2×CH), 5.63–5.84 (m, 2H, 2×CH=), 7.33–
7.45 (m, 5H, 5×CH(Bn)).–
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 21.22 (CH3 (Ac)), 23.58 (CH3 (NAc)), 28.69 (3×CH3 (BOC)),
34.59 (CH2), 37.11 (CH2), 49.96 (CH, C-5’), 53.28 (CH, C-2), 61.46 (CH2), 67.47 (2×CH), 71.89
(CH), 72.96 (CH2 (Bn)), 74.66 (CH), 80.32 (C(BOC)), 118.08 (CH2=), 119.55 (CH2=), 128.27
5 Experimenteller Teil
130
(2×CH(Bn)), 128.86 (3×CH(Bn)), 132.71 (CH=), 133.87 (CH=), 138.13 (C(Bn)), 155.56 (C=O),
170.43 (C=O), 172.27 (C=O).–
IR (Film): ~
ν
[cm-1] = 3073.8 u. 3021.5 (CHaromat ν), 2977.5 u. 2929.3 u. 2875.3 (CH, CH2 ν),
1745.2 (C=O υ), 1714.4 (C=O ν), 1656.5 (C=O ν), 1509.9 (N-H δ), 1454.0 (CH2, C-H δ),
1232.2 (C-O ν), 1160.9 (C-O-C ν), 1103.0 u. 1027.8 (CH=CH, C-H ν).–
C30H42N2O9 (574.28) ber.: C 62.70 H 7.37 N 4.87
gef.: C 62.72 H 7.36 N 4.88
(1R,5R,10R,11R,12R,13R,7Z)-11-(Acetylamino)-12-(benzyloxy)-5-[(tert-butoxycarbonyl)-
amino]-4-oxo-3,14-dioxabicyclo[8.3.1]tetradec-7-en-13-yl acetat (197)
O
BnO AcHN
O
AcO
ONHBOC
2
345
6
7
8
9
10
11
12
13 14
1
Hergestellt nach AAV 6
Eingesetzte Mengen: 196 (350 mg, 0.609 mmol), CH2Cl2 (35 ml), 2 × Grubbs-Kat. 156 (26 mg,
30.5·10-3 mmol)
Ausbeute: 86 % (286 mg, 0.524 mmol)
Rf (EE) = 0.32
[]
α
D
20= +26.57 (c = 0.35, CH2Cl2)
Smp: 162°C
1H-NMR (200 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 1.37 (s, 9H, 3×CH3 (BOC)), 1.85 (s, 3H, CH3 (Ac)), 1.93–
1.97 (m, 2H, CH2, 9-H), 2.00 (s, 3H, CH3 (NAc)), 2.28–2.36 (m, 1H, CHH 6-H), 2.53–2.67 (m,
1H, CHH 6-H), 3.55 (dd, J = 2.9 Hz, 6.9 Hz, 1H, 12-H), 3.81–3.92 (m, 1H, CH, 10-H), 4.12 (2d,
J = 7.1 Hz, 2H, CH2, 2-H), 4.18–4.23 (m, 2H, 2×CH, 11-H, 1-H), 4.49–4.54 (m, 1H, 5-H), 4.60
(2d, J = 12.4 Hz, 2H, CH2 (Bn)), 5.18–5.50 (m, 4H, 2×NH, 2×CH=), 7.20–7.35 (m, 5H, 5×CH(Bn)).–
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 21.22 (CH3 (Ac)), 23.69 (CH3 (NAc)), 28.69 (3×CH3 (BOC)),
30.69 (CH2), 37.65 (CH2), 50.56 (CH, C-11), 54.59 (CH, C-5), 63.42 (CH2, C-2), 67.06 (CH,
5 Experimenteller Teil
131
C-13), 69.18 (CH, C-1), 69.74 (CH, C-10), 72.02 (CH2), 74.63 (CH, C-12), 80.46 (C(BOC)),
126.24 (CH=), 128.54 (2×CH(Bn)), 128.63 (CH(Bn)), 129.07 (2×CH(Bn)), 131.67 (CH=), 137.95
(C(Bn)), 155.14 (C=O), 170.74 (C=O), 170.83 (C=O), 171.32 (C=O).–
IR (KBr-Pressling): ~
ν
[cm-1] = 3033.2 (CHaromat ν), 2956.3 u. 2923.5 u. 2852.2 (CH, CH2 ν),
1741.4 (C=O ν), 1712.4 (C=O ν), 1644.9 (C=O ν), 1511.9 (N-H δ), 1434.7 (CH2, C-H δ), 1234.2
(C-O ν), 1103.0 u. 1031.7 (CH=CH, C-H ν).–
C28H38N2O9 (546.25) Ber.: C 61.52 H 7.01 N 5.12
Gef.: C 61.93 H 7.01 N 5.15
Allgemeine Arbeitsvorschrift zur Lactonöffnung mit Entschützung der Kohlenhydrat-
Hydroxygruppen der Derivate 166 und 197 (AAV 7)
Das Makrolacton 166 oder 197 wird in absolutem Methanol gelöst und mit Pd/C (10 %) in einer
Wasserstoff-Atmosphäre versetzt. Die Suspension wird 24 Stunden bei Raumtemperatur gerührt,
anschließend filtriert und mit Natrium versetzt. Die Reaktionslösung wird weitere 8 Stunden bei
Raumtemperatur gerührt und anschließend mit stark saurem Kationenaustauscher (Amberlit IR-
120) neutralisiert. Nach Entfernung des Lösungsmittels werden die reinen Produkte 188 oder 198
erhalten.
(2R,2’R,3’R,4’R,5’R,6’R)-Methyl-6-[-3’-(acetylamino)-4’,5’-dihydroxy-6’-(hydroxymethyl)-
tetrahydro-2H-pyran-2’-yl]-2-[(tert-butoxycarbonyl)amino]hexanoat (198)
O
HO
OH
AcHN
O
O
NHBOC
2
35
6
1'
2'
3'
4'
5' 6'
1
4
HO
Hergestellt nach AAV 7
Eingesetzte Mengen: a) 197 (100 mg, 0.183 mmol), Methanol (5 ml), Pd/C (10 mg)
b) Methanol (5 ml), Na (10 mg, 0.435 mmol)
Ausbeute: 97 % (80 mg, 0.178 mmol)
5 Experimenteller Teil
132
[]
α
D
20= +79.16 (c = 0.48, MeOH)
Smp: 187°C
1H-NMR (200 MHz, MeOH-d4): δ [ppm] = 1.35–1.53 (m, 4H, 2×CH2), 1.45 (s, 9H,
3×CH3 (BOC)), 1.65–1.72 (m, 4H, 2×CH2), 1.98 (s, 3H, CH3 (NAc)), 3.30–3.37 (m, 1H, CH), 3.59–
3.70 (m, 2H, CH2), 3.73 (s, 3H, O-CH3), 3.86–3.89 (m, 1H, CH), 3.97–4.17 (m, 2H, 2×CH),
4.20–4.28 (m, 1H, CH).–
13C-NMR (50 MHz, MeOH-d4): δ [ppm] = 21.63 (CH3 (NAc)), 25.20 (CH2), 25.47 (2×CH2), 27.72
(3×CH3 (BOC)), 31.57 (CH2), 50.59 (CH, C-3’), 51.59 (O-CH3), 53.95 (CH, C-2), 61.29 (CH2),
68.57 (CH), 68.76 (CH), 72.28 (CH), 72.98 (CH), 79.81 (C(BOC)), 157.13 (C=O), 172.74 (C=O),
174.23 (C=O).–
IR (KBr-Pressling): ~
ν
[cm-1] = 3448.0 (O-H ν), 2958.2 u. 2919.7 u. 2863.7 (CH2, CH ν), 1760.6
(C=O ν), 1674.8 (C=O ν), 1632.4 (C=O ν), 1522.5 (N-H δ), 1464.6 (CH2, C-H δ), 1213.0 (C-O
ν) 1161.9 (C-OH ν), 1034.6 (C-OH ν).–
C20H36N2O9 (448.24) ber.: C 53.56 H 8.09 N 6.25
gef.: C 53.56 H 8.05 N 6.26
3-(2’-Acetamido-4’-O-acetyl-3’-O-benzyl-2’-desoxy-6’-O-[4’’-methoxybenzyl]-α
αα
α-D-gluco-
syl)-1-propen (199)
O
BnO
O
AcHN
2
3
1'
2'
3'
4' 5'
6'
1
AcO
2'' 3''
4''
5''
6''
1'' O
Das GlcNAc-Derivat 192 (50 mg, 0.11 mmol) wird in Essigsäureanhydrid (1 ml) und absolutem
Pyridin (1 ml) gelöst. Die Reaktionsmischung wird 4 Stunden bei Raumtemperatur gerührt und
mit Eiswasser und gesättigter NaCl-Lösung (5 ml) versetzt. Die erhaltene wässerige Phase wird
mit Dichlormethan (3 × 20 ml) und anschließend mit Ethylacetat (2 × 20 ml) extrahiert. Die
vereinigten organischen Phasen werden mit 5 %iger HCl-Lösung (2 × 20 ml) gewaschen, mit
MgSO4 getrocknet und eingeengt. Das Produkt 199 wird nach säulenchromatographischer
5 Experimenteller Teil
133
Reinigung an Kieselgel als weißer Feststoff in einer Ausbeute von 82 % (45 mg, 0.09 mmol)
erhalten.
Rf (EE) = 0.49
[]
α
D
20= +35.30 (c = 0.49, CH2Cl2)
Smp: 135°C
1H-NMR (200 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 2.04 (s, 3H, CH3 (Ac)), 2.11 (s, 3H, CH3 (Ac)), 2.18–2.43
(m, 2H, CH2), 3.66–3.70 (m, 1H, CH), 3.71–3.75 (m, 1H, CH), 3.82 (s, 3H, O-CH3), 3.87–3.92
(m, 1H, CH), 3.98–4.05 (m, 1H, CH), 4.10–4.20 (m, 2H, CH, C-6’), 4.47 (d, J = 3.1 Hz, 2H,
CH2), 4.66 (s, 2H, CH2 (Bn)), 5.00–5.17 (m, 3H, CH2=, CH), 5.69–5.89 (m, 1H, CH=), 6.13 (d,
J = 9.7 Hz, 1H, NH), 6.90 (d, J = 8.6 Hz, AB, 2H 2×CH(PMB)), 7.26 (d, J = 8.6 Hz, AB, 2H,
2×CH(PMB)), 7.30–7.43 (m, 5H, 5×CH(Bn)).–
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 21.57 (CH3 (Ac)), 23.80 (CH3 (NAc)), 36.11 (CH2), 47.76
(CH, C-2’), 55.68 (O-CH3), 67.14 (CH2, C-6’), 67.39 (CH), 67.74 (CH), 72.61 (CH2 (Bn)), 73.21
(CH2 (PMB)), 74.55 (CH), 75.84 (CH), 114.20 (2×CH(PMB)), 118.00 (CH2=), 127.99 (2×CH(Bn)),
128.33 (CH(Bn)), 128.90 (2×CH(PMB)), 129.78 (2×CH(Bn)), 130.40 (C(PMB)), 134.10 (CH=), 137.83
(C(Bn)), 159.64 (C(PMB)), 169.51 (C=O), 169.78 (C=O).–
IR (KBr-Pressling): ~
ν
[cm-1] = 3033.4 (CHaromat ν), 2919.7 u. 2896.5 (CH, CH2 ν), 1739.4 (C=O
ν), 1650.7 (C=O ν), 1515.7 (N-H δ), 1454.0 (CH2, C-H δ), 1234.2 (C-O ν), 1106.9 u. 1035.5
(CH=CH, C-H ν).–
3-(2’-Acetamido-3’,4’-di-O-acetyl-2’-desoxy-α
αα
α-D-glucopyranosyl)-1-propen (140)
O
AcO
AcO
OH
AcHN
2
3
1'
2'
3'
4' 5'
6'
1
Das dreifach acetylierte GlcNAc-Derivat 78 (500 mg, 1.36 mmol) wird mit Lipase Candida
Cylindracea (500 mg) in einem Gemisch aus Acetonitril (2 ml) und einem Phosphat-Puffer
(pH 5, 13 ml) suspendiert. Die Suspension wird 72 Stunden bei 40°C gerührt und nach
vollständigem Umsatz (DC-Kontrolle) filtriert. Die erhaltene Lösung wird bis zur Trockne
5 Experimenteller Teil
134
eingeengt und über eine Kieselgelsäule gereinigt. Man erhält das Produkt 140 als weißen
Feststoff in einer Ausbeute von 87 % (385 mg, 1.16 mmol).
Rf (EE) = 0.20
[]
α
D
20= +34.3 (c = 1.00, CH2Cl2)
Smp: 110°C
1H-NMR (200 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 1.95 (s, 3H, CH3 (Ac) ), 2.06 (s, 6H, 2×CH3 (Ac, NAc)),
2.20–2.62 (m, 2H, CH2 3-H), 3.52–3.74 (m, 3H, CH, CH2 6’-H), 4.12–4.36 (m, 2H, 2×CH, 2’-H,
3’-H), 4.92–5.02 (m, 2H, 2×CH, 4’-H, 5’-H), 5.08–5.23 (m, 2H, CH2=), 5.66–5.87 (m, 1H,
CH=), 6.17 (bs, 1H, NH).–
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 21.16 (CH3 (Ac)), 21.26 (CH3 (Ac)), 23.49 (CH3 (NAc)),
31.63 (CH2, C-3), 51.77 (CH2, C-2’), 61.43 (CH2, C-6’), 69.05 (CH), 70.88 (CH), 72.01 (CH),
72.23 (CH), 118.22 (CH, C-2), 133.82 (CH2, C-1), 170.18 (C=O), 170.54 (C=O), 172.00
(C=O).–
IR (KBr-Pressling): ~
ν
[cm-1] = 3343.2 (O-H ν), 2939.1 (CH, CH2 ν), 1740.4 (C=OEster ν),
1716.2 (C=OEster ν), 1653.5 (C=OAmid ν), 1539.3 (N-H ν), 1378.2 u. 1278.4 (C-O ν), 1259.6 (C-
O ν), 1243.3 (C-O ν), 1091.3 u. 1077.8 u. 1047.5 (CH=CH, C-H ν).–
C15H23NO7 (329.35) ber.: C 54.70 H 7.04 N 4.25
gef.: C 54.35 H 7.12 N 4.05
(2R,2’R,3’R,4’R,5’S,6’R)-[5’-(Acetylamino)-3’,4’-bis(acetyloxy)-6’-allyltetrahydro-2H-
pyran-2’-yl]methyl-2-[(tert-butoxycarbonyl)amino]-4-pentenoat (165)
O
AcO
AcO
O
AcHN
O
NHBOC
12345
1'
2'
3'
4'
5' 6'
Hergestellt nach AAV 5
5 Experimenteller Teil
135
Eingesetzte Mengen: 140 (100 mg, 0.302 mmol), CH2Cl2 (5 ml), D-BOC-Allylglycin (78 mg,
0.362 mmol), DCC (127 mg, 0.604 mmol), DMAP (38 mg, 0.310 mmol)
Ausbeute: 76 % (120 mg, 0.228 mmol)
Rf (EE) = 0.45
[]
α
D
20= +28.5 (c = 1.00, CH2Cl2)
Smp: 121°C
1H-NMR (200 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 1.47 (s, 9H, 3×CH3 (BOC)), 2.01 (s, 3H, CH3 (Ac)), 2.12 (s,
3H, CH3 (Ac)), 2.13 (s, 3H, CH3 (Ac)), 2.34–2.57 (m, 4H, 2×CH2, 3-H, CH2 (Allyl)), 3.84–4.07 (m,
1H, CH 2’-H), 4.10–4.30 (m, 3H, CH2-OH, CH 6’-H), 4.37–4.41 (m, 1H, CH, 2-H), 4.88–4.94
(m, 1H, CH 5’-H), 5.01–5.10 (m, 2H, 2×CH, 4’-H, 3’-H), 5.11–5.20 (m, 4H, 2×CH2=), 5.67–
5.80 (m, 2H, 2×CH=), 5.91 (br-s, 1H, NH).–
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 21.18 (CH3 (Ac)), 21.25 (CH3 (Ac)), 23.55 (CH3 (NAc)),
28.67 (3×CH3 (BOC)), 34.32 (CH2 (Allyl)), 37.01 (CH2, C-3), 50.16 (CH, C-5’), 53.27 (CH, C-2),
62.60 (CH2-O), 68.12 (CH, C-6’), 69.94 (CH), 70.72 (CH), 71.47 (CH), 80.29 (C(BOC)), 118.22
(CH2=), 119.69 (CH2=, C-5), 132.65 (CH=), 133.68 (CH=, C-4), 155.52 (C=O(BOC)), 169.34
(C=O), 170.13 (C=O), 170.89 (C=O), 172.04 (C=O).–
IR (KBr-Pressling): ~
ν
[cm-1] = 3033.4 (CHaromat ν), 2978.2 (CH, CH2 ν), 1752.5 (C=O(Ester) ν),
1744.4 (C=O(Ester) ν), 1717.2 (C=O(Ester) ν), 1682.3 (C=O(Carbamat) ν), 1655.8 (C=O(Amid) ν), 1521.6
(N-H δ), 1292.2, 1242.4 u. 1226.3 (C-O ν), 1182.4, 1153.6+1043.2 (CH=CH, C-H ν).–
C25H38N2O10 (526.58) ber.: C 57.02 H 7.27 N 5.32
gef.: C 56.56 H 6.92 N 5.02
(1R,5R,10R,11S,12R,13R,7Z)-11-(Acetylamino)-12-(acetyloxy)-5-[(tert-
butoxycarbonyl)amino]-4-oxo-3,14-dioxabicyclo[8.3.1]tetradec-7-en-13-yl acetat (166)
O
AcO
AcO
O
AcNH
ONHBOC
1
2
3456
7
8
9
10
11
12
13
5 Experimenteller Teil
136
Hergestellt nach AAV 6
Eingesetzte Mengen: 165 (100 mg, 0.190 mmol), CH2Cl2 (12 ml), 2 × Grubbs-Kat. 156 (3 mg,
9.5·10-3 mmol)
Ausbeute: 84 % (80 mg, 0.160 mmol)
Rf (EE) = 0.37
[]
α
D
20= +48.55 (c = 0.25, CH2Cl2)
Smp: 150°C
1H-NMR (200 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 1.45 (s, 9H, 3×CH3 (BOC)), 1.97 (s, 3H, CH3 (Ac)), 2.10 (s,
6H, 2×CH3 (Ac, NAc)), 2.18–2.45 (m, 3H, CH2 6-H, CHH 9-H), 2.61−2.82 (m, 1H, CHH 9-H),
3.64–3.78 (m, 1H, CH 1-H), 4.06–4.45 (m, 5H, CH2 2-H, 3×CH, 5-H, 10-H, 11-H), 4.76–4.86
(m, 1H, CH), 5.04–5.10 (m, 1H, CH), 5.36–5.57 (m, 2H, 2×CH=, 7-H, 8-H), 5.67–5.72 (m, 1H,
NH), 6.33 (br-s, 1H, NH).–
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 21.09 (CH3 (Ac)), 21.27 (CH3 (Ac)), 23.41 (CH3 (NAc)),
28.67 (3×CH3 (BOC)), 30.07 (CH2 C-9), 37.47 (CH2, C-6), 51.96 (CH, C-11), 54.04 (CH, C-5),
63.54 (CH2, C-2), 69.33 (CH), 69.94 (CH), 70.21 (CH), 71.76 (CH), 80.29 (C(BOC)), 127.08 (CH,
C-7), 127.80 (CH, C-8), 155.33 (C=O(Carbamat)), 170.11 (C=O), 170.63 (C=O), 170.88 (C=O).–
IR (KBr-Pressling): ~
ν
[cm-1] = 3033.4 (CHaromat ν), 2974.4 u. 2937.7 (CH, CH2 ν), 1747.2
(C=O(Ester) ν), 1717.3 (C=O(Ester) ν), 1701.5 (C=O(Ester) ν), 1695.2 (C=O(Carbamat) ν), 1685.1
(C=O(Amid) ν), 1521.5 (N-H δ), 1242.3 (C-O ν), 1170.3 u. 1040.3 (CH=CH, C-H ν).–
C23H34N2O10 (498.53) ber.: C 55.41 H 6.87 N 5.62
gef.: C 55.52 H 6.41 N 5.26
5 Experimenteller Teil
137
(2R,2’R,3’R,4’R,5’S,6’R)-Methyl-6-[-3’-(acetylamino)-4’,5’-dihydroxy-6’-(hydroxymethyl)-
tetrahydro-2H-pyran-2’-yl]-2-[(tert-butoxycarbonyl)amino]hexanoat (188)
O
HO
HO
OH
AcHN
O
O
NHBOC
2
35
6
1'
2'
3'
4'
5' 6'
1
4
Hergestellt nach AAV 7
Eingesetzte Mengen: a) 166 (75 mg, 0.150 mmol), Methanol (5 ml), Pd/C (7 mg)
b) Methanol (5 ml), Na (13 mg, 0.565 mmol)
Ausbeute: 96 % (65 mg, 0.155 mmol)
[]
α
D
20= +57.3 (c = 1.00, CH2Cl2)
Smp: 140°C
1H-NMR (200 MHz, MeOH-d4): δ [ppm] = 1.46 (s, 9H, 3×CH3 (BOC)), 1.23−1.73 (m, 8H, 4×CH2,
3-H, 4-H, 5-H, 6-H), 2.00 (s, 3H, CH3 (NAc)), 3.25−3.50 (m, 2H, CH2-OH), 3.72 (s, 3H, OCH3),
3.55−3.85 (m, 3H, 3×CH), 3.99–4.07 (m, 3H, 3×CH, 2-H, 2’-H, 3’-H).–
13C-NMR (50 MHz, MeOH-d4): δ [ppm] = 21.69 (CH3 (NAc)), 24.94 (CH2), 25.09 (CH2), 25.54
(CH2), 27.74 (3×CH3 (BOC)), 31.57 (CH2), 48.90 (CH, C-3’), 51.61 (CH, C-2), 53.93 (O-CH3),
62.60 (CH2-OH), 71.41 (CH, C-2’), 71.95 (CH, C-4’), 73.37 (CH, C-3’), 73.57 (CH, C-5’), 79.56
(C(BOC)), 157.18 (C=O(BOC)), 172.54 (C=O), 174.10 (C=O).–
IR (KBr-Pressling): ~
ν
[cm-1] = 3384.2 (O-H ν), 2933.3 u. 2866.2 (CH2, CH ν), 1740.4
(C=O(Ester) ν), 1717.2 (C=O(Ester) ν), 1670.6 (C=O(Carbamat) ν), 1637.8 (C=O(Amid) ν), 1541.2 (N-H
δ), 1448.5 (CH2, C-H δ), 1367.7, 1242.6 (C-O ν), 1167.4, 1253.4 (CH, CH2, C-H ν), 1046.6 (C-
OH ν).–
C20H36N2O6 (448.51) ber.: C 53.56 H 8.09 N 6.25
gef.: C 53.22 H 8.15 N 6.03
5 Experimenteller Teil
138
(2R,2’S,3’S,3’’R,4’R,4’’S,5’S,5’’S,6’S,6’’R,4Z)-Methyl-2-[(tert-butoxycarbonyl)amino]-6-
{3’,4’,5’-tris(benzyloxy)-6’-[({3’’,4’’,5’’-tris(benzyloxy)-6’’-[(benzyloxy)methyl]tetrahydro-
2H-pyran-2’’-yl}oxy)methyl]tetrahydro-2H-pyran-2’-yl}-4-hexenoate (202/203)
O
BnO BnO O
O
NHBOC
OOBn
O
BnO
BnO
BnO
BnO
2
3
4
5
6
1'
2'
3'
4'
5' 6'
1''
2''
3''
4''
5'' 6''
1
Der Kohlenhydratakzeptor 185 (50 mg, 0.074 mmol) wird mit dem Kohlenhydratdonor 201[127]
(61mg, 0.089 mmol) in absolutem Dichlormethan (2 ml) gelöst und mit Trimethylsilyltriflat
(1µl, 0.005 mmol) versetzt. Nach ca. 1 Stunde ist die Verknüpfungsreaktion vollständig und die
Reaktion wird mit Wasser gequencht. Die organische Phase wird mit MgSO4 getrocknet und
eingeengt. Nach säulenchromatographischer Reinigung erhält man ein Produktgemisch aus 202
und 203 als farbloses Öl in einer Gesamtausbeute von 68 % (61 mg, 0.050 mmol).
Rf (PE/EE = 2/1) = 0.37
1H-NMR (200 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 1.46 (s, 9H, 3×CH3 (BOC)), 2.22–2.55 (m, 4H, 2×CH2),
3.48–4.22 (m, 13H, 2×CH2, 9×CH), 3.66 (s, 3H, O-CH3), 4.44–5.05 (m, 16H, 7×CH2, 2×CH),
7.15–7.34 (m, 35H, 35×CH(Bn)).–
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 28.76 (3×CH3 (BOC)), 35.87 (2×CH2), 52.59 (O-CH3),
53.56 (CH, C-2), 65.95 (CH2), 69.17 (CH2), 70.17 (CH), 72.01 (CH), 73.32–73.91 (4×CH2),
74.47 (CH), 74.66 (CH2), 75.21 (CH), 75.47 (CH2), 76.14 (CH2), 76.54 (CH), 78.06 (CH), 78.97
(C(BOC)), 80.24 (CH), 82.53 CH), 85.05 (CH), 97.45 (CH, C-2’’), 104.41 (CH, C-2’’), 126.44
(CH), 128.02–128.82 (35×CH(Bn), CH=), 131.58 (C(Bn)), 138.33–139.26 (7×C(Bn)), 155.66 (C=O),
172.99 (C=O).–
IR (Film):
~
ν
[cm-1] = 3062.4 u. 3029.6 (CHaromat ν), 2923.5 u. 2869.5 (CH2, CH ν), 1745.2
(C=OEster ν), 1716.3 (C=OCarbarmat ν), 1496.4 (CHaromat Rings.), 1454.0 (CH2, C-H δ), 1365.3
(C-NAmid ν), 1259.2 (C-OEster ν), 1095.3 (C-O-CEther ν), 1027.8 (C-N ν).–
MS (DCI (+), NH3, 8 mA/s); m/z (%): 1098 (100) [M++2-BOC], 1008 (10) [M++3-Bn-BOC],
918 (4), 604 (5), 558 (14), 391 (18), 330 (7) [M++2-BOC-OCH3-Bn-6OBn], 151 (25), 91 (51).–
5 Experimenteller Teil
139
C73H83NO14 (1197.58) ber.: C 73.16 H 6.98 N 1.17
gef.: C 72.68 H 7.06 N 1.15
Allgemeine Arbeitsvorschrift (AAV 8) zur Anknüpfung der Verbindung 185 an das
Merrifield- und Wang-Harz
Das verwendete Harz in das Lösungsmittel N,N-Dimetylformamid gegeben und 30 Minuten zum
quellen stehen stehen gelassen. Danach wird NaH, katalytische Mengen an Tetrabutyl-
ammoniumiodid und die Aminosäure 185 zugegeben. Die Suspension wird 12 Stunden auf
100°C erhitzt und anschließend Filtriert. Das erhaltene Harz wird als erstes intensiv mit Wasser,
danach mit Tetrahydrofuran und zum Schluß mit Dichlormethan gewaschen.
Anknüpfung an das Merrifield-Harz (207):
Harz
O
BnO
BnO
O
BnO
NHBOC
O
OMe
Hergestellt nach AAX 8
Eingesetzte Mengen: Merrifield-Harz (Belegung 0.85 mmol/g (200 mg, 0.17 mmol BnBr)),
DMF (3 ml), NaH 60%ig (12 mg, 0.26 mmol), Bu4NI (5 mg), Aminosäure
185 (138 mg, 0.20 mmol),
Beladung: 80 % (Massenzunahme = 92 mg, 0.136 mmol)
IR (KBr-Pressling):
~
ν
[cm-1] = 3081.6 u. 3023.8 (CHaromat ν), 2917.7 u. 2848.3 (CH2, CH ν),
1724.0 (C=OEster ν), 1700.3 (C=OCarbarmat ν), 1600.6, 1492.6 (CHaromat Rings.), 1450.21 (CH2, C-
H δ), 1265.0 (C-OEster ν), 1153.2 (C-O-CEther ν).–
5 Experimenteller Teil
140
Anknüpfung an das Wang-Harz (206):
Harz O
O
BnO
BnO
O
BnO
NHBOC
O
OMe
Hergestellt nach AAV 8
Eingesetzte Mengen: Wang-Harz (Belegung 1.4 mmol/g (100 mg, 0.14 mmol BnBr)), DMF
(2 ml), NaH 60%ig (10 mg, 0.21 mmol), Bu4NI (3 mg), Aminosäure 185
(100 mg, 0.15 mmol),
Beladung: 84 % (Massenzunahme = 79 mg, 0.12 mmol)
IR (KBr-Pressling):
~
ν
[cm-1] = 3081.6 u. 3022.8 (CHaromat ν), 2917.7 u. 2850.27 (CH2, CH ν),
1718.2 (C=OEster ν), 1704.3 (C=OCarbarmat ν), 1609.3, 1511.9 (CHaromat Rings.), 1452.1 (CH2, C-H
δ), 1214.9 (C-OEster ν), 1091.5 (C-O-CEther ν).–
(2’S)-2-({2’-[(tert-Butoxycarbonyl)amino]-3’-phenylpropanoyl}amino)-4-pentensäure
(210/211)
O
H
N
O
OH
BOCHN
1'
2'
3' 2
3
4
5
1
Zu einer Lösung von N-(tert-Butyoxy-carbonyl)-L-phenylalanin (100 mg, 0.38 mmol) in
absolutem Tetrahydrofuran (1 ml) wird bei –20°C N-Methylmorpholin (0.05 ml, 0.42 mmol) und
Isobutylchloroformiat (0.054 ml, 0.42 mmol) gegeben. Nach 20 Minuten wird DL-Allylglycin
(65.6 mg, 0.57 mmol), welches in einem Dioxan-Wasser Gemisch ((7/3) 0.4 ml) und
Triethylamin (0.08 ml) gelöst ist, zugegeben. Der Reaktionsansatz wird noch weitere 12 Stunden
bei Raumtemperatur gerührt und mit 1 N NaOH Lösung (1 ml) versetzt. Das Tetrahydofuran
wird abdestilliert und der verbleibende Rückstand 3 × mit Ether (10 ml) extrahiert. Die wässerige
5 Experimenteller Teil
141
Phase wird mit einer gesättigten Citronensäure Lösung auf pH 4 angesäuert und erneut 3 x mit
Ether (10 ml) extrahiert. Die vereinigten organischen Phasen werden mit MgSO4 getrocknet und
eingeengt. Die Produkte 210/211 werden als Gemisch in einer Gesamtausbeute von 87 % als
farblose Öle (120 mg, 0.33 mmol) erhalten.
Rf (EE/AcOH = 98/2) = 0.52
1H-NMR (200 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 1.25 (s, 9H, 3×CH3 (BOC)), 2.47–2.58 (m, 2H, CH2),
2.85–3.15 (m, 2H, CH2), 4.45–4.76 (m, 2H, 2×CH), 4.93–5.21 (m, 2H, CH2), 5.57–5.74 (m, 1H,
CH), 7.08–7.35 (m, 5H, 5×CH).–
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 28.63 (3×CH3 (BOC)), 36.47 (CH2), 38.47 (CH2), 52.21
(CH, C-2), 55.97 (CH, C-2’), 80.81 (C(BOC)), 119.75 (CH2=), 127.28 (CH(Phe)), 128.96
(2×CH(Phe)), 129.75 (2×CH(Phe)), 132.43 (CH=), 136.91 (C(BOC)), 156.32 (C=O), 172.45 (C=O),
174.28 (C=O).–
(2’R,2’’S,3’R,4’S,5’R,6’R)-[6’-Allyl-3’,4’,5’-tris(benzyloxy)tetrahydro-2H-pyran-2’-
yl]methyl-2-({2’’-[(tert-butoxycarbonyl)amino]-3’’-phenylpropanoyl}amino)-4-pentenoat
(212/213)
O
H
N
O
O
BOCHN
1''
2''
3'' 2
3
4
5
1
O
OBn
OBn
OBn
2'
3'
4'
5'
6'
1'
Eingesetzte Mengen: 210/211 (80 mg, 0.22 mmol), CH2Cl2 (5 ml), 139 (104 mg, 0.22 mmol),
DCC (92 mg, 0.44 mmol), DMAP (27 mg, 0.22 mmol)
Ausbeute: 62 % (112 mg, 0.14 mmol)
Rf (PE/EE = 2/1) = 0.56
1H-NMR (200 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 1.43 (s, 9H, 3×CH3 (BOC)), 2.16–2.58 (m, 4H, 2×CH2),
3.10 (d, J = 6.4 Hz, 2H, CH2 3’’-H), 3.54–3.67 (m, 1H, CH), 3.78–3.91 (m, 1H, CH), 4.03 (dd, J
= 2.6 Hz, 5.4 Hz, 1H, CH), 4.22–4.79 (m, 10H, CH2-Ester, 2×CH2 (Bn), 2×CH, 2×CH 2-H u.
5 Experimenteller Teil
142
2’’-H), 4.88–5.22 (m, 6H, 2×CH2=, CH2 (Bn)), 5.45–5.83 (m, 2H, 2×CH=), 6.47 (d, J = 7.8 Hz,
NH), 7.23–7.49 (m, 20H, 20×CH(Bn,Phe)).–
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 28.67 (3×CH3 (BOC)), 34.36 (CH2), 37.30 (CH2), 38.70
(CH2, C-3’’), 52.17 (CH, C-2), 56.22 (CH, C-2’’), 62.26 (CH2), 68.71 (CH), 71.93 (CH2 (Bn)),
72.36 (CH), 72.73 (CH2 (Bn)), 73.00 (CH2 (Bn)), 73.86 (CH), 76.57 (CH), 80.56 (C(BOC)), 117.42
(CH2=), 119.59 (CH2=), 127.33–129.82 (20×CH(Bn,Phe)), 132.41 (CH=), 135.19 (CH=), 137.10
(C(Phe)), 138.33 (C(Bn)), 138.41 (C(Bn)), 138.46 (C(Bn)), 155.69 (C=O), 171.23 (C=O), 171.57
(C=O).–
IR (Film): ~
ν
[cm-1] = 3064.3 u. 3029.6 (CHaromat ν), 2931.2 u. 2859.9 (CH2, CH ν), 1737.5
(C=OEster ν), 1716.3 (C=OCarbarmat ν), 1662.3 (C=OAmid ν), 1519.6 u. 1496.4 (CHaromat Rings.),
1454.0 (CH2, C-H δ), 1267.0 u. 1259.2 (C-O ν), 1099.2 (C-O-CEther ν), 1049.0 (CH=CH, C-H ν),
1027.8 (C-N ν).–
MS (DCI (–), NH3, 8 mA/s); m/z (%): 817 (19) [M+-1], 727 (84) [M+-1-Bn], 653 (96), 564 (13),
636 (18) [M+-2Bn], 424 (76), 361 (100) [C19H25N2O5+], 264 (21) [C14H19N2O3+], 121 (100).–
C48H58N2O9 (818.41) ber.: C 71.86 H 7.14 N 3.42
gef.: C 71.68 H 7.32 N 3.54
(1S,1’S,10’S,11’S,12’R,13’S,7’Z)-tert-Butyl-1-benzyl-2-oxo-2-{[11’,12’,13’-tris(benzyloxy)-
4’-oxo-3’,14’-dioxabicyclo[8.3.1]tetradec-7’-en-5’-yl]amino}ethylcarbamat (214/215)
O
H
N
O
O
BOCHN
O
OBn
OBn
OBn
2
1'
2'
3'
4'
5'
6'
7'
8' 9'
10'
11' 12'
13'
1
Hergestellt nach AAV 6
Eingesetzte Mengen: 212/213 (60 mg, 0.073 mmol), CH2Cl2 (8 ml), 2 × Grubbs-Kat. 156 (3 mg,
3.6·10-3 mmol)
Ausbeute: 82 % (48 mg, 0.060 mmol)
Rf (PE/EE = 2/1) = 0.34
5 Experimenteller Teil
143
1H-NMR (200 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 1.45 (s, 9H, 3×CH3 (BOC)), 2.20–2.75 (m, 4H, 2×CH2),
2.96–3.18 (m, 2H, CH2-Phe), 3.46–3.72 (m, 2H, 2×CH), 3.88–4.01 (m, 3H, CH, CH2), 4.34–4.38
(m, 1H, CH), 4.48–5.13 (m, 9H, 3×CH2 (Bn), 2×CH=, CH), 5.32–5.53 (m,2H, 2×CH=), 6.44 (d, J
= 7.4 Hz, 1H, NH), 7.20–7.52 (m, 20H, 20×CH(Bn,Phe)).–
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 26.04 (CH2), 28.66 (3×CH3(BOC)), 30.41 (CH2), 37.17
(CH2), 39.36 (CH2), 53.00 (CH, C-1), 56.04 (CH, C-5’), 65.39 (CH2, C-2’), 70.47 (CH), 72.01
(CH), 74.13 (3×CH2 (Bn)), 74.40 (CH), 77.41 (CH), 77.52 (CH), 80.69 (C(BOC)), 122.77 (CH=),
128.07–129.79 (20×CH(Bn,Phe)), 133.85 (CH=), 137.10 (C(Phe)), 138.43 (C(Bn)), 138.65 (C(Bn)),
138.73 (C(Bn)), 155.69 (C=O), 171.11 (C=O), 171.60 (C=O).–
IR (Film): ~
ν
[cm-1] = 3062.4 u. 3029.6 (CHaromat ν), 2927.4 u. 2867.6 (CH2, CH ν), 1741.4
(C=OEster ν), 1712.4 (C=OCarbamat ν), 1675.8 (C=OAmid ν), 1496.4 (CHaromat Rings.), 1454.0 (CH2,
C-H δ), 1367.2 (C-NAmid ν), 1251.5 (C-OEster ν), 1091.5 (C-O-CEther ν), 1027.8 (C-N ν).–
MS (DCI (+), NH3, 8 mA/s); m/z (%): 791 (91) [M++1], 691 (93) [M++2-BOC], 599 (14)
[M++1-BOC-Bn], 575 (5) [M+-1-2OBn], 391 (5) [(BOC-Phe-C6H8NO2)-1+NH4+], 265 (25)
[BOC-Phe-NH+], 237 (33), 121 (90), 91 (100) [Bn].–
C47H54N2O9 (790.38) ber.: C 71.37 H 6.88 N 3.54
gef.: C 70.96 H 6.90 N 3.51
(2’’S,2’Z,3’’S,4’’R,5’’S,6S,6’’S,2’Z)-Ethyl-6-benzyl-2,2-dimethyl-4,7,10-trioxo-9-{4’-
[3’’,4’’,5’’-tris(benzyloxy)-6’’-(hydroxymethyl)tetrahydro-2H-pyran-2’’-yl]-2’-butenyl}-3-
oxa-5,8,11-triazatridecan-13-oat (216/217)
O
H
N
O
N
H
NH
O
BnO
OBn
OBn
O
OC2H5
OH
O
O
1
2
3
45
678910 11 12 13
1'
2'
3' 4' 1''
2''
3''
4'' 5''
6''
Die Verbindungen 214/215 (50 mg, 0.063 mmol) werden in 0.1 M NaOH (1 ml) und
Tetrahydrofuran (1 ml) gelöst. Die Reaktionslösung wird ca. 2 Stunden bei Raumtemperatur
5 Experimenteller Teil
144
gerührt und nach vollständiger Lactonöffnung mit 0.1 % iger HCl-Lösung neutralisiert. Das
Lösungsmittel wird am Rotationsverdampfer entfernt und der Rückstand in Ether (10 ml)
aufgenommen. Nach Waschen der organischen Phase mit Wasser wird über MgSO4 getrocknet
und zur Trockene eingeengt.
Die erhaltene freien Säuren werden in N,N-Dimethylformamid (1 ml) aufgenommen und auf 0°C
abgekühlt. Zu der Reaktionsmischung wird Glycinmethylester Hydrochlorid (11 mg,
0.076 mmol), Cyanodiethylphosphonat (0.02 ml, 0.076 mmol) und Triethylamin (0.03 ml,
0.152 mmol) zugesetzt. Der Reaktionsansatz wird nun auf Raumtemperatur erwärmt und weitere
8 Stunden bei Raumtemperatur gerührt. Zur Aufarbeitung wird mit Ether (10 ml) verdünnt und
mit 1 M KHSO4 Lösung (5 ml) gewaschen. Die organische Phase wird mit MgSO4 getrocknet,
eingeengt und säulenchromatographisch (PE/EE = 1/1) gereinigt. Man erhält die Verbindungen
216/217 in 82 % Ausbeute (46 mg, 0.052 mmol) als leicht gelbes Öl.
Rf (EE) = 0.57
1H-NMR (200 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 1.29 (t, J = 7.4 Hz, 3H, CH3), 1.38 (s, 9H, 3×CH3 (BOC)),
2.07–2.67 (m, 4H, 2×CH2), 2.96–3.20 (m, 2H, CH2 (Phe)), 3.45–3.63 (m, 1H, CH), 3.78–3.91 (m,
5H, 2×CH2, CH), 4.07–4.21 (m, 6H, CH2, 4×CH), 4.28–4.37 (m, 1H, CH), 4.52–4.91 (m, 6H,
3×CH2 (Bn)), 5.36–5.51 (m, 2H, 2×CH=), 6.77 (d, J = 7.3 Hz, 1H, NH), 7.24–7.36 (m, 20H,
2×CH(Bn,Phe)).–
13C-NMR (50 MHz, CDCl3): δ [ppm] = 14.54 (CH3), 28.66 (3×CH3 (BOC)), 29.94 (CH2), 34.77
(CH2), 39.24 (CH2 (Phe)), 41.60 (CH2, C-12), 52.41 (CH, C-9), 56.70 (CH, C-6), 61.71 (CH2),
62.00 (CH2), 70.42 (CH), 73.31 (CH2 (Bn)), 73.59 (CH2 (Bn)), 73.72 (CH2 (Bn)), 74.46 (CH), 75.08
(CH), 77.16 (CH), 77.30 (CH), 80.72 (C(BOC)), 126.35 (CH=), 127.25–129.78 (20×CH(Bn,Phe)),
132.11 (CH=), 138.58 (C(Phe)), 138.66 (C(Bn)), 138.79 (C(Bn)), 138.91 (C(Bn)), 156.26 (C=O),
170.38 (C=O), 171.63 (C=O), 171.88 (C=O).–
IR (Film): ~
ν
[cm-1] = 3062.4 u. 3029.6 (CHaromat ν), 2927.4 u. 2854.1 (CH2, CH ν), 1749.1
(C=OEster ν), 1716.3 (C=OCarbarmat ν), 1683.5 (C=OAmid ν), 1652.7 (C=OAmid ν), 1538.9 (N-H δ),
1496.4 (CHaromat Rings), 1454.0 (CH2, C-H δ), 1367.2 (C-NAmid ν), 1259.2 (C-OEster ν), 1097.3
(C-O-CEther ν), 1031.6 (C-N ν).–
MS (DCI (+), NH3, 8 mA/s); m/z (%): 894 (30) [M++1], 794 (15) [M++2-BOC], 611 (4) [M++1-
BOC-2Bn], 448 (13), 391 (11) [(BOC-Phe-C6H9N2O)+NH4+], 265 (22) [BOC-Phe-NH+], 208
(60), 104 (100), 71 (35).–
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[60] O. Tamura, T. Kuroki, Y. Sakai, J.-i. Takizawa, J. Yoshino, Y. Morita, N. Mita, K.
Gotanda, M. Sakamota, Tetrahedron Lett. 1999, 40, 895–898.
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Herrmann, EP976721, 2000.
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6 Literatur
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[109] I. Kortmann, B. Westermann, Synthesis 1995, 931–933.
6 Literatur
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[112] H. Kunz, J. Zimmer, Tetrahedron Lett. 1993, 34, 2907–2910.
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Chem. Soc. 1998, 120, 5458–5463.
[122] H.-P. Wessel, T. Iversen, Bundale D. R., Carbohydr. Res. 1984, 130, 5–21.
[123] L. Tarantini, D. Monti, L. Panza, D. Prosperi, S. Riva, J. Mol. Catal. B-Enzym 2001, 11,
343–348.
[124] S. Riva, B. Sennino, F. Zambianchi, B. Danieli, L. Panza, Carbohydr. Res. 1998, 305,
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[126] R. R. Schmidt, A. Toepfer, Tetrahedron Lett. 1991, 32, 3353–3356.
[127] R. R. Schmidt, M. Stumpp, Liebigs Ann. Chem. 1983, 1249–1256.
[128] F. Guillier, D. Orain, M. Bradley, Chem. Rev. 2000, 100, 2091–2157.
[129] D. Stones, D. J. Miller, M. W. Beaton, T. J. Rutherford, D. Gani, Tetrahedron Lett. 1998,
39, 4875–4878.
[130] L. A. Thompson, J. A. Ellman, Tetrahedron Lett. 1994, 35, 9333–9336.
[131] D. R. Williams, D. L. Brown, J. W. Benbow, J. Am. Chem. Soc. 1989, 111, 1923–1925.
[132] J. M. Schlatter, R. H. Mazur, Tetrahedron Lett. 1977, 2851–2852.
[133] O. Kanie, G. Grotenbreg, C.-H. Wong, Angew. Chem. 2000, 112, 4719–4721.
[134] S. W. King, C. H. Stammer, J. Org. Chem. 1981, 46, 4780–4782.
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6 Literatur
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[140] P. Girard, J. L. Namy, H. B. Kagan, J. Am. Chem. Soc. 1980, 102, 2693–2698.
7 Abkürzungen
151
7 Abkürzungen
AAV Allgemeine Arbeitsvorschrift
Ac Acetyl
Ac2O Essigsäureanhydrid
AcCl Acetylchlorid
AIBN Azoisobuttersäurenitril
Ala Alanin
AllylTMS Allyltrimetylsilan
Bn Benzyl
BnBr Benzylbromid
BOC tert-Butoxycarbonyl
BOC2O tert-Butoxycarbonylanhydrid
bs breites Singulett
c Konzentration
d Dublett
DCC Dicyclohexylcarbodiimid
dd doppeltes Dublett
DDQ Dichlordicyanoquinon
DMAP Dimethylaminopyridin
DMF N,N-Dimethylformamid
DMSO Dimethylsulfoxid
EE Essigsäureethylester
GalNAc N-Acetyl-galactosamin
GlcNAc N-Acetyl-glucosamin
Glu Glutaminsäure
Gly Glycin
His Histidin
HPLC High-Pressure Liquid Chromatogaphie
Hyp Hydroxyprolin
Hz Herz
Ile Isoleucin
IR Infrarot
J Kopplungskonstante
LDA Lithiumdiisopropylamid
7 Abkürzungen
152
LHMDS Lithiumhexamethyldisilazid
Lys Lysin
m Multiplett
m-CPBA meta-Chlorperbenzoesäure
MSCl Methylsulfonylchloris
NMR Nuclear Magnetig Resonance
PE Petrol-Ether (50–70)
Phe Phenylalanin
PMB para-Methoxybenzyl
ppm part per million
Pro Prolin
Rf Relative Wandergeschwindigkeit
s Singulett
Ser Serin
t Triplett
TFA Trifluoressigsäure
THF Tetrahydrofuran
TMSOTf Trimethylsilyltrifluormethylsulfonat
ÜZ Übergangszustand
Val Valin
[]
α
D
20 Drehwert bei 20°C
ν Streckschwingung
δ Deformationsschwingung
8 Strukturverzeichnis
153
8 Strukturverzeichnis
In diesem Kapitel sind lediglich die wichtigsten Strukturen der Dissertation aufgeführt.
O
ONN
O
BnO
BnO
BnO
BnO
H
H
94
Seite
28, 63,
72 (Syn.)
103
O
ONN
O
OBn
BnO
BnO
BnO
H
H
Seite
28, 29, 63,
78 (Syn.)
98
O
ONN
O
BnO
BnO
BnO
BnO H
H
28, 29, 63,
73 (Syn.)
96
O
ONN
O
AcO
AcO
AcO
AcO
H
H
28, 63,
79 (Syn.)
85
O
ONN
O
BnO
BnO
BnO
BnO
H
H
22, 25, 29,
30, 31, 32,
63,
75 (Syn.) 101
O
ONN
O
AcHN
AcO
AcO
AcO
H
H
28, 63,
81 (Syn.)
108
O
ONN
O
BnO
BnO
BnO
BnO
H
H
30, 63,
76 (Syn.)
104
O
ONN
O
BnO
BnO
H
H
63,
82 (Syn.)
100
O
ONN
O
BnO
BnO
BnO
H
H
BnO
28, 63,
77 (Syn.)
87
ONN
O
H
H
O
O
Br
23, 24,
83 (Syn.)
8 Strukturverzeichnis
154
105
OHN N
O
BnO
BnO
BnO
BnO HH
OH
Seite
29, 63,
85 (Syn.)
125
O
AcNH
BnO
BnO
BnO NN
O
O
H
H
O
Seite
37, 63,
93 (Syn.)
89
O
HN N
O
BnO
BnO
BnO
BnO
HH
HO
25, 27, 34,
63,
86 (Syn.)
120
O
BnO
BnO
BnO NN
O
O
H
H
O
OBn
35, 37, 63,
94 (Syn.)
106
O
HN N
O
BnO
BnO
BnO
BnO
HH
HO
29, 63,
87 (Syn.)
126
O
BnO
BnO
BnO HN
N
OH
O
H
H
O
OBn
37, 63,
95 (Syn.)
90
O
NH2
BnO
BnO
BnO
HH
HO OH
O
BnO
25, 27, 29,
63,
89 (Syn.) 131/132
O
AcNH
BnO
BnO
BnO N
O
O
OO
39,
96 (Syn.)
107
O
NH2
BnO
BnO
BnO
BnO
HH
HO OH
O
29, 63,
90 (Syn.)
129/130
O
ON
BnO
BnO
BnO
BnO
OO
39, 65,
97 (Syn.)
122
O
AcNH
AcO
AcO
AcO NN
O
O
H
H
O
36, 63,
91 (Syn.)
139
O
BnO
OH
BnO
BnO
42, 44, 45,
46, 47,
98 (Syn.)
123
O
N
N
O
O
AcNH
AcO
AcO
AcO
OH
H
36, 63,
91 (Syn.)
158
O
BnO
BnO
HO OBn
45,
99 (Syn.)
8 Strukturverzeichnis
155
O
BnO
BnO
OH
BnO
161
Seite
45,
101 (Syn.)
183
O
BnO
BnO
BnO O
O
NH
Seite
48,
108 (Syn.)
182
O
BnO
BnO
BnO O
O
NH
48,
100 (Syn.)
157
O
BnO
BnO
BnO O
O
44,
109 (Syn.)
155
O
BnO
BnO
BnO O
O
44,
102 (Syn.)
168
O
BnO
BnO
BnO O
ONHBOC
46, 49,
110 (Syn.)
167
O
BnO
BnO
BnO O
ONHBOC
46,
103 (Syn.)
177/178/179/180
O
BnO
BnO
BnO O
O
NHBOC
CO2Et
47, 50,
111 (Syn.)
171/172
O
BnO
BnO
BnO O
ONHBOCEtO2C
47,
104 (Syn.)
173/174/175/176
O
BnO
BnO
BnO O
O
CO2Et
NHBOC
47,
112 (Syn.)
169/170
O
BnO
BnO
BnO O
ONHBOCEtO2C
47,
105 (Syn.)
163
O
BnO
BnO
O
O
BnO
45,
113 (Syn.)
162
O
BnO
BnO
O
O
BnO
45,
106 (Syn.)
160
O
BnO
BnO O
O
OBn
45,
114 (Syn.)
159
O
BnO
O
O
BnO OBn
45,
107 (Syn.)
185
O
BnO
BnO
BnO OH
O
O
NHBOC
49, 56, 57,
58, 60,
115 (Syn.)
8 Strukturverzeichnis
156
186/187
O
BnO
BnO
BnO O
O
NHBOC
CO2Et
Seite
50,
116 (Syn.)
192
O
BnO
HO
O
AcHN
O
Seite
53,
124 (Syn.)
184
O
BnO
BnO
BnO OH
O
OH
NHBOC
49, 60,
117 (Syn.)
193
O
BnO
O
O
AcHN
S
O
O
O
53,
125 (Syn.)
208
O
BnO
BnO
BnO OH
O
O
NH2
60,
118 (Syn.)
194
O
BnO
O
AcHN
O
AcO
53,
126 (Syn.)
77
O
AcO
AcO
OAc
Cl
AcHN
20,
119 (Syn.)
195
O
BnO
OH
AcHN
AcO
53,
128 (Syn.)
78
O
AcO
AcO
OAc
AcHN
53,
120 (Syn.)
196
O
BnO AcHN
O
AcO
ONHBOC
53,
129 (Syn.)
189
O
HO
HO
OH
AcHN
52, 53,
121 (Syn.)
197
O
BnO AcHN
O
AcO
ONHBOC
53,
130 (Syn.)
190
O
HO
O
AcHN
O
O
53,
122 (Syn.)
198
O
HO
OH
AcHN
O
O
NHBOC
HO
53,
131 (Syn.)
191
O
BnO
O
AcHN
O
O
53,
123 (Syn.)
199
O
BnO
O
AcHN
AcO
O
55,
132 (Syn.)
8 Strukturverzeichnis
157
140
O
AcO
AcO
OH
AcHN
Seite
42, 45,
133 (Syn.) O
H
N
O
OH
BOCHN
210/211
Seite
61, 68,
140 (Syn.)
165
O
AcO
AcO
O
AcHN
O
NHBOC
45,
134 (Syn.)
212/213
O
H
N
O
O
BOCHN
O
OBn
OBn
OBn
61, 68,
141 (Syn.)
166
O
AcO
AcO
O
AcNH
ONHBOC
45, 51,
135 (Syn.)
214/215
O
H
N
O
O
BOCHN
O
OBn
OBn
OBn
61, 68,
142 (Syn.)
188
O
HO
HO
OH
AcHN
O
O
NHBOC
51,
137 (Syn.)
216/217
O
H
N
O
N
H
BOCNH
O
BnO
OBn
OBn
O
OC2H5
OH
61, 68,
143 (Syn.)
202/203
O
BnO BnO O
O
NHBOC
OOBn
O
BnO
BnO
BnO
BnO
57, 138 (Syn.)
Aus der vorliegenden Dissertation sind folgende Veröffentlichungen hervorgegangen:
[1] B. Westermann, A. Walter, N. Diedrichs, Angew. Chem. 1999, 111, 3554–3556.
[2]
α
,
α
’-Disubstituted Amino Acids and Bicyclic Lactams–Potential Building Blocks for the
Synthesis of Peptide Mimics, B. Westermann, N. Diedrichs, I. Gedrath, A. Walter,
Perspectives in Bioorganic Chemistry (U. Diederichsen, T. Lindhorst, L. Wessjohann, B.
Westermann), Wiley VCH 1999, 185–189.
[3] A. Walter, B. Westermann, Synlett 2000, 11, 1682–1684.
[4] B. Westermann, A. Walter, U. Flörke, H.-J. Altenbach, Org. Lett. 2001, 3, 1375–1378.
[5] A. Walter, B. Westermann, J. Org. Chem., eingereicht.
